ANÁLISES CLÍNICAS II

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Introdução à Microbiologia 
Clínica 
 
Fases do Ciclo Diagnóstico: 
 
• Fase Pré-analítica: 
 Começa na coleta de material, 
 Seja ela feita pelo paciente (urina, fezes e escarro)/seja feita no ambiente 
laboratorial; 
• Coleta 
• Transporte 
 
• Fase analítica: 
 Corresponde à etapa de execução do teste propriamente 
 dita; 
 
• Fase pós-analítica : 
 Inicia-se no laboratório clínico e envolve os processos de validação e liberação 
de laudos, encerrando-se após o médico receber o resultado final, interpretá-lo e 
tomar sua decisão. 
 
COLETA, TRANSPORTE E CONSERVAÇÃO DE AMOSTRA 
 
 Todo resultado liberado pelo laboratório de microbiologia é consequência da 
qualidade da amostra recebida; 
 A coleta e o transporte inadequados podem ocasionar falhas no isolamento do 
agente etiológico e favorecer o desenvolvimento da flora contaminante, 
induzindo a um tratamento não apropriado; 
 Portanto, procedimentos adequados de coleta devem ser adotados para evitar o 
isolamento de um “falso” agente etiológico, resultando numa orientação 
terapêutica inadequada; 
 
 O profissional responsável pela coleta será também responsável por 
identificar de forma legível e correta o material a ser encaminhado ao 
laboratório de microbiologia. 
COLETA, TRANSPORTE E CONSERVAÇÃO DE AMOSTRA 
Na amostra devem estar identificados: 
 
 Nome e registro do paciente (se for o caso); 
 Leito ou ambulatório e especialidade 
 Material colhido 
 Data, hora e quem realizou a coleta 
Considerações gerais da coleta microbiológica 
 Colher antes da antibioticoterapia, sempre que possível; 
 Instruir claramente o paciente sobre o procedimento; 
 Observar a antissepsia na coleta de todos os materiais clínicos; 
 Colher do local onde o microrganismo suspeito tenha maior probabilidade de ser 
isolado; 
 Considerar o estágio da doença na escolha do material: 
 ex. Patógenos entéricos causadores de diarreia, estão presentes em maior 
quantidade e são mais facilmente isolados durante a fase aguda ou diarreica do 
processo infeccioso intestinal. 
 
Considerações de segurança 
 
 Utilizar as barreiras de proteção necessárias a cada procedimento; 
 Toda amostra deve ser tratada como potencialmente patogênica; 
 Usar frascos e meios de transporte apropriados; 
 Não contaminar a superfície externa do frasco de coleta e verificar se ele está 
firmemente vedado: 
 caso ocorram respingos ou contaminação na parte externa do frasco, fazer 
descontaminação com álcool 70% ou outra solução descontaminante 
disponível; 
 Não contaminar a requisição médica que acompanha o material; 
 As amostras deverão ser transportadas em sacos plásticos fechados; 
 Identificar claramente a amostra coletada, com todos os dados necessários; 
 Colocar a identificação no frasco de coleta e nunca na tampa ou sobre rótulos; 
 Encaminhar os materiais imediatamente ao laboratório. 
 
TRANSPORTE DAS AMOSTRAS 
 
 Transportar as amostras IMEDIATAMENTE ao laboratório para: 
 
 Assegurar a sobrevivência e isolamento do microrganismo, pois o laboratório 
de microbiologia trabalha basicamente em função da viabilidade dos 
microrganismos; 
 
 Evitar o contato prolongado dos microorganismos com anestésicos utilizados 
durante a coleta, pois eles poderão exercer atividade bactericida; 
 
 Evitar erros de interpretação nas culturas quantitativas; 
 
 Consultar o laboratório para verificar a disponibilidade dos meios 
 de transporte. 
Principais erros de identificação 
 
 Discrepância entre a identificação da amostra e o pedido médico; 
 Falta de identificação da amostra; 
 ƒOrigem da amostra ou tipo de amostra não identificada; 
 Teste a ser realizado não especificado; 
 Amostras Inadequadas; 
 Material clínico recebido em solução de fixação (formalina); 
 Material conservado inadequadamente com relação a temperatura (urinas 
colhidas por mais de 24 horas, que ficaram guardadas em geladeira, ou 
colhidas há mais de duas horas, sem refrigeração); 
 Frascos não estéreis; 
 Presença de vazamentos, frascos quebrados ou sem tampa, com contaminação 
na superfície externa; 
 Mais de uma amostra de urina, fezes, escarro e ferida colhida no mesmo dia e 
da mesma origem; 
 Swab único com múltiplas requisições de testes microbiológicos; 
 Swab seco; 
 Amostras com as características acima descritas são inadequadas e demandam 
um contato prévio com o médico solicitante para melhores esclarecimentos. 
Principais erros de identificação 
HEMOCULTURAS 
 
 
 Lavar as mão e EPI; 
 Remover os selos da tampa dos frascos de 
 hemocultura e fazer assepsia prévia nas tampas com álcool 70%; 
 Garrotear o braço do paciente e selecionar uma veia adequada. Esta área não 
deverá mais ser tocada com os dedos; 
 Fazer a antissepsia com álcool 70% - de forma circular e de dentro para fora e 
 solução de iodo (1% a 2%); 
 Coletar a quantidade de sangue e o número de amostras recomendados de 
acordo com as orientações descritas ou se discriminadas no pedido médico; 
 Remover o iodo do braço do paciente com álcool 70% para evitar reação 
alérgica; 
 Identificar cada frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao 
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida. 
HEMOCULTURA 
 Amostra - 10% do volume do frasco de coleta; 
 
 ANVISA – frascos que permitem a coleta de 10mL; 
 
 anticoagulante recomendado é o SPS (Polianetolsulfonato 
sódico) ; 
 
 Número de frascos varia de acordo com a Patologia; 
 - 3 culturas (coletas #) bacteremia ou endocardite microbiana 
 
 Crianças - Coletar amostras com 0,5 ml a 3 ml 
 - 2 culturas para diagnóstico de bacteremias em recém-
nascidos. 
 
HEMOCULTURA 
INSTRUÇÕES PARA PONTA DE CATETER INTRAVASCULAR 
 Mesma assepsia para retirada; 
 Manusear assepticamente; 
 Cortar ~ 5 cm do cateter; 
 Colocar em frasco estéril contendo meio de cultura. 
 
 
 Não é considerado ideal para avaliação microbiológica do trato respiratório 
 
 
 hemocultura, lavado brônquico ou aspirado transtraqueal 
 podem fornecer resultados mais confiáveis (equipe médica). 
 
 
 
 Coletar escarro – não saliva; 
 
 
 
 
 
ESCARRO 
 
Tuberculose 
Aspirado traqueal e secreção obtida por broncoscopia: 
 Procedimento realizado por médico treinado. O material colhido deve ser 
colocado em recipiente estéril. 
 
Lavado Bronquio-Alveolar - 
 Utilizado para obtenção etiológica das pneumonias associadas a ventilação 
mecânica e em paciente imunodeprimidos, sendo considerado o método 
mais fidedigno para investigação microbiológica do trato respiratório inferior. 
 
 
 Coletar com “swab” estéril; 
 Fazer esfregaços sobre as amígdalas e faringe posterior, evitando tocar na língua 
e na mucosa bucal – a contaminação com saliva, que contém uma flora bacteriana 
variada, pode dificultar o isolamento do verdadeiro agente infeccioso; 
 Procurar o material nas áreas com hiperemia próximas aos pontos de supuração 
ou remover o pus ou a placa, colhendo o material abaixo da mucosa – coletar da 
área inflamada; 
 Colher dois swabs. 
 Mergulhar o “swab” umedecido em salina estéril e enviar o tubo ao laboratório; 
 
 
MUCOSA ORAL E OROFARINGE 
 
Swab 
 
 Promover a antissepsia com álcool 70%, iodo; 
 
 Punção percutânea ou cirúrgica - Procedimento realizado por médicos; 
 
 Direto no frasco de hemocultura ou em frasco estéril. 
 
 
INSTRUÇÕES PARA FLUIDOS ORGÂNICOS ESTÉREIS 
(Líquidos: Pleural, Ascítico, Biliar, de Articulações e outros) 
 
 
 Procedimento realizado por equipe médica especializada. 
 
 Fazer assepsia rigorosa no local da punção; 
 
 Recomenda-se jejum; 
 
 Caso a coleta permita somente a disponibilidade de um tubo, o laboratório de 
microbiologia deverá ser o primeiro a manipulá-lo; 
 
 Caso haja coleta de dois ou mais tubos, o Laboratório de Microbiologiadeverá 
ficar com o tubo que contiver menos sangue; 
 
 Ao transportar a amostra, 
 nunca refrigerar – imediatamente para o 
 laboratório. 
 
 
LÍQUOR 
 
 
 O termo “secreção de ferida” não é apropriado como informação da origem do 
material coletado – definir o sítio anatômico; 
 
 Descontaminação das margens e superfície da lesão - solução de povidine 
iodine (PVPI) e soro fisiológico; 
 
 Coletar o material purulento localizado na parte mais profunda da ferida - 
aspirado com seringa e agulha – ou seringa de insulina; 
 
 Swabs (menos recomendados) serão utilizados quando outros procedimentos 
não forem possíveis. 
 
 
 
INSTRUÇÕES PARA FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS 
 
 Antissepsia com álcool 70% e iodo; 
 
 Coletar amostra de punção de biópsia (3 mm a 4 mm) para cultura; 
 
 Colocar num recipiente estéril contendo NaCl 0,85% estéril (solução fisiológica) 
ou recipiente com meio de cultura líquido fornecido pelo laboratório; 
 
 Não usar formalina. 
 
 
 
 
 
 
INSTRUÇÕES PARA AMOSTRAS DE TECIDO SUBCUTÂNEO E AMOSTRAS DE 
PELE 
 
Staphylococcus aureus - Osteomielite/pé diabético - Professor, Department of 
Medicine, University of Washington. 
 
INSTRUÇÕES PARA LESÕES SUPERFICIAIS - coleta para fungos - 
micológico direto 
 Limpar a superfície com água destilada ou soro fisiológico estéreis; não utilizar 
iodo; 
 Usando um bisturi, raspar as bordas da lesão; 
 Amostra do couro cabeludo inclui cabelo, que é seletivamente coletado para 
exame; 
 Amostra de unha - obter raspado e/ou material abaixo da unha; 
 Os materiais obtidos podem ser colocados em placa de Petri estéril e 
identificados separadamente para cada sítio a ser investigado (por exemplo, unha 
da mão direita, raspado do pé esquerdo, raspado da região plantar, etc.). 
 
INSTRUÇÕES PARA SECREÇÃO DE OUVIDO 
 Procedimento realizado por médico. 
 Enviar ao laboratório no meio de transporte (Stuart). 
INSTRUÇÕES PARA SECREÇÃO OCULAR 
 Antes da aplicação de antibióticos, soluções, colírios ou outros medicamentos; 
 Desprezar a secreção purulenta superficial e, com swab colher o material da 
parte interna da pálpebra inferior; 
 Identificar corretamente a amostra e enviar imediatamente ao laboratório, 
evitando a excessiva secagem do material. 
 
