Nogueira-Paranhos et al 2015 - Métodos de Sistemática Zoológica - FINAL

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Universidade Federal do Piauí
Centro de Educação Aberta e a Distância
MÉTODOS DE SISTEMÁTICA 
ZOOLÓGICA
Janete Diane Nogueira-Paranhos 
Leonardo Sousa Carvalho
Mauro Sérgio Cruz Souza Lima
MÉTODOS DE SISTEMÁTICA 
ZOOLÓGICA
Janete Diane Nogueira-Paranhos 
Leonardo Sousa Carvalho
Mauro Sérgio Cruz Souza Lima
Ministério da Educação - MEC
Universidade Aberta do Brasil - UAB
Universidade Federal do Piauí - UFPI
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Ubirajara Santana Assunção
Roberto Denes Quaresma Rêgo
Samuel Falcão Silva
Francinaldo da Silva Soares
Maria da Conceição de Souza Santos
Sônia Maria Ferreira Lima
N778m Nogueira-Paranhos, Janete Diane.
 Métodos de sistemática zoológica / Janete Diane Nogueira-Paranhos, 
 Leonardo Sousa Carvalho, Mauro Sérgio Cruz Souza Lima. 
 – Teresina: EDUFPI/CEAD 2015.
 270 p. 
 
 ISBN: 978-85-7463-859-1
 1- Sitemática Zoológica. 2. Técnica de Coleta. 3. Educação a 
 Distância. I. Carvalho, Leonardo Sousa. II. Lima, Mauro Sérgio Cruz 
 Souza. III. Título. 
CDD - 591
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Profª. Drª. Teresinha de Jesus Mesquita Queiroz
Profª. Francisca Maria Soares Mendes
Profª. Iracildes Maria de Moura Fé Lima
Prof. Dr. João Renór Ferreira de Carvalho
 Caro(a) leitor(a),
A sistemática é uma das disciplinas mais básicas da biologia e é 
definida como a disciplina que estuda a diversidade biológica, a biodiversidade 
do planeta e as relações entre os organismos, entre as espécies.
A sistemática zoológica é de fundamental importância para as 
ciências que lidam com os animais. Para entendermos o papel dos seres 
vivos na natureza, primeiro temos de saber como as espécies são e como se 
relacionam umas com as outras em seu ambiente natural.
Desta forma, este livro foi escrito para servir de material didático para 
disciplinas que tratem de assuntos relacionados à sistemática zoológica, 
sendo estruturado para fundamentar os conhecimentos, especialmente de 
alunos de graduação. No final de cada unidade, são propostas atividades 
objetivando a fixação e a avaliação da aprendizagem. Portanto, aproveitem 
este material básico para estudo.
Esperamos que vocês se interessem pela sistemática zoológica. 
Desejamos sucesso e bons estudos!!!!
Profª. Ma. Janete Diane Nogueira-Paranhos 
Prof. Me. Leonardo Sousa Carvalho
Prof. Dr. Mauro Sérgio Cruz Souza Lima
UNIDADE 1
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA
CAPÍTULO 1 – Classificação Zoológica e Histórico da Sistemática .....................11
CAPÍTULO 2 – Importância e Objetivos da Sistemática Zoológica .....................31
CAPÍTULO 3 – Nomenclatura Zoológica ............................................................44
UNIDADE 2
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL 
ZOOLÓGICO
CAPÍTULO 4 - Métodos e Técnicas de Coleta e Preparação de Invertebrados ..77 
CAPÍTULO 5 - Métodos e Técnicas de Coleta e Preparação de Vertebrados ...151
CAPÍTULO 6 – Coleções Zoológicas: panorama geral e perspectivas ..............219
LEITURAS COMPLEMENTARES .......................................................................242
APÊNDICE: A mochila do pesquisador ...........................................................245
REFERÊNCIAS ..................................................................................................251
MINICURRÍCULO ...........................................................................................268
11
77
OBJETIVOS DA UNIDADE
1. Conceituar classificação zoológica, táxon e categorias taxonômicas;
2. Mostrar a importância da sistemática zoológica;
3. Apresentar um histórico do desenvolvimento da sistemática zoológica;
4. Caracterizar e diferenciar as principais escolas de sistemática;
5. Apresentar as regras de nomenclatura zoológica.
UNIDADE 1
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 11
CAPÍTULO 1: CLASSIFICAÇÃO ZOOLÓGICA E 
HISTÓRICO DA SISTEMÁTICA
Leonardo Sousa Carvalho e 
Janete Diane Nogueira-Paranhos
Um dos objetivos a que se propõe a zoologia é dar um conhecimento 
definido de todo o reino animal. Tal objetivo norteou os zoólogos desde a 
mais remota antiguidade, e os fez tentar agrupar os animais para um estudo 
mais sistemático. Foi dessa forma que surgiu a sistemática zoológica, que é 
a ciência da classificação dos animais. 
A sistemática zoológica preocupa-se com a identificação, a classificação 
e a nomenclatura. Para a classificação, inicialmente foram levadas em 
consideração características morfológicas que se revelaram secundárias e 
levaram a certos erros de agrupamento. Atualmente, são considerados dados 
tais como: a fisiologia, a embriologia, a distribuição geográfica, a morfologia, 
o compartilhamento de estruturas homólogas, semelhançcas genéticas, 
citogenéticas ou moleculares, entre outros. Passamos, dessa forma, de uma 
taxonomia estática e, às vezes, enganosa, para uma taxonomia dinâmica e 
funcional.
A preocupação com a sistemática remonta à época de Aristóteles 
(384-322 a.C), conhecido como o pai da zoologia. Aristóteles percebeu haver 
particularidades em alguns animais que não eram encontradas em outros. 
Criou, então, um sistema de classificação que foi utilizado por cerca de 2000 
anos. Foi o primeiro naturalista a classificar os organismos vivos de acordo 
com suas características morfológicas, anatômicas e fisiológicas, dividindo os 
animais em dois grupos: Enaima (animais com sangue), e Anaimas (animais 
sem sangue).
A SISTEMÁTICA 
ZOOLÓGICA 
12 UNIDADE 1
Aristóteles, em seu livro Historia Animalium (350 a.C.), classificou os 
organismos em relação a uma hierárquica escada da vida, em que as criaturas 
eram organizadas em uma escada graduada de crescente perfeição, das 
plantas aos homens. O método lógico aristotélico tinha como base a divisão 
de classes mais inclusivas em subclasses remanescentes.Um exemplo é a 
classificação dicotômica, em que um determinado grupo de coisas é dividido 
em dois subgrupos. Esse tipo de classificação descendente repetir-se-ia 
até que o mais baixo grupo de espécies (compreendidas como subclasses 
subordinadas à classe mais inclusiva) não pudesse mais ser dividido. No 
entanto, o próprio Aristóteles questionou a validade de sua divisão lógica, ao 
não utilizá-la na sua classificação dos animais, que acabou por não constituir 
uma hierarquia elaborada (SANTOS, 2008).
Mas, então, o que é classificar?
Segundo Mateus (1989), classificar é determinar a classe e, por 
extensão, os grupos taxonômicos a que pertence certo material, cuja 
localização taxonômica era, até então, desconhecida. De acordo com 
Capellari (2008), classificar é o ato de agrupar ou ordenar coisas ou seres, 
qualificando-os e distribuindo-os em conjuntos ou classes. A classificação 
pressupõe o estabelecimento das relações filogenéticas, ou seja, das 
relações de parentesco entre os grupos. Também lhe interessa dar explicação 
do aparecimento dos grupos. Portanto, preocupa-se com as causas e as 
modalidades da evolução, ou seja, classificar é determinar; é ordenar; é 
agrupar; é relacionar. 
A classificação zoológica, então, é a ordenação dos animais em 
classes ou grupos com base nas suas semelhanças e relações. Essas 
semelhanças podem ser fenéticas, manifestadas pela semelhança total ou 
filogenética, e resultantes do processo de evolução por descendência comum. 
Assim, como diz Hickman et al. (2009), a teoria da ancestralidade comum de 
Darwin é o princípio subjacente que dirige a busca em direção à ordenação 
da diversidade da vida animal.
A pedra angular da classificação zoológica é a espécie; e sobre ela 
repousa todo o “edifício” da classificação. Muitas são as definições de espécie. 
Aqui, utilizamos o conceito de Lineu, isto é, o conceito de espécie tal como 
ele entendia. Sendo a espécie a unidade da taxonomia, todos os problemas 
que lhe dizem respeito têm o interesse da sistemática. Um dos grandes 
méritos de Lineu consiste na ordenação dos grupos de animais segundo uma 
hierarquia; e em considerar a espécie como um grupo unitário, a partir do 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 13
qual se constituem grupos cada vez mais extensos, isto é, de categorias mais 
elevadas. Ele admite que a espécie é suscetível de apresentar modificações 
em relação à forma padrão. Quando tal acontece, consideram-se as formas 
que se afastam do padrão como variedades. Podemos considerar, ainda, que 
os híbridos não fazem parte de uma classificação biológica específica, ou 
seja, não possuem posição filogenética correta na história evolutiva. Eles são 
o produto do cruzamento entre dois indivíduos diferentes, em geral, membros 
de espécies distintas.
Muitos são os conceitos de espécie, e estes têm sido alterados 
desde que foram criados, assim que surgem melhores conhecimentos e 
alguma inconsistência em relação ao conceito anterior. John Ray (1627-
1705), cientista inglês, foi o primeiro a desenvolver um conceito moderno de 
espécie, e a realizar alguns esforços para classificar determinados grupos de 
organismos de maneira cientificamente conduzida. 
Segundo Ray, nenhum critério seria mais seguro para a determinação 
das espécies do que as características distintivas que se perpetuam na 
propagação da semente. Assim, não importa o que ocorrer de variações nos 
indivíduos ou na espécie, pois, se eles brotam da semente de uma planta, 
são variações acidentais, e não motivos para distinguir uma espécie. Animais 
que, da mesma forma, diferem especificamente, preservam suas espécies 
distintas de forma permanente, pois uma espécie nunca brota a partir da 
semente de outra ou vice-versa. Como, por exemplo: a semente de uma 
laranjeira sempre dará origem a outra laranjeira e nunca a uma mangueira, 
pois são espécies distintas. Igualmente, a laranjeira nascida a partir de uma 
semente não necessariamente será igual à árvore que lhe deu origem, pois 
isto é variação intraespecífica.
Storer et al. (1989) define espécie como um grupo de indivíduos que 
têm muitos caracteres em comum e diferem de todas as outras formas em 
um ou mais aspectos. Todos os indivíduos de uma espécie provêm de um 
antepassado comum, e podem cruzar entre si para produzir prole fértil que se 
assemelha aos pais.
No século XVIII, o zoólogo, botânico e médico sueco Carolus Linnaeus 
(1707-1778), ou simplesmente Lineu, conhecido como o pai da taxonomia, 
lançou as bases reais para a classificação e nomenclatura modernas. Lineu 
foi o primeiro a propor uma classificação racional do mundo vivo (na realidade 
sua classificação engloba o mundo vivo e o mundo mineral). Ele dividiu e 
subdividiu o reino animal até as espécies, baseando-se em caracteres 
14 UNIDADE 1
estruturais, e deu a cada espécie um nome distintivo binomial. Seu sistema 
para nomear, ordenar e classificar os organismos é utilizado até hoje, porém, 
com modificações. Lineu lançou, ainda, as bases da classificação biológica em 
sua obra Systema Naturae (décima edição em 1758), admitindo a existência 
de seis classes de animais: mamíferos, aves, anfíbios (que incluía os répteis), 
peixes, insetos e vermes (que reunia todos os demais invertebrados).
Georges Cuvier (1769-1832), zoólogo e naturalista francês, ficou 
conhecido por estabelecer a extinção como um fato, sendo ele o mais influente 
proponente do catastrofismo na geologia no início do século XIX, e opositor 
às teorias evolucionárias de Lamarck e Geoffroy Saint-Hilaire. Cuvier, em sua 
obra de 1817, Règne animal distribué d’après son organisation (Distribuição 
do reino animal após sua organização) dividiu os animais em quatro ramos: 
Vertebrata (peixes, anfíbios, répteis, aves e mamíferos), Mollusca (moluscos 
e Cirripedia), Articulata (anelídeos, crustáceos, insetos e aranhas) e Radiata 
(equinodermos, Nematoides, cnidários e rotíferos).
No século XIX, a anatomia e a classificação foram assuntos de grande 
interesse e muitos sistemas foram propostos, como o do naturalista francês 
Jean-Baptiste Lamarck (1744-1829). Lamarck, além de suas contribuições 
na biologia evolutiva, é reconhecido por sua publicação de 1801, o livro 
Système des animaux sans vertèbres (Sistemas dos animais invertebrados), 
uma grande obra sobre a classificação dos invertebrados, termo que ele 
mesmo criou. Rudolf Leuckart (1822-1898), zoólogo alemão, é reconhecido 
por uma série de trabalhos na área de parasitologia e também por dividir a 
classificação de Cuvier separando o grupo radiata em dois filos: Coelenterata 
e Echinodermata. 
O biólogo, anatomista comparativo e paleontólogo inglês Richard 
Owen (1804-892) é reconhecido pela criação do termo dinosauria e pela sua 
declarada oposição à teoria de evolução por meio da seleção natural, de 
Charles Robert Darwin (1809-1882), pois concordava que a evolução existe; 
porém, discordava de que era tão simples quanto Darwin dizia. Owen produziu 
uma extensa contribuição à sistemática zoológica, contribuindo para a 
sistemática de animais invertebrados, como a divisão dos moluscos da classe 
Cephalopoda em duas ordens (Dibranchiata e Tetrabranchiata). Em relação 
a vertebrados, Owen apresentou diversos ensaios sobre peixes pulmonados 
e dipnoicos (entre outros); descreveu muitos dinosauros; produziu trabalhos 
monográficos sobre o kiwi, a extinta moa e o takahe, entre outras; e ainda 
reconheceu e nomeu os dois grupos naturais de ungulados típicos (os com 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 15
dedos ímpares, Perissodactyla; e os com dedos pares, Artiodactyla).
O geólogo e paleontólogo Louis Agassiz (1807-1873) trabalhou 
com taxonomia de peixes atuais e fósseis, produzindo uma série de 
publicações, como History of the freshwater fish of central Europe (História 
dos peixes de água doce da Europa central), de 1830, e os cinco volumes 
da obra Recherches sur les poissons fossiles (Estudos sobre peixes fósseis), 
publicados entre 1833 e 1843. Seus achados paleontológicos tornaram 
imprescindível umanova classificação de peixes, proposta posteriormente 
por ele, porém já ultrapassada. Agassiz ainda trabalhou com moluscos e 
equinodermos, produzindo obras memoráveis, como Etudes critiques sur les 
mollusques fossiles (Estudos Críticos dos Moluscos Fósseis). 
O naturalista britânico Charles Darwin, conteporâneo de Owen e 
Agassiz, entre outros, juntamente com o naturalista, geógrafo, antropólogo e 
biólogo galês Alfred Russel Wallace (1823-1913), desenvolveram as teorias de 
evolução orgânica, que resultaram em uma mudança profunda de perspectiva 
na sistemática, assim como em todas as outras ciências da vida e mesmo fora 
de suas fronteiras (DE PINNA, 2001). Ambos enviaram à Linnean Society de 
Londres, no dia 1º de julho de 1858, uma breve comunicação apresentando 
o conceito de seleção natural; porém, tal conceito só foi consagrado após a 
publicação de A origem das espécies (título original On the origin of species 
by means of natural selection, or the preservation of favoured races in the 
struggle for life, que significa Sobre a origem das espécies por meio da 
selecção natural ou a Preservação de raças favorecidas na luta pela vida), 
em 1859 (FONSECA, 2008). Tal obra é considerada um dos livros científicos 
mais influentes já escritos, pela solidez e amplitude dos argumentos em 
favor da evolução, incluindo dados anatômicos, morfológicos, embriológicos, 
ecológicos, comportamentais, biogeográficos e geológicos (FONSECA, 
2008).
Entendeu-se, então, que os grupos naturais de organismos eram 
simplesmente reflexos de relações evolutivas. As classificações passaram a 
ser vistas como representações da história evolutiva, e avaliadas de acordo 
com o seu sucesso em representar essa história. Aqui, causas e efeitos 
misturam-se, pois, para o próprio Darwin, a existência de padrões taxonômicos 
era uma das principais evidências da evolução. Para ele, a hierarquia dos 
seres vivos só poderia ter sido tão bem definida se fosse resultado de um 
processo histórico de descendência com modificação, isto é, evolução (DE 
PINNA, 2001).
16 UNIDADE 1
Posteriormente, o zoólogo alemão Ernst Haeckel (1834-1919) – 
um dos pioneiros na construção de árvores filogenéticas baseadas na 
comparação de similaridades compartilhadas pelos organismos – criou 
termos como antropogenia, filo, filogenia, ecologia (SANTOS, 2008), e ainda 
descreveu o reino protista, táxon aparentemente polifilético para os padrães 
atuais (WILLMANN, 2003). É necessário esclarecer que o nome “protista”, 
organismos unicelulares, conforme proposto por Haeckel (1866), diz respeito 
a animais distribuídos por vários reinos do sistema atual de classificação 
(CAVALIER-SMITH, 1998). 
Posteriormente, as ideias de Darwin foram somadas a teorias e 
descobertas, como as de genética, propostas por Gregor Mendel (1822-
1884). Formulou-se, então, a síntese da teoria evolutiva ou teoria sintética 
da evolução – erroneamente denominada por alguns de teoria neodarwinista, 
como lembra Mayr (1982). Segundo Santos (2008), os principais arquitetos 
dessa síntese (mas que nunca se reuniram, de fato, em um grupo sob a mesma 
égide) foram Theodosius Dobzhansky, Julian Huxley, Ernst Mayr, George G. 
Simpson e George L. Stebbins, bem como Sergeevich Chetverikov, Ronald 
A. Fisher, John Burdon S. Haldane, Cyril D. Darlington e Sewall Wright. A 
ramificação na sistemática da teoria sintética da evolução deu origem ao 
que hoje se chama taxonomia clássica ou evolutiva, cujos expoentes são os 
supracitados Mayr e Simpson (SANTOS, 2008).
O biólogo alemão Ernest Mayr (1904-2005) revolucionou os conceitos 
evolutivos em sua época, propondo teorias para perguntas que nem mesmo 
Charles Darwin conseguia responder: “como várias espécies podem evoluir a 
partir de um único ancestral comum?”. 
Mayr tratou a resposta desta pergunta com uma nova definição para 
o conceito de espécies. Em seu livro de 1942 Systematics and the origin of 
species (Sistemática e a origem das espécies), ele escreveu que uma espécie 
não é apenas um grupo de indivíduos morfologicamente similares, mas um 
grupo que pode se reproduzir apenas entre eles mesmos, excluindo todos os 
outros. Quando populações dentro de uma espécie se tornavam isoladas pela 
geografia, estratégia de alimentação, seleção sexual ou por outros meios, 
elas poderiam começar a diferir-se de outras populações através de deriva 
genética e de seleção natural e, ao longo do tempo, poderiam evoluir para 
novas espécies. As mais significativas e rápidas reorganizações genéticas 
ocorrem em populações extemamente pequenas que foram isoladas (como 
populações presentes em ilhas).
Para discussão mais 
completa sobre isto, ver 
Corliss (1988)
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 17
A taxonomia clássica, então, seguia à risca a tradição de Darwin, 
Wallace e Haeckel no que tange ao não-desenvolvimento de um método 
objetivo para a obtenção das classificações biológicas (SANTOS, 2008). 
Sistematas como Georges Simpson viam na prática classificatória uma 
mistura de ciência e arte, uma vez que se fazia necessário o balanceamento 
de um amplo espectro de considerações, e o equilíbrio não partia de um 
método rotineiro, como apresentado em seu livro, Principles of animal 
taxonomy (Princípios de taxonomia animal), de 1961. 
Assim, um taxonomista evolutivo ou clássico deveria construir cenários 
elaborados sobre a evolução de determinado grupo, e esse cenário serviria 
para a construção de sistemas classificatórios. Dessa forma, essa escola de 
sistemática baseava-se muito mais na autoridade de um pesquisador sobre 
determinada área do que em um método passível de repetição (SANTOS, 
2008). 
Como as classificações oriundas da taxonomia clássica estão 
profundamente arraigadas às concepções e ao conhecimento prévio dos seus 
autores, não há como esperar que duas delas, obtidas independentemente 
por pesquisadores trabalhando com o mesmo grupo de estudo, sejam 
congruentes ou ao menos semelhantes do ponto de vista das relações de 
parentesco entre os organismos considerados (SANTOS, 2008). Em breves 
palavras, não há um método. Essas hipóteses não podem ser confrontadas 
à luz de novas evidências ou a partir da análise de sua coerência interna: 
classificações da taxonomia clássica não são científicas, visto que não 
configuram hipóteses testáveis ou falseáveis (cf. POPPER, 1959, 1962, 
1972). As chamadas árvores evolutivas da taxonomia clássica são apenas 
asserções sem fundamentação metodológica adequada. Posteriormente 
a esse período, foram apresentadas diversas escolas de sistemática para 
resolver esta idiossincrasia. Tais escolas são apresentadas em separado, em 
um tópico neste mesmo capítulo.
Após a proposição do reino protista por Haeckel, os seres vivos 
passaram a ser divididos em três reinos: Protista, Plantae e Animalia. 
Posteriormente, surgiu um novo sistema de classificação agrupando os 
organismos em quatro reinos: Monera (bactérias e cianofícias); Protista 
(demais algas, protozoários fungos); Plantae ou Metaphyta (desde briófitas 
até angiospermas); e Animalia ou Metazoa (desde espongas até mamíferos). 
Um sistema de classificação mais recente, proposto por Whittaker (1969), 
compreende cinco reinos: um reino procariótico, Monera; e outros quatro 
18 UNIDADE 1
reinos eucarióticos, protista, deram origem aos outros três grupos (Plantae, 
Animalia e Fungi). 
No entanto, Carl Woese, um microbiologista norte-americano nascido 
em 1928, apresentou uma nova classificação após análise do material genético 
de bactérias, algas unicelulares (até então chamadas de arqueobactérias) e 
seres eucariotos, especialmente de RNA ribossomal (WOESE et al., 1978). 
Ele criou um novo domínio, denominado archaea, composto pelas algas 
unicelulares. Surgia, então, a classificação dos seres vivos composta de três 
domínios: Bacteria, Archaea e Eukarya (com três reinos: Plantae, Animalia e 
Fungi). 
Segundo Pace (2006), a análise do material genético desses grupos faz 
com que o modelo biológico procarioto/eucarioto para explicar adiversidade 
e a evolução torne-se inválido. Isto acontece porque as principais organelas 
eucarióticas (mitocôndrias e cloroplastos) são, definitivamente, originadas 
de bactérias, embora o núcleo não o seja. A linhagem de descendência 
do núcleo é tão antiga quando a linhagem de algas unicelulares, e não é 
derivada de algas ou bactérias. Este mesmo autor afirma, ainda, que o uso 
do termo “procarioto” é incorreto, porque este termo não pode ser definido 
por aquilo que não é eucarioto, visto que seus representantes (bactérias e 
algas unicelulares) não possuem características comuns. A transcrição, por 
Figura 1 - Divisão dos seres vivos em cinco reinos, proposta por Whittaker (1969).
Fonte: Whittaker (1969).
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 19
exemplo, é realizada de maneira distinta em algas unicelulares e bactérias 
(PACE, 2006).
Atualmente, existem diversas novas classificações; porém, muitas 
delas não utilizam mais o sistema hierárquico tradicional, conforme proposto 
por Lineu, devido à grande quantidade de grupos e sub grupos, tornando 
suas categorizações uma tarefa difícil de ser compreendida (ADL et al., 
2005). A classificação apresentada por Adl et al. (2005), baseada em muitas 
informações de ultraestrutura coligidas desde 1980 e uma filogenia molecular, 
por exemplo, reconhece seis linhagens de eucariotos que podem representar 
grupamentos similares aos tradicionais reinos.
Categorias hierárquicas 
Devido ao grande número de espécies e à diversidade de seres vivos 
existentes, tornou-se necessária a elaboração de sistemas de classificação 
com categorias hierárquicas, com a finalidade básica de simplificar o estudo 
dos seres vivos e estabelecer parentesco entre diferentes grupos. Em suma, 
a finalidade fundamental da classificação seria a simplificação do estudo pela 
descoberta de parentesco.
É claro que qualquer sistema de classificação apresenta muitas 
dificuldades, pois os seres vivos se modificam e evoluem ao longo do tempo; 
e, ainda, com o avanço da ciência, surgem novas descobertas a respeito das 
relações existentes entre os organismos. Isto é particularmente verdadeiro 
após o surgimento da sistemática filogenética, em meados da década de 1960, 
e com o desenvolvimento de métodos modernos de análises filogenéticas 
com a utilização de informações morfológicas, moleculares, etológicas e 
bioquímicas, entre outras.
A classificação taxonômica, conforme proposta por Lineu, organiza os 
seres vivos em uma hierarquia começando com o nível de reino e terminando 
no grupo da espécie. A hierarquia, portanto, é uma estrutura organizacional 
(sistemática) para a classificação zoológica, formada por uma sequência de 
classes (ou conjuntos) em níveis diferentes, em que cada classe, exceto a 
mais baixa (espécie), inclui uma ou mais classes subordinadas (SIMPSON, 
1981). Cada grupo de uma dada categoria acima da espécie é formado por 
um ou mais grupos de categorias inferiores. 
 Segundo Simpson (1981), em taxonomia, a pesquisa é dirigida para 
grupos de organismos inter-relacionados, os quais, em seu significado geral, 
recebem o nome de táxon, também frequentemente designado como unidade 
Mais informações sobre 
esse novo sistema de 
classificação podem ser 
encontradas em Adl et 
al. (2005) e Keeling et al. 
(2011).
20 UNIDADE 1
taxonômica. De acordo com Papavero (1994), táxon é determinado grupo 
de organismos, ou qualquer unidade taxonômica, tal como uma família, um 
gênero, uma espécie particular. Os primatas, incluindo o homem, formam um 
táxon, por exemplo. 
Categoria taxonômica é determinado nível hierárquico em que certos 
táxons são classificados (ex.: reino, filo, classe etc.). Isto significa a existência 
de hierarquia taxonômica, constituída pelos diferentes níveis resultantes das 
subdivisões dos táxons e, consequentemente, implicando diversos graus 
de sucessão taxonômica. Em zoologia, são reconhecidas sete categorias 
principais, assim hierarquicamente dispostas: REINO → FILO → CLASSE 
→ ORDEM → FAMÍLIA → GÊNERO → ESPÉCIE. Estas categorias são 
mutuamente inclusivas, conforme exemplificado na Figura 2.
Dependendo do grau de complexidade alcançado pelos 
conhecimentos sobre o grupo objeto de estudo, procede-se à intercalação de 
outras categorias, chamadas facultativas. Entende-se que esta expressão, 
facultativa se aplica apenas ao significado de que nem todos os grupos 
apresentam essas categorias em seu sistema classificatório, a não ser as 
principais, que se revestem de feição de obrigatoriedade para quaisquer 
deles (ou para qualquer um deles). Ao designá-las, utilizam-se os prefixos 
infra, sub e super, como, por exemplo, infraclasse, superfamília e subgênero. 
Além disso, e também na dependência da complexidade atingida pelo grupo, 
tem-se empregado outras categorias e correspondentes denominações, 
como ramo, coorte, tribo (MATEUS, 1989).
De qualquer maneira, as categorias situadas acima de espécie na 
hierarquia taxonômica são consideradas como superiores e definidas como 
sendo as que incluem todos os táxons ali alocados nos correspondentes 
níveis de classificação. Esses táxons são, então, denominados táxons 
Figura 02: Diagrama representando as categorias hierárquicas propostas por Lineu.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 21
supraespecíficos. No entanto, deve-se lembrar de que abaixo da categoria de 
espécie, nas formas de reprodução sexuada, o relacionamento taxonômico 
deixa de ser hierárquico, em virtude do resultado de mutações e combinações. 
Acima desse nível, como os caracteres são fixados, torna-se possível 
recuperar a informação histórica e, portanto, as relações taxonômicas são 
hierárquicas.
O “reino” é a maior unidade usada em classificação biológica. Entre 
o nível de reino e o de gênero, entretanto, Lineu e taxonomistas posteriores 
adicionaram diversas categorias. Temos, então, os gêneros agrupados em 
famílias (o cão, o lobo e a raposa pertencem à família canidae, por exemplo). 
As famílias podem ser agrupadas e formar uma ordem, por exemplo: o cão, 
o lobo e a raposa fazem parte da ordem carnivora, juntamente com os gatos, 
leões, tigres, onças, guaxinins, camgambás e furões, entre outros. As ordens 
podem ser agrupadas e formar uma classe, por exemplo: todos os mamíferos 
já listados, incluindo todos os demais, inclusive o homem, fazem parte da 
classe mammalia. As classes podem reunir e formar um filo, por exemplo: 
todos os mamíferos, somados aos peixes, répteis, anfíbios e aves, formam o 
filo chordata. Os filos podem ser agrupados e formar um reino, por exemplo: 
o conjunto de todos os filos de animais constituem o reino animmalia. 
Assim sendo, todas as categorias utilizadas em zoologia apresentam-
se hierarquicamente dispostas da seguinte maneira (em negrito e letras 
maiúsculas estão listadas as categorias obrigatórias):
Para entender, apresentamos no Quadro 1 a classificação de um 
molusco, Charonia tritonis Linnaeus, 1758; um escorpião, Tityus maranhensis 
Lourenço, Jesus Júnior e Limeira-de-Oliveira, 2006; um louva-a-deus, Mantis 
religiosa Linnaeus, 1758; um anfíbio, Phyllomedusa nordestina (Caramaschi, 
2006); um lagarto, Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855); e um mamífero, 
Didelphis albiventris Linnaeus, 1758 (Figura 3).
REINO
Subreino
Superfilo
FILO
Subfilo
ramo
Superclasse
CLASSE
Subclasse
Infraclasse
Coorte
Superordem
ORDEM
Subordem
Infraordem
Superfamília
FAMÍLIA
Subfamília
Tribo
Subtribo
GÊNERO
Subgênero
ESPÉCIE
Subespécie
22 UNIDADE 1
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A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 23
Escolas de sistemática
Na sistemática, as linhas ou escolas de pensamento têm por objetivo 
principal explicar e ordenar a natureza da diversidade dos organismos. Os 
animais são reunidos em função de critérios de semelhanças, formando 
grupos e subgrupos, conforme maior ou menor afinidade. Normalmente, os 
resultados dessa ordenação são apresentados na forma de classificação, 
árvores genealógicas ou sob a forma de um texto, narrando, discutindo e 
estabelecendo a história evolutiva dos grupos, também denominada cenário 
evolutivo.
De acordo com Amorim (1994), a questão das bases lógicas e 
filosóficas de cada escola de sistemática é complexa e, talvez na maior parte 
dos casos, é ignorada pelos próprios adeptos da escola, que só dominam 
a técnica e não a sua fundamentação. Este mesmo autor afirma que pode 
identificar pelo menos cinco escolas ou linhas principais de sistemática: 
essencialista, catalográfica, fenética, gradista e filogenética. Abaixo, é 
apresentada uma síntese sobre cada uma das escolas.
Figura 3: Animais cuja 
classificação taxonômica 
é apresentada no 
Quadro 1. (A) Molusco, 
Charonia tritonis 
Linnaeus, 1758; (B) 
Escorpião, Tityus 
maranhensis Lourenço, 
Jesus Júnior e 
Limeira-de-Oliveira, 
2006; (C) Louva-a-
deus, Mantis religiosa 
Linnaeus, 1758; (D) 
Anfíbio, Phyllomedusa 
nordestina Caramaschi, 
2006; (E) Lagarto, 
Gonatodes humeralis 
(Guichenot, 1855); (F) 
Mamífero, Didelphis 
marsupialis Linnaeus, 
1758.
Fonte: A, C: Y.C.C. 
LIMA; B,D,F: Elaborado 
pelos(a) autores(a)
24 UNIDADE 1
Escola lineana (essencialista ou tipológica)
 
Esta escola fundamenta-se na lógica aristotélica e na visão de mundo 
de Aristóteles, ou seja, em sua ontologia essencialista. A escola lineana 
visa a reunir táxons com base em semelhanças compartilhadas pelos seres 
vivos. Na prática, corresponde a um método intuitivo de comparação, uma 
vez que não existe um critério que determine qual característica deve ser 
considerada na separação dos táxons, carecendo, assim, de uma ontologia 
bem definida. De acordo com Amorim (1994), ainda hoje existem sistematas 
que utilizam essa lógica, mas sem um princípio definido. Esta escola não leva 
em conta a evolução, e sim, as semelhanças compartilhadas entre os seres 
para reuni-los em grupos. Resgata a ideia de essência e esta pode ou não 
ser compartilhada por duas ou mais espécies, método intuitivo e arbitrário 
de comparação de semelhanças. Contudo, qualquer método utilizado para 
reunir táxons tem como base o compartilhamento de semelhanças definido 
por Aristóteles.
Escola “catalográfica” ou tradicional
 Esta escola sistemática entende que as atividades de classificação 
não necessitam de um embasamento filosófico, ou seja, ela não apresenta 
nem teoria nem método para ordenar o conhecimento. As classificações são 
baseadas no conhecimento de taxonomistas profissionais, e realizam-se 
como uma atividade catalogatória semelhante à de um colecionador de selos 
ou de moedas, que separa ou agrupa coisas considerando suas semelhanças 
ou diferenças. 
Os defensores dessa escola não reconheciam (atualmente não 
se tem encontrado mais tais defensores) a sistemática como ciência, mas 
apenas como um mecanismo prático de agrupamento dos seres vivos, sem 
qualquer compromisso com sua ontologia ou evolução. A classificação era 
dada pela reunião de espécies semelhantes e separação das distintas, 
segundo critérios puramente arbitrários, criando, assim, um catálogo de 
espécies. Segundo Amorim (1994), não há discussão da questão ontológica 
subjacente, uma vez que a prática sistemática não é considerada atividade 
científica, mas uma ferramenta operacional. Criar táxons, conhecendo um 
grupo, é reunir espécies semelhantes e separar espécies distintas por 
decisão assumidamente arbitrária. Observa-se, no entanto, que é uma 
postura honesta. Porém, pretendendo que a classificação tenha alguma 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 25
relação com o processo evolutivo e com seus padrões, há de se rejeitar essa 
prática taxonômica.
Escola fenética ou numérica
 O termo fenética (radical grego phaínein = mostrar, expressar + ethos 
= comum a um grupo de indivíduos, significando semelhança aparente comum 
a um grupo) foi criado por Mayr (1965) para designar a taxonomia numérica. 
Esta escola surgiu na década de 1950, nos Estados Unidos, coincidindo com 
o aparecimento dos primeiros computadores de grande capacidade e das 
primeiras calculadoras científicas (CONSTANTINO, 2012). 
A organização do conhecimento sobre a diversidade dos organismos 
baseia-se em um conjunto de métodos matemáticos bem claros; porém, não 
está fundamentada em uma teoria biológica. Os defensores desta escola 
objetivavam então, reunir grupos de animais com o maior número possível 
de semelhanças observáveis. As características de cada organismo são 
quantificadas através de critérios matemáticos, e a similaridade entre eles é 
expressa por porcentagens de semelhanças e distâncias geométricas entre 
os organismos. Em função das distâncias calculadas, os organismos são 
reunidos em grupos e subgrupos.
A escola fenética apresenta alguns pontos em comum com a 
escola tradicional, como os critérios de similaridade e, principalmente, a 
não-fundamentação na teoria evolutiva. Essencialmente, a escola fenética 
diferencia-se da taxonomia tradicional pelo emprego de métodos quantitativos 
e pela utilização de um número maior de características semelhantes entre os 
organismos. Trata-se basicamente da elaboração de um “banco de dados”, 
reunindo o maior número de informações sobre os organismos; facilitando 
a análise de caracteres, alguns princípios evolutivos; impedindo a formação 
de táxons aleatoriamente por parte dos sistemas (com base em um ou em 
poucos caracteres); e facilitando a identificação taxonômica através de um 
sistema operacional. 
No método fenético, quanto maior o número de caracteres inseridos 
sobre um grupo, maior a estabilidade do sistema. Entretanto, o que importa 
não é a quantidade de informações para formar um sistema,e sim, o número 
de informações que se pode tirar de uma classificação elaborada. Na análise 
de uma classificação fenética, não se pode determinar, a princípio, que tipo 
de semelhança existe, evolutivamente falando, entre dois ou mais grupos. O 
resultado da análise são classes abstratas, no sentido aristotélico. 
26 UNIDADE 1
A maior fragilidade do sistema fenético é ontológica, uma vez 
que as semelhanças entre espécies podem ser devidas a características 
plesiomórficas, apomórficas ou homoplásicas, não refletindo com precisão 
que relação evolutiva pode haver entre tais seres, ou que caracteres pesaram 
mais para aproximar dois grupos. O fenograma informa apenas que há maior 
semelhança entre eles.
Na opinião do biólogo Reginaldo Constantino, do Departamento de 
Zoologia, da Universidade de Brasília (UnB), a escola desenvolveu-se muito, 
principalmente pelo apelo de usar uma ferramenta nova como o computador, 
mas tinha problemas conceituais graves. Esses problemas começaram a 
aparecer e a alternativa já estava surgindo: a sistemática filogenética, com o 
método cladístico. A taxonomia numérica, então, entrou em decadência, mais 
ou menos a partir da década de 1980. Até o final dessa década, ainda havia 
gente adepta dessa escola. 
Escola gradista ou evolutiva
 Esta escola surgiu na primeira metade do século XX, representada 
principalmente pelas obras de Ernst Mayr (MAYR et al., 1953) e de Georges 
Simpson (SIMPSON, 1981). Ela está embasada na teoria sintética da 
evolução, ou neodarwinismo, uma denominação equivocada para a teoria 
sintética da evolução, segundo Amorim (2008). Contudo, os gradistas ou 
taxonomistas evolutivos não desenvolveram um método particular para 
organizar o conhecimento sobre a diversidade biológica. 
Os seguidores dessa escola não priorizam a constituição morfológica 
como fator preponderante para a sua metodologia de classificação, a não ser 
quando as diferenças são significativas. Neste caso, os grupos taxonômicos 
são separados. Eles consideram, especialmente, grupos taxonômicos com 
maior número de espécies. Esses grupos tendem a estar num status mais 
elevado. Os critérios para reunir grupos de organismos têm como suporte o 
conceito de grados. 
Os grados são definidos como a expressão dos graus da história 
evolutiva dos grupos. Conforme este conceito, determinado grupo que tenha 
atingido a habilidade de explorar um ambiente muito diferente receberia um 
status separado do que têm seus ancestrais, ou seja, passaria de um grado 
para outro que lhe é superior. 
Dado um grupo qualquer, sua evolução sempre começa com um 
conjunto de características adaptativas. Ao longo da evolução, muitas espécies 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 27
descendentes mantêm essas características iniciais. No entanto, muitas vezes 
um ou mais subgrupos diferenciam-se do ancestral, surgindo apomorfias em 
características autoecológicas, e resultando num novo grau evolutivo. Por 
exemplo: os peixes, habitantes de ambientes aquáticos, representariam a 
forma mais parecida com o ancestral dos demais vertebrados. A invasão do 
ambiente terrestre seria um grado na história evolutiva dos vertebrados. 
Desta forma, os demais vertebrados que se adaptaram às novas 
condições do ambiente seriam reunidos em um novo grupo ou grado, o dos 
tetrapoda que, como os peixes, são pecilotérmicos (sangue frio). Por sua vez, 
entre os tetrápodes, surgiram formas capazes de controlar a temperatura 
corpórea, denominadas animais de "sangue quente" ou homeotérmicos. 
Tais formas teriam surgido como dois grados independentes: as aves, com 
capacidade de voo e com penas; e os mamíferos, com pelos e glândulas 
mamárias.
Tanto a taxonomia tradicional como a evolutiva utilizam-se da 
intuição como ferramenta para estabelecer o relacionamento entre grupos 
de organismos, ou seja, não demonstram claramente como e o que fazem, 
estabelecendo grupos com base em critérios muito subjetivos.
Na construção de uma classificação gradista, dezenas ou centenas 
de combinações são possíveis, podendo gerar os mais diferentes grados 
evolutivos, uma vez que o que se considera importante como característica 
“adaptativa para gerar grados evolutivos” é meramente uma questão de 
opinião. A existência de conflitos frequentes entre gradistas com posições 
antagônicas é uma demonstração factual desse problema, levantando a 
suspeita sobre a realidade fenomenológica dessas supostas entidades 
evolutivas.
Segundo Constantino (2012), os adeptos da escola evolutiva procuram 
incluir informações sobre filogenia nas suas classificações, mas, ao mesmo 
tempo, levam em conta o grau de diferença entre os táxons. Eles não usam 
nenhum método claro para reconstruir filogenias, e não têm o objetivo de 
transformar a hierarquia conhecida da filogenia na hierarquia da classificação. 
Mayr (1965) concentrou-se na taxonomia em nível de espécie. Seus primeiros 
livros não continham quase nenhum conteúdo sobre filogenias e classificação 
de táxons supraespecíficos (CONSTANTINO, 2012). Os adeptos da escola 
evolutiva aceitam grupos parafiléticos na classificação.
28 UNIDADE 1
Escola filogenética ou cladista
 Esta escola sistemática trabalha com o método originalmente 
proposto por Willi Hennig. A sistemática filogenética é fundamentada na teoria 
da evolução orgânica e apresenta uma metodologia compatível com essa 
teoria. Isto significa que os grupos são formados por relações de parentesco, 
estabelecidas através de um ancestral comum, levando-se em conta o 
parentesco entre espécies, ou seja, a filogenia de determinada espécie. 
A meta principal desta escola é propor hipóteses testáveis de 
relacionamento genealógico entre grupos naturais. Estes são definidos como 
grupos formados por organismos que possuem um mesmo ancestral comum. 
Como metodologia sistemática, a escola filogenética tem por base a passagem 
do ancestral para seu descendente das características que se modificam ao 
longo da genealogia do grupo. O estabelecimento de agrupamentos naturais 
é determinado a partir de características modificadas, que são novidades 
evolutivas, herdadas de um ancestral comum que já as possuía. 
Os sistematas da escola filogenética buscam reconstruir a história 
da vida, mesmo quando só se pode contar com os dados do presente. Em 
sua metodologia, tentam estabelecer os diferentes graus de parentesco e 
ancestralidade. Essa filosofia não poderia ter existido antes do século XIX, 
quando o conceito de ancestralidade começou a ser melhor compreendido e 
aceito pela comunidade científica. 
A partir desse momento, compreendeu-se que as espécies não 
são entidades fixas, e é exatamente aí onde se inicia uma discussão mais 
aprofundada sobre evolução. O método cladístico nasce como um método 
geral de estudar a história. A ideia do método é a seguinte: com o tempo 
passando ao longo da evolução, dentro de certa linhagem, surgem caracteres 
novos. Esses caracteres são passados para seus descendentes, no sentido 
filogenético, na árvore. Cada escola tem sua forma de classificação e, como 
tal, a filogenética tem a sua, resultando em pontos duvidosos e discordantes 
para um grupo de indivíduos. 
A classificação filogenética permite recuperar a filogenia do grupo, 
além de criar sistemas de classes e atribuir nomes a essas classes. Henning 
(1966) diz que a adoção de diferentes classificações é inútil, optando pela 
mais útil, que seria a filogenética, onde o estudo da evolução de um grupo é 
feita através de vários caracteres em vez de um só.
A estabilidade certamente deve ser uma recomendação para 
qualquer escola. No entanto, não se pode pretender que qualquer sistema de 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 29
classificação possa ser estável caso ele se fundamenta em um conhecimento 
que evolui gradualmente, sendo a classificação filogenética a que tem maior 
chance de se aproximar de uma estabilidade a médio e longo prazo, por 
aceitar e inserir as novas tecnologias, como métodos moleculares tradicionais 
e genômicos, buscando alternativas para solucionarpontos duvidosos das 
classificações. 
A contribuição mais importante foi o desenvolvimento de um método 
de reconstrução para as relações de parentesco entre espécies e grupos 
de espécies. A proposta desta escola é que as classificações biológicas 
devem ser um reflexo inequívoco do conhecimento atual sobre as relações 
de parentesco entre os táxons, ou seja, todos os táxons da classificação 
deveriam ser monofiléticos, ou se não houver uma hipótese de monofiletismo, 
a dúvida deve permanecer expressa na classificação, até que se obtenha uma 
filogenia completa e a classificação para ser refeita. A criação de classificações 
correspondentes à criação de sistemas de classes, e a atribuição de nomes 
às classes justifica o sistema de classificação filogenético. 
O ponto mais importante em favor das classificações filogenéticas 
é que, quando se toma uma característica particular ou um conjunto de 
características como base para erigir uma classificação, constroem-se táxons 
que podem não refletir a evolução de outros caracteres, ou seja, não é possível 
compreender a evolução de todos os caracteres através da evolução de um 
caráter em particular.
No entanto, uma vez que os caracteres se originam dentro de um 
contexto filogenético, todos os caracteres podem ser compreendidos 
através das relações de parentesco entre os táxons. Em uma classificação 
filogenética, qualquer informação sobre o compartilhamento de caracteres 
autoecológicos pode ser compreendida evolutivamente, já que todas as 
características evoluem através da filogênese, e qualquer caráter pode ter 
sua evolução compreendida à luz da filogenia de grupo classificado. 
EXERCÍCIOS DE FIXAÇÃO
1. Por que a classificação é importante para ciências como a zoologia?
2. Defina “classificação zoológica” e cite as categorias taxonômicas básicas.
3. Qual a diferença entre táxon e categoria taxonômica?
4. Conceitue espécie e explique por que os híbridos não fazem parte de uma 
classificação biológica específica.
30 UNIDADE 1
5. Através de consulta bibliográfica, classifique, nas categorias principais e 
obrigatórias, três invertebrados e três vertebrados até o nível de espécie.
6. Comente sobre o princípio básico da escola lineana.
7. Em que se baseia a escola catalográfica?
8. O que contribuiu para o surgimento da escola fenética? Como funcionava 
esta escola?
9. Qual a opinião dos seguidores da escola gradista em relação à história 
filogenética?
10. Conceitue cladística e explique a frase: “toda relação filogenética hipotética 
entre dois organismos só pode ser considerada se houver aceitação de que 
estes organismos compartilham um ancestral comum”.
11. Faça uma comparação entre a escola gradista e a filogenética.
12. Por que podemos dizer que seguidores da escola catalográfica (ou 
tradicional) apresentavam trabalhos com resultados honestos, mesmo 
inexistindo métodos ou teorias que subsidiassem suas ações?
13. Leia a seguinte frase apresentada por Georges Gaylord Simpson: “Os 
membros de um grupo são similares porque eles têm um mesmo ancestral 
comum. Não é porque eles são similares que pertencem ao mesmo grupo“. 
Esta frase exemplifica uma crítica atribuída a qual escola de sistemática? 
Explique sua proposição.
14. De acordo com a escola filogenética, por que não é correto afirmar que 
“o homem descende do macaco”? Reescreva a frase “o homem descende do 
macaco”, de forma a torná-la filogeneticamente correta.
15. O que é mais importante: uma classificação ser alterada quando 
suportada por uma filogenia, ou esta classificação ser mantida em prol da 
sua estabilidade, mesmo com argumentos contrários dados por uma hipótese 
filogenética?
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 31
CAPÍTULO 2: IMPORTÂNCIA E OBJETIVOS
 DA SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 
Leonardo Sousa Carvalho e
Janete Diane Nogueira-Paranhos
Os zoólogos descreveram mais de 1,5 milhão de espécies animais 
e milhares são descritas a cada ano. No entanto, estima-se que todas as 
espécies descritas até então não representam 20% de todos os animais 
viventes e menos que 1% de todos aqueles que viveram no passado 
(HICKMAN et al., 2009). 
A diversidade dos seres vivos é muito grande, e o seu estudo torna-se 
mais fácil quando estes são separados em grupos. Portanto, a sistemática é 
de fundamental importância para as ciências que lidam com os animais. Para 
entendermos o papel dos seres vivos na natureza, primeiro temos de saber 
como as espécies são e como se relacionam umas com as outras em seu 
ambiente natural. Tal tarefa não é fácil, e requer ampla preparação em várias 
disciplinas zoológicas, muita paciência e uma minunciosidade especial.
 A preocupação com a sistemática existe desde a época de Aristóteles 
(384-322 a.C), conhecido como o pai da zoologia. Desde essa época, 
Aristóteles já percebia que havia particularidades encontradas em alguns 
animais que não eram encontradas em outros; portanto, já podiam constituir 
grupos. Aristóteles fez um sistema de classificação que serviu até o século 
XVIII, quando o botânico sueco Carolus Linnaeus (ou, simplesmente, Lineu) 
forneceu nosso atual sistema de classificação. Esse sistema, apresentado 
formalmente na 10ª edição da principal obra de Lineu, o Systema Naturae, de 
1758, foi adotado oficialmente pela Comissão Internacional de Nomenclatura 
Zoológica. Para uma discussão maior sobre este sistema, ver Capítulo 3 – 
Nomenclatura Zoológica.
Importância da sistemática frente às outras ciências
A determinação da espécie é necessária não só na zoologia, mas em 
outras ciências. Um trabalho sobre fisiologia, genética, e parasitologia pode 
estar bem feito no que diz respeito ao conteúdo científico, mas perde o seu 
valor se não tiver o nome científico do animal que serviu de base ao trabalho, 
porque o nome vulgar não satisfaz. Isso é ainda especialmente importante na 
Para uma discussão maior 
sobre este sistema, ver 
Capítulo 3 – Nomenclatura 
Zoológica.
32 UNIDADE 1
investigação de agentes causadores de patologias em animais ou plantas, tais 
como protozoários, platelmintos, nematoides, entre outros. Uma identificação 
errônea poderia provocar a aplicação de um procedimento inadequado para 
o controle do problema ou da patologia decorrente de tal animal.
O objetivo da zoologia, então, é dar um conhecimento definido de 
todo o reino animal, e o da sistemática é reconstruir a árvore filogenética ou 
filogenia que relaciona todas as espécies viventes e extintas. Tal objetivo 
norteou os zoólogos desde a mais remota antiguidade, e os fez agrupar 
os animais para um estudo mais sistemático. Surge, então, a sistemática 
zoológica.
A sistemática zoológica é o ramo da zoologia que se ocupa da 
organização, caracterização e denominação dos grupos de animais; do 
estabelecimento das relações de parentesco entre esses grupos; da 
identificação das formas já conhecidas; e da descrição e denominação 
de formas novas (MATEUS, 1989). É, portanto, interesse da sistemática 
zoológica o conhecimento dos animais, sua ordenação segundo o grau de 
parentesco, bem como o estabelecimento de regras. Interessa-lhe, portanto, 
a filogenia e, consequentemente, os problemas da evolução. 
