2018 Exame parasitológico de fezes (EPF) - Métodos

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A OMS mostrou que as principais causas de morte no mundo (1997) eram as doenças infecciosas e parasitárias, responsáveis por 33% de todos os óbitos. Vinham, em 2ºlugar, as doenças do sistema circulatório (29%) e, em 3º, os cânceres (12%).
"Ser ou não ser, eis a questão"
BPL em Laboratório de Análises Clínicas 
Parasitologia
Todas amostras submetidas a exame parasitológico são consideradas potencialmente infecciosas.
Qualquer outro material recebido no laboratório, para exame deve ser considerado infeccioso.
Devem ser tomadas as devidas precauções, utilizando-se ao máximo materiais preservados e fixados e evitando o uso de técnicas altamente contaminantes.
Quando for necessária a manipulação de materiais a fresco, devemos empregar técnicas assépticas e de desinfecção. 
Planejar / adequar as instalações físicas do local (diminuir riscos operacionais).
Capacitar todos os profissionais com as normas de biossegurança.
Ter manuais de biossegurança em locais acessíveis.
Nomear os responsáveis pela biossegurança.
Trabalhar exclusivamente em bancada própria para execução da técnica.
 
BIOSSEGURANÇA
Lavar sempre as mãos, antes e após o término parcial ou total das atividades laboratoriais.
Cortar regularmente as unhas, mantendo-as curtas.
Utilizar sempre luvas de manipulação, com sua região distal cobrindo a ponta do jaleco de manga longa.
Proibir comer, beber, fumar e aplicar cosmético no interior da área de trabalho.
Tendo ocorrido contaminação no local, execução da técnica descrita no manual de Biossegurança.
 
BIOSSEGURANÇA
Acondicionamento
Acondicionamento do Material (numero de coletas, distância, forma de transporte, tipos de acondicionantes). 
Qualquer evacuação do dia.
FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE
 
 Fatores a considerar:
Tipo de recipiente: limpo e seco, boca larga, 250ml, vedação hermética (impede o derrame e preserva a umidade).
Cada amostra deve ter as seguintes informações: nome do paciente, número de identificação, idade, sexo, data e horário de coleta.
Critérios morfológicos – colheita bem-feita e boa preservação das amostras fecais.
Obs: Material fecal inadequadamente colhido, velho ou mal preservado - pequeno valor diagnóstico.
COLETA DE MATERIAL
Princípios gerais do 
diagnóstico parasitológico
Como para as outras doenças infecciosas:
Mantém-se o primado da clínica.
Os exames laboratoriais são complementares do diagnóstico.
O diagnóstico etiológico é feito pela identificação do agente infeccioso.
Princípios gerais do 
diagnóstico parasitológico
Particularidades:
A detecção do agente é, na maioria dos casos, a sua visualização macro ou microscópica.
A detecção de anticorpos, embora útil, raramente é diagnóstica....
Os testes de susceptibilidade a fármacos não fazem parte da “rotina
MIF (mercúrio, iodo e formol) – mais popular
Formol 10% - proibição do mercúrio
Formol tamponado
SAF (acetado de sódio, ácido acético glacial, formol e água destilada) – bom para trofozoítos em fezes diarreicas
Embrulhar em papel e armazenar na geladeira (5-10ºC) ou isopor com gelo – até 48hs
Conservantes
Colocar o conservante, a amostra, homogeneizar bem e colocar mais conservante
Quando são feitas várias coletas em dias alternados, elas podem ser misturadas no mesmo recipiente
CONSERVANTES
Exame parasitológico de fezes (EPF)
Exame macroscópico  verificar a consistência, odor, presença de elementos anormais como muco ou sangue e de vermes adultos ou parte deles.
Exame microscópico  pesquisar e visualizar as formas parasitárias. 
Exame Macroscópico
Enviar ao laboratório todo o bolo fecal ou 20 a 30g.
Realizar diferentes técnicas, um único EPF negativo – sem valor diagnóstico.