INSTRUÇÕES PARA MATERIAL GENITAL 
Preparo da paciente: 
Recomenda-se: 
 Não estar menstruada; 
 Evitar ducha e cremes vaginais na véspera da coleta; 
 Três dias de abstinência sexual. 
 
 Coleta realizada pelo médico – espéculo. 
 
INSTRUÇÕES PARA MATERIAL GENITAL 
INSTRUÇÕES PARA MATERIAL GENITAL 
INSTRUÇÕES PARA MATERIAL GENITAL 
Secreção Uretral 
 
 N. gonorrhoeae - muito sensível e pode morrer rapidamente se não for 
semeada imediatamente após a coleta; 
 Desprezar as primeiras gotas da secreção; 
 Coletar a secreção purulenta, de preferência pela manhã, antes da primeira 
micção ou há pelo menos duas horas ou mais, sem ter urinado; 
 Coletar com alça bacteriológica descartável ou swab estéril fino; 
 Colocar a amostra em meio de transporte e realizar as lâminas para 
bacterioscopia da secreção fresca; 
 Encaminhar imediatamente para o laboratório. 
INSTRUÇÕES PARA MATERIAL GENITAL 
 
 Inserir o swab cerca de 1 cm do canal anal e fazer movimentos de lado a lado 
para coletar material; 
 
 Colocar a amostra em meio de transporte e enviar o swab imediatamente ao 
laboratório. 
INSTRUÇÕES PARA SECREÇÃO ANAL 
 
 Fazer limpeza prévia da região perineal com água e sabão, desprezar o 
primeiro jato de urina da manhã, e colher 3 a 5 ml de urina em tubo de ensaio 
estéril; 
 Em crianças - lactentes – usar o saco coletor (trocar de 30 e 30 minutos); 
 
 
INSTRUÇÕES PARA URINA 
• Fazer lavagem prévia da região anal com água e sabão, coletar porções de 
fezes em recipiente estéril com tampa ou “swab” anal, mergulhar o “swab” em 
salina estéril e enviar o tubo ao laboratório. 
 
INSTRUÇÕES PARA FEZES 
QUAL O TEMPO MÁXIMO PERMITIDO ENTRE A COLETA E O 
PROCESSAMENTO INICIAL DE MATERIAIS COLETADOS PARA EXAMES 
MICROBIOLÓGICOS? 
 A definição do tempo máximo permitido entre a coleta e o 
processamento de um determinado material clínico é um fator 
importante para um resultado confiável do exame; 
 
 A temperatura de transporte é outro fator importante; 
 
 Amostras de secreções do trato respiratório inferior, entre outras, 
são consideradas de urgência e devem ser processadas o mais 
rápido possível. 
Transporte 
 
 Swab para Coleta e Transporte de Amostras com Meio AMIES com 
Carvão Estéril 
 coletas em orofaringe, 
secreções, pele e feridas. 
 Coleta de amostras 
da garganta, 
secreções vaginais, 
pele e feridas. 
 Swab para Coleta e Transporte de Amostras com Meio STUART Estéril 
Fase Analítica 
• Seleção de meios de cultura primários; 
 
• Transferência e cultura das amostras clinicas; 
 
• Interpretação das culturas e análise dos resultados. 
MEIO DE CULTURA 
 Conjunto de substâncias, formuladas de maneira adequada, capazes de 
promover o crescimento bacteriano, em condições laboratoriais; 
 Para isso um meio de cultura necessita conter características básicas que 
incluem: 
Fonte de carbono e nitrogênio; 
Fonte de energia - carboidratos; 
Sais minerais; 
Fatores de crescimento; 
Indicadores de pH; 
Inibidores; 
Condições Físicas; 
Esterilização. 
 
 
 Líquidos – Também chamados de caldos; 
 Crescimento indiscriminado com turvação do meio; 
 Sólidos - Produzidos com o acréscimo de ágar ao meio líquido; 
 Crescimentos de colônias isoladas, muito utilizado para culturas puras; 
 Semi-sólidos – Adição de menor quantidade de ágar, 
 Mobilidade bacteriana – série de provas bioquímicas. 
MEIO DE CULTURA 
Estado físico 
MEIO DE CULTURA 
 
 Geralmente líquido, de composição química rica em nutrientes, com a 
finalidade de permitir que as bactérias contidas em uma amostra clínica 
aumentem em número. 
 
Ex.: Caldo Brain Heart Infusion (BHI) e Caldo Tetrationato. 
Classificação dos meio de cultura 
1. Meio de Enriquecimento: 
 
Peptona de caseína: 2,5 g/L; (FN) 
Peptona de carne: 2,5 g/L; Sais biliares: 1 g/L; 
Carbonato de cálcio: 10 g/L; 
Tiossulfato de sódio: 30 g/L; 
Água purificada: 1000mL 
Classificação dos meio de cultura 
Caldo Tetrationato 
1. Meio de Enriquecimento: 
 Consiste em um meio pouco nutriente; 
 Geralmente mantém o pH favorável, previne a desidratação de secreções 
durante o transporte e evita a oxidação (agente redutor) e autodestruição 
enzimática dos patógenos presentes. 
 
Ex.: Meio de Stuart, Meio de Cary-Blair e Caldo Tioglicolato. 
2. Meio de Transporte: 
3. Meio Seletivo 
 A finalidade deste tipo de meio é selecionar as espécies que se deseja isolar 
e impedir o desenvolvimento de outros microrganismos (adição de corantes, 
antibióticos e outras substâncias com capacidade inibitória para alguns 
microrganismos. 
Ex.: Agar Manitol Salgado e Agar SS 
 
Ágar SS - Tissulfato de sódio e o citrato férrico – H2S 
 Possibilita a distinção entre vários gêneros e espécies de microrganismos, por 
possuir substâncias que permitem uma diferenciação presuntiva, evidenciada na 
mudança de coloração ou na morfologia das colônias. 
 Enterobactérias e outros bacilos Gram negativos 
Ex.: Agar Eosin Methilene Blue (EMB), Agar McConkey e Agar Hektoen 
Inibe o crescimento 
de G+ 
Cor verde: fermentação 
da lactose e/ou sacarose 
4. Meio Diferencial 
 
Agar McConkey 
Agar Hektoen 
Seletivo: inibem o 
crescimento das bact. G+ 
 É utilizado no estudo das propriedades bioquímicas das bactérias, auxiliando, 
assim, sua identificação; 
 O mais simples é aquele usado no estudo das reações de fermentação; 
 
Ex.: Agar Triple Sugar Iron (TSI) e Agar Citrato de Simmons 
5. Meio Indicador 
 
 Indicador de pH – azul de bromotimol - A mudança da cor verde para azul- 
indica que o microrganismo utiliza o citrato como fonte de carbono. 
Agar Citrato de Simmons 
 A escolha dos meios de cultura, para o processamento inicial das amostras é 
muito importante e está condicionada à flora patogênica desse local; 
 Em geral é usado mais de um tipo de meio, no sentido de fornecer condições de 
crescimento a todos os patógenos possíveis de estarem presentes; 
 Para cada caso em particular, existem os meios utilizados rotineiramente na 
semeadura primária; 
 
SELEÇÃO DOS MEIOS DE CULTURA 
 Atualmente, o procedimento mais utilizado é a aquisição de meios pré-
fabricados e fornecidos de forma desidratada, onde é necessário 
apenas a pesagem criteriosa da quantidade necessária ao volume 
desejado, seguido de dissolução e esterilização... 
SELEÇÃO DOS MEIOS DE CULTURA 
Meio de cultura não seletivos 
• Crescimento: 
 
• Ágar chocolate 
• Ágar sangue 
• Ágar Cled 
• Ágar Mueller Hinton 
 
 
 
 
 
 
Meios não seletivos 
• Ágar chocolate 
• meio nutritivo para a maioria bactérias 
• Adicionado sangue de cavalo, carneiro ou coelho em temperatura alta, o que faz 
com que as hemácias lisem, liberando hematina. 
• Crescimento de microrganismos exigentes Haemophilus spp., Neisseria spp., 
Moraxella spp. , etc. 
 
• Ágar sangue: 
• meio não seletivo, crescimento de bactérias gram – e + 
 
• Cled- Ágar cystine lactose eletrolyte deficient: 
• meio que permite o crescimento de gram+ e gram- . 
 
• Ágar Mueller-Hinton: 
• Meio de cultura microbiológico (Neisseria spp.) e freqüentemente usado para testes 
de susceptibilidade antimicrobiana. 
 
Meio de cultura seletivos 
• Ágar Manitol 
• Ágar Mac Conkey, EMB 
• Ágar Salmomella Shigella 
• Ágar Sabouraud 
• Ágar Bili-Esculina 
• Ágar Dnase 
• Ágar TSI 
• Ágar Lowestein Jensen 
 
 
Meios de cultura seletivos 
• Ágar Manitol – isolamento de Staphylococcus aureus 
• Ágar Mac Conkey, EMB 
• Crescimento de bactérias Gram negativas e indicar a fermentação de lactose 
• Ágar Salmomella Shigella 
• Ágar Sabouraud - Identificação de fungos patogênicos e leveduras. 
• Ágar Bili-Esculina - Isolamento e identificação de estreptococos. 
• Ágar Dnase - Recomendado para a detecção da atividade 
desoxiribonuclease de bactérias e fungos. Staphylococcus aureus. 
• Ágar TSI - Diferenciação de patógenos entéricos (E. coli) pela capacidade 
de determinar a fermentação do carboidrato. 
• Ágar Lowestein Jensen - Mycobacterium tuberculosis 
 
 
Caldos 
 
• Caldo tetrationato 
• Caldo selenito 
• Caldo nitrato 
• Caldo malonato 
• Caldo triptona e SIM 
• Caldo BHI 
 
 
 
Caldos 
• Caldo tetrationato 
• Meio de enriquecimento para uso com Salmonella spp.- 
• Caldo selenito. 
• Diferenciar e identificar vários tipos de bactérias especialmente a família 
Enterobacteriaceae. Inibem coliformes e outras espécies da flora intestinal como 
estreptococos. 
• Caldo malonato 
• Usado para a diferenciação de bactérias gram-negativas com base na habilidade de 
utilizar malonato e produzir ácido pirúvico. 
• Caldo triptona e SIM. 
• Diferenciar gêneros e espécies de enterobactérias, não fermentadores. 
• Caldo BHI. 
• Caldo infusão de cerebro e coração e um meio altamente nutritivo empregado para 
a propagação de cocos. 
 
Meios de cultura para transporte e 
conservação 
 
 Ágar Nutriente 
 Salina tamponada 
 Cary Blair 
 Meio Stuart 
 Água peptonada 
 
• Lag: período variável, onde ainda não há um aumento significativo da população. 
 
• Log ou exponencial: nesta etapa, as células estão plenamente adaptadas, absorvendo 
os nutrientes, sintetizando seus constituintes, crescendo e se duplicando. A taxa de 
crescimento exponencial é variável, de acordo com o tempo de geração do organismo 
em questão. 
 
• Estacionária: Nesta fase, os nutrientes estão escasseando e os produtos tóxicos estão 
tornando-se mais abundantes. Nesta etapa não há um crescimento líquido da 
população, ou seja, o número de células que se divide é equivalente ao número de 
células que morrem. 
 
