AULA 5 COLETA DE FEZES

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COLETA DE FEZES
Contexto das parasitoses intestinais
▪Dados da OMS de 2002 revelam que 6 milhões de pessoas no planeta eram portadoras de 
Ascaris lumbricoides, e várias outras parasitoses são também incidentes em grande parte da 
população carente.
▪As parasitoses intestinais, apesar de todo o avanço científico, tecnológico e da globalização em 
todas as áreas de desenvolvimento, representam grave problema social, principalmente em 
países em desenvolvimento, e contribui para vários problemas, os mais graves são os 
relacionados à saúde e à educação.
▪Ações no sentido de melhorar ou mesmo minimizar os efeitos dessas doenças consistem na 
tentativa de erradicá-las, eliminando-as em nível global.
▪Para isso, há necessidade de uma ação conjunta do governo, da população, da classe médica, 
dos laboratórios e da indústria farmacêutica.
▪A ação governamental deve focar em minimizar os efeitos dos esgotos e lixos a céu aberto, 
expondo a população a parasitas, larvas e moscas, que podem levar a mais doenças.
▪A população pode atuar por meio de campanhas para a conscientização sobre as diferentes 
formas de contaminação e transmissão no sentido de controlar a incidência das parasitoses; a 
classe médica, orientando o paciente sobre as formas de contaminação e estando atenta aos 
principais sintomas dessas parasitoses, podendo solicitar o exame parasitológico das fezes. 
▪A medicação precisa ser indicada para o paciente parasitado e o quadro deve ser comprovado 
por meio do exame. 
▪As medicações, assim como as parasitoses, diferem e devem ser tratadas de modo específico.
▪ Com isso, pode-se conhecer o índice real das parasitoses na população.
Contexto das parasitoses intestinais
O laboratório de parasitologia clínica
▪O laboratório de parasitologia clínica realiza os exames que contemplam a pesquisa de 
enteroparasitas, hemoparasitas e ectoparasitas. 
▪As principais enteroparasitoses que acometem o organismo humano podem se localizar em 
diversos sítios:
▪ como intestino delgado (Giardia, Ascaris, Ancylostoma), 
▪ intestino grosso (amebas), 
▪ ceco (Trichuris), 
▪ fígado (amebas) 
▪ cérebro (cisticercose – Taenia), e vários métodos para o diagnóstico dessas parasitoses devem ser 
utilizados.
Coleta, preservação e transporte de 
amostras
Coleta de amostras frescas
▪As amostras de fezes podem ser de consistências diversas, e isso não é impeditivo para a 
realização do exame parasitológico. 
▪Alguns pacientes procuram o médico para dizer que foi solicitado o exame PPF, mas que, como 
as fezes estão diarreicas, esperam passar essa fase para depois coletar a amostra, o que não 
deve ser feito. 
▪A coleta deve ser orientada a ser feita na consistência em que as fezes se encontram, pois nas 
fezes diarreicas podem ser encontradas formas trofozoíticas com maior facilidade do que em 
fezes formadas.
Coleta, preservação e transporte de 
amostras
Coleta de amostras frescas
▪As fezes podem se apresentar aquosas, liquefeitas, pastosas, amolecidas, firmes, consistentes 
ou, ainda, petrificadas. Em amostras liquefeitas, pastosas ou amolecidas, pode ou não haver 
muco ou sangue. 
▪A consistência, a coloração, a presença de muco, sangue ou outras estruturas e, principalmente, 
a presença de vermes adultos podem ser relatados no laudo do exame emitido pelo laboratório.
Coleta, preservação e transporte de 
amostras
Amostras formadas ou pastosas
▪Deve-se coletar a amostra de fezes formadas (pastosas ou petrificadas) e colocá-las em frasco 
coletor universal de plástico limpo e seco com tampa de rosca. 
▪Para fazer a coleta de forma mais simplificada, deve-se utilizar um penico, comadre ou mesmo 
plástico, e colocar as fezes imediatamente no frasco coletor universal (figura abaixo).