Não deve haver demora entre a coleta e a realização do EPF.
Drogas e compostos químicos:
Tetraciclinas- intervalo de 2 a 3 semanas após a administração.
Bário ou bismuto (contraste radiológico sulfato de bário) 
Ação abrasiva - destruição de trofozoítos – intervalo de 48 horas – fezes impróprias para EPF.
Magnésio (estrutura em forma de cristal) - Interferem na estrutura dos trofozoítos.
Exames macro e microscópico satisfatórios
Visualização Pormenorizada da Amostra Coletada
 
Odor
Coloração
Presença de alimentos não digeridos.
Helmintos inteiros ou fragmentados.
Presença de sangue.
Pus.
Muco.
Gordura.
Dentre outros. 
EXAME MACROSCÓPICO
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ODOR
As bactérias presentes nas fezes produzem 
gases e mau cheiro. 
O odor varia em função do que comemos e bebemos. 
Ele será mais intenso quando ingerimos mais comidas artificiais e químicas. 
As fezes muito mal cheirosas podem estar relacionadas a problemas de saúde, como transtornos de má absorção, enfermidade celíaca, de Crohn, pancreatite crônica ou fibrose quística.
ODOR 
COR
COR 
COR 
COR 
Gama do marrom: 
Os tons marrons e verdes são considerados normais. A cor é determinada pelo o que se come e pela quantidade de bílis.
Marrom amarelado ou amarelo: 
Pode ser uma infecção causada pela bactéria giárdia ou por um transtorno como Síndrome de Gilbert. 
A giárdia produz diarreia amarelada. Já a síndrome de Gilbert, caracteriza-se por um excesso de bilirrubina na corrente sanguínea. 
A bilirrubina tem a cor laranja-amarelado.
COR 
Verde: 
É um sinal de que a comida passa pelo intestino grosso muito rapidamente, devido, por exemplo, à diarreia. 
Como resultado, a bílis não tem tempo de degradar-se completamente. 
Verduras, alimentos com corante e suplementos de ferro também podem dar essa coloração às fezes.
Branco: fezes brancas não são normais e devem ser diagnosticadas rapidamente. 
A razão é ausência de bílis, o que pode indicar algum transtorno no fígado ou na vesícula.
COR 
Os tons de vermelho indicam a presença de sangue nas fezes. Isso pode ser causado por um sangramento do sistema digestório, da boca ou do ânus.
Vermelho quase preto: 
indicam que o sangramento é na parte alta do sistema digestivo: esôfago, estômago e a primeira parte do intestino delgado. 
As causas podem ser úlceras, gastrite ou varizes no esôfago ou estômago.
Vermelho brilhante ou quase marrom: 
o sangramento se localiza na última parte do trato intestinal, como o intestino delgado ou o reto, causando, inclusive, hemorroidas. 
Pode ser causado por dano aos esfíncteres, devido à pressão de fezes muito duras.
 
Também pode estar relacionado a pólipos no intestino, câncer de intestino, enfermidade de Crohn e infecções intestinais.
COR 
COR 
COR 
Presença de não digeridos
PRESENÇA DE ALIMENTOS 
Helmintos inteiros ou fragmentados.
PRESENÇA DE HELMINTOS 
Presença de sangue
SANGUE
SANGUE
Pus.
Muco.Pus e Muco
Identificações Erradas nos Exames Parasitários
Artefatos - Estrutura parasitária. 
Grãos de Pólen 
Cisto de Protozoários;ou
Ovo de Helmintos.
Células Epiteliais Intestinais e Macrófago 
Trofozoítos de Amebídeos.
Fibras Vegetais e Pelos Animais ou Vegetais
Larvas de Nematóides.
TAMANHO
Tamanho:
Quanto ao diâmetro, as fezes estreitas não indicam problema algum, em geral. 
Quando se afinam, assemelhando–se a um lápis, podem indicar obstrução do cólon devido a um tumor ou câncer de cólon. 
