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RELATÓRIO RELATÓRIO DA VISITA TÉCNICA NO LABORATÓRIO DE CITOGENÉTICA UFMTCUIABÁ

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
CAMPUS UNIVERSITÁRIO DE RONDONÓPOLIS/CUR
 INSTITUTO DE CIENCIAS EXATAS E NATURAIS/ICEN
 DEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
Mônica Ehrhardt
Relatório Relatório da visita técnica no laboratório de citogenética – ufmt/cuiabá
genética humana
Docente responsável pela disciplina: Lucas Silveira Lecci
Rondonópolis
2019
Sumário
INTRODUÇÃO	3
1.	OBJETIVOS	4
1.1.	Objetivo Geral	4
1.2.	Objetivo Específico	4
2. MATERIAL E MÉTODOS	5
2.1. Amostragem	5
2.2. Extração e Amplificação de DNA	5
3. DISCUSSÃO	6
REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA	7
INTRODUÇÃO
De acordo com Sollero et al. (2004), o DNA corresponde à matéria prima para qualquer conhecimento de genética. Estudos básicos sobre metodologias específicas que possam otimizar a extração de DNA de boa qualidade de uma amostra, para que as regiões desejadas sejam localizadas e amplificadas, são de grande importância para o desenvolvimento de pesquisas no campo da biologia molecular.
O isolamento do DNA é uma etapa importante na análise de estrutura e organização do genoma dos animais. Independente do tipo de estudo molecular, as preparações de DNA devem produzir amostras puras suficientes para não inibir os tratamentos enzimáticos ou causar interferências nos padrões de migração em gel de eletroforese (ROMANO; MIRANDA, 1999). Para isso são utilizados protocolos de extração de DNA que, apesar de apresentarem pequenas diferenças na dependência do material biológico que será utilizado, consistem de duas etapas principais. Na primeira etapa os reagentes mais comumente empregados para a obtenção de lise das membranas celulares são os detergentes, permitindo a liberação do DNA. Na segunda etapa, realiza-se um ou mais tratamentos enzimáticos ou químicos para purificar a preparação de contaminantes como RNA, proteínas e outras macromoléculas (BLOOM; FREYER; MICKLOS, 2002).
Assim como os reagentes, a boa qualidade do DNA é essencial para se obter bom resultado em experimentos (HOY, 1994), especialmente no uso da reação da polimerase em cadeia (PCR), nos quais os excessos de estruturas celulares e proteínas podem inibir o processo de amplificação (SAIKI, 1990).
De acordo com Valentim, Vargas e Moreira (2003), a quantificação do DNA pode ser realizada por meio da comparação entre a intensidade das bandas visualizadas no gel de agarose das amostras extraídas, com aquela observada nos padrões de DNA lambda, que apresentam as concentrações de 5, 10 e 20 ng/mL. Porém alguns autores vêm utilizando a análise espectrofotométrica para quantificar e avaliar a pureza que é expressa pela razão das absorbâncias A260nm/A280nm, para leitura do DNA e proteína, respectivamente.
1. OBJETIVOS
1.1. Objetivo Geral
Acompanhar a rotina do Laboratório de Citogenética da UFMT – Cuiabá.
1.2. Objetivo Específico
Aprender os procedimentos de Extração de DNA, PCR e Eletroforese em Gel de agarose, assim como a manipulação dos aparelhos utilizados nos mesmos;
Aprender a realizar a leitura dos resultados obtidos na Eletroforese.
2. MATERIAL E MÉTODOS
2.1. Amostragem 
As amostras de tecido (músculo e fígado de peixe; músculo de Beija-Flor) foram coletadas em microtubos estéreis contendo etanol absoluto na proporção de nove partes de álcool para uma parte de tecido, sendo armazenadas a -20 ºC, no Laboratório de Citogenética da UFMT – Cuiabá. 
2.2. Extração e Amplificação de DNA
A extração de DNA foi realizada conforme protocolo de extração salina publicado por ALJANABI & MARTINEZ (1997). 
Os loci selecionados foram amplificados, por meio da PCR no termociclador que consistiu nas seguintes etapas:
1. Desnaturação (95ºC a 96ºC): Aquece fortemente a reação para separar, ou desnaturar, as fitas de DNA. Isso proporciona um molde de fita simples para a próxima etapa;
2. Anelamento (55ºC a 65°C): Resfria a reação para que os primers possam se ligar às suas sequências complementares no DNA molde de fita simples;
3. Extensão (72°C): Eleva a temperatura da reação para que a Taq polimerase estenda os primers, sintetizando novas fitas de DNA.
Estas etapas se repetiram por 35 vezes, num período de 2 horas.
A análise da integridade do DNA foi visualizada através de eletroforese em gel de agarose 1% corado com brometo de etídio e a concentração determinada através de espectrofotometria a 260/280 nm.
3. DISCUSSÃO
Por meio desta visita Técnica ao Laboratório de Citogenética da UFMT – Cuiabá, foi possível entender como é a rotina do laboratório, desde o armazenamento das amostras, até a análise do material. 
A utilização de marcadores moleculares para estudos populacionais, programas de melhoramento, monitoramento da diversidade genética de espécies cultivadas e conservação do patrimônio genético tem se expandido muito na última década, tanto no Brasil (MELO et al., 2006; ESPÍNDOLA, 2007; MOREIRA et al., 2007) quanto em outros países do mundo (CARLETON et al., 2002; BHASSU et al., 2004; RUTTEN et al., 2004; HASSANIEN e GILBEY, 2005; ROMANA-EGUÍA et al., 2005; NYINGI et al., 2009). 
