PARASITOLOGIA CLÍNICA

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: BIOMEDICINA DISCIPLINA: PARASITOLOGIA CLÍNICA 
 
NOME DO ALUNO: ANA CAROLINA SOLIGO SILVA 
 
 
R.A: 0520159 POLO: CENTRO – JUNDIAÍ 
 
DATA: 17 / 09 / 2021 
 
 
TÍTULO DO ROTEIRO: Parasitologia Clínica 
 
 
INTRODUÇÃO: 
O surgimento da PARASITOLOGIA como ciência tem seus primeiros registros no século 
XVII, quando o pesquisador Anton van Leeuwenhoek observou giárdias em suas próprias 
fezes. Contudo, somente no século XIX houve avanço significativo neste campo, com a 
identificação e o estudo dos ciclos de vida dos parasitas causadores da malária, da 
amebíase e da tripanossomíase. 
O parasitimos ocorre quando um organismo (parasita) vive em associação com outro 
organismo (hospedeiro), do qual retira os meios para sua sobrevivência, causando doenças 
ao hospedeiro durante este processo. Estes organismos podem ser animais, vegetais, 
fungos, protozoários, bactérias ou vírus. 
Os parasitas da saúde humana podem ser de diversos tipos e classificações no reino animal. 
Vão desde protozoários unicelulares, passando por nematelmintos e platelmintos (vermes 
achatados e lisos) até representantes do reino dos artrópodes. Há também diversas 
patologias associadas que geralmente são transmitidos ao humano por meio de um vetor, 
um hospedeiro intermediário que atua como transmissor do parasita. Um exemplo é gato, 
que atua como vetor do protozoário Toxoplasma gondii, causador da Toxoplasmose nos 
humanos. 
Por meio de análise de amostras humanas, como as fezes, o Biomédico determina qual o 
parasita presente no paciente, e qual o melhor método de eliminá-lo. O microscópio é 
instrumento fundamental, e no curso superior há uma matéria totalmente dedicada a isso. 
Nessa matéria, o aluno precisa conhecer os mais diversos tipos de parasitas e identificá-los 
por meio dos microscópios, para que na prática identifique facilmente a presença deles em 
materiais humanos. 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO: 
Nas aulas práticas, não foi possível observar a presença de nenhum parasita em nenhuma 
das amostras coletadas. Conseguimos observar apenas as fibras de origem animal e 
vegetal presentes nas fezes. 
Não conseguimos coletar nenhuma amostra de fezes de comunidas onde o saneamento 
básico é mais precário. Por esse motivo as amostras eram dos prórpios alunos. 
Chegamos à conclusão que devido à boa qualidade do saneamento básico, a probabilidade 
de existir algum tipo de parasita era baixo, quase nula. 
Aula 1 Roteiro 1 - Exame Coprológico Funcional 
 
 
 
INDICAÇÃO: 
Estudo das Funções Digestivas. O estudo do Coprológico Funcional das fezes visa o 
estudo das funções digestivas, abrangendo provas de digestibilidade macro e 
microscópica, exame químico e outras provas, cujos resultados permitem estabelecer 
determinadas Síndromes Coprológicas. A principal função do trato alimentar é garantir ao 
organismo o suprimento de água, eletrólitos e nutrientes; o alimento deve ser conduzido ao 
longo do tubo digestivo a uma velocidade apropriada para que as funções digestivas e 
absortivas se realizem. O estudo também compreende a pesquisa de leucócitos, fungos, 
resíduos alimentares, pH, desvios da flora bacteriana e outras reações químicas. 
 
PROCEDIMENTO 
 
1. Pegar 1 g de fezes; 
2. Homogeneizar em 10 mL de água em um copo descartável; 
3. Coar com gaze para um cálice de decantação e descartando o material com os resídos 
que ficaram na gaze; 
4. Colocar o sedimento no falcon e equilibrar o volume em 2 tubos; 
5. Centrifugar 3x a 2500 rpm durante 1 minuto, descartar o sobrenadante entre uma 
centrifugação e outra; 
6. Homogeneizar tudo; 
7. Coletar 1 gota do sedimento com pipeta Pasteur; 
8. Colocar em uma lâmina; 
9. Corar com 1 gota de lugol e em seguida cobrir com lamínula; 
10. Observar no microscópio em aumento de 100 x. 
 