A sistemática zoológica compreende duas partes: a taxonomia e a 
nomenclatura. A taxonomia refere-se à organização, definição e ordenação 
dos grupos, enquanto a nomenclatura diz respeito às regras para dar nomes 
aos grupos organizados pela taxonomia. Assim, a taxonomia é a finalidade da 
sistemática, enquanto que a nomenclatura é o meio pelo qual entendemos e 
comunicamos os pensamentos taxonômicos. 
A importância da taxonomia é tanta que alguns autores, sem razão, 
consideram taxonomia como sinônimo de sistemática. Para outros, porém, a 
sistemática envolve, além da taxonomia, o estudo das relações de parentesco 
entre as espécies, ou seja, a filogenia. Portanto, o objetivo de quem trabalha 
com sistemática não é apenas descrever a diversidade existente e elaborar 
um sistema geral de referência, mas também contribuir para a compreensão 
dessa diversidade. 
Ataxomomia é parte da sistemática. Assim, pode-se defini-las:
Sistemática: É o estudo científico da diversidade e diferenciação dos 
organismos e das relações existentes entre eles.
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 33
Taxonomia (do grego taxis, que significa arranjo + nomos, que 
significa lei) – É a parte da sistemática que trata do estudo da classificação, de 
princípios, procedimentos e regras. Este termo foi proposto por De Candolle, 
em 1813, para ser aplicado à botânica, e daí passou a ser aplicado também 
na zoologia.
De acordo com Mateus (1989), taxonomia é o capítulo da sistemática 
que tem por fim, entre outros, a organização, definição e ordenação de grupos 
de animais. Ainda segundo este autor, a sistemática atual é bem diferente 
da antiga: a velha sistemática considera os grupos independentes uns dos 
outros, embora possam dispor-se por ordem lógica; a nova sistemática 
considera os grupos entidades biológicas, sujeitas a variação e ligadas por 
relações filogenéticas, ou seja, por relação de parentesco.
Adicionalmente, Mayr et al. (1953) afirmam que a velha sistemática é 
caracterizada pela posição central de uma espécie, concebida tipologicamente, 
definida morfologicamente e essencialmente não dimensional; enquanto na 
nova sistemática, a definição de espécie puramente morfológica foi substituída 
por uma definição biológica que tem em consideração fatores ecológicos, 
geográficos, genéticos e outros.
Os critérios que têm presidido à organização dos grupos de animais 
têm variado, refletindo, muitas vezes, as preocupações científicas dos autores, 
o estado de adiantamento dos conhecimentos científicos, e as correntes 
filosóficas da época em que foram elaborados. No começo, tinha-se como 
objetivo a estruturação de arranjos que facilitassem a tarefa da localização 
das espécies e a identificação das formas; atualmente, procura-se traduzir a 
natureza.
A sistemática trabalha com duas formas principais de classificação: 
a natural e a artificial. A classificação natural baseia-se muito nas relações 
evolutivas entre os diferentes grupos de organismos. Esta forma de classificar 
não apresenta anomalias taxonômicas, e traduz o que se passa na natureza, 
isto é, os grupos são dispostos segundo as suas afinidades naturais, segundo 
o seu grau de parentesco. 
A classificação artificial, por sua vez, leva em consideração 
caracteres morfológicos similares que, nem sempre, refletem algum tipo 
de ancestralidade, uma vez que condições derivadas de caracteres podem 
surgir independentemente em grupos taxonômicos distintos. Esta forma de 
classificação apresenta anomalias taxonômicas, isto é, quando um animal, 
ou grupos de animais, incluídos no grupo a que pertencem, por definição 
34 UNIDADE 1
deste, se parece mais, pelo conjunto da sua organização, com os animais de 
outro grupo que com os do grupo de que faz parte. 
Como exemplo destas duas formas de classificação, podemos 
analisar o grupo tradicionalmente chamado de répteis, formado por 
serpentes, lagartos, crocodilianos e quelônios, de acordo com a classificação 
artificial. Porém, uma análise mais aprofundada revelará diferenças entre os 
crocodilianos e os demais répteis, assemelhando os crocodilianos às aves 
(pela presença de uma abertura anteorbital, pela órbita em forma de triângulo 
invertido e pelos dentes comprimidos lateralmente, por exemplo). Esta nova 
forma de agrupamento é válida, seguindo a classificação natural.
É evidente que os métodos estão mais próximos da classificação 
natural do que os sistemas. Muitas vezes, para definir os grupos, bastava 
a presença ou ausência de um caráter escolhido arbitrariamente. Assim 
eram formados os sistemas de classificação, ou seja, sistema é o critério 
ou processo taxonômico em que os grupos são definidos pela presença ou 
ausência de um único caráter, escolhido arbitrariamente. A cada sistema 
dava-se o nome do seu autor (ex.: sistema de Aristóteles, sistema de Lineu 
etc.).
Com o passar do tempo, à medida que novos métodos e técnicas de 
estudo dos seres vivos foram sendo desenvolvidos, os taxonomistas foram 
notando os defeitos dos sistemas, pois estes conduziam a graves “anomalias 
taxonômicas”.
No século XVII, começou uma reação contra o critério dos sistemas, 
de modo a tornar as classificações mais acuradas, e reduzindo, tanto quanto 
possível, as anomalias taxonômicas. Assim, substituiu-se o critério dos 
sistemas pelo critério dos métodos. Desta forma, podemos definir métodos 
como classificações que utilizam um conjunto de caracteres para definir os 
grupos; isto é, cada grupo é definido pela presença ou ausência, não de um 
único caráter, mas de um conjunto de caracteres que não são escolhidos 
arbitrariamente, mas são como que impostos pela natureza (MATEUS, 1989).
O primeiro método que foi organizado em zoologia foi o do naturalista 
e zoólogo francês Georges Cuvier (1769-1832). Desde então, os métodos 
têm sido aperfeiçoados grandemente, e os atuais são já muito aceitos como 
tentativas de uma classificação perfeita.
Podemos dividir a história da taxonomia em dois períodos: o dos 
sistemas e o dos métodos. O período dos sistemas é formado pela época 
de Aristóteles e seus continuadores, e pela época de Lineu (MATEUS, 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 35
1989). A classificação proposta por Aristóteles separava os animais em 
dois grupos, os animais sem sangue e os animais com sangue, que 
correspondem, respectivamente, aos invertebrados e aos vertebrados de 
outras classificações. Esta classificação é ainda importante hoje em dia, 
tanto que periódicos científicos, obras didáticas e disciplinas universitárias 
são nomeados invertebrados e vertebrados, mostrando o legado da obra 
de Aristóteles (MATEUS, 1989). A classificação de Lineu, embora realizada 
centenas de anos depois da de Aristóteles, ainda é um sistema, e seu maior 
mérito foi ter definido com precisão a hierarquia zoológica. 
O período dos métodos, por sua vez, pode dividir-se em duas épocas 
de duração muito diferentes: a pré-evolucionista e a evolucionista.
Período dos Sistemas
Neste tópico, serão apresentados os principais sistemas de 
classificação que traduzem os conhecimentos da época em que foram 
elaborados e também refletem, por vezes, as correntes filosóficas seguidas 
pelos seus organizadores.
Sistema de Aristóteles: 
Foi o primeiro sistema zoológico científico, proposto por Aristóteles, 
que fez grande número de observações direta dos animais, tanto marinhos, 
quanto de água doce e terrestres. Ele reuniu grande soma de conhecimentos 
sobre a fauna, dando interpretações de natureza ecológica. Os animais 
não foram organizados seguindo uma ordem hierárquica, já que se usavam 
designações para gêneros e espécies de maneira imprecisa. Os animais eram 
divididos em dois grupos maiores, enaima e anaima, cada um subdividido em 
outros quatro grupos menores (MATEUS, 1989), como seguem abaixo:
 
Para uma descrição 
pormenorizada dessas 
épocas, consultar Mateus 
(1989).
- ANAIMA (animais sem sangue)
5. Moluscos (malaquia)
6. Malacostráceos (malacostraca)
7. Insetos (entoma)
8. Testáceos (ostracodermata)
- ENAIMA (animais com sangue)
1. Quadrúpedes vivíparose
2. Aves
3. Quadrúpedes e ápodes ovíparos
4. Peixes
36 UNIDADE 1
Alguns destes grupos ainda se conservam sem alteração, como as 
aves, os peixes e os insetos. Os quadrúpedes e ápodes ovíparos reuniam 
os répteis e os anfíbios. Os malaquia são os moluscos cefalópodes das 
classificações atuais; os malacostráceos são os crustáceos; e os testáceos 
englobavam os equinoides e os moluscos providos de concha (MATEUS, 
1989).
Sistema de Lineu 
Surgiu num período em que já se pensava na organização de 
classificações mais acuradas, isto é, nos métodos. Um dos grandes méritos 
de Lineu é o de estabelecimento de uma hierarquia entre grupos ou categorias 
taxonômicas, como já discutido no Capítulo 1. Apesar de pretender organizar 
um encadeamento harmônico, nunca se pensou que esse encadeamento 
pudesse ou devesse representar relações deparentesco, pois era fixista 
(MATEUS, 1989). O sistema de Lineu compreendia seis classes:
1 – Mammalia
2 – Aves
3 – Amphibia
4 – Pisces
5 – Insecta
6 – Vermes
As quatro primeiras classes correspondem ao grupo dos Enaima, de 
Aristóteles. Embora essas classes ainda sejam mantidas, sua divisão difere 
um pouco da atual. Como, por exemplo, a classe dos Amphibia engloba os 
atuais Amphibia e os Reptilia. As duas últimas classes equivalem aos Anaima. 
Os Insecta correspondiam a todos os Arthropoda, e nos Vermes se reuniam 
todos aqueles animais que não podiam incluir-se em nenhuma das outras 
classes (MATEUS, 1989).
O período posterior ao sistema de Lineu, e que antecede o primeiro 
método, é tão curto que se pode considerá-lo contemporâneo. Após várias 
tentativas para melhoramento dos sistemas, estes foram eliminados e, 
atualmente, não mais se utilizam.
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 37
Período dos métodos
Neste tópico, serão apresentados os principais métodos de 
classificação surgidos após a apresentação do método de Lineu.
Classificação de Cuvier 
Após aperfeiçoamentos sucessivos, Cuvier apresentou uma 
classificação que é considerada, justamente, como sendo o primeiro método 
apresentado em zoologia. Deve-se, portanto, a Cuvier, a organização do 
primeiro método zoológico. Isto foi possível devido ao largo conhecimento 
de Cuvier sobre a organização interna dos animais, o qual foi adquirido após 
numerosas dissecações que este realizou (MATEUS, 1989). 
Cuvier separou o reino animal em quatro grandes divisões, compostas 
por classes – o nível menos abrangente de sua classificação –, como seguem 
no Quadro 2.
A primeira grande divisão desse quadro corresponde ao Enaima de 
Aristóteles, e compreende as primeiras quatro classes de Lineu, apenas com 
a substituição da designação de Amphibia por répteis. Na segunda grande 
divisão, os branquiópodes e os cirripédios são incluídos nos moluscos, assim 
como os tunicados são incluídos nos acéfalos, embora o desenvolvimento 
embrionário, a estrutura desses animais ainda fosse desconhecida nessa 
época. Somente após maior conhecimento desses grupos é que os tunicados 
foram posicionados próximos aos cordados. A terceira grande divisão 
corresponde aos anelídeos e aos artrópodes reunidos. Os miriápodes 
(quilópodes, diplópodes, sínfilos e paurópodes), no entanto, eram incluídos 
na classe dos insetos. A quarta grande divisão é mais heterogênea. Nesta 
última, por exemplo, podem-se encontrar rotíferos, cercárias, anguílulas e 
protozoários livres, todos inclusos na classe dos infusórios (MATEUS, 1989).
Observa-se que Cuvier considerava os seus grupos independentes, 
isto é, sem quaisquer relações de parentesco, opondo-se mesmo a 
qualquer ideia filogenética, pois era fixista (MATEUS, 1989). Além disso, 
ao se analisar a sua proposta de Cuvier, pode-se imaginar erroneamente 
que não se trata de um método, mas sim, de um sistema. No entanto, tal 
proposta considera a existência de determinado caráter em um organismo 
(ex.: sistema nervoso), pressupondo então a existência de outros caracteres 
(ex.: órgãos subordinados ao sistema nervoso). Assim, por exemplo: no caso 
Para uma descrição 
pormenorizada das 
características que 
definem cada um dos 
grandes grupos, ver 
Mateus (1989).
38 UNIDADE 1
dos vertebrados, a existência de encéfalo e de medula espinhal condiciona a 
existência de crânio, de vértebras, de costelas e de membros com esqueleto 
ósseo ou cartilaginoso, além de outros órgãos (MATEUS, 1989).
Classificação de Claus
Esta classificação foi organizada com base nos conhecimentos que 
se tinha na época sobre a estrutura dos animais. Os grupos são definidos 
por conjuntos de caracteres morfológicos. Podemos dizer que o método de 
Claus é o ponto de partida das classificações modernas. Compreende nove 
grandes grupos (Quadro 3). 
Nesta classificação, há melhoramentos importantes, como a 
separação de Braquiopoda dos Mollusca, que, juntamente com os Bryozoa, 
GRANDES DIVISÕES CLASSES
I – Animais Vertebrados
1. Mamíferos
2. Aves
3. Répteis
4. Peixes
II – Animais Moluscos
1.Cefalópodes
2. Pterópodes
3. Gasterópodes
4. Acéfalos
5. Braquiópodes 
6. Cirrípodes
III – Animais Articulados
1. Anelídeos
2. Crustáceos
3. Aracnídeos
4. Insetos
IV – Zoófitos ou Animais Radiados
1. Equinodermos
2. Intestinais
3. Acalefas
4. Pólipos
5. Infusórios
Quadro 2: Classificação do reino animal, proposta por Cuvier.
Fonte: Mateus (1989).
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 39
formam os Molluscoidea. Além disso, há a instituição dos Tunicata, que ficaram 
separados definitivamente dos Mollusca e colocados próximo dos Vertebrata, 
com os quais têm estreita relação. No grupo dos Vertebrata, os Amphibia são 
separados dos Reptilia. Outras inconsistências ainda permaneciam, como os 
poríferos junto aos celenterados; os Enteropneusta considerados anelídeos; 
e Vermes, ainda formando um grupo heterogêneo, embora em menor escala 
do que aquele apresentado por Lineu (MATEUS, 1989).
 Ainda que os quadros de classificação tenham neles implícita a ideia 
de filiação dos grupos, não a indicam claramente. Só uma representação 
gráfica, com o aspecto de árvore genealógica, pode-nos mostrar as relações 
de parentesco entre os grupos. As representações das relações filogenéticas 
podem ter formas variadas. Têm o aspecto de árvores e, por isso, chamam-
se dendrogramas. Podem indicar, simplesmente, as relações de parentesco, 
ou também acrescentar outras informações, como grau de semelhança 
entre os grupos, duração destes, desenvolvimento que tiveram através da 
história da Terra etc. Podem organizar-se representações filogenéticas de 
todo o reino animal, com base, sobretudo, nos conhecimentos morfológicos, 
paleontológicos e embriológicos.
A sistemática moderna utiliza-se de esquemas feitos com a utilização 
de métodos bem definidos, em que determinada proposição ou hipótese deve 
ser explícita e testável. Os métodos modernos buscam recuperar a história 
completa das relações entre os seres vivos, buscando, então, a filogenia. 
A primeira representação filogenética do reino animal foi apresentada 
por Lamarck. Foi esse cientista quem fundou a teoria transformista, e deu a ela 
uma interpretação do mecanismo e das causas da transformação das espécies. 
Ele elaborou um esquema representativo da filogenia do reino animal (Figura 
4). De Lamarck para cá, outras árvores genealógicas representativas das 
relações filogenéticas do reino animal têm sido organizadas e aperfeiçoadas 
com o decorrer do tempo e o incremento dos conhecimentos. Como exemplo, 
apresentamos uma árvore filogenética sugerida por Halanych (2004) (Figura 
5).
GRANDES DIVISÕES CLASSES
I – Protozoa
1. Rhizopoda
2. Infusoria
II – Coelenterata
1. Spongiae = Porífera
2. Cnidariae
40 UNIDADE 1
III - Echinodermata
1. Cystoidea
2. Blastoidea
3. Crinoidea
4. Asteroidea
5. Echinoidea
6. Holothuroidea
7. Enteropneusta
IV – Vermes
1. Crustacea
2. Aracnoidea 
3. Myriapoda
4. Hexapoda = Insecta
V – Arthropoda
1. Crustacea
2. Aracnoidea 
3. Myriapoda
4. Hexapoda = Insecta
VI – Molluscoidea
1. Bryozoa
2. Brachiopoda
VII – Mollusca
1. Lamellibranchiata
2. Scaphopoda
3. Gastropoda
4. Cephalopoda
VII – Tunicata
1. Tethyoidea
2. Thaliacea
IX – Vertebrata
1. Pisces
2. Amphibia
3. Reptilia
4. Aves
5. Mammalia
Quadro 3: Classificação do reino animal, proposta por Claus. 
Fonte: Mateus (1989).
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 41
Figura 4: Diagrama apresentado por Lamarck, mostrando uma proposta de classificação do reino 
animal.
Fonte: Adaptado de Mateus (1989).
42 UNIDADE 1
Hexapoda
Myriapoda
Crustacea
Chelicerata
Onychophora
Annelida
Pogonophora
Vestimentifera
Echiura
Sipuncula
Mollusca
Bryozoa
Brachiopoda
Phoronida
Chaetognatha
Echinodermata
Hemichordata
Tunicata
Cephalochordata
Craniata
Entoprocta
Gastrotricha
Rotifera
Acanthocephata
Kinorhyncha
Loricifera
Priapulida
Nematoda
Nematomorpha
Pentastomida
platyhelminthes
Nemertea
Gnathostomulida
Ctenophora
Cnidaria
Placozoa
CalcareaDemospongiae
Hexactinellida
Choanoflagellata
Dicyemida
Orthonectida
→
→
→
→
→
Protostomia
Deuterostomia
sensu lato
Deuterostomia
sensu stricto
Aschelminthes
Bilateria
Metazoa
A
rticulata
A
rthropoda
Lophophorata
Chordata
C
oelenterata
P
orifera
Mesozoa
Figura 5: Uma hipótese de relacionamento filogenético entre os grandes grupos do 
reino animal.
Fonte: Adaptado de Halanych (2004).
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 43
EXERCÍCIOS DE FIXAÇÃO
1. A sistemática é uma ciência composta por outros dois ramos, a nomenclatura 
e a taxonomia. Conceitue sistemática, nomenclatura e taxonomia.
2. Qual o critério adotado por Aristóteles para classificar os animais? Como 
ele dividiu os mesmos?
3. A sistemática zoológica é de grande importância para as ciências que lidam 
com os animais. Você concorda com esta afirmação? Explique o porquê.
4. Explique o que é classificação natural e classificação artificial.
5. Ao longo do desenvolvimento da sistemática como ciência, existiram dois 
períodos, o período dos métodos e o período dos sistemas. Direfencie-os.
44 UNIDADE 1
CAPÍTULO 3: NOMENCLATURA ZOOLÓGICA
Leonardo Sousa Carvalho
No século XVIII, o zoólogo, botânico e médico sueco Carolus Linnaeus 
(1707-1778), ou simplesmente Lineu, conhecido como o pai da taxonomia, 
lançou as bases reais para a classificação e nomenclatura modernas. 
Atualmente, tais normas encontram-se consolidadas nos códigos internacionais 
de nomenclatura, como, por exemplo, o Código Internacional de Nomenclatura 
Zoológica, editorado e mantido pela Comissão Internacional de Nomenclatura 
Zoológica (ICZN, 1999).
A nomenclatura zoológica é um sistema de regras e recomendações 
acerca da maneira correta de compor e aplicar os nomes zoológicos (BERNARDI, 
1994). Embora existam ainda códigos de nomenclatura aplicáveis à botânica ou à 
microbiologia, o Código Internacional de Nomenclatura Zoológica é independente 
de quaisquer outros códigos, isto é, o código zoológico só conhece suas próprias 
regras e recomendações (BERNARDI, 1994).
O código, como doravante será tratado o Código Internacional de 
Nomenclatura Zoológica, possui o objetivo de “promover a estabilidade e a 
universalidade dos nomes científicos dos animais, e assegurar que cada táxon 
seja único e distinto” (BERNARDI, 1994). Para efeitos de aplicabilidade do código, 
entendem-se por animais, metazoários vivos ou extintos e, ainda, protozoários, 
cujos taxonomistas tratem como animais para efeitos de nomenclatura (ICZN, 
1999).
Além disso, para efeitos de nomenclatura, o código trata de nomes 
científicos de animais vivos ou extintos, incluindo nomes baseados em animais 
domesticados; nomes baseados em fósseis, que são substituições das formas 
reais de animais (impressões, moldes etc.); nomes baseados em trabalhos de 
animais (icnofósseis, ex.: pegadas fossilizadas); e nomes estabelecidos para 
grupos coletivos de organismos (ICZN, 1999).
São excluídos das determinações do código: (1) conceitos hipotéticos 
(ou espécies hipotéticas, ex.: unicórnio); (2) espécimes com modificações 
teratológicas; (3) espécimes híbridos; (4) entidades infrasubespecíficas 
(categoria abaixo de subespécie); (5) para propósitos de referência temporária; 
e (6) nomes atribuídos após 1930 para trabalhos desenvolvidos por animais.
A nomenclatura zoológica, regida pelo código, é independente de outros 
sistemas de nomenclatura, de forma que o nome de um táxon animal não é 
rejeitado somente por ser idêntico ao nome de um táxon que não seja animal 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 45
(ICZN, 1999). No entanto, o código, em sua recomendação 1A (artigo 1.4; ver ICZN, 
1999), sugere, ainda, que autores que pretendam publicar novos nomes para o 
grupo de gênero devem consultar o Index Nominum Genericorum (Plantarum) e 
a Lista de Nomes Aprovados de Bactérias para determinar se nomes idênticos 
foram estabelecidos sob os Códigos Internacionais de Nomenclatura relevantes 
àquelas listas e, em caso positivo, desistirem de publicar nomes zoológicos 
idênticos.
O código objetiva que cada táxon animal tenha um nome único, distinto, 
estável e universal (BERNARDI, 1994). Por estabilidade, entende-se que o 
nome correto de um táxon não deve ser alterado injustificadamente, facilitando a 
comunicação. A universalidade, por sua vez, determina que o nome correto seja 
válido em qualquer parte, proibindo a existência de nomes regionais, mesmo que 
estes sejam estáveis. Por este motivo, há obrigatoriedade na unicidade, em que 
o nome correto de um táxon é um e um só. Para completar, a distinção, em que 
o nome correto de um táxon é distinto do de qualquer outro é fundamental, pois 
a comunicação seria comprometida se dois ou mais táxons tivessem o mesmo 
nome estável e universal (BERNARDI, 1994). 
Embora tais determinações sejam válidas para nomes zoológicos, o 
código só se ocupa de táxons classificados em algumas categorias taxonômicas 
congregadas em três grupos (BERNARDI, 1994): grupo da família (superfamília, 
família, subfamília, tribo e qualquer outra categoria abaixo de superfamília e acima 
de gênero que for conveniente adotar em determinada classificação); grupo do 
gênero (gênero e subgênero); e grupo da espécie (espécie e subespécie).
No decorrer deste capítulo, como já explicitado anteriormente, será 
utilizada a palavra código para referir-se ao Código Internacional de Nomenclatura 
Zoológica, publicado pela Comissão Internacional de Nomenclatura Zoológica 
(ICZN, 1999). Quando necessário, artigos e recomendações, presentes no 
código, serão ainda apresentados, sem a completa citação de sua fonte: ICZN 
(1999).
Nomenclatura binomial
 O nome dos táxons podem ser originados de palavras latinas ou 
latinizadas que, em grande parte, provêm da língua grega clássica. Porém, 
vocábulos de várias línguas modernas ou palavras arbitrariamente formadas (no 
caso de gêneros e espécies) podem ser utilizados (BERNARDI, 1994).
 Os nomes podem ser uninominais, binominais ou trinominais, isto é, 
são nomes compostos de uma, duas ou três palavras. Os nomes das espécies 
46 UNIDADE 1
são binominais; os das subespécies são trinominais; os demais (nomes de um 
táxon com ranking mais alto que o grupo da espécie) são uninominais. Os nomes 
específicos e subespecíficos escrevem-se sempre com inicial minúscula; os 
demais, com inicial maiúscula. 
Os nomes genéricos, subgenéricos, específicos e subespecíficos 
costumam ser escritos de forma que fiquem destacados do restante do texto em 
que aparecem. Para tanto, são escritos em grifo (ou itálico) e, quando usados em 
manuscritos, costumam ser sublinhados. Esse preceito, porém, é apenas uma 
recomendação, não uma regra, ou seja, não é obrigatório (BERNARDI, 1994). 
Os nomes de táxons supragenéricos são substantivos no nominativo 
plural, isto é, teriam tradução do tipo: os animais, os aracnídeos, os coleópteros, 
as aves, entre outros. Os nomes de gêneros e subgêneros são substantivos no 
nominativo singular (BERNARDI, 1994).
 Todos estes preceitos podem assim ser exemplificados:
• Nomes de filos: Arthropoda, Onychophora, Annelida, Chordata, 
Priapulida;
• Nomes de classes: Arachnida, Mammalia, Aves, Cephalopoda, 
Hexapoda;
• Nomes de ordens: Ephemeroptera, Diptera, Araneae, 
Passeriformes, Chiroptera, Rodentia;
• Nomes de superfamílias: Araneoidea, Ichneumonoidea, 
Scarabaeoidea;
• Nomes de famílias: Turdidae, Araneidae, Scarabaeidae, Muridae, 
Didelphidae, Hylidae, Viperidae;
• Nomes de subfamílias: Myrmicinae, Corinninae, Formicinae, 
Discocephalinae;
• Nomes de tribos: Formicini, Ichneumonini, Discocephalini;
• Nomes de gêneros: Edessa, Araneus, Corinna, Dipsas, 
Monodelphis, Didelphis, Turdus, Coprophanaeus, Peripatus
• Nomes de espécies: Edessa rufomarginata, Araneus diadematus, 
Corinna nitens, Dipsas catesby, Monodelphis domestica, Didelphis 
albiventris, Turdus leucomelas, Coprophanaeus ensifer, Peripatus 
acacioi;
• Nomes de subespécies: Araneus angulatus afolius, Araneus 
angulatus crucinceptus, Tityus confluens bodoquena, Tityusconfluens confluens.
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 47
É importante lembrar que várias abreviações são frequentemente 
usadas em associação com nomes científicos, mas não são regulamentadas 
pelo código e não fazem parte dos nomes (CONSTANTINO, 2012). Seu uso 
ocorre principalmente em listas de espécies resultantes de inventários e refletem 
vários graus de incerteza na identificação. Essas abreviações não são escritas 
em itálico e terminam em ponto. Abaixo, seguem alguns exemplos, listados por 
Constantino (2012):
• aff.: Do latim affinis, indica um táxon novo relacionado a um já 
existente. Exemplo: Tenedos aff. hoeferi indica uma nova espécie, 
próxima de ou semelhante a T. hoeferi, mas que se acredita ser 
distinta:
• cf.: Do latim confer (comparar), indica uma identificação provisória 
que necessita de confirmação. Exemplo: Tenedos cf. hoeferi indica 
que os espécimes examinados foram identificados tentativamente 
como T. hoeferi. Um exame mais detalhado pode confirmar ou 
não essa identificação. A identificação incerta pode ser resultado 
de espécimes danificadas, ausência de descrições adequadas na 
literatura, variação morfológica etc;
• sp.: Abreviação de espécie, indica apenas que essa é uma espécie 
não identificada dentro desse gênero. “Tenedos sp.” significa uma 
espécie que se sabe pertencer ao gênero Tenedos, mas que não 
se sabe qual é. No caso de haver várias espécies em um trabalho 
que partencem ao mesmo gênero, mas que nenhuma delas está de 
fato identificada, usa-se uma letra ou número depois da abreviação 
“sp.” (Ex.: Tenedos sp.1, Tenedos sp.2, etc.). Como esses nomes se 
referem a espécies indeterminadas, não são seguidos de nomes de 
autores;
• spp.: Abreviação para espécies, indica duas ou mais espécies 
indeterminadas do mesmo gênero. Um exemplo seria Tenedos spp., 
que se refere a material sabidamente pertencente a duas ou mais 
espécies indeterminadas do gênero Tenedos.
• ssp.: Abreviação para subespécie, só deve aparecer após o nome 
da espécie. Exemplo: Atta sexdens ssp. indica que a subespécie de 
Atta sexdens não foi determinada.
48 UNIDADE 1
Homonímia
 Quando dois nomes são atribuídos a dois ou mais táxons do mesmo 
grupo, denomina-se homonímia. O código proíbe, terminantemente, homonímia 
dentro dos grupos da família e do gênero em todo o reino animal. No grupo 
da espécie, é proibida a homonímia dentro de cada gênero (BERNARDI, 
1994). Assim, Barbus quadripunctatus (um peixe actinopterígeo), Dolichoderus 
quadripunctatus (uma formiga), Nicrophorus quadripunctatus (um besouro 
silfídeo) e Cryptocephalus quadripunctatus (um besouro crisomelídeo) não 
são homônimos. Nestes casos, embora a segunda palavra seja a mesma, os 
binômios são diferentes. Analogamente, também não são sinônimos o nome 
genérico Ensifera (aves), o nome específico Ensifera ensifera, e o nome da 
ordem ou subordem Ensifera (insetos ortopteroides).
 Nos grupos do gênero e da espécie, basta a diferença de uma letra para 
que não ocorra homonímia (BERNARDI, 1994). Assim, nomes muito parecidos 
não são homônimos, tais como:
• Nomes de gêneros: Apodrassus e Apodrassodes; Galianoella e 
Gallieniella; Psomophis e Phimophis; 
• Nomes de espécies: Araneus annuliger e Araneus annulipes; 
Rhinella marina e Rhinella merianae; Dendropsophus minimus, 
Dendropsophus minusculus e Dendropsophus minutus.
Para os nomes do grupo da família, consideram-se homônimos os 
nomes do grupo da família cuja única diferença seja o sufixo. Este, por exemplo, 
é o caso dos nomes Chrysopidae (uma família de insetos da ordem Neuroptera) 
e Chrysopinae (uma subfamília de insetos da ordem de Diptera), que possuem 
o mesmo radical: Chrysop.
Sinonímia
 Quando um determinado táxon possui dois ou mais nomes, diz-se 
que há sinonímia. Tal ocorrência também é proibida pelo código e deve ser 
corrigida quando descoberta. Isto pode ocorrer por erros de interpretação ou 
desconhecimento da atividade de outros zoólogos, havendo a proposição de um 
nome para o que se pensa ser uma nova espécie, ou um táxon supraespecífico 
novo, sem se dar conta da existência de um nome prévio para a(o) mesma(o) 
(BERNARDI, 1994).
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 49
Princípio da prioridade
 A resolução dos casos de homonímia e sinonímia deve ser feita com 
a utilização do princípio da prioridade. Este é o mais importante princípio do 
código e versa que, em caso de existência de dois ou mais sinônimos ou 
homônimos, vale o mais antigo. Neste caso, o nome mais antigo, que deve ser 
mantido, passa a ser denominado sênior (sinônimo sênior ou homônimo sênior), 
enquanto o nome mais novo, que deve ser descartado e substituído, passa a ser 
denominado júnior (sinônimo júnior ou homônimo júnior). 
 O nome válido de um táxon é o nome mais velho aplicado a ele, 
exceto se aquele nome tiver sido invalidado ou outro nome seja considerado 
por possuir precedência por qualquer provisão do código ou regramento da 
Comissão Internacional de Nomenclatura Zoológica (artigo 23.1). Por esta 
razão, a prioridade aplica-se à validade de sinônimos, à relativa precedência de 
homônimos e à validade de atos nomenclaturais (ex.: fixação de tipos portadores 
de nomes).
 O Princípio da Prioridade deve ser utilizado para promover a estabilidade, 
e não se destina a ser utilizado para perturbar a longa aceitação de um nome 
em seu significado habitual, através da introdução de um nome que seja seu 
sinônimo sênior ou homônimo sênior, ou através de uma ação tomada seguindo 
a descoberta de um ato nomenclatural anterior e até então não reconhecido 
(artigo 23.2). 
Além disso, um táxon formado pela junção de dois ou mais táxons 
nominais previamente estabelecidos, dentro dos grupos da família (ex.: sinonímia 
de duas famílias), do gênero (ex.: sinonímia de dois gêneros) ou da espécie (ex.: 
sinonímia de duas espécies), terá seu nome decidido em acordo com o princípio 
da prioridade (artigo 23.1), e com as devidas correções de sufixos, no caso de 
nomes do grupo da família (artigo 34). Desta forma, em uma situação hipotética, 
criada pela junção das espécies pertencentes ao gênero Aus Medina, 1880, mais 
aquelas presentes no gênero Cus (Dupont, 1860), e aquelas pertencentes ao 
subgênero Bus (Hamman, 1800), formar-se-ia um gênero com um novo elenco 
de espécies. O nome deste gênero, de acordo com o princípio da prioridade, 
será Bus, conforme proposto Hamman, em 1800.
 A seguir, apresentam-se dois exemplos de problemas como os descritos 
acima. Seguindo o princípio da prioridade, ao constatar-se que o nome Atea, 
proposto por C. L. Koch, em 1837, referia-se às mesmas aranhas denominadas 
por C. Clerck, em 1757, como Araneus, considerou-se o nome Atea sinônimo-
júnior de Araneus, sendo este último mantido. 
50 UNIDADE 1
Analogamente, o nome Euzonus estava sendo utilizado paralelamente 
na sistemática de anelídeos poliquetos (Opheliidae) e para diplópodes. O 
nome do diplópode Euzonus foi apresentado por Menge, em 1854, baseado na 
descrição de uma única espécie, Euzonus collulum (Menge, 1854), e precede 
a descrição do nome do poliqueto Euzonus, por Grube, em 1866, apresentado 
para Euzonus arcticus Grube, 1866, (BLAKE, 2011). 
Após perceber tal ocorrência, Brewer et al. (2011) sugeriram a utilização 
do nome Pectinophelia proposto por Hartman, em 1938, para os poliquetos 
incluídos no gênero Euzonus (Grube, 1866). O nome Pectinophelia, até então 
era considerado inválido, sinônimo-júnior de Euzonus (Grube, 1866). 
No entanto, posteriormente, Blake (2011) percebeu que antes do nome 
Pectinophelia ser utilizado para referir-se a poliquetos, atualmente no gênero 
Euzonus, algumas espécies foram incluídas no gênero Thoracophelia, proposto 
por Ehlers, 1897. Este nome, Thoracophelia, até então, também era considerado 
inválido, por também ser sinônimo-júnior de Euzonus (Grube, 1866), assim 
como Pectinophelia. Assim, nesse contexto, o próximo nome disponível para os 
poliquetos alocados em Euzonus (Grube), e que deve passar a ser considerado 
válido e mantido é o nome Thoracophelia(Ehlers, 1897), por ser mais antigo que 
Pectinophelia (Hartman, 1938) (BLAKE, 2011).
A ocorrência de um caso de homonímia foi apresentada por Ho et al. 
(2010). Neste caso, apresentou-se a descrição do nome Synodus cresseyi, 
por Prokofiev (2008), pertencente à família Synodontidae, como um nome em 
substituição a Synodus macrocephalus Cressey, 1981, que estava pré-ocupado 
por Synodus macrocephalus (Lacépède, 1803). 
No entanto, Synodus macrocephalus (Lacépède) é um membro 
da família Cyprinidae e agora é válido como Luciobrama macrocephalus 
(Lacépède). Então, estas duas espécies encontram-se em famílias diferentes 
(Synodontidae e Cyprinidae) e uma confusão é improvável de acontecer (HO 
et al., 2010). Estes dois nomes aplicam-se a táxons que não são considerados 
cogenéricos após 1899, e segundo o artigo 23.9.5 do código, o homônimo-júnior 
não deve ser automaticamente substituído. Neste caso, o uso atual de Synodus 
macrocephalus (Cressey, 1981), deve ser mantido e tratado como disponível e 
válido. Consequentemente, Synodus cresseyi (Prokofiev, 2008), é considerado 
um nome substituto desnecessário e é inválido (HO et al., 2010). 
O artigo supracitado (art. 23.9.5) afirma que, quando um autor descobre 
que um nome do grupo da espécie em uso é homônimo júnior de outro nome 
do grupo da espécie, também em uso, mas cujos nomes aplicam-se a táxons 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 51
não considerados cogenéricos (pertencentes a um mesmo gênero) após 1899, o 
autor não deve automaticamente substituir o homônimo júnior. O caso deve ser 
remetido para a Comissão Internacional de Nomenclatura Zoológica para análise 
e, enquanto isso, o uso predominante de ambos os nomes deve ser mantido.
Esta situação descrita acima refere-se à reversão da precedência, que 
deve ser mantida quando as seguintes condições acontecem (artigo 23.9.1): 
(1) o sinônimo ou homônimo sênior não é utilizado como um nome válido após 
1899 (artigo 23.9.1.1), e (2) o sinônimo ou homônimo júnior tem sido utilizado 
para um táxon particular como um nome considerado válido em pelo menos 25 
publicações, feitas por pelo menos 10 autores, nos últimos 50 anos precedentes 
e não passados mais de 10 anos da última publicação (artigo 23.9.1.2).
Desta forma, um autor que descubra que ambas as condições listadas 
acima (artigos 23.9.1.1 e 23.9.1.2) ocorrem, deve citar os dois nomes juntos e 
estabelecer explicitamente que o nome mais recente é válido, e que a ação é 
tomada de acordo com as condições do artigo 23.9, apresentando evidências 
para tal (artigo 23.9.2). A partir da data de publicação daquele ato, o nome mais 
recente tem precedência sobre o nome mais velho. Quando citado, o nome 
mais recente, mas válido, deve ser qualificado pelo termo nomen protectum e o 
inválido, porém mais antigo, pelo termo nomen oblitum. 
Exemplo: o nome válido de uma espécie formada pela inclusão do táxon 
nominal Aus xus (Schmidt, 1940), e Aus wus (Jones, 1800), em uma única 
espécie taxonômica é Aus wus (Jones, 1800). Mas, se as condições do artigo 
23.9 forem atingidas, então Aus xus (Schmidt, 1940), pode tornar-se o nome 
válido para aquela espécie. Entretanto, se estes táxons nominais referirem-se a 
espécies taxonômicas distintas, então seus nomes são Aus xus (Schmidt, 1940), 
e Aus wus (Jones, 1800). Se, por outro lado, estes dois táxons são tratados 
como subespécies de uma única espécie, então seus nomes são Aus xus xus 
(Schmidt, 1940), e Aus xus wus (Jones, 1800) e não Aus wus xus (Schmidt, 
1940), e Aus wus wus (Jones, 1800).
Quando homônimos ou sinônimos são estabelecidos simultaneamente, 
mas propostos em diferentes categorias no grupo da família, grupo do gênero ou 
grupo da espécie, o nome proposto com a categoria mais elevada tem precedência 
(artigo 24.1). Exemplo: os nomes estabelecidos para o grupo da espécie, vulgaris 
Schmidt e sinensis (Chang) são considerados sinônimos. Hipoteticamente, como 
sinensis foi proposto para uma espécie, ele leva precedência sobre vulgaris, 
porque este último foi proposto para uma subespécie.
Quando a precedência de nomes (ou atos nomenclaturais) não pode ser 
52 UNIDADE 1
objetivamente determinada, a precedência é fixada pela ação do primeiro autor 
que citar, em um trabalho publicado, aqueles nomes (ou atos), e selecionando, 
entre eles, aquele que deve ser mantido e aquele que deve ser alterado. Este 
autor será denominado primeiro revisor. Este regramento chama-se princípio do 
primeiro revisor (artigo 24.2.1). 
Assim, se dois ou mais nomes, diferentes ou idênticos, e baseados 
nos mesmos ou diferentes tipos, ou em dois ou mais atos nomenclaturais, são 
publicados na mesma data, no mesmo ou em diferentes trabalhos, a precedência 
de nomes ou atos é fixado pelo primeiro revisor, exceto quando estes nomes ou 
atos são propostos ou relacionados a diferentes categorias taxonômicas, como 
descrito no artigo 24.1 (artigo 24.2). Exemplo: os nomes das aves Strix scandiaca 
e S. nyctea foram publicados juntos por Linnaeus (1758) e são considerados 
sinônimos-subjetivos. Lönnberg (1931) agiu como o primeiro revisor e deu 
precedência para o nome Strix scandiaca; assim, o nome válido atualmente para 
a coruja-das-neves é Nyctea scandiaca (Linnaeus, 1758), em vez de N. nyctea 
(Linnaeus, 1758). 
Se um nome for escrito mais de uma maneira no trabalho original, o 
primeiro autor que citá-los juntos e selecionar uma das duas formas de escrita 
como correta, também será considerado o primeiro revisor (artigo 24.2.3). 
O próprio autor do trabalho original pode ser considerado o primeiro revisor, 
desde que use um dos nomes em uma publicação válida, não necessitando, 
obrigatoriamente, fazer a citação de ambas as formas de escrita (artigo 24.2.4). O 
código recomenda que, ao agir como primeiro revisor, um autor deve selecionar 
o nome, grafia ou ato nomenclatural que melhor sirva para a estabilidade e a 
universalidade da nomenclatura (recomendação 24A). 
O código estabelece arbitrariamente um início para a aplicação do 
princípio da prioridade: 1 de janeiro de 1758. Duas obras são consideradas 
como publicadas nesta data: a décima edição do Systema Naturae de Linnaeus 
(LINNAEUS, 1758) e a obra Aranei Svecici de Carl Alexander Clerck (CLERCK, 
1758), tendo a segunda precedência sobre a primeira. Qualquer outra publicação 
de 1758 é posterior às duas. Daí em diante, toda a determinação de prioridade 
deve ser estabelecida pela averiguação das datas de publicação (BERNARDI, 
1994).
Validade de publicações
 Todo nome zoológico, para ser válido, deve ser devidamente publicado. 
Para ser considerado devidamente publicado, no sentido do código (artigo 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 53
8), um trabalho deve satisfazer aos seguintes critérios: (1) ser publicado para 
proporcionar um registro público e permanente; (2) estar disponível para 
compra ou permuta na ocasião da publicação; e (3) deve ser produzido em 
uma edição com cópias disponíveis através de um método que assegure cópias 
idênticas, numerosas e duráveis. O código ressalta que teses (dissertações de 
mestrado e teses de doutorado) não constituem publicações formais, para fins 
nomenclaturais.
 Ainda de acordo com o código (artigo 9), nenhuma das formas de 
publicação a seguir são consideradas pelo propósito do código: (1) trabalhos 
manuscritos depois de 1930; (2) fotografias; (3) provas de publicações; (4) 
microfilmes; (5) registros acústicos; (6) etiquetas de espécimes; (7) cópias obtidas 
sob demanda de um artigo não publicado, mesmo se previamente depositado em 
uma biblioteca ou outro arquivo; (8) texto ou ilustrações distribuídas por meios 
eletrônicos (ex.: internet); ou (9) resumos de artigos, publicações, pôsteres, 
textos de palestras e materiais similares, quando publicados primariamente em 
encontros, simpósios, colóquios ou congressos. 
Autoria e data
 Como salienta Bernardi (1994), todo nome publicado tem autor e data 
de publicação. O autor de um nome é a pessoa que o publicou pela primeira vez 
como nome de um táxon. Podem existirdois ou mais autores para um mesmo 
nome.
No entanto, embora todo nome publicado tenha autor e data de 
publicação, o nome científico de uma espécie, não de um táxon de qualquer 
outra categoria hierárquica, é uma combinação de dois nomes (um binômio), o 
primeiro sendo o nome genérico e o segundo sendo o nome específico (artigo 
5.1). Assim, o autor e a data da publicação de um nome científico não fazem 
parte do mesmo, embora possam ser citados em conjunto, como orientado 
através de seus artigos 22 (no que diz respeito à citação da data de publicação) 
e 51 (no que diz respeito à citação da autoria).
 Segundo o artigo 51, a citação do autor de um nome é opcional, embora 
seja costumeira e recomendável. O código recomenda (recomendação 51A) 
que o autor e a data de um nome devem ser citados no texto pelo menos 
uma vez em cada trabalho, tratando com o táxon denotado pelo nome. Isto é 
especialmente importante na distinção entre homônimos e na identificação de 
nomes do grupo da espécie que não estejam em sua combinação original. Se o 
54 UNIDADE 1
nome e o sobrenome de um autor forem passíveis de confusão, estes devem ser 
distinguidos como em referências bibliográficas. Por exemplo: Carl Ludwig Koch 
é normalmente referido como C. L. Koch ou Koch; enquanto seu filho Ludwig 
Carl Christian Koch é referido como L. Koch.
 O nome de um autor deve seguir imediatamente após o nome do 
táxon, sem qualquer marca de pontuação (vírgula, por exemplo), exceto em 
combinações alteradas, como veremos adiante. Quando três ou mais autores 
forem responsáveis por um nome, então a citação dos nomes dos autores pode 
ser expressa pelo uso do termo et al., seguindo o nome do primeiro autor, desde 
que o nome de todos os autores seja citado por completo em algum lugar no 
mesmo trabalho, seja no texto ou nas referências bibliográficas (recomendação 
51C).
 Se o nome de um táxon foi (ou considera-se que tenha sido) estabelecido 
anonimamente, então deve-se utilizar o termo Anon. como se fosse o nome do 
autor. Entretanto, se a autoria for conhecida ou inferida a partir de evidências 
externas (não presentes no trabalho original), o nome do autor, caso citado, 
deve ser disposto entre colchetes, para mostrar que era anônimo originalmente 
(recomendação 51D). 
 A citação da data, por sua vez, segue o nome do autor; e, assim como a 
citação da autoria de um nome, é importante para a distinção entre homônimos 
e na identificação de nomes do grupo da espécie que não estejam em sua 
combinação original. Na citação da data não se deve colocar mais que uma 
vírgula entre o nome do autor e a data da publicação do nome (artigo 52).
 Quando um nome do grupo da espécie é combinado com um nome 
genérico outro que o original, o nome do autor do nome do grupo da espécie, se 
citado, deve ser mantido entre parênteses (a data, se citada, deve ficar dentro dos 
mesmos parênteses). Exemplo: o gato mourisco foi descrito originalmente como 
Felis yagouaroundi E. Geoffroy, 1803; no entanto, após novas análises, esta 
espécie foi transferida para o gênero Herpailurus (Severtzow, 1858), passando a 
ser conhecida como Herpailurus yagouaroundi (E. Geoffroy, 1803).
 No entanto, conforme lembra Bernardi (1994), as mudanças de gêneros 
são potencialmente reversíveis, pois, normalmente, baseiam-se na interpretação 
de um ou mais autores. Assim, digamos que em um novo arranjo taxonômico, 
conclua-se que o gato mourisco, de fato, não pertença ao gênero Herpailurus e 
que o autor original esteja correto. Assim, volta-se a falar em Felis yagouaroundi 
(E. Geoffroy), 1803.
 Em suma, o nome do autor e a data são citados entre parênteses quando 
o nome do grupo da espécie é citado em uma nova combinação, isto é, quando 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 55
o segundo termo do binômio ou o terceiro termo do trinômio são usados em 
combinação com o nome de um gênero diferente do nome com que combinaram 
pela primeira vez (BERNARDI, 1994).
 Além disto, como enfatiza Constantino (2012), nomes de gêneros 
podem ser abreviados depois que o nome completo já apareceu pelo menos 
uma vez no texto, tomando sempre o cuidado de evitar ambiguidade. Desta 
forma, Coptotermes havilandi poderia ser abreviado como C. havilandi; porém, 
se no mesmo texto aparecer a espécie Cryptotermes havlandi, a abreviação 
“C.” seria ambígua. Neste caso, seria suficiente acrescentar mais uma letra na 
combinação: Co. havilandi e Cr. havilandi (CONSTANTINO, 2012).
Princípio da tipificação
 Cada táxon nominal do grupo da família, gênero ou espécie tem 
atualmente, ou potencialmente, um tipo portador do nome, sendo esta 
determinação conhecida como princípio da tipificação (artigo 61.1). O próprio 
código descreve como “tipo portador do nome”: o gênero-tipo, espécie-tipo, 
holótipo, lectótipo, síntipos (que em conjunto constituem um tipo portador do 
nome) ou um neótipo, que fornece o padrão de referenciar, mediante o qual a 
aplicação do nome de um táxon pode ser determinado. Em outras palavras, tipos 
portadores de nomes é/são o(s) indivíduo(s) ou táxon(s) que representa(m) o 
parâmetro de comparação para a aplicação de um determinado nome. 
Assim, o tipo de um nome do grupo da família é um gênero-tipo. O 
tipo de um nome genérico ou subgenérico é uma espécie-tipo. O tipo de um 
nome específico ou subespecífico pode ser um espécime (holótico, lectótipo ou 
neótipo) ou um conjunto de dois ou mais espécimes (série-tipo). 
O código estabelece que, não importando como variem os limites de um 
táxon na opinião dos zoólogos, o nome válido de um táxon é determinado pelo 
tipo portador do nome considerado a pertencer dentro desses limites de variação 
(artigo 61.1.1). 
 Para evitar confusões com outras áreas do conhecimento, como a 
genética, o tipo portador do nome de um gênero ou de um subgênero deve 
ser referido estritamente como espécie-tipo (correspondente, em português, do 
termo, em inglês, type species), evitando, assim, confusão com o uso do termo 
genótipo, por exemplo (recomendação 67A). 
 Se um táxon nominado (ex.: uma espécie descrita formalmente) 
possui diferentes tipos portadores de nomes que se referem à mesma unidade 
56 UNIDADE 1
taxonômica, seus nomes são sinônimos subjetivos para aquela categoria 
taxonômica (artigo 61.3.1). No entanto, para categorias subordinadas (inferiores), 
eles não necessitam ser sinônimos. Por exemplo: os diferentes tipos portadores 
de nomes de Psittacus elegans Gmelin, 1788, e Platycercus flaveolus (Gould, 
1837), são considerados como pertencentes a uma mesma espécie de papagaios, 
a qual Platycercus elegans (Gmelin, 1788) – em nova combinação – é o nome 
válido, por ser o sinônimo-sênior. Embora os nomes sejam sinônimos subjetivos 
nível de espécie, eles não são sinônimos ao nível subordinado de subespécie 
de Platycercus elegans, para o qual os nomes válidos são Platycercus elegans 
elegans (Gmelin, 1788) e Platycercus elegans flaveolus (Gould, 1837).
 Se dois ou mais nomes genéricos sinônimos forem utilizados como a 
base para nomes do grupo da família, então esses nomes do grupo da família 
são sinônimos objetivos (artigo 61.3.2). Analogamente, se dois ou mais táxons 
nominados do grupo do gênero têm a mesma espécie-tipo ou nomes diferentes 
de espécies-tipo baseados no mesmo tipo portador do nome, seus nomes são 
sinônimos objetivos (artigo 61.3.3). Da mesma forma, se dois táxons nominais 
do grupo da espécie tiverem o mesmo tipo portador do nome, então seus nomes 
são sinônimos objetivos (artigo 61.3.4).
