Análises em Microbiologia Clínica

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Procedimento
Operacional
Padrão
Grupo 5 - Microbiologia Clínica
Centro Universitário Unifacid
2021.2
Estágio Supervisionado II
Grupo 5 - Microbiologia Clínica
M. Eduarda A.
Mendes
202051501839
4º período
M. Clara
Gomes Silva
201851084606 
8º período
M. Gabrielle de
S. Lopes
201851256903
8º período
Maria de
Oliveira Soares
201751083705
8º período
PROCEDIMENTOS
Baciloscopia
Bacterioscopia
Pesquisa de Fungos
Teste de Sensibilidade aos Antibiogramas
Meios de Cultura Empregados no Exames Microbiológicos
M. Eduarda N.
Jorge
201751204791
8º período
Luan Victor
Palmeira Biá
201851265627
8º período
Baciloscopia
Robert Koch, em 1882, desvendou o agente etiológico que causa a
tuberculose auxiliando no diagnóstico e erradicação da doença. 
O Myconbacterium é um bacilo com propriedade de álcool-ácido
resistência, seu diagnóstico pode ocorrer via baciloscopia avaliando o
esfregaço com a amostra contaminada sendo este corado com a
técnica de coloração de Ziehl-Neelsen. 
Introdução
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Esse Procedimento Operacional Padrão foi elaborado pela seção
de Microbiologia Clínica e tem como produto final a pesquisa de
bacilos álcool-ácido resistentes na amostra do esfregaço corado,
coloração de Ziehl-Neelsen.
Objetivo
Setor de Microbiologia Clínica.Campos de Aplicação
Resolução N° 302, de 13 de outubro de 2005, dispõe sobre
regulamento técnico para funcionamento de laboratórios clínicos.Referências Normativas
Baciloscopia
Responsabilidade/Competência Biomédicos, farmacêuticos e técnicos de análises clínicas.
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Mão de obra especializada;
Reagentes de coloração;
Lâminas;
Microscópio;
Bico de Bunsen;
Amostra.
Procedimento
Corar com fucsina;
Realiza lavagem da lâmina;
Descolorir com álcool-ácido;
Realizar nova lavagem;
Uso de contra-corante azul de metileno ou verde malaquita;
Lavagem final;
Secar a temperatura ambiente.
Inicialmente, é realizada a coleta da amostra (escarro), em seguida
seleciona-se uma lâmina e identifica-se. O escarro é distendido na
lâmina e aguarda a secagem na temperatura ambiente e com a
chama este é fixado.
Quanto ao procedimento de coloração:
 Ao final, como o auxílio do microscópio realizar-se a análise e anotar
os resultados encontrados e por fim, interpretar e laudar.
Baciloscopia Conteúdo do padrão
Recursos Necessários
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A limpeza da lâmina é feita antes de se iniciar a preparação do esfregaço;
Forre a bancada com papel toalha ou outro capaz de absorver respingos; 
Organize tudo na bancada de forma a assegurar um fluxo de trabalho lógico e seguro. 
Coloque enfileirados, na sua frente, os potes das amostras que vai processar primeiro. 
Identifique uma lâmina para cada amostra;
Lavar essas lâminas com água e detergente neutro, enxaguá-las bem e depois colocá-las
imersas em um recipiente com álcool etílico comercial e tampa;
Se estiver trabalhando fora da cabine de segurança biológica, acenda o bico de Bunsen entre
você e a bandeja;
Tire lentamente a tampa da amostra, para evitar a formação de aerossóis, e coloque-a virada
para cima, na bandeja;
Retire com as duas pontas farpadas de um palito, a partícula maior e mais purulenta da
amostra e deposite-a na lâmina próximo à borda fosca;
Distenda a amostra na lâmina, com uma das partes do palito em posição horizontal e deve
cobrir 2/3 da lâmina, sem deixar espaços vazios;
Coloque a lâmina, com o esfregaço voltado para cima, para secar em temperatura ambiente;
Com as chamas, fixe o esfregaço;
Por fim, realiza-se o processo de coloração da lâmina.
Baciloscopia
Procedimento Detalhado
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Análise do Esfregaço
Jaleco;
Máscara N95;
Touca;
Luvas.