 
 
Aula 1 Roteiro 2 - Exame Coproparasitológico para Pesquisa de Protozoários 
(Sheater ou Faust). 
 
Técnica de Sheather: exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários 
 
É uma técnica de centrífugo-flutuação que foi criada para detectar a presença de ovos de 
helmintos nas fezes de gado bovino. Com o tempo, foram realizadas observações que 
indicam que a técnica pode ser aplicada para o diagnóstico de outras parasitoses. Nesta 
técnica a solução diluente utilizada é uma solução saturada de sacarose. Alguns 
pesquisadores tem proposto alterações na técnica de Sheather com alteração dos tempos de 
centrifugação ou da densidade da solução de sacorose. 
 
PROCEDIMENTO 
 
1. Utilizar 11 mL de solução a base de aguá e açucar, denominada de solução B 
2. Pegar 1 g de fezes. 
3. Homogeneizar aos poucos os 11 mL de solução B no 1 grama de fezes em um copo 
descartável; 
4. Coar com gaze para um cálice de decantação; 
5. Preencher o falcon com o sedimento e equilibrar o volume de 2 tubos. 
6. Centrifugar por 10 minutos a 1600 rpm. 
7. Flambar a alça bacteriológica. 
8. Esfriar em recipiente com água. 
9. Pegar uma gota da flutuação. 
10. Pingar uma gota na lâmina e cobrir com lamínula. 
 
 
11.Levar ao microscópio para leitura de 100x. 
 
 
 
Técnica de Faust: 
 
Também chamado de centrífugo-flutuação em sulfato de zinco, ele é um Exame 
Parasitológico de Fezes (EPF) simples, utilizado na pesquisa parasitológica de ovos e 
larvas de helmintos (principalmente ancilostomíneos) e cistos e oocistos de protozoários. É 
realizado com o objetivo de concentrar o que será investigado, eliminando resíduos fecais 
e facilitando a identificação. 
 
PROCEDIMENTO: 
 
1. Pegar 1 g de fezes. 
2. Homogeneizar 1 g de fezes em 10 mL de água em um copo descartável; 
3. Coar gaze para um cálice de decantação 
4. Colocar o sedimento no falcon e equilibrar o volume em 2 tubos. 
5. Centrifugar 3x a 2500 rpm durante 1 minuto, descartar o sobrenadante entre uma 
centrifugação e outra. 
6. Homogeneizar tudo com 10 mL de sulfato de zinco. 
7. Centrifugar por 1 minuto a 2500 rpm. 
8. Manter o tubo em repouso por 5 minutos. 
9. Coletar 1 gota do sobrenadante com alça bacteriológica. 
10. Colocar em uma lâmina. 
11. Corar com 1 gota de lugol. 
12. Observar no microscópio em aumento de 100 x. 
 
 
Como mencionado anteriormanete, não foi possível observarmos nenhuma amostra com 
presença de parasitas. Por tanto conseguimos apenas identificar a presença de fibras 
vegetal e animal, conforme figuras abaixo: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aula 2 Roteiro 1 - Identificação de lâminas de protozoários, helmintos e artrópodes. 
 
 
PROCEDIMENTO: 
 
Colocar a lâmina na platina do microscópio e iniciar com a objetiva de menor aumento. 
Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o parasito, ficando com uma imagem 
nítida. 
Oberservar as estruturas indicadas e repetir o processo até chegar na objetiva de 40X, 
focando a imagem com o parafuso micrométrico. 
 
 
Nessa prática, conseguimos analisar a presença de alguns parasitas e identificar as 
diferentes formas em que eles se apresentam nas fezes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aula 2 Roteiro 2 – Exame Coproparasitológico para Pesquisa de Helmintos I (Willis) 
 
 
Técnica de Willis Mollay: exame coproparasitológico para pesquisa de ovos de helmintos 
 
Técnica de concentração de ovos, oocistos e cistos que usa o princípio da flutuação em 
solução saturada. É indicada para diagnóstico de ovos (Ancylostoma spp, Spirocerca lupi), 
oocistos (Cystoisopora, Sarcocystis, Toxoplasma) e cistos em fezes. 
 