As fezes que são muito largas podem indicar falta de tônus muscular do cólon por falta de exercício, escassa absorção de minerais ou uma dieta pobre em fibras.
CONSISTÊNCIA
Fezes pastosas: 
Uma pequena quantidade pastosa nas fezes é considerada normal. É indício de que essa esse aspecto gelatinoso é fabricado pelos intestinos para manter a parede do cólon úmida e lubrificada. 
A presença regular de pastosidade excessiva e, especialmente, se acompanhada de sangue, pode ser um sinal de alarme. Pode-se tratar de uma infecção intestinal ou causas mais sérias, como enfermidade de Crohn e, até mesmo, câncer.
CONSISTÊNCIA 
Fezes que boiam: 
Nas fezes saudáveis, metade boia e a outra metade afunda. 
As fezes que boiam podem conter gordura sem digerir o excesso de gás por fermentação. 
As fezes que afundam completamente contêm minerais sem digestão ou estão demasiadamente compactadas por retenção e falta de umidade.
Fezes com alimentos: 
Quando aparecem restos de alimentos significa que eles não foram corretamente digeridos, isto é, que o organismo não os absorveu. 
CONSISTÊNCIA 
A tabela de Bristol classifica as fezes em sete tipos. Cada um deles depende do tempo em que a matéria fecal permaneceu no cólon. As fezes ideais são as numeradas em 3 e 4.
TABELA BRISTOL 
Classificação das fezes recém-emitidas 
sem a presença de conservante em:
Formadas  
Pastosas  
Líquidas  
*Seniformadas  
FORMA 
Amostras líquidas:
Examinar 30 minutos após a evacuação.
Amostras pastosas: 
Examinar uma hora após a evacuação.
Não sendo possível observar a orientação: o material deverá ser preservado. 
Obs.: Se não atender os critérios de coleta pode ser necessário a solicitação de nova coleta. 
ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS
FiG 1. Distribuição de cistos e trofozoitas em relação à consistência do material fecal. 
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Coletar 3 amostras, sendo:
2 evacuações normais; 
E a 3ª evacuação, depois da administração de um laxante. 
 Após o tratamento
Para protozoários: 
 Coletar 3 amostras de 3 a 4 semanas após o tratamento.
Para helmintos: 
 Controle 1 a 2 semanas após o tratamento.
 Para tênias: novo exame após 5 a 6 semanas. 
Antes de iniciar o tratamento
A possibilidade de encontrar parasitas aumenta pelo exame de amostras múltiplas, em razão:
a) da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos.
b) dos estágios dos protozoários.
c) das limitações das técnicas de diagnósticos.
d) intermitência da eliminação de certos parasitas. 
Ex: A. lumbricoides, Ancilostomídeos e T. trichiura emitem ovos com certa continuidade, detectados diariamente nas fezes.
 
Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos de G. lamblia: intermitência de passagem com intervalos de 2 a 8 dias. 
Procedimento ideal: Coletar, em dias separados, uma série de 3 amostras em 10 dias ou uma série de 6 amostras, em dias alternados, dentro de 14 dias. 
Controle de Cura: coletar no 7º, 14º e 21º dia após o tratamento.
AMOSTRAS MÚLTIPLAS
A entrega do material no máximo duas horas depois da coleta (pelo paciente até o laboratório).
O material pode ser guardado em refrigerador por 12horas (podem ser utilizados conservantes químicos = 2/3 para cada uma parte de fezes).
Material fecal se apresentar aquoso ou amolecido (podem encontrar trofozoítos de amebídeos que apresentam grande mobilidade) – vitalidade
Obs.:material coletado na residência do paciente um fixador adequado para trofozoítas (Solução de Schaudinn, Álcool Polivinílico - APV, SAF e Solução de Bouin).
Obs.: seqüência de coleta de várias amostras (fase crônica de infecções)
 
Conservação
PRESERVAÇÃO 
Temporária:
Refrigeração (5–10°C) em recipientes hermeticamente fechados - evita o dessecamento - ovos , larvas e cistos viáveis vários dias. Examinar no máximo 2 a 3 dias após a coleta. 
