relatório de PARASITOLOGIA CLÍNICA

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UNIVERSIDADE PAULISTA DE SÃO PAULO – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: BIOMEDICINA 
DISCIPLINA: PARASITOLOGIA CLÍNICA NOME DO ALUNO: LETICIA DO 
AMARAL PEREZ CARDOSO R.A: 0550752 POLO: UNIP POLO CAMPOLIM 
DATA: 01/09/2022 UNIVERSIDADE PAULISTA DE SÃO PAULO – UNIP LETICIA 
DO AMARAL PEREZ CARDOSO RA 0550752 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
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Trabalho apresentado a Universidade Paulista – UNIP, proposto pela disciplina de 
Parasitologia Clínica Aplicada a Biomedicina do Curso de Graduação 
Biomedicina, 5º. Semestre. 
 
 
 
 
 
 
 
SETEMBRO, 2022 
 
 
 
 
 
 
 
Introdução 
 
As doenças infecciosas e parasitárias continuam conforme a 
Organização Mundial da Saúde a traduzir entre as principais causas de 
morte sendo responsáveis por 2 a 3 milhões de óbitos por ano em todo o 
universo. 
Uma de cada 10 pessoas sofre da infecção por uma ou mais das 
10 principais parasitoses que incluem: acaríase, ancilostomíase, malária, 
tricuríase, amebíase, filaríases, esquistossomíases, giardíase, 
tripanossomíases e leishmaníases. 
Em muitas regiões da América Latina e na África as doenças 
parasitárias ocupam o originário ponto quão interesse de morte; em 
3 
outras são ultrapassadas levemente pelas doenças do instrumento 
circulatório. 
Um geral das pessoas examinadas em populações 
latinoamericanas e africanas, apresenta ainda uma espécie de gaudério 
nas coproscopias. 
Mais do que pela mortandade resultante essas doenças importam 
pela frequência com que produzem déficits orgânicos, comprometendo a 
ampliação regular das crianças e limitando o alcance de trabalho dos 
adultos em regiões do universo em que já́ é baixa por outras razões, a 
fecundidade per capita da população. 
Mas além de limitarem o alcance de produção, as parasitoses 
geram em suas formas mais graves um exército de enfermos que pesam 
nos orçamentos familiares do Estado seja pela improdutividade seja 
pelos custos da assistência médica e nosocomial que requerem. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA 1 ROTEIRO 1 TÍTULO DA AULA: Exame Coprológico Funcional 
 
Objetivo 
O aluno deverá aprender a reconhecer os principais elementos 
(resíduos) advindos do processo de alimentação 
 
 
 
Materiais e equipamentos Quantidade por grupo 
Copos descartáveis 4-5 por grupo 
Coador (tamis) ou gaze qsp 
4 
 
Palitos de madeira 2-3 por grupo 
Lâminas e lamínulas 5-7 por grupo 
Fezes 20-40 gramas por grupo 
Lugol qsp 
Tubo Falcon 2-3 por grupo 
Microscópio 1 por grupo 
 
 
 
 
 
 
 
 
Procedimento 
1.Pegar 1 g de fezes. 
2.Homogeneizar 1 g de fezes em 10 mL de água em um copo 
plástico. 
3.Coar com tamis para outro copo. 
4.Colocar a suspensão no Falcon (tubo de centrífuga), 
equilibrar o peso em 2 tubos. 
5.Centrifugar 3x a 2500 rpm durante 1 minuto, descartar o 
sobrenadante entre uma centrifugação e outra. 
6.Homogeneizar tudo. 
7.Coletar 1 gota do sedimento com pipeta Pasteur. 
8.Colocar em uma lâmina. 
9.Corar com 1 gota de lugol. Cobrir com lamínula. 
10.Observar no microscópio em aumento de 100 x 
5 
 
O aluno deve procurar no microscópio e identificar as estruturas a 
seguir (utilize as imagens como referência) para identificação e 
classificação dos resíduos de origem animal, vegetal e microbiota 
inodora e debru celular do trato digestório. 
 
