RELATÓRIO DE DIAGNÓSTICOS LABORATORIAIS E INFECÇÕES PARASITÁRIAS

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UNIVERSIDADE PAULISTA
RELATÓRIO DE AULA PRÁTICA
DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE INFECÇÕES PARASITÁRIAS
João Batista de Faria RA 2026195
Polo Tucuruvi
2022
Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários (Sheater ou Faust).
1.INTRODUÇÃO
	A parasitologia é a área que estuda os organismos que só conseguem sobreviver através da existência de outros seres, esses seres são denominados parasitas e hospedeiros respectivamente. O parasitismo é a relação entre um organismo (parasita) onde se beneficia retirando meios para a sua sobrevivência podendo prejudicar outro organismo (HOSPEDEIRO). Os parasitas podem ser internos ou externos, possuem ciclo monóxeno ou heteróxeno (PINTO et a l, 2011).
		Dentre processos de uso frequente em laboratórios de parasitologia clínica, encontra-se o ¨Método Faust¨, destinado à pesquisa de cistos de protozoários e ovos pouco densos e larvas de helmintos. Originalmente, Faust et. al., prescreveram em 1938 dentre outros métodos, o de centrífugo-flutuação em sulfato de zinco, sendo a colheita do material flutuante feita por meio de lamínula superposta à boca do tubo de ensaio contendo a suspensão centrifugada.
Flutuação-centrifugação. Este método combina os princípios da gravidade e da flutuação. Suspende-se uma amostra fecal em aproximadamente 10 vezes seu volume em água, se filtra por gaze para filtrar as partículas maiores, coloca-se em um tubo de centrifugação e por meio de 2 a 3 centrifugações sucessivas, decantações do sobrenadante e ressuspensão se eliminam as partículas mais finas. 
Depois da última centrifugação se decanta todo o sobrenadante, volta-se a suspender o sedimento no meio flutuante, centrifuga-se e depois de deixar repousar o tubo de centrifuga durante 5 minutos aproximadamente se retira a película superficial com uma alça bacteriológica. Esta técnica produz altas concentrações de parasitos praticamente livres de detritos (FAUST et al., 1974).
2.OBJETIVO
Mostrar ao aluno a técnica de exame de fezes para pesquisa de protozoários.
Técnica de Sheater: Exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários. 
Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de centrífugo-flutuação para pesquisa de cistos e oocistos de protozoários intestinais. 
3.MATERIAIS E MÉTODOS
Procedimento
1. Utilizar 11 ml de solução B (Solução B corresponde a 3 partes de solução A e 1 parte de água, a solução A é constituída por 1 Kg de açúcar em 781,25 ml de água).
2. Pegar 1 g de fezes.
3. Homogeneizar aos poucos os 11 ml de solução B no 1 grama de fezes em um copo plástico. 
4. Coar com tamis para outro copo. 
5. Preencher o falcon (tubo de centrífuga), equilibrar o peso de 2 tubos.
6. Centrifugar por 10 minutos a 1600 rpm.
7. Flambar a alça bacteriológica.
8. Esfriar em recipiente com água.
9. Pegar uma gota da flutuação.
10. Pingar uma gota na lâmina. 
11. Cobrir a lâmina com lamínula. 
12.Levar ao microscópio para leitura de 100x
Técnica de Faust: 
Procedimento: 
1. Pegar 1 g de fezes. 
2. Homogeneizar 1 grama de fezes em 10 ml de água em um copo plástico. 
3. Coar com tamis para outro copo. 
4. Colocar a suspensão no falcon (tubo de centrífuga), equilibrar o peso em 2 tubos. 
5. Centrifugar 3x a 2500 rpm durante 1 minuto, descartar o sobrenadante entre uma centrifugação e outra. 
6. Homogeneizar tudo com 10 ml de sulfato de zinco. 
7. Centrifugar por 1 minuto a 2500 rpm. 
8. Manter o tubo em repouso por 5 minutos.
9. Coletar 1 gota do sobrenadante com alça bacteriológica. 
10. Colocar em uma lâmina. 
11. Corar com 1 gota de lugol. 
12. Observar no microscópio em aumento de 100 x.
	Materiais
	Quantidade
	Solução B de açúcar [3 partes de A (solução A consta de 1 kg de açúcar para 781,25 ml de água) e 1 parte de água]
	
