relatorio bioquimica

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1.Introdução
Os carboidratos são importantes biomoléculas, conhecidas também como hidratos de carbonos, glicídios, ou açúcares e são as mais abundantes na natureza. Muitas vezes são chamados de açúcares ou sacarídeos e são definidos pela sua composição química característica: carbono, hidrogênio e oxigênio, apresentam também o nitrogênio, fósforo ou enxofre em suas moléculas. O carboidrato apresenta a seguinte fórmula geral:
(CH2O)n
Duas principais funções são relacionadas aos carboidratos, e a primeira é a energética, em que as moléculas são convertidas em energia para os trabalhos celulares, armazenada em nosso organismo sob a forma de ATP. Nas plantas este processo ocorre nos amiloplastos e a forma armazenada é o amido e nos animais armazena-se o glicogênio no fígado e nos músculos.
A forma estrutural do carboidrato é os polímeros insolúveis, funcionam como elementos estruturais e de proteção nas paredes celulares bacterianas e vegetais e nos tecidos conjuntivos de animais.
Uma propriedade importante em grande parte dos carboidratos é a capacidade de serem oxidados por íons cúpricos (Cu2+) e férricos (Fe3+). Os açúcares que apresentam esta propriedade são ditos redutores e não formam glicosídeos, devido à facilidade com que os grupos aldeídos presentes na molécula reduzem agentes oxidantes fracos.
Os carboidratos podem ser classificados em simples e complexos. Os simples são facilmente absorvidos pelo nosso corpo, enquanto os complexos apresentam um processo de absorção mais demorado. De acordo com a Sociedade Brasileira de Diabetes, os carboidratos simples são formados por açúcares simples ou por um par deles, enquanto os complexos são formados por cadeias mais complexas de açúcares.
O cérebro é um dos órgãos que mais precisa dos carboidratos para funcionar corretamente. Sem glicose no sangue, nosso organismo começa a utilizar as proteínas como fonte energética. Isto pode levar a uma intoxicação da pessoa, causando sintomas como desmaios, mau hálito e fortes dores de cabeça.
Tem se as unidades básicas dos carboidratos e os monossacarídeos é uma dessas unidades. E é o número de unidades que define a classificação do carboidrato. Assim, temos os monossacarídeos, os dissacarídeos, os oligossacarídeos e os polissacarídeos.
	Os monossacarídeos constituem o grupo mais simples de carboidratos, suas moléculas podem apresentar de 3 a 8 átomos de carbono, mas os mais comum em alimentos são os de 5 a 6 átomos de carbono. Os dissacarídeos são carboidratos formados por dois monossacarídeos por meio de ligações glicosídicas, como por exemplo lactose, maltose e sacarose. Os polissacarídeos são carboidratos complexos formados por vários monossacarídeos unidos entre si por ligações glicosídicas, sendo alguns deles o amido, a glicose e o glicogênio. 
	Os carboidratos, além de tudo citado, são responsáveis por manter a saciedade por um bom tempo, pois eles são tanto digeridos como absorvidos de forma mais lenta.
2.Materiais
· Tubo de ensaio
· Pipetador 
· Pêra
· Pipeta cilíndrica ou graduada 
· Estante para tubos de ensaio 
· Banho maria
· Água destilada
· Glicose: É o monossacarídeo mais abundante na natureza. Consiste em um açúcar simples, formado por seis átomos de carbono na molécula, ligados entre si por ligações covalentes simples, e por uma única unidade de poliidroxialdeído.
· Frutose: Conhecido como o açúcar das frutas, é um monossacarídeo muito comum na natureza, formado por seis átomos de carbono na molécula e classificado como uma cetose. 
· Sacarose: É um dissacarídeo, isto é, uma molécula formada por dois monossacarídeos, que se referindo a sacarose, seria uma glicose e uma frutose unidos por ligação O-glicosídica, que consiste na reação de um grupo hidroxila de um açúcar com um átomo de carbono anomérico de outro açúcar. 
· Amido: Polissacarídeo presente nas células vegetais, formado por dois tipos de polímeros da glicose, a amilose e a amilopectina. É classificado como homopolissacarídeo, ou seja, contém apenas um tipo de unidade monomérica.
· Maltose: Junção de dois monossacarídeos, formando um dissacarídeo, unidos covalentemente por duas glicoses, ligados entre si por ligação O-glicosídica. 
· Lactose: Dissacarídeo formado covalentemente por uma galactose e uma glicose, por meio de ligação O-glicosídica. 
· Arabinose: É um monossacarídeo constituído por cinco átomos de carbono e com um grupo funcional aldeído, ou seja, é classificado como uma aldopentose. 
3.Métodos
3.1 Reação de Molish 
Foi separado um tubo de ensaio, onde colocou-se com a pipeta granular 2,0 ml de glicose. Logo em seguida, adiciona-se 3 gotas de solução alcoólica de a-naftol a 10%, e mistura-se bem. Por seguinte, adiciona-se com cuidado e lentamente, com o tubo inclinado, 2 ml de H2SO4 conc., de maneira que o tubo não seja agitado para que os dois líquidos não se misturem.
3.2 Teste de Benedict 
Separa-se dois tubos de ensaio, em que no primeiro coloca-se 0,5 ml de glicose e no segundo 0,5 ml de sacarose. Por seguinte, adiciona-se em cada tubo, 1,0 ml de Benedict. Para concluir o experimento, levou-os ao banho maria durante 1 minuto e deixa-se esfriar espontaneamente. Após concluídas a etapas ditas, observa-se e anota-se os resultados obtidos. 
 