PROCEDIMENTO: 
 
1. Pegar 3,0 gramas de fezes. 
2. Homogeneizar 3,0 gramas de fezes em 40 mL de solução saturada de NaCl (35%) em 
um copo descartável; 
3. Coar com gaze para um cálice de decantação; 
4. Sobre uma placa de Petri, preencher um borel (tubo plástico de filme) com a suspensão 
de fezes coado, até formar um menisco convexo (solução deve ultrapassar levementea 
parte superior do borel) na borda do borel. 
5. Colocar a lamínula sobre o menisco, com cuidado para não formar bolhas. 
6. Deixar a lamínula em repouso de 10 a 15 minutos. 
7. Arrastar a lamínula para cima da lâmina. 
8. Levar ao microscópio para leitura de 10x e 40x. 
 
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO: 
 
1 - Discutir sobre as técnicas utilizadas nesta aula, seus princípios de diagnóstico e quais 
ovos de parasitas podemos identificar. 
 
Esta técnica indicada para diagnóstico de nematóides cujos ovos são leves, tais 
como: Ancylostoma spp, Spirocerca lupi; e também pode ser usada para oocisto de 
coccídios (Cystoisopora, Sarcocystis, Toxoplasma). 
 
 
2 - Estabeleça uma orientação ao paciente como deve ser coletada a amostra de fezes e o 
encaminhamento dela até a laboratório. 
 
– Colher fezes em recipiente limpo de boca larga, tomando cuidado de não contaminar as 
fezes com a urina ou água do vaso sanitário. 
–Pegar uma porção de fezes coletada do tamanho de uma moeda e passar para o frasco 
fornecido pelo laboratório. Se for observado presença de muco ou sangue, colher também 
essa porção “feia” das fezes, sendo muito importante para análise. 
– Tampar bem o frasco e identificar com seu nome completo e encaminhar ao laboratório. 
 
Aula 3 Roteiro 1 - Exame Coproparasitológico direto a fresco 
 
Esse método permite visualizar a motilidade de trofozoítos dos protozoários em fezes 
recém emitidas, analisadas até 30 minutos após a evacuação. Para a identificação de cistos 
de protozoários e larvas de helmintos. 
 
 
 
 
PROCEDIMENTO: 
 
1. Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma lâmina de vidro. 
2. Tocar com a ponta de um palito em vários pontos das fezes, transferindo uma pequena 
porção para a lâmina de microscopia. 
3. Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço, colocar uma lamínula e examinar ao 
microscópio. 
 
 
 
Aula 3 Roteiro 2 - Exame Coproparasitológico para Pesquisa de Helmintos 
(Hoffman) 
 
 
Técnica de Hoffman: exame coproparasitológico para pesquisa de ovos “pesados” de 
helmintos. 
 
 
O Método de Hoffman, Pons e Janer ou Lutz ou método de sedimentação espontânea é um 
tipo de exame parasitológico de fezes. Este método detecta a presença de ovos, cistos 
de protozoários e larvas de helmintos nas fezes. 
 
 
PROCEDIMENTO: 
 
1. Pegar 5 a 10 g de fezes. 
2. Homogeneizar essas fezes em 250 a 300 mL de água. 
3. Filtrar a suspensão de fezes para um cálice de sedimentação e aguardar cerca de 25 
minutos. 
4. Desprezar 2/3 do sobrenadante. 
5. Acrescentar água até a borda do cálice. 
6. Aguardar cerca de 25 minutos e repetir o procedimento, até a solução ficar “limpa”. 
7. Pipetar o sedimento para uma lâmina. 
9. Cobri-la com lamínula e observar no microscópio com aumento de 40x. 
 
 
Aula 4 Roteiro 1 - Exame Coproparasitológico para Pesquisa de Larvas 
 
Método de Rugai 
 
Rugai simplificou o método de Baermann, utilizando a própria latinha como receptáculo 
para as fezes e um cálice de sedimentação, em vez de funil. Indicado para a pesquisa de 
larvas de Strongyloides stercorales e de Ancilostomideos. 
 