Equipamentos de
Proteção Individual
(EPIs)
Baciloscopia
Figura 1- Leitura e interpretação da baciloscopia
Fonte: Manual de tuberculose (2019)
BAAR / CAMPO RESULTADO
- -
1-9/100 campos
10-99/100 campos
1-10/50 campos
10/20 campos
relatar quantidade
+
+++++
Fonte: Manual de tuberculose (2019)
Tabela 1-
Resultado da
baciloscopia
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Bacterioscopia LARISSA
Aplicação: Utilizado para classificar bactérias com base no tamanho,
morfologia celular e comportamento diante dos corantes. No laboratório de
microbiologia clínica é um teste adicional rápido para o diagnóstico de
agentes infecciosos, sendo também utilizado para avaliar a qualidade da
amostra clínica analisada. 
Metodologia: Realizado em amostras clínicas para avaliação da presença
de células e microrganismos, visando um diagnóstico presuntivo. 
Material biológico:
1. Urina → consultar POP de Urocultura. 
2. Líquidos Corporais → consultar POP de Cultura de Líquidos Corporais.
3. Sangue → consultar POP de Hemocultura e Cateter.
4. Secreções → consultar POP de Cultura de Secreções.
5. Secreções genitais → consultar POP de Cultura de Secreções Genitais.
6. Fezes → consultar POP de Cropocultura.
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a) Em uma lâmina estéril acrescentar o elemento a ser estudado e as substancias necessárias para cada tipo de material biológico →
consultar POP especifico da amostra.
b) Preparar um esfregaço homogêneo e delgado.
c) Aguarde a secagem.
d) Após seco passe três vezes pela chama do bico de Bunsen para fixar o esfregaço
Preparar o esfregaço:1.
2. Corar:
Bacterioscopia Procedimento
I. Apoiar a lâmina já fixada em um suporte adequado para a coloração.
II. Cobrir a área com a solução de cristal-violeta por cerca de um minuto.
III. Decantar o cristal-violeta e lavar suavemente com a própria solução de iodo ou água da torneira. (Obs.: lavagem excessiva nessa etapa
pode causar a retirada do cristal violeta das células Gram-positivas).
IV. Cobrir a área do esfregaço com a solução de iodo durante cerca de um minuto.
V. Descorar a lâmina com a mistura álcool-acetona (1:1), até que o solvente escorra incolor.
VI. Alternar com água corrente (jato fraco). O tempo usualmente utilizado nessa etapa é de cerca de 10 segundos. (Obs.: lavagem excessiva
nessa etapa pode causar a retirada do cristal-violeta das células Gram-positivas, assim como, a pouca descoloração pode resultar em pouca
retirada do cristal-violeta, ocasionando uma totalidade azulada nas bactérias Gram-negativas.
VII. Cobrir o esfregaço com a solução de safranina (ou fucsina básica 0.1 % a 0.2%), por cerca de 30 segundos.
VIII. Lavar com água corrente.
IX. Deixar secar ao ar, ou em temperatura branda (50°C) usando secador de cabelos
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Bacterioscopia
As bactérias Gram-positivas retêm o cristal-violeta e se apresentam com
coloração violeta enquanto as Gram-negativas são descoradas pelo
álcool-acetona, sendo, portanto, coradas com o corante de fundo (fucsina
ou safranina) e se apresentam avermelhadas.
1. Leitura do Gram:
Utilizando a objetiva de menor aumento (10X), fazer uma análise do
esfregaço como um todo, avaliando:
a) a qualidade e uniformidade da coloração e a espessura do esfregaço;
b) se o material clínico coletado é apropriado para a cultura, observando
a quantidade relativa
de leucócitos, hemácias, células epiteliais;
c) a presença de bactérias pertencentes a microbiota normal, indicando
uma coleta inadequada da amostra clínica;
d) presença, localização e tipo de grupamento bacteriano;
e) presença de filamentos pseudo-hifas e leveduras.
Passar para a objetiva de imersão (100X) e examinar várias áreas para
melhor avaliação da coloração e dos diferentes tipos de micro-
organismos presentes, principalmente perto de células inflamatórias
2. Identificar os micro-organismos presentes:
a) Pela morfologia:
I. Cocos – pontinhos arredondados ou bolinhas (bactérias de formato
esférico).
II. Diplococos – cocos em duplas.
III. Estafilococos – cocos em cachos.
IV. Estreptococos – cocos enfileirados.
V. Cocobacilos – bastonetes muito curtos, forma intermediaria entre
os cocos e os bacilos.
VI. Bacilos – bactérias em formato de bastões ou bastonetes (retos).
VII. Vibriões – bacilos curvos.
VIII. Espiroquetas – bacilos em formato helicoidal.
b) Pela coloração:
I. Gram.
I.1 Gram-positivos – coloração arroxeada.