	Copos descartáveis
	
	Coador (tamis)
	
	Palitos de madeira
	
	Tubo de centrífuga (falcon de 15 ml) e centrífuga
	
	Alça bacteriológica
	
	Lâminas e lamínulas
	
	Fezes
	
	Sulfato de zinco a 33%
	
	Lugol
	
4.RESULTADOS E DISCUSSÃO
Foto 1 – Microscópio eletrônico Foto 2 – Cisto de Giardia lamblia
 
Fonte: do autor, 2022 Fonte: do autor, 2022 
Exame macroscópico
Cor da fezes: marrom
Consistência das fezes: pastosa
Presença de elementos anormais: vestígios alimentares
Exame microscópico
Presença de cistos de Giardia Lamblia
Giardia lamblia – também denominado como G. duodenalis ou G. intestinalis — é um protozoário flagelado que habita o trato gastrointestinal, principalmente duodeno e intestino, sendo capaz de causar doença em humanos.
Os antiparasitários de escolha para o tratamento de giardíase são tinidazol, metronidazol e nitazoxanida. Todos podem ser utilizados nas populações adulta e pediátrica, mas devem ser evitados em gestantes no primeiro trimestre....
 5.CONCLUSÃO
	O método de Faust consiste em preparar uma amostra para análise microscópica que possa ser analisada com maior precisão, sem muitos interferentes que possam induzir a uma observação ou interpretação errônea. Observamos na amostra de fezes a presença de cistos de Giardia lamblia.
Título da Aula: Identificação de lâminas de protozoários, helmintos e artrópodes em Lâminas (microscópio).
1.INTRODUÇÃO
Os protozoários são seres eucariontes, unicelulares e heterótrofos. A maioria deles é aquático de vida livre, mas alguns são parasitas e vivem dentro do corpo de outros seres vivos, inclusive dos humanos.
O termo protozoário deriva das palavras em latim proto "primitivo" e zoon "animal", ou seja, animal primitivo. Isso porque já foram considerados animais por serem heterótrofos.
A helmintologia é o estudo e conhecimento sobre endoparasitas vermiformes, os helmintos .Os helmintos não conseguem sobreviver sem um hospedeiro por apresentarem um sistema digestório e respiratórios reduzidos e pouco funcionais. Assim, é preciso obter os nutrientes já semi digeridos para que o seu metabolismo se mantenha ativo. Se forem separados dos hospedeiros, os helmintos morrem. Além disso, possuem alta capacidade reprodutiva, proliferando-se rapidamente no organismo do hospedeiro.
Por serem endoparasitas, e muitos deles de seres humanos, os helmintos têm uma importância médica muito grande.
Artrópodes são animais pertencentes ao Filo Arthropoda, um filo que agrupa organismos que se destacam pela presença de apêndices articulados e um exoesqueleto quitinoso, que protege o corpo do animal contra perda de água e predadores. O grupo dos artrópodes é bastante rico em espécies, com mais de um milhão de espécies descritas. Pesquisadores, no entanto, acreditam que esse número pode ser muito maior, sendo estimada a existência de cerca de um bilhão de bilhões (1018) de artrópodes no planeta.
Esses animais são encontrados em praticamente todos os lugares, existindo espécies terrestres e aquáticas de água doce e salgada. Como exemplos de artrópodes, podemos citar as abelhas, lacraias, escorpiões, aranhas, lagostas e caranguejos.
2.OBJETIVO
Mostrar ao aluno a identificação dos protozoários em lâminas prontas.
3.MATERIAIS E MÉTODOS
Lâminas de protozoários: 
Procedimento: 
1. Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz através de movimento do revólver.
 2. Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na platina. 
3. Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz. 
4. Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o parasito em imagem nítida. 
5. Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e observar a imagem com as respectivas estruturas indicadas pelo professor (que podem ser detectados neste aumento). 
6. Repetir o processo utilizando as outras objetivas até a objetiva de 40X, porém, nesta não utilizar mais o parafuso macrométrico para foco e sim o parafuso micrométrico. 
7. Ajustar a iluminação, se necessário.
	Materiais
	Quantidade
	Lâminas dos parasitas (laminário UNIP)
	
