Coleta Transporte Conservacao de Amostras

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07/01/2019 Minha Biblioteca: Ciências Farmacêuticas - Toxicologia Analítica, 2ª edição
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Capítulo 4
Coleta, Transporte e Conservação de Amostras
Edna Maria Alvarez Leite
Introdução
As análises toxicológicas englobam uma grande variedade de determinações envolvendo incontáveis xenobióticos
e inúmeras amostras, biológicas ou não. Em geral, essas análises são realizadas em alíquotas de amostras coletadas;
no  entanto,  em  alguns  casos  (p.  ex.,  em  certas  análises  com  finalidade  forense),  a  amostra  total  obtida  pode  ser
utilizada.
Sabe­se  que  a  concentração  de  um  analito  em  uma  amostra  pode  ser  alterada  durante  a  coleta,  transporte  e
conservação  (armazenamento)  da  mesma,  caso  essas  etapas  pré­analíticas  não  sejam  realizadas  de  maneira
adequada. Condições como o anticoagulante usado em amostras de sangue, o material dos recipientes utilizados para
coleta  e  armazenamento  e  o  uso  de  conservantes  ou  de  diluentes  durante  as  etapas  devem  ser  cuidadosamente
selecionados  de modo  a  não  contribuir  para  a  variabilidade  analítica. É  certo  que  uma  amostragem,  incluindo  as
etapas  de  coleta,  transporte  e  armazenamento,  quando  adequadamente  realizada,  tem  papel  essencial  para  a
confiabilidade do resultado analítico e contribui, de maneira efetiva, para que a  incerteza associada à medida seja
minimizada. Em outras palavras, a confiança em um resultado analítico  final depende de uma correta e adequada
amostragem;  essa  dependência  se  tornou  maior  à  medida  que  o  desempenho  dos  métodos  foi  aumentando,
diminuindo a exigência de uso de grandes quantidades de amostra para uma análise.1–3
Embora existam alguns setores ou organismos nacionais e internacionais que padronizam e divulgam protocolos
referentes às medidas apropriadas para se obterem, armazenarem e transportarem amostras analíticas, a experiência
prática de cada analista é essencial, frente à grande variedade de analitos e tipos de amostras existentes. A coleta e o
manuseio adequado das amostras, para cada análise ou para um grupo de análises, exigem, portanto, a presença e a
coordenação de alguém experiente ou especialmente treinado para esse tipo de realização.
A maior parte das análises toxicológicas tem sua amostragem realizada fora do laboratório de toxicologia. Assim,
quando o  responsável pela amostragem não apresentar  as  condições necessárias para essa atividade, o  laboratório
deverá fornecer assistência prática, no sentido de tornar essas condições pré­analíticas as mais adequadas possíveis.
No presente capítulo, serão apresentadas algumas medidas práticas que possibilitarão uma amostragem apropriada
à  realização  de  alguns  tipos  de  análises  toxicológicas.  Serão  enfocadas  condições  gerais  para  coleta,  transporte  e
conservação de amostras biológicas (p. ex., urina, sangue, ar expirado, cabelo) utilizadas nas análises toxicológicas
com finalidade forense, de diagnóstico de intoxicações alimentares e de avaliação da exposição ocupacional. Além
disso, informações referentes à amostragem e ao manuseio de amostras de água serão apresentadas neste capítulo.
Amostras biológicas
Toxicologia ocupacional
A amostragem biológica para fins de monitoramento ocupacional representa um momento crítico para a exatidão
e  a  confiabilidade  dos  resultados  analíticos.  Sabe­se  que  algumas  das  maiores  fontes  de  erro  nas  análises
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toxicológicas  ocupacionais  decorrem  de  contaminações/decomposições  das  amostras  coletadas  e  dos  equívocos
ocorridos na escolha da matriz a ser analisada, no horário da coleta, no transporte e na conservação das amostras.
Para a realização de um monitoramento biológico de exposição ocupacional, além dos cuidados inerentes a todas
as  análises  toxicológicas,  é  recomendado  o  estabelecimento  de  uma  estratégia  prévia  de  amostragem,  com  a
determinação  de  quantos  trabalhadores  devem  ser  monitorados,  levando­se  em  consideração,  basicamente,  o
tamanho do setor ocupacional, o tipo de exposição dos trabalhadores, os agentes presentes no meio e o biomarcador
a ser analisado. Como medida de segurança para o laboratório e instrumento de auxílio na interpretação clínica dos
resultados  analíticos,  recomenda­se  também  que,  antes  da  etapa  de  amostragem,  os  trabalhadores  selecionados
preencham  um  protocolo  toxicológico  contendo  seus  históricos  ocupacionais  e  algumas  características  e  hábitos
individuais (p. ex., dieta, tabagismo, consumo de bebidas alcoólicas e refrigerantes, uso de medicamentos, existência
de alterações clínicas, entre outras). Além disso, nesse protocolo, devem constar dados referentes à coleta da amostra
(data, horário, volume coletado etc.).4
Na maioria  das vezes,  as  etapas pré­analíticas  para  as  análises  toxicológicas ocupacionais  são direcionadas  em
função das características  físico­químicas e cinéticas dos biomarcadores a  serem analisados  (tipo e quantidade de
amostra, horário da coleta, utilização de conservantes e anticoagulantes). Existem, no entanto, medidas gerais que
devem  ser  implantadas  para  a  coleta,  armazenamento  e  transporte  das  amostras  biológicas  ocupacionais,  e  serão
mencionadas a seguir.1–6
Urina
Amostras spot de urina, ou seja, aquelas coletadas em um dado período do dia (representam, em média, a urina
excretada na bexiga nas 2 a 4 h anteriores) são as mais indicadas para a análise dos biomarcadores. Apenas em casos
excepcionais, por exemplo, quando o resultado analítico é questionado ou o valor do indicador biológico encontrado
está  muito  próximo  (patamar  superior  ou  inferior)  do  índice  biológico  máximo  permitido  (IBMP),  pode  ser
empregado  o  exame  de  urina  de  24  horas.  Nesse  caso  é  necessária  a  conscientização  do  trabalhador  sobre  a
importância de se coletar toda a urina produzida no dia.
É necessário  que os  frascos  utilizados  para  a  coleta  das  amostras  de  urina  sejam de  tamanho  adequado para  o
volume de amostra exigido pela análise, estejam devidamente limpos e contenham o conservante apropriado, quando
for o caso.
A  escolha  do  frasco  apropriado  para  a  coleta  da  amostra,  se  de  plástico  ou  vidro,  por  exemplo,  exige  o
conhecimento das características  físico­químicas dos analitos a serem determinados. De maneira geral, podem ser
utilizados os frascos de plástico apropriados adquiridos no comércio; no entanto, em alguns casos, esses frascos são
inadequados como, por exemplo, na determinação do tolueno inalterado, que exige recipientes de vidro âmbar.