• Declínio: A maioria das células está em processo de morte 
Cultura das amostras clínicas: 
Padrão de estriamento para obtenção de UFC isoladas e puras 
A cada novo espalhamento, que 
deve ser feito girando a placa a 
90 graus, a alça deverá ser 
esterilizada para a diluição do 
inóculo na superfície do meio 
Padrão de estriamento para realização de contagem semiquantitativa das bactérias 
Inoculação em meio líquido 
Inoculação em tubo 
Avaliação das colônias 
• Tamanho: diâmetro em milímetros 
• Forma 
• Elevação 
• Margem 
• Cor: branca, amarela, preta, camurça, laranja... 
• Superfície: brilhante, opaca... 
• Densidade: opaca, translúcida, transparente 
• Consistência: viscosa, membranosa... 
Avaliação das colônias 
• Odores: 
• tênis sujo (citrobacter spp.), 
• pútrido ( Clostridium difficile), 
• pêlo molhado ( Haemophillus spp), 
• chocolate queimado ( Proteus spp) 
 
• Mudanças de cor no meio: indicadores de pH 
 
 Avaliação das colônias 
Avaliação das colônias 
Avaliação das colônias 
Uso de corantes biológicos 
• Coloração de Gram - bacterioscopia 
• Coloração ácido resistente 
• Coloração fluorescente (UV) – fluorocromos (ag/ac) 
• Laranja de acridina 
• Azul de Toluidina – biópsia de pulmão e secreções respiratórias 
Identificação de cocos gram 
positivos 
Profa Alessandra Barone 
Prof. Archangelo Fernandes 
Identificação de cocos Gram+ 
Staphylococcus Streptococcus 
 
S. aureus S. pyogenes 
S. epidermidis S. agalactiae 
S. saprophiticus S. pneumoniae 
S. haemolyticus S. bovis 
S. lugdunensis S. viridans 
 
Enterococcus 
 
Staphylococcus aureus 
• Uma das espécies patogênicas mais comuns, sendo a mais 
virulenta espécie do seu gênero. 
• Cresce bem em ambientes salinos. 
• Cerca de 15% dos individuos são portadores de S.aureus, na 
pele ou nasofaringe. A infecção é frequentemente causada por 
pequenos cortes na pele. 
• As toxinas são proteínas produzidas e secretadas ou expostas à 
superficie pela bactéria cuja atividade é destrutiva para as 
células humanas. 
 
 
 
Doenças causadas pelo S.aureus 
• Síndrome de choque tóxico 
• Gastroenterite estafilocócica 
• Síndrome de pele escaldada estafilocócica 
• Impetigo 
• Foliculite e celulite 
• Endocardite 
• Osteomielite: infecção da medula óssea após bacteremia. 
• Pneumonia: pode ocorrer por aspiração de comida semi-digerida 
(vômito, por exemplo). 
 
 
 
 
Síndrome da pele escaldada 
Doença epidermolítica, mediada por exotoxinas que 
se caracteriza por eritema, desprendimento 
generalizado das camadas superficiais da epiderme, 
envolvendo, principalmente, crianças até os 5 anos 
de idade 
 
 
Celulite 
Infecção bacteriana que envolvem as 
camadas interiores da pele que afeta 
especificamente a derme e tecido adiposo 
http://www.medicinageriatrica.com.br/wp-content/uploads/2007/10/mordida.jpg
Impetigo 
 
• Dermatose superficial, muito 
comum em crianças pequenas 
 
• Pode afetar qualquer 
segmento da pele, sendo a 
face e as mãos os locais mais 
comuns. 
 
• Um ferimento mal higienizado 
favorece o desenvolvimento 
de infeções bacterianas em 
geral. 
Choque tóxico 
 
• Intoxicação multissistêmica 
caracterizada por febre, 
hipotensão e erupção 
eritematosa e difusa 
 
• Apresenta alta mortalidade 
quando não tratada. 
Cultura de S.aureus em ágar sangue 
Staphylococcus epidermidis 
• Pertence a flora normal da pele e mucosas. 
• Não produz toxinas. 
• É considerado espécie de estafilococos coagulase negativo e 
catalase positiva de maior prevalência e persistência na pele 
humana. 
• É identificado como agente de bacteremia de origem hospitalar 
e infecções associadas a implantações de próteses (válvulas) 
cardíacas, articulares e de catéteres intravenosos e peritonias. 
 
 
Staphylococcus epidermidis 
• Possui uma capacidade de formarbiofilmes, 
dificultando a chegada de drogas antibacterianas e 
células fagocíticas no foco de infecção. 
• Mais comum a ocorrência de infecção no local da 
sutura. 
• Identificação da espécie pode ser feito após prova de 
Catalase e Coagulase com um antibiograma 
evidenciando a sua sensibilidade a Novobiocina. 
 
 
 
Cultura de S.epidermidis em ágar sangue 
 
Staphylococcus saprophyticus 
• Causam infecções nas vias urinárias em mulheres 
jovens sexualmente ativas. 
• As mulheres infectadas apresentam disúria (dor ao 
urinar), piúria (pus na urina) e numerosos 
microrganismos na urina. 
• Respondem rapidamente a antibióticos e é rara a 
ocorrência de re-infecção. 
 
Staphylococcus saprophyticus 
• Disposta em cachos, tétrades ou duplas. Apresenta-se 
como coagulase negativa e catalase positiva. 
 
• É resistente à novobiocina (ß-lactâmicos) sendo fator 
de pesquisa para identificação da espécie. 
 
 
 Cultura de S.saprophyticus em ágar sangue 
Isolamento dos Staphylococcus spp. 
Staphylococcus aureus 
Staphylococcus epidermidis 
Staphylococcus saprophyticus 
Identificação de Staphylococcus spp. 
1) Bacterioscopia 
2) Prova da Catalase 
3) Prova da Coagulase 
4) Crescimento em ágar Manitol 
5) Prova da DNAse 
6) Resistência à Novobiocina 
Provas de identificação: 
Prova da catalase 
• Utilização para diferenciação de Staphylococcus spp. e 
Streptococcus spp. 
• Diferenciadora de famílias e não de gêneros: 
• Algumas bactérias possuem a enzima catalase, capaz de 
converter o peróxido de hidrogênio em oxigênio e água. 
 
 catalase 
 2H2O2 2H2O + O2 
 
 
Prova da catalase 
• Em uma lâmina, colocar duas amostras da bactéria isolada. 
• Pingar sobre a amostra uma gota de peróxido de hidrogênio 
3% 
• Observar a produção da liberação de O2 com a formação de 
bolhas. 
• O teste é positivo para Staphylococcus sp. 
 
Staphylococcus spp Streptococcus spp 
Prova da coagulase 
• As coagulases são enzimas com ação semelhante a 
protrombina. 
• Agem sobre o plasma sanguíneo transformando 
fibrinogênio em fibrina com a produção de coágulo. 
• Podem ser encontradas em duas formas: conjugada e 
livre. 
• Coagulase positiva para Staphylococcus aureus 
 
 
 
Verificação da coagulase livre 
• A coagulase livre é uma substância similar a trombina 
e está presente em filtrados e cultivos. 
 
• É secretada extracelularmente e reage com uma 
substância presente no plasma – CRF (fator de reação 
com a coagulase) para formar um complexo que 
reage com o fibrinogênio, formando fibrina. 
 
Coagulase livre 
• Com auxílio da agulha bacteriológica, suspender colônias em 
estudo em caldo BHI e colocar em estufa à 37ºC até que turve; 
• Em um tubo de ensaio estéril, colocar 0,5 ml de plasma 
reconstituído e 0,5 ml do caldo BHI com crescimento 
bacteriano recém turvado; 
• Incubar em estufa à 35ºC 4 horas; 
• Verificar se há presença de coágulo de fibrina; 
• Se não houver presença de coágulo, incubar o tubo em 
temperatura ambiente e repetir as leituras com 18 e 24 horas 
de incubação. 
 
 
Coagulase conjugada 
 
• A maioria dos S. aureus possui uma coagulase 
ligada na superfície da parede celular que 
reage com o fibrinogênio plasmático causando 
a coagulação 
 
Coagulase conjugada 
• Traçar dois círculos com lápis de cera em uma lâmina de vidro; 
• Colocar duas gotas de água destilada ou solução fisiológica 
estéril dentro de cada círculo; 
• Com auxílio de um fio bacteriológico agregar a colônia em 
estudo, homogeneizando delicadamente em cada círculo; 
• Colocar uma gota de plasma para a prova de coagulase em um 
dos círculos; 
 
Coagulase conjugada 
• No outro círculo, adicionar outra gota de água 
destilada ou solução fisiológica estéril, como controle; 
• Homogeneizar com palito de madeira; 
• Inclinar a lâmina delicadamente, para frente e para 
trás; 
• Observar presença de aglutinação. 
 
 
Prova da Coagulase
Staphy test 
O teste se baseia na capacidade do Staphylococcus aureus aglutinar 
hemácias de carneiro 
previamente sensibilizadas com hemolisina e fibrinogênio; 
 
Fermentação em ágar manitol (7,5 de 
NaCl) 
• O ágar manitol é um meio de cultura seletivo. 
• Possui grande concentração de NaCl (6,5 a 7,5%) e indicador 
de pH vermelho de fenol - vermelho em pH alcalino e neutro; 
amarelo em pH ácido. 
• A fermentação do manitol pelas bactérias, leva a produção de 
ácidos, o que determina a mudança de cor do vermelho para o 
amarelo. 
• Positivo para Staphyloccus aureus. Algumas amostras podem 
positivar para S.saprophyticcus. 
 
 
Ágar manitol 
 
Prova da DNAse 
Ágar DNAse 
S. aureus 
+ - 
• Semear uma colônia em ágar DNAse e incubar a 35 graus por 24 horas. 
• No momento da leitura adicionar HCl 1N sobre a placa, aguardar 30 segundos e 
observar a formação de um halo claro ao redor da colônia. 
S. epidermidis 
S. saprophyticus 
Prova da DNAse 
Teste de sensibilização a Novobiocina 
• Ágar Miller-Hinton com disco de novobiocina (5mg) 
• Formação de halo de inibição para Staphylococcus aureus 
e S.epidermidis. 
• Resistência conferida ao Staphylococcus saprophyticus. 
 
S. epidermidis S. saprophyticus 
Tabela para identificação de cocos 
Gram + Catalase + 
(Staphylococcus spp.) 
Coagulase Manitol DNAse Novobiocina 
S. aureus + + + Sensível 
S. epidermidis - - - Sensível 
S. saprophyticus - - - Resistente 
Todos são Catalase + 
Streptococcus spp. 
 
Importância clínica dos principais 
Streptococcus spp. 
• Cocos Gram + 
• Colônias lineares 
• Catalase – 
• Aeróbicos e anaeróbicos facultativos. 
• Imóveis 
• Não formam esporos 
• Fazem parte da microbiota normal da boca, pele, 
intestinos e trato respiratório superior. 
Classificação quanto ao grau de hemólise 
• Total ou beta hemolíticas : positiva para Streptococcus 
pyogenes. Forma um halo branco ao redor da bactéria; 
• Parcial ou alfa hemolíticas: positiva para Streptococcus 
pneumoniae. Forma um halo esverdeado ao redor da 
bactéria 
• Não hemolíticas ou gama hemolíticas: positiva para 
Streptococcus viridans ou Enterococcus spp. Sem halo. 
 