I.2 Gram-negativo – coloração rosada ou avermelhada.
Resultados: Como reportar
Bacterioscopia Resultados: Como reportar
 Numérica:
 Qualitativa: 
3. Sistema de Quantificação.
Relatar células epiteliais, leucócitos e micro-organismos de forma
numérica ou qualitativa observando o esfregaço em imersão 1000X (10
ocular e objetiva de 100). 
 a) 1+: < 1 por campo de imersão
 b) 2+: 1 por campo de imersão.
 c) 3+: 2-10 por campo de imersão.
 d) 4+: predomínio ou > 10 por campo de imersão.
a) Raros: >1 por campo de imerssão.
b) Poucos: de 1 a 5 por campo de imersão
c) Moderados: 5 a 10 por campo de imersão.
d) Abundantes: > de 10 por campo de imersão.4. Definir a que grupo pertence e quais os processos específicos:
a) Cocos gram-positivos → Consultar POP de Identificação de Cocos
Gram-Positivos.
b) Bacilos gram-negativos → Consultar POP de Identificação de
Bacilos Gram-Negativos.
c) Micobactérias → Consultar POP de Identificação de
Micobactérias.
Precipitação do corante violeta simula cocos
Gram-positivos;
Uso de laminas que não tenham sio pré-limpas
ou desengorduradas;
Espessura do esfregaço, que pode corar
irregularmente;
Superaquecimento da fixação pelo calor,
levando á destruição da morfologia;
Descoloração insuficiente com álcool-acetona
permite a retenção do cristal-violeta, o que
dificulta a observação de bactérias Gram-
negativas;
A discordância de resultados entre o
esfregaço corado pelo Gram e a cultura pode
estar relacionada com a coleta ou meios de
transporte e conservantes inadequados; 
Um resultado positivo de Gram com cultura
negativa pode sugerir contaminação do
corante, presença de agentes antimicrobiano
na amostra do paciente ou falha no
crescimento de micro-organismos devido ás
condições utilizadas (atmosfera, ação seletiva
dos meios de cultura, etc.) 
Causas Comuns de Erro
Bacterioscopia 
Verificar diariamente a aparência dos
reagentes. Se a solução de cristal-violeta
precipitar, refiltre antes de usar. A
evaporação pode afetar a eficácia dos
reagentes. É recomendado que as
soluções de trabalho sejam trocadas
regularmente, dependendo da demanda. 
Diariamente e quando novos reagentes
forem preparados, corar juntamente com
os esfregaços da rotina, lâminas
controles. Esfregações de Escherichia
coli, Staphylococcus epidermidis ou
Staphylococcus aureus são preparados e
fixados.
 Resultados esperados: Bacilos Gram-
negativos - coloração rósea e cocos
Gram-positivos – coloração violeta. 
Controle de Qualidade
A revisão diária de lâminas de Gram,
selecionadas pelo supervisor, pode ajudar
e determinar a necessidade de
treinamento e adicionar informações de
relevância clínica. 
Comparar resultados da cultura com a
leitura de Gram.
Fazer manutenção preventiva e limpeza
dos microscópios. 
Sistema de Revisão dos
Resultados do Gram
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Pesquisa de Fungos
É a pesquisa de leveduras e fungos filamentosos em amostra clínica sob a
forma de esfregaço corado ou análise direta em lâmina.
APLICAÇÃO
- Exame realizado para diagnóstico de micoses superficiais, cutâneas,
subcutâneas e profundas de amostras diversas.
- MICOSES SUPERFICIAIS: são pesquisados os dermatófitos e outros fungos
isolados nas dermatofitoses além das leveduras.
- MICOSES CUTÂNEAS, SUBCUTÂNEAS E SISTÊMICAS: a pesquisa é
direcionada para a pesquisa de diferentes fungos, de acordo com o sítio da
coleta.
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Limpar o local da coleta com álcool 70%, água estéril ou soro fisiológico. Realizar o raspado com lâmina
de microscopia (vidro), colhendo a maior quantidade possível de fragmentos de tecido epidérmico.
Colocar o material em uma placa de Petri descartável, identificar, vedar e armazenar a coleta em
temperatura ambiente até enviar para laboratório.
Pele
Limpar o local a ser coletado com álcool 70%, água estéril ou soro fisiológico. Realizar o raspado nas
bordas da lesão se houver zona de alopecia, bem como retirar fios de cabelo com auxílio de uma pinça.