Os frascos que forem adquiridos no comércio não devem permanecer sem uso por mais de 6 meses.
A  contaminação  das  amostras  de  urina  pode  ocorrer  em  diferentes  períodos  da  amostragem,  como  coleta,
armazenamento, transporte e durante a análise laboratorial; cuidados especiais devem ser tomados para evitar essa
contaminação.
As amostras devem ser coletadas fora do local de trabalho, sob a supervisão de pessoal técnico habilitado. Antes
da  coleta  de  suas  amostras  urinárias,  os  trabalhadores  não  deverão  estar  vestindo  suas  roupas  de  trabalho;
recomenda­se  que  os mesmos  lavem  as mãos  e  o  orifício  uretral  antes  da  coleta  (o  banho  completo  é  a medida
preferencial, quando possível) e desprezem o primeiro jato de urina antes de recolher a amostra.
Após  a  coleta,  os  frascos  com  as  amostras  devem  ser  transportados  em bolsas/caixas  térmicas  hermeticamente
fechadas à temperatura interna de 4°C, no máximo.
O horário da coleta é determinado pela cinética do xenobiótico a ser analisado; em muitos casos, recomenda­se
coletar a amostra ao final da jornada de trabalho ou nas 3 h finaisda mencionada jornada.
O volume coletado deve ser suficiente para a realização das análises desejadas; um volume aproximado de 50 mℓ
costuma ser suficiente. É importante destacar que, nos casos de análise de substâncias voláteis, o volume coletado
deverá preencher todo o espaço interno dos frascos, evitando a possível perda por volatilização do analito decorrente
da  existência  de  espaço morto  (vazio)  na  parte  superior  do  frasco.  Nesses  casos,  recomenda­se  coletar  volumes
menores de urina (15 a 20 mℓ). Esses frascos não deverão ser abertos até o momento da análise.
Sangue
Alguns cuidados especiais devem ser tomados, quando a amostra biológica a ser coletada é o sangue.
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A  coleta  de  sangue  deve  ser  realizada  por  um  profissional  capacitado  para  isso:  flebotomista,  enfermeiro  do
trabalho, paramédico e médico do trabalho são os mais recomendados.
A pele, no local da coleta, deverá ser limpa (o ideal seria que o trabalhador tomasse um banho completo antes da
amostragem).  Eventualmente  em  alguns  casos,  como  por  exemplo,  na  coleta  de  sangue  para  a  determinação  de
baixas  concentrações de chumbo, pode  ser  indicada  limpeza mais  específica da pele  com solução diluída de HCl
puríssimo (0,1 mol/ℓ), seguida de limpeza com etanol e água desionizada.
O trabalhador deverá permanecer sentado antes da punção venosa por aproximadamente 15 min, de modo a evitar
a hemoconcentração que ocorre quando os indivíduos se encontram de pé, ou a hemodiluição que se instala como
resultado de atividade física, mesmo que pequena. O uso de torniquete ou outro mecanismo capaz de provocar estase
sanguínea no local deve ser evitado, ou utilizado o mais breve possível, uma vez que esses mecanismos resultam em
hemoconcentração.
Um ponto crítico da amostragem sanguínea é o uso de anticoagulante, quando necessário. O tipo e a quantidade de
anticoagulante utilizado devem ser escolhidos em função do biomarcador a ser analisado, sua possível concentração
e  o  tempo de  conservação  da  amostra. Assim,  por  exemplo,  a  heparina,  que  tem poder  anticoagulante  de  apenas
alguns dias, não deve ser utilizada se as amostras forem analisadas mais  tardiamente. Apesar disso, em termos de
risco de contaminação das amostras sanguíneas, especialmente aquelas utilizadas na determinação de metais como
chumbo e cádmio, por exemplo, o uso da heparina apresenta­se mais adequado do que o de outros anticoagulantes
como oxalato e fluoreto de sódio. O citrato de sódio e o EDTA (ácido etilenodiaminotetracético), por apresentarem
ação  quelante,  podem  interferir  com  uma  série  de  determinações  químicas.  Além  disso,  o  EDTA  pode  produzir
diminuição no volume de eritrócitos e, consequentemente, modificar a concentração de alguns analitos.
O uso de  tubos de coleta a vácuo é, atualmente, a maneira mais comum para se coletarem amostras de sangue,
mas  são  essenciais  alguns  cuidados  na  seleção  do  tipo  de  tubo  a  ser  utilizado,  não  apenas  pela  questão  do
anticoagulante presente, mas também porque o material liberado pelas tampas de alguns desses tubos pode interferir
na análise. É necessário tomar todo o cuidado possível, para não ocorrer hemólise da amostra coletada. Quando as
amostras desejadas forem o soro ou o plasma, as separações dos componentes celulares do sangue devem ocorrer o
mais rapidamente possível.
Nas situações em que a coleta de sangue é realizada pelo método tradicional, com agulha e seringa, é necessário
avaliar o tipo de agulha usada, uma vez que as de aço, por exemplo, podem conter  traços de metais como níquel,
cromo, manganês e cobalto.
Ar expirado
O interesse na utilização do ar expirado como amostra biológica, no monitoramento ocupacional de compostos
voláteis, vem crescendo gradativamente, basicamente por ser um método não  invasivo e  refletir adequadamente a
concentração  sanguínea  do  composto  de  interesse.  A  utilização  dessa  amostra,  no  entanto,  apresenta  algumas
dificuldades, tais como: pequena concentração dos xenobióticos na amostra, exigindo
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técnicas analíticas de maior sensibilidade; meia­vida curta de alguns compostos no ar expirado,
obrigando a realização da coleta em tempo bem estabelecido após a exposição; grande quantidade de
vapor de água que funcionará como interferente na coleta e a técnica utilizada para a coleta do ar
expirado.
