larvicultura

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ROBSON CARDOSO DA COSTA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Assentamento remoto de larvas de Vieiras Nodipecten nodosus 
(Linnaeus, 1758) 
 
 
 
 
 
 
Dissertação submetida ao Programa de Pós-
graduação em Aquicultura da Universidade 
Federal de Santa Catarina para a obtenção do 
Grau em Mestre em Aquicultura. 
 
Orientador: Claudio Manoel Rodrigues de Melo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florianópolis 
2018. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dedico este trabalho a minha família. 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMENTOS 
 
Aos meus pais pela oportunidade de estudos. A Ana Paula, Órion 
e a Beatriz, por fazer parte da minha vida e apoiar minha trajetória. 
Ao professor Gilberto Caetanos Manzoni coordenador do CEMar-
UNIVALI, pela oportunidade e contribuição no desenvolvimento do 
trabalho. 
Ao meu orientador Claudio Manoel Rodrigues de Melo pela 
confiança neste tempo de Pós-graduação e oportunidade de realizar este 
trabalho. 
A todos os professores que contribuíram de alguma forma na 
minha formação, em especial aos do Laboratório de Moluscos Marinhos, 
Gilberto e Marcão. 
Ao corpo técnico do LMM, Jaqueline, Claudio Blacher, Rico, em 
especial ao Carlos Henrique e ao Francisco da Silva (Chico). Aos 
funcionários Duda, Sino, Zezé, Alexandre. Aos alunos bolsistas Gabriel 
Nandi, Grazi, Lincon, Juan e Cassio. 
Aos companheiros de trabalho do Centro Experimental de 
Maricultura da UNIVALI, Renatinho, Felipe, Diego, Cadu, Pedro, Luiza, 
Natalia e a Rose. 
Ao Laboratório de Oceanografia Química (LOQ-UNIVALI), em 
especial a Maria pelo auxilio nas analises. 
Aos colegas do curso pelos momentos de aprendizagem, 
descontração e amizade. 
À Universidade Federal de Santa Catarina e ao Programa de Pós-
graduação em Aquicultura pelo ensino gratuito de qualidade, pelos livros 
dispostos e toda estrutura. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Mas Deus escolheu as coisas loucas deste 
mundo para confundir as sábias; e Deus 
escolheu as coisas fracas deste mundo para 
confundir os fortes”. 
 
 
(Coríntius 1:27) 
 
 
 
RESUMO 
 
Atualmente os produtores encontram dificuldades na logística de 
transporte das sementes de vieiras para suas fazendas. Neste sentido, o 
estudo teve como objetivo avaliar o crescimento e a sobrevivência de 
larvas de vieiras Nodipecten nodosus cultivadas em sistema de 
assentamento remoto. As larvas no estágio pediveliger, aptas para o 
assentamento, foram transferidas para as unidades de assentamento no 
parque aquícola e no Laboratório do Centro Experimental de Maricultura 
(CEMAR) da Universidade do Vale do Itajaí (UNIVALI), Penha, Santa 
Catarina. Foram testadas duas formas de transporte (tratamentos), em 
meio úmido e outro submerso em água do mar. Um tratamento controle 
foi mantido no LMM/UFSC, Florianópolis, Brasil. Os indivíduos, após 
serem expostos aos tratamentos de transporte, foram povoados dentro de 
caixas flutuantes diretamente ao mar e em recipientes em condições 
controladas no CEMAR. O delineamento experimental foi em esquema 
fatorial (fator A: forma de transporte (umedecido e submerso em água); 
fator B: método de cultivo (caixa ou laboratório)) ambos com cinco 
repetições. Entre os três diferentes experimentos realizados, observaram-
se diferenças estatísticas (p<0,05), no exeperimento I, para a 
sobrevivência e crescimento de larvas transportadas em meio submerso e 
assentadas no laboratório. Entretanto, não foi observada diferença 
estatística entre o tratamento controle, úmido e submerso do experimento 
II. Os valores de sobrevivência no tratamento controle do experimento III 
foram superiores (p<0,05) em relação aos tratamentos úmido e submersos 
cultivados em laboratório. Não foi possível observar presença de pré-
sementes nos tratamentos cultivados no mar nos três experimentos. 
Conclui-se que é aceitável transportar larvas por 6 horas de viagem para 
serem assentadas em condições controladas, contudo novas investigações 
devem ser realizadas para aprimorar a técnica de assentamento remoto 
diretamente no mar. 
 
Palavras-chave: Aquicultura, transporte de larvas, pré-sementes, 
sobrevivência, crescimento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
 
Currently farmers have difficulties to transport the scallops’ seeds to their 
farms. The objective of this study was to evaluate the settlement rate of 
scallops’ larvae of Nodipecten nodosus transported in humid and 
submerged conditions. The pediveliger were transferred to Laboratory of 
the Experimental Mariculture Center (CEMAR) of the University of Vale 
do Itajaí (UNIVALI), Penha, Santa Catarina. We tested humid and 
submerged type of transport (treatments). A control treatment was 
maintained at LMM/UFSC, Florianópolis, Brazil. The larvae were put 
inside of floating boxes directly field and in bucket under controlled 
conditions in CEMAR. The experiment was in a factorial design (factor 
a: transport form (humid and submerged); factor b: cultivation method 
(box on field and in laboratory) with five replicas. Three experiments 
were carried out. There are no differences in larvae survival after transport 
(p>0.05). Statistical differences (p <0.05) were obtained for survival and 
growth, in the experiment I, to larvae transported submerged. No 
difference was observed beteween control, humid and submerged 
treatments, in the experiment II. The survival, in laboratory, from control 
treatment in experiment III were higher (p <0.05) than the survival in 
humid and submerged treatments. No seeds were found field cultivation 
in all experiments. It is concluded that it is acceptable to carry larvae for 
6 hours to be seated in controlled, however further investigations should 
be carried out to improve the technique. 
 
Keywords: Aquaculture, larvae transport, pre-seeds, recovery, growth. 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
 
Figura 1- Média ± desvio padrão da sobrevivência em (%) de larvas 
de vieras N. nodosus após o transporte em meio úmidos e submersos 
nos experimentos I, II e III. ................................................................... 46 
 
Figura 2- Médias semanais de temperatura (ºC) e salinidade (psu), 
registrados para os experimentos I (Fig. A e D), II (Fig. B e E) e III 
(Fig. C e F). ........................................................................................... 48 
 
Figura 3- Média ± desvio padrão da sobrevivência de pré-sementes de 
vieiras N. nodosus, depois de 40 dias de cultivo e submetidas aos 
tratamentos de transporte úmido, submerso e tratamento controle nos 
experimentos I, II e III. Letras diferentes indicam diferenças 
estatísticas (p<0,05) entre os tratamentos de cada experimento pelo 
teste de Tukey. ...................................................................................... 49 
 
Figura 4-Média ± desvio padrão do crescimento em comprimento 
(mm) das pré-sementes de vieiras N. nodosus, após 40 dias de cultivo, 
entre os tratamentos controle, úmido e submerso nos experimentos I, 
II e III. Letras diferentes indicam diferenças estatísticas (P<0,05) entre 
os tratamentos de cada experimento pelo teste de Tukey. ..................... 50 
 
Figura 5- Média ± desvio padrão do crescimento final em altura (mm) 
das pré-sementes de vieiras N. nodosus após 40 dias de assentamento, 
nos tratamentos controle, úmido e submerso, nos experimentos I, II e 
III. As letras indicam diferenças estatísticas (p<0,05%) entre os 
tratamentos de cada experimento pelo teste de Tukey. .........................51 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE TABELAS 
 
 
Tabela 1- Abertura de malha das telas utilizadas ao longo do cultivo 
nas unidades experimentais do mar. ...................................................... 43 
 
Tabela 2- Tabela 2 - Concentração (x104cél/mL-1) de microalgas 
ofertadas para as pré-sementes de vieiras N. nodosus durante a fase de 
assentamento em laboratório. ................................................................ 44 
 
Tabela 3- Média ± desvio padrão dos valores de clorofila-a (µg/L) e 
material particulado em suspensão (MPS) (mg/L) das amostras das 
caixas de coleta A (telas de 120-150-180-210 µm), B (telas de 150-
180-210-240 µm), C (telas de 180-210-240-270 µm) e Mar 
(superficial). .......................................................................................... 47 
 
Tabela 4- Valores do crescimento médio das vieiras em comprimento 
(mm) e altura (mm) por dia de cultivo em micrometros (µm/dia) nos 
tratamentos controle, úmido e submerso, durante os 40 dias de cultivo, 
nos experimentos I, II e III. ................................................................... 52 
 
Tabela 5- Valor médio semanal da entrada, saída e consumo da 
concentração de alimento nos tanques de cultivo (x104células. mL-1), 
dos tratamentos úmido e submerso nos três experimentos. ................... 53 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS 
 
% - Porcentagem. 
ºC - Graus centígrados. 
µm-Micrômetros. 
µg/L – Microgramas por litro. 
µm/dia – Micrômetros por dia. 
ACARPESC - Associação de Crédito e Assistência Rural e da Pesca do 
Estado de Santa Catarina. 
CEMAR-Centro Experimental de Maricultura. 
CTTMAR- Centro de Ciências Tecnológicas da Terra e do Mar. 
Células.ml-1 - Células por mililitro. 
EPAGRI - Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa 
Catarina 
Kg - Kilograma 
LMM - Laboratório de Moluscos Marinho. 
L - Litros. 
L. min-1- Litros por minuto. 
Min. - Minutos. 
MPS - Material Particulado em Suspensão 
Mg/L – Miligrama por litro. 
ML - Mililitros. 
M - Metros. 
MM - Milímetros. 
PPM - Parte por milhão. 
PSU - Unidade Prática de Salinidade. 
RJ - Rio de Janeiro. 
SC - Santa Catarina. 
SP – São Paulo. 
UFSC - Universidade Federal de Santa Catarina. 
UNIVALI - Universidade do Vale do Itajaí. 
U.V - Ultravioleta. 
XX - Algarismo Romano. 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO GERAL ............................................................. ... 23 
1.1 Históricos da Produção .......................................................................... ..... 23 
1.2 A vieira Nodipcten nodosus..................................................................... ..... 25 
1.3 O cultivo de vieiras.................................................................................. ..... 28 
2 OBJETIVOS................................................................................................ 34 
2.1 Objetivo Geral......................................................................................... ..... 34 
2.2 Objetivos Específicos.............................................................................. ..... 34 
3 ARTIGO CIENTÍFÍCO...................................................................... ..... 35 
1 Introdução......................................................................................... ............. 37 
2 Material e Métodos...................................................................... .................. 38 
2.1 Local de estudo........................................................................................ ..... 38 
2.2 Delineamento experimental..................................................................... ..... 38 
2.3 Obtenções das larvas............................................................................... ..... 39 
2.3.1 Maturação dos coletores....................................................................... ..... 41 
2.3.2 Transportes das larvas.......................................................................... ..... 41 
2.3.3 Sobrevivência de larvas pós-transporte................................................ ..... 41 
2.4 Assentamento Remoto............................................................................. ..... 42 
2.4.1 Assentamento no mar........................................................................... ..... 42 
2.4.2 Assentamento em laboratório............................................................... ..... 43 
2.4.3 Avaliações de sobrevivência e crescimento......................................... ..... 44 
2.4.4 Consumo de microalgas............................................................................ .45 
2.5 Análises estatisticas................................................................................. ..... 45 
2.6 Parâmetros de qualidade de água............................................................ ..... .45 
3 Resultados......................................................................................... ............. 46 
3.1 Transporte................................................................................................ ..... 46 
3.1.1Temperatura e sobrevivência................................................................. ..... 46 
3.2 Assentamento................................................................................... ........ ..... 47 
3.2.1 Parâmetro de qualidade de água............................................................ .... 47 
3.2.2 Sobrevivência e crescimento de pré-sementes...................................... .... 48 
3.2.3 Consumo de alimento............................................................................ .... 52 
4 Discussão.............................................................................................. .......... 54 
5 Conclusão........................................................................................... ............ 58 
6 Referências........................................................................................ ............. 59 
REFERÊNCIAS DA INTRODUÇÃO GERAL..................................... ........ 69 
 
