RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR DO CURSO DE BIOMEDICINA

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ESTÁGIO 2 – 2020/2 
 
 
 
 
CAPA DO RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR DO 
CURSO DE BIOMEDICINA 
ESTÁGIO CURRICULAR 
 
ESTÁGIO 2 SEMESTRE: 7º TURMA: BI7A15 
 
 
Aluno: BARBARA GABANI VARASQUIM 
 
RA: D6678A-4 
 
Ano de conclusão: 2021 
 
 
 
 
 
APROVADO 
 
REPROVADO 
2021/2 
Área de Realização do Estágio Curricular: 
 
Analises Clinicas 
Carga horária total: 390 HORAS 
 
Parecer do Coordenador Auxiliar do Curso de Biomedicina: 
NOTA 
Assinatura: Data: 
ESTÁGIO 2 – 2020/2 
 
 
 
 
FORMULÁRIO DE ACOMPANHAMENTO 
DO ESTÁGIO CURRICULAR DO CURSO DE BIOMEDICINA 
ESTÁGIO 2 
 
Campus: BAURU 
Aluno(a): BARBARA GABANI VARASQUIM 
 
Professor(a) Responsável: LÍVIA Turma: BI8215 
Estágio: ANALISES CLINICAS 
 
RA: D6678A-4 Tel: (14) 99730-4686 
 
 
Turno: DIURNO 
 
Concedente: Nome: BIOMED LABORATÓRIO DE 
ANÁLISES 
CLÍNICAS 
 
Responsável (supervisor local): JULIANA BRAGHIN 
SIQUEIRA 
 
 Inscrição no conselho de classe: CRBm: 25055 
 
 
 
 
Período: Diurno Carga Horária Total: 390 horas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Carimbo da Instituição 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Carimbo e Assinatura do Responsável (firma 
reconhecida) 
2021/2 1 
 
ESTÁGIO 2 – 2021/2 
 
CONTINUAÇÃO ANEXO 5 -Nome:BARBARA GABANI VARASQUIM RA: D6678A-4 
 
 
Períod
o 
Seman
al 
 
Horas 
Semana
is 
Descrição sumária da atividade Assinatura 
do 
Responsá
vel 
09/02/2021 25:00 INTRODUÇÃO Á ANÁLISES CLÍNICAS: APRESENTAÇÃO DO LABORATÓRIO 
A 
16/02/20
21 
 (EQUIPAMENTOS E VIDRARIAS); BIOSSEGURANÇA, INTRODUÇÃO Á 
MICROBIOLOGIA 
17/02/2021 25:00 MEIOS DE CULTURA: PREPARAÇÃO, CLASSIFICAÇÃO E IMPORTÂNCIA, 
MÉTODOS 
 
A 
23/02/2021 
 DE ESTERILIZAÇÃO, DESINFECÇÃO, ASSEPSIA E ANTISSEPSIA 
24/02/2021 25:00 COLORAÇÃO DE GRAM: PRINCÍPIO; TÉCNICA (CULTURA SÓLIDA E CULTURA 
A 
02/03/20
21 
 LÍQUIDA); QUESTÕES PARA MEMORIZAÇÃO, COLORAÇÃO DE GRAM: TÉCNICA; 
VISUALIZAÇÃO DE LÂMINAS; DIFERENCIAÇÃO DE FORMAS BACTERIANAS 
03/03/2021 25:00 INTRODUÇÃO À GRAM NEGATIVAS: ENTEROBACTÉRIAS, ENTEROBACTÉRIAS: 
A 
09/03/20
21 
 IMPORTANCIA CLÍNICA; MEIOS DE CULTURA; SÉRIES DE IDENTIFICAÇÃO, 
ENTEROBACTÉRIAS FLORA BACTERIANA- SWAB ANAL: COLETA, TRANSPORTE, 
 SEMEADURA E IMPORTÂNCIA CLÍNICA E LABORATORIAL 
10/03/2021 25:00 ENTEROBACTÉRIAS: IDENTIFICAÇÃO E CONHECIMENTOS DAS BACTÉRIAS DO 
A 
16/03/2021 
 SÍTIO. 
17/03/2021 25:00 BACTÉRIAS GRAM NEGATIVAS (ENTEROBACTÉRIAS): MEIO DIFERENCIAL: MC 
A 
23/01/20
21 
 (BAC LAC - LAC+); SÉRIE BIOQUÍMICA: IMPORTÂNCIA E PRINCÍPIOS (MIO, TSI, 
CITRATO, FENILALANINA, UREIA, RUGAI). IDENTIFICAÇÃO BACTERIANA 
24/03/2021 25:00 SOROLOGIA BACTERIANA: IMPORTÂNCIA, CRITÉRIOS E TÉCNICA, INTRODUÇÃO 
À 
 