Diferentes opções para diminuir a interferência da presença dos vapores de água no ar expirado são encontradas
na  literatura  e,  assim,  o  laboratório  ou  o  organismo  responsável  pela  obtenção  da  amostra,  antes  de  coletar  o  ar
expirado,  deverá  selecionar  o  tipo  de  equipamento  a  ser  utilizado  na  amostragem.7  Além  disso,  é  necessário
determinar o momento para se obter a amostra, considerando a cinética do analito, a duração e a técnica de coleta do
ar expirado em função da fisiologia respiratória.8
Um dispositivo bastante  simples,  denominado BSC  (Breath Single Canister),9  para  a  coleta do ar  expirado,  foi
validado nos anos 1990 pela USEPA – U.S. Environmental Protection Agency,  sendo ainda bastante utilizado em
laboratórios norte­americanos. O frasco coletor (canister) apresenta­se com o formato de um pequeno botijão de aço
inoxidável,  geralmente  com  capacidade  de  1  ℓ ,  contendo  uma  válvula  regulável  na  parte  lateral  superior  e  uma
pequena  peça  descartável  de  Teflon®  (tubo),  em  sua  parte  superior,  por  onde  será  coletado  o  ar  expirado.  A
superfície interna do frasco deve estar neutralizada, empregando­se normalmente para isso uma técnica de polimento
eletrolítico.  O  indivíduo  deve  coletar  sua  amostra  fechando  seus  lábios  sobre  o  tubo  de  Teflon®  e,  em  seguida,
vedando o nariz com a mão. Ao final de uma expiração, ou seja, quando o volume corrente de ar (aproximadamente
500 mℓ) tiver sido eliminado, o indivíduo deve abrir a válvula do frasco e continuar a expirar, coletando, assim, o ar
alveolar. Um diagrama desse sistema de coleta pode ser encontrado no trabalho de Pleil e Lindstrom (1997).9
Esse  equipamento  está  disponível  no  comércio  e  possibilita  a  coleta  de  ar  expirado  por meio  de  um  processo
simples  e  fácil.  Sua  grande  limitação,  para  a  maioria  dos  laboratórios  toxicológicos  em  termos  nacionais,  é  a
necessidade de acoplamento de dispositivos especiais, normalmente aos cromatógrafos a gás em que serão realizadas
as análises, para a retirada, em condições criogênicas, da alíquota da amostra coletada que será injetada dentro da
coluna cromatográfica.
Várias  outras  técnicas  de  coleta  do  ar  expirado  são  encontradas  na  literatura,  algumas  utilizando  captação  dos
analitos em sorventes específicos, outras empregando a técnica de extração em fase sólida (SPE) ou a microextração
em fase sólida (SPME).
Pawliszyn (1997)10 propôs o uso de dois métodos de amostragem utilizando­se SPME, um passivo e outro ativo.
Na  técnica  denominada  passiva,  o  ar  exalado  é  coletado  inicialmente  em  um  tipo  de  amostrador  (p.  ex.,  bolsas
plásticas) e somente depois dessa coleta o analito será extraído pela SPME. Na amostragem ativa, a coleta é feita na
própria fibra de microextração, empregando­se para isso uma adaptação no dispositivo SPME. Para tanto, um tubo
de  Teflon®,  pelo  qual  será  expirado  o  ar  alveolar,  passa  a  recobrir  a  fibra  do  dispositivo  que,  quando  exposta,
extrairá o analito de interesse. Para cada composto específico, é necessário padronizar o tipo de fibra mais adequado
e o tempo de expiração dentro do tubo. Recomenda­se que o indivíduo aspire o ar pelo nariz e prenda a respiração
porcerca de 5 a 10 s. Em seguida, deve expirar todo o volume corrente, fora do tubo de Teflon® e, só então, expirar
o restante do ar (ar alveolar) dentro do dispositivo, em uma velocidade lenta.11 Técnica de amostragem semelhante
foi empregada por Ghittori et al. (2004),12 para proceder à análise de tolueno no ar expirado de indivíduos expostos
ao solvente.
A  duração  da  expiração  dentro  do  tubo  de  Teflon®  depende  do  composto  a  ser  analisado  e  do  tipo  de  fibra
utilizada (p. ex., material e espessura da fibra). Após a coleta, o dispositivo é  levado ao laboratório e a amostra é
diretamente dessorvida no injetor de um cromatógrafo a gás.
Saliva
A utilização da saliva como amostra biológica ocupacional  tem sido estudada mais  recentemente. Essa amostra
pode  representar  uma  opção  vantajosa  no monitoramento  de  alguns  xenobióticos  como metais  (Pb  e Cd),  tabaco
(cotinina) e outros biomarcadores indicativos, por exemplo, de estresse ocupacional (cortisol, imunoglobulina A).13­
15  Estudos  da  composição  proteômica  da  saliva  têm  sido  desenvolvidos  objetivando  novos  biomarcadores
ocupacionais ou de doenças em geral.16
Por ser uma coleta não invasiva, a amostragem é mais bem aceita pelos trabalhadores, além do fato de ser simples
e  de  fácil  administração,  podendo  ser  realizada  pelo  próprio  trabalhador,  desde  que  devidamente  orientado,
dispensando a necessidade de recurso humano especializado.13 Os resultados analíticos encontrados nas amostras de
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saliva  refletem  a  concentração  dos  biomarcadores  em  tempo  real  –  ou  seja,  no  momento  em  que  a  coleta  foi
realizada; ao contrário, por exemplo, da urina, que fica armazenada na bexiga antes de ser excretada.
O emprego da saliva como amostra no monitoramento biológico de chumbo e cádmio tem crescido nos últimos
anos,  embora  existam  várias  limitações  apresentadas  por  alguns  pesquisadores.  O  uso  dessa  amostra  no
monitoramento do chumbo, por exemplo, não é indicado nos casos de exposições a elevadas concentrações do metal,
uma vez que a correlação existente entre os níveis sanguíneos e salivares torna­se praticamente insignificante.13
O momento e a duração da amostragem dependem da cinética de eliminação do composto; se a concentração do
biomarcador na  saliva  for  afetada pelo  fluxo  salivar,  será necessário medir  a  taxa de  secreção do bioindicador. A
lavagem  da  cavidade  bucal  e  a  coleta  fora  do  local  de  trabalho  são  medidas  que  podem  diminuir  a  eventual
contaminação externa da amostra. O armazenamento da amostra coletada varia de acordo com o biomarcador que se
deseja  analisar.  Na  determinação  de  biomarcadores  de  estresse  ocupacional,  como  a  imunoglobulina  A  (IgA),  a
amostra deve ser armazenada a −30ºC por até 3 meses.13
Transporte e armazenamento das amostras
Os frascos contendo as amostras, cuidadosa e hermeticamente fechados, devem ser rotulados (nome, data etc.) e,
caso  não  sejam  enviados  imediatamente  ao  laboratório,  devem  ser  devidamente  armazenados  a  4°C  ou,  quando
especificado, em outras temperaturas, geralmente a −20°C. Podem ser utilizadas caixas de isopor vedadas, contendo
gelo  reciclável  em  seu  interior,  tomando­se  cuidado  na  fixação  adequada  dos  frascos,  de  modo  a  evitar  que  os
mesmos quebrem ou tombem durante o transporte.
Quando  amostras  de  sangue  forem  coletadas  pelo  método  tradicional,  deverão  ser  transportadas,
preferencialmente, dentro da própria seringa.