 
PROCEDIMENTO: 
 
1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em gazes, fazendo 
uma pequena “trouxa”. 
2. Colocar o material assim preparado com a abertura voltada para cima, num cálice de 
sedimentação, preso por um barbante e um palito atravessado no copo de sedimentação 
 
 
contendo água aquecida (45 ºC), em quantidade suficiente para entrar em contato com as 
fezes somente na parte de baixo da “trouxinha”. 
3. Deixar em repouso por uma hora. 
4. Pegar o sedimento no fundo do cálice, com ajuda de uma pipeta. 
5. Colocar 1 gota desse sedimento em uma lâmina de vidro, acrescentar 1 gota de lugol e 
recobrir com uma lamínula. 
6. Observar no microscópio com a objetiva de menor aumrento. 
 
 
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO: 
 
1 - Sobre a técnica de Rugai realizada nesta aula prática, qual seria a melhor forma de 
orientar a paciente sobre a coleta da amostra biológica? 
 
Um dos pontos chaves para se ter um bom diagnóstico de fezes é a coleta e a conservação. 
Por isso é importante orientar o pacinete, dizendo que a evacuação deve ser feita em 
recipiente limpo e seco e parte das fezes transferida para um frasco próprio, fornecido pelo 
laboratório, bem fechado e identificado com nome, idade, data e se for possível com a hora 
da coleta. No caso de fezes frescas deve ser enviada ao laboratório imadiatamente. Se não 
for possível, colocar a amostra na geladeira. 
 
 
2 - Correlacione essas técnicas realizadas em aula prática e quais parasitas podemos 
identificar em cada uma delas, baseado no ciclo de vida do parasita. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aula 4 Roteiro 2 – Discussão de Casos Clínicos 
 
 
 
CASO CLÍNICO 1 
 
Criança, 10 anos de idade, moradora da região norte de Minas Gerais, mudou-se para 
Araguaína e foi atendida no Hospital de Doenças Tropicais, apresentando-se com o 
seguinte quadro: ascite, esplenomegalia, dor abdominal, desnutrição e cólicas. Foi 
solicitado exame parasitológico das fezes e o resultado revelou a presença de poucos ovos 
em formato redondo, conforme imagem a seguir: 
 
 
 
 
 
PERGUNTAS: 
 
1 - Qual provável agente etiológico? 
 
R: Ascaris Lumbricóides 
 
2 - Quais as formas parasitárias em que ele se apresenta? 
 
R: Ovos 
 
 
 
3 - Qual(ais) o(s) melhor(es) método(s) que deve(m) ser empregado(s) para o diagnóstico 
dessa infecção? 
 
R: Hoffman, MIFC e Kato. 
 
 
CASO CLÍNICO 2 
 
R.C.S., 35 anos, pedreiro, casado, residente em Betim. Internado em 09/12 com quadro de 
diarreia mensal recorrente, cerca de 3 evacuações líquidas que duravam 5 dias, seguidas de 
melhora espontânea. Quadro iniciado no começo do ano. Há 3 meses da internação referiu 
perda ponderal e há 1 mês aumento do volume abdominal. Negava comorbidades prévias, 
uso de medicações e alergias. Etilista social. Bom estado geral, afebril, normotenso, 
eupneico em ar ambiente, sem alterações de ausculta cardíaca. Abdome ascítico e fígado 
palpável a 2 cm do rebordo costal direito. 
 
Exames complementares: 
 
Hemograma 29/09: HB 9 VCM 112 Leuc 6570 E 11%(723) 
Parasitológico de fezes: Giardia lamblia 
Sorologia para hepatites e HIV: negativos 
US de abdome: hepatomegalia leve associada a alterações do sistema porta, com redução 
da velocidade de fluxo na veia porta e esplenomegalia leve, compatíveis com hepatopatia 
crônica e ascite. 
Colonoscopia: múltiplos pólipos em cólon (colite e retite leves? Hiperplasia linfoide?). 
Enterotomografia: achados que podem corresponder à doença inflamatória intestinal que 
acomete jejuno proximal e hepatoesplenomegalia. Linfonodomegalias mesentéricas 
múltiplas (doença linfoproliferativa?). 
EDA: varizes esofageanas de fino e médio calibres, pequenos pólipos gástricos e 
nodosidades em bulbo e segunda porção duodenal. 
Biópsia hepática: espaços porta levemente expandidos por fibrose e discreto infiltrado 
inflamatório, além de proliferação ductular e vascular e granuloma com ovos de parasita 
de formato ovalado e espiculado. 
 