 
 
 
 Figura 01:lâmina amido de amorfo Figura 02:resíduo de origem vegetal 
 
 
 
 
 
 
 
Atividade de fixação 
 
1. Discutir sobre o exame coprológico funcional, dieta, 
recomendações e associações clínicas importantes. 
R. Nas 72 Horas que antecedem o exame, não pode utilizar contraste 
radiológico por via oral. Já nas 48 horas que antecedem o exame, não 
devem ser utilizadas enzimas digestivas e laxantes, para criança que use 
fralda ou que apresente quadro diarreico, as fezes têm de ser colhidas 
em saquinho coletor de urina para evitar a absorção do material pela 
fralda, podendo ser mantidas e entregues dentro do coletor. A evacuação 
não pode ser induzida por laxante ou supositório. 
6 
 
É necessário entregar o volume inteiro de uma evacuação para a 
análise do exame. 
 A amostra precisa ser colocada no frasco sem conservante logo 
após a evacuação. O material não pode ser contaminado com urina nem 
com água do vaso sanitário. As fezes têm de ser entregues até 6 horas 
mantido refrigeradas. 
Mulheres não devem fazer a coleta durante a menstruação. Se 
isso não for possível, é preciso colocar tampão vaginal antes de evacuar. 
 
2. Solicitar aos alunos que desenhem todos os elementos 
encontrados. 
R. Foto das lâminas acima. 
 
 
 Conclusão 
 
Nesta aula tivemos aula no microscópio para observamos as lâminas e 
reconhecermos os principais elementos (resíduos) vindo do processo de alimentação 
 
 
AULA 1 ROTEIRO 2 
TÍTULO DA AULA: Exame Coproparasitológico para pesquisa de 
Protozoários (Sheater ou Faust) 
 
 
Objetivo: Mostrar ao aluno a técnica de exames de fezes para pesquisa 
de protozoários 
 
Técnica de Sheater: exame coproparasitológico para pesquisa de 
protozoários. 
 
Procedimento 
 
7 
1.Utilizar 11 mL de solução B (solução B corresponde 3 partes de 
solução A e 1 parte de água – a solução A é constituída por 1 kg de 
açúcar em 781,25 mL de água). 
2.Pegar 1 g de fezes. 
3.Homogeneizar aos poucos os 11 mL de solução B no 1 grama 
de fezes em um copo plástico. 
4.Coar com tamis para outro copo. 
5.Preencher o Falcon (tubo de centrífuga), equilibrar o peso de 2 
tubos. 
6.Centrifugar por 10 minutos a 1600 rpm. 
7.Flambar a alça bacteriológica. 
8.Esfriar em recipiente com água. 
9.Pegar uma gota da flutuação. 
10.Pingar uma gota na lâmina. 
11.Cobrir a lâmina com lamínula. 
12.Levar ao microscópio para leitura de 100x. 
 
 
Materiais Quantidades 
Solução B de açúcar [3 partes de A 
(solução A consta de 1 kg de açúcar 
para 781,25 mL de água) e 1 parte de 
água] 
qsp 
Copos descartáveis qsp 
Coador (tamis) qsp 
8 
 
Palitos de madeira 2-3 por grupo 
Tubo de centrífuga (Falcon de 15 mL) e 
centrífuga 
2-3 por grupo 
Alça bacteriológica 2 por grupo 
Lâminas e lamínulas 5-7 por grupo 
Fezes 20-40 gramas por grupo 
Sulfato de zinco a 33% qsp 
Lugol qsp 
 
 
 
 
 
Fig.3 preparo do material de bancada Fig.4: mistura coada no tubo Falcon 
Fonte: foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
. 
 