No  laboratório,  caso  a  análise  não  seja  realizada  imediatamente,  deve­se  armazenar  as  amostras  e,  para  isso,  é
necessário  o  conhecimento  das  propriedades  físico­químicas  do  analito,  como  temperatura,  pH  e  tempo  de
armazenamento  compatível  com  sua  estabilidade  química.  Como  medidas  gerais  para  o  armazenamento  no
laboratório, é recomendado manter os frascos ao abrigo da luz, em refrigerador (4°C) ou congelador (−20°C) quando
especificado; minimizar o risco de alteração no teor do analito em decorrência de concentração da amostra (p. ex.,
quando  ocorre  evaporação  de  água  presente  na  matriz  biológica,  através  das  paredes  dos  recipientes  de
armazenamento); evitar o uso de frascos de policarbonato e de polimetilpentano, uma vez que estudos demonstram
ser a evaporação de água pelas paredes desses  frascos de aproximadamente 2 e 1% ao ano,  respectivamente  (nos
frascos de polietileno, polipropileno, Teflon® e vidro, a perda é cerca de 0,5% ao ano).
As  amostras  que  necessitam  ser  reanalisadas  meses  depois  da  primeira  análise  (contraprovas,  pesquisas  etc.)
devem ser mantidas em congeladores especiais (−80°C) ou sob nitrogênio líquido (−130°C, em média).
Em qualquer situação de armazenamento, é necessário vistoriar os frascos antes de armazená­los para se certificar
de que todos estão completamente fechados e com os rótulos intactos e legíveis.
Toxicologia de alimentos
Intoxicações alimentares
As  intoxicações  alimentares  são,  em  geral,  avaliadas  por meio  de  análises  qualitativa  e  quantitativa  do  agente
químico etiológico no próprio alimento e não em amostras biológicas do indivíduo intoxicado. Nas situações em que
a  análise de  amostra biológica  é  requerida para o diagnóstico da  intoxicação,  esta  amostra deverá  ser  coletada,  o
mais  rápido  possível,  assim  que  os  sintomas  tóxicos  se  iniciam  (de  preferência  nos  primeiros  2  dias  após  a
exposição). As amostras biológicas usuais são sangue e urina; esta última, nos casos em que o agente etiológico é
biotransformado no organismo. O vômito,  ocorrendo em um período máximo de 12 h  após  a  exposição,  também
pode  ser  analisado. Os cuidados gerais na amostragem do  sangue e da urina devem ser, basicamente, os mesmos
mencionados  neste  capítulo;  algumas  particularidades,  no  entanto,  poderão  estar  associadas  às  características  dos
agentes  químicos  causadores  da  intoxicação  como,  por  exemplo,  no  material  do  recipiente  de  coleta  e
armazenamento, no caso das bifenilas policloradas (PCB, polychlorinated biphenyls).17
Algumas vezes, é necessário separar o soro sanguíneo, embora vários agentes tóxicos presentes nos alimentos e
causadores  de  intoxicação  como  cianetos,  chumbo,  mercúrio,  compostos  orgânicos  voláteis,  entre  outros,  sejam
determinados  no  sangue  total.  As  amostras  devem  ser  coletadas  em  frascos  limpos  e  isentos  de  contaminantes
químicos. Imediatamente após a coleta, dependendo da matriz biológica e da estabilidade química do composto de
interesse, as amostras devem ser refrigeradas a 4°C ou congeladas a −15°C se a matriz biológica for vômito, urina ou
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soro. Os recipientes contendo as amostras biológicas devem se transportados em sacos plásticos duplos, selados, em
temperatura nunca superior a 4°C. Nos casos em que as amostras devem ser congeladas, evitar colocar os frascos
com as mesmas diretamente em contato com o gelo.18
Um  protocolo  toxicológico  contendo  informações  diversas  deverá  ser  encaminhado  ao  laboratório.  A
sintomatologia apresentada pelo paciente, o período de latência entre a ingestão do alimento e o aparecimento desses
sintomas, o local de residência do intoxicado e os alimentos ingeridos nas últimas 24 h são algumas das informações
essenciais nesse protocolo.
Toxicologia forense
Análise post-mortem
A  confiança  e  a  relevância  de  qualquer  resultado  analítico  toxicológico  são  determinadas,  inicialmente,  pela
integridade  da  amostra  submetida  à  análise.  Considerando  que  após  a morte  os  processos metabólicos  orgânicoscomeçam a ser reduzidos drasticamente, em diferentes velocidades, pela autólise,  talvez mais do que em qualquer
outra área da toxicologia, a amostragem post­mortem deve ser cuidadosa e rapidamente elaborada. Embora existam
vários tipos de amostras que podem ser coletadas nesse tipo de análise forense, assim como várias técnicas distintas
para essa amostragem, algumas delas serão enfocadas a seguir.19–21
Sangue
As concentrações de xenobióticos encontradas em amostras de sangue periférico têm se mostrado mais confiáveis
para as análises toxicológicas do que aquelas determinadas em amostras de sangue cardíaco, por exemplo. Assim,
nos casos em que a morte foi causada por intoxicação ou quando a causa do óbito é desconhecida, recomenda­se a
coleta do sangue femoral para a pesquisa. A amostra (5 a 40 mℓ, dependendo das análises a serem realizadas) deve
ser coletada das veias femorais, antes de a necropsia ser iniciada, por meio de punção percutânea com cuidado para
não  coletar  sangue  de  outras  veias/artérias  mais  centrais.  A  coleta  deve  ser  realizada  com  tubo  a  vácuo,  de
preferência âmbar (para evitar a fotodegradação); o uso de tampa de borracha ou de cortiça não é indicado.20
Após a coleta, a amostra deve ser transferida para tubos de vidro âmbar, novos e limpos, vedados com tampas de
rosca recobertas com alumínio. O total ou mais de 3/4 do volume do tubo deve ser preenchido com a amostra, sendo
indicado o uso de conservantes como o fluoreto de sódio (10 mg/mℓ de sangue) ou oxalato de potássio (30 mg/mℓ).
O  uso  de  fluoreto  de  sódio,  por  exemplo,  protege  a  amostra  contra  alterações  post­mortem  como  a  produção
bacteriana, a produção de etanol e outros álcoois. Auxilia,  também, no  retardamento da destruição de substâncias
quimicamente lábeis como cocaína, nitrazepam, cianetos etc.