A 
30/03/20
21 
 GRAM POSITIVAS: STAPHYLOCOCCUS, STAPHYLOCOCCUS- IMPORTANCIA 
CLÍNICA; MEIOS DE CULTURA; SÉRIES DE IDENTIFICAÇÃO 
Anexo 3 
Pag 02 
ESTÁGIO 2 – 2021/2 
 
CONTINUAÇÃO ANEXO 5 -Nome:BARBARA GABANI VARASQUIM RA:D6678A-4 
31/03/2021 
A 
06/04/20
21 
25:00 STAPHYLOCOCCUS FLORA BACTERIANA- SWAB NASAL: COLETA, TRANSPORTE, 
SEMEADURA E IMPORTÂNCIA CLÍNICA E LABORATORIAL, STAPHYLOCOCCUS 
IDENTIFICAÇÃO E CONHECIMENTOS DAS BACTÉRIAS DO SÍTIO., 
STAPHYLOCOCCUS: PROVA DA CATALASE; COAGULASE; MANITOL; 
NOVOBIOCINA 
 
 Anexo 
3 
Pag 03 
 
07/04/2021 
A 
13/04/20
21 
25:00 STREPTOCOCCUS: IMPORTANCIA CLÍNICA; MEIOS DE CULTURA; SÉRIES DE 
IDENTIFICAÇÃO 
 
14/04/2021 
A 
20/04/20
21 
25:00 S AGALACTIAE: CAMP TEST; SENS. ANTIBIÓTICOS; TÉCNICA, S. PNEUMUNIAEA: 
TESTE DE SENS. ANTIBIÓTICO; 
 
13/10/2020 
A 
16/10/20
20 
25:00 S. PYOGENES: SENS. ANTIBIOGRAMA; REVISÃO: GRAM POSITIVAS DE 
IMPORTANCIA CLÍNICA 
 
22/04/2021 
A 
28/04/20
21 
25:00 UROCULTURA: PRINCÍPIO, IMPORTÂNCIA, TÉCNICA, LIB. DE LAUDOS E CONT. 
QUALIDADE 
 
29/04/2021 
A 
05/05/20
21 
25:00 UROCULTURA: TÉCNICA (MEIO DE CULTURA, TIPO DE SEMEADURA, ALÇA 
CALIBRADA) UROCULTURA: TÉCNICA (CONTAGEM DE COLÔNIAS, 
IDENTIFICAÇÃO 
BACTERIANA); 
 
06/05/2021 
A 
12/05/20
21 
25:00 UROCULTURA: ANTIBIOGRAMA (PRINCÍPIO, IMPORTÂNCIA, TÉCNICA); 
MÉTODOS DE ESTERILIZAÇÃO, UROCUTURA x URINA I: INTERPRETAÇÃO E 
LIBERAÇÃO 
 
13/05/2021 
A 
19/05/20
21 
25:00 CASOS CLÍNICOS MICROBIOLOGIA – ENTEROBACTÉRIAS 
20/05/2021 
A 
26/05/20
25:00 CASOS CLÍNICOS MICROBIOLOGIA – GRAM POSITIVAS 
21 
27/05/2021 
A 
01/06/202
1 
25:00 REALIZAÇÃO DE ESXAMES DE COVID-19 E ESTUDO SOBRE OS TESTES E SUAS 
EFICACIAS. 
 