 
 
• A classificação de Lancefield leva em conta o tipo de 
polissacarídeo presente na parede celular bacteriana, 
chamado de carboidrato C, detectado por técnicas de tipagem 
(aglutinação simples e reações colorimétricas), ou reações de 
precipitações com antisoros específicos 
Classificação de Lancefield 
• Grupo A: ramnose n-acetilglicosamina 
• Grupo B: ramnose glicosamina 
• Grupo D : Acido teicóico glicerol com D-alanina e glicose 
 
• Grupo A: Streptococcus pyogenes 
• Grupo B : Streptococcus agalactiae 
• Grupo D : Streptococcus bovis e Enterococcus s.p 
Classificação de Lancefield 
Streptococcus pyogenes 
• Beta hemolíticos 
• Encontrados no trato respiratório superior e lesões cutâneas. 
• Doenças causadas: 
– Faringite estreptocócica 
– Erisipela e impetigo 
– Piodermite 
– Fasciíte necrosante 
– Febre reumática 
– Glomerulonefrite 
 
 
 
Erisipela 
 
 
Diagnóstico clínico: presença de placa inflamatória associada a febre, linfangite, 
adenopatia e leucocitose; 
 Os exames bacteriológicos têm baixa sensibilidade ou positividade tardia; 
A penicilina continua a ser o antibiótico de referência. 
Impetigo 
É a mais comum das infecções da pele; 
Dissemina-se por auto inoculação, transmissão direta e indireta, por toalhas ou roupas; 
Faringite 
 A infecção pode iniciar por pequenas rupturas na pele - os sintomas precoces com 
frequência são ignorados, o que atrasa o diagnóstico e o tratamento, gerando 
sérias consequências; 
 A exotoxina A - age como um superantígeno, estimulando o sistema imune a 
contribuir para a extensão do dano. 
Fasciite necrotizante 
Streptococcus agalactiae 
• Presentes nas mucosas do trato genito-urinário e intestinal 
• Maioria das amostras são beta hemolíticos. 
• Anaeróbicos facultativos 
• Doençascausadas: 
– Endometrite 
– Sepse 
– Febre puerperal 
– Meningite neonatal 
 
 
Streptococcus pneumoniae 
• Alfa hemolíticos em aerobiose e beta hemolíticos em 
anaerobiose 
• Estão presentes na nasofaringe 
• Doenças causadas: 
– pneumonia 
– meningite 
– septicemia 
– otite média 
– sinusites 
– infecções trato respiratório 
 
Streptococcus bovis 
• Não hemolíticos, podendo apresentar atividades alfa ou beta 
hemolíticos 
• Encontrados no trato gastrointestinal 
• Doenças ocasionadas: 
– Endocardite 
– Abcessos 
– Infecções urinárias 
– Doença maligna do cólon 
 
 
Abcesso 
Streptococcus viridans 
• Alfa hemolíticos e não hemoliticos 
• Flora normal da boca, faringe e trato genito-urinário 
• Doenças ocasionadas: 
– Endocardites 
– Abcessos 
– Infecções no trato genito-urinário 
– Infecções de feridas 
– Cáries 
 
Enterococcus sp 
• Esta gênero inclui o E. faecalis, E. faccium 
• Habitualmente não hemolítico 
• Oportunistas reconhecidos como causa importante de infecções 
hospitalares, destacando-se as endocardites e as infecções do trato 
urinário e de feridas cirúrgicas 
• Resistência plasmidial à vários antibióticos 
• Doenças causadas : 
– Infecções do trato biliar 
– Peritonite 
– Meningite 
– Bacteremia do RN 
 
Provas de identificação para 
diferenciação de Streptococcus spp. 
• Prova da bacitracina 
– Utilizada para a identificação de Streptococcus pyogenes. 
– A partir do caldo de BHI ou TSB recém turvado, realizar a 
semeadura em meio de ágar sangue contendo disco de 
bacitracina 
– Incubar a 35ºC por 24 horas sem tensão de CO2. 
– Positivo para S.pyogenes com formação do halo de inibição 
ao redor do disco indicando sensibilidade 
Teste de Bacitracina 
S pyogenes S. agalactiae 
Provas de identificação para diferenciação 
de Streptococcus spp. 
• Camp Test 
 
– Na metade da placa de ágar sangue, semeia-se de ponta a 
ponta, uma amostra de Staphylococcus aureus produtor de 
beta-hemolisina. 
 
– Semear perpendicularmente (90°) a bactéria a ser testada, 
sem que haja o contato com a estria de Staphylococcus 
aureus; 
Provas de identificação para diferenciação 
de Streptococcus spp. 
• Teste de Camp – Camp test 
 
– Incubar em 37ºC durante 24 horas. 
– A observação de uma hemólise em ponta de seta, indica a 
interação entre o fator CAMP produzido pelos 
Streptococcus com a beta hemolisina dos Staphylococcus 
aureus. 
– Teste positivo para Streptococcus agalactiae 
 Teste de Camp (Camp Test) 
Staphylococcus aureus (fita) 
Streptococcus a ser identificado Incubar a 37 ºC por 24 horas e observar 
hemólise na região entre o 
Staphylococcus e o Streptococcus a ser 
identificado 
Meio Todd Hewitt 
 Teste de Camp 
 
Provas de identificação para 
diferenciação de Streptococcus spp. 
• Teste de hidrólise de hipurato 
– Positivo para Streptococcus agalactiae 
– Apenas S. agalactiae produz a enzima que hidrolisa o hipurato, 
produzindo coloração púrpura no meio de cultura após adição de 
cloreto férrico. 
 
 
S agalactiae 
Provas de identificação para 
diferenciação de Streptococcus spp. 
• Teste de optoquina 
 
– Utilizada para identificação de Streptococcus pneumoniae. 
– A partir do caldo de BHI ou TSB recém turvado, semear em 
meio ágar sangue com o disco de optoquina de 5 mg. 
– Incubar a 35ºC 24hrs 
– Positivo com formação de halo de inibição de 14mm ou 
mais para disco de 6 mm 
 
 
 Teste de optoquina 
 
Teste de bile esculina 
O Ágar bilie esculina é um meio seletivo para Streptococcus bovis e 
Enterococcus sp. 
Semear uma colônia da bactéria a ser identificada em meio bile-esculina e incubar 
por 24 horas a 37 ºC. 
 Coloração marrom-escuro ou negra: teste é + 
Provas de identificação para 
diferenciação de Streptococcus spp. 
• Tolerância ao NaCl 
– A tolerância ao NaCl a 6,5% é uma prova utilizada para 
verificar a capacidade de alguns microrganismos crescerem 
em presença do sal. 
– Meio base utilizado é o BHI caldo. 
– Este meio normalmente contém 0,5 % de NaCl e aumenta-
se a concentração para 6,5 %, tornando um meio semi-
seletivo para o desenvolvimento de alguns microrganismos. 
– Crescimento bacteriano com turvação do meio. 
– Positividade para Enterococcus spp. 
 
S. 
pyogenes 
S. 
agalactiae 
S. 
pneumoniae 
S. 
bovis 
Enterococos 
Resistência à 
Bacitracina 
S R R R R 
Teste Camp - + - - - 
Hidrólise do 
hipurato 
- + - - - 
Resistência à 
Optoquina 
R R S R R 
Bile-esculina - - - + + 
NaCl 6,5% - - - - + 
Tabela para identificação de cocos G + catalase – 
Cocos gram negativos 
Neisseria spp. 
 
Neisseria gonorrhoea 
 Neisseria meningitidis 
Introdução 
• Maioria das espécies humanas habitam o trato 
respiratório superior humano e não são patogênicas 
• Neisseria gonorrhoeae é considerada como patógeno, 
independente do local onde é encontrado 
• Neisseria meningitidis, pode colonizar a nasofaringe 
sem causar doença, mas pode ser extremamente 
patogênica em determinadas condições. 
• São consideradas aeróbias, mas crescem em condições 
anaeróbias 
Neisseria gonorrhoea 
• Diplococos Gram-negativos com requerimento de crescimento 
fastidioso 
• Intracelulares 
• Não flagelado, não formador de esporos, encapsulado, anaeróbio 
facultativo 
• Cresce melhor de 35º a 37ºC em atmosfera úmida suplementada 
com CO2 
• Oxidase e catalase-positiva (oxidam glicose como fonte de energia) 
• Sensíveis à penicilina 
 
Esfregaço de secreção uretral de homem com 
uretrite gonocócica 
Disponíveis em http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0037-
86822000000500007 
Gonorreia 
Manifestação da gonorreia do redor da boca Secreção purulenta na região ocular 
 
 
 
Disponível em https://compendiomicrobiologia.wordpress.com/tag/gonococo/ 
Gonorreia 
Diagnóstico 
• Homens 
– Esfregaço de secreção uretral e coloração de Gram. Análise 
de diplococos gram negativos associados a leucócitos 
polimorfonucleares 
• Mulheres: 
– Esfregaço de amostra endocervicais e coloração por Gram 
Diagnóstico 
• Utilização de meios de transporte quando necessários. 
– Não seletivos – Stuart ou Amies 
– Seletivos – meios Gono-Pak 
• Inoculação em meio de cultura 
– Não seletivos 
• Ágar chocolate 
– Seletivos 
• Thayer Martim modificado 
• Martin Lewis 
• Meio GC-Lect, etc 
• Os meios contem agentes antimicrobianos para inibição 
de outros microrganismos 
Diagnóstico 
• Incubação em estufa de CO2 com nível de 3 a 7% 
• Manter o ambiente úmido 
• Analisar as placas em 24, 48 e 72 horas 
• Submeter as colônias ao Teste de Gram, prova da catalase e 
prova de oxidase. 
• Teste confirmatórios podem ser utilizados como teste de 
utilização de carboidratos, testes imunológicos, testes de 
aglutinação em látex e amplificação de ácidos nucleicos 
Neisseria gonorrhoeae em ágar Martin Lewis 
Disponível em https://catalog.hardydiagnostics.com/cp_prod/product/e39-martin-lewis-with-lincomycin-for-ineisseria-gonorrhoeaei-
15x100mm-plate-order-by-the-package-of-10-by-hardy-diagnostics-media-prepared 
O GonoGen II usa uma solução 
para degradação da parede 
celular da bactéria, expondo as 
proteínas da membrana 
externa que contém antígenos 
específicos da espécie. 
 
Um conjunto de anticorpos 
monoclonais ligados a um 
carreador é usado para 
detectar os antígenos 
específicos para Neisseria 
gonorrhoeae . 
 