 A proposição de sinonímias tem importância direta na citação de tipos 
portadores de nomes. Assim, a citação de uma espécie-tipo deve seguir sempre 
seu binômio original, mesmo que a mesma seja ou esteja atualmente tratada 
como um nome inválido, citando-se também o nome válido. Exemplo: Astacus 
marinus (Fabricius, 1775), uma das espécies originalmente incluídas no gênero de 
crustáceos decápodes do gênero Homarus (Weber, 1795), foi subsequentemente 
designada por Fowler (1912) como a espécie-tipo de Homarus. 
A espécie-tipoé e deveria ser citada como Astacus marinus Fabricius, 
1775. Astacus marinus Fabricius, 1775, é atualmente sinonimizada como Cancer 
gammarus (Linnaeus, 1758); mas esta última não é a espécie-tipo de Homarus 
e não deve ser citada como tal. Se a menção da espécie-tipo de Homarus for 
necessária, ela deve ser feita de alguma maneira como espécie-tipo Astacus 
marinus (Fabricius, 1775), um sinônimo-júnior de Cancer gammarus (Linnaeus, 
1758); ou espécie-tipo Astacus marinus (Fabricius, 1775), agora considerada 
como um sinônimo-júnior de Cancer gammarus (Linnaeus, 1758) (recomendação 
67B).
 A escolha de um gênero-tipo para a fixação de um novo um táxon nominal 
do grupo da família também é regida pelo código (artigo 64). Um autor não é 
obrigado a escolher necessariamente o nome mais velho; porém, deve utilizar 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 57
um gênero considerado como válido pelos dispositivos do código (segundo o 
artigo 11.7.1). A escolha do gênero-tipo determina o radical do nome do táxon 
nominal do grupo da família. O código recomenda, ainda, que um autor que 
queira estabelecer um táxon nominal do grupo da família deve escolher como 
seu gênero-tipo um gênero que seja tanto bem conhecido como representativo 
para o táxon do grupo da família (recomendação 64A).
 Além disso, se um autor publicar um novo nome do grupo do gênero 
expressamente como um nome para substituição (nomen novum) de um nome 
previamente estabelecido (por exemplo, um novo nome para um homônimo-
júnior), ambos, tanto o nome antigo quanto o seu nome substituto, terão a mesma 
espécie-tipo e o mesmo fixador do tipo (artigo 67.8). 
Exemplo: o gênero hipotético Bus (Schmidt, 1890), foi proposto 
expressamente como um novo nome em substituição (nomen novum) do 
homônimo-júnior Aus (Medina, 1880), proposto anteriormente por Dupont, 
1860 (ou seja, Dupont, em 1860, também descreveu um gênero chamado Aus, 
sinônimo-sênior do gênero também chamado Aus, descrito por Medina, em 
1880). Se Aus xus é validamente fixado como a espécie-tipo de Aus Medina, esta 
espécie é automaticamente a espécie-tipo de Bus. Se, por outro lado, nenhuma 
espécie-tipo tiver sido fixada para Aus Medina, e Cus xus é validamente fixada 
como a espécie-tipo de Bus, então ela também é espécie-tipo de Aus Medina.
 A designação de subgêneros ou subespécies como tipos portadores de 
nomes é permitida pelo código desde que os mesmos sejam primeiro elevados à 
categoria de gênero ou de espécie, respectivamente (artigo 61.4). Por exemplo: 
Planigale (Troughton, 1928) (Mammalia) foi estabelecido com as espécies P. 
subtilissima (Lönnberg, 1913), P. tenuirostris (Troughton, 1928) e P. ingrami 
(Thomas, 1906) e a subespécie P. ingrami brunnea (Troughton, 1928). 
Na descrição original, a última subespécie de ingrami (considerando a 
existência de duas subespécies, P. ingrami ingrami e P. ingrami brunnea), foi 
designada para o tipo de Planigale. Assim, P. brunnea (Troughton, 1928), é a 
espécie tipo por designação original, e não P. ingrami (Thomas, 1906). Considera-
se, então, que Troughton, em sua publicação de 1928, descreveu a espécie 
P. ingrami e que esta é a espécie-tipo de Phanigale, sendo posteriormente 
transferida para a categoria de subespécie, no mesmo trabalho. 
 A fixação do tipo de gênero por determinada espécie pode acontecer 
de quatro maneiras, seguindo a ordem de precedência: (1) descrição original; 
(2) monotipia; (3) tautonomia absoluta; (4) tautonomia lineana (artigo 68.1). 
A fixação da espécie-tipo pela descrição original ocorre quando uma espécie 
58 UNIDADE 1
nominal é explicitamente designada como a espécie-tipo, quando o nome do 
táxon do grupo da espécie é estabelecido (artigo 68.2). As expressões gen. n., 
sp. n., novo gênero e espécie, ou um equivalente para apenas uma de duas 
ou mais espécies nominais, incluídas originalmente no novo gênero nominal ou 
subgênero nominal, são consideradas uma designação original se nenhuma 
outra espécie-tipo tiver sido explicitamente designada (artigo 68.2.1). 
 A fixação da espécie-tipo por monotipia acontece quando um autor 
estabelece um novo táxon nominal do grupo do gênero para uma única espécie 
taxonômica, sendo esta considerada a espécie-tipo (artigo 68.3). Esta forma de 
realizar a fixação independe de qualquer sinônimo citado, subespécies ou nomes 
não válidos, e do(a) autor(a) considerar que o novo táxon nominal contenha 
outras espécies que não foram explicitamente citadas. 
 A fixação de uma espécie-tipo por tautonomia absoluta ocorre quando 
um nome válido do grupo da espécie, ou seu sinônimo citado, originalmente 
incluído em um táxon nominal do grupo do gênero, é idêntico ao nome daquele 
táxon; a espécie nominal denotada por aquele nome específico é a espécie-tipo 
(artigo 68.4). Exemplo: O novo gênero nominal Aus Smith contém, entre suas 
espécies nominais Aus xus (Brown) e entre os sinônimos citados dessa espécie, 
o nome disponível Bus xus aus (Robinson). A espécie-tipo de Aus é Bus aus 
(Robinson), não Bus xus (Brown).
 A fixação da espécie tipo por tautonomia Lineana acontece se na 
sinonímia de apenas uma das espécies nominais originalmente incluídas em 
um táxon nominal do grupo do gênero, estabelecido antes de 1931, existir uma 
citação de um nome de antes de 1758 (ano em que ocorreu a publicação do 
Systema Naturae por Linnaeus), de uma palavra idêntica ao novo nome do 
grupo do gênero, aquela espécie nominal é a espécie-tipo (artigo 68.5); ou seja, 
quando há ortografia idêntica de um nome genérico ou subgenérico e um nome 
anterior a 1758, citado como sinônimo de só uma das espécies ou subespécies 
originalmente incluídas nesse gênero. Exemplo: O gênero Castor (Linnaeus, 
1758), o castor, foi estabelecido com duas espécies inclusas. Na lista sinonímica 
de uma dessas espécies (Castor fiber), é citado o nome de uma só a palavra 
Castor, utilizado por Conrad Gesner (1516-1565). Além disto, no que diz respeito 
à fixação de espécies-tipo, o código trata ainda de quando a fixação não ocorre 
na publicação original e sobre sua subsequente fixação (artigo 69), além da 
identificação da espécie-tipo (Artigo 70).
 O uso do termo tipo faz parte de muitos termos compostos utilizados 
por taxonomistas para distinguir diferentes tipos de espécimes, e apenas alguns 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 59
dos quais são tipos portadores de nomes (artigo 72.1). São reconhecidas três 
categorias de espécimes: 
 (1) Série-tipo: todos os espécimes utilizados por um autor para 
estabelecer um táxon nominal do grupo da espécie. Na ausência da designação 
de um holótipo, ou designação de síntipos ou de subsequente designação de 
um lectótipo, todos os espécimes da série-tipo são considerados síntipos e, 
coletivamente, eles constituem o tipo portador do nome (artigo 72.1.1).
 (2) Tipos portadores de nomes: espécimes com a função de carregar um 
nome, quando fixados originalmente (holótipo ou síntipo) ou subsequentemente 
(lectótipo ou neótipo).
 (3) Outros espécimes: aqueles sem uma função de tipo portador de 
nome (parátipos ou paralectótipos).
 A proposição de um novo nome para táxon do grupo do gênero (gênero 
ou subgênero), exceto nomes em reposição (nomen novum), deve incluir a 
fixação de um holótipo ou síntipos (artigo 72.3). No caso de síntipos, apenas 
aqueles espécimes expressamente indicados pelo autor como sendo aqueles 
que foram utilizados para a proposição do novo táxon.
 A série-tipo de um táxon nominal do grupo da espécie (espécie ou 
subespécie) consiste em todos os espécimes incluídos pelo autor no novo táxon 
nominal, exceto aqueles que o autor expressamente exclua da série-tipo, ou 
refira-se a outras variantes, ou estejam dubiamente atribuídos àquele táxon (artigo 
72.4.1). Para qualquer espécie estabelecida após 2000, qualquer evidência, 
publicada ou não-publicada, deve levar em consideração a determinação de 
quais espécimes constituem a série-tipo (artigo 72.4.1.1). 
 Linnaeus (1758), por exemplo, descreveu o gastrópode Conus imperialis, 
e citou os espécimes descritose ilustrados por autores prévios. A série-tipo incluía 
não apenas aqueles espécimes citados, mas também dois outros espécimes 
presentes em coleções de Uppsala (Suécia) e Londres (Inglaterra), dos quais há 
evidências de que eles eram conhecidos por Linnaeus e reconhecidos por ele 
como C. imperialis, quando a espécie nominal foi estabelecida. 
No entanto, como disposto no artigo 72.4.6, se Linnaeus houvesse listado 
aqueles dois espécimes presentes nas coleções de Uppsala e Londres em sua 
publicação de 1758, listando-os separadamente daqueles designados como 
holótipo, alótipo, parátipos, cótipos ou síntipos, aqueles seriam considerados 
excluídos da série-tipo. 
 Quando um autor designa um holótipo, então outros espécimes de uma 
série-tipo são parátipos. Estes não se tornam síntipos e não podem ser utilizados 
60 UNIDADE 1
para a seleção de um lectótipo, se o holótipo estiver perdido ou destruído; 
entretanto, eles são elegíveis para a seleção de um neótipo (artigo 72.4.5). 
 O código estabelece que holótipos, síntipos, lectótipos e neótipos são 
os portadores dos nomes científicos de todos os táxons nominais do grupo da 
espécie (e, indiretamente, de todos os táxons de animais). Eles são os padrões 
internacionais de referência que provêm objetividade na nomenclatura zoológica 
e devem receber os cuidados, mantidos com segurança para a ciência, por 
pessoas responsáveis para tal (artigo 72.10). Assim, deve haver rotulagem 
adequada de holótipos, síntipos, lectótipos e neótipos de uma maneira que 
seu status seja inconfundível (recomendação 72D). Um holótipo é um único 
espécime através do qual o novo táxon nominal do grupo da espécie é baseado 
na publicação original (artigo 73.1). 
 De acordo com o código (artigo 72.5), entende-se por espécimes 
um animal, parte de um animal, ou representações fossilizadas de animais. 
Pode, ainda, ser uma colônia de animais que existam na natureza como uma 
única entidade (ex.: uma colônia ou parte de uma colônia de cnidários, como 
os corais). Em espécies de protistas, uma ou mais preparações de indivíduos 
diretamente relacionados, representando diferentes estágios do ciclo de vida 
podem também representar um tipo portador do nome. Uma preparação para 
exame ao microscópio contendo um ou mais organismos individuais, em que o 
tipo portador do nome seja claramente indicado e identificável também pode ser 
utilizado. O código frisa, ainda, que ilustrações ou descrições, por si mesmas, 
não representam tipos portadores de nomes; no entanto, o(s) espécime(s) 
utilizado(s) para fazer as ilustrações ou desenhos, sim.
 Se um autor, quando estabelecendo um novo táxon nominal do grupo 
da espécie, afirma em sua publicação original que um espécime, e apenas um, 
é o holótipo ou o tipo, ou usa alguma expressão equivalente, aquele espécime 
é o holótipo fixado por designação original (artigo 73.1.1). Se o táxon nominal 
do grupo da espécie é baseado em um único espécime, aquele espécime é o 
holótipo fixado por monotipia (artigo 73.1.2).
 O holótipo de um táxon nominal do grupo da espécie só pode ser 
fixado em sua publicação original pelo autor original (artigo 73.1.3). Porém, se 
um autor subsequente descobrir que um holótipo que consiste de um grupo de 
componentes (ex.: partes desarticuladas de corpo) não é derivado de um único 
indivíduo animal, os componentes estranhos devem ser excluídos do holótipo 
através de citação apropriada (artigo 73.1.5). 
 A designação de um holótipo por um autor que estabelecer um novo 
táxon nominal do grupo da espécie deve ser feita de maneira que facilite o 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 61
subsequente reconhecimento do mesmo (recomendação 73A). Preferivelmente, 
esse autor deve designar como holótipo um espécime atualmente estudado por 
ele, e não um espécime conhecido por ele apenas através de descrições ou 
ilustrações da literatura (recomendação 73B). 
Isto torna-se importante para evitar problemas com más identificações. 
Se um táxon nominal do grupo da espécie é baseado, completamente ou em 
parte, em má identificação publicada por um autor precedente, a série-tipo 
consiste/inclui o espécime ou espécimes que foram identificados erroneamente, 
se o autor atual referir-se a eles diretamente ou através de ilustração ou de 
descrição (artigo 72.4.2). 
 O código afirma, ainda, que informações sobre o holótipo devem 
ser apresentadas por um autor que queira estabelecer uma nova espécie ou 
subespécie, desde que estas sejam relevantes e conhecidas por esse autor 
(recomendação 73C). Assim, recomenda-se a publicação das seguintes 
informações sobre o holótipo: (1) tamanho de um ou mais órgãos relevantes 
ou partes, ou o tamanho total do mesmo; (2) localidade completa (incluindo 
coordenadas geográficas), data e outras informações que acompanhem as 
etiquetas (rótulos); (3) o sexo, se aplicável; (4) o estágio do desenvolvimento 
e sua casta, se o táxon incluir mais de uma casta; (5) o nome do coletor; (6) a 
coleção na qual ele está depositado e qualquer número de registro ou número 
da coleção associado ao mesmo; (7) no caso de parasitas, o nome da espécie 
hospedeira; (8) a profundidade (para animais aquáticos atuais) ou a altitude 
(para animais terrestres atuais), em metros, da localidade aonde o espécime 
foi coletado; e (9) no caso de um táxon fóssil, a era geológica e a posição 
estratigráfica do holótipo.
 Quando um autor descreve um novo táxon nominal do grupo da 
espécie e não promove a fixação de um holótipo ou de um lectótipo, então, 
automaticamente, todos os espécimes da série-tipo são denominados síntipos. 
Os síntipos são espécies de uma série-tipo que, coletivamente, constituem o 
tipo portador do nome. Alternativamente, um autor também pode expressamente 
designar todos os indivíduos de uma série-tipo como síntipos.
 O tipo portador de um nome pode, ainda, ser constituído por uma ou 
mais preparações ou culturas para designar um táxon nominal de protistas 
atuais, sendo, assim, chamado de hapantótipo. Este hapantótipo é o holótipo 
do táxon nominal, (artigo 73.3). Um hapantótipo, embora consista de um 
número de organismos separados, é considerado ser indivisível e não pode 
ser restrito pela seleção de um lectótipo (artigo 73.3.1); mas se um hapantótipo 
62 UNIDADE 1
for constituído de mais que um táxon do grupo da espécie, seus componentes 
podem ser excluídos dele através de citação apropriada, até que contenha 
somente indivíduos de apenas um táxon do grupo da espécie (artigo 73.3.2), 
uma ação análoga à exclusão de partes componentes de um holótipo originado 
em diversos organismos (descrito no artigo 73.1.5).
 Um tipo portador de nome pode também ser fixado subsequentemente 
a partir da série-tipo (artigo 74.1). Assim, entre os síntipos de um táxon nominal 
do grupo da espécie, um indivíduo pode ser designado para ser o único portador 
daquele nome e representar os padrões para a sua aplicação, sendo esse 
indivíduo denominado de lectótipo (artigo 74.1). A válida designação de lectótipos 
fixa o status de um espécime como o único tipo portador do nome de um táxon 
nominal e nenhuma designação posterior de um lectótipo para aquele mesmo 
táxon terá validade (artigo 74.1.1).
 A designação de um lectótipo permanentemente destitui todos os outros 
espécimes que eram formalmente síntipos daquele táxon nominal do status de 
sintipos, tornando-se, então, paralectótipos (artigo 74.1.3). Os paralectótipos 
não têm função,de portadores de nome e não retornam ao seu status de síntipos 
se o lectótipo for perdido ou destruído (artigo 73.2.2). 
 O código estabelece, ainda, que a designação de lectótipos não pode 
ser realizada coletivamente através de uma regra generalizada, devendo ser 
feita especificamente para um táxon nominal. Exemplo hipotético: Smith, 
revisando coleções descritas em publicações de Dupont, fez o regramento 
que, no caso de cada nova espécie descrita por Dupont, o espécime portando 
etiqueta de determinação feita por Dupont é o tipo ou o espécime listado primeiro 
na publicação é designadocomo o lectótipo. Tal ato feito por Smith não constitui 
uma designação válida de lectótipo, de acordo com o artigo 74.3 do código.
 O código descreve diversas recomendações acerca da designação de 
lectótipos: 
• Deve, preferencialmente, ser feita a partir de indivíduos com uma 
ilustração publicada (recomendação 74B);
• Um autor que queira designar um lectótipo deve publicar as 
mesmas informações recomendadas para publicação sobre um 
holótipo (recomendação 73C – descrita acima), além de descrever 
qualquer característica individual que permita o seu reconhecimento 
(recomendação 74C);
• Quando possível, um lectótipo deve ser escolhido de síntipos da 
coleção de uma instituição pública, preferencialmente da instituição 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 63
contendo o maior número de síntipos do táxon nominal do grupo da 
espécie, ou contendo a coleção na qual o autor do táxon nominal 
do grupo da espécie trabalhou, ou contendo a maioria dos tipos 
daquele autor (recomendação 74D);
• Um síntipo de localidade conhecida deve ser preferível em relação a 
um de origem desconhecida;
• Um autor que designe um lectótipo deve claramente rotulá-lo como 
tal, bem como rotular os outros síntipos como “paralectótipos”, pois 
tanto parátipos quanto paralectótipos, embora não possuam status 
de portadores de nome, podem ser elegíveis para designação de 
neótipos (recomendação 74F).
 Quando nenhum espécime tipo portador do nome (ex.: holótipo, 
lectótipo, síntipo ou um neótipo anterior) é considerado existente, e um autor 
considere que é necessária a designação de um tipo portador do nome para 
definir objetivamente o táxon nominal, pode haver a designação de um neótipo 
(artigo 75.1). Um neótipo não deve ser designado sem um propósito maior (ex.: 
garantir a estabilidade e a identidade de um táxon nominal) ou como uma rotina 
de curadoria, sendo, nestes casos, uma designação inválida (artigo 75.2); ou 
seja, se um autor designar um neótipo para determinada espécie, cuja identidade 
não gera dúvida, e que não se encontra envolvida em algum complexo problema 
zoológico naquele nomento em que foi designado, o suposto “neótipo” não 
possuirá status de portador do nome.
 Visto isto, o código determina, em seu artigo 75.3, condições que 
qualificam a designação válida de um neótipo quando há necessidade 
excepcional e apenas quando essa necessidade é expressamente reportada, e 
quando a designação é publicada de acordo com as seguintes particularidades:
• A afirmação que é designação, com o propósito expresso de clarificar 
o status taxonômico ou a localidade-tipo de um táxon nominal;
• A relação dos caracteres que o autor considera como diferenciadores 
daqueles e de outros táxons nominais do grupo da espécie, para os 
quais o neótipo é designado, ou uma referência bibliográfica com tal 
relação;
• Informações e descrição suficiente para garantir o reconhecimento 
do espécime designado;
• A razão do autor para acreditar que o(s) espécime(s) tipo portador(es) 
do nome (ex.: holótipo, lectótipo, síntipo ou um neótipo anterior) 
64 UNIDADE 1
está/estão perdido(s) ou destruído(s), e o que foi feito para descobrir 
tais informações;
• Evidências de que o neótipo é consistente com o que é conhecido 
para o anterior tipo portador do nome da descrição original e de 
outras fontes, embora um neótipo possa ser baseado em um sexo 
diferente ou estágio de vida, se necessário ou desejável para 
assegurar a estabilidade da nomenclatura;
• Evidências de que o neótipo veio tão próximo quanto possível da 
localidade-tipo original e, quando relevante, do mesmo horizonte 
geológico ou espécie hospedeira que o original tipo portador do 
nome;
• A garantia de que o neótipo é ou, imediatamente após a publicação, 
tornará-se-á propriedade de reconhecida instituição científica 
ou educacional, citada por nome, que contenha uma coleção 
de pesquisa, com recursos apropriados para preservar os tipos 
portadores do nome e que os faça acessíveis para estudos.
 Igualmente à designação de lectótipos, como exposto acima, a primeira 
designação de neótipo publicada para um táxon nominal do grupo da espécie 
é válida, e nenhuma designação subsequente terá validade (exceto em casos 
decididos pelo poder da plenária da Comissão Internacional de Nomenclatura 
Zoológica) (artigo 75.4). No entanto, se um neótipo validado designado é perdido 
ou destruído, um novo neótipo pode ser designado para substituí-lo (artigo 
75.4.1). 
O código aconselha, ainda, que autores devam escolher neótipos 
de qualquer parátipo ou paralectótipos existentes, exceto se houver razões 
convincentes para o contrário, como informações inadequadas para atender 
às exigências taxonômicas, a má condição de conservação dos espécimes, ou 
provável mistura de táxons (recomendação 75A). 
 Em casos extremos, pode haver a designação de um neótipo mesmo 
quando o tipo portador do nome ainda é conhecido. Isto acontece quando 
um autor considera que a identidade taxonômica de um táxon nominal do 
grupo da espécie não pode ser determinado pelo seu tipo portador do nome 
(ex.: o nome é um nomen dubium), e a estabilidade ou universalidade estão, 
portanto, ameaçadas. Então, o autor pode requerer à Comissão Internacional 
de Nomenclatura Zoológica para deixar de lado, sob poderes de sua plenária, 
o atual tipo portador do nome e designar um neótipo. Exemplo: no holótipo da 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 65
espécie de gastrópode amonito Cycloceras laevigatum (M'Coy, 1844), faltavam 
importantes características diagnósticas. Atendendo ao requerimento do autor, 
a Comissão Internacional de Nomenclatura Zoológica, através de poderes de 
plenário, retirou o status de tipo do seu espécime-tipo e designou um neótipo.
 Pode, acontecer do(s) tipo(s) portador(es) do nome de um táxon nominal 
do grupo da espécie (ex.: holótipo, lectótipo, síntipo ou um neótipo anterior), 
que era(m) considerado(s) perdido(s) ou destruído(s), ser(em) encontrado(s) 
após a designação de um neótipo. Neste caso, no momento da publicação da 
sua redescoberta, o material torna-se novamente o tipo portador do nome, e o 
neótipo é deixado de lado (exceto por algum motivo especial, através de decisão 
da Comissão Internacional de Nomenclatura Zoológica) (artigo 75.8).
 Como já mencionado anteriormente, informações sobre a procedência 
dos indivíduos utilizados na descrição de um novo táxon do grupo da espécie (ex.: 
holótipo) são importantes. A localização geográfica do local de captura, coleta 
ou observação do tipo portador do nome, ou seu posicionamento estratigráfico, 
quando relevante, é denominada localidade-tipo (artigo 76.1). 
Se todos os síntipos de um táxon nominal do grupo da espécie têm o 
mesmo local de origem, aquela é a localidade-tipo; porém, se síntipos originados 
de duas ou mais localidades (incluindo estratos diferentes), a localidade-tipo 
engloba todos os lugares de origem (artigo 73.2.3). 
O local de origem de um lectótipo ou de um neótipo, após suas 
designações, tornar-se-á a localidade-tipo de um táxon nominal do grupo da 
espécie, independente de qualquer publicação anterior sobre a localidade-tipo 
(artigos 73.2.3, 76.2 e 76.3).
 Se a captura ou coleta acontecer após transporte por meios artificiais, 
a localidade-tipo é seu lugar do qual o tipo portador do nome, ou seu progenitor 
selvagem, começou sua viagem não natural (artigo 76.1.1). 
 O código apresenta, ainda, diversas recomendações sobre as 
localidades-tipo. Assim, para precisar e esclarecer uma localidade-tipo, um 
autor deve levar em consideração: (1) as informações acompanhando o material 
original; (2) notas dos coletores, itinerários ou comunicações pessoais; (3) a 
descrição original do táxon; e (4) como último recurso, e sem prejuízo de outras 
precisões, localidades dentro do alcance conhecido do táxon ou de que os 
espécimes do táxon tenham sido registrados.
 Resumidamente, são reconhecidas várias categorias de tipos através 
do código, além de algumas que são utilizadas, na prática, mesmo sem seu 
reconhecimento formal.São listadas e conceituadas abaixo algumas dessas 
categorias:
66 UNIDADE 1
• Alótipo: um termo regulamentado pelo código (recomendação 72A) 
para um espécime designado com sexo oposto ao do holótipo, 
porém, que formalmente não possui função de tipo portador do 
nome;
• Cótipo: termo antes utilizado para síntipo ou parátipo;
• Hapantótipo: uma ou mais preparações consistindo de indivíduos 
diretamente relacionados representando estágios distintos do 
ciclo de vida que, juntas, formam o tipo portador do nome de uma 
espécie atual de protozoário. Um hapantótipo, enquanto uma série 
de indivíduos, é um holótipo que não deve ser restrito pela seleção 
de um holótipo; entretanto, se um hapantótipo for constituído de 
indivíduos de mais de uma espécie, alguns componentes devem ser 
excluídos até conter indivíduos de uma única espécie;
• Holótipo: um único espécime (exceto no caso de hapantótipo, 
conforme definido pelo código) designado ou de alguma forma 
fixado como tipo portador do nome de uma espécie nominal ou 
subespécie quando o táxon nominal é estabelecido; ou seja, é o 
único espécime utilizado pelo autor para basear-se na descrição 
de uma espécie, ou o espécime determinado entre um conjunto de 
indivíduos examinados, como aquele utilizado para basear-se na 
descrição de uma espécie;
• Lectótipo: um síntipo designado como o único espécime tipo 
portador do nome, subsequente ao estabelecimento nominal da 
espécie ou subespécie. Exemplo: um autor utiliza uma amostra de 
dois ou mais exemplares para descrever uma espécie, sem designar 
o holótipo, sendo, assim, todos denominados síntipos. Em uma 
publicação subsequente, esse ou outro autor promove a designação 
do espécime tipo portador do nome entre os síntipos dessa espécie, 
sendo este o único exemplar denominado lectótipo;
• Neótipo: é o único espécime designado como tipo portador do nome 
de uma espécie ou subespécie nominal, quando há a necessidade 
de definir claramente este táxon e acredita-se que o tipo portador 
do nome não exista mais (ex.: holótipo ou síntipos perdidos ou 
destruídos);
• Paralectótipo: cada espécime de uma série-tipo formal, restante 
após a designação de um lectótipo. Exemplo: Um autor utiliza uma 
amostra de dois ou mais exemplares para descrever uma espécie, 
sem designar o holótipo, sendo, assim, todos denominados; 
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 67
síntipos. Em uma publicação subsequente, esse ou outro autor 
promove a designação do espécime tipo portador do nome, entre 
os síntipos dessa espécie, sendo este único exemplar denominado 
lectótipo. Todos os indivíduos restantes são então denominados 
paralectótipos;
• Parátipo: cada espécime de uma série-tipo, outros que não o 
holótipo. Exemplo: Um autor utiliza uma amostra de dois ou mais 
exemplares para descrever uma espécie, e faz a designação de um 
deles como holótipo; assim, todos os demais são denominados 
parátipos;
• Síntipo: cada espécime de uma série-tipo da qual nem um holótipo ou 
um lectótipo foram designado. Os síntipos coletivamente constituem 
o tipo portador do nome. Exemplo: um autor utiliza uma amostra de 
dois ou mais exemplares para descrever uma espécie, sem designar 
o holótipo, sendo, assim, cada um, denominado, individualmente, 
síntipo.
• Topótipo: um termo não regulamentado pelo código para um 
espécime originado da localidade tipo da espécie ou subespécie da 
qual se acredita que pertença, seja ou não o espécime parte da série 
típica.
Táxons nominotípicos
 Por definição, quando um táxon do grupo da família é subdividido, o táxon 
subordinado que contém o gênero-tipo é indicado pelo mesmo nome (alterando-
se apenas seu sufixo), com o mesmo autor e data. Esse táxon subordinado 
é denominado táxon nominotípo (artigo 37.1). Exemplo: a família Tipulidae 
Latreille, 1802, possui o gênero-tipo Tipula Linnaeus, 1758. Ela é dividida em 
um número de subfamílias nomeadas. A subfamília contendo Tipula é chamada 
Tipulinae Latreille, 1802, e constitui, então, a subfamília nominotípica. 
 Analogamente, quando sobre um gênero é considerado conter 
subgêneros, o subgênero que contém a espécie-tipo daquele gênero é 
indicado pelo seu próprio nome, com o mesmo autor e data. Este subgênero 
é denominado gênero nominotípico (artigo 44.1). Assim, um gênero e o seu 
subgênero nominotípico têm a mesma espécie-tipo (artigo 67.1.1). Por exemplo: 
se um autor descreve o gênero Capullaria com base na espécie-tipo Capullaria 
hirsuta, incluindo diversas outras espécies e dividindo-o em subgêneros, logo, 
68 UNIDADE 1
o subgênero nominotípico Capullaria também terá sua espécie-tipo Capullaria 
hirsuta com mesmo autor e data.
 Da mesma forma, quando sobre uma espécie é considerado conter 
subespécies, a subespécie que contenha o tipo portador do nome daquela 
espécie é indicada pelo mesmo nome da espécie, com o mesmo autor e data. 
Esta subespécie é denominada subespécie nominotípica (artigo 47.1). Assim, 
uma espécie nominal e sua subespécie nominotípica têm o mesmo tipo portador 
do nome (artigo 72.8).
Princípio da Coordenação
 Um nome estabelecido para um táxon de qualquer categoria no grupo 
da família é considerado como tendo sido estabelecido para táxons nominais 
de todas as outras categorias do grupo da família. Todos esses táxons têm o 
mesmo gênero-tipo, e seus nomes são formados pelo radial do nome do gênero-
tipo (artigo 29.3), com a apropriada mudança do sufixo (artigo 34.1). O nome tem 
a mesma autoria e data para todas as categorias taxonômicas. Este princípio é 
denominado princípio da coordenação (artigo 36.1).
 Exemplo: a família de borboletas, Hesperiidae, baseada em Hesperia 
Fabricius, 1793, foi estabelecida em 1809, por Latreille. Esse autor é considerado 
como tendo estabelecido, simultaneamente, o nome coordenado da superfamília 
Hesperioidea e o nome coordenado da subfamília Hesperiinae, mesmo que 
estes tenham sido utilizados, pela primeira vez, muito tempo após a publicação 
do trabalho de Latreille, em 1809. A autoria e a data de todos os três nomes 
(Hesperioidea, Hesperiidae e Hesperiinae) é de Latreille, 1809.
 Desta forma, os nomes do grupo da família possuem sua nomenclatura 
composta por uma única palavra, formada por um radical, em que se adiciona 
um sufixo definido pela categoria taxonômica. O código define, respectivamente, 
os sufixos -oidea, -idae, -inae e -ini como referentes às categorias taxonômicas 
da superfamília, família, subfamília e tribo.
 Quando um táxon nominal é elevado ou abaixado na categoria do grupo 
da família, seu gênero tipo permanece o mesmo (artigo 36.2).
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 69
EXERCÍCIO DE FIXAÇÃO
01. De acordo com o sistema binomial de nomenclatura estabelecido por Lineu, 
o nome científico Canis familiaris aplica-se a todos os cães domésticos, como 
vira-latas, pastores, dobermanns, chiuauas, filas brasileiros e pitbulls, entre 
outros. O lobo (Canis lupus), o coiote (Canis latrans), o chacal (Canis aureus) 
e o dingo (Canis dingo) são espécies relacionadas aos cães domésticos. Visto 
isto, responda:
a) A que gênero pertencem todos os animais mencionados? 
b) Por que todos os cães domésticos são designados por um mesmo 
nome científico?
02. (Vunesp-SP) Alunos de uma escola, em visita ao zoológico, deveriam escolher 
uma das espécies em exposição e pesquisar sobre seus hábitos, alimentação, 
distribuição etc. No setor dos macacos, um dos alunos ficou impressionado com 
a beleza e agilidade dos macacos-pregos. No recinto desses animais havia uma 
placa com a identificação: “Nome vulgar: Macaco-prego (em inglês: Raing-tail 
Monkeys ou Cupuchin monkey); Ordem: Primates; Família: Cebidae; Espécie: 
Cebus apella”. Esta foi a espécie escolhida por esse aluno. Chegando à sua 
casa, procurou um site de busca e pesquisa na Internet. O aluno deveria digitar 
até duas palavras-chaves e iniciar a busca. Que palavras o aluno deveria digitar 
para obter informações apenas sobre a espécie escolhida? Justifique a sua 
resposta. 
03. Leptodactylus vastus é um nome aparentemente complicadopara um anfíbio 
que ocorre em brejos pelo nordeste do Brasil. Justifique o uso do nome científico 
em vez de, simplesmente, "rã-pimenta", como diz a população local.
04. (UFRJ) Considere dois animais, A e B, e dois outros, C e D. Os animais A e B 
pertencem a gêneros diferentes de uma mesma família, enquanto os animais C e 
D pertencem à mesma ordem, mas a famílias diferentes. Você espera encontrar 
maior grau de semelhança entre A e B ou entre C e D? Justifique sua resposta.
05. Identifique a categoria taxonômica a que se refere cada um dos nomes 
citados, de acordo com as regras de nomenclatura zoológica, e justifique sua 
resposta. 
70 UNIDADE 1
a) Hominidae
b) Ascaris lumbricoides 
c) Homo sapiens sapiens
d) Phlebotomini
d) Rattus
06. (PPGZoo-MPEG) Interprete a lista sinonímica abaixo, apresentada por 
Ávila-Pires (1995), para o lagarto Crocodilurus lacertinus, e responda às duas 
questões que se seguem.
Tupinambis lacertinus (Daudin, 1802: 85) (holotype MHNP 8372, type-
locality: ´Cayenne´).
Crocodilurus amazonicus (Spix, 1825: 19) (holotype ZSMH 638/0, type-
locality: São Paulo de Olivenças, Rio Solimões); Cope, 1876: 162.
Crocodilurus ocellatus (Spix, 1825: 20) (lectotype, according to 
designation by Hoogmoed & Gruber, 1983, ZSMH 639/0; type-locality: 
Tefé, Rio Solimões).
Crocodilurus lacertinus (Duméril & Bibron, 1839: 46); Guichenot, 1855: 
29; Boulenger, 1885b: 380; Goeldi, 1902: 537, 546; Burt & Burt, 1931: 
326; Cunha, 1961: 116; Vanzolini, 1972: 105, 1981a: xxi, 1986a: 14; 
Hoogmoed & Lescure, 1975: 157; Hoogmoed, 1979: 278; Hoogmoed & 
Gruber, 1983: 392.
Crocodilurus lacertina (Crump, 1971: 20).
a) Faça a citação completa do nome da espécie.
b) O que fez Duméril & Bibron, 1839?
07. (PPGZoo-MPEG) Observe a seguinte definição de categorias coordenadas, 
segundo o Código Internacional de Nomenclatura Zoológica: “um nome 
estabelecido para um táxon de qualquer categoria do grupo da família (baseado 
em um dado gênero-tipo) está disponível com sua data e autor originais para 
outro táxon (baseado no mesmo gênero-tipo) de qualquer das outras categorias”.
 Visto isto, agora analise o texto abaixo: “Briliant (1920) descreveu o 
gênero Taumaturgus, incluindo-o na nova subfamília Taumaturginae. No mesmo 
trabalho, o autor incluiu a subfamília na família Trompsonidae, que havia sido 
proposta por Briliant (1910). A análise filogenética feita por Costa (2001) indicou 
que Trompsonidae é um grupo polifilético e, por este motivo, Costa (2001) 
elevou alguns dos subgrupos de Trompsonidae ao status de família, incluindo 
Taumaturginae”.
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 71
 Com base nos dados acima, faça a citação completa do nome da família 
Taumaturgidae e justifique a atribuição de autoria à família Taumaturgidae.
08. (PPGZoo-MPEG) Considere a seguinte situação fictícia: Hypotheticus alvus 
(Silva, 1930) e Hypotheticus alvus (Parente, 1933) são espécies homônimas. 
Hypotheticus longilineus (Souza, 1931) é o primeiro sinônimo conhecido de H. 
alvus (Silva, 1930) e Hypotheticus neutralis (Costa, 1950), o primeiro sinônimo 
conhecido de H. alvus (Parente, 1933). Quais os nomes (citação completa) que 
devem ser considerados, válidos para as duas espécies citadas? Justifique sua 
resposta.
09. (PPGZoo-MPEG) Veloso (1967) descreveu a espécie Tropicalia centralis. Em 
1975, Gil publicou a revisão do gênero Refazendae, constituído por 15 espécies, 
incluindo T. centralis (Veloso). Dado que o trabalho do segundo autor ganhou a 
aceitação da comunidade científica, como deve ser escrita a citação completa do 
nome da espécie publicada por Veloso (1967)?
10. Considere os dois nomes científicos de mosquitos que se seguem: Aedes 
aegypti (Linnaeus, 1762) e Anopheles gambiae (Giles, 1926). Podemos afirmar 
que o grau de semelhança entre eles permite colocá-los na mesma categoria de:
a) Espécie
b) Subespécie
c) Gênero
d) Subgênero
e) Família
11. (UEL-2006). Segundo o sistema binominal de nomenclatura, como devem 
ser escritos os termos indicativos do gênero e da espécie?
72 UNIDADE 1
12. (Modificado do PPGZoo-MPEG) Analise a figura abaixo, considerando os 
objetivos principais da escola cladista (definir e propor grupos monofiléticos), e 
responda às perguntas que se seguem.
a) Os gêneros apresentados (Aus e Bus) são gêneros monofiléticos? Em 
caso negativo, justifique sua resposta e classifique-os filogeneticamente. 
Se necessário, consulte livros sobre sistemática filogenética.
b) Apresente uma proposição taxonômica alternativa, justificando suas 
decisões, indicando a(s) espécie(s)-tipo, e mostre quais seriam as 
possíveis consequências sobre sinonímia e homonímia para os táxons 
genéricos e específicos. 
13. (UFPB 2008) Um professor de biologia orientou os estudantes para coletarem 
exemplares diversos do reino animalia, e os agruparem de acordo com as 
características que julgassem comuns. Os estudantes organizaram os animais 
nos seguintes grupos:
Grupo I: Esponjas e estrelas-do-mar.
Grupo II: Minhocas, piolhos de cobra e centopeias.
Grupo III: Carrapatos, aranhas e escorpiões.
A SISTEMÁTICA ZOOLÓGICA 73
Grupo IV: Caranguejos, siris e camarões.
Grupo V: Moscas, abelhas, besouros e borboletas.
 Em seguida, o professor explicou e caracterizou os diversos filos desse 
reino, e solicitou que os animais fossem reagrupados de acordo com os filos 
a que cada um pertence. O reagrupamento correto desses animais, em filos, 
encontra-se na alternativa:
A) I. Esponjas; II. Estrelas-do-mar; III. Minhocas; IV. Piolhos de cobra, 
centopeias, carrapatos, aranhas, escorpiões, caranguejos, siris, 
camarões, moscas, abelhas, besouros e borboletas;
B) I. Esponjas; II. Estrelas-do-mar; III. Minhocas; IV. Piolhos de cobra 
e centopeias; V. Carrapatos, aranhas, escorpiões, ca-ranguejos, siris, 
camarões; VI. Moscas, abelhas, besouros e borboletas;
C) I. Esponjas e estrelas-do-mar; II. Minhocas; III. Piolhos de cobra e 
centopeias; IV. Carrapatos, aranhas, escorpiões, caranguejos, siris, 
camarões, moscas, abelhas, besouros e borboletas;
D) I. Esponjas; II. Estrelas-do-mar; III. Minhocas, piolhos de cobra e 
centopeias; IV. Carrapatos, aranhas, escorpiões, caranguejos, siris, 
camarões, moscas, abelhas, besouros e borboletas;
E) I. Esponjas e estrelas-do-mar; II. Minhocas, piolhos de cobra e 
centopeias; III. Carrapatos, aranhas e escorpiões; IV. Caranguejos, siris 
e camarões; V. Moscas, abelhas, besouros e borboletas.
UNIDADE 2
COLETA, PREPARAÇÃO E 
ARMAZENAMENTO DE 
MATERIAL ZOOLÓGICO
OBJETIVOS DA UNIDADE
1. Apresentar os principais itens a serem utilizados em atividades de campo;
2.Caracterizar as armadilhas para amostragem de animais invertebrados (especialmente terrestres) 
e vertebrados;
3. Apresentar as técnicas de biometria, registro do comportamento biológico e de preservação de 
vertebrados;
4. Caracterizar e classificar as coleções zoológicas;
5. Apresentar as ações de curadoria de coleções zoológicas;
6. Mostrar o estado da arte de coleções zoológicas brasileiras.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 77
CAPÍTULO 4: MÉTODOS E TÉCNICAS DE COLETA E PREPARAÇÃO 
DE INVERTEBRADOS
Leonardo Sousa Carvalho e 
Mauro Sérgio Cruz Souza Lima
Estima-se que o Brasil abrigue cerca de 13% da biodiversidade mundial, 
considerando-se os táxons mais bem conhecidos e catalogados. Além disso, 
não se sabe quanto da parcela desconhecida da biodiversidade brasileira está 
em regiões ou localidades pouco amostradas, em habitats pouco conhecidos (p. 
ex. no dossel das florestas ou no solo) ou, mesmo, aguardando sua descoberta 
e descrição nas coleções científicas existentes (LEWINSOHN; PRADO, 2005). 
Visto isso e considerando o crescente impacto humano em regiões naturais, 
torna-se importante preservar a biodiversidade de invertebrados a fim de se 
conhecer as espécies existentes antes que sejam extintas.
No entanto, os invertebrados constituem grupos muito distintos de 
animais, exibindo uma grande variedade de formas de vida, existindo desde 
espécies sésseis (ex.: crustáceoscirripédios ou cnidários) até animais livres em 
todos os ambientes terrestres. Com tamanha diversidade, realizar inventários da 
biodiversidade de invertebrados é uma tarefa árdua e que demanda, às vezes, 
tempo, dinheiro e esforço do pesquisador. Para que isto seja possível, é preciso 
aplicar métodos de amostragem que permitam ao pesquisador acessar o maior 
número de ambientes, períodos do dia e épocas do ano, além de contemplar as 
variedade de hábitos de vida desses organismos. 
Neste sentido, fazer inventários de todos os grupos de invertebrados 
possíveis em determinado ponto torna-se uma tarefa quase impossível. 
Assim, é importante conhecer-se a biologia e os hábitos de vida de 
COLETA, PREPARAÇÃO E 
ARMAZENAMENTO DE 
MATERIAL ZOOLÓGICO
78 UNIDADE 2
determinado grupo de organismos, e construir um delineamento amostral que 
permita ao pesquisador atingir os objetivos da pesquisa proposta. Além disto, 
após a coleta, é importante realizarmos a devida preparação dos organismos 
coletados para que estes possam ser mantidos nas coleções zoológicas, a fim 
de que outros pesquisadores possam ter acesso ao material disponível.
Neste capítulo, abordaremos os principais métodos de amostragem e de 
preparação de invertebrados, especialmente terrestres.
Métodos de coleta de invertebrados 
1. Armadilha etanólica
 Este é um método passivo de coleta em que os animais são atraídos 
pelo álcool etílico (etanol) volatilizado. O etanol é uma substância primária 
empregada por muitos indivíduos pioneiros de muitas espécies de coleópteros 
na localização e na seleção do material hospedeiro favorável (PELENTIR, 2007). 
Atua como sinergista, aumentando o efeito atrativo dos monoterpenos 
presentes no hospedeiro ou, posteriormente ao ataque, sinergisando feromônios 
produzidos pelos indivíduos colonizadores (MOECK, 1970 apud PELENTIR, 
2007). Quando o etanol é utilizado como atrativo em armadilhas, muitos 
coleópteros são atraídos, entre esses, principalmente, os da família Scolytidae. 
Isso deve-se ao fato de o odor do etanol imitar alguns extrativos voláteis das 
árvores estressadas, sendo capturado pelo painel de impacto da armadilha 
(ZANUNCIO et al., 1993, apud PELENTIR, 2007). 
O funcionamento da armadilha é relativamente simples: há um depósito 
onde é colocado etanol a 70% e, acima deste, há abas feitas de diferentes 
materiais (sacos plásticos, garrafas PET ou madeira, por exemplo) que são 
utilizados como anteparo. A isca (etanol a 96%) fica disponível na parte superior 
da armadilha e normalmente colocada dentro de uma bolsa com esponja (Figura 
6A), mangueira (Figura 6B-C) ou frasco (Figura 6D). Como o etanol é um líquido 
bastante volátil, os insetos sentem esta substância e seguem em direção à fonte, 
batendo no anteparo e caindo no depósito contendo etanol, onde são mortos e 
ficam preservados. 
Diversos modelos de armadilhas etanólicas estão disponíveis no 
mercado, existindo, por exemplo, estudos comparando a eficiência de armadilhas 
desse tipo para a amostragem de besouros da família Scolytidae (PELENTIR, 
2007; MURARI et al., 2012). Para maximizar o esforço de captura, alguns 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 79
modelos possuem, ainda, funis coletores, que direcionam os insetos que batem 
nos anteparos a cairem no pote contendo álcool etílico (Figura 6). 
Figura 6: Modelos de armadilhas etanólicas, testadas por Pelenir 
(2007) quanto à eficiência na amostragem de Scolytidae. A: Modelo 
de armadilha Roechling (modificada); B: Modelo de armadilha PET 
Santa Maria; C: Modelo de armadilha Marques-Carrano; D: Modelo de 
armadilha Escolitídeo-Curitiba. 
Fonte: Pelenir (2007). Modificado. 
80 UNIDADE 2
2. Armadilhas de funil de Lindgren 
 As armadilhas de funil de Lindgren são um tipo especializado de 
armadilha de interceptação de voo, que utilizam diversos funis (de 8 a 10 e, às 
vezes, até mais) dispostos em uma organização vertical, um em cima do outro 
(Figura 7). Este método de coleta utiliza o comportamento de muitos insetos 
(particularmente besouros) de dirigir-se em direção ao solo após bater em um 
objeto sólido durante o voo. Os espécimes que batem em qualquer um dos 
funis organizados em disposição vertical são direcionados para o próximo funil, 
logo abaixo, e daí passam para os funis seguintes e, eventualmente, ao coletor 
disposto abaixo do último funil (LINDGREN, 1983). 
 A amostragem da armadilha aumenta com o uso de funis em que os 
espécimes não consigam aderir (ex.: plásticos lisos). A forma fina e a cor do funil 
de Lindgren, geralmente escura, mimetizam o tronco de uma árvore. Assim, a 
armadilha passivamente atrai insetos, especialmente besouros que vivem em 
cascas de árvores ou associados à madeira. A eficiência da amostragem pode, 
ainda, ser aumentada com o uso de iscas atrativas, como ferormônios, etanol 
ou qualquer outro tipo de isca atrativa (LINDGREN, 1983). Portanto, este é um 
método passivo para a amostragem de insetos, especialmente besouros.
Figura 7: Desenho esquemático de 
uma armadilha tipo funil de Lindgren.
Fonte: Elaborada pelos(a) 
autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 81
3. Armadilhas de interceptação e de queda ou armadilhas de queda
 Essas armadilhas são utilizadas para a coleta de amostragem de 
invertebrados e vertebrados terrestres, variando de acordo com o tamanho do 
animal a ser coletado. Entre os invertebrados, podem ser coletados aracnídeos, 
quilópodes, diplópodes, sínfilos e diversos grupos de insetos (Collembola, 
Protura, Diplura, Archaeognatha, Zyngentoma, Hymenoptera, Coleoptera, 
Blattodea, entre outros). Entre os vertebrados, essas armadilhas, utilizando 
recipientes pequenos, ainda são eficientes na amostragem de pequenos répteis 
e anfíbios, embora para esses grupos outros métodos de amostragem sejam 
mais eficientes.
As armadilhas são constituítas por baldes ou recipientes plásticos 
(copos, tubos de PVC ou garrafas PET) enterrados ao nível do solo, unidos (ou 
não) por cerca-guia. Seu funcionamento é relativamente simples: os animais, ao 
encontrarem uma cerca-guia, tentam desviar lateralmente da mesma e caem 
nos coletores enterrados; ou, na ausência de cerca-guia, caem naturalmente nos 
coletores, ao encontrá-los em seu caminho. 
 O uso dessas armadilhas para invertebrados é feito sem a utilização de 
cercas-guia; portanto, são apenas armadilhas de queda, feitas com a utilização 
de recipientes plásticos de aproximadamente 500ml, contendo cerca de 200-
300ml de líquido conservante (Figura 8A). 
O líquido conservante pode ser álcool etílico (70% ou 96%), solução 
saturada de bórax, propileno glicol (35%, 50% ou 75%), vinagre branco, etileno 
glicol (100%), FAACC (uma mistura de formaldeído a 4%, ácido acético a 5% e 
cloreto de cálcio a 1,3%), formaldeído tamponado com fosfato a 4% ou formalina 
(formol) a 5% (ARISTOPHANOUS, 2010). Observamos, ainda, que uma solução 
saturada de sal de cozinha (salmoura) também pode ser utilizada como líquido 
conservante em campo. Ao líquido conservante é possível, ainda adicionar 
algumas gotas de detergente para quebrar a tensão superficial da água, a fim de 
impedir que os insetos saiam do pote coletor. 
Para a preservação dos órgãos reprodutivos internos de besouros, por 
exemplo, Aristophanous (2010) recomenda a utilização de álcool etílico a 96%, 
FAACC e formaldeído tamponado com fosfato a 4%. 
As armadilhas devem permanecer instaladas no local de coleta por 
cerca de cinco dias. A permanência por mais de cinco dias pode resultar na 
total evaporação do líquido conservante, afetando significativamente a eficiência 
da armadilha, devendo o coletor estar atento à necessidade de reposição do 
líquido conservante. Para a permanência por mais de uma semana em campo, 
82 UNIDADE 2
Aristophanous (2010) recomenda a utilização de formaldeído tamponado com 
fosfato a 4%. O conjunto de todos os indivíduos coligidos em cada armadilha 
(ou conjunto de armadilhas), durante seu período de funcionamento, deve serconsiderado uma amostra. 