▪A quantidade deve corresponder a aproximadamente meio frasco, cerca de 50 a 100 g.
Coleta, preservação e transporte de 
amostras
Amostras aquosas ou liquefeitas
▪A coleta da amostra liquefeita ou aquosa deve ser feita diretamente no frasco coletor universal. 
▪Se não for possível, pode ser utilizado um frasco com boca larga, que deve ser transportado 
imediatamente ao laboratório para a realização do exame. 
▪Crianças podem fazer essa coleta no próprio laboratório, utilizando coletor de cultura para 
urina. 
▪A quantidade da amostra, nesse caso, deve ser de cerca de 10 mL.
Tempo entre a coleta e a realização do 
exame
▪Amostras de fezes liquefeitas ou diarreicas frescas devem ser 
examinadas até 30 minutos após a coleta;
▪Amostras pastosas, em até 60 minutos;
▪Amostras formadas ou endurecidas podem ser examinadas no 
mesmo dia ou no dia seguinte.
Conservação
▪Até que sejam enviadas para análise, a temperatura de conservação das amostras é a ambiente. 
▪O frasco com as fezes pode ser deixado no banheiro, em local fresco e longe do alcance das 
crianças. 
▪Em regiões muito quentes, com temperaturas acima de 35ºC, convém preservar as amostras em 
geladeira até o momento de enviá-las ao laboratório para a realização do exame. 
▪Amostras não conservadas de forma adequada podem sofrer a proliferação de bactérias e 
fungos, e estes interferem na microscopia do exame, mascarando principalmente protozoários.
▪Para as amostras diarreicas e liquefeitas, é obrigatório que o exame seja realizado em 30 
minutos, para melhor identificação de trofozoitas. 
▪A orientação para o paciente é de que encaminhe a amostra imediatamente ao laboratório.
Interferentes
▪Medicamentos antimaláricos, ácido acetilsalicílico, antibióticos como a tetraciclina, que 
modifica a flora intestinal, os contrastes radiológicos como bário e bismuto, e o óleo mineral, 
que muitas vezes é usado como laxante, podem interferir no exame parasitológico, afetando 
principalmente protozoários. 
▪Quando o paciente fizer uso de tais substâncias, deve aguardar cerca de sete dias para a coleta 
da amostra de fezes. Quando a coleta ocorre após realização de exame radiológico com 
contraste, ela se torna opaca e não permite a visualização microscópica de parasitas.
Fezes obtidas com uso de laxantes
▪São recomendados os laxantes salinos, não oleosos nem compostos com bismuto e magnésio, 
que podem interferir no exame, causando gotas de óleo e opacidade nas fezes, impossibilitando 
o exame microscópico. 
▪A indicação de uso de laxantes deve ter a prescrição médica. 
▪Podem ser utilizados o sulfato de sódio tamponado e o fosfato de sódio, que causam menos 
danos aos parasitas. 
▪As fezes coletadas devem ser levadas imediatamente ao laboratório. 
▪Geralmente, essa coleta é feita no laboratório ou em clínicas e hospitais, onde podem ser 
imediatamente examinadas.
Número de amostras
▪Os parasitos podem ser melhor diagnosticados com amostras múltiplas de fezes. 
▪As amostras devem ser coletadas em dias sequenciais ou alternados, e devem ser no mínimo três 
amostras.
▪Nunca se deve coletar uma só amostra e colocá-la em três frascos. 
▪O período para a coleta das três amostras é de dez dias, e em dias diferentes. 
Número de amostras
▪Hiatt et al. compararam a positividade para uma amostra com a positividade para três amostras e 
notaram que havia um acréscimo de 22,7% nos casos com Entamoeba histolytica, que necessitaram 
de 4 a 9 amostras para a detecção, de 11,3% para Giardia lamblia e 31,1% para Dientamoeba
fragilis. 