Sempre que possível, a coleta deverá ser realizada em duplicata, para a eventual necessidade de ser repetida ou
realizada uma segunda análise toxicológica. As amostras de sangue não devem ser coletadas por pressão de cortes
feitos nos membros do cadáver, uma vez que esta técnica poderá provocar alterações dinâmicas nas concentrações
das substâncias a serem pesquisadas no sangue.19,21
Urina
As amostras de urina, coletadas antes da necropsia, apresentam grande importância para as análises forenses post­
mortem,  principalmente  quando  se  torna  necessária  a  realização  de  triagens  toxicológicas  (além  do  produto
inalterado,  vários  metabólitos  urinários  poderão  estar  presentes  na  urina,  facilitando  a  identificação  de  possíveis
agentes químicos causadores do óbito). Para a coleta dessa amostra, quando disponível, deve­se perfurar a bexiga,
com auxílio de agulha e seringa, após a abertura do abdome, ou então
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realizar a coleta com o auxílio de um cateter uretral antes do início da necropsia. É importante certificar
se o indivíduo esteve usando cateter antes de falecer; uma vez que, nesse caso, a urina poderá estar
contaminada com anestésicos (p. ex., lidocaína) presentes no gel utilizado para a introdução do cateter. A
urina deve ser conservada em frasco de vidro com tampa de rosca, contendo solução de fluoreto de sódio
(30 mg/mℓ de urina) como conservante. Um volume aproximado de 20 mℓ de amostra é suficiente para a
realização das análises toxicológicas. Nos casos em que a amostra tiver que ser congelada, apenas 80 a
90% da capacidade do frasco deverá ser preenchido com a urina.19–21
Humor vítreo
Amostras  de  humor  vítreo  são  úteis  quando  se  pesquisa  morte  por  álcool,  casos  de  óbito  relacionados  com
diabetes  ou  insulina  e  em  alguns  testes  bioquímicos  que  se  fizerem  necessários  (ureia,  glicose  etc.).  São
particularmente  importantes nos casos em que  já ocorreu putrefação do corpo, uma vez que, protegido dentro dos
olhos, o humor vítreo permanece estéril e mais resistente à decomposição.20
As  amostras  devem  ser  coletadas  de  ambos  os  olhos, mas  de maneira  separada. A perfuração  do  globo  ocular
deverá ser realizada com uma agulha fina, apropriada para coletas intraoculares, acoplada a uma seringa com volume
igual a 5 mℓ. A técnica de coleta proposta por Forrest (1993)19 e Millo et al. (2008)20  recomenda a perfuração da
esclerótica  em  um  ângulo  de  aproximadamente  60°,  tomando  a  pupila  como  referência.  A  agulha  deve  penetrar
diretamente no sentido do centro do globo ocular; a aspiração deve ser delicada e, devido à sua viscosidade, o humor
vítreo  flui  lentamente para o  interior da seringa. Em geral, coletam­se 2 a 3 mℓ do humor vítreo, que deverá ser
conservado com fluoreto de sódio (10 mg/mℓ de amostra).20
Bile
Algumas substâncias como o paracetamol e os opiáceos, que são concentradas no fígado e excretadas na vesícula
biliar,  podem  ser  determinadas  na  bile,  coletada  antes  do  início  da  necropsia. Embora  alguns  autores  indiquem a
coleta da bile com o auxílio de agulha,  seringa ou cateter,19  a viscosidade da amostra dificulta muito a utilização
dessa técnica. A maneira mais fácil e simples de se coletar a bile será por meio de incisão direta da vesícula biliar
dentro de um frasco de vidro de 30 mℓ de capacidade, com tampa de rosca; em geral, uma alíquota de 20 mℓ da
amostra é suficiente para a realização das análises toxicológicas.19
Tecidos
Muitas  vezes,  quando  a  causa  da  morte  é  totalmente  desconhecida,  recomenda­se  obter  amostras  de  tecidos
cerebral,  adiposo,  hepático,  renal  e  pulmonar,  entre  outros.  O  fígado  pode  representar  uma  amostra  importante,
considerando ser esse órgão um local de concentração e biotransformação de xenobióticos e substâncias endógenas.
Recomenda­se  coletar  cerca  de  100  mg  do  lóbulo  direito  desse  órgão,  antes  de  o  mesmo  ser  fixado,
preferencialmente o mais distante possível do estômago e vesícula biliar.20
O estômago, o  intestino delgado e os  rins são outras vísceras  representativas na pesquisa de uma causa mortis,
especialmente no caso de ingestão do xenobiótico, uma vez que, neste caso, a concentração da substância será muito
maior no estômago, por exemplo, que em outros órgãos. De acordo com Millo et al. (2008),20 o estômago deve ser
fechado em suas duas extremidades (esôfago e piloro), dessecado e, em seguida, aberto dentro de um jarro de boca
larga.  Cerca  de  30  cm  do  intestino  delgado  com  seu  conteúdo  devem  ser  coletados  e  armazenados  no  mesmo
recipiente que contém o estômago; a metade de cada rim deve ser obtida também.
As amostras de  tecido não devem ser armazenadas em recipientes de vidro e  tampouco adicionadas de agentes
fixantes.
Cuidado  especial  deve  ser  tomado  durante  a  coleta,  manuseio  e  armazenamento  das  amostras,  para  evitar  a
contaminação cruzada entre elas, especialmente quando compostos voláteis podem estar presentes.
Os vários tipos de amostras coletadas devem ser identificadas e encaminhadas ao laboratório, juntamente com um
protocolo  toxicológico  que  deverá  conter  informações  referentes  à  natureza  da  amostra,  o  local  de  onde  ela  foi
coletada, a data e a hora da coleta, a idade do indivíduo, a estimativa da hora em que o óbito ocorreu, o período de
tempo decorrido entre o falecimento e a realização da necropsia, a existência e a identificação de eventual doença
presente pré­óbito, os medicamentos que o indivíduo vinha ingerindo antes do falecimento, entre outras.
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Compostos voláteis como drogas de abuso
Vários compostos voláteis podem ser utilizados como drogas de abuso, e a  tomada de amostras biológicas para
identificação  exige  cuidados  especiais.22  Além  do  sangue,  a  coleta  deoutros  tecidos,  como  do  cérebro,  tecido
adiposo e pulmão, é importante nos casos em que se torna necessária a pesquisa de compostos voláteis e gases.20 As
amostras  dos  tecidos  devem  ser  coletadas  antes  da  respectiva  fixação  e  armazenadas  em  recipientes  de  vidro
separados. No caso específico do pulmão,  recomenda­se  a  coleta na  altura do ápice pulmonar,  com o cuidado de
amarrar  firmemente  o  brônquio  principal  após  a  abertura  do  tórax.  Após  a  divisão  do  hilo,  o  pulmão  deve  ser
colocado imediatamente em um saco plástico (para evitar a perda das substâncias voláteis) e enviado o mais rápido
possível para a  análise.20 A  análise  do  tecido  adiposo,  especialmente  do  cerebral,  pode  ser  recomendada  também
nesses casos. Após a coleta do tecido, este deve ser submetido às mesmas medidas de armazenamento indicadas para
as amostras sanguíneas.