 Figura 5 :Lâmina preparada com Lugol 
 
9 
 Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
 
Técnica de Faust 
 
1.Pegar 1 g de fezes. 
2.Homogeneizar 1 g de fezes em 10 mL de água em um copo 
plástico. 
3.Coar com tamis para outro copo. 
4.Colocar a suspensão no Falcon (tubo de centrífuga), equilibrar o 
peso em 2 tubos. 
5.Centrifugar 3x a 2500 rpm durante 1 minuto, descartar o 
sobrenadante entre uma centrifugação e outra. 
6.Homogeneizar tudo com 10 mL de sulfato de zinco.7.Centrifugar por 1 minuto a 2500 rpm. 
8.Manter o tubo em repouso por 5 minutos. 
9.Coletar 1 gota do sobrenadante com alça bacteriológica. 
10.Colocar em uma lâmina. 
11.Corar com 1 gota de lugol. 
12.Observar no microscópio em aumento de 100 x 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
 
 Fig.6: preparo das fezes com água Fig.7 TAMIS feito para coar a mistura 
Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
 
 
 Fig.8: 
mistura pronta em tubo Falcon 
Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
Conclusão 
 
Preparamos a Lâmina para a leitura no Microscópio e foi 
visualizado somente Cristais. 
 
 
11 
 Figura 
9: Leitura e resultado da Lâmina 
Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
 
 
 
 
AULA 2 ROTEIRO 1 
TÍTULO DA AULA: Identificação de lâminas de protozoários, helmintos e 
artrópodes 
 
 
Objetivo 
 
Mostrar ao aluno a identificação dos protozoários em lâminas prontas 
 
Procedimento 
1.Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz 
pelo movimento do revólver. 
2.Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na platina. 
3.Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz. 
12 
 
4.Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o 
parasito em imagem nítida. 
5.Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e 
observar a imagem com as respectivas estruturas indicadas pelo 
professor (que podem ser detectadas nesse aumento). 
6.Repetir o processo utilizando as outras objetivas até a 
objetiva de 40X, porém não utilizar nela mais o parafuso 
macrométrico para foco, e sim o parafuso micrométrico. 
 Ajustar a iluminação se necessário 
 
 
 
Materiais Quantidades 
Lâminas dos parasitas (laminário UNIP) Laminário 
Microscópio 1 por grupo 
Lenços de papel qsp 
 
 
Fig. 10 (Lêndea) Fig.11 tênia Fig.12 (áscaris 
lumbricoides) 
 
 
 
 
13 
 Fig. 13 (Plasmodium spp.) Fig. 14 (Ancilostomídeos) 
 
 Fig. 15 (Trypanossoma cruzi) Fig.16 (strongyloides stercoralis) 
Fonte: Laminário UNIP- Polo Sorocaba 
 
Conclusão 
 
Nesta aula podemos identificar as Lâmina onde encontramos 
diversos tipos de parasitas como os helmintos e artrópodes de todas as 
formas e discutimos onde essas espécies são alvo de contaminação 
devido as condições de higiene e saneamento básico que são precárias, 
causando doenças parasitárias na população que podem ser fatais se 
não tratadas a tempo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA 2 ROTEIRO 2 TÍTULO DA AULA: Exame Coproparasitológico 
para pesquisa de helmintos I (Wilis) 
 
Objetivo 
 
Mostrar ao aluno a técnica de exame de fezes para a pesquisa de 
ovos de helmintos. 
 
 
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Procedimento 
 
1 Pegar 3,0 gramas de fezes. 
2.Homogeneizar 3,0 gramas de fezes em 40 mL de solução saturada de Na Cl 
(35%) em um copo plástico. 
3. Coar com tamis e gaze para outro copo. 
 4.Sobre uma placa de Petri, preencher um Borel (tubo plástico de filme) 
com a suspensão de fezes coado, até formar um menisco convexo (solução deve 
ultrapassar levemente a parte superior do borel) na borda do borel. 
5.Colocar a lamínula sobre o menisco, com cuidado para não formar bolhas. 
6.Deixar a lamínula em repouso de 10 a 15 minutos. 
7.Arrastar a lamínula para cima da lâmina. 
8.Levar ao microscópio para leitura de 10x e 40x 
 
 
 
 
MATERIAIS QUANTIDADE POR GRUPO 
Solução hiper saturada de cloreto de 
sódio (35%, sendo 350 g de sal para 
1 litro de água) 
Usar 40 mL aproximadamente 
qsp 
Copos descartáveis 4-5 por grupo 
Coador (tamis) ou gaze qsp 
Palitos de madeira 2-3 por grupo 
Borel 2 por grupo 
Placa de Petri 2 por grupo 
Lâminas e lamínulas 5-7 por grupo 
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Fezes 20-40 gramas por grupo 
 