	Microscópio
	
	Lenços de papel
	
4.RESULTADOS E DISCUSSÃO
Foto 3 – Ovos de Ancilostomídeo Foto 4– Echinococcus, parede do cisto e escólex
 
Fonte: do autor,2022 Fonte: do autor, 2022 
Foto 5- Enterobius vermicularis (Oxyuris) Foto 6 - Entamoeba histolytica
 
Fonte: do autor, 2022 Fonte: do autor, 2022 
5.CONCLUSÃO
Observamos nas lâminas da laminoteca da UNIP, diversos parasitas em variadas formas. O objetivo da aula foi alcançado de modo muito satisfatório pois conseguimos identificar os protozoários na lâminas prontas.
Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de helmintos I (Willis).
1.INTRODUÇÃO
A técnica de Willis-Mollay é empregada na rotina dos laboratórios de Análises Clínicas, sendo uma técnica qualitativa de flutuação espontânea simples, com o emprego de uma solução de elevada densidade (1:1200), o principio desta é fazer com que os ovos de menor densidade flutuem, aderindo a superfície inferior da lâmina ( FERREIRA, 2012).
2.OBJETIVO
Mostrar ao aluno a técnica de exame de fezes para a pesquisa de ovos de helmintos.
3.MATERIAIS E MÉTODOS
Técnica de Willis Moolay: Exame coproparasitológico para pesquisa de ovos de helmintos. Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de flutuação para pesquisa de ovos de helmintos.
Procedimento
1. Pegar 3,0 gramas de fezes. 
2. Homogeneizar 3,0 gramas de fezes em 40 ml de solução saturada de NaCl (35%) em um copo plástico. 
3. Coar com tamis e gaze para outro copo.
4. Sobre uma placa de Petri, preencher um borel (tubo plástico de filme) com a suspensão de fezes coado, até formar um menisco convexo (solução deve ultrapassar levemente a parte superior do borel) na borda do borel. 
5. Colocar a lamínula sobre o menisco, com cuidado para não formar bolhas.
6. Deixar a lamínula em repouso de 10 a 15 minutos. 
7. Arrastar a lamínula para cima da lâmina. 8. Levar ao microscópio para leitura de 10x e 40x
	Materiais
	Quantidade
	Solução hipersaturada de cloreto de sódio (35%, sendo 350 g de sal para 1 litro de água)- Usar 40 ml, aproximadamente
	
	Copos descartáveis
	
	Coador (tamis)
	
	Gaze
	
	Palitos de madeira
	
	Borel
	
	Placa de Petri
	
	Lâminas e Lamínulas
	
	Fezes
	
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
Foto 7 - Método Willis
Fonte: UFMG, Faculdade de Farmácia
5.CONCLUSÃO
O método Willis Molay é tradicionalmente utilizado para ovos pesados e leves, sendo a técnica relatada por diversos autores por apresentar ótimos resultados em pesquisas de ovos, cistos e oocistos.
Título da Aula: Exame coproparasitológico direto a fresco
1.INTRODUÇÃO
No método direto as fezes são examinadas ao microscópio, entre lamina e lamínula, diluídas numa densidade que dá para se ler as letras de um jornal através do preparado. Fezes preservadas são úteis para a detenção de cistos de protozoários e de ovos e larvas de helmintos, mas a pesquisa de trofozoítos deve ser feita, pelo método direto, com fezes frescas, não preservadas.
2.OBJETIVO
Mostrar ao aluno a identificação de trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários e de ovos e larvas de helmintos.
3.MATERIAIS E MÉTODOS
Procedimento: 
1. Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma lâmina de vidro.
 2. Tocar com a ponta de um palito em vários pontos das fezes, transferindo uma pequena porção para a lâmina de microscopia. 
3. Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço, colocar uma lamínula e examinar ao microscópio. Obs.: A espessura do esfregaço não deve impedir a passagem de luz.
 4. Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz através de movimento do revólver.
 5. Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na platina.
 6. Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz. 
7. Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o parasito em imagem nítida. 
8. Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e observar a imagem das respectivas estruturas indicadas pelo professor (que podem ser detectados neste aumento). 
9. Ajustar a iluminação.
	Materiais
	Quantidade
	Fezes
	