Colocar o material em placa de Petri descartável, identificar, vedar com fita crepe e armazenar a
temperatura ambiente até o momento de envio.
Pelo (Couro Cabeludo)
Fazer antissepsia suave do local com álcool 70%. Retirar esmalte 2 horas antes da coleta e lavar com
água e sabão. Colocar o material obtido em placa de Petri descartável, vedar e armazenar a
temperatura ambientes até o momento de envio para o laboratório.
Unha
Pesquisa de Fungos Materiais Clínicos
Urina Colher urina jato médio ou conforme solicitação médica em frasco estéril. Enviar em temperaturaambiente até 2 horas ou refrigerado até 24 horas.
Escarro, Lavado
Brônquico, Líquidos
Corporais e Secreções
Colher a amostra em coletores estéreis e secos. Anotar na solicitação o local da coleta e a descrição do
material. Enviar em temperatura ambiente até 2 horas ou refrigerado até 24 horas.
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Acondicionar em frascos estéreis com solução fisiológica estéril em volume suficiente para cobrir todo
o fragmento. Enviar em temperatura ambiente até 2 horas ou refrigerado até 24 horas.
Fragmentos de Biópsias
ou Autópsias
Preparar esfregaços do material em uma lâmina lisa e limpa. Esperar a lâmina secar e colocar em
frasco porta-lâminas e enviar ao laboratório em temperatura ambiente.Medula Óssea
Colher com swab a secreção da região afetada e colocar em um tubo contendo salina estéril (material
suficiente para turvar o meio). Enviar em temperatura ambiente até 2 horas ou refrigerado até 24 horasSecreções
Pesquisa de Fungos Materiais Clínicos
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A coleta de raspado de pele, pelo, unha, couro
cabeludo e etc. deve ser realizada
preferencialmente no laboratório.
Coletar a amostra antes da introdução do
antifúngico ou em caso de uso de medicamento
suspender com orientação médica, antes da coleta.
Não usar esmaltes, pomadas e hidratantes.
Pesquisa de Fungos Preparodo Paciente
Não utilizar medicamentos tópicos na semana que
antecede os exames.
Não utilizar antissépticos orais antes da coleta.
Antifúngicos orais devem ser suspensos 15 dias
antes da coleta a critério médico, caso não seja
possível, informar o medicamento em uso.
A administração de antifúngicos não impede a
realização do exame, mas, em algumas situações,
pode interferir no resultado.
OBSERVAÇÕES:
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AMOSTRAS DE RASPADOS DE LESÕES SECAS:
encaminhar em placas de Petri descartável em até 24
horas em temperatura ambiente.
MATERIAL EM MEIO DE TRANSPORTE (SALINA):
temperatura ambiente até 2 horas ou em 24 horas se
refrigeradas.
Material em swab deve ser descarregado em tubo com
salina;
ESTABILIDADE
Pesquisa de Fungos
Tubos com salina;
Placa de Petri descartável;
Swab com meio de transporte;
Acondicionado á temperatura ambiente ou
refrigerado em caixa apropriada para transporte.
TRANSPORTE
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Geralmente, 72 horas.
Prazo para Resultado
Amostras coletadas em swab (secreção purulenta) devem
ser enviadas em tubos com salina estéril ou água
destilada estéril.
Enviar em até 8 horas refrigerada ou 2 horas na
temperatura ambiente.
Raspados de pelo (couro cabeludo), pele e unhas (lesões
secas), enviar em placa de Petri em até 24 horas após a
coleta em temperatura ambiente.
Prazo para Recebimento
Pesquisa de Fungos
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Teste de Sensibilidade aos Antibiogramas
Finalidade: Teste que determina a sensibilidade de uma bactéria a
determinados antibióticos. 
Aplicação: São indicados para qualquer organismo responsável por um
processo infeccioso que exija terapia antimicrobiana, quando é impossível
predizer a sensibilidade desse organismo. Com o resultado do antibiograma o
médico pode receitar o antibiótico mais indicado para tratar a infecção do
paciente. Evitando o uso de antibióticos que não teriam a resposta esperada e
que não combatem a infecção, além de evitar o surgimento de resistência. São
indicados, com maior frequência, quando se acredita que o organismo
causador da infecção pertence a uma espécie capaz de demonstrar resistência
aos agentes antimicrobianos normalmente usados. 