 3.3 Teste de Seliwanoff
Foi separado dois tubos de ensaio, onde em um colocou-se 0,5 ml de glicose e no segundo 0,5 ml de frutose. Por seguinte, adiciona-se em cada tubo, 1,0 ml do reativo de Seliwanoff. Para concluir o experimento, levou-os ao banho maria durante 5 minuto.
 
3.4 Teste de Barföed
Foi separado dois tubos de ensaio, onde em um colocou-se 1,0 ml de glicose e no segundo 1,0 ml de maltose. Por seguinte, adiciona-se em cada tubo, 1,0 ml de Barföed. Para concluir o experimento, levou-os ao banho maria durante 5 minuto.
3.5 Teste de Bial
Foi separado dois tubos de ensaio, onde colocou-se no primeiro, com a pipeta granular, 1,0 ml de glicose e no segundo 1,0 ml de arabinose. Por seguinte, adiciona-se em cada tubo, 0,5 ml do reativo de Bial e 1,0 ml de HCL concentrado. Para concluir o experimento, levou-os ao banho fervente durante 10 minutos.
3.6 Teste de Iodo
Foi separado um tubo de ensaio, onde colocou-se com a pipeta granular 2,0 ml de amido. Logo em seguida, adiciona-se 1 gota de solução de iodo (lugol). Por seguinte, dilui-se a solução com água, e leva-se o tubo de ensaio ao banho fervente por 4 minutos, perdendo-se a coloração. Para concluir o experimento, esfria-se o tubo de ensaio com água corrente em sua parede externa. 
 