 Outra opção para a amostragem de invertebrados é a instalação dessas 
armadilhas com a utilização de cercas-guia, sendo, portanto, denominadas 
armadilhas de interceptação e de queda, mas em proporções menores que 
aquelas para vertebrados. Neste caso, as armadilhas podem ser instaladas 
em um arranjo em formato de “X” ou “+”, utilizando uma área de 4m². Instala-
se uma armadilha e, posteriormente, outras quatro armadilhas são instaladas 
perpendicularmente a esta, a um metro de distância, formando assim uma 
“estação de coleta” (Figura 8B). 
Entre uma e outra armadilha, instala-se uma cerca-guia feita de lona ou 
qualquer outro material (chapa de zinco, por exemplo), com cerca de 10cm de 
altura e enterrada 1cm abaixo do nível do solo. Neste caso, cada amostra será 
formada pelo conjunto dos indivíduos coletados nas cinco armadilhas de cada 
estação, durante todo o período de funcionamento da mesma. Em ambos os 
casos, pode utilizar-se um prato plástico (ou qualquer outro objeto) para evitar a 
entrada excessiva de água da chuva ou de matéria orgânica no interior do pote 
coletor, como folhas mortas, por exemplo. 
Podem-se utilizar também as armadilhas desenvolvidas originalmente 
para a amostragem de vertebrados. Neste caso, o que difere dos equipamentos 
descritos acima são as proporções, pois se utilizam baldes de pelo menos 35 
litros para a amostragem de répteis e anfíbios ou baldes maiores ainda para a 
amostragem de mamíferos (RIBEIRO-JÚNIOR et al., 2011). No entanto, se o 
objetivo da pesquisa for a amostragem de aranhas da infraordem Mygalomorphae 
ou mesmo grandes quilópodes (Scolopendromorphae), esta configuração deve 
ser adotada, pois apresenta resultados mais satisfatórios.
Para a amostragem de insetos necrófagos ou coprófagos, como besouros 
Scarabeoidea, por exemplo, também é possível utilizar essas armadilhas. Neste 
caso, devem-se utilizar iscas nas mesmas. As iscas a serem utilizadas podem 
ser carne ou vísceras (ex.: fígado) em decomposição, massa fecal fresca ou 
frutas bem amadurecidas, de acordo com o grupo de insetos-alvo do trabalho. 
Estas devem ser colocadas sobre o pote coletor, em um pequeno recipiente 
suspenso com o auxílio de hastes de madeira, como palitos para churrasco ou 
outro objeto, de forma que os insetos não tenham dificuldade de alcançá-las. O 
odor exalado pela decomposição da isca atrairá os insetos, que serão coletados 
no pote coletor.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 83
 A utilização deste tipo de armadilhas para amostragem da fauna de solo 
em estudos de biodiversidade ou ecologia de comunidades é extremamente 
vantajosa, visto que é possível produzir um grande número de amostras em 
curto período de tempo e com um custo relativamente baixo. Recomenda-se a 
instalação de pelo menos 30 armadilhas para invertebrados ou cinco estações de 
armadilhas em cada ponto de amostragem em um inventário de biodiversidade. 
Além disto, recomenda-se que cada armadilha deve ficar distante uma da 
outra (pelo menos a cinco metros), para evitar que uma armadilha interfira no 
desempenho de outra, o que resultaria em pseudoreplicação espacial. 
Caso o coletor opte por um espaçamento menor (ex.: um metro) entre 
as armadilhas, na composição de uma amostra deve ser considerado o conjunto 
de indivíduos capturados em todas as armadilhas durante o período em que 
estas ficaram armadas. Caso o coletor opte pela composição de estações de 
armadilhas em disposição em “X” ou “+”, recomenda-se o espaçamento de 30-
50 metros entre estações de coleta. 
 Este método é simples e sua aplicação é barata; no entanto, a 
amostragem sofre forte viés em direção a grupos que se movem ativamente 
pela superfície e não permite a amostragem quantitativa de animais sedentários 
habitantes da serapilheira e do solo, que ficam no substrato ou se disseminam 
através de voo (KRELL et al., 2005). 
Alguns autores registraram que este método pode, significativamente, 
amostrar melhor a fauna de Orthoptera, Blattaria e Diptera, quando comparado 
ao extrator de Winkler e funil de Berlese (SABU; SHIJU, 2010), além de ser o 
melhor método para amostragem qualitativa para diversos grupos de artrópodes 
de solo (SABU; SHIJU, 2010; SABU et al., 2011). Na amostragem de aranhas, 
por exemplo, há, fortemente, um viés da coleta de machos, por apresentarem 
um padrão comportamental mais ativo que fêmeas (ÁLVARES et al., 2004).
Figura 8: Armadilhas de queda (A), e de interceptação e de queda (B) para invertebrados.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
84 UNIDADE 2
4. Atração com iscas
 Este, na verdade, não consiste de um método específico para amostragem 
de invertebrados, mas de uma forma geral utilizada para pegar grupos específicos 
de invertebrados (especialmente insetos), utilizando informações de sua história 
natural: atração por iscas. 
Diversos grupos de insetos não apenas têm preferências alimentares 
definidas, como também têm uma capacidade apurada de detecção da 
presença de alimentos. Esses animais podem ser atraídos utilizando-se cores 
(ex.: abelhas), e matéria orgânica em decomposição (ex.: besouros e moscas), 
entre outros. É importante lembrar que para cada determinado grupo de insetos, 
objetivo da pesquisa, um tipo de isca específico ou uma combinação de iscas 
deve ser utilizado (ALMEIDA et al., 1998). 
As iscas mais comuns são: acetato de benzila (C9H10O2); benzoato de 
benzila (C14H12O2); beta ionona (C13H20O); cinamato de metila (C10H10O2); escatol 
(C9H9N); etanol (CH3CH2OH); eucaliptol (C10H18O); eugenol (C10H12O2); metanol 
(CH3OH); sacarose (C12H22O11); salicilato de benzila (C14H12O3); salicilato de 
metila (C8H8O3); vanilina (C8H8O3); massa fecal fresca; frutas amadurecidas ou 
em decomposição, entre outros (ALMEIDA et al., 1998; FARIAS et al., 2007; 
KRUG; ALVES-DOS-SANTOS, 2008; NOLL; GOMES, 2009). Além disto, a luz 
também funciona como atrativo para diversos grupos de invertebrados. 
Os métodos de amostragem com atração por isca serão tratados em 
tópicos específicos para determinados grupos de animais (ex.: moscas) ou por 
estratos do ambiente (ex.: armadilhas de queda, que amostram indivíduos de 
solo).
5. Atração por luz
 As fontes luminosas são um atrativo para diversos grupos de insetos 
alados. Provavelmente, a luminosidade da lua deve ser utilizada pelos insetos 
no ciclo reprodutivo para a localização entre machos e fêmeas de uma mesma 
espécie na época do acasalamento (ALMEIDA et al., 1998). É difícil saber se as 
fontes artificiais de luz confundem ou ajudam os insetos nesse processo, mas 
com certeza servem como atração eficiente para ajudar o coletor.
 Há vários tipos de armadilhas que utilizam a luz como atrativo para a 
captura de insetos. Uma das mais comuns é a armadilha luminosa modelo Luiz 
de Queiroz (SILVEIRA-NETO; SILVEIRA, 1969), que consiste de um funil de 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 85
alumínio de cerca de 65cm de altura. O diâmetro maior do funil deve ter no 
máximo 37 cm; o cone do funil, 40 cm de comprimento; o tubo do funil, 25 cm 
de altura (ALMEIDA et al., 1998). Sobre o maior diâmetro do funil, encaixa-se 
uma armação feita com quatro aletas de alumínio, de 45 cm de altura por 14 cm 
de largura cada uma, dispostas de maneira cruzada ao redor de uma lâmpada 
fluorescente (ultravioleta). Para o funcionamento da lâmpada, deve ser instalado 
um sistema elétrico na parte superior do disco de alumínio, constituído por 
reator, tomada e starter (ex.: sensor de luminosidade). Dependendo do objetivo 
da coleta, acopla-se, na região inferior da armadilha, uma gaiola de tela fina (55 
cm de altura por 37 cm de diâmetro) ou um pote com álcool para aprisionar ou 
matar os insetos (ALMEIDA et al., 1998). Um disco de alumínio com 40cm de 
diâmetro deve ser colocado sobre a armadilha para evitar a entrada excessiva 
de água da chuva. A armadilha pode ser utilizada pendurada em árvores ou 
suspensa com um suporte de madeira (Figura 9-10). 
6. Amostragemde térmitas
 A metodologia sugerida para a amostragem de térmitas segue um 
protocolo bem estabelecido e já aplicado em diversos estudos científicos, como 
o de Vasconcelos et al. (2005), facilitando a sua replicação e comparação 
dos resultados entre estudos distintos. O protocolo consiste na demarcação 
aleatória de seis transectos de 65cm x 2m, distribuídos pela área de estudo, 
preferencialmente em locais com ausência aparente de distúrbio antrópico 
recente. 
Em cada transecto são estabelecidas cinco parcelas de 5m x 2m, com 
distância de 10m entre elas, totalizando 30 parcelas (300m2) por localidade. O 
tempo de coleta em cada parcela é de 1h/pessoa. Nesse período, os térmitas 
são procurados no solo (até cerca de 15cm de profundidade) (Figura 11), em 
ninhos ativos e abandonados, troncos e galhos caídos, no folhiço, sob cascas de 
árvores, raízes mortas etc. (VASCONCELLOS et al., 2005). 
Para a complementação da lista de espécies de determinada localidade, 
térmitas avistados fora das parcelas pré-estabelecidas podem ainda ser coligidos 
(ex.: revoada de cupins alados, térmitas em forrageamento etc.). A captura dos 
indivíduos deve ser realizada com o auxílio de pinças de pontas finas ou pinças 
entomológicas para evitar danificar os espécimes, e seu armazenamento deve 
ser realizado em recipientes (tubos de ensaio com tampas ou potes) contento 
álcool a 75%.
86 UNIDADE 2
Figura 9: Desenho esquemático de armadilha luminosa. A. Tipo Luiz de Queiroz. B. 
Suporte de madeira para a armadilha.
Fonte: Almeida et al. (1998).
Figura 10: Armadilha tipo Luiz de Queiroz instalada em campo (A) e fonte de energia para ligar 
lâmpada ultravioleta da armadilha (B).
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 87
7. Amostragem de abelhas e vespas
 Os himenópteros formam um grupo muito grande e diversificado de 
insetos, que inclui as formigas, abelhas e vespas. A amostragem de himenópteros 
(Apoidea) tradicionalmente envolve a coleta ativa de abelhas na flor com auxílio 
de rede entomológica, conforme proposto por Sakagami et al. (1967). Apesar 
de esta técnica ser a mais utilizada e recomendada para o levantamento de 
abelhas, os melhores resultados em número de espécies são obtidos quando 
múltiplos métodos são utilizados com esta finalidade (PINHEIRO-MACHADO; 
SILVEIRA, 2006). Abaixo, são descritos alguns métodos para a amostragem de 
abelhas e vespas:
Pratos-armadilha ou bandejas coloridas ou bandejas d’água: 
Consistem de recipientes (pratos ou bandejas) coloridos (azuis, amarelos 
ou brancos) contendo uma solução de água e detergente (o detergente serve 
para quebrar a tensão superficial da água) (Figura 12). Este tipo de armadilha 
também é conhecido com armadilhas de Moericke ou (yellow) pantraps (KRUG; 
ALVES-DOS-SANTOS, 2008; MAZÓN; BORDERA, 2008). Para a coleta de 
himenópteros, recomenda-se a utilização de objetos (pratos ou bandejas) 
amarelos, e a utilização com outras cores atrai outros grupos de insetos. 
Os pratos-armadilha utilizados por Krug e Alves-dos-Santos (2008), por 
exemplo, tinham 4,5 cm de altura e cerca de 10 cm de diâmetro. Cada prato foi 
preenchido com aproximadamente 150 ml de água e 4-5 gotas de detergente. 
Figura 11: Realização da amostragem de térmitas. A: Pesquisador procurando por térmitas no solo, 
com o auxílio de um cavador; B: Pesquisador coletando térmitas alados em revoada, com o auxílio 
de uma pinça de ponta fina.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
88 UNIDADE 2
Os pratos foram distribuídos sobre o solo em áreas relativamente abertas, 
próximas à vegetação, por dois dias consecutivos (48h), distantes cinco metros 
entre si e com as cores intercaladas. Nesse mesmo trabalho, os pratos amarelos 
foram mais eficientes que aqueles azuis ou brancos, sendo responsáveis por 
quase metade de todas as abelhas coletadas. A cor amarela para Diptera é muito 
eficiente na captura de Sciaridae, Phoridae, Anthomyiidae e Muscidae (RAFAEL, 
2002).
Iscas de cheiro 
Este tipo de armadilha é amplamente utilizado para amostragem 
de machos da subtribo Euglossina. Para a atração dos machos, podem ser 
utilizados tipos diferentes de essências artificiais, como eucaliptol, vanilina, 
eugenol, benzoato de benzila, salicilato de metila e salicilato de benzila. 
As iscas de cheiro consistem de chumaços de algodão com algumas 
gotas de uma das essências, que são presas à vegetação na área de estudo, 
a cerca de 1,5 m do solo, para facilitar a visualização, e ao abrigo da insolação 
direta, para evitar a rápida evaporação das fragrâncias, e distantes cerca de 5 m 
entre si (FARIAS et al., 2007; KRUG; ALVES-DOS-SANTOS, 2008). 
Na metodologia utilizada por Farias et al. (2007), uma vez preparado, o 
chumaço era umedecido com o respectivo composto aromático; as iscas mais 
visitadas eram reabastecidas de fragrâncias a cada 2h; e as abelhas eram 
capturadas com rede entomológica ao pousarem na isca, e agrupadas por 
horário de coleta e iscas visitadas. 
As iscas de cheiro podem, ainda, ser colocadas presas no interior de 
garrafas PET, com furos para a entrada das abelhas. Nesses furos (de diâmetro 
de 2-3 cm), encaixa-se a parte superior de outras garrafas PET cortadas, de 
forma a produzir um funil, facilitando a entrada dos indivíduos, que ficam presos 
dentro da armadilha (Figura 13). 
Ninhos-armadilha 
Esta metodologia consiste na oferta de cavidades artificiais para a 
nidificação de abelhas solitárias. No trabalho de Krug e Alves-dos-Santos (2008), 
foram oferecidos ninhos-armadilha de dois tipos: em blocos de madeira, com 
três diferentes diâmetros (0,3 cm; 0,6 cm e 1 cm), e gomos de bambu, com 
diversos diâmetros. As cavidades em blocos de madeira foram revestidas por 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 89
tubos de papel, que possibilitaram a retirada dos ninhos e substituição por novo 
tubo na cavidade. Os tubos ou bambus ocupados e fechados eram retirados e 
substituídos por novos.
Na metodologia utilizada por Viana et al. (2001), os ninhos-armadilha 
eram constituídos por duas peças de madeira, 30x30x150 mm, furadas em 
sentido longitudinal, de forma que quando as duas metades da peça estavam 
unidas, formavam-se orifícios com os diâmetros de 8, 10, 15 e 20mm, e 100mm 
de profundidade. As duas metades eram unidas com fita adesiva. Em cada árvore 
ou arbusto selecionado para a instalação da armadilha foi colocado, a 1,5m de 
altura, um conjunto contendo 16 ninhos-armadilha, sendo quatro de cada classe 
de diâmetro, também distribuídos ao acaso, com os orifícios de entrada voltados 
para o mesmo lado. Foram utilizadas tiras de borracha para unir os ninhos em 
blocos, que foram presas aos galhos das árvores em posição horizontal, com 
cordão de náilon.
Outra opção é a utilização de tubos feitos com cartolina preta de 
tamanhos variados (0,4-1,5 cm de diâmetro e 8-11 cm de comprimento) inseridos 
em orifícios feitos em blocos de madeira, conforme descrito por Camillo et al. 
(1995) e utilizado por Aguiar e Martins (2002). Nesses trabalhos, à medida que os 
ocupantes dos ninhos emergiam, eram mortos com acetato de etila, alfinetados, 
etiquetados com dados dos ninhos e data de emergência, e identificados.
Figura 12: Bandejas amarelas instaladas nas margens de igarapés para amostragem 
de insetos.
Fonte: R. B. Querino.
90 UNIDADE 2
Rede entomológica: 
Este método consiste na observação de abelhas sobre as flores e 
captura com o auxílio de redes entomológicas. As abelhas capturadas são 
mortas com acetato de etila em frascos mortíferos (descritos na seção Métodos 
para sacrificar e fixar artrópodes) e a seguir, transferidas para recipientes com 
etiquetas de papel vegetal contendo os dados de captura: data, local, horário etc. 
Borrifação de atrativos: 
Este protocolo foi aplicado por Noll e Gomes (2009), que borrifaram 500 
ml de solução atrativa ao longo de um transecto, a cada 20 metros do mesmo. 
A aplicação foi feita em um padrão de zigue-zague, aplicada a solução navegetação verde, com incidência solar em uma área de 3m². Depois da aplicação 
da solução atrativa, cada ponto foi observado individualmente por cinco minutos, 
e todas as vespas e abelhas que visitaram esses pontos foram coletadas com 
o auxílio de uma rede entomológica. A solução atrativa utilizada foi uma mistura 
de sacarose a 200g/litro de água e cloreto de sódio (sal de cozinha) a 25 g/litro 
de água.
Figura 13: Armadilha feita com garrafas PET para 
coleta de abelhas, utilizando-se iscas atrativas.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 91
8. Armadilhas para borboletas
 Muitas espécies de borboletas são atraídas por frutos em decomposição, 
uma vez que elas aí encontram água e os açúcares necessários para a sua 
alimentação. É possível utilizar uma armadilha particularmente preparada para 
coletar essas borboletas. No entanto, é necessário lembrar que as coletas com 
iscas são bastante seletivas. Outros grupos de mariposas e borboletas não serão 
coletados com essas armadilhas (ALMEIDA et al., 1998).
 A armadilha mais utilizada para coleta de borboletas é constituída de 
uma rede tubular de 70cm de comprimento, de voal ou renda fina, com os bordos 
superior e inferior reforçados por morim, por onde passam dois aros metálicos 
de 26 cm de diâmetro cada (Figura 14). A abertura superior da rede deve ser 
fechada com tecido fino, e a inferior deve permanecer aberta. Ao longo da rede 
tubular, são transpassados quatro fios de náilon entre os orifícios do voal. Na 
parte inferior, os fios são presos a um disco plástico de 29 cm de diâmetro, que 
deve distar 5 cm da abertura inferior da rede. Na região superior, esses fios 
serão reunidos formando uma alça, que é utilizada para pendurar a armadilha 
em qualquer suporte, como um tronco de árvore. A isca deve ser colocada no 
centro do disco plástico inferior, sendo as frutas em decomposição as iscas mais 
utilizadas, especialmente a banana amassada, regada com caldo de cana, o que 
acelera o processo de fermentação. Pode-se colocar um plástico amplo cobrindo 
toda a parte superior da armadilha, para proteção contra a chuva (ALMEIDA et 
al., 1998). 
As borboletas, atraídas pela isca, entrarão pelo espaço deixado entre a 
abertura inferior da rede e o disco plástico, tendendo a subir e ficando presas 
(ALMEIDA et al., 1998).
9. Armadilhas para moscas
 Muitas espécies de moscas alimentam-se de bactérias fermentadoras, 
que se desenvolvem em matéria vegetal ou animal em decomposição. Para a 
coleta dessas moscas, a armadilha descrita por Ferreira (1978) geralmente é a 
mais utilizada. 
Este método visa à coleta de adultos de moscas por meio de armadilhas 
construídas com lata de coloração preta fosca, medindo cerca de 20cm de altura 
por 10,5cm de diâmetro, com duas aberturas tipo venezianas, localizadas no 
terço inferior, que permitem a entrada dos insetos. Na parte superior das latas 
92 UNIDADE 2
são acoplados funis de náilon, abertos nas extremidades, com bases voltadas 
para baixo e envolvidos em sacos plásticos, cuja remoção permite a coleta das 
moscas (FERREIRA, 1978; ALMEIDA et al.,1998; MARCHIORI et al., 2004). 
Servem como iscas para atração das moscas, peixe, rins de bovino, fezes 
humanas, vísceras de frango e frutos (maçã, mamão, laranja e pêra cortadas) 
depositados no interior das latas, sobre uma camada de terra (MARCHIORI et 
al., 2004). 
O uso de frutos em decomposição atrairá espécies de dípteros da família 
Mycetophilidae e de famílias de Acalyptratae, como as drosófilas, bem como 
vespas, borboletas e besouros de várias famílias (ALMEIDA et al.,1998). O uso 
de carne (fígado ou pulmão bovino ou peixe, por exemplo) atrairá especialmente 
os Calyptratae, como Muscidae, Calliphoridae e Sarcophagidae; enquanto o uso 
de fezes exercerá atração sobre alguns grupos de dípteros, como Sepsidae e 
Sarcophagidae (ALMEIDA et al.,1998).
 Outra maneira de coletar esses animais é, simplesente, localizar matéria 
vegetal ou animal em decomposição (fezes, carcaças e frutos em decomposição) 
em ambientes naturais, levando-a para laboratório, onde os animais são criados 
até que os adultos emerjam (ALMEIDA et al.,1998).
Figura 14: Armadilhas para coleta de borboletas (A) e moscas (B).
Fonte: Almeida et al. (1998).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 93
Outro grupo importante de dípteros são as moscas-das-frutas (Diptera: 
Tephritidae), mundialmente reconhecidas, incluindo o Brasil, como pragas da 
fruticultura, particularmente espécies do gênero Anastrepha Schiner e da 
espécie Ceratitis capitata (Wied.). Essas moscas são também, vulgarmente, 
denominadas de bichos das frutas ou bicho da goiaba (AGUIAR-MENEZES et 
al., 2006). A amostragem desses indivíduos pode ser realizada utilizando-se uma 
armadilha também feita com garrafas PET ou armadilhas do tipo McPhail.
Segundo Aguiar-Menezes et al. (2006), que desenvolveram as 
armadilhas com garrafas PET, estas são chamadas de frascos caça-moscas, 
e baseiam-se no princípio de que as moscas-das-frutas voam e penetram no 
interior do frasco em resposta aos estímulos químicos olfativos provenientes 
de um atrativo alimentar na formulação líquida usada como isca, colocada no 
interior da armadilha. 
Os atrativos alimentares podem ser de três tipos: (1) proteína hidrolisada 
a 5%, em que se prepara 500ml de solução, diluindo 25ml da proteína hidrolisada 
em 475ml de água; (2) melaço de cana-de-açúcar a 7%, feito diluindo 35ml de 
melaço e 465ml de água para preparar 500ml de solução; ou (3) suco de fruta, 
tais como suco de uva 1:4, feito com uma parte de suco para 4 partes iguais de 
água, ou suco de pêssego 1:10, feito com uma parte de suco para 10 partes 
iguais de água (AGUIAR-MENEZES et al., 2006). Na tentativa de alimentar se 
da isca, as moscas caem dentro da mesma e afogam se. 
As armadilhas tipo McPhail são compostas por um vidro ou plástico 
em forma de sino com abertura invaginada no fundo, por onde os indivíduos 
de moscas-das-frutas entram atraídos pelas iscas (Figura 15). No entanto, no 
Brasil, esse tipo de armadilha é vendido apenas por poucos fornecedores.
Para resolver este problema, Aguiar-Menezes et al. (2006) desenvolveram 
um modelo de frasco caça-mosca, descrito da seguinte forma: com o auxílio 
de uma fita métrica e de uma caneta (marcador permanente), marcam-se na 
garrafa PET 3 quadrados de 2cm de altura por 1cm de largura em sua parede 
lateral, a uma altura de 10cm a partir da base da garrafa, e que deverão estar 
equidistantes um do outro. 
Para uma garrafa de 32,5cm de diâmetro, a distância entre cada quadrado 
será, então, de aproximadamente 8,83cm. Assim, 8,83cm x 3 quadrados = 
26,5cm que, somados à largura de cada quadrado (2cm x 3 = 6cm), totalizarão 
os 32,5cm de diâmetro da garrafa. Cortam-se, então, os quadros, seguindo 
as linhas marcadas com a caneta, com a ponta de um estilete ou outro objeto 
cortante. Para facilitar o corte, aquecer primeiro a ponta do estilete à medida que 
os quadrados vão sendo cortados. 
Para mais informações 
sobre as armadilhas tipo 
McPhail, ver Carvalho 
(2005).
94 UNIDADE 2
Esses quadrados vazados constituirão as aberturas laterais pelas quais 
os insetos entrarão no interior da armadilha. Prende-se o gargalo da garrafa 
com um arame, logo abaixo do encaixe da tampa, e utiliza-se esse arame 
para pendurar a armadilha. Posteriormente, as marcações com tinta de caneta 
deverão ser retiradas com álcool embebido em um pedaço de algodão.
Antes de pendurar a armadilha na fruteira, o pesquisador deve abastecer 
a armadilha com a isca, que é um atrativo alimentar. O princípio é baseado no fato 
de que as moscas-das-frutas, especialmente as fêmeas, necessitam de proteína 
e carboidrato para a maturação de seus ovos antes de proceder à postura dos 
mesmos (oviposição) nos frutos, onde a sua cria (as larvas) se desenvolve. 
Assim, na natureza, após o acasalamento, as fêmeas passam por uma fase 
conhecida por período de pré-oviposição (10 a12 dias), quando se alimentam 
de diferentes substratos que fornecem esses nutrientes, tais como exsudatos de 
frutos, frutos em fermentação, fezes de pássaros ou de outros insetos, néctar 
etc. (AGUIAR-MENEZES et al., 2006).
Recomenda-se, ainda, acrescentar 10g de bórax na solução atrativa 
para retardar a decomposição do atrativo, além desse produto ser tóxico para 
os adultos das moscas-das-frutas. A solução atrativa é depositada no fundo 
da armadilha PET, com o auxílio de um funil, a partir da boca da garrafa, que 
deve ser fechada com a tampa para não permitir entrada de chuva (AGUIAR-
MENEZES et al., 2006).
Figura 15: Desenho esquemáico de armadilha do tipo 
McPhail.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 95
O pesquisador deve pendurar a armadilha PET, abastecida com 300 mL 
de solução atrativa, na copa da fruteira, a uma altura de 3/4 de sua altura, a partir 
do nível da superfície do solo, ficando geralmente na porção mediana da copa da 
árvore, altura em que normalmente se concentra um maior número de moscas. 
Deve-se também instalar a armadilha num galho, de modo que fique mais para 
a periferia da copa e na porção menos exposta ao sol (de menor incidência de 
luz solar), que, geralmente, é a porção leste (AGUIAR-MENEZES et al., 2006).
Outro modelo de armadilha para a captura de moscas pode ser 
construído com a utilização de duas garrafas PET. Inicialmente, corta-se a região 
superior da garrafa e o seu fundo (Figura 16A-B); depois, unem-se as partes 
cortadas, fazendo uma “garrafa em miniatura (Figura 16C). A “nova garrafa” 
deve, então, ser pintada de cor preta (Figura 16D), pois isto criará um ambiente 
escuro, semelhante ao interior de uma carcaça ou uma fruta em decomposição, 
por exemplo. Em seguida, une-se esta garrafa pintada à outra garrafa PET sem 
a parte de cima (Figura 16E). 
Para concluir a armadilha, fazem-se furos ou aberturas (2 x 3cm) na 
parte lateral da garrafa pintada, tomando-se cuidado para não furar a outra 
garrafa colocada acima (Figura 16G). É através dessas aberturas que as moscas 
entrarão, atraídas por iscas (conforme descritas acima). Ao entrar na garrafa, 
as moscas tentarão sair pela parte de cima da armadilha, ficando aprisionadas 
na garrafa não pintada. Este método, por exemplo, pode ser utilizado para o 
controle de moscas domésticas, porém, o odor resultante da decomposição das 
iscas pode tornar-se desagradável.
10. Armadilhas para mosquitos (Psychodidae e Culicidae)
 Os mosquitos das famílias Psychodidae e Culicidae destacam-se por 
serem importantes vetores de doenças. Entre os psicodídeos, destacam-se os 
mosquitos do gênero Lutzomyia, vetores de várias espécies de protozoários do 
gênero Leishmania, causadores das leishmanioses. Entre os culicídeos, podemos 
destacar os mosquitos dos gêneros Anopheles, vetores de protozoários do 
gênero Plasmodium, que causam a malária; Culex, vetores de vírus causadores 
de diversas encefalites e de nematoides causadores da filariose ou elefantíase, 
como a Wuchereria bancrofti (Cobbold, 1877); ou, ainda mosquitos dos gêneros 
Aedes e Sabethes, que transmitem a dengue e a febre amarela, respectivamente. 
96 UNIDADE 2
 A busca por criadouros naturais de flebotomíneos sempre foi de 
fundamental interesse epidemiológico. Entretanto, até o presente momento, 
a grande maioria dos trabalhos com criadouros naturais demonstra escassos 
resultados quanto ao número de imaturos encontrados. Este baixo rendimento, 
muitas vezes, está diretamente relacionado às dificuldades de extração destes 
imaturos das amostras de solo e matéria orgânica onde normalmente são 
encontrados (ALENCAR, 2007). 
 Com o objetivo de diminuir esse problema, Alencar (2007) testou um 
modelo modificado de armadilha de emergência para a captura de adultos de 
flebotomíneos, cujos imaturos se desenvolvem no chão da floresta. A armadilha 
de emergência usada neste trabalho foi criada a partir do modelo de foto-ecletor 
utilizado por Penny e Arias (1982). 
É uma armadilha leve e desmontável, composta de duas partes principais: 
uma inferior, feita de armação metálica e rede de tecido semitransparente de 
náilon, de estrutura piramidal, com base de 50 por 50cm e ápice truncado (10 
x 10cm), e altura de 45cm; e uma superior, formada por um aparato de 25cm 
de altura, composto por dois potes plásticos de Nalgene® e um funil (Figura 
16). A armação metálica é formada por eixos de ferro galvanizado com 2mm de 
espessura, que são encaixados em cantoneiras de cobre trifurcadas (Figura 2). 
A rede, fixada a esta armação metálica por meio de barbantes, possui, na parte 
superior, uma manga de 15cm de comprimento; e, na inferior, abas de 20cm 
feitas com tecido de napa. Essas abas, dobradas para o lado externo da base da 
armadilha, além de evitar o contato direto do tecido da rede e dos eixos de ferro 
com o chão da floresta, auxiliam também na fixação da armadilha no substrato, já 
que sobre estas são colocados pedaços de madeira e solo. No aparato da parte 
superior da armadilha, um pote plástico de 11cm de largura por 10 de altura, 
Figura 16: Passo a passo para a montagem de uma armadilha para a captura de 
moscas, utilizando garrafas PET.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 97
cujo fundo foi removido, é colocado sobre o ápice da armação metálica e pelo 
seu interior é introduzida a manga da rede. A parte da manga que transpassa a 
extensão do pote é dobrada para o lado externo, e em seguida, presa pela tampa 
oca do próprio pote. Sobre este pote, um funil, perfeitamente encaixado, conecta 
toda a parte inferior da armadilha a um segundo pote plástico (coletor), com 7cm 
de largura por 7cm de altura, no qual fica armazenado uma solução conservante 
à base de água, álcool 96%, ácido acético 10% e caulim. Depois de instaladas, 
as armadilhas são cobertas com sacos plásticos transparentes, a fim de evitar 
chuva direta sobre as mesmas. Estas armadilhas de emergência seguem os 
mesmos princípios para a coleta, de armadilhas do tipo ecletor de solo.
 A coleta de mosquitos hematófagos também pode ocorrer durante 
hematofagia. Neste caso, realiza-se uma coleta ativa com a utilização de aspirador 
manual ou tubo de sucção oral (Figura 18). Esse equipamento é formado por 
uma mangueira de sucção e um tubo de entrada, ambos conectados por uma 
rolha presa a um frasco coletor. O coletor promove a sucção dos insetos com a 
boca através da mangueira de sucção, que entram no frasco coletor através do 
tubo de entrada, ficando aprisionados. A extremidade da mangueira de sucção 
pode, ainda, ser protegida por uma fina tela, para evitar que os mosquitos sejam 
engolidos pelo pesquisador. 
Figura 17: Armadilha de emergência instalada (A); esquema da armadilha pré-montada 
(B); e detalhe dos encaixes da cantoneira de cobre com os eixos de ferro. 
Fonte: Alencar (2007). Modificado.
98 UNIDADE 2
 
Para a coleta de mosquitos durante a hematofagia, podem ser utilizadas tanto 
presas animais, como equinos, quanto humanos. No caso da coleta com isca 
humana, há a necessidade da participação de duas pessoas, sendo uma a isca 
e a outra, o coletor. Essas coletas ativas normalmente são realizadas no final da 
tarde e início da noite. 
 A captura de mosquitos psicodídeos e culicídeos também pode ser 
realizada com armadilhas do tipo CDC (Figura 18) e HP, que constituem métodos 
passivos de coleta. A armadilha CDC-miniatura é do tipo automática e luminosa, 
tendo uso generalizado em pesquisas entomológicas (GOMES et al., 1985). 
Essa armadilha foi desenvolvida por Sudia e Chamberlain (1962), 
possuindo em seu modelo original a vantagem de ser desmontável, leve e com 
câmara coletora dobrável, tendo motor alimentado por 4 pilhas comuns de 1,5 
vcc, tipo AA. Essas características, associadas a o seu rendimento, fazem desse 
equipamento um dos mais práticos, sendo largamente utilizado em capturas de 
dípteros de interesse médico, principalmente culicídeos(GOMES et al., 1985) 
e flebotomíneos (SILVA et al., 2007). A armadilha HP possui funcionamento 
e design idêntico à armadilha CDC e sua descrição pode ser encontrada em 
Pugedo et al. (2005).
Figura 18: Desenho esquemático de um aspirador ou 
tubo de sucção oral.
Fonte: Resources Inventory Branch (1998). 
Modificado.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 99
 A armadilha tipo CDC funciona com a atração de mosquitos utilizando 
uma fonte luminosa ligada a pilhas. Os mosquitos são atraídos pela fonte 
luminosa à armadilha e direcionados por um leve fluxo de ar promovido por 
um pequeno ventilador de baixa rotação para dentro do saco coletor, feito de 
tela com malha muito fina, para impedir a saída dos mosquitos. Essa armadilha 
permite a captura dos indivíduos vivos, sendo, portanto, útil para uma série de 
pesquisas de enfoques biológicos ou médico-epidemiológicos.
11. Amostragem para mutucas
 A amostragem de mutucas pode ser realizada de maneira ativa e passiva. 
A captura ativa consiste no aprisionamento com o auxílio de rede entomológica 
de indivíduos durante hematofagia em animais ou humanos (BASSI et al., 2000). 
É importante frisar que esta metodologia permite a captura principalmente de 
Figura 19: Armadilha tipo CDC, desenvolvida para a 
amostragem de mosquitos.
Fonte: Sudia e Chamberlain (1965).
100 UNIDADE 2
fêmeas, que possuem hábitos hematófagos, enquanto os machos possuem 
hábitos florícolas ou nectívoros, sendo, por isso, pouco representados nas 
coleções e a maioria, desconhecidos (KROLOW et al., 2010). É também possível 
realizar a coleta ativa de dípteros tabanídeos manualmente, colocando o frasco 
mortífero sobre os espécimes pousados no lençol iluminado com lâmpada de luz 
mista de vapor de mercúrio de 250 watts e lâmpada BLB de 20 watts, durante 
coletas noturnas (KROLOW et al., 2010).
Um método passivo e bastante utilizado foi descrito por Rafael e Gorayeb 
(1982), que possui o mesmo princípio da armadilha de Malaise, o de coletar 
insetos com tendência de subir ao encontrar um obstáculo vertical (RAFAEL, 
2002). Esse aparato consiste de três peças principais: 1) septo inferior, que serve 
como interceptador de voo; 2) cobertura, que deve ser clara para direcionar os 
insetos para o topo e; 3) frasco coletor, preferencialmente transparente, contendo 
no seu interior uma substância fixadora ou gás mortífero, no topo da armadilha, 
onde os insetos ficam temporariamente armazenados (RAFAEL, 2002). 
O frasco coletor possui externamente uma peça resistente (suporte) com 
dois orifícios por onde passa a corda que sustentará a armadilha, e fica preso 
à cobertura por meio de uma braçadeira. A armadilha fica aberta por meio de 
quatro pedaços de cano PVC de ½ polegada, conectados entre si por joelhos de 
mesmo diâmetro, formando um quadrado. 
Os canos são colocados em uma faixa de pano costurada na base da 
cobertura. Os canos e joelhos podem ser substituídos por varas finas e retas 
retiradas na mata e amarradas entre si com barbantes. O septo inferior, que 
pode variar de cor conforme os objetivos do estudo, é amarrado nos cantos dos 
canos ou varas. Após arremessar uma corda no galho alto de uma árvore, o 
conjunto é içado pelo frasco coletor (RAFAEL, 2002).
Os insetos com características de geotropismo negativo e/ou fototropismo 
positivo, ao serem interceptados pelos septos das armadilhas, voam para a parte 
superior, ficando presos no copo coletor e, por fim, morrem por ação do gás 
mortífero, veneno ou substância fixadora (HENRIQUES, 2004). 
 A vantagem deste tipo de armadilha suspensa é que ela é eficiente para a 
captura de insetos voadores que habitam preferencialmente a copa das árvores, 
habitat pouco explorado pelos colecionadores e com poucos representantes 
nas coleções, podendo ser montada em diferentes alturas, sendo eficiente para 
a coleta de insetos que voam próximo à superfície da água nos rios e lagos 
(RAFAEL, 2002). Além disso, não há necessidade de estruturas adicionais, como 
armações para se elevar a armadilha até a copa, sendo mais eficiente na coleta 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 101
de Diptera e Hymenoptera. Pode ficar montada por tempo indeterminado, de dia 
e de noite. É leve e de fácil transporte. O septo inferior pode ser de diferentes 
cores para funcionar como atrativo (ex.: preto e branco, como utilizado por 
Henriques (2004)). As coletas com armadilha suspensa podem ser padronizadas 
facilmente por meio do modelo e estipulando-se a quantidade e o tempo de 
coleta (RAFAEL, 2002).
 A eficiência da armadilha suspensa pode ser aumentada com a utilização 
de atrativos, como o septo inferior colorido (conforme comentado acima) ou, 
ainda, com a utilização de gás carbônico. Oliveira et al. (2007) utilizaram este 
gás a uma vazão média de 2 litros por minuto, utilizando um cilindro de CO2, que 
ficou no solo conectado à armadilha suspensa por um tubo flexível de 5mm de 
diâmetro (Figura 19).
12. Amostragem de vespas parasitoides
A coleta de parasitoides é realizada, de modo geral, com os métodos 
empregados para outros Hymenoptera, com algumas peculiaridades, devido ao 
reduzido tamanho de alguns espécimes e à biologia desses himenópteros, que 
estão associados às fases de desenvolvimento do inseto hospedeiro (QUERINO, 
2012).
Abaixo são descritos diversos métodos para amostragem de vespas 
parasitoides. Alguns desses métodos são comentados em outras seções deste 
capítulo, mas as peculiaridades dos mesmos, que envolvem a amostragem de 
vespas parasitoides, são comentadas aqui.
Coleta direta do parasitoide: 
É a captura direta do inseto por meio de instrumento manual, como 
uma pinça ou até mesmo um aspirador entomológico; este pode ser utilizado 
para coletar pequenos parasitoides que estão em plantas ou outros substratos. 
É importante conhecer os hábitos e habitats do grupo de parasitoides que se 
está procurando. Por exemplo: o Ichneumonidae Apechoneura, da subfamília 
Labeninae, é um espécime grande e pode ser encontrado em áreas de mata 
preservada próximo a troncos caídos, onde fica à procura de larvas de Coleoptera 
(QUERINO, 2012).
102 UNIDADE 2
Redes entomológicas: 
As redes entomológicas (Figura 32) podem ser usadas pelo coletor 
para capturar insetos em voo, ou parados em substratos, como plantas. São 
conhecidas diferentes modalidades de redes, dependendo do hábito e do local 
em que vive o inseto. Assim, redes entomológicas tradicionais são usadas para 
coletar insetos em voo, sendo conhecidas popularmente como puçá. Ela é 
constituída de um cabo e um aro de metal coberto com um tecido de malha fina, 
que forma um funil. O tamanho e o diâmetro da rede dependerão do coletor e de 
seus objetivos. Muitas vespas parasitoides de tamanho médio a grande podem 
ser coletadas com redes, como as Braconidae e Ichneumonidae, por exemplo. 
(QUERINO, 2012). 
Outra modalidade é a rede de varredura (Figura 33), empregada para 
varrer a vegetação, o que permite capturar muitos parasitoides de tamanho 
reduzido que estão presentes na vegetação. Essa rede possui como característica 
ter o pano mais resistente para suportar o arraste na vegetação, e ter a malha 
do tecido fechada, permitindo capturar os parasitoides e outros insetos de 
tamanho reduzido como, por exemplo, os micro-hymenoptera de várias famílias 
de Chalcidoidea (QUERINO, 2012). 
Para o ambiente aquático, pode-se usar, ainda, a rede para insetos 
aquáticos, conhecida como rapiché. É possível, com essa rede, coletar 
himenópteros associados ao ambiente aquático, principalmente os presentes 
em plantas aquáticas (QUERINO, 2012). 
Figura 20: A: Armadilha suspensa instalada a 20 metros do solo; B: 
Armadilha suspensa e cilindro de dióxido de carbono com registro 
controlador de vazão.
Fonte: Oliveira et al. (2007).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 103
Armadilha tipo Malaise: 
Muitos parasitoides são coletados utilizando a armadilha de malaise. Há 
uma vasta literatura mostrando sua eficiênciana coleta de Hymenoptera. Por 
exemplo, Feitosa et al. (2007) analisaram o perfil da fauna de himenópteros, 
parasitoides coletados com malaise em floresta tropical da Amazônia, e 
reconheceram 25 famílias entre os mais de 42 mil himenópteros parasitoides 
amostrados. O princípio utilizado neste método de amostragem (Figura 30-
31) é o de intercepção de voo, em que o inseto em voo, ao ser interceptado 
pela parede da armadilha, tende a subir, sendo, então, capturado em um copo 
coletor, que pode ser preenchido com uma solução de água e álcool mais um 
conservante, ou a seco, geralmente com um inseticida para matar os insetos que 
caem no copo, o que evita que se debatam e possam danificar os demais insetos 
coletados (QUERINO, 2012). 
Bandejas d´água: 
As bandejas são bastante utilizadas para a coleta de parasitoides. De 
modo geral, é usada a cor amarela como protocolo adotado pela maioria dos 
estudos com Hymenoptera. O formato é variado, desde circulares em forma de 
prato, como retangulares em forma de bandejas (Figura 12). Em cada bandeja 
é colocada uma solução de água + detergente. Os insetos capturados são 
retirados e transferidos para frascos com álcool 70% para posterior identificação 
(QUERINO, 2012). 
O emprego de bandejas d’água de cores alternativas foi também utilizado 
para a coleta de grupos específicos: por exemplo, a cor azul é preferencialmente 
utilizada para coletar um grupo raro de Hymenoptera da família Stephanidae 
(AGUIAR, E.G; SHARKOV, 1997). O princípio utilizado por este método é a 
atração física pela cor, sendo o inseto atraído e capturado na solução da bandeja 
(QUERINO, 2012). 
Cartões adesivos: 
Os cartões adesivos amarelos são também utilizados para coletar 
e monitorar pequenos insetos. Eles também podem ser empregados para a 
coleta de micro-himenópteros parasitoides. Este método, porém, apresenta 
desvantagens por requerer cuidado e tempo para retirar os insetos da cola 
adesiva sem danificá-los (QUERINO, 2012). 
104 UNIDADE 2
Armadilha suspensa: 
Este método é uma adaptação da armadilha de malaise, que é instalada 
acima do ambiente que se deseja amostrar, por exemplo, em um sub-bosque ou 
no dossel de árvores, ou sobre um curso d’ água (Figuras 1-3). Ela é constituída 
de septo inferior para intercepção e recipiente de coleta para a captura de 
insetos. O princípio utilizado nessa armadilha é o de interceptação de voo e 
atração, quando o septo é constituído de uma cor atrativa (QUERINO, 2012). 
Uma das primeiras modificações deste método foi proposta por Rafael 
e Gorayeb (1982), que utilizaram o septo com cor preta e frasco para coleta a 
seco com um bastão inseticida em seu interior, sendo que o objetivo desses 
pesquisadores era, principalmente, a coleta de dípteros hematófagos. 
Outros trabalhos podem ser encontrados na literatura, como o de 
Querino et al. (2011), que utilizou armadilhas suspensas com o septo inferior de 
cor amarela e recipiente de coleta com solução a álcool 80% + glicerina (Figura 
20) para coleta de Hymenoptera parasitoides no sub-bosque e dossel em uma 
reserva florestal na Amazônia.
Armadilha de sucção: 
As armadilhas de sucção são usadas para amostrar a fauna de um local 
determinado ou de uma área, ou até mesmo de uma planta. Há vários modelos, 
dependendo do tipo, e podem ser estacionárias ou móveis, como a armadilha de 
sucção portátil tipo Johnson-taylor (SILVEIRA-NETO et al., 1976). 
O princípio dessas armadilhas, como o próprio nome indica, é succionar 
os insetos presentes num determinado ambiente ou área, também considerada, 
de certa forma, como área de interceptação daqueles insetos que voam no raio 
da armadilha estacionária e são succionados.
Um exemplo de armadilha de sucção estacionária utilizada para coleta 
parasitoides é o modelo usado por Querino e Zucchi (2004). Nesse trabalho, foi 
usada uma armadilha de sucção elétrica (Figura 22) que se mostrou útil para 
a coleta de Trichogramma em áreas onde é difícil localizar os ovos do inseto 
hospedeiro, e na qual foram coletadas nove espécies desse parasitoide. 
A armadilha utilizada por Querino e Zucchi (2004) era do modelo da seção 
de virologia do Instituto Agronômico de Campinas e constituída, basicamente, de 
exaustor, cone de tela, recipiente de coleta e suporte (SILVEIRA-NETO et al., 
1976).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 105
Armadilha luminosa: 
As espécies parasitoides 
noturnas podem ser coletadas 
utilizando as armadilhas 
luminosas. O princípio dessas 
armadilhas é a interceptação e 
atração de insetos com hábito 
noturno pela luz. Há vários tipos 
de armadilhas luminosas, e as 
utilizadas com maior frequência 
são as do tipo Pensylvania e a 
“Luiz-de-Queiroz” (Figura 9-10) 
(SILVEIRA-NETO et al., 1976). 
Muitas vezes, essas armadilhas 
sofrem modificações para adaptá-
las às necessidades de pesquisa 
da fauna de insetos (QUERINO, 
2012).
.
Figura 21: Armadilha suspensa com 
anteparo atrativo de cor amarela para a 
amostragem de himenópteros. 
Fonte: Querino (2012).
Figura 22: Armadilha de sucção elétrica (estacionária), 
modelo da seção de virologia do Instituto Agronômico 
de Campinas.
Fonte: Querino e Zucchi (2004)
106 UNIDADE 2
13. Coleta manual
Este método também é conhecido como coleta ativa, e pode ser 
realizado tanto à noite quanto durante o dia. Na amostragem de aracnídeos, 
convencionou-se realizar esta metodologia em um espaço de 300m² para 
promover uma padronização maior do esforço amostral. Neste caso, durante 
o dia, o coletor estende cordões de 30 metros de comprimento no local onde 
a coleta (diurna ou noturna) será realizada, retornando, posteriormente, para 
realizar a amostragem em até 5 metros a partir do fio-guia. 
Para a amostragem de escorpiões, pode ainda ser necessária a utilização 
de lanternas com lâmpadas de luz ultravioleta, que facilitam a visualização 
desses animais à noite, maximizando o esforço amostral. 
Todos os indivíduos encontrados durante cada hora de coleta contínua 
pelo mesmo coletor devem ser considerados uma amostra. Durante a realização 
desse protocolo amostral, o coletor caminha vagarosamente pela área de estudo, 
procurando ativamente em locais de possível ocorrência dos animais desejados, 
como sob ou sobre pedras e troncos caídos, na vegetação, sobre o solo, entre o 
folhiço etc., tentando acessar o maior número de micro-hábitats possíveis. 
Este método é idêntico à junção dos métodos looking up e looking down, 
descritos por Coddington et al. (1991).
O coletor deve levar consigo os equipamentos necessários para realizar 
a captura dos indivíduos encontrados, tais como pinças entomológicas ou pinças 
grandes (para animais maiores, como caranguejeiras), frascos mortíferos (para 
insetos, por exemplo) etc.
14. Ecletor de tronco e de solo
 
Esta metodologia é utilizada para a amostragem de artrópodes que 
vivem em troncos de árvores (ecletor de tronco) ou solo (ecletor de solo), e 
segue um princípio semelhante ao de armadilhas de interceptação e de queda ou 
armadilhas de queda, em que um obstáculo é colocado no caminho por onde os 
animais vivem, levando-os a um pote coletor contendo líquido mortífero (álcool 
70%, por exemplo). Os ecletores de solo são ainda muito semelhantes aos 
aparatos descritos para a coleta de flebotomíneos (armadilha de emergência).
A utilização de ecletores de troncos é também importante, visto que 
os troncos de árvores representam uma importante característica estrutural de 
ecossistemas florestais, pois eles são um importante elo entre o chão e o dossel 
da floresta (MOEED; MEADS, 1983).
Para uma descrição 
detalhada de um modelo de 
lanterna com luz ultravioleta 
específico para a 
amostragem de escorpiões, 
ver Lowe et al. (2003).
Para uma descrição mais 
detalhada desses métodos, 
ver Coddington et al. (1991) 
e Brescovit et al. (2002, 
2004).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 107
Essas armadilhas podem ser instaladas a diferentes alturas nas árvores. 
O modelo apresentado porPinotti (2010), e que foi modificado de BAR-NESS 
(2005), é confeccionado com duas garrafas PET (2, 2,5 ou 3 litros), lavadas com 
água e sabão, unidas boca com boca, uma delas cortada em forma de funil e a 
outra preenchida com 200ml de formol 5%, fixadas ao tronco de árvores com 35 
a 45cm de circunferência a aproximadamente 50cm acima do solo (Figura 23).
Pinzón e Spence (2008) desenvolveram também outros dois modelos 
de ecletores de tronco, comparando a sua eficiência. O primeiro modelo (Figura 
24A) foi construído invertendo-se garradas PET de 2 litros (11,1cm de diâmetro) 
com o fundo removido. Estas foram grampeadas na superfície das árvores a 
serem amostradas. 
O segundo modelo (Figura 24B) consistiu em placas de plástico 
resistente de 20cm x 20cm, grampeadas nas árvores a serem amostradas, e um 
copo de 4cm de diâmetro foi instalado em um buraco feito na placa de plástico. 