O teste utiliza a colonia 
bacteriana 
Neisseria meningitidis 
• Microrganismo de nível 2 
• Coleta de amostra de líquido cefalorraquidiano, sangue e ocasionalmente 
escarro e swab naso e orofaríngeo 
• As amostras deverão ser inoculadas em meios não seletivos e seletivos 
• Meios não seletivos (LCR e sangue) 
– Ágar chocolate 
– Ágar sangue de carneiro 
• Meios seletivos 
– Thayer Martim modificado 
– Martin Lewis 
– NYC 
 
Diagnóstico 
• Incubação em estufa de CO2 com nível de 3 a 7% 
• Manter o ambiente úmido 
• Analisar as placasem 24, 48 e 72 horas 
• Submeter as colônias ao Teste de Gram, prova da catalase e 
prova de oxidase. 
• Teste confirmatórios podem ser utilizados como teste de 
utilização de carboidratos (oxidação de glicose e maltose), 
testes imunológicos, testes de aglutinação em látex e 
amplificação de ácidos nucleicos 
CHEGAAAAAA !!!!!!! 
Enterobactérias 
Profa Alessandra Barone 
Prof. Archangelo Fernandes 
 
Características gerais 
• Família: Enterobacteriaceae 
– Anaeróbios facultativos; 
– Gram negativos; 
– Movimentação flagelo (peritríqueo); 
• Maioria móveis. Exceções: Klebsiella, Shigella, Yersinia 
– Reduzem nitrato a nitrito (exceção Yersínia). 
– Fermentam glicose; 
– Catalase positivos e Oxidase negativos; 
– Classificação sorológica: O (somáticos), K ( capsulares) e H (flagelares) 
– Podem causar infecções intestinais e extraintestinais 
 
 
Normalmente 
não fazem parte 
da microbiota 
Presentes onde normalmente 
não ocorrem; 
Colonizam indivíduos 
imunocomprometidos e/ou em 
idades extremas. 
Escherichia coli 
• Bacilo gram-negativo que habita normalmente no 
trato gastrointestinal inferior de humanos e diversos 
animais. 
 
• A maioria das espécies não são patogênicas, mas 
alguns sorotipos podem causar graves intoxicações 
alimentares, gastroenterite com intensa diarreia com 
muco e infecção urinária. 
Escherichia coli 
• EPEC – enteropatogênica; 
• EHEC ou STEC – enterohemorrágica; 
• EAEC – enteroagregativa; 
• ETEC – enterotoxigênica; 
• EIEC – enteroinvasiva. 
• DAEC - difusamente aderente 
 
 
Citrobacter spp. 
• O gênero Citrobacter possui 11 espécies 
• Encontradas nas fezes de humanos e animais além de 
amostras ambientais como solo, água, alimentos e esgoto. 
• Complexo C. freundii é a espécie mais identificada em infeções 
gastrointestinais com quadros de diarreia, febre e distensão 
abdominal 
• Podem ocasionar infeções urinárias. 
• Espécie C. koseri é a mais frequente em casos de meningite 
esporádica e abcessos cerebrais em RN e lactentes. 
Proteus spp. 
• Gênero encontrado em solo, água e alimentos contaminados 
• P. mirabilis: espécie mais isolada em seres humanos 
• Agentes causadores de infeções no trato urinário e feridas 
• Promovem alcalinidade da urina propiciando a formação de 
cristais 
• P. vulgaris: hospedeiros imunossuprimidos 
Klebsiella spp. 
• Amplamente distribuídas na natureza e trato gastrointestinal 
de humanos e de animais 
• Klebsiella pneumoniae é uma das espécies mais isoladas em 
amostras clínicas 
• Raramente encontrada na orofaringe 
• Causam infeções pulmonares em pacientes hospitalizados 
• Podem causar uma forma de pneumonia que tende a ser 
destrutiva com intensa necrose e hemorragia 
• KPC : multirresistência 
 
Serratia spp. 
• Gênero apresenta 10 espécies reconhecidas 
• Serratia marcescens é a espécie mais importante e está 
associada a varias infecções , inclusive pneumonia e 
septicemia em pacientes com neoplasias reticuendoteliais 
• Oportunista hospitalar e causador de infeções urinárias 
• Dotado de propriedades invasores e com tendência a 
resistência a vários antibióticos 
• Em condições quentes e úmidas formam colónias vermelhas 
distintivas 
Shigella spp. 
• Bacilo gram-negativo; 
• A dose infecciosa é baixa (a ingestão de poucas dezenas de 
células é suficiente para causar a infecção) – 200 
microorganimos. 
• 4 espécies: 
• S. dysenteriae (A) 
• S. flexneri (B) 
• S. boydii (C) 
• S. sonnei (D) 
 
• Diarréia 
Salmonella spp. 
• Bacilo gram-negativo 
• Não fermenta lactose 
• Salmonella typhi – febre tifoide (único reservatório – humanos); 
• Salmonella paratyphi – febre paratifoide e gastroenterite 
• Salmonella typhimurium – gastroenterite e meningite infantil 
Yersinia spp. 
 Yersinia enterocolitica (alimentos) – gastroenterite 
• Mais comum, febre, dores abdominais semelhante à apendicite e 
diarreia. 
• Leite não pasteurizado, água não tratada, carne de porco contaminada, 
crua ou mal cozida. 
• Dose infectante: baixa (10 a 200 células) 
• Crianças através de contato com pessoas infetadas; 
 
 
Meios de cultura 
• Ágar sangue ou chocolate: não seletivo 
• Ágar MacConkey : meio seletivo 
 
– Inibidores: sais biliares e cristal violeta, inibem o crescimento 
de gram positivas 
– Lactose como único carboidrato 
 
– Lac positiva: colônias vermelhas ou “pink” 
– Lac negativas: colônias incolores, transparentes 
 
Colônias de E. coli em ágar MacConkey 
E. coli Proteus 
 As bactérias fermentadoras de lactose desenvolvem uma coloração vermelha no 
meio Mac Conkey. 
 
E. coli em ágar MacConkey 
Meios de cultura 
• Ágar Eosina azul de metileno (EMB) 
 
– Presuntivo para Escherichia coli 
– Inibidores e indicadores de fermentação: eosina e azul de 
metileno, inibem o crescimento de Gram positivas 
– Fermentadores de lactose / sacarose formam colônias 
verdes metálica – E.coli 
– Fermentadores fracos produzem colônias de cor púrpura. 
Ex. Klebsiella 
– Não fermentadoras formam colônias transparentes. Ex 
Proteus, Salmonella e Shigella. 
Ágar EMB 
Lactose positiva 
Meios de cultura 
• Ágar SS : 
 
• Específicos para Salmonella , Shigella e Yersínia 
enterocolítica 
• Enriquecimento em caldo selenito antes da cultura em SS 
• Possui componentes (sais de bile, verde brilhante e citrato 
de sódio) que inibem o crescimento de Gram positivos e 
coliformes. 
Meios de cultura 
• Ágar SS : 
 
• A incorporação de lactose ao meio permite diferenciar se o 
microrganismo é lactose positiva (resultando na formação 
de colônias de cor rosa) e lactose negativa. 
• Indicador de pH: vemelho neutro 
• Tissulfato de sódio e o citrato férrico permitem a detecção 
de H²S evidenciado por formação de colônias de cor negra 
no centro específica de Salmonella spp. 
 
 
Ágar SS 
Lactose positiva 
Meios de cultura 
• Ágar Hektoen 
– Isolamento de Salmonella e Shigella 
– Possui elevada concentração de sais biliares que inibem o 
crescimento de bactérias gram + e retarda crescimento de 
outros coliformes 
– Alteração de cor pela mudança de pH pela fermentação de 
carboidratos 
– Tiossulfato de sódio e citrato de amonio férrico para 
detecção de produção de H2S 
 Ágar Hektoen 
Salmonella spp. 
Shigella spp. 
Provas bioquímicas 
• Após a realização da cultura, o exame macroscópico e a 
confirmação da pureza da cultura, uma colônia pode ser 
identificada com a ajuda de meios presuntivos de 
identificação, tais como: 
– Meio de Triple Sugar Iron (TSI), 
– EPM 
– MILi 
– Rugai ou Rugai modificado por Pessoa e Silva (Meio de IAL). 
– Prova de Citrato de Simmons 
TSI 
Para diferenciar os bastonetes gram negativos, utilizando para isso a 
fermentação de carboidratos e produção de sulfeto de hidrogênio 
 
Meio de cultura 
• Tríplice açúcar e ferro (TSI) 
 
– Fermentação de glicose(0,1%), lactose e sacarose(1%) 
– Tiossulfato de sódio (substrato para a produção de H2S) 
• Sulfato de ferro para a verificação do produto final. 
– Produção de gás 
– Indicador de pH: vermelho de fenol 
• Ph neutro – vermelho 
• Ph ácido - amarelo 
Meio de cultura 
• Tubo amarelo e superfície vermelha: só a glicose foi fermentada 
• Tubo amarelo e superfície amarela: Ocorreu a fermentação da 
lactose e/ou da sacarose, superior a da glicose. 
• Produção de gás: Nota-se pela ocorrência de rachaduras no meio de 
cultura. 
• Produção de H2S: Ocorre enegrecimento, principalmente na zona 
intermédia do cilindro. 
• Tubo vermelho e superfície vermelha ou inalterada: Não ocorreu 
fermentação dos hidratos de carbono presentes no meio, nem 
produção de gás ou de H2S. 
 
 
TSI 
Provas bioquímicas 
• Meio MILi (motilidade, Indol e Lisina) 
• Motilidade 
– crescimento apenas na linha de picada = motilidade negativa 
• Descarboxilação da lisina: 
• Produção do indol 
• Meio EPM (Escola Paulista de Medicina) 
• Glicose 
• Produção de gás 
• Produção de H2S• Hidrólise da uréia 
• Fenilalanina 
 
citrato 
RUGAI MODIFICADO ( IAL ) 
Motilidade 
Motilidade + Motilidade - 
Se a bactéria possuir flagelos, ocorrerá turvação do 
meio 
Descarboxilases 
• Enzimas capazes de reagir com a porção carboxílica (COOH) 
dos aminoácidos 
• Cada enzima decarbolixase é específica para um aminoácido. 
• Aminoácidos testados rotineiramente na identificação de 
Enterobacteriaceae: 
– Lisina → cadaverina 
– Ornitina → putrescina 
– Arginina → citrulina . A citrulina é em seguida convertida 
 em ornitina, que, a seguir, sofre decarboxilação formando putrescina. 
Teste de descarboxilação da lisina 
 
◦ Verifica a capacidade de um microorganismo em 
descarboxilar o aminoácido lisina com consequente 
alcalinização do meio de cultivo. 
 
◦ Positividade para coloração do meio púrpura e 
turvo 
 
 
 
Produção de Indol 
 Produção de Indol 
 Descarboxilação do triptofano 
 
◦ Determina a habilidade de um determinado microorganismo 
em produzir o indol a partir da molécula de triptofano. 
 
 Triptofanase 
 H2O 
 Triptofano Indol + AC. Pirurvico + amônia 
 
 P-dimetil-amino benzaldeído 
 (reativo de Kovacs) 
 
 
 
Desaminação da Fenilalanina 
Desaminação da fenilalanina pela enzima fenilalanina-desaminase, 
com formação de ácido fenil-pirúvico, cuja presença é revelada pela 
adição de cloreto férrico à cultura. 
Produção de Indol 
E coli 
Teste de produção do sulfeto de hidrogênio (H2S) 
– As bactérias podem metabolizar aminoácidos que tem 
enxofre ou degradar o tiossulfato de sódio (substrato) em 
um ambiente ácido com produção de gás H2S, que é 
incolor. 
 
– O H2S reage com componentes do meio produzem 
coloração negra 
 
 
 
Urease 
• Urease 
– Determina a habilidade de um determinado 
microorganismo em degradar enzimaticamente a uréia pela 
urease, com formação de duas moléculas de amônia. 
 