 
 
 
23 
 
1 INTRODUÇÃO GERAL 
 
1.1 Históricos da Produção 
 
 A aquicultura é uma atividade desenvolvida em diversos países 
(OLIVEIRA, 2009) e apesar de existir registros históricos evidenciando 
o início da técnica em manuscritos chineses e também em hieróglifos 
egípcios datados de séculos antes de Cristo, somente no século XX, houve 
uma significativa produção em escala comercial, isto devido ao 
aprimoramento das técnicas de cultivo e redução dos estoques pesqueiros 
naturais (ARANA, 1999). 
 A evolução da produção mundial aquícola teve início nas últimas 
décadas, sendo o setor de produção animal o que mais cresce no mundo, 
cerca de 8% ao ano desde 1970 (ALBUQUERQUE, 2010). No ano de 
2014, a produção mundial foi de 73,8 milhões de toneladas, sendo que 
16,1 milhões de toneladas foram de moluscos. A Ásia destaca-se neste 
cenário com a produção de 14,8 milhões de toneladas. O Brasil figura na 
14ª posição em relação à produção da aquicultura, com 562,5 mil de 
toneladas, sendo que 22,1 mil de toneladas são atribuídas ao cultivo de 
moluscos marinhos (FAO, 2016). 
 A malacocultura foi desenvolvida, aproximadamente, há 700 
anos pelos franceses, mas apenas na década de 50 passou a ter expressão 
econômica no cenário mundial (MARQUES; PEREIRA, 1988). No 
Brasil, a primeira referência sobre a discussão do tema foi em 1934, 
abordado no Primeiro Congresso Nacional de Pesca, apresentado como 
“O Futuro Industrial da Ostreicultura no País”, organizado pelo 
Ministério da Agricultura – Divisão de Caça e Pesca (POLI; 
LITLLEPAGE, 1998). 
 No entanto, os primeiros cultivos foram implementados somenteno ano de 1963, através de pesquisas experimentais realizadas com a 
espécie de mexilhão Perna perna (Linnaeus, 1758) desenvolvidas no 
centro experimental de mexilhões no litoral do Estado de SP (UMIJI, 
1969; e LUNETTA, 1969). Posteriormente, outras possibilidades 
voltadas aos cultivos foram implementadas, no ano de 1974, quando 
houve a primeira importação e introdução da espécie Crassostrea gigas 
(Thunberg, 1793) no Brasil, pelo Instituto de Pesquisas da Marinha, no 
litoral de Cabo Frio RJ. Já no ano seguinte, 1975, iniciaram as pesquisas 
na região de Cananéia, com indivíduos importados do Japão, pelo 
Instituto de Pesca de SP (ANDRADE, 2016). 
 Em Santa Catarina, os trabalhos pioneiros foram desenvolvidos 
a partir da década de 80, através da parceria entre (ACARPESC, atual 
24 
 
EPAGRI) e o Laboratório de Cultivo de Moluscos Marinhos (UFSC) 
visando o incremento das técnicas do cultivo de moluscos bivalves na 
região. Com o envolvimento em conjunto destes órgãos de fomento, na 
pesquisa e extensão, foi possível desenvolver os primeiros estudos com 
espécies de bivalves, tais como, a ostra nativa Crassostrea rhizophorae 
(Guilding, 1928) (Poli et al., 1988), o mexilhão Perna perna (Marenzi, 
1987; Magalhães et al., 1987), a ostra Crassostrea gigas (Poli et al., 1996) 
e as vieiras Nodipecten nodosus (Manzoni e Rupp, 1993; Manzoni, 1994; 
Rupp, 1994). 
 Paralelo a isso, surgiram os primeiros indícios das atividades na 
região, em escala artesanal, promovidos pelo “Projeto Ostra” voltados 
para o cultivo de ostra do mangue de forma consorciada com camarão. 
Neste mesmo período, foi criado 1º condomínio de Maricultura do Brasil, 
o Condomínio de Pesca e Maricultura Baía Norte, o qual estabeleceu uma 
relação importante entre os pescadores da região e os pesquisadores da 
UFSC (ANDRADE, 2016). 
 Contudo, somente no final da década de 90, através da 
capacitação dos técnicos da UFSC no projeto STTP (Sellfish Tecnology 
Transfer Program) e subsequentemente no BMLP (Brazilian Mariculture 
Linkage Program) desenvolvido em parceria com a CIDA (Canadian 
Internacional Development Agency) possibilitou a estruturação e o 
domínio das tecnologias de cultivo no laboratório (ANDRADE, 2016), 
promovendo uma expressiva produção de sementes de moluscos 
ofertadas em escala comercial, estimulando os primeiros cultivos 
comerciais no litoral catarinense (MANZONI, 2004). 
 Atualmente no Brasil, destaca-se neste setor da produção, 
pesquisa e extensão o Laboratório de Moluscos Marinhos da UFSC. 
Devido ao fornecimento anual para os produtores, de aproximadamente, 
50 milhões de larvas olhadas de mexilhões Perna perna (havendo 
demanda), 50 milhões de sementes de ostras Crassostrea gigas e um 
milhão de pré-sementes de vieiras Nodipecten nodosus (SILVA et al., 
2014). 
 Neste contexto, o estado do Rio de Janeiro, também desempenha 
um papel importante para a maricultura nacional, sendo responsável por 
comercializar cerca de 55 toneladas de vieiras no ano de 2016. Esta 
produção é realizada entre a região dos Lagos e a Costa Verde, com 
destaque para a Baía de Ilha Grande, em Angra dos Reis, no qual 
encontra-se o maior número de produtores, em torno de 20 fazendas de 
cultivo. Além de ser uma região favorecida geograficamente para o 
desenvolvimento da pectinicultura, a atividade é apoiada pelo Instituto de 
Ecodesenvolvimento da Baía de Ilha Grande (IED-BIG), com parcerias 
25 
 
entre os órgãos como a FIPERJ (Fundação Instituto de Pesca do Estado 
do Rio de Janeiro), a Prefeitura de Angra dos Reis, a Secretaria da Pesca 
e Aquicultura e o SEBRAE (ESTRADA et al., 2016). 
 Segundo a Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural 
de Santa Catarina – EPAGRI (2016), o Estado de Santa Catarina foi 
responsável por comercializar 15.381,44 toneladas de moluscos, cerca de 
90% da produção nacional, as quais são divididas entres as espécies, o 
mexilhão Perna perna com 12.534 toneladas, seguido da ostra 
Crassostrea gigas; com 2.280,46 toneladas e da vieira Nodipecten 
nodosus; com 26,9 toneladas. Apesar das vieiras serem as espécies de 
bivalves com menor volume de produção, o elevado valor de 
comercialização deste molusco desperta cada vez mais a atenção dos 
maricultores, proporcionando ao município de Penha liderar a produção, 
com 21,6 toneladas comercializadas representando 80% da produção 
estadual (EPAGRI, 2016). 
 Conquanto que o litoral de SC seja favorecido geograficamente 
para o desenvolvimento da atividade de malacocultura (GRUMANN; 
POLI, 1999), e por apresentar uma movimentação financeira bruta 
estimada em R$ 54.917.813,40, com a atuação direta de 604 maricultores 
(EPAGRI, 2016), proporcionando a geração de renda e emprego para a 
população nativa (ROSA, 1997). Nos últimos anos, a demanda ficou 
estabelecida, sendo constatada ainda, uma redução (24,74%) na 
comercialização dos bivalves em relação ao ano de 2015 (EPAGRI, 
2016). Este cenário pode ser explicado, devido à consolidação e 
aprimoramento dos processos produtivos, as poucas perspectivas de 
crescimento no mercado interno e especialmente a deficiência política de 
ordenamento e gestão da aquicultura e pesca no Brasil (ANDRADE, 
2016; EPAGRI, 2016). 
 Segundo Souza et al. (2014), políticas públicas vêm sendo 
adotadas com objetivo de promover a evolução na cadeia produtiva e a 
abertura de novos mercados consumidores, dentre elas, destacam-se o 
PLDM (Plano Local de Desenvolvimento da Maricultura) e o Programa 
Nacional de Controle Higiênico Sanitário de Moluscos Bivalves 
(PNCMB), que busca a adequação da cadeia às exigências vigentes em 
outros mercados externos como os países da União Europeia. 
 