Considerando que a extração do DNA é uma das primeiras etapas para o monitoramento genético de populações, faz-se necessário obter uma quantidade suficiente de DNA de boa qualidade, para que as regiões desejadas sejam localizadas e amplificadas por meio de técnicas de biologia molecular.
REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA
ALJANABI, S.M. e MARTINEZ, I. Universal and rapid salt-extraction of high quality genomic DNA for PCR-based techniques. Nucleic Acids Research, 25: 4692-4693, 1997.
BHASSU, S.; YUSOFF, K.; PANANDAM, M.; EMBONG, W.K.; OYYAN, S.; TAN, S.G. The genetic structure of Oreochromis spp. (tilapia) populations in Malaysia as revealed by microsatellite DNA analysis. Biochemical Genetics, 42: 217-229, 2004.
BLOOM, M. V.; FREYER, G. A.; MICKLOS, D. A. Laboratory DNA Science: na introduction to recombinant DNA techniques and methods of genome analysis. California: The Benjamin/Cummings Publishing Company 2002.
CARLETON, K.L.; STREELMAN, J.T.; LEE, B.Y.; GARNHART, N.; KIDD, M.; KOCHER, T.D. Rapid isolation of CA microsatellites from the tilapia genome International Society for Animal Genetics. Animal Genetic, 33: 140-144, 2002.
ESPÍNDOLA, M. Caracterização genética de reprodutores de tilápia: estratégias para a manutenção da variabilidade. Recife. 77p. (Tese de doutorado. Universidade Federal Rural de Pernambuco), 2007.
HASSANIEN, H.A. e GILBEY, J. Genetic diversity and differentiation of Nile tilápia (Oreochromis niloticus) revealed by DNA microsatellites. Aquaculture Research, 36: 1450–1457, 2005.
HOY, M. A. DNA amplification by the Polymerase Chain Reaction: molecular biology made accessible. In: ______. Insect molecular genetics: an introduction principles and applications. San Diego: Academic Press, 1994. p.203-244.
KHAN ACADEMY. Reação em cadeia da polimerase (PCR). Disponível em: <https://pt.khanacademy.org/science/biology/biotech-dna-technology/dna-sequencing-pcr-electrophoresis/a/polymerase-chain-reaction-pcr>. Acesso em: 12 de abril de 2019.
MELO, D.C.; OLIVERA, D.A.; RIBEIRO, L.P.; TEIXEIRA, C.S.; SOUZA, A.B.; COELHO, E.G.A.; CREPALDI, D.V.; TEIXEIRA, E.A. Caracterização genética de seis plantéis comerciais de tilápia (Oreochromis sp.) utilizando marcadores microssatélites. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 58: 87-93, 2006.
MOREIRA, A. A.; HILSDORF, A.N.; SILVA, J.V.; SOUZA, U.R. Variabilidade genética de duas variedades de tilápia nilótica por meio de marcadores microssatélites. Pesquisa Agropecuária Brasileira, 4: 521-526, 2007.
MARENGONI, N. G.; MACHADO, M. R. F.; GASPARINO, E. Extração de DNA genômico em tecidos sólidos de peixes teleósteos. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v. 27, n. 1, p. 99-106, jan. / mar., 2006.
NYINGI, D.; DE VOS, L.; AMAN, R.; AGNÈSE, J. Genetic characterization of an unknown and endangered native population of the Nile tilapia Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758) (Cichlidae; Teleostei) in the Loboi Swamp (Kenya). Aquaculture, 297: 57–63, 2009.
ROMANA-EGUIA, M.R.R.; IKEDA M.; BASIAO, Z.; TANIGUCHI, N. Genetic changes duringmass selection for growth in Nile tilapia, Oreochromis niloticus (L.), assessed by microsatellites. Aquaculture Research, 36: 69-78, 2005.
ROMANO, E.; MIRANDA, A. C. B. Extração de DNA de plantas: soluções para problemas comumente encontrados. Biotecnologia Ciência e Desenvolvimento, Brasília, v.2, n.9, p.40-43, 1999.
RUTTEN, M.J.M.; KOMEN, H.; DEEREMBERG, R.M.; SIWEK M.; BOVENHUIS, H. Genetic characterization of four strains of nile tilapia (Oreochromis niloticus L.) using microsatellite markers. Animal Genetics, 35: 93-97, 2004.
SAIKI, R. K. Amplification of genomic DNA. In: IINNIS, M. A.; GELFAND, D. H.; SNINSKI, J. J.; WHITE, T. J (Ed.). PCR protocols: a guide to methods and applications. San Diego: Academic Press, 1990. p.13-20
SOLLERO, B. P.; FARIA, D. A.; PAIVA, S. R.; GUIMARÃES, S. E. F.; LOPES, P. S.; PAIXÃO, D. M. Método rápido de extração de DNA utilizando CTAB em tecidos musculares de suínos. In: CONGRESSO INTERNACIONAL DE ZOOTECNIA, 6., CONGRESSO NACIONAL DE ZOOTECNIA, 13., 2004. Brasília. Anais... Brasília: SBZ, 2004.
VALENTIM, M.; VARGAS, L.; MOREIRA, H. L. M. Comparação de protocolos para extração do DNA de Lernaea sp. (Copepoda: Cyclopoida). Acta Scientiarum, Maringá, v.25, n.2, p.219-222, 2003.
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