– A amônia alcaliniza o meio e virando o indicador de pH 
(azul de bromotimol) de verde para azul 
 
Prova do Citrato de Simmons 
• Serve para saber se a bactéria é capaz de utilizar o Citrato de 
sódio como única fonte de carbono; 
• Deve ser semeado em primeiro lugar 
 
• Cor verde : citrato negativo 
• Cor púrpura: citrato positivo 
 
• Citrato de sódio  hidróxido de amônia 
 (aumenta o pH) 
 (muda a cor do meio) 
Prova do Citrato de Simmons 
Prova positiva 
Prova negativa 
Quando as bactérias metabolizam o citrato, alcalinizam 
o meio. O pH básico faz o meio, que antes apresentava-
se verde, ficar azul, devido ao indicador azul de 
bromotimol. 
E coli - 
Klebsiella pneumoniae 
Inocular na superfície 
Diagnóstico 
• Principais formas de diagnóstico para E.coli 
– Crescimento em ágar MacConkey 
– Produzem gás a partir da glicose 
– Lactose e sacarose positivas 
– Indol positivas 
– Motilidade positiva 
– Lisina positiva 
– H2S negativas 
– Citrato negativas 
– Urease negativas 
– Móveis (exceto EIEC) 
 
 
Diagnóstico 
• Principais formas de diagnóstico para Citrobacter 
freundii. 
 
– Produzem gás a partir da glicose 
– Lactose, sacarose e manitol positivas 
– Podem apresentar prova de Indol positiva ou negativa 
– Motilidade positiva 
– Lisina negativas 
– H2S positivas 
– Citrato positivas 
– Hidrólise de uréia positivas/negativas 
 
 
Citrobacter freundii em ágar sangue 
Diagnóstico 
• Principais formas de diagnóstico para Proteus mirabilis 
 
– Produzem gás a partir da glicose 
– Não fermentadoras de lactose e sacarose 
– Indol negativo. Proteus vulgaris: Indol positivo 
– Motilidade positivo 
– Lisina negativa 
– H2S positivo 
– Citrato positivo 
– Urease positivo 
 
 
Diagnóstico 
• Principais formas de diagnóstico para Serratia marcescens 
– Podem produzir pouco gás a partir da glicose (50%) 
– Lactose negativa e sacarose positiva 
– Indol negativas 
– Motilidade positiva 
– Lisina positiva 
– H2S negativo 
– Citrato positivo 
– Urease negativa 
– A DNase é um teste fundamental para a identificação de Serratia, e 
recomenda-se a utilização rotineiramente. 
 
 
Serratia marcescens 
https://scielo.conicyt.cl/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0716-10182010000300005 
Diagnóstico 
• Principais formas de diagnóstico para Klebsiella pneumoniae. 
– Cepas de Klebsiella possuem um metabolismo muito ativo. 
– Produzem colônias mucóides, 
– Produzem gás a partir da glicose 
– Fermentam a maioria dos carboidratos 
• Lactose e sacarose positivas 
– Indol negativas 
– Mobilidade negativa 
– Lisina positiva 
– H2S negativo 
– Citrato positivo 
– Urease positivo 
 
 
 
 
Disponível em https://www.microbiologyinpictures.com/bacteria%20photos/klebsiella%20pneumoniae%20photos/KLPN9.html 
 
Klebsiella pneumoniae em ágar sangue e Mac Conkey 
Klebsiella pneumoniae 
Diagnóstico 
• Principais formas de diagnóstico para Shigella spp. 
– Crescimento em ágar SS e Hektoen 
– Não produzem gás a partir da fermentação de glicose 
– Não fermentadoras de lactose e sacarose. Fermentam manose 
– Podem apresentar prova de Indol positiva ou negativa 
– Motilidade negativa 
– Lisina negativas 
– H2S negativo 
– Citrato negativas 
– Urease negativas 
 
Diagnóstico 
• Principais formas de diagnóstico para Salmonella spp. 
– Crescimento em meio SS e Hektoen (coração preta) 
– Produzem pouco gás a partir da fermentação da glicose 
– São em geral lactose e sacarose negativas, 
– Indol negativas, 
– Motilidade positiva 
– Lisina positiva. 
– H2S positiva 
– Citrato positivas 
– Urease negativas 
 
 
 
Agar SS 
Shigella Salmonella 
 O tiosulfato de sódio e o citrato 
férrico permitem a detecção 
da produção de sulfureto de 
hidrogénio como se pode 
verificar pelas colónias com 
centros pretos; 
 
 Este meio é utilizado para o 
isolamento primário de 
Salmonella proveniente de 
amostras de fezes humanas. 
 
Diagnóstico 
• Principais formas de diagnóstico para Yersinia enterocolitica 
– Não produz gás a partir da glicose 
– Sacarose positiva 
– Indol +/- 
– Móvel a 22ºC; imóvel a 35ºC 
– Lisina negativa 
– Não produz H2S 
– Citrato negativa 
– Urease +/- 
 
 
 
 
Yersinia enterocolitica em Ágar Mac Conkey 
Salmonella spp Shigella Escherichia. coli 
Provas bioquímicas 
Klebsiella spp. Proteus spp. Serratia spp. Citrobacter spp. 
Provas bioquímicas 
Diagnóstico diferencial 
• Para o diagnóstico das diferentes cepas de 
E.coli, pode-se utilizar soros monovalentes ou 
polivalentes específicos contra determinados 
antígenos expressos pela bactéria. 
– Ex: Soro anti E.coli enteroinvasiva, 
enteropatogêoncia clássica, etc. 
Pseudomonas aeruginosa 
Acinetobacter baumannii e 
Mycobacterium tuberculosis. 
www.profbio.com.br 
Profa Alessandra Barone 
Prof. Archangelo Fernandes 
Introdução 
• Bacilos Gram-negativo reto ou ligeiramente curvo 
• Separadas fenotipicamente em cinco grupos 
• Grupo fluorescente: Pseudomonas aeruginosa 
• Aeróbio estrito – não fermentadores 
• Mobilidade através de flagelo polar monotríqueo. 
• Apresentam fimbrias: importante fator de virulência 
• Produzem pigmentos fluorescentes difusíveis no meio de cultura 
(pioverdina e a piocianina) 
• Algumas cepas produzem um pigmento avermelhado (piorrubina) ou preto 
(piomelanina) 
Introdução 
• Amplamente presente no solo e água 
• São capazes de sobreviver em ambientes inóspitos como sabão, 
desinfetantes e plásticos (produzem biofilme) 
• São resistentes a muitos antibióticos 
• É considerada um agente de infecção oportunista 
• Não resistem ao ressecamento e baixas temperaturas 
• Não exigentes nutricionalmente (cepas multiplicam em água destilada e algumas 
podem utilizar mais de 30 compostos orgânicos como fonte de C e N. 
 
 
Introdução• Responsável por cerca de 80% das infecções crônicas que infectam as 
vias aéreas em fibrocísticos 
• Relacionado a diminuição da função pulmonar e insuficiência respiratória. 
• Algumas cepas sofrem alteração fenotípica e produzem alginato 
resultando em uma cepa com fenótipo mucóide (MUC). 
• Confere proteção ao microrganismo da fagocitose e da atividade de 
antibióticos como os aminoglicosídeos com dificuldade de erradicação do 
patógeno 
Disponível em: http://www.ibb.unesp.br/Home/Departamentos/MicrobiologiaeImunologia/aula-pseudomonas-biomed2014-modo-de-
compatibilidade.pdf 
Disponível em: http://www.ibb.unesp.br/Home/Departamentos/MicrobiologiaeImunologia/aula-pseudomonas-biomed2014-modo-de-compatibilidade.pdf 
Infecções causadas por Pseudomonas aeruginosa 
• Psedomônada mais isolada em amostras clínicas 
• Prevalece em feridas por queimaduras, transplante de órgãos e drogas 
intravenosas 
• Infecções em locais com umidade – traqueostomias, catéteres de 
demora, feridas cutâneas 
• Exsudação de pus azulado com odor de uvas devido a piocianina 
• Infeções em vias urinárias, especialmente se houver sonda 
Infecções causadas por Pseudomonas 
aeruginosa 
• Infeções em vias aéreas inferiores. Pneumonia através do uso de respiradores 
contaminados e fibrose cística 
• A água presente em equipamentos de terapia respiratória, quando 
contaminada, pode atingir facilmente pacientes internados 
• Otite 
• Conjuntivite (usuários de lentes de contato) 
• Multirresistência em UTI 
 
Notar em A cultura de 
Pseudomonas alginato 
negativas em meio 
Luria-Bertani (LB) - ágar sem 
NaCl incubados a 37°C durante 
12 h e a 25°C durante 24 h. 
 
Em B nota-se linhagem 
mucoide isolada de paciente 
com fibrose cística. 
Disponível em: http://www.ibb.unesp.br/Home/Departamentos/MicrobiologiaeImunologia/aula-pseudomonas-biomed2014-modo-de-compatibilidade.pdf 
Disponível em: http://www.ibb.unesp.br/Home/Departamentos/MicrobiologiaeImunologia/aula-pseudomonas-biomed2014-modo-de-compatibilidade.pdf 
Disponível em: http://www.ibb.unesp.br/Home/Departamentos/MicrobiologiaeImunologia/aula-pseudomonas-biomed2014-modo-de-compatibilidade.pdf 
Piocianina 
 
Catalisa a produção de superóxido e peróxido de 
hidrogênio 
 
Causam: 
-Danos aos tecidos endoteliais. 
-Impede o crescimento de outras bactérias . 
-Elimina a atividade ciliar respiratória. 
-Produz danos oxidativos nos tecidos oxigenados, 
como o pulmonar. 
Diagnóstico microbiológico 
Bacterioscópico: bacilos gram negativos 
Cultura 
Colônias lactose negativas 
em meio MacConkey. 
Pode haver odor típico de 
frutas 
Notar pigmentação azulada 
no inóculo original. 
(Piocianina) 
 
Cultura 
Colônias mucóides 
Ágar cetrimide: seletivo para Pseudomonoas aeruginosa 
A produção de piocianina é estimulada pelo 
cloreto de magnésio e o sulfato de potássio 
presentes no meio. 
 
A cetrimida (brometo de cetiltrimetilamina) é um 
composto amónio quaternário, que inibe uma 
vasta variedade de outros organismos, incluindo 
outras espécies de Pseudomonas e organismos 
relacionados 
Ágar cetrimide: seletivo para Pseudomonoas aeruginosa 
Cultura 
Ágar sangue: 
São beta hemolíticas 
Provas bioquímicas 
Teste de oxidase positivo. 
Aplicar as colônias em um papel de filtro e adicionar o reativo dimetil-p-fenilenodiamina. 
P-fenilenodiamina é oxidado pela enzima adquirindo cor roxa 
Pseudomonas (+), 
Enterobactérias (-) 
Provas bioquímicas 
• Catalase positivos 
• Utilização do citrato como fonte de carbono 
• Mobilidade positiva 
• Reduzem nitrato a nitrito 
• Indol negativo 
• H2S negativo 
• Oxidam glicose (citocromo oxidase positivo) 
• Urease +/- 
• Lisina negativo 
 
Pseudomonas aeruginosa : OF Positivo 
Meio OF de Hugh Leifson 
 
Meio que utiliza menor quantidade 
de peptona e maior quantidade de 
CH para visualização do produto 
acidificado dos não fermentadores 
Acinetobacter spp. 
• Cocobacilos gram negativos 
• Desempenham papel importante de infecções em pacientes 
hospitalizados 
• Disseminação rápida atribuída parece ter estreita relação com a multi 
resistência antimicrobiana desenvolvida por esse patógeno 
• Resistentes beta lactâmicos, aminoglicosídeos e carbapenens 
Acinetobacter spp. 
• Gênero presente e disseminado em diversos habitats: 
 
• Microbiota da pele e orofaringe de indivíduos saudáveis 
• Vegetais, água, solo e animais 
• Espécie A. baumannii, segundo alguns autores, não tem um habitat 
natural reconhecido fora do ambiente hospitalar. 
Acinetobacter baumannii 
• Segundo não fermentador mais encontrado em laboratórios clínicos 
• Terceiro patógeno mais comum envolvido em pneumonia associada ao uso de 
ventiladores mecânicos após Staphylococcus aureus e Pseudomonas aeruginosa 
causando 8,4% dessas infecções 
• Apresenta relação direta com ocorrência de surtos nos hospitais, sendo capazes de 
colonizar e infectar indivíduos internados. 
 