1.2 A vieira Nodipecten nodosus 
 
 Os moluscos pectínidios têm uma longa história geológica. Estão 
documentados entre os primeiros registros de organismos fósseis com 
conchas. Seus ancestrais foram originados no período Pré-cambriano 
26 
 
(BRUSCA e BRUSCA, 2007). A família Pectinidae se agrupa em 350 
espécies, deste total, somente 15 são de importância econômica 
(GONZÁLEZ-ANATIVIA 2001). Possuem uma ampla distribuição nos 
mares tropicais, subtropicais e frios nos continentes americanos dos 
oceanos Atlântico e Pacífico (ABBOTT e DANCE, 1983). 
 Entre as espécies com potencial de cultivo destaca-se a 
Nodipecten nodosus, seus exemplares podem ser encontrados em águas 
rasas na região do Caribe, sul das Grandes Antilhas, Ilhas Virgens, 
Antilhas Orientais, leste da América Central, sul na Península de Yucatán, 
leste do Panamá, Colômbia, Venezuela e de maneira descontínua até o 
Estado do Rio de Janeiro (SMITH, 1991). No entanto, seu limite 
meridional de distribuição é localizado mais ao sul, chegando a águas 
temperadas do Estado de Santa Catarina. O registro desta ocorrência foi 
realizado por Rupp (1994), no qual, exemplares foram coletados entre 6 
a 30 metros de profundidade da reserva biológica da Ilha do Arvoredo, 
localizado nas cercanias da Ilha do Município de Florianópolis, SC. 
 Os indivíduos selvagens são encontrados fixados em substratos 
duros através do bisso, mas também podem ser encontrados soltos sob o 
fundo arenoso. Habitualmente, ficam posicionados com a valva direita 
para baixo geralmente em pequenas depressões e com a valva esquerda 
camuflada por algas incrustantes e epifauna. São capazes de promover 
movimentos natatórios, percorrendo erraticamente pequenas distâncias 
(SMITH, 1991). 
 Os pectinídeos em geral, se diferenciam dos demais moluscos 
bivalves pela a presença de um ligamento de forma triangular entre as 
duas valvas denominado resilium, especificamente para a N. nodosus a 
característica morfológica externa que o diferencia do grupo são suas 
aurícilas desiguais, 9 a 10 costelas radiais com destacados nós bulbosos 
na sua valva esquerda superior e costelas (SMITH, 1991). 
 Assim como todos os moluscos bivalves, é constituída 
externamente por duas valvas calcárias, cujacoloração pode ser de 
tonalidade marrom-avermelhada, vermelha, alaranjada, púrpura ou 
amarela. Na sua cavidade interna estão localizados seus principais órgãos 
vitais, mantendo o funcionamento dos seus sistemas fisiológicos basais, 
tais como, o circulatório, no qual é composto pelo coração e suas 
ramificações, artérias e veias que levam a hemolinfa até ser oxigenada 
pelas brânquias. Outro sistema importante é o digestório, composto pela 
boca, palpos labiais, esôfago, estômago, estilete cristalino, intestino, ânus 
e a glândula digestiva. O manto é responsável pela formação da concha, 
onde surgem pequenos tentáculos e olhos paliais com função sensorial. 
As brânquias além de participar da respiração são responsáveis pela 
27 
 
captura do alimento, geralmente, materiais em suspensão de origem 
orgânica, inorgânica ou fitoplâncton, encontrados na água onde vivem, 
sendo selecionados pela sua composição química e granulométrica. 
Contudo, os movimentos de fechamentos das valvas são originados pelo 
musculo adultor, sendo circundado pela gônada (RUPP e DE BEM, 
2004). 
 A maioria dos pectinídeos apresentam hermafroditismo 
funcional simultânea, ou seja, a gônada é dividida em parte masculina de 
coloração esbranquiçada e outra feminina de coloração alaranjada 
(RUPP, 1994). As liberações dos gâmetas ocorrem pelos nefrídios, de 
forma parcial e assincrônico ao longo dos anos, obtendo uma maior 
atividade reprodutiva durante o final da primavera (MANZONI, 1994). 
Segundo Barber (2006), o ciclo gametogênico envolve um período de 
repouso da atividade reprodutiva, de vitelogênese, de liberação e 
reabsorção dos gametas. 
 Estudos realizados por Rupp (1994), abordam que logo após a 
indução a desova, ocorre à liberação dos gametas e a fecundação dos 
ovócitos pelos espermatozoides. Ainda o mesmo autor descreveu o seu 
desenvolvimento embrionário, a presença de larvas trocofóras e a 
formação de larvas véliger de charneira reta ou “larva D” horas depois da 
fecundação. 
 Conforme Hodgson e Bourne (1988), o tempo de duração do 
desenvolvimento embrionário e larval dependem da temperatura e outros 
fatores. No entanto, nos últimos dias de desenvolvimento larval ocorre a 
formação do pé, no qual passam a ser denominadas de pedivéliger. Ao 
atingirem um tamanho de 200 a 300 µm de comprimento, as larvas 
iniciam um processo de busca ao substrato para se fixar e sofrer 
metamorfose (RUPP e DE BEM, 2004). Este estágio representa o fim da 
vida plânctonica e início do habito bentônico (CRAGG e CRISP, 1991). 
A partir deste momento a concha cresce rapidamente e continua a ser 
constituída com aparência distinta das formas iniciais, o qual é chamado 
de dissoconcha ou concha pós-larval. Ao final deste período os 
organismos apresentam a concha completamente pigmentada e já 
apresentam o formato semelhante aos adultos (RUPP, 1994). Contudo o 
que os diferenciam é a ausência de gônadas desenvolvidas (SASTRY, 
1965). 
 
 
 
 
 
28 
 
1.3 O cultivo de vieiras 
 
 O cultivo de pectinídeos é considerado uma atividade 
relativamente nova, sua produção em escala comercial teve início no 
Japão a partir do ano de 1960, desenvolvida como alternativa para o 
intenso extrativismo e pela redução dos estoques naturais (SPENCER, 
2002). Os primeiros estudos relacionados à produção de sementes em 
condições controladas foram com espécie Patinopecten yessoensis (Jay, 
1857), desenvolvidas no Japão, em pequenas escalas (Ito, 1991). Anos 
depois, entre as décadas de 80 e 90, iniciou-se a pectinicultura nas 
Américas do Norte e Sul e na Europa, estimulada pela construção dos 
primeiros laboratórios (“hatcheries”) (URIARTE et al., 2001). 
 Conforme Dore (1991) existem no mundo 350 espécies de 
vieiras, mas apenas algumas são cultivadas em escala comercial. No 
continente Asiático, especialmente a China, Japão e a Rússia, produzem 
a espécie Patinopecten yessoensis. Na Oceania, as espécies Pecten 
Novoezelandiae (Reeve, 1853) e Pecten fumatus (Reeve, 1852), em 
Países Europeus, Pecten maximus (Linnaeus, 1758), na América do 
Norte, principalmente o EUA e o Canadá as espécieis Placopecten 
magellanicus, (Gmelin, 1791), Argopecten irradians (Say, 1822) e 
Patinopecten caurinus, (Gould, 1850) na América Latina, destaca-se o 
Chile, com a espécie Argopecten purpuratos (Lamarck, 1819) e no 
México com a espécie Argopecten ventricosus. (G. B. Sowerby II, 1842) 
(FAO, 2016). 
 Embora existam 16 espécies de pectínideos no Brasil, apenas a 
espécie Nodipecten nodosus, é explorada comercialmente (RIOS, 1994). 
No estado de Santa Catarina sua ocorrência é em ilhas oceânicas (RUPP, 
1994), apresentando potencial biológico e econômico para aquicultura 
(MANZONI, 1994). Popularmente é conhecido como vieiras, também 
podem ser chamadas de “scallops” em inglês, “coquilles Saint-jaques” em 
francês e “ostion” em países com língua hispânica. Considerado como 
uma fina iguaria, o molusco é servido na alta gastronomia, tem-se por 
hábito consumir apenas seu músculo adultor (RUPP e DE BEM, 2004). 
 A Pectinicultura, assim como o cultivo de outros moluscos 
marinhos, apresenta dificuldades na obtenção de larvas e sementes 
(AVENDAÑO e CANTILLANEZ, 1989; HARDY, 2006), tendo estudo 
(MANZONI e RUPP, 1993) demonstrado que a captação de sementes da 
N. nodosus em ambiente natural é ineficaz no litoral de Santa Catarina. 
Neste contexto, a produção de sementes em laboratórios, em condições 
controladas, torna-se a única alternativa justificável para a atividade. 
29 
 
 Nesta conjuntura, os laboratórios possuem estruturas 
desenvolvidas com objetivo de garantir a produção controlada de 
sementes ao longo do ano. Segundo Uriarte et al. (2001), a unidade deve 
conter instalações básicas construídas para que possibilitem simular 
condições ambientais ótimas de cultivo, tais como: sistemas de 
abastecimento, filtragem e drenagem de água marinha, sistema de água 
doce, energia elétrica e ar comprimido. O mesmo autor descreve que a 
unidade deve conter setores principais, como por exemplo: cultivo de 
microalgas, maturação e acondicionamento de reprodutores, indução a 
desova e fertilização, cultivo larval, assentamento de pós-larvas e 
transporte de sementes. No Brasil, o Laboratório de Moluscos Marinhos 
(LMM) da Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC) e o (IEDBIG) 
no Rio de Janeiro, destacan-se devido a produção e o fornecimento de 
larvas e sementes de vieiras para abastecimento dos produtores nacionais. 
 Nos últimos anos, a produção mundial de pectinídeos aumentou 
notavelmente e o interesse neste grupo biológico levou ao 
desenvolvimento de diversos estudos, incluindo aqueles relacionados 
com recursos reprodutivos, desenvolvimento larval e pós-larval 
(ROMÁN et al., 2001). O domínio da tecnologia para produção de 
sementes de vieiras em condições controladas é encontrado na literatura 
para as espécies Patinopecten yessoensis (ROBERT et al., 1994), Pecten 
meridionalis (Tate, 1887) (DIX e SJARDIN, 1975), Pecten fumatus 
(HEASMAN, 1998), Amusium balloti (Bernardi, 1861) (ROSE et al., 
1988), Chlamys asperrimus (Lamarck, 1819) (ROSE et al., 1984), Pecten 
maximus (ROMÁ e PEREZ, 1976) Placopecten magellanicus (PEARCE 
e BOURGET, 1996), Argopecten gibuss (Linnaeus, 1758) (SARKIS et 
al., 2006), Argopecten irradians (CASTAGNA, 1975), Argopecten 
purpuratus (AKABOSHI e ILLANES, 1982), Argopecten ventricosus 
(MAEDA et al., 1990), Aequipecten tehuelchus (d'Orbigny, 1842). 
(PASCUAL e ZAMPATTI, 1998), Euvola ziczac (Linnaeus, 1758) 
(VÉLEZ e FREITES, 1993), Chlamys varia (Linnaeus, 1758) (DE LA 
ROCHE et al., 2005), Chlamys australis (G. B. Sowerby II, 1842) 
(CROPP, 1993) e Nodipecten subnodosus (G. B. Sowerby I, 1835) 
(CARBAJAL-RASCÓN, 1987). 
 Conforme Rupp (1994), o início do processo para obtenção de 
sementes de vieiras Nodipecten nodosus começa com o manejo das 
matrizes, onde, após serem selecionadas do ambiente marinho,permanecem em condições controladas. Este condicionamento é 
usualmente atingido pela manipulação de fatores exógenos, sobretudo 
regimes alimentares e temperatura da água no laboratório (WILSON et 
al., 1996). 
30 
 