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Material Biológico
1. Urina
2. Líquidos corporais 
3. Sangue 
4. Secreções 
5. Fezes 
Procedimento
a) Primeiramente, será realizado a identificação de microrganismos de
amostras de sangue, urina, fezes e tecidos coletados do paciente que
supostamente esteja contaminado. 
b) Cada tipo de amostra há um procedimento de coleta específico, o mais
importante é que tome- se todo o cuidado, usando equipamentos
estéreis, e não contamine a amostra. Laboratório de Microbiologia.
c) Essas amostras serão encaminhadas para um laboratório de
microbiologia para que seja analisado e cultivado em meio de cultura que
favorece o crescimento bacteriano ou fúngico. 
d) Após crescimento, o microrganismo é isolado e submetido a testes de
identificação para que se possa chegar à conclusão do microrganismo
responsável pela infecção. 
e) Se o teste for efetuado diretamente com o material clínico, os resultados
devem ser reportados como preliminares, repetindo-se o teste de
sensibilidade usando a metodologia padronizada
Teste de Sensibilidade aos Antibiogramas
1. Coleta e Identificação
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Procedimento
a) Após isolamento, é realizado o antibiograma para que se saiba o perfil de sensibilidade e resistência do microrganismo identificado. 
Teste de Sensibilidade aos Antibiogramas
2. Teste de Sensibilidade à antibiogramas:
I. Antibiograma por difusão em ágar:
Pelo menos de três a cinco colônias, bem isoladas, do mesmo tipo morfológico são selecionadas da placa de ágar. A superfície de cada
colônia é tocada com uma alça, e os microrganismos são transferidos para um tubo.
Ajusta-se a turbidez da cultura em crescimento com solução salina estéril ou caldo, de modo a obter uma turbidez óptica comparável à da
solução padrão de McFarland a 0,5.
Mergulha-se um swab de algodão estéril na suspensão ajustada. O swab deve ser girado váriasvezes e apertado firmemente contra a
parede interna do tubo, acima. Isso ajudará a retirar qualquer excesso de inóculo no swab.
A superfície seca da placa de ágar Müeller-Hinton é inoculada esfregando o swab em toda a superfície estéril do ágar. Repete-se o
procedimento esfregando outras duas vezes, girando a placa, a fim de assegurar a distribuição uniforme do inculo. Como passo final,
passa-se um swab na margem da placa de ágar.
a) Inoculação
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Procedimento
Teste de Sensibilidade aos Antibiogramas
2. Teste de Sensibilidade à antibiogramas:
I. Antibiograma por difusão em ágar:
 Um conjunto predeterminado de discos antimicrobianos é
colocado na superfície de uma placa de ágar semeada. Cada
disco deve ser pressionado de encontro à placa, de maneira a
assegurar contato completo com a superfície de ágar.
Na seleção dos agentes para grupos específicos de
testes/relatórios, deve-se considerar a eficácia clínica, a
prevalência de resistência, a minimização do surgimento de
resistência, custo, e as atuais recomendações consensuais
para drogas de primeira escolha e drogas alternativas. 
As placas devem ser invertidas e colocadas numa estufa, a
35° C, até 15 minutos após a aplicação dos discos.
b) Seleção de Discos 
Após 16-18 horas de incubação, examina-se cada placa. Se a placa foi
satisfatoriamente semeada, e o inóculo era correto, os halos de inibição
resultantes serão uniformemente circulares e haverá um tapete
confluente de crescimento.
Na ausência de crescimento, diz-se que o microrganismo é sensível
àquele antibiótico, sendo considerado o mais indicado para o tratamento
da infecção. A zona do diâmetro é particular para cada droga e
organismo, sendo comparado com diâmetros padronizados pelo órgão
oficial que determina os padrões para TSA, onde determinará se cada
microrganismos é sensível, intermediário ou Resistente. Os diâmetros
dos halos de inibição total (julgadas a olho nu) são mensurados,
incluindo o diâmetro do disco.
Os halos são medidas em milímetros usando um paquímetro ou uma
régua, que é encostado na parte de trás da placa de Petri invertida. 
c) Análise
Procedimento
Teste de Sensibilidade aos Antibiogramas
2. Teste de Sensibilidade à antibiogramas:
II. Antibiograma baseado em diluição
Neste procedimento será feito recipientes com várias
diluições de antibiótico com doses diferentes, onde são
colocados os microrganismos que serão analisados, e é
determinada a Concentração Mínima Inibitória (CMI) do
antibiótico. O recipiente em que não foi observado
crescimento microbiano corresponde à dose do antibiótico
que deve ser utilizada no tratamento, já que impediu o
desenvolvimento do microrganismo. 