	Lâminas e lamínulas
	
	Microscópio
	
	Lenços de papel
	
	Solução salina a 0,85%
	
	Pipetas Pasteur ou palitos de madeira
	
4.RESULTADOS E DISCUSSÃO
Foto 8 – Método direto a fresco (preparação da lâmina)
Fonte: UFMG, Faculdade de Farmácia
5.CONCLUSÃO
	O método direto é um procedimento simples e eficiente para o estudo de parasitas nas fezes, permitindo observar os trofozoítos dos protozoários. As preparações a fresco são obtidas diretamente dos espécimes fecais e requerem o mínimo de material para cada método de exame.
Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de helmintos (Hoffman)
1.INTRODUÇÃO
Geralmente a concentração de ovos e cistos das fezes visa o seu achado, de modo mais rápido, nas infecções, mesmo ligeiras, em que o exame direto é negativo. Só o fato da existência de numerosas técnicas de enriquecimento de ovos e cistos prova que nenhuma delas é de todo eficiente. Via de regra, estas técnicas servem para concentrar os cistos de protozoários, e viceversa. O método de sedimentação espontânea por Hoffman, Pons e Janner (1934) é indicado principalmente para pesquisa de ovos de Schistosoma mansoni, serve também para a de ovos e larvas de outros vermes, sendo o mesmo de fácil execução e baixo custo.
A técnica de sedimentação espontânea pelo método de Hoffmann, Pons e Janer foi desenvolvida para o diagnóstico das enteroparasitoses. Os principais objetivos das técnicas de sedimentação são o aumento da concentração de ovos operculados e não-operculados, larvas ou cistos e o isolamento de óleos e gorduras da maior parte dos detritos. Nessa técnica, os organismos são sedimentados por igual pela gravitação ou quando centrifugados. A sedimentação apresenta uma ação contrária quando comparada com a flutuação. Os cistos, oocistos, ovos e larvas são retidos no fundo do recipiente, enquanto os detritos são suspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico final, com ela podem ser encontrados ovos e larvas de helmintos, bem como cisto (DE CARLI, 2007).
2.OBJETIVO
Proporcionar a realização da técnica de exame de fezes para pesquisa de ovos “pesados” de helmintos, em especial da classe Cestoda e Trematoda.
3.MATERIAIS E MÉTODOS
Técnica de Hoffman: Exame coproparasitológico para pesquisa de ovos “pesados” de helmintos. 
Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de sedimentação para pesquisa de ovos de helmintos.
Procedimento 
1. Pegar 5 a 10 g de fezes. 
2. Homogeneizar estas fezes em 250 a 300 ml de água.
3. Filtrar a suspensão de fezes para um cálice de sedimentação e aguardar cerca de 25 minutos.
4. Desprezar 2/3 do sobrenadante.
5. Acrescentar água até a borda do cálice. 
6. Aguardar cerca de 25 minutos.
7. Repetir o procedimento, até a solução ficar “limpa”.
 8. Pipetar o sedimento para uma lâmina.
 9. Cobrir a mesma com lamínula. 
10. Observar no microscópio com aumento de 40x.
	Materiais
	Quantidade
	Água
	
	Copos descartáveis
	
	Coador (tamis)
	