Para manter a posição dessa armadilha perpendicular à árvore, um cordão foi 
amarrado na borda da placa e grampeado na árvore. Uma faixa de plástico de 5m 
x 20cm foi colocada em cada lado das armadilhas de ambos os formatos, agindo 
como uma cerca-guia para direcionar os artrópodes para dentro da armadilha. 
Todas as armadilhas foram instaladas em árvores com diâmetros à altura 
do peito (DAP), a 2m de altura. O líquido mortífero utilizado nas armadilhas foi 
etileno-glicol, livre de silicatos em ambos os tipos de armadilhas.
Figura 23: Desenho esquemático do modelo de armadilha tipo ecletor de tronco, 
utilizado por PINOTTI (2010), modificado a partir de BAR-NESS (2005). 
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
108 UNIDADE 2
Os autores concluíram que a utilização das armadilhas com garrafas 
PET apresenta um custo-benefício maior que aquelas com copos, visto que as 
armadilhas com garrafas PET são mais fáceis de transportar e instalar, e ainda 
capturaram mais aranhas por armadilha, além de um número maior de espécies 
(PINZÓN; SPENCE, 2008). 
O ecletor de solo, como já comentado anteriormente, assemelha-se à 
armadilha de emergência para a coleta de flebotomíneos. Essa armadilha foi 
originalmente descrita como fotoecletor de solo por Funke (1971). No trabalho de 
Raizer (2004), foi utilizado um modelo de ecletor de solo (Figura 25A) modificado 
a partir de Funker (1971), em que o aparato foi confeccionado com a forma 
cônica e com uma abertura localizada na região da ponta do funil, considerada a 
parte superior da armadilha. Nesta região, instalou-se um recipiente com líquido 
conservante (três partes de álcool a 70% para uma de formol a 10% e algumas 
gotas de detergente líquido) para manter os animais coletados. A abertura maior 
do funil (75cm de diâmetro) ficava em contato com o solo e isolava a fauna do 
lado exterior, mas coletava toda a fauna que estava no interior do funil. Neste 
Figura 24: Armadilhas de queda para tronco. A: modelo de armadilha com garrafa; B: modelo de 
armadilha com copo.
Fonte: Pinzón e Spence (2008).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 109
mesmo trabalho, os ecletores ficaram armados por 30 dias consecutivos e o 
conjunto dos indivíduos coletados através desta metodologia em cada ecletor foi 
considerado uma amostra (RAIZER, 2004).
Raizer (2004) utilizou um modelo de ecletor de tronco (Figura 25B) que 
também foi modificado a partir do desenho original de fotoecletores de tronco de 
Funke (1971). Esse aparato obedecia ao padrão de funil descrito para a armadilha 
anterior (ecletor de solo), porém, envolvia o tronco de uma árvore. Tinha a sua 
abertura maior dirigida para baixo para capturar animais que migravam subindo 
o tronco. Cada ecletor foi fixado em uma árvore, ao acaso, a uma altura de 
aproximadamente 2,5m. O local dos ecletores não mudou durante os períodos 
de coletas e o material coletado era retirado ao final de cada mês.
15. Extrator de Winkler
Esta técnica amostra animais que vivem em serapilheira: besouros 
(larvas e adultos); anelídeos; isópodes (tatuzinhos-de-jardim); cupins; adultos 
e larvas de himenópteros (formigas e outros); dípteros (adultos e larvas); larvas 
de lepidópteros; hemípteros; aracnídeos; quilópodes; diplópodes; colêmbolos e 
moluscos (lesmas e caracóis). 
O extrator de Winkler funciona através de dois mecanismos: (a) atividade 
locomotora aleatória dos organismos – ao mover-se através do substrato na rede 
perfurada de contenção (descrita abaixo), os organismos acidentalmente caem 
da rede se eles alcançarem a borda do substrato; (b) dessecação do substrato 
– quando o microclima no substrato se torna desfavorável, os organismos 
Figura 25: Modelos de ecletores de solo (A) e de tronco (B), utilizados por RAIZER 
(2004) e desenvolvidos a partir de modificações dos modelos propostos pode 
FUNKER (1971).
Fonte: Raizer (2004). Modificado. 
110 UNIDADE 2
deixam o substrato intencionalmente. O método tem a vantagem de possuir 
pouquíssimos requisitos metodológicos e técnicos, sendo, portanto, fácil e 
efetivamente aplicável por todo o mundo, mesmo em regiões remotas onde não 
há eletricidade e infraestrutura disponível (KRELL et al., 2005).
Considerando-se que este método funciona através de um dessecamento 
do substrato, conforme comentado acima, Delsinne e Arias-Penna (2012) 
testaram o efeito da umidade da serapilheira na amostragem de formigas. 
Esses autores concluíram que a umidade da serapilheira afeta negativamente 
a amostragem desses animais, e que um aumento no tempo da amostragem 
para tentar compensar uma umidade maior não apresenta um custo-benefício 
aceitável.
Para a aplicação desta metodologia, coleta-se 1m² de material 
particulado de serapilheira, concentrado com auxílio de peneira de metal com 
malha de 0,5cm (Figura 26-27). O material peneirado é levado ao laboratório, 
onde é acondicionado em uma rede de contenção de tecido perfurado, de 40 cm 
de comprimento por 20 cm de largura, com malha de 4mm². Cada rede acomoda 
cerca de 600g de material particulado. A rede contendo o material peneirado é 
suspensa dentro de uma armação de metal, revestida por tecido resistente. A 
parte superior do extrator é vedada e pendurada por uma corda. Na parte inferior 
do extrator, acopla-se um pote de plástico com líquido mortífero (álcool 70-80%, 
por exemplo). As armadilhas devem ficar armadas por um período de pelo menos 
48h, e o conjunto de indivíduos coletados, correspondente a 1m² de serapilheira 
concentrada e exposta no extrator pelo seu período total de funcionamento, é 
considerado uma amostra. 
A utilização deste método de amostragem é extremamente útil em 
inventários de biodiversidade de artrópodes de solo, visto que a unidade 
amostral é facilmente replicável, e diversas amostras podem ser realizadas sem 
haver acréscimo de custos com material de consumo (ex.: pilhas ou plásticos 
descartáveis). O único problema relacionado à aplicação desta metodologia é 
que cada armadilha fica utilizada por um longo período para produzir uma única 
amostra, demandando muito tempo em campo.
Sobre a eficiência deste método de amostragem, de acordo com 
o tempo de funcionamento da armadilha, Krell et al. (2005) realizaram um 
experimento para testar esta eficiência em um período que variou de 3 horas 
a 7 semanas. Eles concluíram que, se for objetivo da pesquisa registrar mais 
que 70% dos espécimes presente nas amostras de solo/serapilheira, é preciso 
escolher os seguintes períodos de extração para os diferentes grupos (valores 
entre parênteses representam o tempo para a captura de 50% dos espécimes): 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 111
Formicidae, 2 dias (1 dia); Coleoptera adultos, 3 dias (2 dias); larvas de 
Coleoptera, 12 dias (3 dias); larvas de Lepidoptera, 6 dias (3 dias); Diptera, 
12 dias (5 dias); Hemiptera, 9 dias (5 dias); Hymenoptera, (exceto formigas), 
3 semanas (12 dias); Arachnida, 9 dias (3 dias); Diplopoda, 18 dias (4 dias); 
Chilopoda, 4 semanas (3 semanas); Oligochaeta, 3 semanas (15 dias). Além 
disto, mais que 50% dos Mollusca e Isopoda são extraídosdepois de 12 dias e 
3 semanas, respectivamente (KRELL et al., 2005). 
No entanto, mesmo que para amostrar grande parte do número de 
indivíduos, Krell et al. (2005) recomendem períodos de até algumas semanas 
para determinados táxons, esses mesmos autores comentam que para o 
registro acurado da visão geral da fauna de solo e serapilheira em determinado 
Figura 26: Desenho esquemático de equipamentos utilizados para a 
amostragem com extrator de Winkler. A: Peneira; B: Winkler.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
Figura 27: Etapas da amostragem com extrator de Winkler. A: delimitação de quadrante de 1m²; B: 
quadrante de 1m² quase completamente já peneirado.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
112 UNIDADE 2
momento, períodos de extração mais curtos são aconselháveis, devido ao 
curto ciclo de vida de muitos invertebrados de solo, causando a emergência de 
estágios tardios ou uma segunda geração em períodos maiores.
Na comparação da eficiência deste método com armadilhas de queda e 
funil de Berlese, os resultados encontrados na literatura são divergentes. Sabu 
e Shiju (2010) realizaram essa comparação em uma floresta decídua úmida na 
Índia e concluíram que o total do número de artrópodes coletados com o Winkler 
foi mais baixo que o funil de Berlese, e muitos grupos capturados com esta 
última metodologia nem foram capturados com o extrator de Winkler. 
Esses mesmos autores concluem que o custo-benefício de uma amostragem 
com o extrator de Winkler é aceitável para obter-se Coleoptera, Acariformes e 
Formicidae de serapilheira, para o qual este é um método reconhecidamente efetivo 
(ver referências em Sabu; Shiju, 2010), embora não seja um método adequado a 
estudos ecológicos envolvendo diversos grupos de artrópodes.
De maneira oposta, Sabu et al. (2011), ao realizarem uma amostragem de 
artrópodes de serapilheira utilizando armadilhas de queda, extratores de Winkler e 
funis de Berlese, em uma área de floresta tropical de altitude (floresta montana), 
concluíram que o extrator de Winkler foi o método mais eficiente para a amostragem 
quantitativa de diversos grupos de artrópodes, especialmente Psocoptera, Araneae, 
Isopoda e Formicidae.
16. Funil de Berlese-Tullgren
 Este método é empregado principalmente para a amostragem de 
mesofauna de solo, que inclui os ácaros (Acari), aranhas (Araneae), colêmbolos 
(Collembola), sínfilos (Symphyla), e insetos de várias ordens, entre outros 
Figura 28: Etapas da amostragem com extrator de Winkler. A: Pesquisador peneirando a serapilheira; 
B: Pesquisador colocando serapilheira peneirada em saco para transporte; C: Tela com malha de 0,4 
cm² para acondicionamento de serapilheira peneirada; D: Extratores de Winkler armados.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 113
(AQUINO et al., 2006). Um dos métodos mais utilizados para a amostragem 
dessa fauna é o aparato modificado de Tullgren, baseado no funil de Berlese, 
frequentemente denominado de funil de Berlese-Tullgren (LASEBIKAN, 1974).
 A descrição de um aparato de funil de Berlese-Tullgren é apresentado 
por Aquino et al. (2006), em que são utilizados: uma lâmpada de 25W, como 
fonte de calor; um container, receptor das amostras de solo, com 9cm de altura 
e 13cm de diâmetro, contendo uma peneira com malha de 2mm soldada no 
fundo, confeccionado com alumínio ou aço inoxidável; um funil com tubo coletor 
com ângulo de 60o, confeccionado com alumínio ou aço inoxidável; e um frasco 
plástico de 100mL contendo álcool 70-80% como solução preservativa (Figura 
28).
A amostra de serapilheira ou de solo é acondicionada no container, 
abaixo do qual há um funil que direciona os insetos para dentro do frasco 
coletor. A amostra é submetida à luz e ao calor por um período de tempo variável 
(à critério do coletor), para criar um gradiente de temperatura e umidade. Os 
microartrópodes reagem ao calor movendo-se para baixo e caindo no frasco 
contendo solução preservativa (AQUINO et al., 2006). 
 As principais vantagens desse método são: alta eficiência de extração 
para microartrópodes e pouca necessidade de mão-de-obra para a amostragem 
e extração. Como a amostragem é muito simples e rápida, é possível coletar um 
grande número de amostras em poucas horas. Como o padrão de atividade dos 
microartrópodes varia ao longo do dia, em função da temperatura e da umidade, 
em uma coleta demorada pode-se ter um efeito sobre as densidades não só 
relativo aos tratamentos, mas também ao período do dia. 
Como desvantagens tem-se: a impossibilidade de recuperação de 
formas inativas; baixa eficiência de extração para alguns grupos taxonômicos; 
dificuldade de acondicionamento de solos arenosos nos containers; o consumo 
de energia e limitação do número de tratamentos e repetições em função 
do número de extratores disponíveis, já que para cada ponto de coleta são 
necessários dois funis extratores, um para a serapilheira e outro para o solo 
(AQUINO et al., 2006).
114 UNIDADE 2
 Em comparações recentes sobre a eficiência de métodos de coleta de 
artrópdes de serapilheira, assim como comentado para extrator de Winkler, este 
método apresenta resultados discrepantes. 
Sabu e Shiju (2010), durante uma floresta decídua úmida na Índia, 
comparando amostragem de artrópodes de serapilheira com armadilhas de 
queda, extrator de Winkler e funils de Berlese, concluíram que, para a realização 
de medidas quantitativas, o método de amostragem com funil de Berlese é melhor 
do que os outros dois, sendo muito eficiente na amostragem de Psocoptera, 
formas larvais de insetos e Acariformes. 
Por outro lado, Sabu et al. (2011), ao realizarem uma amostragem de 
artrópodes de serapilheira utilizando esses mesmos três métodos, em uma 
área de floresta tropical de altitude (floresta montana), concluíram que o funil de 
Berlese foi o melhor método apenas para a amostragem de larvas de insetos, 
Acari, Collembola e Chilopoda. 
No entanto, esses mesmos autores afirmam que a utilização desta 
metodologia não é adequada para a realização de estudos ecológicos 
envolvendo diversos grupos de artrópodes ou para outros táxons, pois o tempo 
gasto na triagem das amostras é muito maior que aquele despendido na triagem 
de amostras realizadas com extrator de Winkler.
17. Guarda-chuva entomológico
Este é um método ativo de coleta em que o pesquisador utiliza um 
aparato formado com um quadrado de pano branco com 0,8m x 0,8m, fixado 
Figura 29: Amostragem com funil de Berlese-Tullgren. (A) Extratores em funcionamento 
indicando a submissão das amostras à luz e ao calor por sete dias para criar um gradiente 
de temperatura e umidade; (B) Detalhes do armário que contém os extratores de Berlese-
Tullgren.
Fonte: Aquino et al. (2006).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 115
pelos vértices em dois cabos cruzados, presos entre si no centro, denominado 
guarda-chuva entomológico (GCE). O guarda-chuva é colocado sob os ramos 
das árvores e arbustos, os quais são agitados com um bastão, de forma que 
os animais caiam sobre o instrumento, onde são capturados pelo pesquisador 
(Figura 30). 
O conjunto de todos os indivíduos coletados por determinado coletor, 
durante uma hora contínua de amostragem, é considerada uma unidade 
amostral. Este método permite a coleta de grande número de indivíduos de 
insetos de diversas ordens e aracnídeos.
18. Lençol de luz
 A atração por luz é um método muito eficiente para a amostragem de 
insetos noturnos (mariposas, besouros, moscas, percevejos e himenópteros, 
entre outros), como já demonstrado em diversos aparatos descritos neste 
capítulo. Um método direto de explorar se este atrativo é utilizar um lençol 
ou qualquer tecido, preferencialmente branco, pendurado ao ar livre, à noite, 
com uma fonte de luz apropriada ou uma combinação de fontes, como tubos 
de luz ultravioleta, lanternas à gasolina ou faróis de carros colocados próximos 
ao lençol. Os insetos são atraídos e pousam no lençol, onde são facilmente 
Figura30: Pesquisador realizando amostragem com guarda-chuva entomológico.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
116 UNIDADE 2
capturados com frascos mortíferos (com cianeto ou acetato de etila) ou potes, 
pelo coletor (SCHAUFF, 2004).
 O lençol pode ser preso em duas árvores ou esticado ao lado de uma 
construção, com a borda inferior espalhada no chão, sob a luz. Alguns coletores 
usam suportes na borda inferior do lençol para mantê-lo alguns centímetros acima 
do solo e garantir que nenhum inseto do chão suba no lençol. Outro coletores 
dobram a borda inferior para formar uma calha na qual os insetos possam cair 
quando baterem no lençol (SCHAUFF, 2004). 
 Este método é ideal para coletar mariposas em perfeitas condições ou 
para obtê-las vivas para fins de reprodução ou criação. Sua desvantagem é que 
as espécies que só saem para voo tardiamente na noite ou apenas nas primeiras 
horas do dia dificilmente são capturadas, exceto se o coletor estiver preparado 
para passar a maior parte da noite no lençol (SCHAUFF, 2004).
É importante ressaltar que as fases da lua podem influenciar a atração 
de insetos por luzes artificiais. Uma lua brilhante pode competir com a fonte de 
luz, resultando em uma captura reduzida. O melhor período para coleta em cada 
mês estende se a partir da quinta noite após a lua cheia até quase uma semana 
antes da próxima lua cheia (SCHAUFF, 2004).
19. Malaise (armadilha de interceptação de voo)
Esta armadilha é também chamada de armadilha de interceptação de voo 
e baseia-se no princípio de coletar insetos com tendência de subir ao encontrar 
um obstáculo vertical, assim como as armadilhas suspensas desenvolvidas por 
Rafael e Gorayeb (1982) para a amostragem de tabanídeos que, na verdade, 
constituem uma modificação da armadilha tipo Malaise, desenvolvida por Malaise 
(1937). Atualmente, todas as armadilhas do tipo tenda, que coletam insetos que 
apresentam tendência de subir quando encontram um obstáculo vertical, são 
conhecidas como armadilhas Malaise, em homenagem ao himenopterólogo 
sueco René Malaise, inventor dessa armadilha.
O aparato consiste de uma tenda aberta com um septo (ou mais septos, 
no caso de armadilha multidirecional) no meio, preferencialmente de cor escura; 
uma cobertura inclinada, de cor clara, para direcionar os insetos ao frasco coletor; 
este deve ser total ou parcialmente transparente e situado na parte mais alta, 
contendo no seu interior uma substância fixadora ou gás mortífero; este último, 
para coleta a seco (RAFAEL, 2002). O contraste de cor entre a parte inferior e a 
parte superior é importante para induzir os insetos a subirem, à procura de luz.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 117
Essas armadilhas são construídas com tecido fino e leve, com 
amarradouros reforçados nas extremidades. O frasco coletor é preso ao tecido 
através de uma braçadeira. As armadilhas são facilmente montadas através de 
cordas, que partem das extremidades do tecido e podem ser amarradas em 
estacas, galhos, troncos ou raízes da vegetação (Figuras 31-32). São excelentes 
para captura de insetos voadores, especialmente Diptera e Hymenoptera. Podem 
ficar montadas por tempo indeterminado, de dia e de noite (RAFAEL, 2002).
As desvantagens das armadilhas tipo Malaise é que estas são seletivas. 
Insetos de voo fraco ou que fecham as asas ao encontrar um obstáculo e caem, 
como os coleópteros, por exemplo, dificilmente são coletados. As coletas com 
estas armadilhas podem ser padronizadas facilmente por meio de modelos 
comerciais, e estipulando-se a quantidade e o tempo de coleta (RAFAEL, 
2002). Vale ressaltar que a armadilha Malaise é uma das mais difundidas e 
o seu desenho, tamanho das malhas e local onde são colocadas, interferem 
significativamente no resultado das coletas (DARLING; PACKER, 1988).
Para aumentar o número de insetos coletados, recomenda-se montar 
a armadilha transversalmente a caminhos naturais (sobre riachos) ou artificiais 
(picadas, estradas), a onde os insetos com voos mais fortes preferem voar 
(Figura 31). Em áreas abertas, montar preferencialmente em sentido transversal 
ao do vento. Em áreas fechadas, de floresta, orientar o frasco coletor no sentido 
de maior luminosidade (RAFAEL, 2002).
Figura 31: Desenho esquemático de uma armadilha 
tipo Malaise.
Fonte: Resources Inventory Branch (1998). 
Modificado.
118 UNIDADE 2
20. Rede de plâncton
Como os organismos zooplanctônicos vivem dispersos na coluna 
d'água, sua coleta, quase sempre, envolve concentração prévia por meio de 
algum tipo de filtragem. Como todo processo de amostragem, tais coletas 
devem ser realizadas com réplicas para que se possa oferecer estimativa da 
eficácia amostral. Vários métodos têm sido usados para a coleta de organismos 
zooplanctônicos, como as redes de plâncton (BICUDO; BICUDO, 2007).
Esta é a forma mais antiga e mais comum atualmente de coletar plâncton. 
Há vários tipos de redes, e as principais variações estão relacionadas ao diâmetro 
da boca de rede, a forma do cone de filtragem, a abertura de malha empregada 
e ao copo coletor. Trata-se de um método cuja eficiência de amostragem é muito 
variável (BICUDO; BICUDO, 2007). 
O volume matematicamente calculado de água filtrada, relacionando-
se às dimensões da rede, nem sempre corresponde, exatamente, ao que foi 
efetivamente filtrado, uma vez que as redes sofrem colmatagem de seus poros 
à medida que vão atravessando a coluna d'água (BICUDO; BICUDO, 2007). O 
grau de colmatagem pode variar de acordo com as condições da água e a forma 
pela qual ela é operada.
Segundo Tranter e Heron (1965, 1967), as redes mais eficientes devem 
ser dotadas de cone redutor, e a área de filtragem deve ser, aproximadamente, 
três vezes maior do que a área da boca da rede. Normalmente, desaconselha-
se o uso de redes para amostragens qualitativas em lagos com elevada turbidez 
(BICUDO; BICUDO, 2007).
Figura 32: Armadilha tipo Malaise instalada sobre riacho.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 119
O tipo de tela empregada tem efeito marcante na seletividade e eficiência 
da rede. As melhores redes possuem gaze de náilon do tipo monofilamento. 
Esse tipo de tela também apresenta grande durabilidade e boa resistência à 
colmatagem, já que a uniformidade das fibras favorece sua autolimpeza durante 
o processo de filtragem (BICUDO; BICUDO, 2007). Telas de seda natural foram 
as primeiras a ser utilizadas, mas elas apresentam muitas irregularidades nas 
fibras e, em decorrência, os poros não são uniformes (DE BERNARDI, 1984). 
O tamanho dos poros pode variar de 0,01 a 1mm. Eismont-Karabin 
(1978) alerta, contudo, que o uso de poros muito pequenos não garante boa 
eficiência. Pelo contrário, redes com dimensões de poro iguais ou menores do 
que 20µm não são capazes de coletar eficientemente rotíferos. 
Normalmente, os programas de amostragem de zooplâncton regulares 
devem considerar dois tamanhos distintos de poros (BICUDO; BICUDO, 2007). 
Para o microzooplâncton (organismos menores do que 200 µm), sugere-se 
uso de redes na faixa de 50-65µm, e para organismos mesozooplanctônicos 
(>200µm), sugere-se a adoção de redes com poros na faixa de 120-160 µm.
Essa recomendação resulta do fato de que os organismos têm diferentes 
dimensões Iineares (antero-posterior versus laterais), além de poderem se curvar 
e se contrair em decorrência das ondas de pressão durante a filtragem. Por 
exemplo, uma larva de copépode, com mais de 400µm de comprimento, poderá 
passar através de rede de 200µm de abertura de malha, dependendo da posição 
e de sua reação no momento em que tocar a rede (BICUDO; BICUDO, 2007).
O copo coletor das redes é um acessório que influencia muito a eficiência 
do aparato como um todo. Normalmente, ele deve ser dotado de áreas laterais 
forradas com a mesma rede utilizada no cone e de abertura inferior, por onde 
serão coletados os organismos. O uso de coletores sem tais características 
irá impedir que organismos eventualmenteaderidos ao tecido da rede sejam 
lavados de modo eficaz ao final do arrasto (BICUDO; BICUDO, 2007).
Normalmente, as redes obtêm maiores eficiências quando são 
desenhadas especificamente para o ambiente onde serão operadas. Assim, um 
lago eutrófico, dominado por pequenos organismos, poderá ser convenientemente 
amostrado utilizando rede pequena com diâmetro entre 20-40cm e abertura de 
malha por volta de 70µm, desde que os arrastos sejam relativamente pequenos 
para que a rede não fique colmatada. Para um lago oligotrófico, entretanto, 
dominado por grandes cladóceros e calanoides, recomenda-se uso de redes 
maiores, com diâmetro de 60-80cm e abertura de malha da ordem de 200µm 
(BICUDO; BICUDO, 2007).
120 UNIDADE 2
Um dos maiores problemas relacionados ao uso das redes é que não se 
podem estudar seções individualizadas da coluna d'água. Isto é particularmente 
relevante no caso do zooplâncton que, em muitos casos, apresenta deslocamento 
conspícuo, ou seja, migração vertical diurna. Assim, foram desenvolvidas redes 
especiais dotadas de mecanismos que permitem abertura e fechamento do cone 
coletor em determinadas profundidades. Na maioria dos casos, esse mecanismo 
é acionado por mensageiros. Ha dois tipos dessas redes, a de Nansen e o 
planctonômetro (BICUDO; BICUDO, 2007).
Rede de Nansen: 
Estas são redes tradicionais dotadas de mecanismo de trava que, ao 
ser acionado por mensageiro, impede que a rede continue a filtrar. Embora seja 
muito fácil de operar, a rede de Nansen apresenta os mesmos inconvenientes 
de toda rede de plâncton, sendo o principal deles a inexistência de mecanismo 
medidor do volume filtrado (BICUDO; BICUDO, 2007).
Planctonômetro: 
Estas são redes de plâncton acopladas a uma seção cilíndrica de metal 
onde há um mecanismo de abertura e fechamento comandado por mensageiro. 
Na parte metálica, comumente há um medidor de fluxo que permite determinar, 
com precisão, o volume efetivamente filtrado. O planctonômetro mais conhecido 
é o de Clarke-Bumpus (DE BERNARDI, 1984). Este é o equipamento preferido 
para amostragern de zooplâncton em grandes sistemas lacustres e em áreas 
oceânicas, principalmente por ser muito eficiente na coleta de organismos 
de médio e grande porte. Apresenta o inconveniente de ser muito pesado, 
sendo usualmente operado por guinchos elétricos ou hidráulicos fixados a 
embarcações. Os planctonômetros e alguns tipos de redes podem ser utilizados 
em arrastos horizontais a diferentes profundidades se o aparato for dotado de 
pesos ou lastros posicionados adequadamente. A embarcação deve mover-se 
com velocidade constante, entre 50 e 125 m.s-1 (BICUDO; BICUDO, 2007).
21. Rede entomológica e de varredura
 Muitos insetos são fitófagos e, portanto, estão quase sempre em contato 
direto com a vegetação, ou usam as plantas como local de pouso. Dependendo 
do local e da época do ano, a vegetação (isto é, a folhagem da vegetação) 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 121
corresponde ao micro-habitat que talvez abrigue, individualmente, a maior 
diversidade de insetos (ALMEIDA et al., 1998). 
De fato, é possível encontrar espécies da maior parte das ordens 
pousadas na vegetação ou efetivamente utilizando-a como fonte de alimento. 
Isso inclui muitas espécies de inúmeras famílias de Coleoptera (ex.: Curculionidae 
e Chrysomelidae); Diptera; (ex.: Otitidae e Agromyzidae); Hymenoptera (ex.: 
Apidae e Vespidae); Hemiptera (Reduviidae e Pentatomidae); Homoptera 
(Aphidae e Membracidae); além de grilos (Ensifera: Gryllidae) e gafanhotos 
(Caelifera: Acrididae), entre outros táxons (ALMEIDA et al., 1998). 
A vegetação é ainda utilizada por diversos táxons de animais predadores, 
incluindo Neuroptera (Chrysopidae) e Diptera (Asilidae e Pipunculidae), entre 
os insetos; e ainda, diversos grupos de aracnídeos, como escorpiões, aranhas, 
ácaros e opiliões. Deste modo, de acordo com o objetivo de cada pesquisa, a 
coleta direta na vegetação é uma excelente alternativa, e o uso de redes de 
varredura ou entomológica é recomendável (ALMEIDA et al., 1998).
 As redes entomológicas (Figura 33A) são constituídas por um aro de 
arame resistente de dimensões variáveis. Uma rede pode ter 30cm de diâmetro, 
com duas hastes retas de 7 e 8cm (Figura 33B), que são encaixadas em sulcos 
feitos em cada um dos lados de um cabo de madeira (ALMEIDA et al., 1998). 
A rede propriamente dita é confeccionada com tela fina de náilon ou filó, 
que deve ser consturada em forma de saco, com 60cm de comprimento, 50cm 
de largura (Figura 33C) e borda reforçada por morim ou, de preferência, lona, 
por onde passará o aro de arame. Para a fixação das hastes do aro nos sulcos 
do cabo de madeira, utiliza-se uma manga de PVC, uma colar de metal ou um 
arame enrolado (Figura 33D) (ALMEIDA et al., 1998).
 A rede entomológica para a captura de borboletas e libélulas pode ser 
igual à descrita acima, tendo como modificação principal as medidas do aro do 
arame, do saco de filó e do cabo. O tamanho ideal para esse tipo de rede é de 
40cm de diâmetro e 80cm de comprimento. O cabo deve ser longo e pode ser 
feito de maneira a possuir duas ou mais partes que se encaixam (telescopadas), 
ou à base de rosca e contra-rosca (ALMEIDA et al., 1998). 
Para a coleta de borboletas, o vidro letal não deve ser utilizado, mesmo 
que este seja grande, pois as asas podem se quebrar e haver perda das escamas, 
inutilizando o material. Borboletas e mariposas devem ser mortas ainda dentro 
da rede, apertando-se o tórax lateralmente, à altura do segundo par de pernas, 
utilizando-se os dedos indicador e polegar (ALMEIDA et al., 1998).
Para a rede de varredura, utiliza-se a mesma estrutura, substituindo-se 
o saco de filó ou náilon por um tecido mais resistente, como o morim. Este tipo 
122 UNIDADE 2
de rede é utilizado para artrópodes que vivem na vegetação rasteira (ALMEIDA 
et al., 1998). 
Diferentemente da rede entomológica normal, que é usada para coletar 
um inseto durante o voo, a rede de varredura é usada para bater diretamente 
na folhagem (Figura 33). O tecido da rede deve, portanto, ser mais grosso, para 
resistir a perfurações que poderiam ser causadas pelos galhos das plantas 
rasteiras (ALMEIDA et al., 1998).
 A rede de varredura deve ser utilizada de forma a varrer toda a fauna de 
artrópodes que se encontra na vegetação (Figura 34). Todo o material coletado 
(insetos, aracnídeos e pedaços de plantas) pode ser recolhido em sacos plásticos 
contendo um chumaço de algodão embebido em acetato de etila. A separação 
dos artrópodes, às vezes trabalhosa, é feita na volta ao laboratório (ALMEIDA et 
al., 1998).
22. Redes para coleta aquática
 Embora a maioria dos insetos seja terrestre, há formas imaturas de muitos 
grupos e adultos de outros que vivem em ambientes aquáticos. A maioria dos 
insetos aquáticos está restrita à água-doce, mas há alguns grupos que vivem em 
águas estuarinas, e outros poucos em lagoas e poças salinas ou em pequenas 
Figura 33: Rede entomológica ou de varredura. A. Rede; B. Aro de metal; C. Molde da 
rede; D. Tipos de encaixe para o cabo de madeira.
Fonte: Almeida et al. (1998).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 123
profundidades no mar. As técnicas com a rede aquática são recomendadas em 
todos esses casos (ALMEIDA et al., 1998).
 As redes para coleta aquática são utilizadas, especialmente, nas coletas 
de formas imaturas de mosquitos, libélulas, megalópteros etc.; e de formas 
adultas aquáticas (alguns percevejos e besouros), em riachos e lagos. A boca 
pode ser quadrada ou com formato de um “D”. Seu uso é semelhante ao de 
uma rede entomológica normal, mas deve ser mais curta e confeccionada com 
tecido de malha que permita a passagem da água. Pode-se, utilizar, também um 
coador de náilon ou metal, como uma peneira de cozinha. Em ambos os casos, 
utiliza-se um cabo de madeira longo, como utilizado em vassouras (ALMEIDA et 
al., 1998).
 Como este é um método ativo de amostragem, a padronização do 
esforço amostralpode ser realizada em unidade de tempo (horas, por exemplo) 
ou de vezes em que a rede é utilizada.
24. Termonebulizador de copa
 Este método, também conhecido por canopy fogging, é uma técnica 
passiva de coleta empregada para a amostragem de artrópodes habitantes dos 
Figura 34: Pesquisador realizando amostragem da fauna de artrópodes em vegetação rasteira 
com o uso de uma rede de varredura.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
124 UNIDADE 2
estratos superiores da vegetação, especialmente o dossel de grandes árvores. 
Para isto, utiliza-se um equipamento denominado termonebulizador, que possui 
uma bateria de 6 volts para iniciar o seu funcionamento e um motor de 24cv para 
produzir a termonebulização. 
A fumaça produzida com a termonebulização pode ser direcionada a 
partir do solo em direção às copas das árvores, quando a armadilha estiver em 
posse do coletor; ou pode ser direcionada diretamente às copas das árvores, 
elevando-se a armadilha com o auxílio de uma corda. Neste último caso, utiliza-
se um controle remoto para ligar e desligar o equipamento.
 Para que haja a coleta de artrópodes, emprega-se um piretroide sintético 
não residual (inseticida), diluído em óleo diesel a uma concentração de 10%, 
e permetrina (100 ml) como princípio ativo para maximizar o efeito de queda 
(knock down) sobre o organismos. 
 Para a captura dos indivíduos mortos com a ação dos venenos 
empregados, utilizam-se anteparos de pano, preferencialmente branco, para 
facilitar a visualização dos indivíduos. Esses panos devem ser dispostos no 
local de coleta antes da aplicação do veneno. Podem-se utilizar anteparos de 
pano com formatos cônicos ou retangulares, e cada unidade amostral a ser 
considerada para inventários de biodiversidade deve ser o conjunto de todos 
os indivíduos coletados em todos os anteparos instalados em determinada 
aplicação de veneno. Neste caso, devido à proximidade entre os anteparos, 
considerar o material capturado em cada anteparo como amostras distintas 
poderia ser considerado um caso de pseudoreplicação espacial.
Batirolla et al. (2004) utilizou funis de 1m de diâmetro para a realização 
de um estudo sobre a ecologia de comunidade de aranhas de Attalea phalerata 
Mart. (Arecaceae) (Figura 35), e como produto nebulizado, empregou 
Lambdacialotrina a 0,5% (Icon®), um piretroide sintético não residual, diluído 
em óleo diesel a uma concentração de 1%, e associado ao sinergista (DDVP 
0,1%), para aumentar o efeito de queda sobre os organismos, diminuindo o seu 
deslocamento. Diferentemente, Costa et al. (2010) utilizou anteparos de 1,5 x 4 
metros para capturar os indivíduos que caíram das copas das árvores após a 
aplicação da nebulização (Figura 36). 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 125
Em ambos os trabalhos, a realização da nebulização ocorreu no período 
da manhã, devido a uma circulação de ar menos intensa, permitindo que a nuvem 
de inseticida subisse vagarosamente através do dossel, conforme proposto por 
Adis et al. (1998).
Figura 35: Nebulização da copa de Attalea phalerata Mart. (Arecaceae), para a 
coleta de Araneae durante o período de cheia no Pantanal matogrossense.
Fonte: Batirolla et al. (2004).
Figura 36: Etapas da metodologia de coleta de artrópodes com termonebulização 
de colas. A: Preparação da área de coleta e disposição dos anteparos de 1,5 x 
4 metros; B: Aplicação do veneno utilizando um termonebulizador; C: Fumaça 
direcionando-se para a copa das árvores acima dos anteparos; D: Pesquisadores 
recolhendo os indivíduos coletados.
Fonte: S. C. Dias.
126 UNIDADE 2
MÉTODOS DE PREPARAÇÃO DE INVERTEBRADOS PARA FINS 
CIENTÍFICOS E/OU DIDÁTICOS
 A seguir, são descritos alguns métodos de preparação, montagem 
e organização de invertebrados para fins científicos e/ou didáticos como, por 
exemplo: montagem de insetos, preparação de artrópodes em resina para práticas 
didáticas, montagem de crustáceos e fixação de invertebrados aquáticos, entre 
outros.
Métodos para sacrificar e fixar artrópodes
 Insetos adultos e aracnídeos devem ser mortos imediatamente ao serem 
capaturados, para evitar que fiquem se batendo no interior do tubo de captura. 
Para realizar esta tarefa, pode-se utilizar álcool 70% ou gases mortíferos.
O fixador mais utilizado é o álcool 70%. Este pode ser comprado já nesta 
concentração ou, ainda, ser preparado a partir da diluição de álcool 96º GL (70 
cm³ do álcool e 26cm³ de água). Este fixador deve ser utilizado para a fixação de 
aracnídeos, quilópodes, diplópodes, colêmbolos e insetos adultos dos seguintes 
táxons: Thysanura, Mecoptera, Ephemeroptera, Phasmatodea, Isoptera, 
Plecoptera, Dermaptera, Embioptera, Psocoptera, Zoraptera, Hemiptera (apenas 
pulgões, cochonilhas e moscas-brancas), Trichoptera, Hymenoptera (formigas), 
Orthoptera (podem ser também sacrificados com gases tóxicos) e Strepsiptera 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967; GALLO et al., 2002; RAFAEL et al., 2012). 
As ninfas de insetos também podem ser mortas em álcool 70% e são 
mantidas na coleção nesse líquido (GALLO et al., 2002). No caso de diplópodes, 
se o álcool mostrar se tingido, deve ser trocado ((VANZOLINI; PAPAVERO, 
1967).
 Em campo, Acosta et al. (2007) recomendam a utilização de álcool etílico 
80%, pois esta concentração será diluída através da água existente no corpo de 
espécies grandes de opiliões. Tal observação pode ser igualmente estendida a 
outros grupos de invertebrados. Esses mesmos autores afirmam que a utilização 
somente de etanol como fixador para indivíduos grandes ou de corpos moles 
pode resultar em má-preservação de tecidos internos, afetando a aparência do 
tegumento. Para evitar esse efeito, pode-se utilizar um fixador composto por 
12 partes de formalina, 30 partes de álcool etílico absoluto, 2 partes de ácido 
acético glacial e 56 partes de água destilada (ACOSTA et al., 2007). Neste 
caso, os espécimes devem ser mantidos nesta solução por 1,5-2 horas e depois 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 127
transferidos para álcool etílico 80%, para uma fixação final e preservação. Mais 
tempo nesse primeiro fixador enrijecerá demais as articulações (ACOSTA et al., 
2007).
 O sacrifício com a utilização de gases tóxicos é realizado em frascos 
mortíferos ou vidros letais (Figura 36). Os insetos das ordens Diptera, Odonata, 
Neuroptera, Coleoptera, Hemiptera, Hymenoptera e Lepidoptera devem ser 
mortos dessa maneira (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967; ALMEIDA et al., 1998; 
GALLO et al., 2002). Estes podem ser preparados de diversas formas (ver Figura 
36); porém, independente do modelo utilizado, deve-se colocar uma etiqueta nos 
mesmos, com uma advertência escrita com letras grandes: VENENO. Isso ajuda 
a diminuir o risco de acidentes. A seguir, são descritos três modelos de vidros 
letais, um que utiliza cianeto (de cálcio, de sódio ou de potássio), outro que utiliza 
acetato de etila:
Vidro letal com cianeto: 
Coloca-se no fundo de um frasco uma camada de aproximadamente 
1cm de cristais de cianeto de cálcio, cianeto de sódio ou cianeto de potássio 
(Figura 36A). Sobre esta, deve ser colocada uma camada mais fina de 
serragem. A camada de serragem deve ser separada de uma quarta camada, a 
ser adicionada depois, por uma rodela de papelão não muito grosso. A quarta e 
última camada deve ser preparada com gesso em pó, misturada à água e deve 
ter aproximadamente 1,5cm de espessura. Quando o gesso estiver quase seco, 
deve ser perfurado com auxílio de um alfinete grosso, para que o gás cianeto 
passe para a porção superior do vidro e mate os insetos. Assim, o cianeto começa 
a agir apenas quando os primeiros insetos são colocados no vidro (ALMEIDA et 
al., 1998). 
Recomenda-se a colocação de tiras de papel absorvente dentro do 
frasco para evitar que os insetos se choquem (danificando uns aos outros), e 
para controlar o excesso de umidade do vidro. É importante proteger a parte 
inferior do vidro com esparadrapo ou adesivos para que, caso o vidro caia e 
quebre, o veneno não se espalhe(ALMEIDA et al., 1998).
As principais vantagens deste tipo de vidro letal são: (a) a ação do cianeto 
dura muito tempo, não sendo necessária a reposição de veneno; (b) o cianeto 
mata quase instantaneamente; (c) os insetos não são colocados em contato 
direto com o veneno. Por outro lado, o uso desta técnica é desaconselhável ou 
deve ser utilizada com extremo cuidado, visto que o cianeto é uma substância 
128 UNIDADE 2
química muito tóxica. Assim, sempre se devem utilizar luvas, pinças e máscaras, 
afastando-se o produto o mais longe possível do rosto. Além disso, alguns 
insetos mortos com cianeto podem perder a coloração e endurecer depois de 
algum tempo. 
Vidro letal com líquido tóxico: 
Uma maneira mais fácil de fazer um vidro letal é colocar no fundo de um 
frasco uma camada de algodão, gesso ou cortiça picada, e sobre esta, um círculo 
de cortiça com cortes laterais recoberta com papel absorvente para receber as 
dejeções dos insetos e o excesso do veneno (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967; 
ALMEIDA et al., 1998; GALLO et al., 2002). Nesse frasco, coloca-se um pouco 
de éter, acetato de etila ou clorofórmio e tampa-se bem. 
Outra maneira mais prática de preparar o frasco consiste em comprimir 
apenas algodão no fundo, que será embebido pelo líquido mortífero, tampando 
bem o frasco (Figura 37B-C). A utilização desses líquidos mortíferos, em 
comparação ao cianeto, é vantajosa, por não alterar a pigmentação dos insetos, 
matar rapidamente e não ser muito tóxico (para o homem). Por outro lado, 
como esses venenos evaporam-se, é necessário renová-los periodicamente 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967; ALMEIDA et al., 1998). 
 Para o caso de Lepidoptera (borboletas e mariposas), pode-se realizar 
o sacrifício dos indivíduos comprimindo-se com os dedos os lados do tórax, sem 
Figura 37: Vidros letais para coletas entomológicas. A: Vidro letal com cristais de cianeto; B: Vidro 
legal com acetato de etila; C: Tubo coletor com éter ou clorofórmio.
Fonte: A,B: Almeida et al. (1998); C: Paravero e Vanzolini (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 129
tocar as asas, e colocando-os em envelopes entomológicos com os dados de 
coleta. 
No caso de Odonata (libélulas), depois de coletada, a libélula é colocada 
em envelope entomológico por algumas horas (GALLO et al., 2002). Em seguida, 
é imersa brevemente em acetona; retira-se, distendem-se as pernas e levantam-
se as asas; coloca-se novamente em envelope e novamente na acetona (16 a 24 
horas). Depois, o exemplar é retirado e exposto por vários dias em local seguro 
(principalmente contra a ação de formigas) para evaporação da acetona. A libélula 
é colocada depois num envelope entomológico com os dados de coleta e este é 
mantido em gavetas entomológicas (GALLO et al., 2002). Os envelopes devem 
ser resistentes e transparentes, por exemplo, de papel celofane. Há envelopes 
prontos, padronizados, que podem ser adquiridos em lojas especializadas na 
venda de material entomológico. 
Vanzolini e Papavero (1967) recomendam, ainda, sacrificar borboletas 
e mariposas injetando nelas uma quantidade suficiente (algumas gotas para 
insetos pequenos, até alguns centímetros cúbicos para maiores) de um líquido 
conservador composto por ácido acético glacial (1cm³), formol (2cm³), glicerina 
(10cm³), álcool etílico 95% (12cm³), água destilada (75cm³) e nipasol sódico 
(5cm³). Este líquido, além de promover a morte do animal, ainda conserva a 
elasticidade do inseto, tornando-o pergamináceo, e preserva as estruturas 
internas. É aconselhável para qualquer inseto volumoso, especialmente aqueles 
de abdômen bem desenvolvido. Após a morte do inseto com esse fixador, as 
asas devem ser estendidas, pois se elas endurecerem fechadas, nunca mais 
poderão ser abertas (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
 Larvas e lagartas de insetos devem ser mortas em água quente, isto 
é, devem ser mergulhadas na água quente e retiradas em seguida. Dessa 
forma, elas morrem com o corpo e apêndices distendidos. Não devem nunca 
ser colocadas diretamente no álcool, pois assim ficam com o corpo e apêndices 
encolhidos. Depois de mortas na água quente, podem ser transferidas para 
álcool 70%. Entretanto, para melhor conservação, antes de serem transferidas 
para o álcool, devem ser passadas num outro fixador, por exemplo, o KAAD (1 
parte de querosene; 7-9 partes de álcool 96%; 1 parte de ácido acético; 1 parte 
de dioxana). As larvas devem ficar nesse fixador durante 12 a 24 horas, sendo 
depois transferidas para o álcool 70%. O KAAD é indicado principalmente para as 
larvas de Hymenoptera, Diptera, Coleoptera e Neuroptera, e para as lagartas de 
Lepidoptera (GALLO et al., 2002). Pode-se utilizar também um fixador chamado 
KAA, preparado com 1 parte de querosene, 10 partes de álcool isopropílico e 2 
130 UNIDADE 2
partes de ácido acético glacial (ALMEIDA et al., 1998).
Outro fixador que pode ser usado para larvas e lagartas é o líquido de 
Pampel (água destilada 30 partes; ácido acético glacial 4 partes; formaldeído 
40% 6 partes; álcool etílico 96% 15 partes, adicionado por último), seguindo-se 
as etapas: (1) anestesiar as larvas (ou lagartas) em acetato de etila por pouco 
tempo (até que cessem os movimentos); (2) transferir para a água quente (tirar 
a água do fogo após fervura) por alguns segundos e remover as larvas da água 
antes que fiquem infladas; (3) perfurar cada larva 1 ou 2 vezes entre os segmentos 
abdominais com alfinete entomológico, para evitar deformações osmóticas; 
(4) colocar no líquido de Pampel (1 ou 2 dias); (5) transferir novamente para o 
líquido de Pampel (1 ou 2 semanas); e (6) conservar em álcool 80% (GALLO et 
al., 2002).
 A fixação de crustáceos recém-coletados não apresenta nenhuma 
dificuldade, pois tanto o formol a 4%, como o álcool a 70% são ótimos fixadores 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). Os caranguejos não devem ser mortos em 
massa, pois na agonia, mutilam-se mutualmente. Devem ser sacrificados 
por imersão no fixador, isoladamente ou aos dois ou três. Os tatuzinhos são 
usualmente fixados e conservados em tubinhos com álcool etílico a 70% 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Preservação e armazenamento temporário de insetos
 Frequentemente, não há tempo para o preparo e a estocagem de 
insetos logo após a sua coleta e morte. Há várias maneiras de mantê-los em 
boas condições até que possam ser preparados adequadamente. O método a 
ser utilizado depende do tempo em que os exemplares permanecerão estocados 
até a montagem final. Existem três métodos principais para armazenamento 
temporário de insetos: refrigeração, preservação em via líquida e preservação 
em via seca, descritos a seguir.
Refrigeração: 
Insetos de tamanho médio a grande, devidamente acondicionados em 
recipientes, podem ser deixados em um refrigerador por vários dias, e ainda 
permanecerem em boas condições para serem alfinetados. Certa umidade deve 
estar presente no recipiente para que esses espécimes não se tornem secos 
demais, mas esta não deve ser elevada para que não haja condensação de 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 131
água. Para as asas de insetos pequenos, mesmo pequenas gotículas podem 
ser muito prejudiciais. Papel absorvente colocado entre os insetos e o fundo do 
recipiente auxiliará na manutenção de baixa umidade (ALMEIDA et al., 1998).
Preservação temporária em via líquida: 
Insetos podem ser mantidos em álcool ou outros líquidos apropriados por 
vários anos, antes de serem alfinetados. Para alguns grupos, no entanto, como 
mosquitos da família Culicidae, borboletas e mariposas, não é recomendada a 
preservação em via líquida. Esses insetos são bastante frágeis e têm cerdas 
longas e escamas que são danificadas com esse tipo de preservação. Essas 
escamas e cerdas são importantes na identificação de espécies e fazem muita 
falta quando perdidas (ALMEIDA et al., 1998). 
Para a realização deste tipo de armazenamento, recomenda-se a 
utilização de álcool etílico 70%, embora alguns grupos devam ser preservados 
em concentraçãomaior de álcool, tais como Hymenoptera parasitoides, que 
requerem álcool etílico 95%. Isto se faz necessário para prevenir o dobramento 
das asas e o enrugamento das partes mais moles do corpo do inseto. 
Se o álcool etílico utilizado tiver concentração abaixo do necessário para 
a preservação, poderá haver o aparecimento de bactérias e deterioração do 
material. Em situação oposta, um líquido conservante em concentração acima 
do recomendado poderá levar ao enrugamento e à danificação dos exemplares, 
exceto em alguns casos de insetos com o corpo muito rígido (ALMEIDA et al., 
1998).
Preservação temporária em via seca:
Embora seja preferível alfinetar insetos recém-coletados, os métodos 
de preservação a seco, como a utilização de mantas e envelopes ou triângulos 
de papel, têm sido amplamente utilizados. Estes métodos são utilizados 
preferencialmente para Lepidoptera, alguns grupos de Trichoptera, os Diptera 
da família Tipulidae, Neuroptera e Odonata, cujos representantes possuem asas 
grandes e frágeis (ALMEIDA et al., 1998).
O papel utilizado para a confecção dos envelopes e mantas pode ser o 
manteiga ou jornal. Este último, apesar de não ser transparente, tem a vantagem 
de ser absorvente e conservar por mais tempo os insetos, eliminando o excesso 
de gordura de seus corpos (ALMEIDA et al., 1998). Envelopes ou triângulos são 
132 UNIDADE 2
confeccionados com tiras de papel de tamanhos variados e dobrados conforme 
esquema das Figuras 38A-D.
As mantas entomológicas podem ser preparadas com duas tiras de papel 
com 30 x 10 cm, superpostas e dobradas em sequência alternada, como indicado 
na Figura 38. No quadrado central, formado pela sobreposição das tiras, deve 
ser acomodada uma camada fina de algodão bruto, onde serão dispostos os 
insetos (Figura 38A). O algodão comum não é aconselhável, pois os apêndices 
dos insetos podem ficar presos nas suas fibras, quebrando-se no manuseio. Na 
falta de algodão bruto, devem-se utilizar lenços de papel absorvente (ALMEIDA 
et al., 1998).
Em cada envelope, triângulo ou manta contendo insetos, não se deve 
esquecer de colocar uma etiqueta com os dados de coleta, tais como localidade, 
data da coleta, nome do coletor e outras informações que se julgarem importantes 
para o estudo feito (ALMEIDA et al., 1998).
 
Montagem, preservação e armazenamento permanente de insetos
Em condições ideais, é importante que os insetos sejam corretamente 
preparados e montados, e nessas condições, eles podem ser preservados por 
centenas de anos nas coleções, e disponíveis para manuseio e estudo com 
baixo risco de dano a partes do corpo (ALMEIDA et al., 1998). Assim como a 
preservação temporária, há métodos de preservação permanente de insetos em 
vias seca e líquida. 