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE 
Microscópio 1 
 
 
 
 Fig.17: coando a mistura no TAMIS Fig.18: lâmina posta sobre o menisco 
 Fonte: Laboratório UNIP Polo – Sorocaba 
 
 
 Fig.19 amostra sendo coletada 
 Fonte: Laboratório -UNIP Polo Sorocaba 
 
Conclusão 
Foram observados na lâmina ovos de baixa intensidade 
 
 
16 
 
 Fig.20: Lâmina identificada no microscópio 
 
 
 
 
Atividade de Fixação 
 
1.Discutir sobre as técnicas utilizadas nesta aula, seus princípios 
de diagnóstico e quais ovos de parasitas podemos identificar. 
Sobre a técnica de Willis 
R.É um Método de Flutuação onde os cistos de protozoários e alguns 
ovos de helmintos devido à sua baixa densidade flutuam quando se 
encontram em uma solução saturada de cloreto de sódio. Sobre a técnica é 
necessário dissolver sal de cozinha (Na Cl) em água quente até que esta 
fique saturada, a densidade deve chegar a 1,200, estando a amostra fecal 
em um recipiente de boca larga (p. ex um frasco de Borel com 3 cm de 
diâmetros), desfazê-la com a solução saturada de sal, na proporção de um 
para 10 ou 20 volumes. 
Completar depois o volume para que a superfície líquida chegue até a 
borda do recipiente, colocar uma lâmina de microscopia sobre a boca do 
recipiente de modo que sua face inferior seja banhada pelo líquido e esperar 
uns três minutos ou mais, suspender a lâmina bruscamente e invertê-la, 
cuidando para não derramar a película líquida que ficou aderida e onde estão 
concentrados os ovos e cistos. 
Corar com Lugol, para melhor ver os cistos, cobrir com lamínula e 
examinar ao microscópio . Este é o melhor método para a demonstração de 
ovos de ancilostomídeos, sendo pouco eficiente para Schistosoma, Fascíolas 
e ovos inférteis de Ascaris, que possuem densidade relativamente alta. 
 
 
2. Estabeleça uma orientação ao paciente como deve ser coletada 
a amostra de fezes e o encaminhamento dela até a laboratório. 
R. é recomendado coletar 03 amostras de fezes em dias 
alternados devido ao ciclo de vida dos parasitas não podendo ser dias 
17 
seguidos pois não será possível a visualização de quaisquer alterações 
parasitárias. E caso seja fornecido frasco com conservante manter o 
mesmo refrigerado antes e após a coleta em uma parte baixa da 
geladeira e longe do congelador. 
 
 
 
 
AULA 3 ROTEIRO 1 
TÍTULO DA AULA: Exame Coproparasitológico direto a fresco 
 
 
Objetivo 
 
Mostrar ao aluno a identificação de trofozoítos, cistos e oocistos 
de protozoários e de ovos e larvas e helmintos 
 
Procedimento 
1.Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma 
lâmina de vidro. 
2.Tocar com a ponta de um palito em vários pontos das 
fezes, transferindo uma pequena porção para a lâmina de 
microscopia. 
3.Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço, colocar uma 
lamínula e examinar ao microscópio. Obs: a espessura do 
esfregaço não deve impedir a passagem de luz. 
4.Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz 
por meio de movimento do revólver. 
5.Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na platina. 
6.Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz. 
7.Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o 
parasito em imagem nítida. 
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8.Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e 
observar a imagem das respectivasestruturas indicadas pelo 
professor (que podem ser detectados nesse aumento). 
9.Ajustar a iluminação 
 
 
 
MATERIAIS QUANTIDADES 
Fezes 20-40 gramas por grupo 
Lâmina e lamínulas 5-7 por grupo 
Microscópio 1 por grupo 
Lenços de papel qsp 
Solução salina a 0.85% 10 mL por grupo 
Pipetas Pasteur ou palitos de 
madeira 
2-3 por grupo 
 
 
 
 
 Fig.21 :Lâmina preparada com Lugol 
 Fonte: Foto em Laboratório UNIP-Sorocaba 
 
Conclusão 
 
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Após prepararmos a lâmina, foi feito a técnica do esfregaço e 
examinado no microscópio a identificação de cristais somente . 
 