CONTROLE DE QUALIDADE
Teste de Sensibilidade aos Antibiogramas
Para controlar a precisão
(reprodutibilidade) e acurácia dos
testes de disco-difusão, é
necessário dispor de várias cepas
de controle de qualidade, obtidas
de fonte confiável.
As cepas de controle de qualidade
recomendadas incluem as
seguintes.
Enterococcus faecalis ATCC® 29212
Escherichia coli ATCC® 25922
Escherichia coli ATCC® 35218
Haemophilus influenzae ATCC® 49247
Haemophilus influenzae ATCC® 49766
Klebsiella pneumoniae ATCC® 700603
Neisseria gonorrhoeae ATCC® 49226
Pseudomonas aeruginosa ATCC® 27853
Staphylococcus aureus ATCC® 25923
Streptococcus pneumoniae ATCC® 49619
Meios de Cultura
Descrição das instruções básicas para preparação e armazenamento dos
meios de cultura:
Grande parte dos meios de cultura utilizados estão disponíveis na forma de pó
desidratado, estes também podem ser encontrados prontos para o uso. Sendo
assim só há necessidade de formulação de um meio quando não existir opção
comercial. Uma amostragem de cada lote sempre deve ser submetida a um
controle de qualidade para verificação da esterilidade, também devem ser
realizados testes adicionais para observar as propriedades nutritivas de cada
meio. 
A validade de cada teste deve ser determinada observando os diferentes
parâmetros durante um determinado período de tempo. No geral, a literatura
pode oferecer informações a respeito do prazo de validade máximo de cada
meio quando preparado conforme as especificações. Características
importantes como cor, desidratação, esterilidade e propriedades seletivas
devem ser verificadas periodicamente para estabelecer a validade.
Preparar suspensão do microrganismo-teste em escala 0,5 de
McFarlard em 4,95 de solução fisiológica estéril. Semear 0,01 ml da
diluição na placa. 
Verificação das
propriedades nutritivas:
 0,5 da suspenção da escala 0,5 de McFarland é diluída em 4,5ml de
solução fisiológica estéril. Semear 0,01ml da suspenção diluída na
placa.
Verificação das
propriedades seletivas:
Semear 0,01ml de um inoculo na escala de McFarland diretamente
no meio. Meios líquidos:
Testes de Perfomance
Os meios de cultura preparados no laboratório devem seguir os testes abaixo para garantir o controle de qualidade. 
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Meios de Cultura
Não utilizar meios de cultura com prazo de validade vencidos.
Ao utilizar os meios prontos para uso sempre verificar se as
placas ou tubos estão ressecados.
Observar com atenção as recomendações do fabricante.
Recomenda-se a utilização de tubos com tampa de rocas, pois
evita o ressecamento do meio.
Todos os meios confeccionados devem ser devidamente
identificados com nome; data de fabricação e validade e o
tipo de armazenamento.
Os meios devem ser embalados em filme plástico
(preferivelmente PVC) transparente. Os meios não devem ser
embalados em sacos plásticos.
Recomendações Gerais
Cary Blair
Meios de Cultura Transporte e Conservação
Introduzir um "swab" estéril de madeira nas fezes recém coletadas;
Após a coleta, introduzir imediatamente o "swab" no meio de cultura e
quebrar a ponta da haste, de modo que a parte que contém o algodão
fique no meio de cultura;
Fechar o tubo;
Manter em temperatura ambiente até o momento de semear nos meios
seletivos adequados.
Meio formulado a partir do meio Stuart, uma vez que microrganismos
patogênicos e outros coliformes fecais sobrevivem bem neste meio. O que
difere este meio do meio de Stuart, é a adição de uma solução salina
balanceada de tampão fosfato inorgânico e omitindo da fórmula o azul de
metileno.
Utilidade 
Transporte do material fecal, com consequente conservação dos
microrganismos.
Inoculação 
Controle de qualidade
Crescimento bom (com 0, 24 e 48 horas de crescimento): Shigella flexneri.
Salina Tamponada
Meio de transporte de fezes.
Inocular 2 g da amostra de fezes e homogeneizar;
Incubar a 35 ±1°C por 12 a 18 horas.
Conservar de 4 a 8°C por até 3 meses.
Meio líquido tamponado que mantém a bactéria viável.