▪Recomenda-se a colheita de seis amostras para os casos com suspeita de Entamoeba histolytica, em 
dias alternados ou sequenciados, no período de 14 dias. 
▪A coleta de uma única amostra para a detecção de parasitose pode fornecer um resultado falso-
negativo
Conservantes mais utilizados
▪O formaldeído, ou formalina, pode ser utilizado nas concentrações de 5% e 10%. Conserva bem 
cistos, oocistos, ovos e larvas de parasitas. 
▪O formol 5% pode ser disponibilizado para uso em frasco de coleta para o paciente, e o material ali 
colocado deve ser processado em no máximo quatro semanas, pois permite a evolução de ovos, 
como o de Ascaris lumbricoides. 
▪O formol 10% também é utilizado e permite boa conservaçãode estruturas dos parasitas. 
▪É frequente o uso do SAF (acetato de sódio, ácido acético e formaldeído) nas coletas de amostras ou 
nos testes dentro do laboratório. A proporção de conservante para as fezes é de 5:1. 
▪As fezes devem ficar submersas na solução conservadora. 
▪Outro conservador utilizado é o MIF (mertiolato, iodo e formalina). 
▪O álcool polivinílico (PVA) e o líquido de Schaudinn são também utilizados para a fixação das fezes.
Conservantes mais utilizados
▪Existe atualmente no mercado frascos para a coleta de amostras de fezes que já são fornecidos 
com os conservadores, tais como o Coprotest®, Coproplus®,TFTest® e Paratest®. 
▪O laboratório pode fornecer o frasco com o conservador para realizar metodologias específicas. 
Nos casos de diarreia, para pacientes impossibilitados de chegar no tempo determinado ao 
laboratório, é mandatória a utilização de frasco com conservante.
Pesquisa de sangue oculto
▪A pesquisa de sangue oculto nas fezes, também conhecida por sangue oculto, sangue nas fezes 
e, atualmente, detecção de hemoglobina humana nas fezes.
▪É um exame que representa uma alternativa não invasiva, de baixo custo, fácil operacionalidade 
nos laboratórios clínicos e boa efetividade na investigação de sangramentos causados por 
doenças gastrointestinais. 
▪Portanto, é um exame útil no rastreamento do câncer colorretal ou de seus precursores 
benignos, os pólipos, mesmo em indivíduos sem quaisquer sintomas.
▪Acredita-se que a pesquisa de sangue oculto, quando realizada anualmente, reduz a 
mortalidade por câncer de intestino em 15 a 33%, representando um ganho de vida similar ao 
observado no rastreamento com colonoscopia a cada dez anos.
Pesquisa de sangue oculto
▪A perda fisiológica de sangue pelo trato gastrointestinal é de 0,5 a 1,5 mL/dia, quantidade não 
detectável pelos testes laboratoriais, sejam eles feitos pelo método guáiaco ou imunoquímico.
▪O método guáiaco utiliza a atividade da pseudoperoxidase da hemoglobina, catalisadora da 
oxidação dos compostos fenólicos contidos no guáiaco de peróxido de hidrogênio para corante 
azul quinona. Tem sensibilidade variável de 30 a 50% e especificidade de 96,8 a 98,9% quando o 
paciente realiza a dieta recomendada. Esse método é sensível à peroxidase oriunda de 
alimentos e à vitamina C. 
▪Os métodos imunoquímicos podem apresentar sensibilidade de 62 a 100% e especificidade de 
94 a 97%. Esses testes reconhecem somente hemoglobina humana e baseiam-se na formação 
de um complexo conjugado/anticorpo/hemoglobina. A hemoglobina presente nas fezes reage 
com anticorpo monoclonal específico anti-Hb conjugado com ouro coloidal e, como a mistura 
migra ao longo da tira de teste por capilaridade, o complexo conjugado/anticorpo/hemoglobina 
é capturado por um segundo anticorpo imobilizado na membrana (ensaio tipo sanduíche), 
formando uma linha de teste colorida.