Na eventualidade de os compostos voláteis não terem levado o indivíduo à morte, a análise deve ser realizada no
sangue como amostra de escolha (a urina somente poderá ser útil se uma significativa porção do composto volátil for
biotransformada no organismo e eliminada por essa via). Nesse caso, o sangue deve ser coletado e armazenado em
frascos de vidro com tampa revestida de alumínio. A heparina de lítio é o anticoagulante de escolha e o volume de
sangue  coletado deverá  ser  suficiente  para  preencher  todo o  frasco  (tubo de  vidro). Caso o  volume  coletado  seja
insuficiente  para  esse  preenchimento,  o  tubo  deve  ser  trocado  por  um  de  volume  menor.  Os  tubos  contendo  as
amostras devem ser mantidos a 4°C e não podem ser abertos até o momento da análise.
As  amostras  coletadas  para  a  pesquisa  dos  compostos  voláteis  devem  ser  enviadas  e  analisadas  imediatamente
após suas obtenções; caso isso não seja possível, deverão ser armazenadas em refrigeração.
Quando os compostos voláteis presentes na amostra são o acetato de metila ou de etila, recomenda­se a adição de
fluoreto de sódio a 1%, objetivando inibir a atividade de enzimas esterases presentes no sangue.
Cabelo como amostra biológica
O cabelo é uma amostra biológica mais fácil de coletar,  transportar e armazenar do que o sangue e a urina, por
exemplo. Quando adequadamente coletada, a amostra de cabelo torna possível realizar avaliações retrospectivas do
consumo  crônico  de  substâncias  psicoativas,  de  intoxicações  intencionais  ou  criminais,  de  exposição  a  drogas  de
abuso durante a gestação e de exposição a alguns contaminantes ambientais ou adulterantes alimentares.23 A análise
dessa  matriz  biológica,  empregando­se  métodos  ultrassensíveis,  demonstra,  inclusive,  exposição  única  a  uma
pequena concentração de um dado xenobiótico excretado pelo cabelo. Além disso, considerando que o cabelo cresce
de maneira uniforme e estável, a análise de um dado segmento do fio capilar poderá fornecer informações sobre o
período de uso ou exposição à substância. Assim, enquanto sangue e urina expressam exposições recentes (ou em
curso), a análise do cabelo pode revelar exposições antigas (de muitos anos passados).
A dificuldade do uso dessa matriz biológica decorre da possibilidade de contaminação externa do cabelo, o que
pode  resultar  em  um  dado  analítico  incorreto.  Essa  dificuldade  pode  estar  aumentada  quando  se  trata  de  cabelo
feminino, uma vez que produtos para tinturas, alisamentos e outros tratamentos artificiais podem conter metais em
sua composição, interferindo na análise desejada.
Bass et al. (2001)24, em trabalhos encontrados na literatura médica, propõem diferentes medidas de limpeza prévia
do cabelo para não contaminá­lo. Várias dessas medidas apresentaram­se inadequadas, uma vez que podem eliminar,
também, o xenobiótico presente no interior do cabelo e não apenas a contaminação externa. Os autores relatam ainda
que  dados  obtidos  de  outros  estudos  demonstraram  que  a  lavagem  dos  cabelos  com  xampu  não  prejudicaria  a
análise, salvo quando forem usados produtos especiais que contenham algum tipo de composto adicional como, por
exemplo,  sulfito de selênio. Muitos protocolos que estabelecem as exigências para a coleta desse  tipo de amostra
biológica  são praticamente  inviáveis de  serem seguidos, uma vez que  recomendam que apenas os cabelos  recém­
nascidos  e  não  tingidos,  alisados  ou  cacheados  artificialmente  no mínimo  3 meses  antes  da  coleta  deveriam  ser
coletados. Além disso, estudos demonstram que, mesmo seguindo esse  tipo de protocolo, a contaminação externa
não é evitada em função da existência de contaminantes no ar ambiental e na água.
Em um amplo estudo realizado sobre o cabelo como amostra biológica, Balíková (2005)23 propõe que, antes da
coleta  da  amostra  de  cabelo,  estes  sejam  lavados  com  solventes  para  remover  óleos  e/ou  potenciais  agentes
contaminantes  externos  e,  quando  possível,  que  seja  realizada  a  determinação  desses  interferentes  externos  para
posterior comparação com o resultado encontrado na análise da matriz interna do cabelo.
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De maneira geral, recomenda­se que a coleta da amostra de cabelo seja realizada na parte posterior da cabeça, de
preferência coletando os fios menos superficiais. Uma mecha interna do cabelo deve ser selecionada e cortada com
uma tesoura o mais próximo possível do couro cabeludo (cerca de 0,3 cm de distância da pele). O ideal é que essa
mecha seja arrancada em vez de ser cortada, obtendo­se assim os fios com a raiz; no entanto, por motivos éticos e
humanitários, esta medida não é realizada.
A  quantidade  de  cabelo  coletada  varia  de  acordo  com  a  finalidade  da  análise;  contudo,  de  maneira  geral,
recomenda­se coletar 200 mg da amostra, quantidade que se apresenta como suficiente para os casos necessários de
contraprova ou repetição da análise. Durante a coleta, a orientação dos fios de cabelos deve ser marcada do sentido
da raiz (ou parte mais inferior do fio) para as pontas. Essa estratégia poderá possibilitar, se necessário, a avaliação do
período de uso ou a exposição à substância.
As amostras de cabelo devem ser enviadas ao laboratório em recipientes apropriados, como sacos plásticos com
vedação,  devidamente  identificadas  com  informações  gerais  prévias  como  tamanho,  cor,  eventual  tratamento
químico do cabelo e, se forem pelos, a parte anatômica do corpo da qual a amostra foi coletada. Quando a análise é
post­mortem,  é  preciso  encaminhar  ao  laboratório  outras  informações,  como  data  e  hora  da  coleta,  idade  do
indivíduo, estimativa da hora em que o óbito ocorreu, período de tempo decorrido entre o falecimento e a realização
da necropsia, existência e  identificação de eventual doença presente pré­óbito e os medicamentos que o  indivíduo
vinha ingerindo antes do falecimento.
No  laboratório, a amostra deve ser  lavada e o procedimento adequado para  isso varia de acordo com o  tipo de
xenobiótico que se quer analisar (metais, substâncias psicoativas etc.).
Especificamente, quando se deseja analisar metais,24 a lavagem do cabelo coletado deverá ser feita, em média, por
quatro vezes, utilizando­se solução diluída 1:200 de Triton X­100. A amostra deverá ser enxaguada com acetona e
deixada para secar em local limpo. Em seguida, nova lavagem com água MiliQ e acetona, por duas vezes, deverá ser
efetivada. A amostra deve ser levada para secagem em forno descontaminado, em temperatura de 70 a 80°C.
Quando se busca determinar substâncias psicoativas ou medicamentos, a lavagem com água MiliQ, seguida de um
solvente  apropriado  (dependendo  da  solubilidade  dos  eventuais  contaminantes  externos)  e  acetona  pode  ser
suficiente.