Larvas de S. stercoralis e dos ancilostomídeos poderão sofrer alterações morfológicas.
Permanentes:
As fezes devem ser colocadas no conservante logo após a evacuação.
Fixadores: solução de formaldeído, mertiolato-iodo-formaldeído (MIF), álcool polivinílico (PVA).
OBS: solução de formaldeído – vantagem: fixa os oocistos e destrói seu poder patogênico.
 Vantagens:
 Além de fixador, é corante;
 Fácil preparo;
Adequado para os métodos de concentração.
 Desvantagens:
 Inadequado para a preservação da morfologia de trofozoítos.
 O iodeto interfere com outros métodos de coloração; 
 O iodeto pode causar distorção em protozoários.
Solução Mertiolato-Iodo-Formaldeído (MIF)
AMOSTRAS: 
Enteroparasitas – diagnóstico pelo exame das fezes. 
Outras amostras: – favorecem o diagnóstico de vários parasitas. 
Urina: infecções por T. vaginalis (urina recente e 1ª micção).
 
Escarro: Encontra-se estágios de larvas de A. lumbricoides , S. stercoralis e de anciolostomídeos, protozoários como E. histolytica. 
Secreção Urogenital: T. vaginalis – secreção urogenital do homem e da mulher. 
 
Swab Anal: E. vermiculares – ovos depositados na região perianal – nas fezes: os ovos são detectados em não mais de 5% dos indivíduos infectados.
AMOSTRAS: 
Aspirados de Abscessos: 
Abscessos pulmonares: E. histolytica. ·  Abscessos hepáticos: E. histolytica. 
Aspiração do líquido hidático: no momento da cirurgia para a extirpação do cisto (hidátide).
Conteúdo Duodenal: Recuperar e diagnosticar larvas de S. stercoralis, protozoários como G. lamblia.
Exame Microscópico
Indicadores de anormalidades, tais como:
Células epiteliais em grande número associadas com hemácias (pode indicar processo ulcerativo intestinal).
Cristais de Charcot-Leyden (podem indicar amebíase).
Numerosas células leucocitárias (indicação de processo infeccioso – principalmente de origem bacteriano).
Pesquisa de estruturas parasitárias
Cristais de Charcot-Leyden
Qualitativas: 
Pela sensibilidade da técnica identificar o tipo de parasita na amostra fecal. 
Exemplos: 
Métodos Direto, a fresco, Lutz; e dentre outros.
Quantitativas
Pela sensibilidade da técnica identificar e dimensionar o grau de infecção do paciente.
Ex.: Método de Kato-Katz 
Para uma avaliação parasitológica das amostras fecais 
podem ser classificadas em:
TÉCNICAS 
Os Métodos Diretos envolvem:
O encontro do parasita ou de um de seus estágios evolutivos, no material colhido de um paciente.
A multiplicação do parasita por meio de cultura ou pela inoculação de animais, possibilitando a demonstração dos mesmos.
MÉTODOS 
Os Métodos Indiretos envolvem:
Reações imunológicas com as quais se pesquisa, “in vitro”, a presença de anticorpos produzidospelo paciente contra os parasitos ou seus antígenos purificados.
Reações intradérmicas, pesquisando-se a imunidade no próprio paciente.
MÉTODOS 
Inoculação intradérmica de 0,1 a 0,2 mL de leptomonas mortas.
Esse antígeno verifica a hipersensibilidade do tipo retardado à leishmanina.
É útil para o diagnóstico da leihsmaniose cutânea e mucocutânea mas é insatisfatória para as infecções viscerais.
Em caso positivos forma-se uma pápula em 48 a 72 horas, que permanece por 4 a 5 dias. 
Em casos fortemente reagentes forma-se uma pequena escara local.
Leishmanina (Reação de Montenegro)
MÉTODOS 
Exame Parasitológico de Fezes (E.P.F)
Tem como objetivo diagnosticar os 
parasitos intestinais eliminados nas fezes.