Preparo do paciente
▪ Método guáiaco - amostras de fezes após dieta específica de três dias antes e durante a coleta, 
em três dias consecutivos ou a critério médico. 
▪Método imunoquímico, a dieta é desnecessária.
VIDEO 
https://www.youtube.com/watch?v=1vImg_kbmNY
https://www.youtube.com/watch?v=_BLtV8PxOJA
https://www.youtube.com/watch?v=lUaIYpHiL2U
https://www.youtube.com/watch?v=1vImg_kbmNY
https://www.youtube.com/watch?v=_BLtV8PxOJA
https://www.youtube.com/watch?v=lUaIYpHiL2U
Coleta da amostra fecal para pesquisa de 
sangue oculto
▪Deve-se coletar uma pequena porção de fezes frescas, sem uso de substâncias laxativas e sem 
contaminação com urina ou água em três dias consecutivos, após realização da dieta específica 
três dias antes. 
▪É importante acondicioná-las em frasco coletor de polipropileno com tampa de rosca de 
aproximadamente 80 mL, ao abrigo da luz, e encaminhar ao laboratório no mesmo dia ou no 
máximo até o dia seguinte, desde que conservada em geladeira.
▪Não se deve adicionar soluções conservantes à amostra de fezes, exceto quando por orientação 
do fabricante do reagente.
Doença diarreica bacteriana (Doença Transmitida por 
Alimento e/ou Água, incluindo cólera)
Pesquisa/Exame: Bactérias, Coprocultura – Bacteriologia 
Material biológico e: fezes e swab fecal ou retal
Amostra: in natura e/ou MTB - meio de transporte bacteriano 
Metodologia: cultura 
ORIENTAÇÕES DE COLETA E TRANSPORTE DAS AMOSTRAS BIOLÓGICAS
Coleta:
▪swab estéril;
▪meio de transporte: meio de transporte Cary-Blair;
▪frasco coletor, rígido, boca larga e tampa rosqueável;
Swab para coleta e transporte de amostras 
com meio CARY-BLAIR estéril haste de plástico
Finalidade: Os swabs são utilizados na coleta de materiais para testes microbiológicos com finalidade clínica ou 
de pesquisa.
Nota: Meio de transporte Cary-Blair:
Meio Stuart modificado pela substituição do glicerofosfato por fosfatos inorgânicos e aumento do pH para 8,4.
Essa modificação mantém a viabilidade de Salmonella e Shigella em amostras fecais.
Recomendado para amostras fecais e swabs retais.
Informações:
O produto é apresentado em embalagem unitária termoselada.
Swab com 150mm de comprimento e ponta de Rayon.
Esterilizado por Raios Gama..
Cadastrado na ANVISA.
Coleta das fezes
Coleta das fezes in natura
❑coletar de 2 a 4 g de fezes (equivalente a 1 colher de sobremesa) em frasco limpo, seco, de 
boca larga e com tampa de rosca, dar preferência às partes mucopurulentas e com sangue. 
Coleta com swab fecal em meio de transporte Cary-Blair
❑coletar de 2 a 4 g de fezes em frasco limpo, seco, de boca larga; mergulhar o swab no frasco 
contendo as fezes, dando preferência às partes mucopurulentas e com sangue e a seguir 
introduzir no meio de transporte Cary-Blair. Fechar firmemente o frasco. 
Coleta com swab retal em meio de transporte Cary-Blair
❑introduzir o swab no esfíncter anal (± 2 cm), fazendo movimentos rotatórios suaves por alguns 
segundos para que haja absorção do material. Retirar o swab e introduzir no meio de transporte 
Cary-Blair. Fechar firmemente o frasco.
REFERENCIA
Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial. Recomendações da Sociedade 
Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML) : coleta e preparo da amostra 
biológica. – Barueri, SP : Manole : Minha Editora, 2014.