Utilidade 
Inoculação 
Controle de qualidade
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Meio Stuart
Meios de Cultura Transporte e Conservação
O material biológico deve ser coletado com auxílio de um "swab" estéril
com haste de madeira;
Após a coleta, introduzir imediatamente o "swab" no meio de cultura e
quebrar a ponta da haste, de modo que a parte que contém o algodão
fique no meio de cultura;
Fechar o tubo;
Manter em temperatura ambiente até o momento de semear nos meios
seletivos adequados.
A carência de uma fonte de nitrogênio impede consideravelmente a
multiplicação de microrganismos e a composição nutritiva garante a
sobrevivência deles.
Utilidade
Transporte de diversos materiais e consequente conservação dos
microrganismos. Conservação de microrganismos patogênicos como:
Haemophilus spp., Pneumococcus, Salmonella spp., Shigella spp. entre outros.
Inoculação 
Controle de qualidade
Conservar embalado de 4 a 8°C por 1 a 2 semanas.
Ágar Nutriente
Nutriente ágar tem várias aplicações no laboratório de Microbiologia, e
pode ser utilizado para análise de água, alimentos e leite como meio
para cultivo preliminar das amostras submetidas à exames
bacteriológicos e isolamento de organismos para culturas puras.
Uso mais frequente é para a conservação e manutenção de culturas em
temperatura ambiente neste ágar, como método opcional para os
laboratórios que não dispõem do método da crio conservação
(congelamento das cepas em freezer à - 70ºC).
Usado para observar esporulação de espécies de bacilos Gram positivos.
Estriar a superfície inclinada do meio;
Incubar.
O Nutriente Ágar é um meio relativamente simples, de fácil preparação e
barato, muito usado nos procedimentos do laboratório de Microbiologia.
Utilidade
Inoculação
Controle de qualidade
Crescimento bom a excelente: Escherichia coli ATCC 25922 e Streptococcus
pneumoniae ATCC 6305
Meio de Cultura Crescimento e Isolamento
Ágar Chocolate
Estriar a superfície do meio, usando a técnica de semeadura para isolamento;
Incubar a 35ºC por 24 horas.
Cor original do meio: castanho escuro (chocolate).
Colônias de tamanho pequeno a médio, com pigmento amarelo: sugestivo de Neisseria spp, Branhamella catarrhalis ou Moraxella spp.
Colônias pequenas e delicadas, com pigmento creme claro: sugestivo de Haemophilus spp.
Meio de Ágar Chocolate é amplamente utilizado para o cultivo de microrganismos exigentes, embora cresçam neste meio quase todos os tipos de
microrganismos.
À base do meio, é adicionado sangue de cavalo, carneiro ou coelho em temperatura alta, o que faz com que as hemácias lizem, liberando hemina e hematina,
compostos fundamentais para o crescimento dos microrganismos exigentes.
Observação: se utilizar sangue de carneiro ou coelho no lugar do sangue de cavalo, adicionar os suplementos a base de NAD (coenzima I) e cisteína após
resfriar a base achocolatada à aproximadamente 50ºC.
Utilidade
Crescimento de microrganismos exigentes Haemophilus spp., Neisseria spp., Branhamella catarrhalis e Moraxella spp.
Inoculação
Interpretação 
Controle de qualidade
Crescimento bom a excelente: Haemophilus influenzae ATCC 10211.
Meio de Cultura Crescimento e Isolamento
Ágar Mac Conkey
Inocular as placas e incubar por 18 a 24 horas;
Se negativo após 24 horas, reincubar por mais 24 horas.
Cor original do meio: rosa avermelhado.
Crescimento de bacilos Gram negativos.
Colônias cor de rosa: fermentadoras de lactose.
Colônias incolores: não fermentadoras de lactose.
Não há crescimento de cocos Gram positivos.
O cristal violeta inibe o crescimento de microrganismos Gram
positivos especialmente enterococos e estafilococos. A concentração
de sais de bile é relativamente baixa em comparação com outros
meios, por isso não é tão seletivo para Gram negativos como, por
exemplo, o ágar SS.
Utilidade
Isolar bacilos Gram negativos (enterobactérias e não fermentadores) e
verificar a fermentação ou não da lactose.
Inoculação
Interpretação 
Controle de qualidade
Conservar as placas embaladas de 4 a 8°C por até 3 meses.
Ágar Sabouraud
Inocular sempre dois tubos ou placas;
Se em placa: semear com a técnica de semeadura quantitativa;
Se em tubo: semear na superfície inclinada do meio;
Incubar um dos meios semeados em temperatura ambiente e o outro à 37ºC;
Observar diariamente a presença ou não de crescimento;
Incubar 40 dias.