Depois  de  lavado  e  seco,  o  cabelo  coletado  deve  ser  dividido  em  pequenos  fragmentos,  cortados  no  sentido
transversal, ou transformadomecanicamente em pó, de modo a expor a parte interna dos fios e seu conteúdo. Em
seguida,  dependendo  da  estabilidade  do  analito  que  se  deseja  pesquisar,  diferentes  métodos  para  digestão  (ou
incubação) da amostra de cabelo deverão ser empregados, seguidos das etapas analíticas específicas do método de
análise selecionado.
Amostras de água
A  amostragem  para  a  realização  de  análises  de  água  é  bastante  variável  em  função  não  apenas  dos  diferentes
ecossistemas aquáticos existentes (ecossistema de água salgada: mares/oceanos e ecossistema de água doce: lênticos
–  lagos,  lagoas/lóticos  –  rios,  córregos), mas  também do  tipo  de  análise  que  se  pretende  realizar  (análises  física,
microbiológica ou química).
A  amostragem  que  será  enfocada  no  presente  capítulo  será,  basicamente,  aquela  referente  à  análise  de
contaminantes químicos das águas doces.
No  Quadro  4.1  listamos  alguns  parâmetros  indicados  para  a  amostragem  de  água  do  ecossistema  lótico,
objetivando a análise de contaminantes químicos presentes.
Coleta em campo (rios, lagos, córregos)
A coleta, o armazenamento e o transporte desse tipo de amostra devem ser realizados de maneira cuidadosa, a fim
de evitar alterações na composição dos constituintes químicos
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existentes na água a ser analisada. Esses cuidados devem ser redobrados quando o xenobiótico a ser
analisado encontra­se em quantidades­traço, o que não representa situação rara nesse tipo de análise.
Quadro 4.1 Parâmetros de amostragem para análise de alguns contaminantes presentes em água.27
Substância Recipiente/volume Conservante Tempo de armazenamento
Arsênio Polietileno/200 mℓ HNO3, pH 2. Manter a 4°C 6 meses
BTEX* Vidro âmbar, tampa Te�on®/40 mℓ HNO3, pH 2. Manter a 4°C 14 dias
Cádmio Polietileno/200 mℓ HNO3, pH 2. Manter a 4°C 6 meses
Cianeto Polietileno/500 mℓ NaOH, pH 12. Manter a 4°C 24 h
Chumbo Polietileno/200 mℓ HNO3, pH 2. Manter a 4°C 6 meses
Fenol Vidro âmbar/1.000 mℓ HNO3, pH 2. Manter a 4°C 24 h
Hidrocarbonetos derivados do
petróleo
Vidro/1.000 mℓ HNO3, pH 2 28 dias
Manganês Polietileno/200 mℓ HNO3, pH 2. Manter a 4°C 6 meses
Nitratos e nitritos como N2 Polietileno/250 mℓ HNO3, pH 2. Manter a 4°C 28 dias
Zinco Polietileno/200 mℓ HNO3, pH 2. Manter a 4°C 6 meses
*BTEX:  benzeno,  tolueno,  etilbenzeno,  xilenos.  Adaptado  de Wyoming  Department  of  Environmental  Quality/Water  Quality  Division,
2011.27
O tipo de frasco utilizado na coleta, assim como a maneira de coletar a amostra, depende, basicamente, do tipo de
composto a ser analisado e da matriz a ser amostrada. O tipo de composto a ser analisado e a matriz a ser amostrada
(águas superficiais, profundas, subterrâneas, sedimentos etc.) determinam o tipo de frasco, o modo e o número de
coletas.  Agências  internacionais  como  OEPA  (Ohio  Environmental  Protection  Agency),25  WDA  (Wyoming
Department of Agriculture)26 e WDEQ (Wyoming Department of Environmental Quality),27assim como organismos
nacionais  como  COGERH  (Companhia  de  Gestão  dos  Recursos  Hídricos  do  Estado  do  Ceará),28  IAL  (Instituto
Adolfo Lutz)29  e  Embrapa  (Empresa  Brasileira  de  Pesquisa  Agropecuária)30  dispõem  de manuais  completos  que
detalham e especificam os recipientes, os locais, o número e a quantidade de amostras a serem coletadas.
Muitas vezes, é necessário impedir a ação de microrganismos presentes na água, que podem promover a hidrólise
dos analitos de interesse e, outras vezes, é essencial impedir que compostos voláteis solubilizados se percam durante
a amostragem. Verifica­se, portanto, que o emprego correto de técnicas de preservação das amostras coletadas é um
parâmetro importante para a correta determinação dos analitos e, dentre elas, destacam­se a conservação química e a
diminuição da temperatura da amostra. A adição de conservantes químicos pode ser útil quando se deseja analisar
constituintes pouco estáveis presentes na amostra ou, então, quando é preciso manter a estabilidade da amostra por
um período de  tempo maior. É necessário  cuidado,  no  entanto,  para  evitar  adicionar  conservantes  que possam  se
transformar em interferentes como, por exemplo, a conservação por meio de acidificação com ácido nítrico, quando
se  deseja  determinar  a  concentração  de  nitratos  presentes  na  água.  As  técnicas  de  conservação  com  base  na
diminuição da temperatura da amostra são, basicamente, o congelamento e a refrigeração. A manutenção da amostra
em uma temperatura nunca superior a 4°C (refrigeração) é a técnica mais utilizada na análise química de amostras de
água.  O  congelamento  seguido  de  posterior  descongelamento  em  laboratório  pode  não  ser  adequado  quando  se
deseja analisar alguns componentes dos resíduos sólidos do manancial de água.
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Independentemente do tipo de matriz a ser analisada ou do xenobiótico a ser determinado, alguns cuidados gerais
devem ser tomados no momento da coleta de campo de amostras de água:28
Evitar coletar amostras com folhas, detritos ou outro material estranho, salvo se a análise precisar ser realizada
no sedimento
O volume de amostra a ser coletado varia de acordo com as análises a serem realizadas, devendo ser suficiente
para as necessidades analíticas
Quando for necessária a conservação química da amostra, apenas agente de grau analítico deverá ser empregado
O frasco de coleta deve ser deixado à temperatura ambiente, aclimatado antes da coleta da amostra
Procurar  não  contaminar  os  frascos  de  coleta  e  armazenamento,  evitando  tocar  a  parte  interna  dos  mesmos,
mantendo­os sem exposição a impurezas (poeiras, óleos, fumaça, cinzas de cigarro, gasolina etc.)