 Fig.22 Lâmina cristais 
 Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
 
 
 
 
AULA 3 ROTEIRO 2 
TÍTULO DA AULA: Exame Coproparasitológico para Pesquisa de 
Helmintos (Hoffman) 
 
Objetivo 
 
Proporcionar a realização da técnica de exame de fezes para 
pesquisa de ovos pesados de helmintos, em especial das classes 
Cestoda e Trematoda. 
 
 
 
 
 
Procedimento 
 
1.Pegar 5 a 10 g de fezes. 
2.Homogeneizar essas fezes em 250 a 300 mL de água. 
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3.Filtrar a suspensão de fezes para um cálice de sedimentação e 
aguardar cerca de 25 minutos. 
4.Desprezar 2/3 do sobrenadante. 
5.Acrescentar água até a borda do cálice. 
6.Aguardar cerca de 25 minutos. 
7.Repetir o procedimento até a solução ficar limpa. 
8.Pipetar o sedimento para uma lâmina. 
9.Cobrir com lamínula. 
10.Observar no microscópio com aumento de 40x 
 
 
Materiais Quantidades 
Água qsp 
Copos descartáveis 4-5 por grupo 
Coador (tamis) ou gaze qsp 
Palitos de madeira 2-3 por grupo 
Cálice de sedimentação 1-2 por grupo 
Pipeta Pasteur 1-2 por grupo 
Lâmina e lamínulas 5-7 por grupo 
Fezes 20-40 gramas por grupo 
Microscópio 1 por grupo 
Lugol qsp 
 
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Fig.23 filtrando a suspensão de fezes para o cálice. Fonte: 
Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
 
 
 Fig.24 aguardando por 25 minutos 
 Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
Conclusão 
 
Após feito a lâmina e cobri-la com lamínula foi observado no 
microscópio aumento de 40 x apenas Cristais. 
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Fig.25 Lâmina 
Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA 4 ROTEIRO 1 
TÍTULO DA AULA: Exame Coproparasitológico para Pesquisa de 
Larvas 
 
Objetivo 
 
Mostra ao aluno a identificação de larvas de parasitas intestinais 
utilizando a técnica de Rugai 
 
 
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Procedimento 
 
 
1.Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e 
envolvê-lo em gazes, fazendo uma pequena “trouxa”. 
2.Colocar o material assim preparado (trouxa) com a abertura 
voltada para cima, num cálice de sedimentação, preso por um 
barbante e um palito atravessado no copo de sedimentação contendo 
água aquecida (45 ºC), em quantidade suficiente para entrar em 
contato com as fezes somente na parte de baixo da “trouxinha”. 
3.Deixar em repouso por uma hora. 
4.Pegar o sedimento no fundo do cálice, com ajuda de uma 
pipeta. 
5.Colocar 1 gota desse sedimento em uma lâmina de vidro, 
acrescentar 1 gota de lugol e recobrir com uma lamínula. 
6.Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz 
por meio do movimento do revólver. 
7.Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na mesa de 
platina do microscópio. 
8.Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz. 
9.Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o 
parasito em imagem nítida. 
10.Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e 
observar a imagem das respectivas estruturas (larvas) indicadas 
pelo professor. 
11.Ajustar a iluminação se necessário. 
 
Materiais Quantidades 
Lâmina e lamínulas 5-7 por grupo 
Microscópio 1 por grupo 
Lenços de papel qsp 
24 
 
Cálice de sedimentação 1-2 por grupo 
Pipeta Pasteur 1-2 por grupo 
Gaze qsp 
Fezes ou terra fresca e úmida de 
jardim 
20-40 gramas por grupo 
Barbante 30 cm por grupo 
Água aquecida exatamente a 45 c 200 mL por grupo 
Lugol qsp 
 
 
Fig.26: material preparado (trouxa) com abertura para cima em um cálice de 
sedimentação. 
 Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
25 
 
Fig.27 :fase de sedimentação 
 Fonte: Foto em Laboratório UNIP- Sorocaba 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Atividade de fixação 
 