Figura 38: Triângulo de papel para armazenamento temporário de insetos. 
A-D: Sequência de dobras.
Fonte: Almeida et al. (1998). Modificado.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 133
Os exemplares secos são geralmente montados de duas formas: 
alfinetagem direta ou “dupla montagem”. Alguns insetos, como afídeos 
(Homoptera) e colêmbolos, por serem de tamanho reduzido e frágeis, são 
montados de maneira especial, diretamente em lâminas (ALMEIDA et al., 1998). 
No entanto, muitas vezes, o pouco tempo que o corpo de insetos 
permanece em mantas ou envelopes é suficiente para desidratá-los, tornando-
os secos e quebradiços. Por isso, antes da montagem, os insetos devem ser 
colocados em uma câmara úmida. Isto é suficiente para reidratar os exemplares, 
tornando-os maleáveis, de modo que eles possam ser alfinetados e seus 
apêndices, posicionados de forma correta, sem que se partam (ALMEIDA et al., 
1998).
 As câmaras úmidas podem ser confeccionadas com recipientes de 
diversos tipos, dando-se preferência àqueles baixos (5-20 cm de altura), com 
abertura larga e tampa que não permita a entrada de ar (Figura 40). O fundo 
do recipiente deve ser forrado com areia úmida e uma pequena quantidade de 
fenol ou pequenos cristais de naftalina, para que não haja a proliferação de 
fungos. Sobre a areia pode ser colocado papel filtro ou papel jornal, onde serão 
arranjados os insetos para que amoleçam. O tempo para o amolecimento pode 
Figura 39: Manta entomológica. A-D: Modelo para elaboração.
Fonte: Almeida et al. (1998).
134 UNIDADE 2
variar de horas até dias, mas pode ser acelerado, colocando-se uma lâmpada 
para aquecimento de todo o ambiente interno (ALMEIDA et al., 1998).
Alfinetagem direta:
A alfinetagem é o melhor processo para a conservação de insetos com 
corpo muito esclerotinizado. Os alfinetes entomológicos possuem características 
especiais, como o tipo de aço, comprimento, flexibilidade e material especial para 
a cabeça, que os tornam particularmente apropriados para seu uso em coleções 
de insetos. Eles têm espessura variável, adequada aos diversos tamanhos de 
insetos (variando dos mais finos – 000, 00, 0 aos mais grossos – de 1 a 7). De 
modo geral, o alfinete é inserido verticalmente no escudo, de modo que fique 
em um ângulo de 90º em relação ao eixo longitudinal do corpo do inseto, entre 
o primeiro e o segundo par de pernas, tomando cuidado para que o alfinete não 
as danifique (Figura 40).
 Todos os exemplares devem ser posicionados a uma mesma altura, 
cerca de 1,0cm abaixo da cabeça do alfinete. Isto é indispensável para que, ao 
se pegar a cabeça do alfinete, haja espaço para que as pontas dos dedos não 
toquem e quebrem o exemplar. Para facilitar essa tarefa, existem blocos especiais 
de madeira ou aço, com perfurações em diferentes alturas, que facilitam o ajuste 
da altura do exemplar e de seus vários níveis de etiquetas no alfinete (Figura 41).
Figura 40: Modelo de câmara úmida.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 135
 A perfuração do corpo do inseto sempre traz algum dano às suas 
estruturas morfológicas e os tecidos internos. A vantagem do alfinete é que, 
transpassando verticalmente o exemplar, fica possível observá-lo sob diferentes 
ângulos com grande facilidade. No entanto, é necessário minimizar os danos 
causados pela perfuração. A orientação geral é que não sejam danificadas 
estruturas importantes para que seja possível a correta identificação do material. 
Como organismos bilaterais, boa parte das estruturas dos insetos 
é produzida aos pares. Assim, quase sempre a inserção do alfinete se dá 
ligeiramente deslocada para a direita. Além disso, o tórax é a parte mais resistente 
do corpo, de modo que é onde a perfuração deve ser feita na maior parte dos 
insetos, em especial, no mesotórax (ALMEIDA et al., 1998).
 Alguns grupos de insetos devem ser alfinetados em posições 
apropriadas. Em Blattaria, Ensifera e Caelifera, a perfuração deve ser feita na 
parte posterior do pronoto, logo à direita da linha mediana do corpo (Figura 42A). 
Figura 41: Eixos corretos e incorretos de alfinetagem de insetos.
Fonte: Almeida et al. (1998).
Figura 42: Bloco de madeira para auxiliar a alfinetagem de 
insetos. 
Fonte: Almeida et al. (1998).
136 UNIDADE 2
Em Hemiptera e Homoptera, a perfuração deve ser feita no escutelo, um pouco 
à direita da linha mediana (Figura 42B-C). Em Coleoptera, a perfuração deve ser 
feita no élitro direito, próximo à sua base (Figura 42D). Em Lepidoptera, Diptera 
e Hymenoptera, a perfuração deve ser feita no mesotórax, entre a base das asas 
anteriores, um pouco à direita da linha mediana (Figura 42E-F) (ALMEIDA et al., 
1998). 
Logo após a alfinetagem, antes que os insetos sequem completamente, 
as antenas, asas e pernas devem ser arranjadas de forma que fiquem bem 
visíveis para estudo (Figura 42). Nesse processo, para muitos grupos, são 
utilizadas placas de isopor cobertas com papel para fixação do exemplar, e 
alfinetes que, cruzados, facilitarão a acomodação dos apêndices na posição 
adequada (ALMEIDA et al., 1998). Em Lepidoptera, são utilizados esticadores, 
tábuas de distensão confeccionadas conforme Figura 43A. As borboletas são 
alfinetadasem um sulco no centro da tábua e, com auxílio de tiras de papel 
e alfinetes, as asas são distendidas e presas junto à tábua (Figura 43B-D), 
sobrepostas às tábuas laterais. 
Quando houver necessidade do uso de coleta para fixação de peças 
quebradas (o que ocorre com frequência), ou durante o processo de dupla 
montagem, a cola deve ser à base de água. Este tipo de cola pode ser facilmente 
dissolvido quando houver necessidade de observação de estruturas taxonônimas 
importantes que se tornaram pouco visíveis após o processo de montagem do 
exemplar. 
Figura 43: Posição correta para inserção do alfinete em vários 
grupos de insetos. A: Orthoptera; B: Homoptera; C: Hemiptera; D: 
Coleoptera; E: Lepidoptera; F: Hymenoptera.
Fonte: Almeida et al. (1998).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 137
Entretanto, para borboletas, mariposas ou outros insetos com escamas 
ou pelos, deve ser usada cola orgânica solvente. Esmalte de unha transparente 
também pode ser utilizado na montagem de pequenos insetos, que podem ser 
removidos com acetona ou thinner (ALMEIDA et al., 1998).
Dupla montagem:
Para pequenos insetos, pode ser utilizada a técnica de dupla montagem, 
pois seriam danificados facilmente ou mesmo destruídos se alfinetados. Assim, 
o exemplar pode ser espetado com um microalfinete que é aposto a um suporte 
de cortiça, o qual é montado em um alfinete maior (Figura 45A). 
Outra maneira de montar insetos pequenos é colando-os no vértice 
dobrado de um pequeno triângulo de papel resistente (Figura 45B), cuja base é 
espetada por um alfinete número 2 ou 3 (ALMEIDA et al., 1998). 
As formigas de tamanho médio ou pequeno não são coladas lateralmente, 
mas descansam sobre a face superior do triângulo, com o abdômen quase 
encostado no alfinete, enquanto pernas e antenas ficam fora do triângulo (Figura 
45C). Como geralmente se coletam séries de uma mesma espécie, o material é 
em parte conservado em via líquida e, em parte, montado. 
Além disso, por economia, montam-se de 3 a 5 formigas num mesmo 
alfinete. Insetos em cópula devem ser espetados juntos (Figura 45D), e o 
alfinete, trazer uma etiqueta indicando esse fato (VANZOLINI; PAPAVERO, 
1967). No caso de insetos de corpo muito alongado, a montagem é feita sobre 
dois triângulos, como indicado na Figura 46 (ALMEIDA et al., 1998).
Figura 44: Uso de outros alfinetes para posicionar corretamente apêndices 
dos insetos.
Fonte: Almeida et al. (1998).
138 UNIDADE 2
Figura 45: Montagem de Lepidoptera. A: Esticador ou tábua de distensão; B-D: 
Seqência de posicionamento das asas e antenas.
Fonte: Almeida et al. (1998).
Figura 46: Dupla montagem de insetos em diversas situações. A: Inseto alfinetado com micro-
alfinete; B: Inseto colado no verso de dobra em cartolina; C: Formigas montadas em um mesmo 
alfinete; D: Percevejos em cópula.
Fonte: A,B: Almeida et al. (1998); C,D: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 139
Montagem em lâminas:
Pulgões são muitas vezes coletados diretamente das plantas com auxílio 
de um pincel e colocados em álcool 95% ou 70%. Ambas as formas, áptera e 
alada, são necessárias para o reconhecimento das espécies e, para isto, precisa-
se preparar lâminas, o que inclui a maceração, desidratação e clarificação dos 
espécimes. Estas etapas precedem a montagem permanente da lâmina com 
bálsamo do Canadá. Há inúmeras técnicas diferentes de preparação de lâminas 
permanentes, que variam conforme necessidades específicas (ALMEIDA et al., 
1998).
 Em uma destas técnicas, vários exemplares devem ser colocados 
em tubo de ensaio com álcool 70% e fervidos em banho-maria de um a dois 
minutos; retira-se o álcool com o auxílio de uma pipeta de ponta fina, e adiciona-
se hidróxido de potássio ou sódio a 10%, deixando-se ferver lentamente por 
mais um ou dois minutos, até que os insetos fiquem levemente mais claros; 
retira-se a solução, colocando-se em seu lugar água destilada para lavar o 
excesso de potassio ou sodio, deixando-se em banho-maria por mais 10 minutos 
ou mesmo por várias horas a frio; em seguida, retira-se a água e adiciona-se 
ácido acético glacial por dois a três minutos, deixando-se decantar; retira-
se o líquido e acrescenta-se mais ácido por dois ou três minutos, deixando-
se decantar novamente; adicionam-se algumas gotas de óleo de cravo por, no 
Figura 47: Montagem de insetos de abdômen longo 
com dois triângulos.
Fonte: Almeida et al. (1998).
140 UNIDADE 2
mínimo, 10 minutos antes de proceder à montagem. Um ou dois afídeos devem 
ser transferidos para uma lâmina limpa contendo no centro uma gota de bálsamo 
do Canadá. O exemplar deve ser arranjado rapidamente sobre a lâmina com as 
asas expandidas, antenas e pernas em posição adequada (Figura 47). 
 Pode-se, ainda, diluir levemente o bálsamo com xilol, de maneira a 
facilitar a manipulação do material. Cobre-se com lamínula, apoiada inicialmente 
em ângulo de 45º, para que não haja formação de bolhas de ar. A lâmina, depois 
de montada, deve ser deixada na posição horizontal por várias semanas, até a 
secagem completa do bálsamo. Além dos dados usuais de procedência, outras 
etiquetas devem conter a coloração dos afídeos quando vivos, além de dados 
ecológicos (ALMEIDA et al., 1998). 
Alguns outros grupos, como os Thysanoptera, Collembola e Diptera 
Flebotominae, também devem ser montados em lâmina para facilitar a 
identificação. Além disso, quase todos os estudos mais detalhados de morfologia 
ou sistemática envolvendo insetos pequenos exigem um processo de montagem 
em lâmina para estudo em microscópio (ALMEIDA et al., 1998).
 A conservação permanente em via líquida de insetos é bastante 
semelhante à conservação temporária em via líquida. A grande maioria dos 
insetos pode ser morta e imediatamente fixada, utilizando-se substâncias 
químicas líquidas, tais como o álcool etílico 70% (maioria) ou 95% (para 
Hymenoptera parasitoide). Para alguns grupos, a preservação dá-se de maneira 
mais eficaz adicionando-se outras substâncias ao álcool. Para trips e ácaros 
(que são aracnídeos e não-insetos), pode-se utilizar uma solução de álcool 
etílico com ácido acético glicerinado. 
Outros insetos podem ser preservados com solução de Kahle Dietrich, 
preparada com 55ml de água destilada, 35ml de álcool 95%, 10ml de formol e 
Figura 48: Lâmina permanente de coleções entomológicas. 
Fonte: Almeida et al. (1998). Modificado.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 141
4ml de ácido acético glacial (ALMEIDA et al., 1998). Para a fixação de larvas, 
após a sua morte, seguindo procedimentos adequados já descritos, pode-se 
utilizar álcool etílico 70% ou os fixadores KAA ou KAAD (ALMEIDA et al., 1998; 
GALLO et al., 2002). Estes procedimentos e fixadores encontram-se descritos 
no item Métodos para sacrificar e fixar artrópodes.
 Insetos que vão ser utilizados em estudos anatômicos devem ser fixados 
em Bouin alcoólico, que pode ser preparado com 1g de ácido pícrico, 150ml de 
álcool etílico 80%, 60ml de formol e 15ml de ácido acético glacial. Após a fixação 
nesse meio por cerca de 6 a 24 horas, o inseto deve ser transferido para o álcool 
etílico 70% (ALMEIDA et al., 1998).
 Após a montagem, os insetos devem ser etiquetados e levados à estufa 
por, no mínimo, 24 horas, ou até que seja eliminada a umidade por completo 
(ALMEIDA et al., 1998, 2000). Este procedimento evita o surgimento de fungos 
e insetos sarcofágicos (que atacam cadáveres), impedindo que depois possam 
atacar e destruir toda a coleção à qual esses insetos serão incorporados 
(ALMEIDA et al., 1998, 2012). Os procedimentos para etiquetagem, depósito 
e acondicionamento de espécimes de animais nas coleções científicas serão 
detalhados no Capítulo 6 – Coleções Zoológicas: panorama geral e perspectivas.
Gavetas e armários entomológicos:
Os insetos, desde que armazenados em meio seco, como já mencionado 
anteriormente, são dispostos em armários entomológicos, contendo várias gavetas 
entomológicas. As medidasde cada armário e de cada gaveta são variáveis, 
inexistindo um tamanho padronizado entre todas as coleções entomológicas 
existentes. Armários de vários tipos são utilizados para acondicionamento das 
gavetas. 
As coleções mais antigas estrangeiras utilizam armários de aço fechados 
(ALMEIDA et al., 2012). No Brasil, as coleções tradicionais contêm armários 
fechados de aço, e abertos, confeccionados em madeira com estruturas de 
aço para suporte de gavetas. Atualmente, algumas coleções têm substituído 
tais armários pelos de aço fechados e deslizantes, que possibilitam maior 
aproveitamento do espaço (ALMEIDA et al., 2012).
 Segundo Azevedo-Filho et al. (2007), na coleção entomológica da 
EMBRAPA uva e vinho, são utilizadas gavetas entomológicas com as seguintes 
dimensões: 550 x 550 x 80mm, confeccionados com placas de fibra de madeira de 
média densidade (Medium Density Fiberboard – MDF), com todas as dimensões 
142 UNIDADE 2
e estruturas seguindo os padrões usuais de coleção (BORROR et al., 1992; 
ALMEIDA et al., 1998). Existem, disponíveis no mercado, gavetas entomológicas 
com o tamanho 546 x 460 x 66mm, 546 x 460 x 80mm, 438 x 342 x 80mm de 
comprimento, profundidade e altura, respectivamente (medidas externas), entre 
outros, e ainda produzidos com diferentes tipos de madeira.
 Dentro de cada gaveta entomológica, os espécimes são acondicionados 
em caixas de plástico (poliestireno de alto impacto) ou papelão com fundo 
de isopor, polietileno ou EVA (polímero etileno acetato de vinila – 10mm de 
espessura) (ALMEIDA et al., 2012). 
Cada caixa deve conter uma etiqueta com a identificação do táxon mais 
restrito ao qual o exemplar (ou os exemplares) pertence. As medidas das caixas 
geralmente são de 5 x 10 x 4cm, 10 x 10 x 4cm, 10 x 20 x 4cm de comprimento, 
profundidade e altura, respectivamente (medidas externas). A disposição das 
caixinhas identificadas dentro das gavetas pode seguir um critério alfabético ou 
evolutivo (ALMEIDA et al., 2012).
 
Fixação e conservação de moluscos
 A preparação de moluscos necessita de cuidados deste o seu sacrifício, 
para que os indivíduos sejam mortos de maneira que o fixador penetre bem 
e permita conservar as partes moles, que são essenciais para o estudo 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). 
Os moluscos terrestres que não têm opérculos são convenientemente 
mortos por asfixia. Para isso, são colocados em um vidro totalmente cheio de 
água e fechado hermeticamente. A água é previamente fervida e resfriada e, 
portanto, desprovida de ar. A asfixia é bastante demorada, chegando a demandar 
mais de 24 horas, no caso de exemplares grandes. Como esse tempo é muito 
variável e a decomposição dos moluscos é bem rápida, deve-se acompanhar o 
processo com cuidado, para que as partes moles possam ser conservadas. Os 
animais morrem em distensão, são retirados da água e passados para o fixador 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Este processo é obrigatório para as lesmas, pois impede que morram 
encolhidas e encurvadas; entretanto, como têm a pele pouco permeável, deve-
se praticar um pequeno corte longitudinal no lado direito da face ventral para que 
o fixador penetre melhor (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Nos gastrópodos dotados de concha (caramujos e caracóis), a penetração 
do fixador nem sempre é boa, razão pela qual é aconselhável destacá-los 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 143
da concha. Prendendo o bicho com uma pinça ou um estilete e segurando a 
concha entre o polegar e o indicador, ela é girada no sentido contrário ao do seu 
crescimento, fazendo-se, assim, com que o animal se desenrosque. É preciso 
cuidado nessa operação, pois é necessário que o músculo que prende o animal 
à concha (músculo columelar) se rompa para que o corpo do animal saia. Como 
esse músculo é mais forte do que os demais tecidos do corpo, frequentemente 
os demais tecidos podem ser rasgar. Assim, fica dentro da concha uma parte 
que só pode ser retirada com a fragmentação da concha ou com o início da 
decomposição. A concha e o animal devem ser conservados juntos ou com 
anotações que permitam relacioná-los (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). 
 A fixação imediata, que é, em geral, empregada por quem está 
colecionando outros animais, consiste em lançar moluscos diretamente no 
álcool 70%. Este método tem a desvantagem de causar a morte rápida e, com 
isso, extrema contração muscular, o que prejudica o exame anatômico posterior 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
 Para gastrópodes de água doce, apenas o método da fixação imediata 
pode ser utilizado. Para moluscos operculados (dotados de uma peça córnea 
que tampa com perfeição a abertura da concha), o opérculo cerrado não permite 
a mínima passagem do fixador, resultando em decomposição do indivíduo 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). Para esses animais, o ideal é o processo da 
morte por aquecimento. Este método consiste em colocar os animais em água 
quente (70ºC a 100ºC), dependendo a temperatura e a duração da operação 
diretamente do tamanho dos animais. Para planorbídeos, é suficiente 1 ou 2 
minutos em água a 70ºC, enquanto alguns Strophocheilus resistem até 5 minutos 
na água em ebulição. O calor faz com que o músculo columelar se destaque, 
tornando fácil a extração do corpo (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
 Para a fixação e conservação, os produtos mais utilizados são o álcool 
glicerinado (9 partes de álcool etílico 70% e 1 parte de glicerina), o formol 4% 
e o líquido de Railliet e Henry (93-96 partes de solução fisiológica a 0,8%, 2-5 
partes de formol e 2 partes de ácido acético glacial). No primeiro, as conchas 
podem ser mantidas, enquanto que nos dois outros, não. De um lado, o formol, 
com o tempo, transforma-se em ácido fórmico e descalcifica as conchas. De 
outro, o ácido acético glacial faz o mesmo, ainda mais rapidamente (VANZOLINI; 
PAPAVERO, 1967).
144 UNIDADE 2
Fixação e conservação de helmintos
 Após a captura, os helmintos devem ser conservados vivos até o 
momento de serem fixados. Isto pode ser feito em solução fisiológica preparada 
com cloreto de sódio P.A., diluindo-se 8 ou 16 gramas dessa substância em um 
litro de água, para helmintos de vertebrados e invertebrados, respectivamente. 
Quando mantidos em solução fisiológica, os helmintos não se contorcem 
muito e nem iniciam a postura, ambas as coisas inconvenientes. No caso das 
solitárias muito compridas, não se deve prolongar muito a estadia, porque 
invariavelmente acabam dando nós ao longo do corpo, que não se desmancham 
mais e praticamente inutilizam o helminto para estudos posteriores (VANZOLINI; 
PAPAVERO, 1967).
 Na fixação, procura-se também matar os helmintos na posição em que 
se deseja que permaneçam para estudo. Helmintos mal fixados são difíceis ou 
mesmo impossíveis de estudar. O material fixador de escolha é o formol acético, 
que pode ser preparado com 1 parte de formol, 1 parte de ácido acético glacial e 
8 partes de água destilada (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
 A função do formol é bem fixar e conservar o material. O ácido acético 
evita a criação de fungos e, impregnando o helminto, prepara-o para melhor 
receber o corante, que costuma ser de base ácida. O uso de álcool para conservar 
helmintos é contraindicado para regiões de clima quente, pois a evaporação 
é muito rápida e, além disso, ele absorve água atmosférica, possibilitando a 
maceração e o crescimento de fungos (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
O formol acético é aquecido em um cadinho de porcelana, tubo de ensaio 
ou béquer. Não se devem utilizar recipientes metálicos, pois com o aquecimento 
do formol acético, o ácido ataca o metal, formando sais que, depois de algum 
tempo, escurecem de tal maneira os helmintos que estes ficam praticamente 
inutilizados para estudos (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). 
Existem procedimentos específicos que melhoram o desempenho 
do fixador para nematoides, trematoides, solitárias e acantocéfalos, como os 
citados a seguir:
Nematoides:
 
Aquece-se o formol acético até a formação de bolhas. Despeja-se o 
formol acético quente, deuma vez, na placa de Petri, que contém os nematoides 
vivos. Estes deverão morrer com o corpo esticado. Quando o formol acético não 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 145
está suficientemente quente, os helmintos contorcem se muito e não esticam o 
corpo; é esta a razão porque se usa a menor quantidade possível de solução 
fisiológica na placa com os parasitos vivos. Por outro lado, se o líquido estiver 
quente demais, a distensão é tão violenta que pode haver ruptura de órgãos 
internos (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Trematoides: 
Os trematoides são retirados da solução fisiológica em que se encontram 
com o auxílio de pincéis, e espalhados sobre a face áspera de uma das lâminas 
de vidro junto com o respectivo rótulo. Sobre uma das lâminas, coloca-se 
cuidadosamente outra do mesmo tamanho, com a face áspera voltada para 
dentro, isto é, tocando os parasitos. As faces ásperas impedem que o material 
escorregue para fora das lâminas. 
Quando o material for mais delicado e requerer o uso de lâminas para 
microscopia, cujas faces são lisas, a lâmina que suporta os parasitos leva duas 
tiras de papel nas bordas para impedir fuga do material. Em seguida, pode-se 
prender as duas lâminas uma na outra, comprimindo-as suavemente, sem que 
haja ruptura do corpo dos espécimes. Em alguns casos, pode-se colocar apenas 
um peso leve sobre as lâminas, no caso de espécimes delicados demais. Em 
seguida, as lâminas com os trematoides comprimidos são colocadas em placas 
de Petri e cobertas com formol acético frio, permanecendo pelo menos 30 
minutos, após o que se desamarram as lâminas e se soltam os exemplares com 
um pincel (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Solitárias e acantocéfalos: 
O andamento é o mesmo dos trematoides; porém, a disposição das 
solitárias grandes sobre a lâmina é diferente. Como a cabeça tem grande 
importância para a identificação, muitas vezes havendo necessidade de ser 
estudada em posição frontal, não convém que seja comprimida; assim, é deixada 
fora da lâmina. Se o corpo for longo, pode ser partido em vários pedaços e 
montado em maior número de lâminas, que devem ficar juntas. Acantocéfalos 
exigem cuidado especial apenas para ficarem com a tromba extrovertida, o que 
se consegue por meio da própria compressão (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
 A conservação de helmintos deve ser realizada em frascos de vidro 
fechados com tampas de cortiça, plástico ou vidro. A utilização de algodão para 
146 UNIDADE 2
fechar os frascos deve ser evitada, pois espécimes muito pequenos e brancos 
podem ficar presos nas fibras e serem perdidos. O material deve tomar no 
máximo 1/3 do volume do frasco para não haver insuficiência de formol. Caso 
folhas de cortiça sejam utilizadas, estas não devem entrar em contato com o 
formol acético, caso contrário, o material poderá ficar amarelado (VANZOLINI; 
PAPAVERO, 1967).
Fixação e conservação de planárias terrestres
 Planárias terrestres vivem sobre a vegetação, na terra, sob troncos 
podres, em tocos cortados de bananeiras, túneis de insetos etc. Coletam-se 
manualmente. A terra que adere ao seu muco é lavada com água. Esses animais 
devem ser mortos com água quente, colocando-os em um tubo de ensaio com 
água e aquecendo-se lentamente o tubo. A fixação e a conservação das planárias 
terrestres devem ser feitas em álcool etílico 70%, e colocadas sobre lâmina de 
vidro ou em frascos individualizados (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Fixação e conservação de minhocas
 Minhocas podem ser encontradas cavando-se o solo úmido e, em geral, 
são sacrificadas lançando-as diretamente no álcool etílico 70% ou formol 5%, 
sendo este último o mais indicado (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Preservação de tecidos
 Tecidos têm de ser preservados de maneira particular para permitir 
a extração de DNA. As condições ótimas para armazenagem incluem álcool 
etílico a 95%-100%, congelamento ou retardadores de RNA (RNAlater; para 
pesquisadores que objetivam a extração de RNA ao invés de DNA). Os tecidos 
preservados em etanol 70% geralmente não são úteis para a extração de DNA, 
sendo o ideal levar etanol 95% para campo em recipientes específicos e fixar os 
indivíduos coletados imediatamente com esse líquido (BOYER; GIRIBET, 2007). 
Recomenda-se, ainda, ao retirar amostras de tecidos, promover a esterilização 
dos objetos cirúrgicos (ex.: lâminas de bisturi, pinças, tesouras cirúrgicas etc.) 
para evitar a contaminação da amostra. Esta esterilização pode ser realizada 
através de autoclavagem dos instrumentos, ou mesmo com a utilização de fogo, 
em situações de campo.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 147
O congelamento dos tecidos deve ser realizado o mais rápido possível 
após a coleta, utilizando-se nitrogênio líquido ou gelo seco. Alternativamente, 
para expedições curtas de coleta, podem-se levar os indivíduos vivos para 
laboratório e realizar o congelamento em freezer a -80ºC (BOYER; GIRIBET, 
2007).
 A preservação de tecidos por períodos prolongados para manter o DNA 
estável deve ser realizada em álcool etílico 95%-100% em temperaturas amenas, 
ou pelo menos em condições à prova de fogo. A melhor maneira para garantir 
a segurança contra a degradação a longo prazo de DNA é guardar as amostras 
em etanol a 20ºC ou menos. Boyer e Giribet (2007), por exemplo, armazenam as 
amostras em freezer -80ºC, em frascos bem selados, preferencialmente de vidro 
(para evitar o vazamento de compostos orgânicos do plástico e a evaporação). 
A maioria das coleções de tecidos armazena as amostras a -130ºC e a -150ºC, 
embora elas se mantenham estáveis, indefinidamente, a -70ºC e a -80ºC 
(PRENDINI et al., 2002; BOYER; GIRIBET, 2007).
Preservação de artrópodes em resina (emblocamentos em resina)
A preservação de artrópodes em resina é muito utilizada como souvenir 
(chaveiros, brincos, pingentes), e em algumas culturas são sinal de boa sorte. 
Neste tópico, temos como objetivo preservar artrópodes que possam ser 
manipulados por alunos durante aulas práticas, sem que ocorram danos ao 
exoesqueleto e, ao mesmo tempo, reduza o número de animais sacrificados 
cada vez que o professor de ciências tenha necessidade de ensinar através de 
aula prática.
Ao comprar a resina, é importante observar sempre a data de validade, 
a densidade e a transparência da mesma, para evitar que seja muito velha, 
tenha prováveis impurezas ou que esteja ficando endurecida. O processo de 
endurecimento de resina pode ser contido com o uso de acetona, que, após a 
homogeneização através da mistura dos componentes, solubiliza-a, diluindo a 
sua densidade e tornando-a mais fácil para manuseio.
 Para melhores resultados, devem ser utilizados, preferencialmente, 
animais recentemente capturados. Clorofórmio, éter e formol são utilizados 
para anestesiar e sacrificar os animais; no entanto, não reagem bem com a 
resina e geram imperfeições. Bons resultados são obtidos com animais fixados, 
preferencialmente, em álcool 70%.
148 UNIDADE 2
A escolha do molde ideal deve ser feita observando o tamanho relativo 
da peça que se pretende preservar, levando sempre em consideração um molde 
de boa resistência, visto que a resina, no processo de polimerização, gera muito 
calor, fazendo com que derreta materiais mais frágeis. Além disto, a superfície 
para montagem do molde deve ser lisa, para que auxilie o desmolde da peça ao 
final de todo o processo de preservação. Após a escolha do molde, aplica-se um 
desmoldante em toda a área de modulação e aguarda-se entre 10 e 20 minutos. 
A técnica de montagem deve evidenciar características de partes 
peculiares do artrópode, que foi previamente montado sem fazer uso de alfinete 
em seu corpo, pois o local do furo gera bolhas durante a resinagem. Caso o 
artrópode a ser fixado apresente proporções grandes (e.g. antenas, apêndices 
locomotores), depois de retirada do líquido de preservação (álcool 70%), 
devem-se mergulhar as peças em banhos gradativos de acetona 50%, 70% e 
100% durante 20 minutos, aproximadamente, em cada concentração,antes do 
processo de montagem e secagem.
O procedimento de secagem da peça é muito importante antes de 
imergi-lo em resina. Neste procedimento, a peça ganha ar em seu interior. 
Quando algumas peças de artrópodes que possuem abdômens grandes, como 
as aranhas e outros, têm grande tendência de murchar, descaracterizando a 
peça. Neste caso, faz-se necessário o banho em xilol (70% e 100%) durante 20 
minutos, aproximadamente, antes do processo de montagem e secagem. Em 
seguida, aplica-se parafina liquefeita no abdômen, banha-se a peça em água 
gelada, e retomam-se os processos de secagem e montagem. 
 A preparação da primeira camada de resina deverá ser realizada 
em recipiente descartável, com uso de suportes de mistura (espátulas). O 
principal objetivo de se fazer uma primeira camada é criar uma superfície de 
posicionamento para fixação da peça. Sendo assim, no recipiente descartável 
de mistura derramamos resina suficiente para confecção da superfície; e, em 
seguida, com o uso de conta-gotas, pinga-se de 3 a 5 gotas de polimerizante 
(conforme indicação do fabricante). Os rótulos ou etiquetas de identificação 
podem ser inseridos com letra sete, ou decalque de letras que são montados na 
resina endurecida, nesta etapa da técnica.
 Após a mistura, derrama-se a primeira camada no molde e aguarda-
se a polimerização desta. No momento da homogeneização da resina com o 
polimerizador, criam-se bolhas de ar na resina. Quando derramamos a resina no 
molde, fica evidente a importância da menor densidade da resina, pois as bolhas 
de ar sobem mais facilmente e poderão ser retiradas por meio de palitos de 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 149
dentes ou instrumentos similares. Quando se estiver fixando artrópodes alados, 
deve-se atentar para a formação de bolhas de ar embaixo das asas. 
 Após a polimerização da mesma, coloca-se a peça em água; retira-
se o molde; acertam-se as margens da resina endurecida com instrumento de 
desbaste ou cortante; e, por fim, lixa-se com lixa d’água de acabamento de nº 
600, evoluindo para nº 1200. Posteriormente, inicia-se o processo de polimento 
da peça resinada.
EXERCÍCIOS DE FIXAÇÃO
1. Diferencie métodos passivos e ativos para coleta de invertebrados, 
exemplificando-os.
2. Compare os pares de métodos de coleta de invertebrados listados abaixo, 
enumerando os fatores positivos e os negativos da utilização de cada um deles 
para um mesmo grupo de quaisquer animais:
 a) Extrator de Winkler e funil de Berlese
 b) Funil de Lindgren e ecletor de tronco
 c) Guarda-chuva entomológico e termonebulizador de copas
 d) Armadilhas de queda e armadilhas de interceptação e de queda
 e) Coleta manual noturna e coleta manual diurna
 f) Armadilhas de atração com iscas de frutas e de pulmão bovino
 g) Armadilha tipo CDC e armadilha tipo Luiz de Queiroz
3. Quais fatores podem influenciar a aplicação:
 a) de métodos ativos de coleta?
 b) de métodos passivos de coleta de artrópodes de solo/serapilheira?
 c) de métodos passivos de coleta de artrópodes de vegetação abustiva/
arbórea?
4. Diferencie e exemplifique métodos de preservação de invertebrados em meio 
seco e em meio líquido.
5. O que é dupla montagem de insetos e quais os principais métodos possíveis 
para este procedimento?
150 UNIDADE 2
6. Como realizar a fixação de um caracol de forma que as partes moles do corpo 
fiquem em condições ideais para estudos posteriores?
7. Como realizar a preservação de tecidos de invertebrados para estudos 
moleculares?
8. Associe os grupos de insetos listados na coluna da esquerda com as posições 
adequadas de alfinetagem para cada um deles, listados na coluna da direita. As 
posições anatômicas listadas podem aparecer uma, mais de uma ou nenhuma 
vez.
8. Associe os grupos de insetos listados na coluna da esquerda com as 
posições adequadas de alfinetagem para cada um deles, listados na coluna 
da direita. As posições anatômicas listadas podem aparecer uma, mais de 
uma ou nenhuma vez.
TÁXONS DE INSETOS
( ) Abelha
( ) Barata
( ) Barbeiro
( ) Besouro
( ) Borboleta
( ) Formiga leão adulta (neuróptero)
( ) Grilo
( ) Libélula
( ) Louva-a-Deus
( ) Mariposa
( ) Mosca
( ) Percevejo
POSIÇÕES DE ALFINETAGEM
1. Perfuração na parte posterior do 
pronoto
2. Perfuração no escutelo
3. Perfuração no élitro direito
4. Perfuração no élitro esquerdo
5. Perfuração no protórax 
6. Perfuração no mesotórax
7. Perfuração no metatórax
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 151
CAPÍTULO 5: MÉTODOS E TÉCNICAS DE COLETA E 
PREPARAÇÃO DE VERTEBRADOS
Mauro Sérgio Cruz Souza Lima e 
 Leonardo Sousa Carvalho
Os vertebrados englobam animais facilmente reconhecidos pela 
população em geral: peixes, répteis, anfíbios, mamíferos e aves. Eles formam 
um grande grupo de animais que podem ser capturados utilizando-se uma 
grande diversidade de métodos de coleta; porém, preparados e preservados de 
maneira semelhante.
Alguns desses animais (ex.: grandes mamíferos), em geral, não são 
facilmente vistos na natureza, sendo animais com hábitos discretos, com 
atividade crepuscular e noturna. Quando são observados, sua identificação é, 
na maioria das vezes, dificultada pela distância do observador e pela brevidade 
da visualização. Para isso, existem métodos indiretos de amostragem de 
vertebrados (ex.: análise de fezes, rastros e pegadas), além de métodos 
passivos de amostragem (ex.: armadilhas fotográficas), que permitem o registro 
de espécies crípticas destes seres.
A coleta de vertebrados é variável segundo o fim a que se destina o 
estudo. O zoólogo envolvido em estudos de anatomia comparada necessita 
do sacrifício animal. Porém, deve considerar os dispositivos da Lei 11.974 de 
08/10/2008, além de, obrigatoriamente, ter autorização e registro no Sistema de 
Autorização e Informação em Biodiversidade (SISBIO), instituídos pela Instrução 
Normativa Nº 154, do ICMBio, de 01 de março de 2007, em caso de haver 
captura e coleta de animais silvestres, ou de um Comitê de Ética em Pesquisa 
com Seres Vivos, em caso de animais de laboratório. 
Independente do interesse de estudo, a autorização no SISBIO é 
obrigatória, e poderá o infrator sofrer penalidades. Além disso, deve-se seguir, 
ainda, os procedimentos e métodos de eutanásia em animais, estabelecidos pela 
Resolução Nº 714, de 20 de junho de 2002, do Conselho Federal de Medicina 
Veterinária (CFMV). 
Estudos taxonômicos buscam obter amostras adequadas de cada 
população, para se avaliar a variabilidade específica. O perímetro de distribuição 
geográfica da espécie e o local de maior densidade populacional é que 
estabelecerão o número de indivíduos a serem coletados, ocorrendo o sacrifício 
de alguns animais, estes podem ser depositados em coleções zoológicas 
credenciadas, como por exemplo: Museu Paraense Emílio Goeldi – Belém/PA; 
Museu Nacional do Rio de Janeiro – Rio de Janeiro/RJ; Museu de Zoologia da 
152 UNIDADE 2
Universidade de São Paulo – São Paulo/SP; Coleção de História Natural da 
Universidade Federal do Piauí – Floriano/PI etc.
Em estudos ecológicos, não haverá necessidade de sacrifício, e os 
registros poderão ser digitais (vídeos, fotos e sons). Em estudos direcionados 
à autoecologia ou à sinecologia, os sinais típicos do animal durante seu repasto 
e deslocamento ficam no ambiente, tais como: rastros, fezes, tocas, e restos 
alimentares. Estes, quando interpretados, podem fornecer uma identificação 
segura do animal que o produziu e fornecer dados para a conservação, manejo 
e ecologia da espécie.
No presente capítulo são apresentados diversos métodos e técnicas 
para estudos na área de zoologia de vertebrados, tais como peixes, anfíbios, 
répteis, mamíferos e aves.
MÉTODOS DE COLETA DE VERTEBRADOS 
A seguir, são apresentados diversos métodos de coleta de vertebrados 
envolvendo métodos passivos ou ativos, diretos ou indiretos. É importante 
ressaltar que, em levantamentos faunísticos, o uso de métodos complementares 
permite quea amostragem realizada seja mais eficiente, já que possibilita a 
captura de maior número de espécies em um intervalo de tempo menor (LYRA-
JORGE; PIVELLO 2001, UMETSU et al., 2006; CARMIGNOTTO; AIRES, 2011).
1. Balde com Báscula
 Os pequenos mamíferos podem ser capturados com armadilhas 
preparadas em campo, como armadilhas de tampa basculante. Corte a tampa de 
uma grande lata e faça uma dobradiça de arame no ponto central, de equilíbrio. 
Qualquer animal que andar sobre a tampa cairá dentro da lata. A lata deve estar 
enterrada ao nível do solo e a tampa, estar camuflada com gravetos e terra solta 
(Figura 48)
2. Armadilhas de interceptação e de queda (pit-fall traps) 
 Essas armadilhas são comumente utilizadas com uso de baldes ou 
caixas de armazenamento de água. O balde deve ter capacidade mínima de 
20 litros, e as estações podem ser dispostas em linhas ou em forma de Y. Na 
disposição em formato de Y, cada estação de armadilhas de interceptação e de 
queda é composta por quatro baldes enterrados no solo, sendo um central e os 
outros três dispostos a quatro metros de distância dele, isto é, nos vértices de um 
triângulo equilátero imaginário (CARMIGNOTTO; AIRES, 2011). Uma lona de 50 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 153
cm de altura é esticada perpendicularmente ao solo, unindo o balde central aos 
outros três e funcionando como cerca-guia, como descrito na disposição radial 
em Cechin e Martins (2000). Essa lona fará com que o animal, ao encontrar o 
obstáculo, desloque-se lateralmente até que ocorra a queda (Figuras 49-51).
O tamanho relacionando diâmetro e profundidade dos baldes utilizados 
determinará o tipo de animal a ser interceptado. Animais maiores podem 
eventualmente fugir das armadilhas. Através deste método de amostragem, pode-
se coletar um grande número de vertebrados, como mamíferos (especialmente 
roedores e marsupiais), répteis (Figura 51) e anfíbios, além de invertebrados 
(aracnídeos, quilópodes, diplópodes, crustáceos, insetos etc.). 
Segundo Umetsu et al. (2006), armadilhas de interceptação e de queda 
são eficientes na captura de espécies raras e de indivíduos jovens, provavelmente 
porque eles são menos seletivos e, então, essensiais para o inventariamento 
da rica e pouco conhecida fauna de pequenos mamíferos dos trópicos, e para 
estudos demográficos.
De acordo com Ribeiro-Júnior et al. (2011), a utilização de baldes de 35 
litros apresenta um melhor custo-benefício para amostragem exclusiva de répteis 
e anfíbios. No entanto, em estudos multitaxonômicos, recomenda-se a utilização 
de baldes com pelo menos 100 litros, pois estes permitem a amostragem de 
maior número de espécies de mamíferos (RIBEIRO-JÚNIOR et al., 2011). 
Ainda de acordo com esses autores, a forma de disposição das armadilhas (em 
formato de linha ou de Y) não apresenta influência sobre o número de espécies 
amostradas de répteis, anfíbios ou mamíferos.
Figura 49: Balde enterrado com tampa em báscula coberta com pedriscos e gravetos.
Fonte: Durrell e Durrell (1996). Adaptado.
154 UNIDADE 2
3. Armadilhas tipo gaiolas
 Essas armadilhas são métodos passivos para amostragem de pequenos 
mamíferos (roedores e marsupiais), utilizando-se equipamentos feitos de metal 
para capturar os indivíduos. Os modelos mais utilizados são os de Longworth 
(Figura 51A), Shermann e Tomahawk (Figura 51B-D). Essas armadilhas 
possuem tamanhos e formas variados; porém, todas possuem o mesmo modo 
de operação: há a colocação de uma isca para atrair os indivíduos de mamíferos 
que, ao entrarem na armadilha ou consumirem a isca, disparam um gatilho 
que fecha a porta da mesma, prendendo, assim, o animal em seu interior. Esta 
metodologia considera que os animais estão famintos e também curiosos. 
Podem-se utilizar hortaliças, grãos e sementes para herbívoros; carne crua para 
carnívoros; ou, ainda, misturas feitas com substâncias de cheiro forte e atrativo 
para espécies onívoras.
Figura 50: Desenho esquemático de uma armadilha de interceptação e 
de queda, instalada em formato de Y, em vista superior (a) e em corte (b).
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 155
Figura 51: Armadilhas de interceptação e de queda, instaladas em formato de Y (A) e em linha (B).
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
156 UNIDADE 2
Carmignotto e Aires (2011), por exemplo, utilizaram uma isca que visava 
a atrair espécies que apresentam dietas variadas. A isca foi constituída por uma 
mistura de pasta de amendoim, sardinha e fubá, e uma rodela de mandioca 
colocada nas gaiolas como suporte. Nesse mesmo trabalho, os autores utilizaram 
armadilhas com três tamanhos distintos: 7,5x8,5x23cm, 10x12x37,5cm e 
19,5x20x32cm. Podem, ainda, ser utilizadas armadilhas maiores para mamíferos 
de médio e grande porte, com tamanho, por exemplo, de 50x60x120cm.
Antes da utilização das armadilhas, é importante deixá-las dispostas na 
área de estudo por alguns dias, quando viável, para que os animais acostumem-
se com o cheiro deixado pelos pesquisadores e a presença das armadilhas, de 
modo a maximizar o sucesso de captura. Durante a realização da amostragem 
com esse tipo de armadilhas, é importante também instalar as armadilhas a 
diferentes alturas, dispondo-as desde o nível do solo até 2 metros, com o intuito 
de amostrar espécies de hábito escansorial ou arborícola (ASTÚA et al., 2006; 
CARMIGNOTTO; AIRES, 2011). A disposição das armadilhas em campo pode 
ser feita a cada 15 metros para maximizar o esforço de coleta.
Figura 52: Lagarto - Tupinambis quadrilineatus Manzani & Abe, 1997 capturado com 
armadilha de interceptação e de queda.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 157
4. Armadilhas de caixa 
As armadilhas de caixa consistem em caixas de madeira com uma ou duas 
portas em lados opostos, e possuem funcionamento idêntico às armadilhas tipo 
gaiolas. São confeccionadas por marceneiro supervisionado pelo pesquisador, 
que estabelece o número de portas e as dimensões. Quando o mamífero tenta 
atravessar a caixa aberta, um gatilho é acionado e a porta fecha-se; no caso de 
duas portas, estas fecham-se simultaneamente, capturando o mamífero. 
A vantagem dessas caixas é a facilidade de manejo, uma vez que o 
animal já está em contenção no interior da caixa. A desvantagem é que nem 
sempre a caixa obedece à proporcionalidade desejada, uma vez que não temos 
como prever a possibilidade de captura de outro animal que não seja a espécie 
em estudo. Normalmente, a armadilha é colocada em trilhas e são utilizadas 
iscas para atrair os indivíduos (Figura 53). 
Figura 53: Armadilhas tipo gaiolas. A. Armadilha tipo Longworth; B-D. Armadilha tipo Tomahawk, 
armada; (C), com um roedor capturado; (D) e pesquisador retirando roedor da armadilha.
Fonte: A: Durrell e Durrell (1982); B-D.
158 UNIDADE 2
5. Armadilhas fotográficas (câmera trap)
Os estudos relativos à fauna silvestre de mamíferos envolvem muitas 
dificuldades, principalmente com aqueles de médio e grande portes. Para 
resolver este problema, pode-se fazer uso de câmeras fotográficas com sensores 
que detectam luz, som, calor ou movimento, disparando, assim, a máquina 
fotográfica e registrando o animal (Figura 55). 
Atualmente, existem diversos modelos de armadilhas fotográficas 
disponíveis no mercado brasileiro. Alguns estudos que envolvem a realização 
de senso utilizam câmeras distribuídas em pares, para que os animais sejam 
fotografados de ambos os lados, de forma a poder fazer-se uma identificação 
de cada indivíduo baseado em marcas de seu corpo (ex.: padrão de coloração, 
cortes, cicatrizes etc.).
As armadilhas fotográficas são instaladas em árvores, a uma altura 
média de 45cm do solo, e aproximadamente a 2m do ponto alvo da fotografia 
(LIMA, 2009). Locais estratégicos são selecionados (trilhas naturais de animais 
que, muitas vezes, são antigas estradas ou aceiros), uma vez que mamíferos de 
médio e grande porte geralmenteusam essas áreas nos seus deslocamentos.
Este método de coleta pode ser considerado caro, visto a necessidade 
de aquisição dos equipamentos; porém, é extremamente eficiente em estudos 
de inventários ou ecologia de mamíferos de médio e grande porte. 
Figura 54: Armadilha em caixa com gatilho lateral e porta que se fecha ao ser 
acionada ou pela passagem do animal, que aciona o gatilho, ou por tentativa 
de retirar a isca.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 159
6. Procura em estradas 
Este método corresponde ao encontro de animais avistados em estradas 
e aceiros no interior da área de estudo, percorridos com veículo. Podem ser 
utilizados os aceiros percorridos frequentemente para a realização de outros 
protocolos amostrais ou, ainda, estradas ou vias pavimentadas (ou não) para 
a realização desta metodologia. O esforço de coleta pode ser quantificado em 
quilômetros rodados, com uma velocidade do veículo entre 20 e 30 km/h, no 
máximo 40 km/h (SAWAYA et al., 2008). Esta metodologia pode ser empregada no 
estudo de mamíferos (BROCK; KELT, 2004; CÁCERES et al., 2010; CÁCERES, 
2011) e répteis (SAWAYA et al., 2008).
7. Procura visual limitada por tempo (ou coleta ativa)
Este método consiste no deslocamento a pé, lentamente, à procura 
de animais em todos os microambientes visualmente acessíveis (CAMPBELL; 
CHRISTMAN, 1982; SCOTT et al., 1989; MARTINS; OLIVEIRA, 1998). O esforço 
amostral e a taxa de encontro podem ser medidos em horas-pessoa de procura 
visual (MARTINS; OLIVEIRA, 1998). Cada unidade amostral é considerada o 
conjunto de indivíduos registrados (visualizados, capturados e/ou coletados) em 
determinado período de tempo, por cada coletor.
Figura 55: Armadilha fotográfica instalada em árvore nas margens de um riacho.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
160 UNIDADE 2
Esta metodologia é aplicada, frequentemente, no estudo de répteis 
e anfíbios (CAMPBELL; CHRISTMAN, 1982; SCOTT et al., 1989; MARTINS; 
OLIVEIRA, 1998; PRUDENTE; SANTOS-COSTA, 2005; NOGUEIRA et al., 
2005; SAWAYA et al., 2008; PRUDENTE et al., 2010; ROCHA; PRUDENTE, 
2010). Quando serpentes são encontradas, cada animal é capturado com a mão, 
pinção ou gancho, e manipulada com tubos plásticos, no caso das espécies 
peçonhentas. 
8. Armadilhas de cola
 Essa metodologia tem sua aplicação recente, embora tenha sido 
proposta há bastante tempo (BAUER; SADLIER, 1992). É utilizada para a 
amostragem de lagartos arbóreos ou semiarbóreos (RIBEIRO-JÚNIOR et al., 
2006) ou mesmo serpentes (RIBEIRO-JÚNIOR et al., 2008). As armadilhas são 
adesivos plásticos, colocados em galhos e troncos de árvores e em lianas ou 
troncos caídos.
Quando os indivíduos passam por essas armadilhas ficam grudados e, 
posteriormente, são recolhidos pelo coletor. Elas devem ser checadas mais de 
uma vez por dia, visto que há grande taxa de predação dos indivíduos coletados 
por formigas. A taxa de mortalidade pode variar entre 11 e 48% (GLOR et al., 
2000; VARGAS et al., 2000; RIBEIRO-JÚNIOR et al., 2006).
Diversos autores afirmam que este método é o mais apropriado para a 
amostragem de espécies arbóreas ou semiarbóreas, podendo ser complementar 
a métodos tradicionais de amostragem de répteis (BAUER; SADLIER, 1992; 
GLOR et al., 2000; RIBEIRO-JÚNIOR et al., 2006, 2008).
9. Armadilhas tipo covo ou muzuá 
 Esta metodologia é indicada, principalmente, para a amostragem de 
vertebrados aquáticos, como peixes, girinos, cágados, tartarugas e serpentes 
aquáticas, embora, eventualmente, possam ser coletados invertebrados 
aquáticos (camarões, por exemplo). 
A armadilha tipo covo pode ser construída artesanalmente, cortando-se 
a parte superior de uma garrafa PET de 2 litros (ou de maior volume), e virando-
se a ponta da garrafa para o seu interior, formando, assim, um funil. É possível, 
ainda, montar-se um funil duplo, acoplando-se duas partes superiores em uma 
mesma garrafa cortada. Podem-se utilizar iscas como farinha de mandioca 
ou fubá para atrair os indivíduos. Os covos podem, também, ser construídos 
artesanalmente com gravetos ou com arames. 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 161
As armadilhas são colocadas no interior de cursos d’água lênticos ou 
lóticos (de acordo com o objetivo do estudo), próximas a tocas ou à beira dos 
cursos d’água. 