 
 
e 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR 
DO CURSO DE BIOMEDICINA 
ESTÁGIO 2 
1- Identificação 
 
 
 
Aluno: BARBARA GABANI VARASQUIM 
 
RA: D6678A-4 
Semestre atual no Curso de Graduação: 7º SEMESTRE 
Professor responsável pelo acompanhamento do estágio: LÍVIA 
Estágio: 
 
 
 
Empresa: BIOMED LABORATÓRIO DE ANÁLISES CLÍNICAS 
Período: DIURNO Carga Horária Total: 390 horas. 
Setor do Estágio: Analises Clinicas 
Responsável local pelo acompanhamento do estágio: 
Nome: JULIANA BRAGHIN SIQUEIRA 
RG: 47.926.208-1 CPF: 39069334828 Profissão: BIOMÉDICA 
Nº Inscrição do Conselho de Classe: CRBm: 25055 Tel para contato: (14)9.9772-3071 
 
 
2- Avaliação do estágio pelo aluno
 
Avaliação do estágio sobre a contribuição das atividades para sua formação acadêmica: 
(preenchimento pelo aluno) 
 O estágio colaborou bastante com a formação acadêmica, principalmente no aspecto 
de como é uma rotina laboratorial, com prazos para a realização dos exames, o cuidado na 
hora de manusear cada exames, focar a atenção do estagiário, para etiquetação, realização e 
liberação do exame, coisas que não conseguimos vivenciar na grade curricular, devido ser 
apenas a parte teorica da matéria. 
Ajudou também a saber lhe dar com as pessoas, pois existe alguém superior a você la 
dentro, que muitas vezes não possui o mesmo pensamento que o seu e com isso você conse- 
gue tirar um aprendizado para a formação acadêmica e para a vida pessoal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 ESTÁGIO 2 – 
2020/2 
 
 
 
 
CAPA DO RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR DO 
CURSO DE BIOMEDICINA 
ESTÁGIO CURRICULAR 
 
ESTÁGIO 2 SEMESTRE: 7º TURMA: BI7A15 
 
 
Aluno: BARBARA GABANI VARASQUIM 
 
RA: D6678A-4 
 
Ano de conclusão: 2021 
 
 
 
 
2021/2 
Área de Realização do Estágio Curricular: 
 
Analises Clinicas 
Carga horária total: 390 HORAS 
 
Parecer do Coordenador Auxiliar do Curso de Biomedicina: 
NOTA 
Assinatura: Data: 
 
APROVADO 
 
REPROVADO 
ESTÁGIO 2 – 2020/2 
 
 
 
 
FORMULÁRIO DE ACOMPANHAMENTO 
DO ESTÁGIO CURRICULAR DO CURSO DE BIOMEDICINA 
ESTÁGIO 2 
 
Campus: BAURU 
Aluno(a): BARBARA GABANI VARASQUIM 
 
Professor(a) Responsável: LÍVIA Turma: BI8215 
Estágio: ANALISES CLINICAS 
 
RA: D6678A-4 Tel: (14) 99730-4686 
 
 
Turno: DIURNO 
 
Concedente: Nome: BIOMED LABORATÓRIO DE 
ANÁLISES 
CLÍNICAS 
 
Responsável (supervisor local): JULIANA BRAGHIN 
SIQUEIRA 
 
 Inscrição no conselho de classe: CRBm: 25055 
 
 
 
 
Período: Diurno Carga Horária Total: 390 horas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Carimbo da Instituição 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Carimbo e Assinatura do Responsável (firma 
reconhecida) 
2021/2 1 
 
ESTÁGIO 2 – 2021/2 
 
CONTINUAÇÃO ANEXO 5 -Nome:BARBARA GABANI VARASQUIM RA: D6678A-4 
 
 
Períod
o 
Seman
al 
 
Horas 
Semana
is 
Descrição sumária da atividade Assinatura 
do 
Responsá
vel 
09/02/2021 25:00 ANÁLISES CLÍNICAS: APRESENTAÇÃO DO LABORATÓRIO 
A 
16/02/20
21 
 (EQUIPAMENTOS E VIDRARIAS); BIOSSEGURANÇA, INTRODUÇÃO Á 
MICROBIOLOGIA 
17/02/2021 25:00 MEIOS DE CULTURA: PREPARAÇÃO, CLASSIFICAÇÃO E IMPORTÂNCIA, 
MÉTODOS 
 