 
26 
 
1.Sobre a técnica de Rugai realizada nesta aula prática, qual seria 
a melhor forma de orientar a paciente sobre a coleta da amostra 
biológica? 
R. Nessa Técnica é necessário que o paciente traga as fezes em 
estado sólido, frescas e sem conservantes. 
2. Correlacione essas técnicas realizadas em aula prática e quais 
parasitas podemos identificar em cada uma delas, baseado no ciclo de 
vida do parasita? 
R. O Exame Parasitológico de Fezes pode utilizar de vários 
métodos para o diagnóstico de enteroparasitas. Nesta aula aprendemos 
o Método de Rugai, que se baseou na migração de larvas, nesse caso é 
observado principalmente larvas de Strongyloides stercoralis. 
3. Elabore um laudo clínico laboratorial padrão para descrever os 
parasitas humanos diagnosticados por todas as técnicas vistas em 
nossas aulas práticas 
 
 
 
 
Fig.28 Laudo Clínico 
 Fonte: autor próprio 
 
 
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AULA 4 ROTEIRO 2 
TÍTULO DA AULA: Discussão de Caso Clínico 
 
 
Caso Clínico 1 
Criança, 10 anos de idade moradora da região norte de Minas 
Gerais, mudouse para Araguaína e foi atendida no Hospital de Doenças 
Tropicais, apresentandose com o seguinte quadro: ascite, 
esplenomegalia, dor abdominal, desnutrição e cólicas. Foi solicitado 
exame parasitológico das fezes e o resultado revelou a presença de 
poucos ovos em formato redondo conforme imagem a seguir: 
 
 
Fig. 29. Ovos de Tênia 
Fonte: Foto Roteiro aula práticas UNIP- Sorocaba, 
 
 
 Perguntas 
 
1.Qual provável agente etiológico? R. 
Principal agente tênia spp. 
2.Quais as formas parasitárias em que eles se apresentam? 
R. Ovos e larvas 
3) Quais os melhores métodos que devem ser empregados para o 
diagnóstico dessa infecção? 
R. Método de Hoffman 
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Caso Clínico 2 
R.C.S., 35 anos, pedreiro, casado, residente em Betim. Internado 
em 09/12 com quadro de diarreia mensal recorrente, cerca de 3 
evacuações líquidas que duravam 5 dias, seguidas de melhora 
espontânea. 
Quadro iniciado no começo do ano, há 3 meses da internação 
referiu perda ponderal e há 1 mês aumento do volume abdominal, 
negava comorbidades prévias, uso de medicações e alergias. Etilista 
social, bom estado geral, afebril, normotenso, eupneico em ar ambiente, 
sem alterações de ausculta cardíaca. Abdome ascítico e fígado palpável 
a 2 cm do rebordo costal direito. 
 
Exames complementares: 
Hemograma 29/09: HB 9 VCM 112 Leuc 6570 E 11% (723) 
Parasitológico de fezes: Giárdia lamblia Sorologia para hepatites e HIV: 
negativos 
 
US de abdome: hepatomegalia leve associada a alterações do 
sistema porta, com redução da velocidade de fluxo na veia porta e 
esplenomegalia leve, compatíveis com hepatopatia crônica e ascite. 
Colonoscopia: múltiplos pólipos em cólon(colite e retite leves? 
Hiperplasia linfoide?). 
Enterotomografia: achados que podem corresponder à doença 
inflamatória intestinal que acomete jejuno proximal e 
hepatoesplenomegalia. 
Linfonodomegalias mesentéricas múltiplas (doença linfo proliferativa?). 
EDA: varizes esofagianas de fino e médio calibres, pequenos 
pólipos gástricos e nodosidades em bulbo e segunda porção duodenal. 
Biópsia hepática: espaços porta levemente expandidos por 
fibrose e discreto infiltrado inflamatório, além de proliferação ductular e 
vascular e granuloma com ovos de parasita de formato ovalado e 
espiculado. 
 