4.Resultados
4.1 Reação de Molish
Separou-se um tubo de ensaio e adicionou-se 1,0 mL de solução de glicose, 3 gotas de solução alcoólica de alfa-naftol a 10% e misturou-se bem. Por seguinte, foi adicionado 2,0 mL de H2SO4 concentrado cuidadosamente, inclinando o tubo lentamente para que os dois líquidos não se misturassem. 
Notou-se o aparecimento de um anel púrpuro no limite de separação dos dois líquidos, resultante da condensação do furfural com o alfa-naftol.(IMAGEM 1)
(IMAGEM 1)
4.2 Teste de Benedict
Separou-se dois tubos de ensaio, no primeiro adicionou-se 0,5 mL da solução de glicose, 1 mL do reativo de Benedict e encontrou-se a coloração azul. Por seguinte, foi colocado em banho maria durante 01 minuto e deixado para esfriar espontaneamente.
Observou-se que a sua coloração mudou de azul para vermelho tijolo, pela precipitação que ocorreu quando em contato com o calor.(Representado no segundo tubo de ensaio da Imagem 2)
No segundo tubo, adicionou-se 0,5 mL da solução de sacarose, 1 mL do reativo de Benedict e encontrou-se a coloração azul. Por seguinte, foi colocado em banho maria durante 01 minuto e deixado para esfriar espontaneamente.
Observou-se que a sua coloração permaneceu a mesma.(Representado pelo primeiro tubo da imagem 2)
(IMAGEM 2)
4.3 Teste de Seliwanoff
Separou-se dois tubos de ensaio, no primeiro adicionou-se 0,5 mL da solução de glicose, 1 mL do reativo de Seliwanoff. Por seguinte, foi colocado em banho maria durante 05 minutos,percebendo que não ocorria mudança de coloração em intervalos de 30 segundos, até o final do tempo estipulado.(Representado no segundo tubo da imagem 3)
No segundo tubo adicionou-se 0,5 mL da solução de frutose, 1 mL do reativo de Seliwanoff. Por seguinte, foi colocado em banho maria durante 05 minutos, percebendo que em intervalos de 30 segundos a sua coloração ia mudando para cada vez mais entre alaranjado para avermelhado, o que significa que é positivo para cetoses.(Representado no primeiro tubo da imagem 3)
(IMAGEM 3)
4.4 Teste de Barfoed
Separou-se dois tubos de ensaio, no primeiro adicionou-se 0,5 mL da solução de glicose, 1 mL do reativo de Barfoed, encontrando a coloração azul. Por seguinte, foi colocado em banho maria durante 05 minutos, percebendo que a coloração continuou azul.(Representado pelo primeiro tubo da imagem 4)
No segundo tubo adicionou-se 0,5 mL da solução de maltose, 1 mL do reativo de Barfoed, encontrando a coloração azul. Por seguinte, foi colocado em banho maria durante 05 minutos, percebendo que a coloração continuou azul. (Representado pelo segundo tubo da imagem 3)
(IMAGEM 4)
4.5 Teste de Bial
Separou-se dois tubos de ensaio, no primeiro adicionou-se 1,0 mL da solução de glicose, 0,5 mL do reativo de Bial e 1,0 mL de HCL concentrado, tomando cuidado para não pipeta, encontrando uma coloração amarelada. Por seguinte, levou-se o tubo para o banho maria durante 10 minutos, encontrando então uma coloração amarelada-esverdeada.(Representado no primeiro tubo da imagem 5)
No segundo tubo adicionou-se 1,0 mL da solução de Arabinose, 0,5 mL do reativo de Bial e 1,0 mL de HCL concentrado, tomando cuidado para não pipetar, tomando cuidado para não pipeta, encontrando uma coloração amarelada. Por seguinte, levou-se o tubo para o banho maria durante 10 minutos, encontrando então uma coloração azulada, caracterizando uma reação positiva. (Representado no segundo tubo da imagem 5)
(IMAGEM 5)
4.6 Teste de Iodo 
Separou-se um tubo de ensaio e adicionou-se 2,0 mL da solução de amido, 1 gota de lugol (solução de iodo), reparando-se uma coloração escura e adicionou-se água para diluição desta solução. Por seguinte, foi colocado em banho maria durante 04 minutos. Quando retirado é perceptível que a sua cor mudou de preto para um amarelado bem claro, quase translúcido com algumas partículas escuras. 
Após este procedimento, resfriou-se a solução lavando a com água pela parede externa do tubo de ensaio, mudando novamente a coloração entre um azulado muito escuro para preto, caracterizando então o teste como positivo.
(IMAGEM 6)
	carboidrato
	Molish
	Benedict
	Seliwanoff
	Barfoed
	Bial
	Iodo
	Obs/conclusão
	glicose
	 +
	+
	-
	+
	-
	
	
	frutose
	
	
	+
	
	
	
	
	sacarose
	
	-
	
	
	
	
	
	amido
	
	
	
	
	
	-
	
	maltose
	
	
	
	-
	
	
	
	lactose
	
	
	
	
	
	
	
	arabinose
	
	
	
	
	+
	
	
5. Discussão 
5.1 Reação de Molish
O teste baseia-se na desidratação do carboidrato pelo ácido sulfúrico concentrado, formando o furfural no caso das pentoses. O furfural é uma substância incolor, que impede que a reação seja visualizada, para resolver esse problema, adiciona-se um composto fenólico ao meio, conhecido como a-naftol, o derivado do furfural condensa com duas moléculas de α-naftol produzindo o aparecimento de um anel de pigmento violeta (figura 1). Os monossacarídeos são facilmente desidratados pela ação de ácidos fortes, como por exemplo, o ácido sulfúrico que é usado na própria reação, o ácido rompe as ligações glicosídicas presentes em moléculas de polissacarídeos, quebrando-os e fornecendo seus monossacarídeos, dando resultado positivo para o teste.
(figura 1)
5.2 Teste de Benedict
É usado para detectar a presença de açúcares redutores. O Reagente Benedict pode detectar a presença de carboidratos em menores concentrações e apresentar uma graduação de cores do azul, passando pelo verde, amarelo, laranja e vermelho para as mais concentradas. Apresentam grupamentos aldeídicos ou cetônicos livres. E o mecanismo de óxido-redução está relacionado com a formação de um enodiol, função fortemente redutora em meio alcalino, que interconverte aldoses e cetoses. 
	A glicose, em meio alcalino, é rapidamente transformada em enodiol, levando à formação de frutose e manose, e este composto, conhecido como redutona, que ao ser oxidado, à função aldônica causa a redução dos íons cúpricos, o que leva ao aparecimento de um precipitado de coloração vermelho-tijolo, assim indicando a presença de um açúcar redutor. (Demiate, 2002).
5.3 Teste de Seliwanoff
Consegue diferenciar aldoses de cetoses devido a diferenças na velocidade e intensidade da reação. Se um açúcar contiver um grupo cetona, é uma cetose; se, por outro lado, contiver um grupo aldeído, é uma aldose. Este teste baseia-se no princípio de que, quando aquecidas, as cetoses sofrem desidratação muito mais rapidamente que as aldoses. Quando o reagente é adicionado a uma solução contendo uma cetose, no caso da frutose, a cor da solução muda para vermelho (teste positivo), pois formação do complexo entre furfural ou HMF com o resorcinol e portanto indica presença de aldoses e cetoses. Quando adicionado a uma solução contendo uma aldose, no caso da glicose, ela permanece intacta (teste negativo). A reação para cetoses é mais rápida e mais intensa do que para aldoses, isso porque a formação do furfural é mais fácil que a formação do hidroximetilfurfural.
(Esquema reacional do teste de Seliwanoff)
5.4 Teste de Barfoed
 