Os modelos feitos com garrafas PET podem ser utilizados em 
complemento a armadilhas de interceptação e de queda, para maximizar a 
amostragem daquele método, dispondo-se os covos próximos às cercas-guia. 
Neste caso, as armadilhas poderão maximizar a amostragem de répteis e 
anfíbios, principalmente.
Pode-se, ainda, confeccionar essas armadilhas utilizando-se tubos de 
PVC, com o diâmetro correlacionado com o grupo zoológico que se deseja 
coletar. O funil, em ambas as extremidades ou apenas em uma, pode ser feito 
com tela de arame flexível, de forma a moldar-se ao diâmetro do tubo (Figura 
56). Para a captura de animais atraídos por luz, pode ser colocada no interior 
do tubo uma lanterna, que deve estar hermeticamente protegida da água. Uma 
opção para isto é a colocação da lanterna no interior de um frasco de vidro com 
tampa de boa vedação. A lanterna acesa no interior do tubo atrairá organismos 
aquáticos, assim como alguns peixes bioluminescentes atraem suas presas (e.g. 
Argyropelecus aculeatus (Valenciennes, 1850)) (DURRELL; DURRELL, 1982).
Considerando o ambiente lótico ou lêntico, o coletor que fará uso do covo 
deverá considerar a profundidade local e amarrar uma corda ou fio de náilon 
(conforme o caso) preso a uma boia ou na extremidade de algum ponto fixo, 
pois ambientes com correnteza e locais profundos dificultarão o recolhimento da 
armadilha. 
Outras armadilhas semelhantes ao covo, utilizadas para coletar quelônios, 
são as armadilhas tipo fyke net (Figura 56), sendo a maioria confeccionadas com 
Figura 56: Armadilha tipo covo, com iluminação interna.
Fonte: Durrell e Durrell (1982).
No mercado de pesca 
existem covos de plásticos 
com tamanhos variados 
e adequados ao tipo de 
vertebrado aquático que se 
deseja capturar.
162 UNIDADE 2
argolas de ferro com diâmetro 90-200cm e comprimento que varia de 3 a 4m, 
com entrada tipo funil. Essa estrutura de ferro é unida a uma rede com 9 a 14m 
de comprimento, 1 a 2m de altura, e 5cm de entrenós. Esse tipo de armadilha é 
colocado em locais rasos, onde o chumbo da parede de rede toque o chão, e os 
flutuadores fiquem aparentes na superfície do espelho d’água (FACHÍN-TERÁN; 
VOGT, 2004; VOGT, 1980).
10. Coleta de peixes 
Em geral, os métodos de coleta de peixes em riachos seguem os 
protocolos de Vanzolini e Papavero (1967), utilizando-se covos e puçás de mão. 
Pode ser necessária a marcação do local onde as armadilhas (covos) estão 
dispostas com a utilização de uma boia. 
Outra técnica atualmente utilizada é a pesca elétrica, como utilizado por 
Castro et al. (2003). O principal componente do equipamento de pesca elétrica 
(Figura 57A-B) utilizado por esses pesquisadores é um gerador portátil de 
corrente alternada (220 V, 50-60 Hz, 3,4-4,1 A, 1000 W), ligado a dois eletrodos 
por um cabo multifilamento flexível com 60 metros de extensão (CASTRO et al., 
2003).
O eletrodo em forma de espátula gradeada é feito de aço inoxidável 
(40cm de diâmetro, 10mm de malha); e o eletrodo de captura propriamente dito 
é um puçá triangular (40x25x15cm) com armação de alumínio e um saco de rede 
com 50cm de profundidade (1,5mm de malha). Ambos se ligam cabo principal 
por um fio condutor de 1,5mm de diâmetro. 
Por motivos de segurança, na empunhadura do puçá, há um botão 
interruptor que só permite a passagem de corrente quando pressionado; em 
adição, há também uma chave trifásica no cabo principal a dois metros do 
gerador (CASTRO et al., 2003). 
Figura 57: Armadilha tipo fyke net, com 10 metros de largura e quatro argolas tipo funil em cada 
extremidade.
Fonte: Fachín-Terán e Vogt (2004).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIALZOOLÓGICO 163
No trabalho de Castro et al. (2003), os coletores sempre trajavam 
macacões e luvas eletricamente isolantes (Figura 57B).
Na realização de coletas de peixes em ambientes aquáticos de grandes 
dimensões, pode-se fazer uso do arrastão de beira ou do arrastão de fundo, 
conforme descritos em Neves et al. (2006) e Vasconcelos et al. (2010). Outras 
duas técnicas comumente utilizadas são o espinhel (Figura 58), para a captura 
de peixes bentônicos; e as redes de espera (ou parede, pano ou enganche), 
para a captura de peixes nectônicos (CARVALHO-FILHO, 1999; FAO, 1999; 
SZPILMAN, 1991).
11. Rede de neblina (mist nets)
 Este método de coleta é importante para a amostragem de aves (durante 
o dia) e morcegos (durante a noite). O equipamento utilizado consiste em uma 
rede de 12x 2,5m, com uma malha de 36mm, instalada de maneira sequencial, 
para formar uma grande fileira de redes, interceptando os animais durante o voo, 
e maximizando o esforço de coleta. 
Para a amostragem de aves, recomenda-se que as redes sejam abertas 
nas primeiras horas do dia (por volta de 5-6 horas da manhã), e fechadas por 
volta das 17 horas. Para a amostragem de morcegos, as redes devem ser 
abertas no período do final da tarde e durante o período noturno, horários de 
atividade desses animais. 
As redes podem ser instaladas nas bordas e no interior das matas, ou 
Figura 58: A: Vista geral do equipamento utilizado para pesca elétrica: gerador portátil de corrente 
alternada (centro, acima), cabo de conexão entre o gerador e os eletrodos (centro, abaixo), com 
interruptor de segurança, puçá condutor (esquerda) e eletrodo em forma de espátula, formado por 
rede metálica (direita); B: Equipe de coleta preparando-se para iniciar a passagem de pesca elétrica; 
os dois coletores do lado esquerdo da foto portam os eletrodos, e o do lado direito, um balde com 
água e um puçá simples, não condutor.
Fonte: Castro et al. (2003).
164 UNIDADE 2
próximo a cursos d’água, de acordo com os objetivos do trabalho, e devem ser 
checadas a cada uma hora. Quando a amostragem é realizada em períodos 
mais secos e quentes do ano, em regiões pouco sombreadas, recomenda-se 
checar as armadilhas com maior periodicidade. 
12. Senso auditivo e visual
Este método de coleta permite, especialmente, a amostragem de aves 
e primatas, através da observação sistemática conduzida durante o período 
da manhã (05-11h) e durante a tarde (16-18h), amostrando, assim, espécies 
diurnas e noturnas. Durante as seções com enfoques visuais, os observadores 
caminham ao longo de trilhas pré-existentes e estradas, registrando todos os 
indivíduos visualizados.
Para a amostragem de aves, é possível realizar a gravação das 
vocalizações desses indivíduos, utilizando um microfone unidirecional e um 
gravador. Pode-se realizar a reprodução (playback) da gravação para estimular 
visualizações adicionais. Quando a identificação não é possível em campo, de 
posse da gravação da vocalização de determinado animal, é possível identificá-
lo comparando as gravações com aqueles disponíveis em coleções privadas ou 
laboratórios especializados.
Este último procedimento é possível ser realizado com anfíbios anuros, 
em que as vocalizações de muitas espécies se encontram disponíveis em CD’s 
(HADDAD et al., 2005, 2008; TOLEDO et al., 2007; TOLEDO e HADDAD, 2011). 
Inventários de anuros, onde a espécie é identificada pela vocalização, são 
comuns e constituem um importante método de amostragem. Como a maioria 
dos anuros inicia seu ciclo de vocalização no período crepuscular, com pico 
Figura 59: Espinhel com lastro ao fundo, boia para o encontro da linha com vários anzóis
Fonte: FAO (1999).
Para mais informações 
sobre esse método, 
consulte Carvalho e Silva 
et al (2008) e Silva Soares 
(2010).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 165
até as 22h, a realização do senso auditivo de anfíbios deve ser realizado neste 
período do dia (ZINA et al., 2007; MELO et al., 2007), embora algumas poucas 
espécies vocalizem durante o período diurno.
13. Garrafas PET para amostragem de lagartos
 Um novo método passivo para a amostragem de lagartos foi apresentado 
por Souza et al. (2011). As armadilhas foram confeccionadas com o uso de 
recipientes de refrigerantes vazios tipo PET, entre 2 a 2,5 L (Figura 59A), com 
posterior remoção do gargalo (Figura 59B), de forma que o encaixe entre a 
conexão (curva de 90º raio longo e Ø de 100mm) e o recipiente se tornasse justa 
o suficiente para não fazer uso de fitas adesivas (SOUZA et al., 2011). Deve-se 
criar furos de 4mm na base dos recipientes para que funcionem como sistema 
de drenagem.
 A instalação das armadilhas nas áreas, após a escolha dos pontos, 
consiste no enterramento dos recipientes no solo com as aberturas das 
conexões ao nível do substrato (Figura 59D), onde são introduzidas as iscas 
generalistas (mistura de vísceras de peixe, creme de amendoim, banana e 
fubá), acondicionadas em copos descartáveis plásticos e camufladas de forma a 
integrarem o ambiente (SOUZA et al., 2011). 
14. Vestígios indiretos
Existem, ainda, as buscas por evidências diretas (visualizações de 
animais quando nenhum dos outros métodos está sendo aplicado) e indiretas 
(vestígios – rastros, fezes, carcaças e pelos – e levantamento bibliográfico) 
de animais (Figura 60A-D), que podem fornecer informações úteis e, assim, 
complementar a lista de espécies de determinada área de estudo. 
O registro indireto de animais pode ser útil, ainda, em estudos de 
ecologia, pois permite, por exemplo, entender os padrões de uso de habitat por 
determinadas espécies ou, ainda, a sua dieta, através da análise das fezes. Além 
disto, é possível coletar amostras de tecido para estudos moleculares de espécies 
raras ou ameaçadas de extinção (ex.: felinos - Figura 60D); aumentar o acervo 
de coleções zoológicas, aproveitando-se os animais silvestres encontrados 
mortos em beiras de estradas (atropelados por veículos - Figura 60C-D) ou em 
ambientes naturais; e ainda conseguir informações sobre parasitas, através da 
análise de fezes encontradas (Figura 60A). Alguns métodos de registros indiretos 
são descritos a seguir, nos tópicos Registro do deslocamento e Registro dos 
rastros.
166 UNIDADE 2
Figura 60: Amostragem de lagartos com garrafas PET. Etapas da construção e 
instalação da armadilha (A-C); armadilha instalada no solo (D); e armadilha com 
um exemplar de Ameiva ameiva no interior (E).
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
Figura 61: Métodos de registros indiretos de vertebrados. A: Fezes de um carnívoro, 
contendo restos de um lagarto predado; B: Pegada de um felino (Leopardus sp.); 
C: Pesquisadores examinando raposa (Cerdocyon thous) encontrada morta em 
estrada; D: Felino (Leopardus sp.) encontrado morto em estrada. 
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 167
CONTENÇÃO DE ANIMAIS
A contenção de animais exige experiência, e pode ocorrer de forma 
mecânica ou com aplicação de anestésicos. Independente do método a ser 
escolhido, é recomendada a vacinação de pré-exposição da raiva através do 
uso de doses repetidas para adquirir imunidade (COSTA, 2000). É importante 
destacar que grande número de doenças são transmitidas por vertebrados; 
portanto, é imprescindível o uso de Equipamentos de Proteção Individual (EPI’s), 
tais como óculos, luvas, botas e tantos outros que se fizerem necessário à técnica 
de manejo relacionada à espécie em estudo. 
1. Contenção Mecânica
Cambão: 
É o instrumento mais utilizado para contenção de animais, capturando-os 
pelo pescoço. Este método exige experiência, pois do contrário, ocorrem lesões 
na coluna cervical ou mesmo asfixia do animal. O cambão pode ser adquirido 
ou montado de forma artesanal, utiizando-se uma haste de madeira ou PVC 
com furo para passagem de um cordão ou cabo de aço, preso em nó, e uma 
braçadeira para correr o laço.
Laçada com cabresto: 
Esta é outra forma de prender a cabeça do animal sem o usodo cambão 
ou de forma associada, onde o animal é preso pelo cambão e, em seguida, 
é colocado um laço na cabeça, fazendo o aprisionamento de sua mandíbula 
(Figura 61) (MILLEN, 1988).
Laçada dos membros:
As laçadas de membros para derrubar 
o animal são muito utilizadas em animais rurais 
(equinos e bovinos), e também podem ser utilizadas 
Figura 62: Laçada da 
cabeça com volta na 
mandíbula para prender o 
movimento da boca.
Fonte: Elaborada pelos(a) 
autores(a).
168 UNIDADE 2
com animais silvestres; porém, tudo vai depender do nível de estresse do animal 
e da experiência de manejo com a laçada (Figura 62A-B).
Trava e pinção herpetológicos: 
Estes objetos são muito utilizados para a contenção e o manejo de 
serpentes, permitindo o seu manuseio com maior segurança. A força empregada 
na utilização dos mesmos deve ser medida de forma a não machucar o animal, 
sob o risco de morte. 
As travas herpetológicas são constituídas de uma ou várias peças de 
metal (ferro, aço inox ou alumínio), contendo uma extremidade curva, em forma 
de L, C, ou formatos semelhantes. Os pinções herpetológicos são equipamentos 
que possuem uma extremidade (punho) com um mecanismo que ativa o 
fechamento das duas abas da outra extremidade, semelhante ao fechamento de 
uma boca de jacaré. 
Figura 63: Desenho esquemático do laço para membros (A) e laçada nas patas traseiras e 
dianteiras que, quando puxadas, derrubam o animal (B).
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 169
Esses equipamentos podem ter tamanhos variando entre 30-200cm. 
Em situações imprevistas, em campo, pode-se utilizar também um pedaço de 
galho ou vareta de madeira, contendo uma forquinha em uma extremidade, para 
auxiliar na captura de determinada serpente (Figura 63A).
2. Contenção química
Dardos anestésicos: o funcionamento de dardos tranquilizantes para 
contenção de animais baseia se no uso de um êmbolo injetor de droga no 
momento do impacto contra o animal, disparado por arma de gás comprimido. 
O porte da arma é regido pela Lei Federal 9.437/1997, e o protocolo anestésico 
deve ser preparado, obrigatoriamente, por médico veterinário, visto que o uso 
incorreto de determinado anestésico, ou sua dosagem, pode acarretar a morte 
do animal. O uso de dardos em veados campeiros (Ozotoceros bezoarticus) e 
antas (Tapirus terrestris), por exemplo, pode ser consultado em Medici (2007) e 
Piovezan et al. (2006). A possibilidade de contenção sem o uso de dardo com 
anestésicos inaladores é factível e produz imobilidade desejada para o manejo 
do indivíduo capturado (DUARTE; SARAIVA, 2005).
Mamíferos voadores: 
A contenção química desses indivíduos é feita quando estão presos nas 
redes de neblina, aplicando-se o anestésico manualmente, tanto no caso de 
contenção para o manejo, quanto para promover a morte do animal (Figura 64).
Figura 64: Utilização de trava herpetológica para manejo de uma serpente (cascavel, Caudisona 
durissa). A: Pesquisador segurando serpente utilizando a trava herpetológica; B: Serpente contida 
utilizando a trava herpetológica.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
170 UNIDADE 2
BIOMETRIA DE VERTEBRADOS
A biometria é a técnica utilizada para obter informações morfológicas 
sobre a espécie. Normalmente, as determinações morfométricas são feitas 
para determinada amostra de estrutura de indivíduos diferentes, e obter-se um 
resultado que deve representar estatisticamente a média das medidas. Muitas 
vezes, esses resultados correspondem a relações matemáticas entre a forma e 
o tamanho nas diferentes estruturas anatômicas. Esta relação entre a forma e o 
tamanho é dita alométrica, e pode responder a um conjunto de indagações, como 
faixa etária, grau de desenvolvimento e ontogenia (MANDARIN-DE-LACERDA, 
1995)
A realização de medidas deve, preferencialmente, ser feita em animal 
recentemente abatido, nunca sobre a pele já taxidermizada ou animal já fixado 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967), utilizando-se régua ou paquímetro. A realização 
deste procedimento garante maior confiabilidade às medidas realizadas, visto 
que, após a fixação e a taxidermia, as proporções de determinado animal podem 
estar alteradas.
Biometria de Peixes
 Quando se trabalha com indivíduos muito grandes para serem fixados e 
transportados, preserva-se somente a cabeça em via úmida ou seca, e tomam-
Figura 65: Morcego (Artibeus lituratus) sendo anestesiado para o manejo.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 171
se as seguintes medidas (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967): (1) altura máxima 
das nadadeiras dorsal, peitoral, ventral e anal; (2) altura mínima do pedúnculo 
caudal; (3) altura: medida logo à frente da nadadeira dorsal; (4) comprimento da 
base das nadadeiras dorsais e anal; (5) comprimento da cabeça; (6) comprimento 
da nadadeira peitoral; (7) comprimento padrão: medido da ponta do focinho até 
o início da nadadeira caudal; (8) comprimento total: medido da ponta do focinho 
até a extermidade da nadadeira caudal; (9) distâncias pós e pré-orbitais; (10) 
largura do olho; (11) largura do opérculo; (12) largura máxima; (13) número de 
escamas perfuradas na linha lateral e de escamas em série transversal, isto é, 
da linha lateral até o início da nadadeira dorsal, e da linha lateral até a base da 
ventral; e (14) número de raios em todas as nadadeiras. 
As Figuras 65-67, adaptadas de Carvalho-Filho (1999), apresentam 
esquemas de medidas de peixes ósseos (Osteichthyes) (Figura 65) e peixes 
cartilaginosos (Chondrichthyes) (Figuras 66-67).
Figura 66: Esquema detalhado de medidas de um peixe ósseo. 1: Premaxila; 2: Maxila; 3: 
Mandíbula superior; 4: Mandíbula inferior; 5: Interopérculo; 6: Preopérculo; 7: Subopérculo; 8: 
Opérculo; 9: Narinas; 10: Olho; 11: Primeira nadadeira dorsal.
Fonte: Carvalho-Filho (1999). Modificado.
172 UNIDADE 2
Figura 67: Esquema detalhado de 
medidas de um peixe cartilaginoso 
(tubarão). A: Comprimento 
total; B: Cabeça (inclui as 
fendas branquiais); C: Tronco; 
D: Cauda (do ânus para trás); 
E: Comprimento da nadadeira 
peitoral; F: Espaço interdorsal; 
G: Comprimento do focinho; H: 
Espaço internasal; I: Largura da 
boca; 1: Focinho; 2: Boca; 3: Sulco 
labial; 4: Fenda nasal; 5: Olho com 
membrana nictitante (semelhante 
à pálpebra); 6: Espiráculo; 7: 
Fendas branquiais; 8: Nadadeira 
peitoral; 9: Espinho da nadadeira 
dorsal; 10: Primeira nadadeira 
dorsal; 11: Segunda nadadeira 
dorsal; 12: Pedúnculo caudal; 13: 
Sulco pré-caudal; 14: Nadadeira 
caudal; 15: Lóbulo inferior; 
16: Lóbulo superior; 17: Sulco 
subterminal; 18: Lóbulo terminal; 
19: Quilha dérmica. 
Fonte: Carvalho-Filho (1999). 
Modificado.
Figura 68: Esquema detalhado de medidas de um peixe cartilaginoso (arraia). A: 
Comprimento do focinho (pre-orbital); B: Comprimento do disco; C: Comprimento 
do focinho (pre-oral); D: Largura do disco (envergadura); E: Comprimento da 
cauda; 1: Olho; 2: Espiráculo; 3: Nadadeira peitoral; 4: Espinhos das peitorais 
(no macho); 5: Fileira longitudinal de espinho; 6: Nadadeira pélvicas; 7: Aguilhão 
(espinho); 8: Primeira nadadeira dorsal; 9: Segunda nadadeira dorsal; 10: 
Nadadeira caudal; 11: Clásper (no macho); 12: Fenda nasal; 13: Boca; 14: 
Fendas branquiais; 15: Ânus. 
Fonte: Carvalho-Filho (1999). Modificado.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 173
Biometria de Anfíbios (Anuros)
Esses animais apresentam uma complexa morfologia por apresentarem 
desenvolvimento larvário (girinos) com dependência aquática e, quando adultos, 
são semiaquáticos (DUELLMAN; TRUEB, 1994). Aspectos alométricos de 
anuros ainda continuam sendo motivos de discussão e pesquisa (HAYEK et al., 
2001; SCHULTE-HOSTEDDE et al., 2011). 
As principais medidas em anuros adultos são: comprimento rostro 
cloacal, comprimento da cabeça, distância do olho narina, comprimento do 
rádio-ulna, fêmur, tíbia, tarso e distância interorbital (HÖFLING et al., 1995). Na 
Figura 68, são apresentadas algumasdessas estruturas.
Biometria de girinos 
Esta fase morfológica dos anuros requer um cuidado especial, e devem 
ser levados em consideração os estágios de desenvolvimento, desde o zigoto 
até o estágio de imago, correspondendo a 46 estágios de desenvolvimento 
(GOSNER, 1960; DUELLMAN; TRUEB, 1994; McDIARMID; ALTIG, 2000). 
Para girinos, são consideradas as seguintes medições: comprimento do 
corpo, distância internasal, distância iterorbital, altura da cauda, comprimento 
total altura até o eixo muscular caudal, altura do músculo caudal.
Figura 69: Esquema em vista dorsal de anuro adulto. 
Fonte: Höfling et al. (1995). 
174 UNIDADE 2
Biometria de répteis
Esta classe compreende serpentes, lagartos, jacarés, jabutis e tartarugas, 
e, em virtude das diferenças corporais entre estes animais, trataremos suas 
biometrias separadamente.
Lagartos: 
Em trabalhos recentes de sistemática de lagartos, como o de Silva 
(2011), são utilizadas as seguintes medidas padrões: comprimento rostro-
cloacal, medido desde a ponta do focinho até a abertura cloacal (CRC); largura 
da cabeça, medida na altura das parietais, transversalmente (LCA); altura 
da cabeça, medida na altura das parietais (ACA); comprimento da cabeça, 
medido da ponta do focinho à margem posterior da abertura auricular (CCA); 
comprimento do braço, medido do ponto de inserção do membro no corpo até a 
articulação do cotovelo (CB); comprimento do antebraço, medido da articulação 
do cotovelo até a articulação do pulso (CA); comprimento da coxa, medido do 
ponto de inserção ântero-ventral do membro até a articulação do joelho (CC); 
comprimento da perna, medido da articulação do joelho até o calcanhar (CP); 
Figura 70: Desenho esquemático das medidas de um girino, em vistas dorsal (A) e lateral (B). 
BL: comprimento do corpo; IND: distância internasal; IOD: distância nterorbital; LB: broto do 
membro; MTH: altura da cauda; OD: disco oral; SP: espiráculo; TAL: comprimento da cauda; TL: 
comprimento total; TMA: altura até o eixo muscular caudal; TMH: altura do músculo caudal; TMW: 
largura do músculo da cauda; e, VT: tubo anal. 
Fonte: Altig (2007). Modificado.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 175
comprimento da cauda, medido a partir da abertura cloacal à extremidade distal 
da cauda (CCD). Segundo SILVA (2011), para efeito de análises estatísticas 
em trabalhos de sistemática de lagartos, em muitos espécimes a cauda pode 
apresentar se regenerada ou quebrada; porém, essa medida não deve ser 
utilizada nas análises.
Crocodilos e jacarés: 
Como esses animais costumam permanecer com seus corpos encobertos 
pela água e a cabeça parcialmente exposta, alguns autores desenvolveram 
técnicas morfométricas que permitem estabelecer o tamanho corpóreo a partir 
da avaliação da cabeça do indivíduo avistado, isto é, a cabeça apresenta 
alometria positiva, permitindo estabelecer o tamanho do animal (VERDADE, 
2001; BONACH et al., 2006; WU et al., 2006). 
Ao capturar um animal desses, é possível tomar-se as seguintes 
medidas: largura da cabeça (CV), largura orbital (OL), largura máxima nasal 
(WN), largura da base do focinho (SW), largura interorbital (IOW), largura orbital 
(OW), comprimento pós-orbital (LCR), comprimento total da cabeça (DCL), 
comprimento do focinho (SL), comprimento do palato maxilar (PXS), comprimento 
da mandíbula (ML) (WU et al., 2006).
Quelônios:
Tartarugas, cágados e jabutis apresentam plastrão e carapaça. Para 
esses animais, existe uma técnica de biometria plana que pode ser empregada. 
As medições são: o número de escudos dérmicos marginais e o comprimento 
Figura 71: Desenho 
esquemático da região 
anterior do corpo de um 
crocodiliano em vistas 
dorsal (A) e lateral (B). 
Fonte: Wu et al. (2006). 
Modificado
176 UNIDADE 2
retilíneo da carapaça (LUZ et al., 2003). 
Segundo Eckert et al. (2000), as medidas transversal e longitudinal 
da carapaça, feitas de maneira retilínea, são as duas medidas padrões para 
avaliação do crescimento de quelônios, pois o uso de fita métrica gera erros. 
Outra forma de estabelecimento das medidas é considerar o plastrão e a 
carapaça, identificando e medindo cada um dos escudos da carapaça e regiões 
do plastrão (POUGH et al., 2008; KARDONG, 2011), como mostrado na Figura 
71.
Serpentes: 
A biometria de serpentes está relacionada com as suas medidas gerais: 
comprimento da cabeça, medido do início do focinho até porção terminal da 
mandíbula; comprimento da cauda, medido da cloaca até a ponta da cauda; 
comprimento total, medido da ponta do focinho até o final da cauda; diâmetro do 
olho; diâmetro no meio do corpo; disposição e número de escamas.
Figura 72: Escudos dérmicos 
da carapaça (A) e regiões 
ósseas do plastrão de um 
cágado .
Fonte: Elaborada pelos(a) 
autores(a).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 177
Biometria de aves
Medidas padrões para aves, de acordo com Sick (1997): (1) altura 
do bico, na base; (2) comprimento da asa, medido desde a base até o final 
(excluindo-se as penas); (3) comprimento da cauda, medido a partir da base 
das retrizes (encostando-se à pele da cauda) até a ponta das retrizes mais 
longas; (4) comprimento do bico (cúlmen), medido da base o início das narinas 
até a ponta do bico; (5) comprimento do dedo mais comprido, incluindo a unha; 
(6) comprimento do tarso, medido desde a base até o final das penas; (7) 
comprimento total com penas, medindo desde a ponta do bico até o final das 
penas da cauda; (8) comprimento total sem penas, medindo desde a ponta do 
bico até o final da cauda (sem contar as penas da cauda); (9) largura do bico na 
base; e (10) massa, medido com a utilização de balanças.
Figura 73: Esquema das escamas dorsais de um colubrídeo, mostrando a maneira de contar o 
número de fileiras. À esquerda, indicação esquemática de quilhas simples; no meio, de quilhas 
duplas; à direita, dois tipos de fossetas apicais (simples e duplas).
Fonte: Vanzolini et al. (1980).
178 UNIDADE 2
Biometria de ovos
Pode-se, ainda, realizar medidas de ovos de aves ou de répteis. Neste 
caso, as medidas a serem tomadas são o comprimento total, a largura máxima e 
o peso total, em gramas. A partir destas medidas, podem ser calculados outros 
parâmetros, tais como o volume de determinado ovo.
Figura 74: Esquemas de medidas de aves. Medidas: A: Comprimento 
total, com penas; B: Comprimento total, sem penas; C: Comprimento do 
bico: (1) comprimento do cúlmen, medido da base até a ponta bico, (2) 
Quando existe uma cera, mede se da borda anterior da narina até a 
ponta do bico; D: Altura do bico na base; E: Largura do bico na base; F: 
Comprimento da asa, modo de medir uma ave menor, esticando a asa; 
G: Medição da asa pouco flexível de uma ave grande; H: Comprimento 
da cauda, medido da base das retrizes, encostando-se à pele, até a 
ponta das retrizes mais longas; I: Comprimento do tarso; J: Comprimento 
do dedo mais comprido, com a unha. 
Outras abreviações: CA: Calcanhar; O: Osso do crânio; P: Contorno das 
penas; C: Coberteiras da cauda; R: cálamos das retrizes.
Fonte: Sick (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 179
Biometria de mamíferos
Em geral, segue-se o seguinte processo, conforme descreve Vanzolini e 
Papavero (1967): (1) mede-se a cabeça e o corpo, da ponta do focinho à base 
(início) da cauda, dorsalmente; (2) mede-se a cauda, desde a base até a ponta, 
com exclusão dos pelos terminais, se houver; (3) mede-se a planta do pé, do 
calcanhar à ponta do dedo mais longo, com exclusão de pelos e unhas; e (4) 
mede-se a orelha, por dentro, desde a parte presa à cabeça até a extremidade 
livre. 
Para medir cabeça e corpo, além da cauda, coloca-se o animal deitado 
de barriga para cima, sobre uma prancha ou mesa, puxando-o ligeiramente para 
trás, pela cauda, para que não fique encolhido e deixando a cauda pendente. 
Coloca-se a ponta da régua (ou paquímetro) na região da primeira vértebra caudal, 
onde ela flexiona com o corpo e mede-se, sucessivamente, cabeçae corpo, com 
a régua ao longo do animal, e depois a cauda (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). 
No caso de morcegos, é considerado como aspecto biométrico o 
comprimento do antebraço, a envergadura das asas e o peso (REIS et al., 2005). 
Na Figura 75, é possível ver esquemas de medidas para mamíferos.
Figura 75: Medição de um ovo de jacaré, utilizando um paquímetro.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a).
180 UNIDADE 2
TÉCNICAS PARA O REGISTRO DO COMPORTAMENTO BIOLÓGICO 
Quando a intenção é fazer o registro digital através da fotografia, 
filmagem e gravação sonora para obter dados do comportamento animal e 
construção de etogramas, o pesquisador deve promover as anotações em seu 
caderno de notas e compará-los com os registros digitais. Os iniciantes podem 
buscar subsídios em livros sobre comportamento. Quanto mais cuidado tiver no 
planejamento da excursão ao campo, com conhecimento sobre a espécie a ser 
estudada e equipamentos, maior será a obtenção dos dados.
Quanto às roupas, não deve utilizar roupas de náilon, pois estas fazem 
barulho com o deslocamento do corpo; o melhor é optar por algodão. Se 
o ambiente for frio, utilize peças sobrepostas para facilitar tirar uma ou duas 
peças, se esquentar; escolha roupas verde-oliva ou pardas; utilize boné com 
filó para evitar os insetos; e, mesmo em ambientes quentes, use blusas de 
Figura 76: Guia de biometria padrão para mamíferos canídeos.
Fonte: Ramos-Júnior et al. (2003).
Krebs e Davies (1996) 
e Del Claro (2004) são 
autores que podem dar 
esses subsídios.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 181
manga comprida de algodão e finas, que ajudam contra os indesejáveis insetos 
hematófagos. 
Para registro de comportamento biológico, o uso de repelentes, perfumes 
e desodorantes de cheiros fortes não é desejável. Abaixo, são descritos diversos 
métodos de registros de comportamento biológico.
Registros em abrigo
O abrigo para os registros pode ser de lona ou mesmo barraca de 
camping camuflada. Pode-se, ainda, construir abrigos suspensos permanentes, 
para facilitar a visualização de animais a uma distância maior e poder observar 
acima do nível da vegetação herbácea e arbustiva (Figura 76). Este deve possuir 
aberturas frontais, laterais e nos fundos. Essas aberturas devem ser discretas 
e servirão apenas paro o uso do binóculo, máquina fotográfica ou filmadora. O 
abrigo deve ser instalado com pelo menos uma semana de antecedência, para 
que os animais se acostumem com sua presença.
Registros sem abrigo
Outra forma de fazer os registros sem a construção do abrigo é utilizar 
esconderijos disfarçados, como folhagens, rochas ou troncos, posicionando-
se contra o vento e limpando o chão para evitar fazer barulho ao deslocar-se 
(Figura 77).
Figura 77: Pesquisador em observatório permanente elevado.
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a)
Para mais detalhes sobre 
registros de rastros, 
consultar Becker e 
Dalponte (1991).
182 UNIDADE 2
.
Registro do deslocamento
A utilização de bandejas plásticas com isca, farelo, grãos ou qualquer 
outro alimento, e uso de corante comestível, como os usados para confeitar 
bolos, pode ser uma excelente experiência para avaliar o deslocamento de 
pequenos mamíferos em busca de alimentos. Inicialmente, usa-se a isca sem 
corante e, depois de alguns dias, coloca-se o corante. Os mamíferos costumam 
deixar excremento enquanto se alimentam e, com a distribuição de várias 
bandejas, seus excrementos serão deixados ao longo de trilhas, onde poderá 
ser estudado deslocamento e outros hábitos associados à espécie (DURRELL; 
DURRELL, 1982).
Registro dos rastros 
Os rastros são marcas deixadas pelos animais, por onde passam, tais 
como pegadas, arranhões em árvores, mudas de pele, carcaças de presas 
mortas etc. São formas tão precisas que, muitas vezes, é possível realizar 
a identificação do animal em nível específico, através da pegada, além de 
auxiliarem em estudos de censos populacionais. 
As pegadas são os sinais mais frequentemente encontrados e de 
interpretação mais confiável (BECKER; DALPONTE, 1991). Os registros 
das pegadas de mamíferos são baseados em sua topografia e deslocamento 
conforme o grupo: digitígrados; plantígrados e ungulígrados (Figuras 78-81). 
Figura 78: O pesquisador construiu um esconderijo, ficou contra o vento 
com máquina montada em tripé com teleobjetiva de 400mm
Fonte: Durrell e Durrell (1982).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 183
Figura 79: Desenhos esquemáticos da impressão da pata anterior direita (A) e da pata posterior 
direita (B) de um mamífero digitígrado.
Fonte: Becker e Dalponte (1991).
Figura 80: Desenhos esquemáticos da impressão da pata anterior direita (A) e da pata posterior 
direita (B) de um mamífero plantígrado. 
Fonte: Becker e Dalponte (1991).
Figura 81: Desenho esquemático da 
impressão da pata de um mamífero 
ungulígrado. 
Fonte: Becker e Dalponte (1991).
184 UNIDADE 2
As pegadas que, porventura, existirem de forma nítida, podem ser 
modeladas em gesso. A nitidez depende do tipo de terreno, sendo os melhores 
a lama de rios e banhados, as trilhas de florestas e depressões úmidas. O gesso 
de escultor é recomendado para a moldagem. Inicialmente, limpa se a pegada 
de forma delicada com pincel macio; posteriormente, envolve-se a pegada com 
uma tira de papelão moldável e presa por clipe, apertando-se o papelão no 
solo e derrubando-se lentamente sobre a pegada, a mistura de gesso e água. 
Espera-se de 30 a 40 minutos e retira-se todo o molde. No laboratório, utilizam-
se escova e água para clarear o modelo, que deverá ser etiquetado com as 
informações de campo que estavam no caderno de anotações (Figuras 82-83). 
A confecção desses moldes pode ser útil no desenvolvimento de 
atividades de educação ambiental com crianças, através de atividades de 
procura de pegadas ou algo do tipo.
Além disso, é possível realizar a reprodução das pegadas em forma de 
desenhos, utilizando-se um plástico (ex.: transparências para retroprojetores) 
e pincéis marcadores permanentes para plástico. Coloca-se o plástico sob 
as pegadas e desenha-se seu contorno. Isto pode ser feito para posterior 
identificação dos animais que produziram as pegadas encontradas.
COMO MATAR ANIMAIS APÓS A CAPTURA 
 Se para a realização dos objetivos do trabalho ou para o registro das 
espécies em um inventário for necessário promover a morte dos indivíduos, 
deve-se adequar os métodos de sacrifício para cada táxon. 
É sempre importante lembrar que os melhores métodos para se matar 
um animal são aqueles rápidos e que evitem contraturas musculares ou lesões 
de qualquer tipo, e que ainda diminuem o sofrimento dos animais (VANZOLINI; 
PAPAVERO, 1967).
 Inicialmente, é preciso lembrar que toda atividade de pesquisa ou ensino 
que envolva a morte de qualquer animal, necessita de autorização específica 
para tal finalidade. Em caso de pesquisas que utilizem cobaias de laboratório 
(tais como ratos, sapos, cães, aves etc.), devem-se seguir os dispositivos legais 
da Lei de Experimentação Animal (Lei Nº 11.794, de 8 de outubro de 2008), além 
da necessidade de autorização de um comitê de ética em pesquisa com seres 
vivos.
Em caso de haver necessidade de captura e coleta (morte) de animais 
silvestres, então, é preciso cumprir os dispositivos legais da Instrução Normativa 
nº 154, do Institudo Chico Mendes de Proteção à Biodiversidade (ICMBIO), 
e autorização expedida através do Sistema de Autorização e Informação em 
Biodiversidade (SISBIO). 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 185
Além disso, deve-se seguir ainda os procedimentos e métodos de 
eutanásia em animais, estabelecidos pela Resolução Nº 714, de 20 de junho de 
2002, do Conselho Federal de Medicina Veterinária (CFMV). 
Visto isto, os métodos e procedimentos abaixo descritos são usualmente 
praticados em atividades de ensino e pesquisa com animais, especialmente 
vertebrados, o que não exclui a necessidade de cumprir-se a legislação indicada 
acima ede obter-se as devidas autorizações.
Figura 82: Medidas padrões utilizadas para trilhas de mamíferos. 
Fonte: Becker e Dalponte (1991).
186 UNIDADE 2
Os anfíbios anuros (sapos, rãs e pererecas) devem ser mortos por 
afogamento em álcool diluído (20-40%); e, em animais maiores (Rhinella spp., 
Figura 83: Molde de gesso com moldura em 
papelão e gesso de escultor.
Fonte: Durrell e Durrell (1982). 
Figura 84: Sequência de confecção de molde em gesso de pegada (A) de capivara (Hydrochaeris 
hydrochaeris); B) em tabuleiro de alumínio sem o fundo (C); e pegada pronta, após secagem 
do gesso (D).
Fonte: Elaborada pelos(a) autores(a). 
Para uma discussão mais 
completa sobre métodos 
de sacrifício de répteis e 
anfíbios, ver COOPER et 
al. (1984, 1989).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 187
Leptodactylus spp., etc.), através de injeção intracraniana ou intracardíaca de 
barbitúrico (Nembutal, Tiopental, etc.), álcool absoluto, anestésicos (quetamina, 
xilocaína, lidocaína etc.) ou formol, com o uso de uma agulha inserida através do 
canto do olho ou da narina, ou diretamente no coração (VANZOLINI; PAPAVERO, 
1967). 
Para répteis, incluindo quelônios, podem-se sacrificar os animais 
colocando-os diretamente em contato com gelo ou na geladeira, ou em um 
freezer, de forma que eles morrerão lentamente com a diminuição da temperatura 
corporal. Outra opção é fazer o uso de anestésicos ou barbitúricos em via 
intracraniana ou intracardíaca (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Segundo Vanzolini e Papavero (1967), é, possível, ainda fazer-se uma 
câmara de gás com éter ou clorofórmio para a morte de animais menores. O éter 
mata bem e causa poucas contraturas, embora não dê relaxamento perfeito, ao 
contrário do clorofórmio, que causa contraturas fortes. Além disso, ambos os 
produtos são muito voláteis. Assim, recomenda-se o uso dos mesmos apenas 
em último caso.
Para aves, o método mais comum é a compressão do tórax, que retarda 
a respiração e o batimento cardíaco, resultando em uma morte rápida. Isto pode 
ser feito segurando-se a ave pelo ventre, passando-se o dedo indicador e o médio 
ao redor de seu pescoço, colocando-os na região dorsal do tórax e o polegar 
na região peitoral. Em seguida, pressionam-se esses dedos, promovendo uma 
compressão do pulmão. Se a ave for grande, esta deve ser deitada de lado, e 
uma das asas afastada com o pé; comprime-se, então, diretamente o lado do 
peito com o outro pé até que o coração pare (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). 
Outra opção rápida para a morte de aves é utilizar espingardas, mas para 
isto, deve-se adequar o calibre da arma, o tamanho do cartucho e do chumbo, 
e a distância de tiro ao tamanho da ave e ao local de coleta, para evitar maiores 
danos ao espécime coletado (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). Esse método 
com utilização de arma de fogo querer autorização específica das autoridades 
policiais, como a Polícia Federal, por exemplo.
Para matar mamíferos, Vanzolini e Papavero (1967) recomendam o uso 
de câmaras de gás para animais menores (alguns roedores e marsupiais), ou de 
barbitúricos ou anestésicos em doses maiores para animais maiores. É possível, 
ainda, utilizar-se doses de anestésicos em vias intracranianas ou intracardíacas, 
assim como para répteis. 
Os métodos de sacrifício de animais menores, por destroncamento 
(deslocamento cervical), embora eficientes, podem provocar hemorragias 
ou, ainda, a fratura de ossos, prejudicando os procedimentos de taxidermia e 
preparação de ossos (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
188 UNIDADE 2
TÉCNICAS DE PRESERVAÇÃO
Após a captura dos animais, em determinados estudos, faz-se 
necessária a realização da coleta (morte) de alguns indivíduos para identificação 
e/ou registro do trabalho. Esses indivíduos deverão passar por processos de 
preparação para, então, serem preservados em via seca ou úmida. Além disto, 
amostras de tecidos e sangue podem ser preparadas para estudos moleculares 
e/ou citogenéticos etc. 
O preparo de peles para exposição ou estudo denomina-se taxidermia 
(HJORTAA, 1975), e o material necessário para esta prática exige que o 
pesquisador tenha disponíveis bisturis com cabos e lâminas diferentes para não 
ser necessária a troca de lâminas durante a dissecção, evitando, assim, o risco 
com a troca das lâminas durante a realização do procedimento. É importante, 
ainda, ter estiletes feitos com agulhas montadas para levantar partes delicadas 
e pinças de diversos tamanhos e formatos (Figura 84).
Quando tiver de preparar um animal, dá-se preferência a indivíduos 
recentemente abatidos ou preservados congelados. Neste último caso, a pele 
pode ficar sensibilizada e quebradiça, tornando o processo mais delicado. A 
verdadeira arte da taxidermia, empalhar o animal, é uma arte que confere ao 
exemplar as características dimensionais em vivo. 
Existe ainda um método alternativo, que consiste em montar a pele 
em papelão, denominado pele de museu, que ocupa pouco espaço e é mais 
adequado para coleções. 
Após o preparo de qualquer peça, é sempre importante colocar uma 
etiqueta no espécime, com dados completos (e.g. nome vulgar local de coleta 
medidas e data), de forma a não perder informações, independentemente da 
técnica utilizada. 
Figura 85: Instrumentos de dissecção: Pinças diversas (A); Cabos de bisturis 
compatíveis com a escolha das lâminas (B); Bisturi com lâmina colocada (C); 
Estilete com agulhas montadas sendo uma reta e outra curva (D); E lâminas 
retas, meio curvas, curvas e côncavas para bisturis (E). 
Fonte: Durrell e Durrell (1982).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 189
MÉTODOS DE PREPARO E PRESERVAÇÃO EM VIA SECA
1. Montagem de peles fechadas de mamíferos
Etapas sintéticas para o preparo de peles (Figuras 85-93), de acordo com 
Anthony (1931), Vanzolini e Papavero (1967), Hjortaa (1975), McFall (1975), 
Pray (1978), Metcalf (1981) e Durrell e Durrell (1982).
a) Coloca-se o animal para cima e faz-se uma primeira incisão com uma 
tesoura de ponta fina, bisturi ou gilete, desde o final do esterno (um 
pouco abaixo) até pouco antes dos órgãos genitais (Figura 85), tomando 
cuidado para cortar apenas a pele, sem abrir a barriga, o que dificultaria 
o trabalho. Pode-se usar fubá sobre a superfície para secá-la;
b) Com o auxílio de pinças ou espátula, afasta-se o couro a partir da incisão 
em direção da articulação da coxa com a perna e, então, para até junto 
dos dedos (Figura 86);
c) Com uma tesoura ou um osteótomo (ferramenta para cortar ossos), 
cortam-se os ossos das pernas, logo abaixo da articulação (Figura 87);
d) Continua-se o deslocamento da pele até as costas, tomando cuidado 
para não quebrar a inserção da cauda, e corta-se a ligação dos genitais 
e do intestino com a pele;
e) Procede-se agora à retirada da cauda, que deve ser feita inicialmente 
com auxílio do bisturi, até onde der, sem esforço. Depois, usam-se as 
hastes de uma tesoura para auxiliar a inversão da pele da cauda com 
firmeza; porém, sem força excessiva, para não quebrá-la (Figura 88);
f) A inversão da pele é feita até chegar aos membros anteriores, aonde se 
repete o procedimento realizado nos membros posteriores (Figura 89);
g) Descola-se o resto da pele das costas até expor o pescoço e atingir 
a cabeça, e corta-se a inserção das orelhas, bem próximo ao crânio, 
tomando cuidado para não danificar as pálpebras (Figura 90);
h) Descola-se, então, a pele da boca rente aos dentes e prossegue-se até 
que toda a pele da cabeça esteja descolada, com cuidado para não 
cortar os lábios;
i) Então, deixa-se de lado a carcaça, que poderá ser preparada 
posteriormente, e trabalha-se na pele para retirar o excesso de gordura 
(com auxílio de bisturi ou pedra ume) e o excesso de carne nos ossos 
restantes. A pele retirada pode ser lavada com água e sabão neutro, para 
limpeza, e pode ser armazenada em álcool comercial, para transporte e 
posterior preenchimento; 
j) Para o preenchimento, inicialmente prepara-se a face interna da pele 
com tetraboratode sódio (bórax), evitando contato desta substância 
190 UNIDADE 2
com os pelos, para evitar descoloração;
k) Os ossos das pernas devem ser envolvidos com algodão de forma, 
tomando cuidado para manter uma forma semelhante à original. Então, 
desvira-se toda a pele para iniciar, então, o seu preenchimento; 
l) A boca deve ser costurada com pontos delicados e isolados, de forma a 
tentar manter a mesma aparência do animal;
m) Um pedaço de arame envolto por uma camada firme de algodão deve, 
então, ser utilizado para preencher a cauda do animal, dobrando as 
pontas para evitar que este perfure a pele, e tomando cuidado para não 
esticar a cauda para além de suas proporções naturais;
n) Então, procede-se ao preenchimento da pele, o que pode ser feito com 
algodão hidrófobo ou fibras acrílicas, colocados aos poucos. Pode-
se, também, fazer um molde do corpo do animal, como na Figura 92. 
Neste procedimento, deve-se tomar cuidado para manter as pernas em 
uma posição paralela ao eixo longitudinal do corpo e para não alterar 
a forma do animal, enchendo demasiadamente ou insuficientemente 
determinada parte do corpo. Após o preenchimento, fecha-se a incisão 
ventral de frente para trás com agulha e linha;
o) Pode-se, então, injetar um pouco de formol nos dedos não escalpelados 
do animal, para acelerar a desidratação e a sua preservação;
p) Então, procede-se à fixação do animal taxidermizado, colocando-o 
em uma prancha de fixação (placa de isopor, suporte de madeira ou 
cortiça), prendendo os membros dianteiros ao lado da cabeça e os 
membros traseiros com a sola dos pés voltados para baixo, dispostos 
paralelamente à cauda. Esta, por sua vez, deve ficar esticada para trás 
e presa por alfinetes em sua extremidade;
q) Então, deixa-se o animal secar à sombra, devidamente etiquetado.
2. Montagem de peles abertas de mamíferos
 Esta técnica é recomendada para animais maiores, cuja preparação a 
cheio ocuparia muito espaço na coleção. Para o preparo da pele aberta, inicia-
se fazendo uma incisão na face ventral do corpo do animal, desde o queixo 
até a ponta da cauda; dessa incisão, partem outras até a ponta dos membros, 
tomando-se cuidados para que não fiquem retalhos mal ajeitados (VANZOLINI; 
PAPAVERO, 1967). A escalpelação deve ser minuciosa, virando-se também 
as orelhas ao avesso, para retirar a musculatura da base. No caso de veados 
machos, portadores de galhardas, faz-se na nuca dos espécimes uma incisão 
suficiente para retirar o crânio. Limpa-se a pele da mesma forma que para a 
técnica de montagem cheia; a pele, então, deve ser esticada, usando-se uma 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 191
moldura de madeira, uma tábua grande suficiente para cabê-la, ou um jogo de 
varas, pregando-a com pregos e martelos firtememente, para evitar que ela 
se solte, visto que durante a secagem a mesma sofrerá encolhimento; por fim, 
deixa-se a pele secar à sombra, pois a secagem ao sol danifica a peça.
Figura 86: Taxidermia de mamíferos: primeira incisão na região abdominal 
do animal. 
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
192 UNIDADE 2
Figura 87: Taxidermia de mamíferos: perna preparada para ser cortada.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 193
Figura 88: Taxidermia de mamíferos: membros posteriores cordados. 
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
194 UNIDADE 2
Figura 89: Taxidermia de mamíferos: procedimentos de retirada da cauda. 