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Perguntas 
 
1. Qual provável agente etiológico? 
 R. agente giárdia lamblia. 
2.Quais formas parasitárias em que ele se 
apresenta? 
R. em Formas de cisto ou trofozoíto. 
3)Quais melhores métodos que devem ser empregados para o 
diagnóstico dessa infecção? 
R. método de Hoffman, faus 
 
 
 
Caso Clínico 3 
Criança do sexo masculino, nove anos de idade, raça branca, 
natural e residente desde sempre em Portugal, com história de ingestão 
de água não canalizada e contato com cães. 
Em aparente estado de saúde até nove dias antes do 
internamento, altura em que inicia quadro clínico de febre alta e dor 
abdominal. Foi observado em ambulatório e medicado com azitromicina, 
tendo sido posteriormente internado por agravamento progressivo da 
sintomatologia e do estado geral. Ao exame destacavase febre alta com 
calafrio, hepatomegalia de 4 cm e dor à palpação no hipocôndrio direito, 
mas sem defesa ou reação peritoneal. 
Analiticamente apresentava leucocitose (18.270 leucócitos/μl) com 
neutrofilia (75%), PCR elevada (20.75 mg/dL), ALT de 34U/L e AST de 
25U/L. A ecografia abdominal à entrada evidenciou lesão ocupando 
espaço com 5.6x5.2 cm nos segmentos VI e VII do lobo direito hepático, 
compatível com abcesso. A TC abdominal confirmou existência de 
massa nodular volumosa sugestiva de lesão inflamatória/infecciosa 
circunscrita (figura). 
A suspeita de abcesso hepático piogênico, no contexto de 
perfuração apendicular, levou à instituição de terapêutica empírica com 
ceftriaxona, gentamicina e metronidazol. A hemocultura, a coprocultura e 
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a urocultura se revelaram negativas, assim como a serologia para 
Echinococcus granulosus e vírus Epstein Bar. 
 A reação de Widal foi negativa. O exame de fezes utilizando da 
técnica de hematoxilina férrica revelou a presença da forma parasitária 
em destaque a seguir 
 
 
 
Fig.30 Entamoeba histolystica 
Fonte: Foto Roteiro aula práticas UNIP- Sorocaba 
 
Perguntas 
1). Qual provável agente etiológico? 
R. Principal agente Entamoeba histolytica 
 
2. Quais as formas parasitárias em que ele se apresenta? 
R. Cisto ou trofozoíto 
 
3. Qual(ais) o(s) melhor(es) método(s) que deve(m) ser 
empregado(s) para o diagnóstico dessa infecção? 
R. Coproparasitológico direto 
 
 
 
31 
 
 
 
 
 
 
 
 
REFERÊNCIAS 
 
 
REY, Luís. Parasitologia, 4ª edição. Disponível em: Minha Biblioteca, 
Grupo GEN, 2008. 
 
 
ANTUNES, Symara. R. et al. Hematologia clínica. Disponível em: Minha 
Biblioteca, Grupo A, 2020. 
 
FREITAS, Elisangela Oliveira, D. e Thayanne Oliveira de Freitas 
Gonçalves. 
Imunologia, Parasitologia e Hematologia Aplicadas à Biotecnologia. 
Disponível em: Minha Biblioteca, Editora Saraiva, 2015. 
 
AZEVEDO, Maria Regina Andrade D. Hematologia Básica: 
Fisiopatologia e Diagnóstico Laboratorial. Disponível em: Minha 
Biblioteca, (6ª edição). 
 
 
 
 
	RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS
	Introdução
	Objetivo
	Procedimento
	Atividade de fixação
	Conclusão
	AULA 1 ROTEIRO 2
	Procedimento
	Técnica de Faust
	Conclusão
	AULA 2 ROTEIRO 1
	Procedimento
	Conclusão
	Objetivo
	Procedimento
	Conclusão
	Atividade de Fixação
	Objetivo
	Procedimento
	Conclusão
	AULA 3 ROTEIRO 2
	Objetivo
	Procedimento
	Conclusão
	AULA 4 ROTEIRO 1
	Objetivo
	Procedimento
	Atividade de fixação
	Caso Clínico 1
	Perguntas
	Caso Clínico 2
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	Caso Clínico 3
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