PERGUNTAS: 
 
1 - Qual provável agente etiológico? 
 
R: Giárdia 
 
2 - Quais as formas parasitárias em que ele se apresenta? 
 
R: Trofozoítos e cistos 
 
3 - Qual(ais) o(s) melhor(es) método(s) que deve(m) ser empregado(s) para o diagnóstico 
dessa infecção? 
 
R: Hoffman, MIFC e Faust 
 
 
CASO CLÍNICO 3 
 
Criança do sexo masculino, nove anos de idade, raça branca, natural e residente desde 
 
 
sempre em Portugal, com história de ingestão de água não canalizada e contato com cães. 
Em aparente estado de saúde até nove dias antes do internamento, altura em que inicia 
quadro clínico de febre alta e dor abdominal. Foi observado em ambulatório e medicado 
com azitromicina, tendo sido posteriormente internado por agravamento progressivo da 
sintomatologia e do estado geral. Ao exame destacava-se febre alta com calafrio, 
hepatomegalia de 4 cm e dor à palpação no hipocôndrio direito, mas sem defesa ou reação 
peritoneal. Analiticamente apresentavaleucocitose (18.270 leucócitos/μl) com neutrofilia 
(75%), PCR elevada (20.75 mg/dL), ALT de 34U/L e AST de 25U/L. A ecografia 
abdominal à entrada evidenciou lesão ocupando espaço com 5.6x5.2 cm nos segmentos VI 
e VII do lobo direito hepático, compatível com abcesso. A TC abdominal confirmou 
existência de massa nodular volumosa sugestiva de lesão inflamatória/infecciosa 
circunscrita (figura). A suspeita de abcesso hepático piogênico, no contexto de perfuração 
apendicular, levou à instituição de terapêutica empírica com ceftriaxona, gentamicina e 
metronidazol. A hemocultura, a coprocultura e a urocultura se revelaram negativas, assim 
como a serologia para Echinococcus granulosus e vírus Epstein Barr. A reação de Widal 
foi negativa. O exame de fezes utilizando da técnica de hematoxilina férrica revelou a 
presença da forma parasitária em destaque a seguir: 
 
 
 
 
 
PERGUNTAS: 
 
1 - Qual provável agente etiológico? 
 
R: Entamoeba Histolytica 
 
 
2 - Quais as formas parasitárias em que ele se apresenta? 
 
R: Trofozoítos e cistos 
 
3 - Qual(ais) o(s) melhor(es) método(s) que deve(m) ser empregado(s) para o diagnóstico 
dessa infecção? 
 
R: Hoffman, MIFC e Faust. 
 
 
 
 
 
 
 
Referências: 
 
http://www.juventudect.fiocruz.br/parasitologia 
 
http://www.biomedicinaonline.com.br/2015/07/atuacao-do-biomedico-parasitologia.html 
 
https://laboratoriosaudevital.com.br/coprologico-funcional/ 
 
http://atlasparasitologia.sites.uff.br/wp-content/uploads/sites/41/2020/09/Sheater.pdf 
 
https://pt.slideshare.net/damoPortoGama/mtodo-de-faust 
 
http://institutos.ufrrj.br/iv/tecnica-de-willis-mollay/ 
 
https://parasitologiaclinica.ufsc.br/index.php/info/conteudo/diagnostico/helmintoses-
protozooses/parasitologico-fezes 
 
https://pt.wikipedia.org/wiki/M%C3%A9todo_de_Hoffman,_Pons_e_Janer_ou_Lutz 
 
https://www.cursosaprendiz.com.br/metodos-para-o-exame-parasitologico-de-fezes