 Segundo Utting e Milican (1997), a composição nutricional do 
alimento ofertado aos reprodutores durante o estágio de maturação 
promove o desenvolvimento de gametas com boa qualidade. 
Principalmente, quando ofertados uma mistura de microalgas ricas 
nutricionalmente em proteínas e lipídios (SPENCER, 2002), podendo até 
obter resultados expressivos no número de ovócitos liberados na desova 
e recuperação larval (SUHNEL, 2008; CARVALHO, 2010). 
 A temperatura é outro fator que influência o desenvolvimento 
gônadal (BARBER e BLAKE, 1991). Segundo Rupp (1994), a 
manutenção da temperatura em torno de 17,5ºC proporcionou a 
maturação gônadal da espécie N. nodosus. Enquanto, para outras espécies 
de pectinideos, P. Maximus em torno de 14ºC, A. tehuelchus entre 14 e 
17ºC, A. purpuratos e A. irradains em 20ºC e para a P. novaezelandiae 
entre 15 a 18ºC. (ROMÁN, 1991; MARTINEZ et al., 2000; SASTRY 
1965; NESBIT 1999). A etapa é importante para a reprodução, pois 
garante a obtenção de gametas maduros fora do período reprodutivo 
natural da espécie (WIDMAN et al., 2001). 
 O ciclo gametogênico compreende o período vegetativo, no qual 
a atividade permanece em repouso, período de diferenciação celular, de 
crescimento citoplasmático, de vitelogênese (maturação), da liberação e 
reabsorção dos gametas (BARBER e BLAKE, 1991). A identificação 
destes estágios pode ser realizada por uma inspeção visual das gônadas 
sendo avaliados subjetivamente através do seu tamanho, coloração e 
espessura (SUHNEL, 2008). 
 Diante do exposto, além do processo de maturação, para alcançar 
a completa reprodução em laboratório, é necessária uma etapa de indução 
artificial para haver liberação dos gametas. Os moluscos pectinídeos, em 
sua maioria, podem ser induzidos através da manipulação de fatores 
físicos, químicos e biológicos (MAZÓN-SUÁSTEGUI et al., 2011). 
Entre os estímulos físicos compreendem o choque ou elevações graduais 
de temperaturas (KAN-NO, 1962; LOOSANOFF e DAVIS, 1963; 
TANAKA et al., 1970; ALAGARSWAMI et al., 1983) e de salinidade 
(STEPHEN e SHETTY, 1981). Dentre os químicos, a aplicação de 
peróxido de hidrogênio (TANAKA, 1978) e hidróxido de amônio 
(SAGARA, 1958). Os de origem biológica destaca-se a exposição a altas 
concentrações de microalgas (SMITH e STREHLOW, 1983) e a 
pequenas raspagens do tecido gônadal (LOOSANOFF e DAVIS, 1963). 
 Atualmente, a indução a desova da espécie N. nodosus e 
realizada através das técnicas descritas por Rupp (1994), adaptadas pelo 
LMM. Posteriormente a liberação dos gametas, o processo de fecundação 
é iniciado através da mistura de uma pequena quantidade de 
31 
 
espermatozoides nos ovócitos, normalmente na proporção de 10:1 
(BOURNE, 1989). Contudo, como estes organismos são hermafroditas 
funcionais, deve-se ter um cuidado para que possivelmente não ocorra à 
autofecundação. Uma alternativa para mitigar este efeito é a separação 
individual dos animais durante a desova, sabendo-se que na sua maioria 
liberam os primeiros jatos com espermatozoides e posteriormente os 
ovócitos, podendo retornar a liberar gametas masculinos (URIARTE et 
al., 2001). 
 Conforme relatado por Gruffydd e Beaumont (1970), o ajuste na 
densidade dos ovócitos é uma etapa importante para garantir o 
desenvolvimento embrionário e larval. Após a fecundação os ovócitos 
passam por sucessivos processos de divisão celular, evoluindo para 
diferentes estágios embrionários (GOSLING, 2004). Contudo, a primeira 
fase larval é a trocofora, no qual sua fonte de alimentação é da reserva 
vitelina. Posteriormente, desenvolve-se suas valvas em forma de ´´D``, 
chamada de véliger, podendo se alimentar de partículas suspenção na 
água (ABARCA, 2001). Segundo Loosanoff e Davis (1963), o tempo de 
larvicultura de vieiras em condições controladas, pode variar em função 
de diversos fatores, como por exemplo; temperatura, alimentação e 
qualidade de água. 
 No estudo de Velasco e Barros (2008), o cultivo larval da espécie 
N. nodosus em baixas densidades (1 larva/mL), alimentadas com uma 
dieta composta pelas microalgas Chaetoceros calcitrans e Isochysis 
galbana, mantidas em temperatura de 25ºC obtiveram maiores 
sobrevivências. Embora, em temperatura mais alta foi possível observar 
um crescimento mais rápido (DE LA ROCHE et al., 2002). 
 Contudo, a produção de larvas de vieiras no LMM-UFSC, vem 
sendo desenvolvido em sistemas estáticos, com trocas parciais de água 
(filtradas a 1µm e esterilizada por luz UV) a cada 24 horas, mantidas em 
temperaturas ambiente (20 a 25ºC), com aeração suave e constante, 
mantidas em baixas densidades (2 larvas/mL). É ofertada uma dieta mista 
de microalgas (diatomáceas e flageladas) diariamente até chegarem ao 
estágio pedivéliger (CARVALHO, 2010). 
 Segundo Rupp et al. (2005), a indicação que as larvas estão neste 
estágio é a medida do tamanho de sua altura, normalmente entre (185 a 
190 µm). Embora, para a espécie de Argopecten purpuratus é quando se 
encontram com um diâmetro entre 240 a 260 µm e pode-se observar a 
presença de mancha ocular na parte central da larva (PADILLA, 1979). 
Outras características também podem ser observadas, tais como, 
produção de muco, agrupamento, presença de pé extenso e filamentos 
branquiais (SASTRY, 1965). 
32 
 
 Conforme Hadfield (1978), através do desenvolvimento do pé, a 
larva procura um substrato adequado para assentar-se. Ao encontra-lo, 
inicia-se uma intensa produção de filamentos de bisso, possibilitando a 
sua fixação (BOURNE et al.,1989). Podendo até se desprender e voltar à 
coluna d’água e fixar-se novamente para sofrer a metamorfose (URIBE, 
1989). 
 Neste período, a larva perde o vélum, seu principal órgão 
responsável pela captura de alimento, necessitando utilizar suas reservas 
energéticas acumuladas durante o período larval. Ocasionando uma 
demanda de energia até que o pectenídeo se desenvolva para alimentar-se 
novamente (SASTRY, 1965; HODSON e BURKE, 1988). No entanto, 
devido esta mudança morfógica e fisiológica, os animais ficam 
fragilizados podendo chegar a óbito (LAING, 1995), tornando-se uma das 
fases mais crítica no cultivo de bivalves (SASTRY, 1965). 
 No ambiente natural, pós-larvas de pectinídeos são encontradas 
fixas em macroalgas, hidrozoários, briozoários e conchas vazias 
(GOSLING, 2003). Em laboratório, um dos fatores que possibilitam o 
assentamento é a presença de substrato, podendo ser utilizados diferentes 
materiais, tais como; tela de monofilamento, conchas de bivalves, cabos 
de polipropileno, sisal, cabos de polietileno, folhas vegetais (BOURNE et 
al., 1989; PEARCE e BOURGET, 1996; RUPP et al., 2004; ZANETTE, 
2007). Outro fator importante a ser considerado é a presença do biofilme 
aderido na superfície destes materiais, ou seja, a formação de uma 
comunidade composta por associação microrganismos e detritos 
(HODGSON e BURKE, 1988), proporcionando uma intensificação no 
assentamento quando permanecidos por um período submersos em água 
marinha contendo microalgas (AVENDAÑO HERRERA et al., 2002; 
RUPP et al., 2004; ZANETTE, 2007). 
 Nesta conjuntura, são diversos fatores que podem afetar o 
desenvolvimento da metamorfose e sucesso no assentamento em 
condições controladas. Estudos relacionados à produção de pré-sementes 
dos pectinideos buscaram avaliar alguns deles; luminosidade, assepsia, 
alimentação, maturação dos reprodutores, alimentação, densidade, 
temperatura, salinidade, fluxo de água, profundidade e hormônios 
(URIARTE et al., 2001). 
 Após a fase de assentamento os animais são denominados pré-
sementes. Nesta etapa, são entregues aos produtores e transferidos para 
os parques aquícolas. Atualmente, no LMM, o método de transporteutilizado consiste em acondicionar os animais já assentadas nos substratos 
de fixação submersos em água do mar embalados com sacos plásticos. No 
entanto, neste estágio, os indivíduos são vulneráveis a diversos fatores 
33 
 
como dessecação, predação, sufocamento ou qualquer outro estresse 
ambiental, podendo até causar elevadas mortalidades (MAEDA-
MARTÍNEZ et al., 2000). Contudo, a logística de transporte dos 
organismos neste período de vida torna-se oneroso tanto para os 
laboratórios quanto para os produtores que são os responsáveis por este 
processo (SUHNEL, 2002). 
 Perante o notório, uma alternativa para o método de 
assentamento em laboratório é a transferência de larvas para o mar, 
seguida pelo assentamento remoto. A técnica já foi utilizada para a 
espécie mexilhões Perna perna, onde os laboratórios fornecem aos 
maricultores larvas no estágio pediveliger, aptas ao assentamento, sendo 
transferidas direto para as fazendas de cultivo (MELO et al., 2014; 
NOVAES et al., 2016) ou mesmo nas suas unidades em terra (COSTA et 
al., 2014). Este método iniciou-se como uma alternativa para incrementar 
a oferta de larvas de ostras para os produtores nos EUA e Canadá (JONES 
e JONES, 1988; ROLAND e BROADLEY, 1990). Posteriormente foi 
implementado para moluscos de areia, Venerupis japonica e Mercenaria 
mercenaria (STURMER et al., 2003). Embora existam poucas 
informações publicadas sobre o assentamento remoto para bivalves 
pectinídeos no mundo. Heath (2001) utilizou a técnica para espécie 
Japonesa Patinopecten yessoensis cultivada no Canadá, em escala 
comercial, obtendo uma recuperação entre 20 – 30% de pré-sementes 
após o assentamento. 
 Contudo, umas das etapas da técnica do assentamento remoto é 
o transporte das larvas, sendo uma das mais críticas no cultivo, podendo 
haver grandes mortalidades (BOURNE e HODGSON, 1991). Segundo 
Bercht et al. (2013), a simulação do transporte de larvas pediveliger de N. 
nodosus por 18 horas a uma temperatura de 20ºC, obteve uma 
sobrevivência de 30% após completarem o estágio de assentamento, 
tornando-se possível investigar o desenvolvimento da técnica para a 
espécie. 
 O estudo teve como objetivo avaliar o crescimento e a 
sobrevivência de larvas de vieiras Nodipecten nodosus cultivadas em 
sistema remoto de assentamento, utilizando diferentes formas de 
transporte (úmido e submerso em água) e método de cultivo (laboratório 
e mar). 
 