Muito específico e pouco sensível
Estágios usuais de diagnósticos:
Ovos e larvas de helmintos;
Trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários.
E P F 
Direto, A Fresco e MIF 
MÉTODOS 
Procedimento
Identificar a lâmina;
Colocar uma gota de água destilada no centro da metade esquerda da lâmina;
Com o auxílio de um bastão ou abaixador de língua ou um palito, peque uma pequena porção da amostra e misture com a gota de água destilada;
Coloque uma lamínula sobre a gota, tomando o cuidado para não formar bolhas de ar;
Percorra todos os campos da lâmina.
Para qualquer método ou técnica, sempre ler no mínimo 3 lâminas.
 MÉTODO DIRETO 
PRINCÍPIO DO TESTE - Este método é usado para pesquisar protozoários, ovos e larvas de helmintos diretamente no material fecal fresco ou preservado sem a utilização de procedimentos de concentração.
APLICAÇÃO CLÍNICA - É indicado para a identificação rápida das formas parasitárias, porém sua eficácia no diagnóstico parasitário depende do grau de infecção do paciente. Como não é utilizado nenhum procedimento para concentração das formas parasitárias, é considerado pouco sensível, só apresentando resultados positivos em infecções maciças.
PREPARO DO PACIENTE - Orientar o paciente para proceder à coleta das fezes em um recipiente limpo e seco, evitando a contaminação com urina, e transferir uma pequena parte das mesmas para o pote de coleta adequado (coletor de fezes ou coletor universal). 
 MÉTODO DIRETO 
Procedimento
Identificar a lâmina;
Colocar uma gota de solução salina no centro da metade esquerda da lâmina;
Com o auxílio de um bastão ou abaixador de língua ou um palito, peque uma pequena porção da amostra e misture com a gota de solução salina;
Coloque uma lamínula sobre a gota, tomando o cuidado para não formar bolhas de ar;
Percorra todos os campos da lâmina.
Para qualquer método ou técnica, sempre ler no mínimo 3 lâminas.
 MÉTODO A FRESCO
Procedimento
Identificar a lâmina;
Colocar uma gota de solução de lugol no centro da metade esquerda da lâmina;
Com o auxílio de um bastão ou abaixador de língua ou um palito, peque uma pequena porção da amostra e misture com a gota de solução de lugol;
Coloque uma lamínula sobre a gota, tomando o cuidado para não formar bolhas de ar;
Percorra todos os campos da lâmina.
Para qualquer método ou técnica, sempre ler no mínimo 3 lâminas.
 MÉTODO M I F 
COLETA: Realizada pelo próprio paciente e encaminhada ao laboratório conservada, se possível, em banho de gelo.
TIPO: Fezes pastosas ou formadas, frescas (sem conservantes) ou preservadas.
PRESERVAÇÃO, TRANSPORTE E VOLUME:
PRESERVAÇÃO: refrigeração de 4 a 8ºC (se o exame não for realizado de imediato).
TRANSPORTE: se possível em banho de gelo. 
VOLUME: Não aplicável.
 AMOSTRA
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Nãoooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooo
PADRÕES, CONTROLES, REAGENTES E 
OUTROS INSUMOS.
Padrões: Não aplicável. 
Controle: Não aplicável. 
Reagente: 
Solução de Lugol diluída 1:5
Iodo.........................................5,0g
Iodeto de Potássio .................10,0g
Água destilada q.s.p ...............100mL
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Nãoooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooo
RESULTADO POSITIVO: 
Presença de protozoários e/ou helmintos (larvas e ovos)
RESULTADO NEGATIVO :
 Ausência de formas parasitárias.
LIMITAÇÃO DO MÉTODO: Não aplicável.
VALORES DE REFERÊNCIA, CONTROLE DE QUALIDADE, 
VALORES CRÍTICOS
Valores de referência: Não aplicável.