Cor original do meio: amarelo claro opalescente.
Após o crescimento, deve-se seguir a identificação do microrganismo que cresceu.
Meio com nutrientes que favorece o crescimento de diversos fungos leve duriformes e
filamentosos.
Utilidade
Cultivo e crescimento de espécies de Candidas e fungos filamentosos, particularmente
associados a infecções superficiais. Caracterização macroscópica do fungo filamentoso
(colônia gigante).
Controle de qualidade
Crescimento bom a excelente: Candida albicans ATCC 10231, Aspergillus niger ATCC 16404.
Conservação e validade
Conservar embalado de 4 a 8°C por até 6 meses.
Inoculação
Interpretação
Meio de Cultura Crescimento e Isolamento
Ágar Sangue
Usado para o isolamento de microrganismos não fastidiosos.
Verificação de hemólise dos Streptococcus spp. e Staphylococcus spp.
Usado na prova de satelitismo (para identificação presuntiva de Haemophilus spp.).
 
Estriar a superfície do meio, usando a técnica de semeadura para isolamento;
No final da semeadura, picar o meio com a alça para verificar hemólise em profundidade;
Incubar à 35ºC 24 horas.
Cor original do meio: vermelho.
Beta hemólise: presença de halo transparente ao redor das colônias semeadas (lise total dos eritrócitos).
Alfa hemólise: presença de halo esverdeado ao redor das colônias semeadas (lise parcial dos eritrócitos).
Gama hemólise (sem hemólise): ausência de halo ao redor das colônias (eritrócitos permanecem íntegros).
O meio de Ágar sangue, usando uma base rica como abaixo descrita, oferece ótimas condições de crescimento a maioria dos microrganismos. A
conservação dos eritrócitos íntegros favorece a formação de halos de hemólise nítidos, úteis para a diferenciação de Streptococcus spp. e
Staphylococcus spp.
Utilidade
Inoculação
Interpretação
Controle de qualidade
Conservar de 4 a 10°C por 4 meses.
Meio de Cultura Crescimento e Isolamento
Ágar Cled - Cystine Lactose Electrolyte Deficient
Cor original do meio: azul claro.
Colônias lactose positiva: cor amarela.
Colônias lactose negativa: cor azul.
Característicasde crescimento:
Escherichia coli: colônias opacas, amarelas com ligeira cor amarelo escuro no centro, com cerca de 1,25 mm de diâmetro, as não fermentadoras de lactose
colônias azuis
Espécies de Klebsiella: colônias muito mucosas, cor variável de amarelo a branco azulado
Espécies de Proteus: colônias azul translúcidas, geralmente menor que E.coli
Espécies de Salmonella: colônias planas, cor azul
Enterococcus faecalis: colônias amarelas, com cerca de 0,5 mm de diâmetro
Staphylococcus aureus: colônias amarelas, com cerca de 0,75 mm de diâmetro
Staphylococcus coagulase negativa: colônias amarelo palha e brancas
Corynebacterium: colônias pequenas e cinza
Lactobacilos: colônias pequenas e com superfície rugosa
Usado para isolamento e quantificação de microrganismos presentes em amostras urina. A deficiência de eletrólitos inibe o véu de cepas de Proteus.
Utilidade
Isolar e quantificar microrganismos Gram positivos, Gram negativos e leveduras.
Inoculação
Verificar técnica de semeadura quantitativa.
Interpretação
Pseudomonas aeruginosa: colônias verdes, com superfície prateada e periferia rugosa.
Conservação e validade
Conservar embalado de 4 a 8°C por até 3 meses.
01 MINISTÉRIO DA SAÚDE. Manual de Tuberculose. Programa Nacional de DST eAIDS, 2019, 50 pág.
02
Brasil, Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Microbiologia Clínica para o
Controle de Infecção Relacionada á Assistência á Saúde. Módulo 4: Procedimentos
Laboratoriais da Requisição do Exame á Análise Microbiológica e Laudo
final/Agência Nacional de Vigilância Sanitária – Brasília: Anvisa, 2013. 
03
04
Referências
Manual de procedimentos básicos em microbiologia clínica para o controle de
infecção hospitalar: Módulo I/Programa Nacional de Controle de Infecção
Hospitalar – Brasília: ANVISA/ Ministério da Saúde, 2000.
http://www.csvlab.com.br/download/Manual-de-Microbiologia.pdf