 
 
 
 
34 
 
2 OBJETIVOS 
 
2.1 Objetivo Geral 
 
Avaliar o desempenho zootécnico no assentamento, de larvas de 
vieiras Nodipecten nodosus, transportadas sobre diferentes formas. 
 
2.2 Objetivos Específicos 
 
Avalir a sobrevivência de larvas de vieiras, após serem 
transportadas em meio umedecido e submersas; 
Avaliar a sobrevivência e o crescimento de larvas de vieiras 
assentadas e cultivadas em caixas, após serem transportadas em meio 
umedecido e submersas; 
 Avaliar a sobrevivência e o crescimento de larvas de vieiras 
assentadas em laboratório em sistema estático, após serem transportadas 
em meio umedecido e submersas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
35 
 
*Esse artigo está formatado de acordo com as normas de publicação 
da revista Boletim do Instituto de Pesca. 
 
3 ARTIGO CIENTIFÍCO 
 
REMOTE SETTING OF SCALLOPS 
 
Robson Cardoso da COSTA1 Gilberto Caetano MANZONI1 Francisco 
Carlos da SILVA2 Carlos Henrique Araújo de Miranda GOMES2 Claudio 
Manoel Rodrigues de MELO2 
 
1-Centro Experimental de Maricultura - CEmar, Centro de Ciência 
Tecnológicas da Terra e do Mar - CTTMAR, Universidade do Vale do 
Itajaí – UNIVALI, Rua Maria Emília da costa, 228, Armação do 
Itapocoroy, CEP 88385 - 000 Penha, Santa Catarina, Brasil, 
Autor Responsável: Robson Cardoso da Costa 
E-mail contato:robsoncosta@univali.br 
 
2-Laboratório de Moluscos Marinhos - LMM, Departamento de 
Aquicultura, Centro de Ciências Agrárias - CCA, Universidade Federal 
de Santa Catarina – UFSC, Florianópolis, SC. 
Endereço: Universidade Federal de Santa Catarina, Laboratório de 
Moluscos Marinhos, Rua Beco dos Coroas, 503, Barra da Lagoa, CEP 
88061-600, Florianópolis, Santa Catarina, Brasil. 
E-mail contato: lmm@cca.ufsc.br 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
mailto:lmm@cca.ufsc.br
36 
 
ABSTRACT 
 
Currently producers encounter difficulties in transport logistics of 
scallops for their farms. In this sense, the study aimed to evaluate the 
survival and growth of larvae of scallop Nodipecten nodosus grown on 
remote system. The pediveliger stage larvae, were moved to the 
settlement in aquaculture area and in the laboratory of Experimental 
Center of Mariculture (CEMAR) of the Universidade do Vale do Itajaí 
(UNIVALI), Penha, Santa Catarina. Two forms of transport were tested 
(treatments), humidity and other submerged in seawater. A control 
treatment was maintained in (LMM-UFSC), Florianópolis, Brazil. 
Individuals, after being exposed to treatments of transport were 
settlements within floating boxes directly overboard and in containers in 
controlled conditions. The experimental design was factorial scheme (the 
factor: form of transport (moistened and submerged in water); B factor: 
cultivation method (or laboratory)) both with five repetitions. Three 
experiments were carried out. Statistical differences were observed (p < 
0.05), in exeperimento I, for the recovery and growth of larvae transported 
in half submerged and settled in the lab. However, no statistical difference 
was observed between the control treatments, damp and submerged the 
experiment II. The values in the control treatment recovery experiment 
III were superior (p < 0.05) compared to wet treatments and submerged 
cultivated in the laboratory. It has not been possible to observe the 
presence of pré-sementes in cultured treatments at sea in three 
experiments. It is concluded that it is acceptable to carry larvae for 6 hours 
to be seated in controlled conditions to 135 km from the place of origin. 
 
Keywords: Nodipecten nodosus; transport; pediveliger; spat; settlement; 
growth; survival. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
37 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
 No litoral brasileiro, os pectinídeos são representados por seis 
gêneros e 16 espécies (RIOS, 1994). Dentre estas, destaca-se a 
Nodipecten nodosus, por apresentar um grande potencial zootécnico e 
econômico na aquicultura (RUPP, 2009), sendo o maior dos pectinídeos 
registrados na costa brasileira (RIOS, 1985), podendo alcançar 14 cm em 
altura para indivíduos selvagens (RUPP e PARSON, 2006). Conhecida 
popularmente como vieiras são encontradas em pequenas quantidades nas 
cercanias da Ilha de Santa Catarina (RUPP, 1994). Ao contrário do que 
acontecem com a produção aquícola mundial de alguns pectinídeos, as 
vieiras possuem uma baixa incidência de captação natural de sementes, 
tornando-se necessário sua produção em condições controladas 
“hatcheries” (URIARTE et al., 2001). 
 Atualmente o Estado de Santa Catarina é responsável por 
comercializar 15.381,44 toneladas de moluscos, cerca de 90% da 
produção nacional. Deste montante, as vieiras representam 26,9 toneladas 
(EPAGRI, 2016). Apesar de ser o molusco menos produzido, seu valor 
econômico é o mais elevado, obtendo uma perspectiva de 
comercialização promissora. 
 Nas últimas décadas, a produção mundial de pectinídeos 
aumentou consideravelmente e a importância deste grupo biológico levou 
ao incremento de uma série de estudos (SHUMWAY e PARSONS, 
2016), proporcionando o aprimoramento das técnicas de produção de 
sementes em laboratório (ROMÁN et al., 2001). O processo para a 
obtenção de sementes inicia-se com a maturação de reprodutores, indução 
a liberação dos gametas, fertilização e desenvolvimento embrionário, 
larvicultura e o assentamento (URIARTE et al., 2001). No entanto, dentre 
as etapas de produção em condições controladas a mais crítica é oassentamento larval (BOURNE et al., 1989). Neste estágio, os animais 
sofrem a metamorfose, ocorrendo uma série de mudanças morfológicas e 
fisiológicas (GOSLING, 2004), podendo haver consideráveis 
mortalidades (HELM e BOURNE, 2004). Com isso, uma série de 
investimentos é necessária para obter um maior rendimento na produção 
de pré-sementes em laboratório (CARVALHO et al., 2013), podendo a 
produção de pré-sementes em laboratório tornar-se inviável 
economicamente (SUHNEL et al., 2008). 
 Perante isso, uma opção seria a transferência de larvas para o 
mar, seguida pelo assentamento remoto. A técnica consiste em transportar 
larvas no estágio pediveliger para as fazendas de cultivos (MELO et al., 
2014) ou mesmo nas suas unidades em terra próxima aos cultivos 
38 
 
(COSTA et al., 2014; SUPLICY et al., 2017). Este método iniciou-se 
como uma alternativa para incrementar a oferta de larvas de ostras para 
os produtores nos EUA e Canadá (JONES e JONES, 1988; ROLAND e 
BROADLEY, 1990). Posteriormente foi implementado para moluscos de 
areia, Venerupis japônica (Deshayes, 1853) e Mercenaria mercenaria 
(Linnaeus, 1758) (STURMER et al., 2003). Atualmente está sendo 
empregada para a espécie mexilhões Perna perna (Linnaeus, 1758), em 
Santa Catarina (NOVAES et al., 2016). É também, empregada para a 
espécie Japonesa Patinopecten yessoensis (Jay, 1857) cultivada no 
Canadá (HEATH, 2001). 
 No assentamento remoto de moluscos, as larvas podem ser 
transportadas em meio úmido, embaladas por uma malha de polietileno 
(BERCHT et al., 2013). Contudo, o sucesso do transporte, em meio 
úmido, depende de diversos fatores, como a qualidade de água e seus 
parâmetros de temperatura e compostos metabólicos (HEATH, 2001; 
BERCHT et al., 2013; MAEDA-MARTÍNEZ et al., 2000). 
 Com finalidade de contribuir para o desenvolvimento da técnica 
de assentamento remoto, reduzir os custos de produção em laboratório e 
incrementar o cultivo, este estudo teve como objetivo avaliar a 
sobrevivência e o crescimento de larvas de vieiras Nodipecten nodosus 
assentadas no mar e em laboratório, utilizando diferentes formas de 
transporte (úmido e submerso em água) e método de cultivo (laboratório 
e mar). 
 
 
2 MATERIAL E MÉTODOS 
 
2.1 Local do estudo 
 
 A pesquisa foi realizada na área aquícola do Laboratório do 
Centro Experimental de Maricultura (CEMAR) da UNIVALI, Penha, 
Santa Catarina (26º59’S; 48º38’W) e no Laboratório de Moluscos 
Marinhos (LMM), Florianópolis, Santa Catarina (27º35’S e 48º32’W) 
Brasil. 
 
2.2 Delineamento Experimental 
 
 O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso em 
esquema fatorial (fator a: forma de transporte (úmido e submerso em 
água); fator b: método de cultivo (mar e laboratório)). Um tratamento 
controle foi mantido no LMM/UFSC, Florianópolis, Brasil. Nos 
39 
 
tratamentos realizados em laboratório foram utilizadas quatro repetições 
e nos mantidos no mar foram utilizadas três repetições. Foram realizados 
três experimentos: o primeiro (experimento I) no outono (30/03/17-
09/05/17), o segundo (experimento II) entre o outono e inverno 
(12/06/17-22/07/17) e o terceiro (experimento III) na primavera-verão 
(30/11/17-09/01/18). 
 