• habilidade para formação de biofilme em ambientes inertes 
• resistência aos antibióticos, desinfetantes e antissépticos hospitalares. 
• Persistem por longo tempo no ambiente hospitalar 
Acinetobacter baumannii 
• Patologias ocasionadas: 
• Infecções graves do trato urinário, feridas cirúrgicas e feridas de pele 
• sepse 
• meningite pós-neurocirurgia 
• pneumonia associada ao uso de ventilação mecânica em pacientes de 
unidades críticas 
 
 
Acinetobacter baumannii 
• Cultura em meio LAM - Leeds ACINETOBACTER Medium 
• Triagem 
 
• Cultura em meio LAM modificado 
• MDR Acinetobacter Medium - detecta cepas resistentes a antimicrobianos. 
• Meio com adição de antibióticos à base Leeds Medium para seleção de 
resistentes. 
Ágar LAM (Leeds ACINETOBACTER Medium) 
Produção de colônias mucóides de cor rosa a malva difundida no meio. As colônias são circulares, 
convexas, suaves e opacas com margens inteiras de 1 a 2mm de diâmetro após 24 horas a 35 graus C. 
Os componentes seletivos em Leeds 
Acinetobacter Medium são 
tradicionalmente cefsulodina e cefradina, 
que inibem o crescimento de bactérias 
gram-negativas não-Acinetobacter e 
vancomicina, o que inibe o crescimento 
de bactérias Gram-positivas. 
 
A presença de frutose, sacarose e 
vermelho neutro permite a diferenciação 
de bactérias com base nos produtos 
liberados quando as bactérias utilizam 
frutose e sacarose como fonte de 
nutrientes. 
 
As colônias que liberam produtos ácidos 
são amarelas, enquanto as colônias que 
liberam produtos alcalinos são vermelhas. 
CHROMagar 
Acinetobacter 
Acinetobacter baumannii 
• Aparecem na forma de cocos ou cocobacilos 
• Crescimento em ágar MacConkey 
• Coloração levemente rosada 
• Não fermentador 
• Aeróbio estrito 
• Motilidade negativa 
• Citocromo oxidase-negativo 
• Catalase positiva 
• Identificação definitiva com produção de ácido a partir da glicose em meio 
OF 
Identificação definitiva com produção de ácido a partir da glicose em meio OF 
A. baumannii é 
sacarolítico e acidifica 
a maioria dos 
carboidratos no meio 
de oxidação e 
fermentação (OF) 
Mycobacterium tuberculosis 
• Mycobacterium tuberculosis ou Bacilos de Koch 
• Bacilos delgados e ligeiramente curvos 
• São imóveis, não esporulados e não capsulados 
• Aeróbios estritos 
• Faixa de temperatura ótima de crescimento é 35-37°C. 
• São álcool ácido resistentes corando-se de vermelho 
• Apresentam parede celular lipídica cérea e espessa que impede a penetração 
do cristal violeta 
• Formam agrupamento em ramos alongados e tortuosos, conhecidos 
como cordas - fator corda. 
Mycobacterium tuberculosis 
• Pertencentes ao complexo Mycobactrium tuberculosis juntos com as 
espécies M.bovis, M. africanum e M. ulcerans 
• A espécie M. tuberculosis é causa mais comum de doença micobacteriana 
nos seres humanos 
• causadora da tuberculose pulmonar 
• É um parasita intracelular facultativo capaz de sobreviver e se multiplicar no 
interior de células fagocitárias• Transmitida pelo ar 
• É resistente à ação de agentes químicos e sensível à ação de agentes físicos 
como o calor e a radiação ultravioleta mas não ao congelamento e à 
dessecação. 
 
Mycobacterium tuberculosis 
• Manipulação das amostras biológicas 
• Utilização de padrões restritos no controle de segurança 
• Manipulação das amostras biológicas e manipulação de culturas puras 
realizadas em fluxo laminar com EPI 
• Amostras coletadas das vias respiratórias superiores ou inferor (escarro e 
lavado broncoalveolar) 
• Amostras de urina, fezes, sangue e LCR 
• As amostras que contenham microbiota normal devem ser processadas 
rapidamente para diminuir o grau de contaminação 
Mycobacterium tuberculosis 
• Abordagem laboratorial 
 
• Tratamento das amostras para descontaminação e digestão 
• Cultura em caldo 
• Caracterização fenotípica das colônias em cultura ágar 
• Esfregaços com coloração para álcool-ácido resistentes 
• Provas bioquimicas 
• Técnicas moleculares 
Mycobacterium tuberculosis 
• Preparação da amostras que podem ter microbiota contaminante: 
 
• Utilização de agente descontaminante e mucolítico para liberação das 
micobactérias 
• Amostras isentas de contaminação por outros microrganismo podem ser 
semeadas diretamente 
• As amostras líquidas (LCR, líquido pleural) devem ser centrifugadas para 
realização de coloração álcool ácido resistente e inoculação em meio de 
cultura. 
Mycobacterium tuberculosis 
• Tratamento das amostras para descontaminação e digestão 
• NaOH 2 % e NALC – N-acetil-cisteína : tempo limite de exposição de 15 minutos 
• Fosfato trissódico a 13% mais cloreto de benzalcônio (Zephiran). 
• Devem ser semeadas em cultura à base de ovos para neutralizar a inibição do crescimento 
produzido pelo Zephiran 
• Em caso de cultura em ágar, a neutralização deve ser feita com lecitina. 
• A neutralização dos agentes descontaminantes pode ser realizada com adição 
tampão fostato. 
• O material deverá ser centrifugado para análise do sedimento 
 
Mycobacterium tuberculosis 
• Coloração álcool ácido resistente. 
• Tipos de coloração : 
• Ziehl Neelsen e Kinyoun – utilização de carbolfucsina 
• Coloração vermelha 
• Auramina O – utilização de fluorocromo 
• Coloração amarela brilhante 
• O ácido micólico, presente na parede celular liga-se ao corante. 
Mycobacterium tuberculosis 
A: Coloração com 
Carbolfucsina pelo 
método de Kinyoun 
 
B: Coloração com 
utilização de Auramina-
rodamina 
Disponível em https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2405579416300080 
A B 
Mycobacterium tuberculosis 
• Coloração de Ziehl Neelsen 
• Cobrir o esfregaço seco e fixado pelo calor com o corante Carbolfucsina 
• Aquecer a lâmina até a emissão de vapores 
• Lavar 
• Descorar com álcool ácido 
• Contracorar com azul de metileno – 1-2min 
• Lavar 
• Observar em objetiva de imersão 
Mycobacterium tuberculosis 
Mycobacterium tuberculosis: coloração de Ziehl-
Neelsen evidenciando disposição de 
crescimento em cadeias paralelas formando 
cordões (expressão do fator corda). 
 
Na leitura de todas as baciloscopias devem ser 
lidos no mínimo 100 campos úteis de 
microscópico. 
 
Mycobacterium tuberculosis 
Iniciar a leitura pelo quadrante superior direito, 
entre os números 12 e 3. Utilizar o 
botão micrométrico para verificar a presença de 
BAAR na superfície e em 
profundidade. 
Mycobacterium tuberculosis 
• Interpretação dos resultados 
 
• Ausência de BAAR nos 100 campos = negativo 
• 1 a 9 BAAR em 100 campos = relata-se a quantidade de BAAR 
• 10 a 99 BAAR em 100 campos = positivo + 
• Média de 1 a 10 BAAR por campo nos primeiros 50 campos = positivo ++ 
• Média de mais de 10 BAAR por campo nos primeiros 20 campos = positivo +++ 
 
Mycobacterium tuberculosis 
• Meios de cultura 
• Contém verde de malaquita para inibir o crescimento de 
contaminantes 
• À base de ovos 
• Lowenstein Jensen 
• Petragnami 
• À base de ágar 
• Middlebrook 7H10 e 7H11 
 
Incubação ótima a 37°C 
com atmosfera de 2% a 
11% de CO2 
Mycobacterium tuberculosis 
• Morfologia das colônias: 
• Aspecto seco, rugoso, acamurçado e sem produção de pigmento. 
• Período de incubação prolongado. 
• Microcolônias em 5 a 10 dias em ágar Middlebrook 
• Colônias em 14 a 28 dias a 37°C 
• Apresenta coloração creme no crescimento em meio Lowenstein-
Jensen 
Mycobacterium tuberculosis 
Mycobacterium tuberculosis inoculadas em 
meio Lowenstein Jensen incubadas com CO2 
por 21 dias à 35ºC. 
Meio Lowenstein Jensen 
Disponível em https://catalog.hardydiagnostics.com/cp_prod/Content/hugo/LJMedia.htm 
Mycobacterium tuberculosis 
Mycobacterium tuberculosis 
Mycobacterium tuberculosis inoculadas 
em meio Middlebrook 7H10 incubadas 
com CO2 por 21 dias à 35ºC. 
Meio Middlebrook 7H10 
Disponível em https://catalog.hardydiagnostics.com/cp_prod/Content/hugo/Middlebrook7H10.htm 
Mycobacterium tuberculosis 
• Análise bioquímica 
 
• Acúmulo de Niacina (vitam B3)no meio 
• Redução de nitrato a nitrito 
• Catalase termoestável negativa a 68°C 
• Urease positiva 
BD BACTEC™ MGIT™ 960 
Mycobacterial Growth Indicator Tubes 
 
Utiliza caldo middlebrook 
7H9. 
Avalia a fluorescência na 
base do tubo pela 
quantidade de O2. 
Quanto menor a taxa de 
O2 , maior a fluorescência 
produzida 
Quanto maior o 
crescimento bacterianao, 
menor taxa de O2. 
https://www.google.com.br/imgres?imgurl=http://slideplayer.com/4063169/13/images/14/BACTEC%2BMGIT%2B960%2BCulture%2BSystem.jpg&imgrefurl=http://slideplayer.com/slide/4063169/&docid=qCVTevZrMuY-0M&tbnid=NN7k6DXnhMtgGM:&vet=1&w=960&h=720&bih=786&biw=1440&ved=0ahUKEwibrMmKwfbZAhUMi5AKHaIKCEYQMwg2KAMwAw&iact=c&ictx=1
Mycobacterium tuberculosis 
• Detecção e identificação de micobactérias por métodos moleculares 
• Utilizados para confirmação de isolados em cultura obtido de amostras 
utilizando sondas de DNA. 
• Sondas de ácidos nucleicos: substitui as provas bioquímicas convencionais 
• Filamentos simples de DNA marcados que hibridizam com RNA liberado da bactéria 
através da ação de uma agente lítico 
• Identificação através da determinação da sequência de DNA 
• Detecção direta de M.tuberculosis em amostras com ensaios de amplificação 
de ácido nucléico 
• Fingerprinting do DNA e tipagem de cepas de espécies de M. tuberculosis 
• Realização de PPD (derivado protéico purificado): mede a região de 
endurecimento. 
• Método: intradermo-reação com 2 UT (Unidades de Tuberculina) e 
leitura após 72 horas ou eventulamente 48 horas. 
• Negativo: sem endurecimento ou endurecimento com menos de 5 mm 
de diâmetro. 
• Limítrofe: endurecimento de 5 a 9 mm de diâmetro. 
• Positivo: endurecimento com mais de 9 mm de diâmetro. 
Teste de Mantoux 
Teste de Mantoux 
• Os resultados são classificados como forte, fraco ou não reativo. 
 