A 
23/02/2021 
 DE ESTERILIZAÇÃO, DESINFECÇÃO, ASSEPSIA E ANTISSEPSIA 
24/02/2021 25:00 COLORAÇÃO DE GRAM: PRINCÍPIO; TÉCNICA (CULTURA SÓLIDA E CULTURA 
A 
02/03/20
21 
 LÍQUIDA); QUESTÕES PARA MEMORIZAÇÃO, COLORAÇÃO DE GRAM: TÉCNICA; 
VISUALIZAÇÃO DE LÂMINAS; DIFERENCIAÇÃO DE FORMAS BACTERIANAS 
03/03/2021 25:00 INTRODUÇÃO À GRAM NEGATIVAS: ENTEROBACTÉRIAS, ENTEROBACTÉRIAS: 
A 
09/03/20
21 
 IMPORTANCIA CLÍNICA; MEIOS DE CULTURA; SÉRIES DE IDENTIFICAÇÃO,ENTEROBACTÉRIAS FLORA BACTERIANA- SWAB ANAL: COLETA, TRANSPORTE, 
 SEMEADURA E IMPORTÂNCIA CLÍNICA E LABORATORIAL 
10/03/2021 25:00 ENTEROBACTÉRIAS: IDENTIFICAÇÃO E CONHECIMENTOS DAS BACTÉRIAS DO 
A 
16/03/2021 
 SÍTIO. 
17/03/2021 25:00 BACTÉRIAS GRAM NEGATIVAS (ENTEROBACTÉRIAS): MEIO DIFERENCIAL: MC 
A 
23/01/20
21 
 (BAC LAC - LAC+); SÉRIE BIOQUÍMICA: IMPORTÂNCIA E PRINCÍPIOS (MIO, TSI, 
CITRATO, FENILALANINA, UREIA, RUGAI). IDENTIFICAÇÃO BACTERIANA 
24/03/2021 25:00 SOROLOGIA BACTERIANA: IMPORTÂNCIA, CRITÉRIOS E TÉCNICA, INTRODUÇÃO 
À 
 
A 
30/03/20
21 
 GRAM POSITIVAS: STAPHYLOCOCCUS, STAPHYLOCOCCUS- IMPORTANCIA 
CLÍNICA; MEIOS DE CULTURA; SÉRIES DE IDENTIFICAÇÃO 
Anexo 3 
Pag 02 
ESTÁGIO 2 – 2021/2 
 
CONTINUAÇÃO ANEXO 5 -Nome:BARBARA GABANI VARASQUIM RA:D6678A-4 
31/03/2021 
A 
06/04/20
21 
25:00 STAPHYLOCOCCUS FLORA BACTERIANA- SWAB NASAL: COLETA, TRANSPORTE, 
SEMEADURA E IMPORTÂNCIA CLÍNICA E LABORATORIAL, STAPHYLOCOCCUS 
IDENTIFICAÇÃO E CONHECIMENTOS DAS BACTÉRIAS DO SÍTIO., 
STAPHYLOCOCCUS: PROVA DA CATALASE; COAGULASE; MANITOL; 
NOVOBIOCINA 
 
 Anexo 
3 
Pag 03 
 
07/04/2021 
A 
13/04/20
21 
25:00 STREPTOCOCCUS: IMPORTANCIA CLÍNICA; MEIOS DE CULTURA; SÉRIES DE 
IDENTIFICAÇÃO 
 
14/04/2021 
A 
20/04/20
21 
25:00 S AGALACTIAE: CAMP TEST; SENS. ANTIBIÓTICOS; TÉCNICA, S. PNEUMUNIAEA: 
TESTE DE SENS. ANTIBIÓTICO; 
 
13/10/2020 
A 
16/10/20
20 
25:00 S. PYOGENES: SENS. ANTIBIOGRAMA; REVISÃO: GRAM POSITIVAS DE 
IMPORTANCIA CLÍNICA 
 
22/04/2021 
A 
28/04/20
21 
25:00 UROCULTURA: PRINCÍPIO, IMPORTÂNCIA, TÉCNICA, LIB. DE LAUDOS E CONT. 
QUALIDADE 
 
29/04/2021 
A 
05/05/20
21 
25:00 UROCULTURA: TÉCNICA (MEIO DE CULTURA, TIPO DE SEMEADURA, ALÇA 
CALIBRADA) UROCULTURA: TÉCNICA (CONTAGEM DE COLÔNIAS, 
IDENTIFICAÇÃO 
BACTERIANA); 
 
06/05/2021 
A 
12/05/20
21 
25:00 UROCULTURA: ANTIBIOGRAMA (PRINCÍPIO, IMPORTÂNCIA, TÉCNICA); 
MÉTODOS DE ESTERILIZAÇÃO, UROCUTURA x URINA I: INTERPRETAÇÃO E 
LIBERAÇÃO 
 
13/05/2021 
A 
19/05/20
21 
25:00 CASOS CLÍNICOS MICROBIOLOGIA – ENTEROBACTÉRIAS 
20/05/2021 
A 
26/05/20
25:00 CASOS CLÍNICOS MICROBIOLOGIA – GRAM POSITIVAS 
21 
27/05/2021 
A 
01/06/202
1 
25:00 REALIZAÇÃO DE ESXAMES DE COVID-19 E ESTUDO SOBRE OS TESTES E SUAS 
EFICACIAS. 
 