Valores críticos: Não aplicável.
Controle de qualidade:
A limpeza dos materiais utilizados assegura a confiabilidade do resultado.
LINEARIDADE E LIMITE DE DETECÇÃO: Não aplicável.
 INTERPRETAÇÃO
Método de *Lutz (1919), 
Hoffmann, Pons & Jones(1934).
É a sedimentação espontânea de possíveis estruturas parasitárias.
Método de Ritchie(1948), 
Blagg(1979), Young (1979).
É a sedimentação por meio da centrifugação para visualizar estruturas parasitárias com a utilização da solução de formaldeído e éter etílico
MÉTODO DE SEDIMENTAÇÃO 
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*obs.:O Método de Lutz é chamado erroneamente de Hoffmann e Pons & Janer
 Método de Hoffman, Pons e Janer ( Método de Lutz) 
 ovos, larvas e cistos, alguns oocistos.
SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA
Diluir 2 g de fezes em 10 ml de água em um copo. Deixar nestas condições mais ou menos 10 minutos, até amolecerem.
Emulsionar com bastão de vidro. Juntar mais 10ml de água e misturar.
Coar com gaze dobrada 4 vezes, recolhendo-a em um copo cônico (copo para sedimentação) no qual ocorrerá a sedimentação espontânea do material a ser examinado.
Acrescentar mais ou menos 200ml de água.
LUTZ - PROCEDIMENTO
 Deixar em repouso até sedimentar (2 a 24 horas).
Decantar. Retirar parte do sedimento com pipeta de Pasteur.
Colocar uma gota do mesmo sobre a lâmina e adicionar uma gota de lugol. Cobrir com lamínula. Examinar ao microscópio.
LUTZ - PROCEDIMENTO
PRINCÍPIO DO TESTE - Este método se baseia na concentração por sedimentação espontânea das fezes.
APLICAÇÃO CLÍNICA - É indicado, principalmente para a pesquisa de Schistosoma mansoni, também servindo para pesquisa de ovos de cistos, larvas e ovos de helmintos.
PREPARO DO PACIENTE - Orientar o paciente para proceder a coleta das fezes em um recipiente limpo e seco, evitando a contaminação com urina, e transferir uma pequena parte das mesmas para o pote de coleta adequado (coletor de fezes ou coletor universal). 
LUTZ
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Obs.: O Método de Lutz é chamado erroneamente de Hoffmann e Pons & Janer
COLETA: Realizada pelo próprio paciente e encaminhada ao laboratório conservada, se possível, em banho de gelo.
TIPO: Fezes pastosas ou formadas, frescas (sem conservantes) ou preservadas.
PRESERVAÇÃO, TRANSPORTE E VOLUME:
PRESERVAÇÃO: refrigeração de 4 a 8ºC (se o exame não for realizado de imediato).
TRANSPORTE: se possível em banho de gelo. 
VOLUME: Não aplicável.
 AMOSTRA
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Nãoooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooo
PADRÕES, CONTROLES, REAGENTES E 
OUTROS INSUMOS.
Padrões: Não aplicável. 
Controle: Não aplicável. 
Reagente: 
Solução de Lugol diluída 1:5
Iodo.........................................5,0g
Iodeto de Potássio .................10,0g
Água destilada q.s.p ...............100mL
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Nãoooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooooo
RESULTADO POSITIVO: 
Presença de protozoários e/ou helmintos (larvas e ovos)
RESULTADO NEGATIVO :
 Ausência de formas parasitárias.
LIMITAÇÃO DO MÉTODO: Não aplicável.
VALORES DE REFERÊNCIA, CONTROLE DE QUALIDADE, 
VALORES CRÍTICOS
Valores de referência: Não aplicável.
Valores críticos: Não aplicável.
Controle de qualidade:A limpeza dos materiais utilizados assegura a confiabilidade do resultado.
LINEARIDADE E LIMITE DE DETECÇÃO: Não aplicável.
 INTERPRETAÇÃO