Recomenda­se  que  a  pessoa  que  realiza  a  amostragem  use  luvas  plásticas  do  tipo  cirúrgico  (desde  que  não
contenham talco) e não fume durante toda a etapa de coleta e armazenamento das amostras
Após  a  coleta,  as  amostras  devem  ser  acondicionadas  imediatamente  nos  frascos  de  armazenamento,  tendo  o
cuidado de observar a condição física dos mesmos
Os frascos contendo amostras que exijam refrigeração, para a manutenção de suas integridades física e química,
devem ser  transferidos e acondicionados em recipientes com isolamento  térmico (p. ex., caixas de  isopor com
gelo reciclável em seu interior)
Todas  as  amostras  devem  ser  identificadas  e  as  informações  de  campo  devem  ser  registradas  (o  ponto  de
amostragem e sua profundidade; a data e a hora da coleta; a procedência da água – se de córrego, rio ou lago; a
temperatura da água; as condições meteorológicas, nas últimas 24 h, que possam interferir na qualidade da água
– por exemplo, chuvas etc.).
Coleta de água potável
Os  mesmos  cuidados  com  a  limpeza  e  descontaminação  dos  recipientes  utilizados  para  a  coleta  de  campo,
mencionados  no  item  anterior,  devem  ser  mantidos  nesse  tipo  de  amostragem.28,29  Os  frascos  devem  ser,
preferencialmente,  fornecidos  pelo  laboratório,  estarem  limpos  e  conter  conservante  químico  adequado,  quando
necessário. De maneira geral, pequenas quantidades de ácido nítrico são utilizadas como conservante. É necessário
controlar o fluxo da água a ser coletada, uma vez que é recomendável deixar a água escorrer por 3 a 5 min, em um
fluxo estável, antes do início da coleta.
Alguns  cuidados  são  específicos  para  certas  análises  a  serem  realizadas  na  água  como,  por  exemplo,  nas
determinações de metais, praguicidas e compostos voláteis.
Análise de metais
Caso  seja  necessário  coletar mais  de  um  frasco  de  amostra,  a  coleta  deverá  ser  feita  individualmente;ou  seja,
somente quando um frasco tiver sido preenchido e vedado é que se deverá abrir e preencher um segundo frasco de
coleta.  Todos  os  frascos  utilizados,  depois  de  vedados,  deverão  ser  identificados  e  enviados  imediatamente  ao
laboratório em condições de temperatura nunca superior a 4°C.
Quando  se  deseja  analisar  alguns  metais  pesados  na  água  potável,  especialmente  o  chumbo  (ou  o  cobre),
aconselha­se  fazer  a  coleta  de  duas  amostras  distintas.  A  primeira  amostra,  que  refletirá  a  quantidade  de  metal
presente no encanamento, deverá  ser  coletada  imediatamente após a abertura da  torneira. Recomenda­se que essa
água tenha permanecido no encanamento por pelo menos 6 h antes do momento da coleta. A segunda amostra, que
representará a concentração do metal na água efetivamente ingerida, deverá ser coletada 5 a 15 min após a abertura
da torneira. A água escorrida durante esse intervalo de tempo deverá ser desprezada. Para analisar o teor de mercúrio
presente na água, deverão ser obtidas amostras individuais, coletadas separadas, também em duplicatas.
É necessário ter muita atenção para evitar que os frascos e suas tampas sejam contaminados por meio do contato
com superfície ou materiais externos. Os  frascos, depois de preenchidos, deverão ser agitados cuidadosamente no
caso de haver conservante adicionado ao mesmo.
Análise de praguicidas
Na análise de praguicidas, as amostras devem ser coletadas no mínimo em triplicata, utilizando­se frascos de vidro
do  tipo  Mason,  lavados  previamente  3  a  4  vezes  com  detergente  neutro  para  laboratório  e  enxaguados,
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abundantemente, 4 a 5 vezes com água purificada e aquecida; a temperatura é essencial para que todo o resíduo de
detergente seja efetivamente retirado. No momento da coleta, o frasco e sua tampa devem ser tratados com a água a
ser analisada por, no mínimo, 5 vezes. A coleta de cada alíquota deve ser  feita separadamente,  fechando o  frasco
imediatamente após a coleta. Antes de selar o frasco com o seu anel de vedação, é necessário colocar no bocal do
frasco uma folha dupla de alumínio. Deve haver cuidado para que os frascos e suas tampas não sejam contaminados
pelo  contato  da  água  com  a  superfície  externa.  Esses  frascos,  devidamente  rotulados,  devem  ser  enviados  ao
laboratório o mais rápido possível, em recipientes vedados contendo gelo reciclável, de modo a manter a temperatura
igual ou abaixo de 4°C. O envio de amostras coletadas ao laboratório deve ocorrer em um prazo nunca superior a 24
h após a coleta.
Análise de compostos voláteis
Para a determinação de compostos voláteis na água, todo o cuidado deve ser tomado no sentido de evitar a perda
dos mesmos por evaporação. Um dos mecanismos promotores dessa evaporação é a  formação de bolhas de ar no
interior  do  frasco  contendo  a  amostra;  portanto,  medidas  devem  ser  tomadas  para  evitar  o  aparecimento  dessas
bolhas no recipiente.
É necessário que a água a ser coletada escoe da torneira por 4 a 15 min e a coleta se inicie quando a temperatura
da água estiver estabilizada. Se possível, o fluxo da torneira deve ser regulado (não mais que 0,5 ℓ/min). A amostra
deve ser coletada com o auxílio de um frasco medidor de vidro (p. ex., copo graduado), devidamente limpo e em um
fluxo lento, até aproximadamente 3/4 do volume do copo medidor. Em seguida, as amostras devem ser transferidas
lenta e cuidadosamente para frascos de vidro (tipo vial), geralmente de 40 a 50 mℓ, com tampa contendo septo de
borracha/silicone. Esses recipientes deverão ser totalmente cheios com a amostra de água e vedados imediatamente
(a  face  da  tampa  recoberta  com  silicone  deve  ser  colocada  voltada  para  dentro  do vial;  ou  seja,  do  lado  em  que
houver contato com a amostra), cuidando para não ocorrer formação de bolhas de ar para dentro do frasco. Algumas
vezes, recomenda­se, antes da vedação do vial, a adição de agentes redutores como o tiossulfato de sódio ou ácido
ascórbico (0,1 g/ℓ e 0,5 g/ℓ, respectivamente), quando a água a ser amostrada tiver sido tratada ou contiver cloro.
É preciso ter cautela para que não ocorra contaminação da amostra, não se permitindo, por exemplo, o contato da
parte  interna  do  vial,  ou  de  sua  tampa,  com  superfícies  ou materiais  externos.  É  recomendável  a  coleta  de  duas
alíquotas de amostra, para cada ponto de amostragem.
Os frascos contendo as amostras devem ser devidamente rotulados e enviados imediatamente ao laboratório, em
recipientes termoisolantes capazes de manter condições de congelamento da amostra ou, no máximo, temperaturas
de 4°C, em um prazo máximo de 24 h.
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