 
2.3 Obtenções das larvas 
 
 Os reprodutores permaneceram condicionados no setor de 
maturação do LMM por 15 dias, onde foram mantidos em temperatura 
controlada (19 – 21ºC), com fluxo contínuo de água marinha (1L. min-1) 
filtrada a 1 µm. A dieta oferta foi composta pela mistura das espécies de 
microalgas Chaetoceros muelleri e Isochysis galbana, em razão de 9:1, 
na concentração média de (3 x 104 células/mL-1). 
 A indução a liberação dos gametas e larvicultura foram 
conduzidas de acordo com a técnica descrita por Rupp (1994) adaptada 
pelo LMM. A saber, a indução a liberação de gametas iniciou-se com 30 
animais adultos tomados aleatoriamente do setor de maturação, 
agrupados num recipiente plástico contendo 20 L, submersos na mesma 
água dos tanques de acondicionamento. Após serem transferidos para 
uma mesa plana, iniciou-se o procedimento de retira da bioincrustações 
presentes em suas valvas. Com auxílio de um cutelo e escovão, 
movimentos suaves de raspagem sobre as valvas foram executados. 
Organismos incrustantes observados após a raspagem foram extraídos de 
suas conchas utilizando uma faca. Verificado que os animais estavam 
completamente limpos, foram transferidos e distribuídos para um tanque 
retangular de fibra de vidro com capacidade para 500 L, preenchido com 
apenas 100 L de água marinha filtrada em 1 µm e esterilizada por 
radiações de ultravioleta, sendo suficiente para manter os animais 
submersos em fluxo contínuo de 20 (L. min-1) por cerca de 10 min. A 
temperatura foi elevada gradualmente, iniciando com 21ºC até 25ºC. Em 
seguida foi possível observar o processo constante de depuração dos 
animais e quando foi constatada a primeira liberação dos gâmetas (através 
da expulsão de jatos), de imediato, todos os indivíduos foram transferidos 
individualmente para recipientes contendo 2 L de água. A troca deste 
volume foi constante, a cada minuto os recipientes eram esgotados e 
preenchidos novamente, exceto quando foi possível observar a presença 
de gâmetas na água. Então, este volume foi separado pela coloração do 
tecido gonádico (alaranjado característico de material reprodutor 
40 
 
feminino e branco de masculino) transferidos, separadamente, para outro 
recipiente de 20 L, enxaguados e completados do mesmo modo. O 
procedimento foi executado repetidamente, até que os animais cessarem 
a liberação de gametas. 
 Posteriormente, os gametas femininos foram peneirados em 60 
µm para retirar as possíveis impurezas. Logo em seguida iniciou-se a 
contagem de ovócitos, no qual três amostras de 0,5 mL foram retiradas 
do recipiente de 20 L, devidamente homogeneizadas, diluídas em 
provetas com 5 mL de água. Uma alíquota de 0,5 mL foi transferida para 
uma câmara de Sedgwick-Rafter® para contar o número de ovócitos com 
auxílio de um microscópio ótico LEICA®. Obtendo este valor, a 
concentração dos ovócitos foi ajustada, ocorrendo à fertilização por 
pequenas doses de espermatozoides. 
 Esta solução fertilizada foi transferida para um tanque de fibra 
de vidro com volume de 6000 L, salinidade de 35 psu e aeração constante, 
onde permaneceu por 24 horas. Após este período, uma peneira de malha 
45 µm foi posicionada na saída do tanque e este foi esvaziado para 
retirada de larvas no estágio “D”. Logo após foram peneiradas em 
peneiras de malhas de 35, 50 e 70 µm para remoção de sujeiras e 
separação das larvas, ficando a maioria na malha de 50 µm. As larvas 
então foram transferidas para um balde graduado de 20 L, 
homogeneizadas e delas foram coletadas três amostras de 0,5 mL, diluídas 
em 5 mL, contadas com auxílio de um microscópio para estimar a 
quantidade de larvas e ajustar a densidade de 3 (larvas/mL-1). 
 A larvicultura foi conduzida em sistema estático, sendo 
esgotadas diariamente através da gravidade com auxílio de uma peneira 
contendo uma malha de 145 µm de abertura a cada 24 horas. Após o 
esgotamento do tanque, as larvas retidas foram concentradas em um 
recipiente contendo um volume de 20 L, após serem homogeneizadas, 
três amostras de 0,5 mL foram retiradas, diluídas em uma proveta de 5 
mL, homogeneizadas, de onde uma nova amostra de 0,5 mL foi retirada, 
fixada em formol 4%, transferida para uma câmara de Sedgwick-Rafter® 
para contar o número de animais com auxílio de um microscópio ótico 
LEICA®. Uma amostra contendo, aproximadamente, 100 larvas aptas ao 
assentamento foi retirada usando uma pipeta Pasteur® e concentradas em 
um tubo eppendorf®, fixada em formol 4%, transferida para uma câmara 
de Sedgwick-Rafter ® para serem medidas em altura e comprimento com 
o auxílio de um microscópio ótico LEICA® e do software LAS EZ 
2.0.0®. 
 
 
41 
 
2.3.1 Maturação dos coletoresO procedimento para preparação dos coletores e maturação foi 
realizado conforme descrito por Zanette et al. (2009) adaptado pelo 
LMM. Resumidamente, como substrato para o assentamento foram 
utilizados coletores de Netlon®, enrolados em forma de novelo, 
preenchidos com folhas de Pinus sp, colocados dentro de uma bolsa de 
malha Nitex®, com abertura de malha de 500 μm e um lastro de 1 kg 
anexado para não flutuarem. Permaneceram imersos em um tanque de 
fibra de vidro com 2000 L de água doce contendo hipoclorito de sódio a 
50 ppm durante 24 horas. Posteriormente, foi utilizado o tiossulfato de 
sódio para neutralizar o cloro, enxaguados e preenchidos com água 
marinha filtrada e esterilizada. A maturação dos coletores consistiu em 
mantê-los nas mesmas condições e duração que a larvicultura. 
Diariamente houve troca de água, alimentação microalgal e aeração 
constante. 
 
2.3.2 Transportes das larvas 
 
 O transporte foi realizado em duas formas de armazenamento das 
larvas: (a) em garrafas de politereftalato de etileno de 500 mL, mantidas 
submersas em água do mar e (b) embaladas em uma tela de poliamida 
com 100 µm de abertura cobertos com toalhas de papel umedecidas em 
água marinha. Foram utilizados 20.000 larvas e 5 repetições por 
tratamento. Durante o trajeto, as unidades experimentais foram alocadas 
no interior de um recipiente de poliestireno, mantidos em temperatura 
ambiente e, transportadas em um automóvel. O percurso realizado, foi 
entre o LMM localizado na Barra da Lagoa, Florianópolis e laboratório 
do CEMAR, localizado na Armação do Itapocoroy, Penha. A duração 
entre o embarque, itinerário e desembarque foi de aproximadamente 6 
horas. A cada 30 min. a temperatura dentro do recipiente era aferida 
utilizando um termômetro digital Aquarium®. 
 
2.3.3 Sobrevivência de larvas pós-transporte 
 
Ao chegarem ao laboratório do CEMAR, município de Penha, as larvas 
foram transferidas para recipientes contendo 20 L de água marinha 
filtrada e esterilizada, mantidas por 20 min. para aclimatá-las e “ativá-
las”. Os tratamentos de transporte (submersos e umedecidos) receberam 
o mesmo procedimento simultâneamente. Após completar o tempo de 
ativação, as larvas foram concentradas em peneiras de poliamida com 
42 
 
uma abertura de 100 μm, transferidas, de forma aleatória, para béqueres 
graduados contendo 1 L de água do mar. Em seguida, após do processo 
de homogeneização, 3 amostras de 1 mL de cada béquer foram retiradas, 
fixada em formol 4%, transferidas para uma câmara de Sedgewick 
Rafter®, com a finalidade para avaliar o número total de larvas vivas, 
com auxílio de um microscópio ótico LEICA®. 
 
2.4 Assentamento Remoto 
 
2.4.1 Assentamento no mar 
 
 As larvas transportadas em meio úmido e submerso, após serem 
submetidas ao procedimento de avaliação, foram transferidas para caixas 
de assentamento. Estas unidades foram construídas com madeiras 
formando um quadrado com volume total de 20 L, revestidas com uma 
malha de poliamida, contendo no seu interior substratos de fixação, sendo 
dois coletores de Netlon® previamente maturados. As unidades foram 
povoadas com 1 (larva/mL-1), cerca de 20.000 indivíduos. Sendo que cada 
tratamento de transporte (úmido e submerso), foram alocadas em caixas 
contendo diferentes aberturas de telas de revestimento iniciais, 120, 150 
e 180 µm, mantidas em triplicatas. (Exceto no primeiro experimento, no 
qual utilizou-se somente tela de 120 µm). As caixas permaneceram 
distribuídas em um tanque retangular submersas em água marinha, 
mantidas em laboratório até serem transferidas para o mar. No qual, 
permaneceram amaradas na posição horizontal em estruturas de cultivo 
flutuantes a aproximadamente 1 m da superfície, localizada no parque 
experimental aquícola do (CEMAR-UNIVALI). A cada 72 horas as telas 
de revestimento eram limpas manualmente através de movimentos 
circulares com auxílio de uma escova. As telas eram substituídas por 
outras contendo malhas de 30 µm a mais de abertura a cada 10 dias de 
cultivo. Ou seja, no 1º manejo as telas iniciais foram substituídas por 150, 
180 e 210 µm, no 2º para 180, 210 e 240 µm, por fim o 3º manejo foram 
substituídas por telas de 210, 240 e 270 µm, respectivamente até 
completarem os 40 dias de experimento (exceto para primeiro 
experimento, no qual as trocas foram somente de 120, 180 e 210 µm para 
todas as unidades experimentais) (Tabela 1). Este procedimento para a 
troca das telas foi realizado próximos à unidade de cultivo no mar com 
auxílio de uma embarcação. As caixas eram retiradas do local de fixação 
e transferidas gradualmente para caixas de água marinhas acomodadas 
dentro do barco. Após a abertura da caixa o par de coletores alocados no 
seu interior era transferido manualmente para outra unidade experimental, 
43 
 
movimentos suaves com uma escova e jatos de água foram realizados na 
superfície das caixas para retirar possíveis indivíduos assentados. 
 
Tabela 1 – Abertura de malha das telas utilizadas ao longo do cultivo nas unidades 
experimentais do mar. 
 Dias de cultivo 
Conjuto de telas (µm) 1 10 20 30 
A* 120 150 180 210 
B 150 180 210 240 
C 180 210 240 270 
 *Experimento I, recebeu somente este conjunto de telas. 
 
2.4.2 Assentamento em laboratório 
 
 O sistema de cultivo utilizado para o assentamento dos animais 
em laboratório foi o método estático com troca parcial diária de 70% água 
marinha (salinidade 35 psu, filtrada a 1 μm e esterilizada por radiação de 
luz U.V). Como unidades de cultivo, foram utilizados recipientes de 
volume de 20 L, contendo no seu interior 2 coletores de Netlon® 
submersos. A aeração fornecida foi através de uma pedra porosa 
introduzida com um lastro de cerâmica fixado com uma presilha junto aos 
coletores, evitando a flutuação. A cada 24 horas, estas unidades eram 
esgotadas manualmente, transbordando por ação da gravidade dentro de 
uma peneira com abertura de 90 μm. Os indivíduos retidos eram alocados 
novamente para sua mesma unidade, ao mesmo tempo em que eram 
completados novamente com água marinha. 
 As larvas oriundas dos tratamentos de transporte (materiais 
umedecidos e submersos) foram povoadas numa densidade de 1 
(larva/ml-1), na proporção 10 mil para cada coletor, mantidos em 5 
repetições para cada tratamento. A oferta de alimento, foi ministrada uma 
vez ao dia, com uma mistura de microalgas composta com 25% 
Chaetoceros muelleri, 25% Chaetoceros calcitrans, 25% Isochysis 
galbana e 25% de Pavlova lutheri, na concentração de (3 x 104 
células\mL-1) (no início do assentamento) e até (20 x 104 células\mL-1) 
(no final do assentamento) (Tabela 2). 
 