 
 
e 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR 
DO CURSO DE BIOMEDICINA 
ESTÁGIO 2 
3- Identificação 
 
 
 
Aluno: BARBARA GABANI VARASQUIM 
 
RA: D6678A-4 
Semestre atual no Curso de Graduação: 7º SEMESTRE 
Professor responsável pelo acompanhamento do estágio: LÍVIA 
Estágio: 
 
 
 
Empresa: BIOMED LABORATÓRIO DE ANÁLISES CLÍNICAS 
Período: DIURNO Carga Horária Total: 390 horas. 
Setor do Estágio: Analises Clinicas 
Responsável local pelo acompanhamento do estágio: 
Nome: JULIANA BRAGHIN SIQUEIRA 
RG: 47.926.208-1 CPF: 39069334828 Profissão: BIOMÉDICA 
Nº Inscrição do Conselho de Classe: CRBm: 25055 Tel para contato: (14)9.9772-3071 
 
 
4- Avaliação do estágio pelo aluno
 
Avaliação do estágio sobre a contribuição das atividades para sua formação acadêmica: 
(preenchimento pelo aluno) 
 O estágio colaborou bastante com a formação acadêmica, principalmente no aspecto 
de como é uma rotina laboratorial, com prazos para a realização dos exames, o cuidado na 
hora de manusear cada exames, focar a atenção do estagiário, para etiquetação, realização e 
liberação do exame, coisas que não conseguimos vivenciar na grade curricular, devido ser 
apenas a parte teorica da matéria. 
Ajudou também a saber lhe dar com as pessoas, pois existe alguém superior a você la 
dentro, que muitas vezes não possui o mesmo pensamento que o seu e com isso você conse- 
gue tirar um aprendizado para a formação acadêmica e para a vida pessoal. 
 
CURSO DE BIOMEDICINA 
FORMULÁRIO DE AVALIAÇÃO DO ESTÁGIO 
SUPERVISIONADO PELO RESPONSÁVEL 
TÉCNICO 
ESTÁGIO 2 
 
Estagiário: BARBARA GABANI VARASQUIM 
 
Área: ANALISES CLINICAS 
 
Local Cedente do Estágio: BIOMED LABORATÓRIO DE ANÁLISES CLÍNCIAS 
 
O profissional responsável pelo estagiário deverá ao final do semestre encaminhar a Comissão de Estágio do 
Curso de Biomedicina da UNIP, através do aluno, em envelope lacrado, este formulário, corretamente 
preenchido e sem rasuras, atribuindo notas de 0 (zero) a 10,0 (dez) de meio em meio ponto, para cada um 
dos itens apresentados. 
1. AVALIAÇÃO DOS ASPECTOS TÉCNICOS PROFISSIONAIS 
ASPECTO
S 
NOTA 
Conhecimentos Práticos: nível demonstrado nas atividades
 práticas 
desenvolvidas 
 
Conhecimentos Teóricos: nível demonstrado nas atividades
 teóricas 
Desenvolvidas 
 
Rendimento: qualidade, rapidez e precisão na execução das atividades 
Organização: capacidade de desenvolver as atividades de forma organizada e 
manter a área de trabalho em ordem 
 
Independência: capacidade de desenvolver as atividades sem orientação 
permanente ou constante, dentro de padrões adequados 
 
Iniciativa: capacidade de procurar novas soluções e conhecimentos, sem 
prévia orientação ou estímulo, dentro de padrões adequados 
 
Média aritmética - aspectos técnicos profissionais 
2. AVALIAÇÃO DOS ASPECTOS PESSOAIS 
ASPECTO
S 
NOTA 
Assiduidade e Pontualidade: cumprimento dos dias e horários estipulados 
Disciplina: facilidade de aceitar e seguir orientação e normas 
Interesse: nível de dedicação demonstrado no desenvolvimento das atividades 
Cooperação: disposição para cooperar com as pessoas e atender 
prontamente 
as atividades solicitadas 
 