• Uma reação com área de mais de 5-15 mm (dependendo dos fatores 
de risco da pessoa) a 10 unidades de Mantoux é considerado um 
resultado positivo, indicando infecção pelo M. tuberculosis. 
 
ANTIBIOGRAMA 
www.profbio.com.br 
Profa Alessandra Barone 
Prof. Archangelo Fernandes 
Antibiograma 
 
• Prova de sensibilidade aos antibióticos 
• Utilizado para microrganismos cuja 
sensibilidade às drogas normalmente não seja 
previsível 
• Realizado em um isolado bacteriano de 
cultura recente 
 
Teste de sensibilidade - Métodos 
• Kirby-Bauer: Difusão com disco (disco-difusão) 
• Diluição em caldo (macro ou micro) 
• Etest® 
• Automação 
Métodos de sensibilidade: 
Difusão 
• Utilização de discos de papel filtro impregnados 
com concentração padrão de antibiótico 
• Os discos são colocados na superfície do ágar 
Mueller-Hinton semeado com uma suspensão 
padronizada da bactéria a ser testada. 
• O método informa se a bactéria é resistente, 
sensível ou se possui sensibilidade intermediária 
à determinado antibiótico pela medição do halo 
de inibição 
 
Métodos de sensibilidade:Difusão 
Técnica 
• Teste indireto: realizado com cultura pura de 24 
horas de crescimento de bactérias devendo ser feito 
Gram antes do antibiograma. 
 
• Teste direto: utilização do material pesquisado 
(urina, sangue, pus, etc). A desvantagem da 
utilização direta destes materiais dá-se pela 
dificuldade de controle da quantidade de inócuo e o 
isolamento da bactéria. 
Técnica 
 
• Com a alça de semeadura, transferir 3 a 4 colônias 
(teste indireto) com a mesma morfologia e inocular 
em 2,0 a 3,0 mL de solução fisiológica estéril, caldo 
MH ou caldo TSB. 
• Esperar 15 minutos observando a turbidez da 
solução. 
• Utilizar como referência de turbidez o tubo 0,5 da 
escala de McFarland 
Escala de McFarland 
• Padrão de turvação utilizado para determinar a 
intensidade de multiplicação bacteriana em meios de 
culturas líquidos 
• O grau de turvação indica a [ ] das bactérias. 
• O método consiste em uma escala de onze tubos 0,5 
a 10 com diferentes quantidades de cloreto de bário 
e ácido sulfúrico para se obter diferentes 
concentrações de sulfato de bário. 
Tubo 0,5 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 
n.Bact x 108 1,5 3 6 9 12 15 18 21 24 27 30 
Técnica 
• Com um swab estéril, semear a solução no Agar 
Mueller-Hinton. 
• Aguardar 5 minutos à temperatura ambiente para 
que o inócuo seja completamente absorvido pelo 
ágar. 
• Colocar o disco com o auxílio de uma pinça 
previamente flambada. 
– Os discos devem ter uma distância de 2,5cm 
– Máximo de 12 discos em placas de 15 cm e 5 discos em 
placas de 9 cm 
 
 
Técnica 
 
• Após 15 minutos da colocação dos discos, as 
placas são invertidas e incubadas 
• Incubar de 18 a 24 horas à 35 +/- 1º C 
• Medir o diâmetro dos halos. 
• Classificá-los quanto a resistência, 
sensibilidade intermediária e sensibilidade. 
 
 
Resultado 
Leitura e interpretação 
Leitura realizada no fundo da placa com auxílio de uma régua 
Fatores que influenciam o halo de 
inibição 
• Composição do meio de cultura: algumas 
substâncias presente no meio de cultura 
podem atuar na diminuição do halo de 
inibição. 
– Timidina ou purinas antagonizam alguns fármacos 
• Por este motivo, utiliza-se a padronização do 
meio de cultura, utilizando-se para o 
antibiograma o meio Mueller Hinton. 
 
Fatores que influenciam o halo de 
inibição 
• Inócuo com mais de um microrganismo 
• Alteração de pH 
• Espessura do meio menos do que 4 mm 
– Ágar com menor profundidade aumenta a difusão e o 
diâmetro do halo 
• Tempo e temperatura de incubação 
• Armazenamento inadequado dos discos 
• Discos não pressionados no ágar 
• Erro na medição do halo 
Fatores que influenciam o halo de 
inibição 
 
• Densidade do inócuo: quanto maior o inócuo, 
menor a sensibilidade e por este motivo é 
necessária a utilização de uma padronização. 
 
Fatores que influenciam o halo de 
inibição 
 
• Difusibilidade do antibiótico: alguns 
antibióticos tais como vancomicina e colistina 
não se difundem rapidamente a partir do 
disco no ágar, por esta razão o diâmetro do 
halo é extremamente pequeno 
Métodos de sensibilidade: 
Diluição em caldo 
• Verificação quantitativa da atividade do antibiótico 
para obtenção da concentração inibitória mínima 
capaz de inibir o crescimento bacteriano. 
• Diluições do antibiótico são incorporadas ao meio de 
caldo ou ágar, o qual é inoculado com o organismo 
em teste. 
• A menor concentração que inibe o crescimento na 
incubação de 12 horas é conhecida como CMI 
(concentração inibitória mínima) 
 
Métodos de sensibilidade: 
Diluição em caldo 
• Tubos de caldo ou placas de ágar são 
preparados com diluições sequenciais com 
valores expressos em µg/ml. 
• Uma suspensão de bactérias padronizadas são 
inoculadas e incubadas 
• A leitura é realizada pela turvação do meio 
que evidencia o crescimento bacteriano 
Resultado 
CIM - dose mínima de antibiótico que, adicionada ao meio de cultura (líquido 
ou sólido), é capaz de inibir totalmente o crescimento de um inócuo padrão. 
ETEST® 
• Método de quantificação para obtenção da 
concentração inibitória mínima (CIM) 
• Realizado através de utilização de uma fita (5 cm) 
que apresenta concentrações diferentes do 
antibiótico ao longo da fita. 
• Método que combina os princípios de difusão e 
diluição 
 
ETEST® 
ETEST® 
Elipse de diluição 
CIM 
Evitar o uso de mais de 6 fitas em placas de 
15 cm e mais de uma fita em placa de 9 cm. 
ETEST® 
Automação 
Walk Away Plus 96 
• Identifica bactérias Gram-Negativas fermentadoras 
e não-fermentadoras, Cocos Gram-Positivos e Listeria, 
Anaeróbicos, Leveduras e microrganismos fastidiosos 
como Neisseria e Haemophilus. 
 
• Especifica a Concentração Inibitória Mínima com a 
utilização de uma ampla variedade de antibióticos 
Automação 
Walk Away Plus 96 
Automação 
Walk Away Plus 96 
 
• Utiliza microplacas (painéis) de 96 poços, 
impregnados com a série bioquímica (cerca de 30 
substratos) para a identificação bacteriana 
• Agentes antimicrobianos com suas respectivas 
diluições para a susceptibilidade antimicrobiana com 
concentração inibitória mínima. 
• Contém cerca de 20 ou mais antibióticos por painel, 
dependendo do tipo de painel. 
Automação 
Walk Away Plus 96 
Antibióticos 
• Inibição da síntese de parede celular 
• Inibição da síntese de proteínas 
• Inibição da transcrição e replicação 
• Lesão de membrana plasmática 
Antibióticos 
• Inibicão da síntese da parede celular: 
– Betalatâmicos: Ligam-se a PLPs (proteínas de ligação 
da penicilina) e enzimas responsáveis pela síntese de 
peptideoglicano 
• Penicilina: oxacilina, amoxicilina, meticilina, etc 
• Cabapenens: imiprenem, meropenem, etc 
• Cefalosporina 
– Antibiótico polipeptídico 
• Bacitracina 
– Antibióticos glicopeptídicos 
• Vancomicina 
 
 
 
Antibióticos 
• Inibição da síntese protéica: 
– Tetraciclina : Impede o alongamento do 
polipeptídeo no ribossoma 30S 
– Macrolídeo: Impede o alongamento do 
polipeptídeo no ribossoma 50S 
• Eritromicina, azitromicina, claritromicina, etc. 
– Aminoglicosídeo: Liga-se a proteínas ribossomais 
• Estreptomicina 
Antibióticos 
• Inibição da síntese de ácidos nucléicos : 
 
– Quinolona: Liga-se a subunidade alfa da DNA-
dependente 
– Rifampina : Impede a transcrição da RNA-
polimerase DNA dependente 
– Metronidazol: Impede a transcrição da RNA-
polimerase DNA dependente 
Resistências bacterianas de 
importância clínica 
• Klebsiella pneumoniae resistentes à cefoxitina e ceftazidima 
(cefalosporinas) 
• Enterococcus faecalis e Enterococcus faecium resistentes à vancomicina; 
• Staphylococcus – resistente a  - lactâmicos e vancomicina; 
• Streptococcus -hemolíticos – resistente à penicilina; 
• Streptococcus viridans - vancomicina; 
• Neisseria gonorrhoeae - resistente à ceftriaxona; 
• Neisseria meningitidis - resistente à penicilina; 
• Enterobactérias - resistentes ao imipenem. 
 
Década de 60 – resistência à penicilina – produção de beta-lactamases 
 
Década de 70 – surgiram cepas resistente à meticilina (MRSA) ou à oxacilina 
(ORSA) 
 
 S. aureus resistente à todos s beta-lactâmicos; 
 
 
 
Ocorre uma alteração do sítio de ação dos beta-
lactâmicos 
Alteração das proteínas ligadoras de penicilinas denominadas PBPs- 
 (importantes na síntese da parede bacteriana) 
A presença de enzima alterada, denominada PBP2a ou PBP2’, leva a 
baixa afinidade da oxacilina pelo local de ligação na parede celular da 
bactéria com consequente inatividade. 
Gene mecA 
Detecção de beta-lactamase (ESBL) 
Detecção de ESBL 
• ESBL: betalactamases de espectro ampliado 
– Podem ser produzidas durante a terapêutica 
antimicrobiana 
• hidrolisam todos os β-lactâmicos, à exceção dos 
carbapenems e cefamicina 
– Triagem para E.coli. K. pneumoniae, K.oxytoca e 
P.mirabilis 
– Os inóculos devem ser padronizados para escala 0,5 
de McFarland 
– Discos utilizados: cefotaxima, ceftazidima,