 
 
44 
 
Tabela 2 - Concentração (x104cél/mL-1) de microalgas ofertadas para as pré-
sementes de vieiras N. nodosus durante a fase de assentamento em laboratório. 
 
 
 
2.4.3 Avaliações de sobrevivência e crescimento 
 
 O destacamento das pré-sementes foi realizado com, 
aproximadamente, 40 dias após o assentamento, em todas as unidades 
experimentais mantidas no mar, em laboratório e no controle. O 
destacamento foi realizado com auxílio de pincéis com cerdas Vonder® 
em recipientes contendo água do mar filtrada e esterilizada (U.V). Para 
quantificar a taxa de sobrevivência (percentual de pré-sementes 
recuperadas vivas em relação ao número de larvas inicialmente 
povoadas), foi feito um volume total dos animais com uma proveta 
graduada, após o registro do volume total encontrado foi transferido uma 
amostra para outra proveta até completar 1 mL, a partir do número de 
animais encontrado neste volume foi realizada uma estimativa do total de 
indivíduos. As medidas de crescimento em comprimento e altura (mm) 
conforme Galtsoff (1964) foram avaliadas através de amostras contendo 
20 indivíduos por repetições, totalizando 100 indivíduos por tratamento 
(controle, úmido e submerso). Foram concentradas em um tubo 
eppendorf®, fixada em formol4%, transferida para uma câmara de 
Sedgwick-Rafter® para serem medidas com o auxílio de um 
estereomicroscópio binocular LEICA®, em uma câmara de Sedgwick-
Rafter® e do software LAS EZ 2.0.0®. 
 
 
Dias 
Pavlova 
sp 
Isochrysis 
galbana 
Chaetoceros 
calcitrans 
Chaetoceros 
muelleri 
Concentração total 
(x104cél/mL-1) 
0 0,75 0,75 0,75 0,75 3 
1 - 3 0,82 0,82 0,82 0,82 3,3 
4 - 6 0,87 0,87 0,87 0,87 3,5 
7 - 8 1,25 1,25 1,25 1,25 5 
9 - 11 1,75 1,75 1,75 1,75 7 
12 - 16 2,5 2,5 2,5 2,5 10 
17 - 18 3 3 3 3 12 
19 - 26 4 4 4 4 16 
27 - 40 5 5 5 5 20 
45 
 
2.4.4 Consumo de microalgas 
 
 Contagens diárias de microalgas foram realizadas momento 
antes da renovação dos recipientes de assentamento no CEMAR. Cerca 
de 20 mL eram coletados em uma unidade de cada tratamento de forma 
aleatória. As amostras eram fixadas com formol 4%, e uma alíquota foi 
transferida para uma câmara de Neubauer®, contadas com o auxílio de 
um microscópio ótico LEICA®. 
 
2.5 Análises estatísticas 
 
 Os dados de crescimento foram analisados através de análise de 
variância (ANOVA), seguido por teste Tukey de separação de médias, 
quando se verificou diferenças entre os tratamentos pelo ANOVA. Os 
dados de sobrevivência foram analizados através do teste de Kruskal-
Wallis. As análises foram realizadas utilizando-se o pacote 
computacional SAS® (2003). 
 
2.6 Parâmetros de qualidade de água 
 
 Durante o período de assentamento em laboratório foram 
observados os parâmetros de temperatura e salinidade diariamente pela 
manhã, através do termômetro analógico de imersão Incoterm® e o 
refratômetro portátil Kasvi®, respectivamente. 
 No mar foram realizadas coletas de água na superfície e dentro 
das caixas de assentamento, a cada 72 horas, para analises de clorofila-a, 
material particulado em suspensão (MPS) e salinidade. Para amostrar 
estes parâmetros dentro das unidades de assentamento foram 
confeccionadas caixas extras de coletas, semelhantes às que receberam as 
larvas, possuíam torneira acoplada a sua estrutura lateral para drenagem 
da água do seu interior. Estas unidades obedeceram às ordens de trocas 
de telas descritas no manejo do assentamento no mar. As amostras foram 
recolhidas com um frasco de polipropileno de 5 L através da gravidade 
após o erguimento das caixas verticalmente. Após este procedimento 
foram levadas para o laboratório CEMAR para a filtração com auxílio de 
uma bomba a vácuo. Os filtros para análise de MPS e Clorofila-a foram 
congeladas e posteriormente analisadas no Laboratório de Oceanografia 
Química e Poluição Marinha do CTTMAR – UNIVALI, seguindo as 
recomendações descritas por APHA/AWWA/WEF (2005). 
46 
 
 A temperatura foi aferida ao longo de todos os experimentos com 
a instalação do aparelho digital TID-BIT Hobo®. A salinidade foi 
registrada pelo refratômetro portátil Kasvi ®. 
 
3 Resultados 
 
3.1 Transporte 
 
3.1.1 Temperatura e Sobrevivência 
 
 As temperaturas (média ± desvio padrão) no interior das caixas 
isotérmicas, utilizadas no transporte das larvas durante o percurso foram 
de 23,3 ± 2,3ºC, 22,1 ± 1,8ºC e 24,3 ± 2,6 ºC, respectivamente, para os 
experimentos I, II e III. 
 Os percentuais de larvas vivas após o transporte nos 
experimentos I, II, III foram de 91,7 ± 8,2%, 91,3 ± 9% e 95,1 ± 6,4% 
para larvas embaladas em meio úmido e 89,5 ± 7,1%, 86,4 ± 11, e 94,2 ± 
6,7% para os indivíduos embalados em meio submerso. Não houve 
diferenças estatísticas (p<0,05%) na recuperação de larvas entre os 
tratamentos imediatamente após o transporte (Figura 1). 
 
 
 
Figura 1- Média ± desvio padrão da sobrevivência em (%) de larvas de vieras N. 
nodosus após o transporte em meio úmidos e submersos nos experimentos I, II e 
III. 
 
 
 
 
80
85
90
95
100
105
Exp I Exp II Exp III
S
o
b
re
v
iv
ên
ci
a
 
(%
)
Úmido
Submerso
47 
 
3.2 Assentamento 
 
3.2.1 Parâmetros de qualidade de água 
 
 Os valores de temperaturas (média ± desvio padrão) variaram de 
17,9 ± 1,9ºC (na água dos recipientes de assentamento do tratamento 
CEMAR (úmido e submerso) no experimento II) a 23,9 ± 1,0ºC (nos 
recipientes de assentamento do tratamento controle no experimento III). 
Os valores de salinidade (média ± desvio padrão) observados no 
tratamento controle, no CEMAR (após transporte) e a salinidade no mar 
(a 50 cm de profundidade) nos três experimentos varariram de 34 ± 0,7 
(salinidade da água do mar, experimento I) a 35,9 ± 0,7 (no laboratório 
da CEMAR), experimento III (Figura 2). 
 Os registros de material particulado em suspensão (MPS) em 
mg/L (média ± desvio padrão) encontrados para água do mar superficial 
e dentro das caixas de assentamento nos três experimentos variaram entre 
25,4 ± 11 (superficial do mar, no experimento II) a 47,4 ±10,3 (superficial 
do mar, no experimento III). A amplitude de clorofila-a em µg/L (média 
± desvio padrão) registrados para a água superficial e dentro das unidades 
de cultivo do mar foram de 4,6 ±3,1 (na caixa de coleta A) no experimento 
I e 7,4 ±3,7 (caixa de coleta A) do experimento II (Tabela 3). 
 
Tabela 3 - Média ± desvio padrão dos valores de clorofila-a (µg/L) e material 
particulado em suspensão (MPS) (mg/L) das amostras das caixas de coleta A 
(telas de 120-150-180-210 µm), B (telas de 150-180-210-240 µm), C (telas de 
180-210-240-270 µm) e Mar (superficial). 
 
Experimentos 
Local da 
coleta 
Clorofila-a 
(µg/L) 
MPS 
(mg/L) 
I 
Caixa A 4,6 ± 3,1 31,1 ± 13 
Mar 5,5 ± 3,6 27,4 ± 10,6 
II 
Caixa A 7,4 ± 3,7 32,2 ± 10,9 
Caixa B 5,1 ± 3,7 28,8 ± 1,5 
Caixa C 6,4 ± 2,7 34,3 ± 23,7 
Mar 6,5 ± 4 25,4 ± 11 
III 
Caixa A 5,8 ± 4,9 32,8 ± 16,4 
Caixa B 5,9 ± 2,8 44,2 ± 10,7 
Caixa C 5,6 ± 4,1 37 ± 10,6 
 Mar 5,4 ± 3,2 47,4 ± 10,3 
 
 
48 
 
 
 
 
Figura 2 – Médias semanais de temperatura (ºC) e salinidade (psu), registrados 
para os experimentos I (Fig. A e D), II (Fig. B e E) e III (Fig. C e F) 
 
3.2.2 Sobrevivência e crescimento de pré-sementes 
 
 As taxas de pré-sementes vivas (média ± desvio padrão) nos 
assentamentos variou de 0,4 ± 0,25%, no tratamento úmido a 27,4 ± 
7,39%, no controle, ambas do experimento III. Houve diferença 
significativa (p<0,05) na taxa de pré-sementes assentadas no experimento 
I, sendo que o tratamento controle (20,6 ± 5,8%,) e submerso (13,5 ± 
10,1%) foram superiores ao úmido (3,3 ± 2,2%). No experimento II, o 
tratamento submerso (4,6 ± 2,3%) foi superior ao úmido (1,2 ± 1,7%) e 
igual ao controle (1,8 ± 2,4%). O tratamento controle (27,4 ± 7,39%) foi 
superior ao submerso (1,81 ± 0,96%) e o úmido (0,4 ± 0,25%) no 
experimento III. 
 
17
22
27
1 2 3 4 5 6
T
e
m
p
e
r
a
tu
r
a
 (
ºC
)
Semanas de assentamento
A
Laboratório Mar Controle
30
32
34
36
38
1 2 3 4 5 6
S
a
li
n
id
a
d
e 
(p
su
)
Semanas de assentamento
D
Laboratório Mar Controle
12
17
22
1 2 3 4 5 6
T
e
m
p
e
r
a
tu
r
a
 (
ºC
)
Semanas de assentamento
B
Laboratório Mar Controle
30
32
34
36
38
1 2 3 4 5 6
S
a
li
n
id
a
d
e
 (
p
su
)
Semanas de assentamento
E
Laboraório Mar Controle
19
24
29
1 2 3 4 5 6
T
e
m
p
e
r
a
tu
r
a
(º
C
)
Semanas de assentamento
C
Laboratório Mar Controle
30
32
34
36
38
1 2 3 4 5 6
S
a
li
n
id
a
d
e
 (
p
su
)
Semanas de assentamento
F
Mar Controle Laboratório
49 
 
 
 
Figura 3- Média ± desvio padrão da sobrevivência de pré-sementes de vieiras N. 
nodosus, depois de 40 dias de cultivo e submetidas aos tratamentos de transporte 
úmido, submerso e tratamento controle nos experimentos I, II e III. Letras 
diferentes indicam diferenças estatísticas (p<0,05) entre os tratamentos de cada 
experimento pelo teste de Tukey. 
 