	Gaze
	
	Palitos de madeira
	
	Cálice de sedimentação
	
	Pipeta Pasteur
	
	Lâminas e Lamínulas
	
	Fezes
	
	Microscópio
	
4.RESULTADOS E DISCUSSÃO
Foto 9 - Método Hoffman (esquema)
Fonte: . https://slideplayer.com.br/slide/368875/
Foto 10 - Método Hoffman
Fonte: https://www.tiraojaleco.com.br/2018/10/metodo-de-hoffman-sedimentacao.html
5.CONCLUSÃO
	O método de Hoffmann tem grande importância na identificação de parasitos presentes nas fezes como protozoários e helmintos. A partir da visualização de ovos e cistos, pode-se reproduzir laudos fundamentais no diagnóstico de parasitoses humanas, possibilitando um tratamento adequado.
Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de larvas.
1.INTRODUÇÃO
A identificação de alguns tipos de parasitas intestinais e de suas formas evolutivas, é necessário o emprego de técnicas especiais específicas, já que os métodos de rotina empregados pelos laboratórios clínicos podem não ser capazes de recuperá-los satisfatoriamente.
A metodologia original, descrita em 1917 por Baermann, foi concebida para a pesquisa de larvas de nematoides no solo. Posteriormente modificada e adaptada por Moraespara o uso em fezes humanas, passou a ser chamada de Baermann-Moraes. Já em 1954, Rugai, Mattos e Brisola simplificaram ainda mais a técnica de Baermann-Moraes, tornando-se uma variante dela.
Ambas as técnicas são fundamentadas no princípio do termohidrotropismo positivo das larvas dos nematódeos, como a dos ancilostomídeos (Necator americanus e Ancilostoma duodenale) e do Strongyloides stercoralis. O princípio leva em consideração que as larvas dos nematódeos são atraídas por temperaturas mais “mornas” (até um certo limite) e pela água (umidade), migrando ativa e facilmente para esses locais, sedimentando-se no fundo do recipiente utilizado (“cálice de sedimentação”) pela força gravitacional.
2.OBJETIVO
Mostrar ao aluno a identificação de larvas de parasitas intestinais utilizando a técnica de Rugai.
3.MATERIAIS E MÉTODOS
Procedimento
1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em gazes, fazendo uma pequena “trouxa”.
2. Colocar o material assim preparado, (trouxa) com a abertura voltada para cima, num cálice de sedimentação, preso por um barbante e um palito atravessado no copo de sedimentação contendo água aquecida (45 ºC), em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes somente na parte de baixo da “trouxinha.”
3. Deixar em repouso por uma hora.
4. Pegar o sedimento no fundo do cálice, com ajuda de uma pipeta.
5. Colocar 1 gota deste sedimento em uma lâmina de vidro, acrescentar 1 gota de lugol e recobrir com uma lamínula.
6. Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz através de movimento do revólver. 
7. Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na mesa de platina do microscópio. 
8. Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz.
9. Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o parasito em imagem nítida. 
10. Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e observar a imagem das respectivas estruturas (larvas) indicadas pelo professor. 
11. Ajustar a iluminação, se necessário.
	Materiais
	Quantidade
	Lâminas e lamínulas de vidro
	
	Microscópio
	
	Lenços de papel
	
	Cálices de sedimentação
	
	Pipetas Pasteur descartável
	
	Gaze
	
	Fezes ou terra fresca e úmida de jardim
	
	Barbante
	
	Água aquecida exatamente a 45 ºC
	
	Lugol
	
4.RESULTADOS E DISCUSSÃO
Exame macroscópico
Observamos macroscopicamente fragmentos de Taenia na amostra de fezes.
Foto 11 - Fragmentos de Taenia
Fonte: do autor, 2022
Foto 12 - Método Rugai Foto 13 - Método Rugai
 
Fonte: do autor, 2022 Fonte: do autor, 2022
Foto 14 - Taenia (filhotes) Foto 15- Ancilostomídeo (larvas)
 
Fonte: do autor, 2022 Fonte: do autor, 2022
5.CONCLUSÃO
	O método de Rugai se mostrou eficiente na pesquisa de larvas, observamos microscopicamente larvas de Ancilostomídeo na amostra de fezes analisada. Este método demonstrou ser econômico, eficiente e de simples execução.
REFERÊNCIAS
CIMERMAN, B. Atlas de Parasitologia: Artrópodes, Protozoários e Helmintos, 10a. ed., São Paulo, Atheneu, 2002.
DE CARLI, G. A.. Parasitologia clínica: Seleção de métodos e técnicas de laboratório para diagnóstico das parasitoses humanas. 2 ed. Rio de Janeiro: Atheneu, 2007.
NEVES, D.P; MELO, A.L; LINARDI, P.M. Parasitologia Humana. 11.ed. São 
FERREIRA M. U. Parasitologia Contemporânea. 1. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2012.
NEVES, D.P; MELO, A.L; LINARDI, P.M. Parasitologia Humana. 11.ed. São Paulo: Atheneu, 2011.