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 195
Figura 90: Taxidermia de mamíferos: corte dos membros anteriores.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
196 UNIDADE 2
Figura 91: Taxidermia de mamíferos: procedimentos para retirada da pele na região da 
cabeça.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 197
Figura 92: Taxidermia de mamíferos: ossos dos membros, descarnados e/ou 
envoltos com algodão.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
198 UNIDADE 2
Figura 93: Taxidermia de mamíferos: detalhe da carcaça do animal, e 
moldes da cauda e do corpo para preenchimento da pele, com forma e 
volume parecidos com o animal original.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 199
Figura 94: Taxidermia de mamíferos: animal taxidermizado e 
disposto em posição anatômica.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967)
200 UNIDADE 2
3. Montagem de peles de aves 
 Etapas sintéticas para o preparo de aves (Figuras 94-102), de acordo 
com Anthony (1931), Vanzolini e Papavero (1967), Hjortaa (1975), McFall (1975), 
Pray (1978), Metcalf (1981) e Durrell e Durrell (1982).
a) Toma-se a ave, colocando-a com o dorso para a mesa e, em seguida, 
com as pontas dos dedos, separam-se as penas do peito até o baixo 
abdômen, onde será feita a incisão (Figura 94);
b) Separa-se a pele da carne sem gerar sangramento e evitando-se a 
perda de penas;
c) Fécula de batata (e/ou fubá de milho) deve ser espalhada com 
abundância nas penas, para evitar vestígios de sangue, evitando 
sujá-las; mas caso isso aconteça, a água oxigenada pode ser usada 
com cautela;
d) Um chumaço de algodão pode ser colocado no bico da ave de forma 
aprofundada, para evitar hemorragias;
e) Continua-se a retirada da pele até encontrar a articulação da coxa, 
promovendo a desarticulação na cabeça da tíbia com alicate de 
ponta fina ou tesoura de desossar e, em seguida, força-se o osso 
quebrado da coxa até que fure a carne (Figura 95);
f) Vira-se a perna pelo avesso e retira-se rigorosamente toda a carne 
da pele e do osso e, posteriormente, envolve-se o osso da coxa com 
algodão, de preferência hidrofóbico, preenchendo o volume retirado;
g) Após a operação, aplica-se tetraborato de sódio (bórax) em 
abundância na superfície interna da pele do animal;
h) Solta-se a pele do resto do corpo, um pouco acima do cóccix; neste 
local, retira-se a glândula uropigeana, que está um pouco acima da 
cloaca, e toma-se cuidado com a região cloacal (ânus), pois uma 
ação forçosa nesse local pode perder as penas que formam o crisso 
(coberteiras inferiores da cauda) (Figura 96);
i) Continua-se a retirada da pele da ave até a região das asas e, ao 
encontrar a musculatura da asa destacada, desarticula-se a mesma 
na altura do rádio com o cúbito; repete-se a operação de limpeza, e 
aplica-se bórax (Figura 97);
j) Para que as asas fiquem na posição correta, juntam-se estas ao 
corpo, podendo fazer uso de fios ou linha de uma extremidade a 
outra, para garantir o fechamento das asas rente ao corpo;
k) Continua-se o escalpelamento até a região dos ouvidos e próximo 
aos olhos, atentando para não cortar os cílios (pelos que recobrem 
as membranas dos olhos);
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 201
l) Continua-se destacando a pele até o início do bico, onde a pele 
termina e, neste ponto, é como se a ave estivesse do avesso, com 
pena e pele de um lado, presas ao bico, e o corpo do outro lado;
m) Secciona-se o corpo na região do final do pescoço com o crânio, 
retirando-se a língua e o olho, e limpando-se o crânio (Figura 98);
n) Secciona-se no início do pescoço, junto do crânio, separando o 
corpo em definitivo da ave;
o) Segue o processo de limpeza do interior do crânio, puxando-se por 
baixo o interior cefálico; em seguida, introduz-se bórax à vontade no 
interior, e preenche-se a cavidade com algodão hidrofóbico;
p) Após a completa separação da pele e da carcaça, passa-se bórax na 
pele, de maneira total e continuada, por todo o segmento tegumentar 
(Figura 99);
q) Retorna-se a ave para a posição natural, pele para dentro, pena 
para fora, e inicia-se o acabamento com a construção de um corpo 
de algodão;
r) Compara-se o volume do corpo e constrói-se um corpo em forma de 
funil, como se fosse um manequim com algodão e com talas, que 
podem ser de bambu ou arame (Figura 100);
s) Enfia-se esse corpo de algodão com a parte afunilada do funil na 
ave até que apareçano bico; e, em seguida, cobre-se o manequim 
com a pele da ave;
t) Caso fique sobrando algodão, empurre o excesso para dentro, mas 
de maneira que não altere a forma do corpo da ave;
u) Mantém-se parte da tala para fora, por onde se manuseia a peça, 
evitando danos durante as preparações;
v) Costura-se a ave com agulha e linha na incisão central;
w) Como o bico está aberto por causa da tala, com auxílio de linha, 
através de um nó, fecha-se o bico;
x) Juntam-se as pernas, cruzando-as, e amarra-se uma etiqueta com 
informações sobre o indivíduo taxidermizado (Figura 101);
y) As aves recém-preparadas devem ser armazenadas em funis de 
papel, por alguns dias, para que o indivíduo adquira a forma ideal 
para estudos posteriores (Figura 102).
]
202 UNIDADE 2
Figura 95: Taxidermia de aves: primeiro corte na região 
ventral do animal.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 203
Figura 96: Taxidermia de aves: perna preparada para ser cortada.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
204 UNIDADE 2
Figura 97: Taxidermia de aves: corte da cauda.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 205
Figura 98: Taxidermia de aves: corte das asas.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
206 UNIDADE 2
Figura 99: Taxidermia de aves: procedimentos de retirada de pele da região da cabeça.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 207
Figura 100: Taxidermia de aves: pele totalmente retirada da carcaça.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
208 UNIDADE 2
Figura 101: Taxidermia de aves: preparação de molde em forma de funil e membros posteriores 
envoltos em algodão.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 209
Figura 102: Taxidermia de aves: animal taxidermizado, disposto em posição 
anatômica (esqueda) e já envolto em algodão para armazenamento e preservação 
da forma (direita).
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
210 UNIDADE 2
4. Preparação didática de peles
 Este método de preparo é também semelhante aos anteriores, porém, 
neste caso, há aplicação de um molde de madeira ou corpo artificial do mesmo 
Figura 103: Taxidermia de aves: animal taxidermizado e armazenado em funil de papel.
Fonte: Vanzolini e Papavero (1967).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 211
tamanho que o animal original, o qual pode ser utilizado para dar maior realismo, 
e fica preso ao molde através de arames. A sustentação corporal também é 
feita internamente com arames, que ultrapassam o nível das mãos e pernas dos 
animais. As extremidades destes arames pode ficar para fora do corpo, para 
facilitar a fixação dos animais em anteparos.
A secagem dos animais preparados também deve ser feita à sombra. 
Podem-se utilizar olhos de vidro para dar maior realismo. 
5. Preparo de esqueletos (osteotécnica) 
A preparação de esqueletos é um método extremamente importante para 
a sistemática animal, pois muitas vezes, a pele encontra-se demasiadamente 
danificada ou deteriorada, mas o crânio ou o esqueleto completo podem ainda 
ser aproveitados. 
A limpeza de vertebrados envolve a preparação e a montagem de 
esqueletos, que se iniciam com o desmembramento, seguido de descarnamento, 
secagem e acondicionamento. A maceração, o uso de insetos e a imersão em 
peróxido de hidrogênio (H2O2) são técnicas comumente utilizadas (SOUZA-
JUNIOR., 2010).
As várias etapas para a preparação de esqueletos são abaixo descritas, 
segundo Vanzolini e Papavero (1967), Hjortaa (1975), Metcalf (1981) e Durrell e 
Durrell (1982):
a) Desmembramento:
•	 É a primeira etapa a ser desenvolvida;
•	 Para peças menores (pequenos roedores, aves, lagartos etc.), esta 
etapa pode ser desnecessária e as peças podem ser tratadas inteiras;
•	 Para peças de tamanho médio (ex.: um cão), pode-se realizar o 
desmembramento realizando-se incisões circulares que alcancem 
exatamente as articulações;
•	 Para animais de porte maior, é necessária, ainda, a separação do crânio 
com cuidado, além da separação do tronco em duas partes, separando-
se a caixa torácida e as vértebras, sem as costelas e a bacia; 
•	 Quando somente o crânio for utilizado, devem-se aproveitar, ainda, as 
três primeiras vértebras, por possuírem importância taxonômica.
Para uma descrição 
detalhada destes 
procedimentos, ver Anthony 
(1931), Hjortaa (1975), 
McFall (1975), Pray (1978), 
Metcalf (1981) e Durrell e 
Durrell (1982).
212 UNIDADE 2
b) Descarnamento:
•	 A primeira etapa agora consiste na retirada de todas as partes moles 
facilmente retiráveis, como vísceras, olhos e cérebro (em animais 
grandes), e as grandes massas musculares;
•	 Para a retirada das partes moles, mais fácil, é importante promover a 
retirada do excesso de sangue, deixando a carcaça imersa em água 
corrente ou em um recipiente, trocando a sua água 1 ou 2 vezes por dia;
•	 A retirada de toda a carne dos ossos nem sempre é suficiente e pode ser 
necessário também eliminar a gordura. Pendurando-se os ossos em um 
frasco, ou mergulhando-os em um fluido desengordurante ou solução 
de amônia, é possível realizar esta tarefa. Ossos maiores podem ser 
furados para que a gordura de dentro dos mesmos saia com maior 
facilidade;
•	 As carcaças podem, ainda, ser fervidas em água ou água amoniacal 
(1 a 5%), ou solução de água com detergente e carbonato de potássio 
(uma colher de chá para cada meio litro de água), para promover o 
amolecimento da carne e sua posterior retirada com pinças e tesouras. 
Pode-se, ainda, colocar a carcaça de molho em água com pedaços 
de mamão verde, pois estes contêm papaína, que ajuda a amolecer 
a carne. É importante atentar para o tempo de cozimento quando se 
pretende preservar as articulações. Durante o processo de cozimento é 
importante colocar pés e mãos em sacos para evitar que os ossículos 
sejam perdidos; 
•	 Outra opção é a realização de um processo denominado maceração, 
em que as carcaças, após o descarnamento inicial, são fervidas para 
amolecer a carne restante e, depois, imersas em água para que bactérias 
promovam a decomposição da matéria orgânica. Este processo é muito 
demorado (pode chegar a meses), e resulta em um odor extremamente 
desagradável, embora produza ossos não danificados;
•	 Uma terceira opção é a utilização de larvas de insetos (moscas ou 
besouros) para a limpeza de ossos e esqueletos. Para a limpeza com 
larvas de moscas, necessita-se deixar a carcaça em contato com 
moscas para que estas depositem seus ovos; ao eclodirem, as larvas 
farão a limpeza total da carcaça, deixando apenas ossos e ligamentos. 
Este método é pouco recomendado por deixar odor extremamente 
desagradável e causar problemas sanitários. Para a limpeza com larvas 
de besouros, recomenda-se o uso de besouros do gênero Dermestes, 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 213
que promovem uma limpeza mais rápida da carcaça já desidratada e 
deixam um odor menos desagradável. É importante frisar que, para 
o uso destas técnicas, carcaças tratadas com formol dificilmente são 
aceitas pelos insetos. Neste caso, pode se tentar fazer uma lavagem 
com água em abundância por vários dias ou, ainda, com caldo de carne;
•	 Dentes e maxilas são estruturas - chave na identificação de mamíferos 
e, por isso, devem-se preservar as duas arcadas;
•	 Para promover uma melhor limpeza dos ossos, pode-se colocá-los 
imersos em uma solução de água oxigenada (peróxido de hidrogênio 10 
volumes) por 10-15 minutos; porém, é importante não deixá-los muito 
tempo nesta solução, pois a água oxigenada pode corroer os ossos.
c) Secagem:
•	 Quando há necessidade de preparação de um esqueleto ainda em 
campo, após o descarnamento, pode-se realizar a fixação da carcaça, 
colocando-a em uma solução de formol, para depois secá-la. Quando os 
músculos estiverem brancos, a fixação estará pronta. Na ausência de 
formol, gasolina pode ser utilizada, com as cautelasque demanda. No 
entanto, o uso de gasolina ou formol dificulta uma posterior limpeza da 
carcaça por besouros dermestídeos, devendo ser evitada; 
•	 Para realizar a secagem da carcaça, recomenda-se o uso de álcool 
etílico ou cloreto de sódio (sal de cozinha - NaCl);
•	 É também possível realizar a secagem da carcaça diretamente ao sol, 
mas para isto, é importante fazer um descarnamento mais cuidadoso;
•	 A secagem de ossos e esqueletos já descarnados deve sempre ser feita 
à sombra e, em caso de ser a feita fervura dos ossos, estes devem 
ser resfriados lentamente. Estes processos evitam o surgimento de 
rachaduras ou entortamento dos ossos.
d) Acondicionamento:
•	 Em montagens didáticas de esqueletos, podem-se utilizar arames entre 
as vértebras, como contas em um colar, para garantir a fixação da 
coluna. Os demais ossos podem ser furados ou colados para garantir 
a fixação das articulações, quando os ligamentos não foram mantidos.
•	 O acondicionamento para coleções científicas requer maior cuidado, 
pois nenhum osso ou dente de determinado animal pode ser perdido ou 
misturado à ossada de outro espécime. Para isto, cada animal deve ser 
214 UNIDADE 2
preparado em recipientes individualizados (sacos plásticos ou garrafas 
plásticas), para garantir que esse tipo de problema não ocorra. Além 
disso, após preparados, todos os ossos devem ser numerados com os 
números de tombo da coleção onde são depositados, de forma a garantir 
que quando um pesquisador esteja trabalhando com o material, sempre 
seja possível saber de qual espécime determinado osso pertence;
•	 Os ossos devem ser guardados preferencialmente em caixas de papel, 
ou em frascos de plástico, devidamente etiquetados. Os frascos de 
plástico são menos recomendáveis, por permitirem menor ventilação e 
facilitar a proliferação de fungos.
6. Preparo de cabeças
Alguns mamíferos possuem chifres ou haste, e muitas vezes, existe 
a necessidade de preservar essas estruturas através da montagem da parte 
ossificada da cabeça com a haste. Inicia-se esfolando a cabeça; o corte deve 
ser iniciado pelo pescoço, passando pelos olhos, até o nariz. A seguir, esfola-se 
a pele da parte superior da cabeça. Corta-se a pele à volta das hastes, liberando 
até a base da haste. Assim que extrair os olhos, realiza-se o corte da cabeça, 
e promove se a sua limpeza. A fixação em base de madeira é recomendada 
e, para isso, deve ser executado mais um corte transversal (HJORTAA, 1975; 
DURRELL; DURRELL, 1982).
Figura 104: Corte esquemático com tracejado onde deve ocorrer a inserção da serra (A) e montagem 
da cabeça com as hastes em placa de madeira (B). 
Fonte: Durrell e Durrell (1982).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 215
7. Esquemas de dentição
As técnicas para o preparo da dentição junto às maxilas são as mesmas 
utilizadas no preparo de ossos e esqueletos; porém, é extremamente importante 
que junto ao registro da peça conste a fórmula dentária.
 No exemplo , apresenta-se a dentição da raposinha-
do-campo, Pseudalopex vetulus, isto é, 6 incisivos, sendo 3 superiores e 3 
inferiores; 2 caninos; 8 pré-molares e 5 molares. Dessa forma, temos 10 dentes 
na arcada superior e 11 na inferior, considerando o lado direito e esquerdo, 42 
dentes totais formam a arcada da raposa. 
MÉTODOS DE PREPARO E PRESERVAÇÃO EM VIA ÚMIDA 
1. Conservação tradicional
Neste caso, o material é preservado em meio líquido. O líquido 
preservador comum é o álcool 70%. Porém, antes de ser mergulhado em álcool, 
o material deve receber solução fixadora, normalmente formol a 10%, que 
deverá ser injetado no sistema arterial, nas cavidades torácica e abdominal, e 
nas grandes massas musculares. 
A aplicação de formol enrijece os exemplares e uma posição de 
montagem deve ser planejada para futuros estudos (PAPAVERO, 1994). Entre 
os mamíferos, este método é bastante utilizado para morcegos, embora sua 
taxidermia também seja possível (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Para peixes, répteis e anfíbios, este método de preservação é o mais 
utilizado. Injeta-se uma quantidade de formol suficiente para que se perceba que 
o bicho está injetado, mas não estufado. No caso de peixes, é recomendado o 
formol a 10%; porém, além da aplicação interna de formol, os indivíduos podem 
ser mantidos em formol por alguns dias para maximizar a fixação do animal. 
Para girinos, recomenda-se a utilização de formol a 5% e, neste caso, 
basta a imersão da larva em formol. Para répteis, uma aplicação de formol 
próximo à cloaca dos machos é recomendada, para tentar promover a eversão 
de seus hemipenis porém, com cuidado para não danificá-los. 
Deve-se tomar cuidado para não forçar a injeção de formol em qualquer 
das partes do corpo, para evitar que o formol não extravase e atinja os olhos, 
provocando um acidente (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967). 
Após a fixação, os indivíduos (répteis e anfíbios) são mantidos em posição 
 3 1 4 2
i c pm m = 42
 3 1 4 3
216 UNIDADE 2
anatômica por 12-24 horas ou até alguns dias, cobertos por papel molhado com 
solução de formol a 10%. Nesta posição, os membros anteriores devem ser 
mantidos paralelos à cabeça, com os dedos afastados uns dos outros. Posição 
análoga deve ser feita com os membros posteriores, paralelos à cauda. 
Em animais de cauda longa, deve-se dobrá-la para a frente. Pode ser 
necessária a utilização de agulhas ou espinhos de plantas (ex.: cactáceas) 
para a fixação dos membros, dedos ou cauda na posição ideal. Sabe-se que a 
fixação está boa quando, levantando-se o lagarto, a cauda fica firme na posição 
(VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
Para a fixação de cobras, a posição ideal é atingida dobrando-se o corpo 
do animal em forma redonda ou elipsoide, de forma que a cabeça fique mais 
externamente para facilitar seu posterior exame. No caso de serpentes muito 
grandes, tira-se o couro, deixando a cabeça e a cauda mais um palpo de tronco 
acima desta, e guarda-se no líquido fixador. No caso de quelônios, deve-se 
injetar bastante formol na cavidade geral (pela inserção dos quatro membros), 
nas pernas e no pescoço (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
As gimnofionas (cobras cegas ou cecílias) e as salamandras devem ser 
fixadas como se fossem cobras. Anfíbios anuros pequenos podem ser fixados 
apenas colocados em contato direto com formol 10%, em posição anatômica, 
na bandeja de fixação; o formol pode ser absorvido diretamente pela pele, 
promovendo assim a fixação do animal. Os animais maiores exigem a injeção de 
formol, assim como os répteis. Girinos devem ser mortos e fixados diretamente 
em formol a 5% (VANZOLINI; PAPAVERO, 1967).
 
2. Conservação para estudos moleculares
Resultados satisfatórios são obtidos para a extração de material genético, 
quando tecidos (músculos ou fígado) e pele com milímetros quadrados são 
armazenados em álcool etílico absoluto (ou álcool etílico P.A.) e integralmente 
mergulhados. É possível realizar a extração de material genético mesmo de 
animais que tenham sido mortos recentemente como, por exemplo, aqueles 
encontrados atropelados na beira de estradas. A fixação com formol inviabiliza o 
aproveitamento de tecidos para estas finalidades, pois destrói o material genético 
(PEREZ-SWEENEY et al., 2004). 
As amostras contendo tecidos armazenados em álcool etílico absoluto 
devem, ainda, ser mantidas refrigeradas para garantir melhor preservação do 
material genético. Não se recomenda armazenar pedaços de tecidos retirados 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 217
do trato digestivo ou tecido epitelial, pois estes podem trazer contaminantes 
(restos de alimento ou ectoparasitos), contaminando, assim, o material genético 
a ser utilizado para estudos posteriores. Além disto, necessita-se utilizar frascos 
(tipo eppendorf ou tubos de ensaio) livres de contaminantes ou esterilizados. 
EXERCÍCIOS DE FIXAÇÃO
1. Diferencie métodos passivos e ativos para a coleta de vertebrados, 
exemplificando-os.2. Compare os pares de métodos de amostragem de vertebrados listados abaixo, 
enumerando os fatores positivos e os negativos da utilização de cada um deles 
para um mesmo grupo de quaisquer animais:
 a) Armadilhas de queda e armadilhas de interceptação e de queda
 b) Coleta manual noturna e coleta manual diurna
 c) Coleta diurna e noturna com redes de neblina
 d) Redes de arrasto e redes de espera
 e) Senso visual e armadilhas fotográficas
 f) Armadilhas tipo Shermann e Tomahawk
3. Quais fatores podem influenciar a aplicação:
 a) De métodos ativos de amostragem de vertebrados?
 b) De métodos passivos de amostragem de vertebrados?
4. Diferencie e exemplifique métodos de preservação de vertebrados em meio 
seco e em meio líquido.
5. Um pesquisador encontrou uma carcaça de um mamífero de médio ou grande 
porte em avançado estágio de decomposição, durante uma atividade de campo, e 
necessita realizar a preparação osteológica da cabeça. Qual(is) procedimento(s) 
ele deve/pode adotar?
6. Como realizar a preservação de tecidos de vertebrados para estudos 
moleculares?
218 UNIDADE 2
7. Associe os grupos de vertebrados listados na coluna da esquerda com os 
métodos preferenciais de preparação e de preservação com finalidade científica, 
listados na coluna da direita. Cada associação pode acontecer uma, mais de 
uma ou nenhuma vez.
TÁXONS
( ) Morcego
( ) Rato
( ) Urubu
( ) Gato
( ) Girino de anfíbio
( ) Sardinha
( ) Salamandra
( ) Beija-flor
( ) Tubarão
( ) Lagartixa
( ) Cecília
( ) Tartaruga
( ) Arraia
MÉTODOS DE PREPARAÇÃO
1. Fixação com formol
2. Fixação direta em álcool
3. Taxidermia
4. Preservação permanente em formol
5. Preservação temporária em álcool
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 219
CAPÍTULO 6 – COLEÇÕES ZOOLÓGICAS: 
PANORAMA GERAL E PERSPECTIVAS
Leonardo Sousa Carvalho e
Janete Diane Nogueira-Paranhos
Até o início do século XIX, exemplares de plantas e animais eram 
coletados por aventureiros e comerciantes, ao longo de suas viagens pelo 
mundo, e enviados aos centros europeus para alimentarem os gabinetes de 
curiosidades que estimulavam o imaginário da nobreza (ZAHER; YOUNG, 
2003). Alguns dos gabinetes formaram, então, os embriões do que viriam a 
ser grandes coleções zoológicas europeias, como por exemplo, o Museu de 
História Natural de Paris (ZAHER; YOUNG, 2003).
No decorrer do século XIX, o conhecimento acerca da biodiversidade 
planetária expandiu-se significativamente, graças à intensificação do 
comércio marítimo e das rotas de navegação entre o Novo e o Velho Mundo. 
Nessa época de ouro da zoologia, os museus de história natural já haviam 
conquistado um papel preponderante nas ciências biológicas, como centros 
de estudo da biodiversidade (ZAHER; YOUNG, 2003). 
A associação feita entre os museus de história natural e o estudo 
da biodiversidade não parou de se estreitar e se fortalecer no decorrer 
dos anos. Da mesma forma, a pesquisa em sistemática, que trata dessas 
coleções científicas, passou a representar a espinha dorsal do conhecimento 
em biodiversidade (ZAHER; YOUNG, 2003).
No entanto, a consolidação das principais coleções internacionais 
ocorreu nas últimas duas décadas, embora o mesmo não tenha ocorrido em 
países em desenvolvimento, em função da ausência de políticas adequadas 
para o setor, recursos limitados, e falta de demanda industrial qualificada 
(CANHOS; VAZZOLER, 2004). Tal fato torna-se preocupante, visto a 
individualidade e a importância científica das coleções zoológicas, tornando-
as um patrimônio pelo qual a sociedade deve zelar, através das instituições 
mantenedoras (TADDEI et al., 1999)
As coleções científicas são um registro permanente da herança 
natural do planeta e a base para o desenvolvimento de muitas pesquisas 
(MAGALHÃES et al., 2005; BRAZIL; PORTO, 2011). Estes ambientes 
têm como função principal armazenar, preservar e ordenar o acervo de 
espécimes, representando a diversidade biológica de organismos (fósseis e 
220 UNIDADE 2
atuais) que povoaram o planeta até os dias de hoje (ZAHER; YOUNG, 2003). 
Além disto, elas estão na base das pesquisas sobre a diversidade animal e 
constituem o acervo básico a partir do qual essa diversidade é reconhecida 
e localizada. Apesar de diferirem em seu tamanho, escopo e tradição, cada 
coleção zoológica é única e irreproduzível, pois as amostras que contêm 
representam indivíduos biológicos e momentos únicos na história dos 
ecossistemas amostrados. Frequentemente, as coleções abrigam espécimes 
da fauna silvestre provenientes de regiões atualmente alteradas pela ação 
humana e das quais nada saberíamos se não fossem os acervos disponíveis 
(TADDEI et al., 2003).
IMPORTÂNCIA E BENEFÍCIOS DAS COLEÇÕES ZOOLÓGICAS
Pode-se resumir a relevância das coleções biológicas na afirmação 
de que elas se constituem na mais importante fonte de informações sobre a 
composição, distribuição – espacial e temporal – e conteúdo da biodiversidade 
de nosso planeta (MAGALHÃES et al., 2005).
Entretanto, considerar as coleções biológicas como o núcleo de um 
novo e complexo conjunto de processos produtivos talvez seja, atualmente, o 
aspecto mais importante a ser considerado em termos da sua relevância para 
a sociedade (MAGALHÃES et al., 2005). Esse aspecto foi apropriadamente 
discutido por Fonseca et al., (2002), que chamaram a atenção para a mudança 
de paradigma tecnológico que estamos vivenciando, em que a biotecnologia 
está causando – e deverá causar – um impacto ainda de difícil mensuração. 
Segundo esses autores, este novo paradigma deverá demandar uma 
base de conhecimento sobre o conteúdo da biodiversidade que ainda não 
conseguiu ser produzido até hoje. Eles enfatizam que, com o crescimento 
do impacto e das perspectivas econômicas dos ramos produtivos dedicados 
à biotecnologia, estratégias de desenvolvimento que exigem a conservação 
da biodiversidade e o uso sustentado da biota passam a ter mais importância 
que o modelo extrativista que ainda vigora.
Diversos outros aspectos sobre a importância de formar, manter e 
incrementar coleções biológicas também devem ser considerados, e vários 
autores já discorreram sobre eles (. Abaixos são listados diversos aspectos 
que fazem das coleções biológicas um recurso essencial para a sociedade, 
listados por MAGALHÃES et al. (2005). Assim, de forma geral, as coleções 
representam:
Para mais informações e 
referência, ver Magalhães 
et al. (2005) e Marinoni et 
al. (2006).
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 221
• Um registro permanente da herança natural do planeta, 
representando um investimento contínuo da sociedade no esforço 
de entender o mundo natural;
• A base para a pesquisa em muitas disciplinas científicas, em 
particular, as que estudam a descrição, a classificação e a 
reconstrução da história evolutiva das espécies;
• A preservação dos elementos para a comprovação de pesquisas 
pregressas, possibilitando a verificação da validade da informação 
científica;
• Uma fonte de informações críticas para diversos campos da 
ciência, como agricultura, biogeografia, biologia pesqueira, 
conservação e manejo de recursos naturais, bioquímica, 
biotecnologia, ecologia, epidemiologia, evolução, genética, 
medicina, toxicologia, mudanças globais, legislação etc.;
• Uma base de dados essencial para estudos de caracterização e 
impacto ambiental, bem como para oferecer subsídios valiosos ao 
planejamento, estabelecimento, acompanhamento e avaliação de 
políticas públicas; de programas e projetos desenvolvimentistas; 
de alterações ambientais; de políticas conservacionistas e de 
manejo de recursos naturais; e, em especial, à identificação de 
componentes dadiversidade biológica que levem à descoberta de 
novos recursos e possibilidades;
• Um conjunto de informações sobre a fauna, flora e microbiota, 
que se constituem em elementos essenciais do componente 
biodiversidade a ser incorporado ao desenvolvimento de modelos 
científicos sobrea ocupação e a utilização dos recursos de uma 
região;
• Uma base de planejamento para pesquisas futuras;
• Um recurso de grande valor didático, ao dar suporte a atividades 
de ensino secundário (feiras de ciências), universitário e pós-
graduação, bem como apoio a programas de educação ambiental, 
auxiliando a promover a conscientização do público para as 
questões ambientais e de preservação da biodiversidade;
• Um valioso potencial cultural, ao propiciar possibilidades 
de entretenimento e de divulgação de valores culturais de 
uma região, relacionadas a elementos da fauna e flora, 
tanto em termos de exposições físicas, quanto virtuais 
222 UNIDADE 2
(páginas eletrônicas bem elaboradas, com informações 
e jogos visando a divertir, educar e informar o visitante). 
Além disto, há uma série de benefícios que podem ser extraídos 
das coleções, a partir do manejo adequado das informações nelas contidas. 
Abaixo, são transcritos alguns dos benefícios advindos das coleções 
biológicas, elencados por MAGALHÃES et al. (2005) e MARINONI et al. 
(2006):
• Análise e monitoramento a longo prazo de mudanças ambientais; 
• Descoberta de novos recursos biológicos, direcionando melhor 
a pesquisa por genes, agentes biocontroladores e espécies 
potencialmente úteis para a humanidade; 
• Estímulo ao ecoturismo, ao fornecer elementos para exibições 
sobre a história natural de ecossistemas de uma região;
• Fornecem o contexto científico para o entendimento dos 
processos de especiação, extinção e adaptação que produziram 
a atual diversidade da vida; 
• Incremento da comunicação e colaboração global, com 
consequente redução da duplicação de esforços e aumento da 
produtividade científica; 
• Melhor documentação sobre extinção e alterações de distribuição 
de espécies; 
• Melhora na relação custo-benefício do manejo de recursos 
biológicos, à medida que bancos de dados on line possibilitam 
um acesso mais eficiente a informações sobre sistemática e 
disciplinas relacionadas; 
• Possibilidade de acesso imediato ao conhecimento sistemático 
para a resolução de problemas; 
• Promoção de novas possibilidades de comparações e 
associações entre os dados biológicos e os de outras fontes, 
como biotecnologia, geologia, ecologia, genética molecular etc., 
que promovam uma melhor compreensão, preservação e uso 
sustentável da diversidade biológica em escala global; 
• Subsídio à modelagem de nicho ecológico, com seu uso potencial 
na previsão de alterações bióticas decorrentes de mudanças no 
clima global, assim como de rota e disseminação de espécies 
invasoras;
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 223
• Subsídio a políticos, legisladores, técnicos e tomadores de decisão 
no estabelecimento de prioridades em políticas conservacionistas 
e de manejo de recursos naturais sustentáveis.
FONTE DE MATERIAL PARA AS COLEÇÕES
Os espécimes de uma coleção zoológica podem ser coligidos de 
diferentes formas. O mecanismo mais comum é a coleta direta de espécimes 
e/ou amostras de animais (viventes ou fossilizados) durante a realização de 
pesquisas científicas in situ ou ex situ, e a posterior incorporação destes 
indivíduos a acervos de coleções científicas. A coleta de material biológico 
segue legislação específica de órgãos governamentais, tais como o Instituto 
Brasileiro do Meio Ambiente e Recursos Hídricos Renováveis (IBAMA), 
ou o Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio). 
Atualmente, uma grande gama de licenças para atividades com finalidade 
científica (ex.: coleta de material biológico) é emitida, pela internet, através do 
Sistema de Autorização e Informação em Biodiversidade (SISBIO), instituído 
pela Instrução Normativa n.º 154/2007, do IBAMA.
Outros mecanismos que podem ser aplicados para aumentar 
o acervo de uma coleção incluem: permuta (troca de espécimes entre 
coleções zoológicas); retenção (quando parte dos indivíduos de um lote de 
determinada coleção são retidos ou doados após o empréstimo daquele lote 
a outra coleção); e pelo recebimento de entregas ou doações voluntárias 
de animais capturados pela população local, prefeituras, centros de controle 
de zoonoses, hospitais e órgãos ambientais (IBAMA, ICMBio, Polícia Militar, 
Corpo de Bombeiros, etc.).
TIPOS DE COLEÇÕES ZOOLÓGICAS
Coleções de animais podem variar de pequenas amostras mantidas 
por pesquisadores individuais em suas respectivas instituições até coleções 
estruturadas e tradicionais, como aquelas mantidas por museus (TADDEI et 
al., 1999). O escopo, a importância e as aplicações dessas diferentes coleções 
são muito variados e, se entrevistado individualmente, cada pesquisador 
certamente forneceria propósitos particulares para sua coleção (TADDEI et 
al., 1999). 
A primeira distinção entre tipos de coleções zoológicas diz respeito 
224 UNIDADE 2
à sua finalidade básica, existindo coleções que são, prioritariamente, 
relacionadas a atividades de ensino, sendo estas denominadas coleções 
didáticas. As coleções didáticas são compostas por espécimes que podem 
não ter informação de sua procedência e preparados (emblocados em 
resina acrílica, fixados, montados ou taxidermizados) de maneira a exibir, 
didaticamente, caracteres úteis às práticas de ensino. Estes animais podem, 
eventualmente, sofrer danos durante a sua utilização em atividades didáticas, 
sem haver grandes prejuízos para a realização de atividades de pesquisa.
Como exemplificado por Azevedo-Filho et al., (2007), alguns 
espécimes incluídos em coleções podem não apresentar qualquer etiqueta 
de coleta ou identificação, tornando-os impróprios para a utilização científica. 
No entanto, estes indivíduos também podem ser devidamente recuperados, 
visto que a possibilidade de haver exemplares de significativa importância, os 
quais poderão vir a ser utilizados como apoio didático, constituindo, assim, 
uma coleção didática. Tal importância é corroborada por Papavero (1994), ao 
afirmar que o aprendizado é mais efetivo e imediato quando os interessados 
se encontram diante do material objeto de estudo.
As coleções didáticas diferem, substancialmente, das coleções 
científicas, que possuem o objetivo primário de armazenar espécimes já 
utilizados em pesquisas pretéritas ou que podem ser utilizados na realização 
de pesquisas científicas futuras, dentre outras finalidades. Abaixo, são 
apresentadas algumas classificações de coleções científicas, que embora 
possam ser arbitrárias, permitem compreender os diferentes níveis em que 
estas podem estar organizadas, além de refletir o grau e o comprometimento 
institucional para com as coleções, algo que está, às vezes, além da vontade 
do pesquisador responsável (TADDEI et al., 1999).
Grandes acervos ou coleções de caráter geral
Estão incluídas aquelas coleções cujo propósito básico é o de 
servir como depósito de amostras zoológicas de amplo escopo geográfico 
e taxonômico. Essas coleções podem ser reconhecidas por conterem 
espécimes que excedem os objetivos e linhas de pesquisa de qualquer 
pesquisador individual. São, geralmente, mas não necessariamente, as 
mais antigas e tradicionais, contendo, frequentemente, grandes amostras de 
diversos grupos taxonômicos e de diversas localidades (TADDEI et al., 1999). 
Uma vez que essas coleções são criadas para abrigar material por tempo 
indefinido e até mesmo na inexistência de um pesquisador especializado, o 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 225
grau de comprometimento institucional, neste caso, é máximo (TADDEI et al., 
1999). 
No Brasil, destacam-se as coleções do Museu de Zoologia da 
Universidade de São Paulo (MZSP - São Paulo-SP), o Museu Paraense Emílio 
Goeldi (MPEG - Belém-PA) e o Museu Nacional do Rio de Janeiro (MNRJ - Rio 
de Janeiro-RJ). No entanto, as maiores coleções gerais do mundo localizam-
se nos Estados Unidos e na Europa, especialmente na França, Alemanha e 
Inglaterra, países desenvolvidos e que possuem condições financeiras para 
manter e ampliar os acervos de suas coleções.Coleções de referência ou coleções de caráter regional
Estão incluídas as coleções zoológicas de escopo taxonômico e/ou 
geográfico mais restrito, mas que ainda podem vir a exceder os objetivos 
básicos e linhas de pesquisa de pesquisadores individuais (TADDEI et al., 
1999). Um exemplo é o das coleções de referência, que incluem espécimes 
utilizados para identificação em uma base regional. Esse tipo de coleção, 
geralmente iniciado por um especialista que desenvolve projetos ao redor de 
seu domicílio acadêmico, frequentemente interessa ao seu departamento ou 
instituto de pesquisa, mesmo na ausência do pesquisador que a iniciou. Este 
tipo e as coleções de pesquisa, frequentemente de modo conjunto, são os 
mais comuns nos departamentos das universidades (TADDEI et al., 1999). No 
entanto, por tratarem-se de coleções menores, podem vir a sofrer com menor 
apoio institucional e falta de recursos para a sua manutenção. Neste caso, 
é importante que os curadores e/ou administradores destas coleções façam 
a incorporação do acervo a grandes coleções gerais, permitindo, assim, a 
correta manutenção do referido acervo.
Coleções de pesquisa
São aquelas que incluem espécimes relacionados à pesquisa imediata 
de seu criador, tais como as coleções realizadas ao longo do desenvolvimento 
de determinado projeto (TADDEI et al., 1999). Praticamente todos os 
zoólogos e ecólogos que desenvolvem pesquisas no campo eventualmente 
coletam alguns espécimes com finalidades diversas e os mantêm em seus 
laboratórios, para estudo e consulta. Parece ser um tipo bastante comum de 
coleção e frequentemente os pesquisadores por ela responsáveis depositam 
material tipo ou séries já estudadas em coleções maiores. Essas coleções 
226 UNIDADE 2
podem ser bem complexas e até grandes, mas sua manutenção pelos 
departamentos ou instituições geralmente não é interessante na ausência do 
pesquisador (TADDEI et al., 1999). Por exemplo: durante a realização de um 
resgate de fauna de um empreendimento a longo prazo, os pesquisadores 
envolvidos podem realizar coleta de espécimes biológicos, montar uma 
pequena coleção de referência para a pesquisa durante a realização de tal 
atividade, e proceder à incorporação dos espécimes restantes a coleções de 
caráter geral ou regional. Posteriormente, todos os espécimes deste pequeno 
acervo também serão incorporados a coleções maiores.
Coleções particulares
Esta categoria inclui as coleções particulares, que infelizmente 
ainda existem e que variam em seu escopo, tamanho e objetivos. Em 
comum, possuem a característica de serem de difícil acesso e, quando são 
valiosas, representam ônus para o Estado, que frequentemente as adquire 
após o desinteresse ou morte do colecionador. Quando são confeccionadas 
por especialistas, podem ser tão importantes quanto as coleções gerais 
ou regionais; nas mãos de amadores, são geralmente pouco confiáveis, 
principalmente quando a motivação original é financeira (TADDEI et al., 1999).
Esses tipos de coleções zoológicas - variáveis como são em termos 
de acesso, representatividade, qualidade de manutenção e fidedignidade das 
informações que contêm - representam, em última instância, um patrimônio a 
ser mantido e utilizado. Entretanto, uma vez que o grau de comprometimento 
institucional não é o mesmo, acervos bastante interessantes podem ser 
perdidos quando o pesquisador que os criou é transferido, se aposenta ou 
falece (TADDEI et al., 1999). 
A criação de coleções particulares, pelos motivos acima expostos, 
não é recomendada, porém, é compreensível quando se trata de coleções 
de referência ou coleções para projetos de pesquisa, havendo posterior 
incorporação destes acervos a coleções de caráter geral ou regional. Este foi 
o caso da incorporação da coleção particular do entomólogo Johan Becker ao 
Museu de Zoologia da Universidade Estadual de Feira de Santana, que era 
composta de mais de 14 mil insetos de diversos estados brasileiros; e ainda 
do acervo particular de mais de 120 mil espécimes do herpetólogo Werner 
Bokermann, incorporado ao acervo do Museu de Zoologia da Universidade 
de São Paulo.
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 227
Coleções grupos taxonômicos determinados
Estas coleções são caracterizadas por serem constituídas de 
espécimes de táxons específicos, de interesse de um pesquisador (ou de 
um conjunto de pesquisadores) ou de determinada instituição, por algum 
propósito específico. Estes são os casos de coleções com finalidades médico-
sanitárias e coleções de cunho agropecuário. As coleções com finalidades 
médico-sanitárias podem ser exclusivamente criadas para receber espécimes 
de parasitas, vetores, protozoários (leishmânias e tripanossomos), bactérias, 
fungos, entre outros (MAGALHÃES et al., 2001). Estas coleções podem 
ser baseadas em espécimes vivos, importantes para pesquisas no controle 
de endemias, na tecnologia de alimentos, e na biotecnologia, através da 
busca de princípios bioativos oriundos destes organismos ou oriundos 
de outros seres vivos (ex.: peptídeos de venenos animais) que possam 
combater a infestação, o desenvolvimento ou patologias causadas por estes 
microorganismos (MAGALHÃES et al., 2001). 
As coleções de cunho agropecuário podem ser exclusivamente 
criadas para receber espécimes de pragas agrícolas, parasitas de 
animais domesticados, entre outros. No entanto, este tipo de coleção não 
necessariamente é exclusivamente zoológica, podendo incluir, ainda, 
bancos de germoplasma, essenciais para a conservação e exploração de 
recursos genéticos de espécies nativas, como hortaliças e fruteiras, e a 
coleção de microorganismos de interesse agronômico, como por exemplo, 
rizóbios, importantes para estudos de sustentabilidade de sistemas agrícolas 
em nitrogênio (MAGALHÃES et al., 2001). Além disto, algumas coleções 
particulares ou coleções de pesquisa, como descritas acima, também podem 
ser consideradas coleções de grupos taxonômicos determinados.
PANORAMA GERAL DAS COLEÇÕES ZOOLÓGICAS BRASILEIRAS
O Brasil ganhou a sua primeira coleção científica graças à iniciativa 
do imperador Dom João VI, que fundou, em 1818, a Casa dos Pássaros, 
instituição que deu origem ao Museu Nacional do Rio de Janeiro. 
Posteriormente, em 1866 e 1886, foram criadas as coleções científicas do 
Museu Paraense Emílio Goeldi e do Museu de Zoologia da Universidade 
de São Paulo, respectivamente (ZAHER; YOUNG, 2003). Hoje, estas três 
instituições abrigam o maior acervo da nossa diversidade biológica. No 
decorrer do século XX, e paralelamente a esses grandes centros, diversas 
228 UNIDADE 2
outras instituições científicas constituíram coleções zoológicas regionais que 
passaram a formar uma rede com proporções e representatividade ainda mal 
estimadas (ZAHER; YOUNG, 2003).
As primeiras avaliações sugerem que haja cerca de 26 milhões de 
espécimes depositados em coleções brasileiras, sendo, sem sombra de 
dúvida, o maior acervo do mundo sobre a região neotropical. Entretanto, 
a falta histórica de iniciativa na manutenção de um cadastro nacional de 
coleções científicas dificulta a elaboração de um panorama efetivo sobre a 
situação atual dessas coleções (ZAHER; YOUNG, 2003). 
No entanto, alguns estudos forneceram um diagnóstico detalhado das 
coleções biológicas no Brasil (por exemplo, BRANDÃO et al., 1998, 2006; 
SIQUEIRA; JOLY, 1997; MENDES; SOUZA, 2003; MAGALHÃES; BONALDO, 
2003; SABINO; PRADO, 2005; MAGALHÃES et al., 2005; MARINONI et 
al., 2006; LEWINSOHN; PRADO, 2006). Além de apontarem os problemas 
com relação à deficiência de profissionais inseridos nas coleções biológicas 
nacionais, estes autores ressaltam, também, as condições inadequadas de 
infra-estrutura, tais como a ausência de climatização, armários apropriados 
etc. além da falta de pessoal e material para as rotinas de manutenção, 
tais como troca periódica de líquidos fixadores ou expurgo de pragas 
(LEWINSOHN; PRADO, 2006).
Em comparação com a grande carência de especialistas, LEWINSOHN 
& PRADO (2006) afirmamque o diagnóstico das coleções científicas é um 
pouco mais encorajador: em geral, foram consideradas ao menos parcialmente 
adequadas. Ainda assim, as coleções foram consideradas suficientes, ou 
quase, para o estudo de apenas 25% dos táxons avaliados, ao passo que em 
27% foram tidas como totalmente inadequadas. Os problemas são agravados 
pela distribuição desigual das coleções no país (LEWINSOHN & PRADO, 
2006); como comentado a seguir. 
Panorama das coleções de invertebrados do Brasil
Segundo Brandão et al., (2006) existem cerca de 30 milhões de 
exemplares de invertebrados depositados em 91 coleções zoológicas 
brasileiras, incluindo anelídeos, aracnídeos, crustáceos, helmintos, insetos, 
miriápodes e moluscos, entre outros, e envolvem cerca de 220 pesquisadores 
e 110 técnicos (BRANDÃO et al., 2006). 
Embora defasadas, estas informaçòes permitem expor o panorama 
das coleções zoológicas de invertebrados no Brasil, comparando-se estes 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 229
valores com aqueles apresentados para vertebrados (item seguinte), um 
grupo que representa apenas 5% da biodiversidade mundial. Como exemplo 
desta defasagem, pode-se citar a Coleção de História Natural da Universidade 
Federal do Piauí, criada em 2010, que possui um acervo de cerca de 6 mil 
exemplares de diversos grupos de vertebrados e invertebrados, além de 3 
pesquisadores e 1 técnico.
A grande maioria das coleções de invertebrados, cerca de 90%, é 
de instituições públicas da órbita federal, estadual ou municipal, enquanto 
apenas 10% é de instituições privadas (MAGALHÃES et al., 2005). As 
coleções mais numerosas e mais representativas, em termos geográficos, 
taxonômicos e ecológicos estão nas instituições que contam com uma 
política institucional específica para a formação, conservação e crescimento 
de acervos biológicos, além de um longo histórico de atuação nessa área, 
como é o caso do Museu Nacional do Rio de Janeiro, do Museu de Zoologia 
da Universidade de São Paulo (MZSP), do Museu Paraense Emílio Goeldi 
(MPEG) – instituições cujo início das coleções remontam ao século XIX –, do 
Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), do Museu de Ciências 
Naturais da Fundação Zoobotânica do Rio Grande do Sul (MCN) e do Museu 
de Ciências e Tecnologia da PUC-RS (MCT) (MAGALHÃES et al., 2005). 
Estas coleções, como visto acima, são consideradas grandes 
coleções de caráter geral. Além disso, várias universidades e algumas 
instituições de pesquisa mantêm coleções mais ou menos numerosas, mas 
muitas vezes restritas a um ou poucos grupos, em geral, reflexo de interesses 
específicos de especialistas atuantes ou de linhas de pesquisa institucionais 
(MAGALHÃES et al., 2005), sendo assim consideradas coleções de caráter 
regional, coleções de projetos de pesquisa ou coleções de grupos taxonômicos 
específicos.
A seguir, comenta-se a situação das coleções zoológicas de diversos 
grupos de invertebrados, dentre eles: poríferos, cnidários, equinodermos, 
anelídeos, aracnídeos, miriápodes, crustáceos, moluscos e insetos. É 
importante lembrar, que assim como exemplificado anteriormente, estas 
informações possuem uma defasagem, devido à inexistência de publicações 
mais recentes. 
Os poríferos estão abrigados em dez instituições sediadas em nove 
estados. Somados, o número total de espécimes situa-se próximo de 30.000, 
o que não garante sequer representatividade satisfatória da diversidade de 
espécies, que dirá da diversidade genética em escalas espacial e temporal 
(MAGALHÃES et al., 2005). 
230 UNIDADE 2
Os cnidários estão representados por cerca de 8.000 indivíduos 
distribuídos em menos que dez coleções, distribuídas pelos estados do 
Ceará, Pernambuco, São Paulo e Rio de Janeiro (MAGALHÃES et al., 2005). 
As coleções de equinodermos são mantidas em pelo menos sete 
instituições (maioria do eixo RJ-SP), mas as informações disponíveis sobre 
seus acervos são escassas e estima-se a presença de pelo menos 15 mil 
indivíduos (MAGALHÃES et al., 2005). 
Os anelídeos possuem um panorama mais incerto, em relação aos 
grupos já apresentados. Segundo MAGALHÃES et al., (2005), as principais 
coleções estão localizadas nos estados de São Paulo, Paraná e Rio de 
Janeiro, havendo acervos expressivos no Amazonas, Ceará e Rio Grande do 
Sul; porém o tamanho destes acervos é desconhecido. 
Dentre as coleções de aracnídeos, podem-se destacar as grandes 
coleções de caráter geral dos estados do Rio de Janeiro (MNRJ, UFRJ), São 
Paulo (MZSP, Instituto Butantan – IBSP), Pará (MPEG), Amazonas (INPA) 
e Rio Grande do Sul (MCN, PUC-RS, Museu de Ciências e Tecnologia da 
Pontifícia Universidade Católica – MCTP), onde cerca de 500.000 exemplares 
das diversas ordens de aracnídeos encontram-se depositados (MAGALHÃES 
et al., 2005). Dentre as coleções de miriápodes (quilópodes, diplópodes, 
sínfilos e paurópodes) se destacam: MZUSP, MNRJ, IBSP, MHNCI e INPA, 
com um total aproximado de 14 mil espécimes (MAGALHÃES et al., 2005).
Os crustáceos encontram-se representados em coleções de distintos 
níveis de tamanho, representatividade e situação de gerenciamento, 
distribuídos em 21 instituições brasileiras, em 16 unidades da federação; 
porém, o total de indivíduos presentes nestes acervos não é conhecido 
(MAGALHÃES et al., 2005). 
As coleções de moluscos ou no mínimo, de conchas, são virtualmente 
produzidas por todas as instituições de ensino de biologia, seja pública, 
seja privada (MAGALHÃES et al., 2005). Dentre as coleções científicas de 
moluscos, as grandes coleções de caráter geral (MNRJ, MZSP, INPA, MCN, 
INPA, etc.) são as que detêm a maior representatividade nacional, somando 
mais de 130 mil exemplares (MAGALHÃES et al., 2005).
As coleções entomológicas (insetos) brasileiras podem ser 
consideradas enormes, quando comparadas a outros grupos de animais; 
porém, isto reflete a diversidade do grupo. Os insetos representam cerca 
de 50% das espécies descritas no mundo e com estimativas de um total 
de 10 milhões (MARINONI et al., 2006), sendo conhecidas para o Brasil 
COLETA, PREPARAÇÃO E ARMAZENAMENTO DE MATERIAL ZOOLÓGICO 231
entre 91 a 126 mil espécies deste táxon (LEWINSOHN; PRADO, 2005). O 
estado-da-arte das coleções entomológicas brasileiras é apresentado por 
Marinoni et al., (2006) por ordem de insetos. Com tamanha diversidade e 
grande abundância em ambientes tropicais, grandes números de indivíduos 
podem ser encontrados em coleções nacionais para alguns grupos. Pode-se 
citar, por exemplo, a presença estimada de cerca 2 milhões de coleópteros 
(besouros) nas coleçãos do INPA e também do MNRJ; cerca de 500 mil 
dípteros na coleção do MZSP; cerca de 100 mil hemípteros no MNRJ; 1,6 
milhão de hemípteros no MPEG; e cerca de 260 mil lepidópteros (borboletas 
e mariposas) na Coleção Entomológica Pe. Jesus Santiago Moure da 
Universidade Federal do Paraná (DZUP).
As coleções helmintológicas estão presentes em poucas instituições 
brasileiras, destacando-se a do Instituto Oswaldo Cruz (IOC), uma das maiores 
do mundo, com cerca de 33.000 lâminas, de grande importância, tanto pelo 
seu valor histórico e taxonômico, quanto pelas suas implicações nas ciências 
da saúde (MAGALHÃES et al., 2005). Além disto, diversos outros grupos 
de invertebrados (ex.: Tardigrada, Onychophora, Nematoda, Chaetognatha, 
Sipuncula, Echiura etc.) encontram-se representados por poucos indivíduos 
em coleções científicas nacionais, devido à inexistência de pesquisadores 
trabalhando com estes grupos, ou as informações não estarem disponíveis 
na literatura (MAGALHÃES et al., 2005). 
 
Panorama das coleções de vertebrados no Brasil
As instituições brasileiras abrigam 71 coleções de vertebrados, 
com mais de 3,2 milhões de exemplares, 130 pesquisadores e 110 técnicos 
listados nos diagnósticos publicados (BRANDÃO et al., 2006). Embora estes 
números sejam menores que aqueles apresentados para invertebrados, um 
grupo muito mais diverso, pode-se considerar que as coleções de vertebrados 
são melhores