 O tamanho inicial em comprimento e altura (média ± desvio 
padrão) das larvas nos experimentos, I, II e III foram 191 ± 18,3 µm e 
178,1 ± 10,8 µm, 176,1 ± 10,9 µm e 198,3 ± 14,7 µm e 164 ± 11,9 µm e 
181 ± 16,6 µm. 
 O comprimento após 40dias de cultivo (média ± desvio padrão) 
das pré-sementes dos tratamentos controle, úmido e submerso foram de 
1,47 ± 0,36 mm, 1,53 ± 0,39 mm e 1,81 ±0,39 mm; 0,53 ± 0,3 mm, 0,49 
± 0,9 mm e 0,62 ± 0,23 mm e 1,36 ± 0,26 mm, 1,5 ± 0,42 mm e 1,56 ± 
0,37 mm, respectivamente, para os experimentos I, II e III. As analises 
estatísticas demostraram que o tratamento submerso do experimento I foi 
superior (p<0,05) aos demais em relação em relação ao crescimento em 
comprimento das pré-sementes (Figura 4). 
 
a
ab
a
b
b
b
a
a
b
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Exp I Exp II Exp III
S
o
b
re
v
iv
ên
ci
a
 (
%
)
Controle
Úmido
Submerso
50 
 
 
 
Figura 4- Média ± desvio padrão do crescimento em comprimento (mm) das pré-
sementes de vieiras N. nodosus, após 40 dias de cultivo, entre os tratamentos 
controle, úmido e submerso nos experimentos I, II e III. Letras diferentes indicam 
diferenças estatísticas (P<0,05) entre os tratamentos de cada experimento pelo 
teste de Tukey. 
 
 O crescimento final em altura (média ± desvio padrão) das pré-
sementes de vieiras, após 40 dias de cultivo, para os tratamentos controle, 
úmido e submerso foram de 1,68 ± 0,37 mm, 1,65 ± 0,47 mm e 1,89 ± 
0,45 mm; 0,52 ± 0,23 mm, 0,5 ± 0,15 mm e 0,6 ± 0,29 mm;1,46 ± 0,24 
mm, 1,48 ± 0,43 mm e 1,56 ± 0,37 mm, respectivamente, para os 
experimentos I, II e III. Apenas o tratamento submerso do experimento I 
foi superior aos demais em (p<0,05%) (Figura 5). 
 
b
b
a
0
0,5
1
1,5
2
2,5
Exp I Exp II Exp III
C
o
m
p
ri
m
en
to
 (
m
m
)
Controle
Úmido
Submerso
51 
 
 
 
Figura 5- Média ± desvio padrão do crescimento final em altura (mm) das pré-
sementes de vieiras N.nodosus após 40 dias de assentamento, nos tratamentos 
controle, úmido e submerso, nos experimentos I, II e III. As letras indicam 
diferenças estatísticas (p<0,05%) entre os tratamentos de cada experimento pelo 
teste de Tukey. 
 
 Ao observarem os valores do crescimento médio em 
comprimento e altura (µm/dia) das vieiras, durante os 40 dias de 
assentamento (Tabela 5), nota-se uma variação entre o menor crescimento 
em comprimento (7,5 µm/dia) e altura (8,1 µm/dia) para o tratamento 
úmido do segundo experimento, ao maior valor registrado em 
comprimento (41,4 µm/dia) e altura (42,4 µm/dia) no tratamento 
submerso do primeiro experimento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
b b
a
0
0,5
1
1,5
2
2,5
Exp I ExpII Exp III
A
lt
u
ra
 f
in
a
l 
(m
m
)
Controle
Úmido
Submerso
52 
 
Tabela 4 - Valores do crescimento médio das vieiras em comprimento (mm) e 
altura (mm) por dia de cultivo em micrometros (µm/dia) nos tratamentos controle, 
úmido e submerso, durante os 40 dias de cultivo, nos experimentos I, II e III. 
 
Variáveis (mm) Tratamento Exp I Exp II Exp III 
Comprimento 
Controle 32,9 8,5 29,6 
Úmido 34,4 7,5 33,1 
Submerso 41,4 10,7 34,6 
Altura 
Controle 37,1 8,6 31,6 
Úmido 36,4 8,1 32,1 
Submerso 42,4 10,6 34,1 
 
3.2.3 Consumo de alimento 
 
 Pelos registros de entrada (concentração de microalgas fornecida 
em dose única a cada 24 horas) de saída (a concentração de alimento que 
sobraram nos recipientes de cultivo após 24 horas da oferta de alimento) 
e consumo (a possível concentração de algas ingeridas pelas pré-) 
observa-se que ao longo dos períodos experimentais sempre houve sobras 
de alimentos nas unidades experimentais, indicando que a disponibilidade 
de alimento, possivelmente, não foi um limitante para o crescimento e 
sobrevivência dos animais (Tabela 5). 
 
53 
 
Tabela 5 - Valor médio semanal da entrada, saída e consumo da concentração de 
alimento nos tanques de cultivo (x104células. mL-1), dos tratamentos úmido e 
submerso nos três experimentos. 
 
Experimento I 
Tratamento 
Con.(x104 
cel.mL-1) 
Semana 
1ª 2ª 3ª 4ª 5ª 6ª 
Úmido 
Entrada 4,7 8,1 11,4 16,6 20 20 
Saída 1 1,8 2,6 5,3 4,9 4,6 
Consumo 3,7 6,3 8,8 11,3 15,1 15,4 
Submerso 
Entrada 4,7 8,1 11,4 16,6 20 20 
Saída 0,8 2,6 3,4 5,6 5,2 4,3 
Consumo 3,9 5,5 8 11 14,8 15,7 
Experimento II 
Tratamento 
Conc(x104 
cel.mL-1) 
Semana 
1ª 2ª 3ª 4ª 5ª 6ª 
Úmido 
Entrada 4,7 8,1 11,4 16,6 20 20 
Saída 0,51 0,97 2,2 4,26 4,44 5,12 
Consumo 4,19 7,13 9,2 12,3 15,56 14,9 
Submerso 
Entrada 4,7 8,1 11,4 16,6 20 20 
Saída 0,56 0,94 2,29 5,03 5,12 4,9 
Consumo 4,14 7,16 9,11 11,6 14,88 15,1 
Experimento III 
Tratamento 
Conc(x104 
cel.mL-1) 
Semana 
1ª 2ª 3ª 4ª 5ª 6ª 
Úmido 
Entrada 4,7 8,1 11,4 16,6 20 20 
Saída 2,04 4,74 6,59 5,61 6,25 6,92 
Consumo 2,66 3,36 4,81 11 13,75 13,1 
Submerso 
Entrada 4,7 8,1 11,4 16,6 20 20 
Saída 1,39 5,52 5,06 4,5 5,63 7,38 
Consumo 3,31 2,58 6,34 12,1 14,37 12,6 
 
 
54 
 
4 Discussão 
 
 A produção de vieiras em laboratórios (´´hatcheries``) permite o 
fornecimento regular de sementes para os produtores ao longo do ano 
(URIARTE et al., 2001), principalmente em regiões, em que não é 
possível a captação de formas jovens no ambiente natural (MAZÓN-
SUÁSTEGUI et al., 2011). O domínio da produção de sementes em 
laboratórios foi desenvolvido ao longo dos anos para diferentes espécies 
de pectinídeos em distintos continentes (ROMÁN et al., 2001). 
Entretanto, o assentamento larval, ainda é uma etapa crítica de cultivo 
podendo causar elevadas mortalidades (BOURNE e HODGSON, 1991). 
 Nos três experimentos realizados, em laboratório, a taxa de 
assentamento variou entre 0,4 a 27,4% (Figura 3). Esta amplitude é 
frequentemente observada em estudos com cultivo pós-larval de 
pectinídeos, como os obtidos por Zanette et al. (2009), testando diferentes 
coletores vegetais e artificias como substrato de assentamento para larvas 
com diferentes idades. Os autores obteveram taxas de assentamento de 
pré-sementes de Nodipecten nodosus entre 0,04 a 65,92%. Da mesma 
forma Carvalho et al. (2013), analisando fatores que afetam a produção 
em laboratório notaram uma variação entre 2 a 88% de larvas assentadas 
para a mesma espécie. Em estudos de Sarkis et al. (2006), com a espécie 
de Argopecten gibbus (Linnaeus, 1758), comparando sistemas e 
densidades de cultivo, observou-se entre 10 a 35% de assentamento. Esta 
variação também foi encontrada por Avedaño-herrera et al. (2002), 
experimentando biopeliculas bacterianas no cultivo pós-larval de 
Argopecten purpuratos (Lamarck, 1819), alcançando taxas de 6,31 a 
24,94% de larvas assentadas. Resultados semelhantes foram encontrados 
por De La Roche et al. (2005), trabalhando com diversos substratos para 
assentamento da espécie de Chlamys varia (Linnaeus, 1758), os quais 
observaram uma sobrevivência de 17,7 a 32,3%. Neste sentido, dados 
sobre a produção comercial de moluscos no laboratório Francês 
(IFREMER), utilizando protocolos padrão de cultivo, após 3 semanas de 
assentamento, a taxa de pré-sementes assentadas da espécie Pecten 
maximus (Linnaeus, 1758) variou entre 30 a 60% (ROBERT e GERARD, 
1999). Robert et al. (1994) encontraram uma variação de 11,8 a 20,8% 
para a espécie de Patinopecten yessoensis. 
 Com relação aos resultados do presente estudo, o maior valor 
encontrado para a taxa de assentamento das pré-sementes após 40 dias de 
cultivo nos tratamentos mantidos em laboratório (CEMAR-UNIVALI), 
ou seja, larvas transportadas e assentadas em sistema remoto foi no 
primeiro experimento e no tratamento submerso com 13,5%, sendo este 
https://en.wikipedia.org/wiki/Carl_Linnaeus
https://en.wikipedia.org/wiki/10th_edition_of_Systema_Naturae
https://en.wikipedia.org/wiki/Carl_Linnaeus
https://en.wikipedia.org/wiki/10th_edition_of_Systema_Naturae
55 
 
tratamento superior aos demais (p<0,05). Apesar de não termos 
observado resultados de recuperação de pré-sementes de vieiras 
superiores aos descritos na literatura, nosso estudo foi o primeiro registro 
de assentamento para larvas de pectinídeos assentadas distantes do local 
de reprodução no Brasil. As taxas de assentamento obtidas no presente 
estudo foram inferiores