 O reagente de Barfoed, que contém acetato de cobre em ácido acético diluído, é utilizado para distinguir os monossacarídeos redutores dos dissacarídeos redutores. Este teste difere do teste de Benedict no facto da reação de oxidação-redução ser realizada em meio ácido em vez de alcalino. Os monossacarídeos podem ser oxidados por agentes oxidantes relativamente suaves. Açúcares redutores são oxidados, resultando em uma mistura complexa de ácidos carboxílicos.	
	Os dissacarídeos não reduzem os íons de Cu2+ para CuO2, enquanto os monossacáridos reduzem os íons Cu2+, quando aquecidos durante 2 minutos em banho de água fervente, assim, fazendo com que a solução final apresenta uma coloração de tijolo.
 Teste positivo para monossacarídeos indica a formação de precipitado. A não formação de precipitado indica a presença de dissacarídeo.
5.5 Teste de Bial
As pentoses quando aquecidas com ácido diluído produzem furfural, estes se condensa com o orcinol, para dar produtos de cor azul-esverdeada enquanto nas mesmas condições, as hexoses reagem com o orcinol produzindo um complexo amarelo-acastanhado. É uma reação classificada como exotérmica, já que liberam calor e nos transmitem sensação de aquecimento. 
As reações exotérmicas possuem um balanço negativo de energia quando se compara a entalpia total dos reagentes com a dos produtos. Assim, a variação entálpica final é negativa (produtos menos energéticos do que os reagentes) e indica que houve mais liberação de energia, na forma de calor, para o meio externo que absorção – também sob forma de calor. A temperatura final dos produtos é maior que a temperatura inicial dos reagentes. 
5.6 Teste de Iodo
 
Formação do complexo amido-iodo. O amido, polissacarídeo de extrema importância em alimentos, é produzido em grande quantidade nas folhas dos vegetais como forma de armazenamento dos produtos da fotossíntese, e é constituído por dois outros polissacarídeos estruturalmente diferentes: amilose e amilopectina.
Moléculas de alto peso molecular (como a amilose e a amilopectina) podem sofrer reações de complexação, com formação de compostos coloridos. Um exemplo importante é a complexação com o iodo, que em solução produz reação colorida com polissacarídeos, com o amido produz coloração azul e com o glicogênio produz coloração vermelha. Serve ainda como indicativo de hidrolise do amido, catalisada pela amilase, já que a intensidade do processo hidrolitico conduz a uma forma de eritrodextrina, capaz de dar cor vermelha com iodo e a um ponto acromático, de acrodextrina.A figura abaixo esquematiza a interação do iodo com a estrutura do amido:
Quando o amido entra em contato com o iodo a amilose forma um complexo azul e a amilopectina forma um complexo vermelho. A coloração azul escura da solução se da ao fato de que o iodo fica aprisionado nas cadeias lineares, no interior da hélice da amilose, assim dando a coloração azul a solução. A amilopectina não apresenta estrutura helicoidal em sua estrutura, devido a presença das ramificações e por isso a interação com o iodo será menor e a coloração menor intensa. 
6.Bibliografia 
Demiate, M.; Wosiacki, G.; Czelusniak C.; Nogueira, A. (2002) Determinação de açúcares redutores e totais em alimentos, comparação entre método colorimétrico e titulométrico. Ivo Publicatio UEPG – Ciências Exatas e da Terra, C. Agrárias e Engenharias 8 (1): 65 – 78. Acesso 13 jun., 2011,
NELSON, David L.; COX, Michael M.; LEHNINGER, Albert L. Lehninger: princípios de bioquímica. 4. ed. São Paulo: Sarvier, 2007 e edições anteriores;