Responsabilidade: capacidade de cuidar e responder pelas atribuições, 
materiais, equipamentos e bens da instituição 
 
Conduta Moral e Ética: capacidade de respeitar as pessoas e manter a 
discrição quanto aos assuntos sigilosos 
 
Sociabilidade: facilidade de se integrar com as pessoas 
Média aritmética - aspectos pessoais 
Observação: 
 
 BAURU , 01 de JUNHO de 2021 
 
 
 
 
2021/2 
Carimbo e Assinatura do Responsável Técnico 
 
 
 
ATESTADO DE ESTÁGIO 
 
 
ESTÁGIO 2 
 
 
 
AO COORDENADOR AUXILIAR DO CURSO DE BIOMEDICINA DA UNIP 
 
Atestado 
Atesto para os devidos fins que o(a) acadêmico(a) desta Universidade, 
BARBARA GABANI VARASQUIM, estagiou no período compreendido entre o dia 
09 do mês de FEVEREIRO do ano de 2021, até o dia 01 do mês de JUNHO do 
ano de 2021. 
De acordo com o livro de presença de estagiários, estagiou nas seguintes 
seções ou áreas com as respectivas cargas horárias: 
 
 
Seção / 
Setor 
Carga horária 
PARASITOLOGIA 124H 
MICROBIOLOGIA 124H 
IMUNOLOGIA 144H 
 
BAURU, 01 DE JUNHO DE 2021 
 
 
 
 
 
 
Carimbo e Assinatura do Responsável Técnico 
 
Nome Completo (letra de forma): 
JULIANA BRAGHIN SIQUEIRA 
Cargo: BIOMÉDICA 
Registro no Conselho Regional. nº. CRBm: 25055 
 
 
 
 
2021/2 
17 
 
 
 
RELATO DO ESTÁGIO REALIZADO PELO ALUNO 
 
CONTROLE DE QUALIDADE LABORATORIAL 
O controle de qualidade do laboratório consiste em todas as medidas implementadas para 
eliminar o risco de resultados não conformes. Envolve sistemas que salvaguardam a precisão, 
confiabilidade e oportunidade dos resultados de laboratório, garantindo a detecção precoce de 
resultados ou erros de medição e os procedimentos para retificá-los. Deve ser realizado 
regularmente e os materiais de controle de qualidade devem ser tratados da mesma forma que as 
amostras, do início ao fim da execução. 
O controle de qualidade laboratorial (CQ) garante que os processos e operações do 
laboratório sejam executados com eficiência e garante a produção de resultados precisos e 
reproduzíveis. Além disso, as medidas de CQ desenvolvidas em laboratório são os blocos de 
construção para o processo de certificação e acreditação. 
A falha em integrar o controle de qualidade em um laboratório pode levar a várias 
consequências negativas, incluindo as seguintes: 
• Perda de tempo, pois experimentos e testes são repetidos. 
• Implicações orçamentárias, pois mais reagentes são necessários para realizar testes 
e experimentos repetidos. 
• Resultados não confiáveis,que afetarão a integridade do laboratório e, 
consequentemente, quaisquer opções de financiamento e processo de certificação / 
credenciamento. 
• Perda de fidelidade e satisfação do cliente. 
• Preocupações de segurança devido ao não cumprimento na ausência de mecanismos 
de controle de qualidade. 
• Diagnóstico atrasado ou tratamentos desnecessários para os pacientes. 
O processo de configuração da gestão da qualidade do laboratório começa com a 
identificação de todos os processos e práticas de laboratório suscetíveis a ineficiências, erros e 
questões de segurança, a fim de construir sistemas que os protejam. (CHAVES 2010) 
PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO (POP) 
Existem muitos padrões internacionais para laboratórios que regulamentam aspectos ou 
18 
 
 
programas laboratoriais específicos. Esses padrões são desenvolvidos por organismos 
internacionais, como a Organização Mundial da Saúde (OMS), a Organização Internacional de 
Padronização (ISO) e instituições internacionais específicas de campo. O organismo de 
desenvolvimento de padrões pode reconhecer uma instituição por meio de três processos diferentes. 
Certificação : Onde o organismo dá uma garantia por escrito de que o produto ou serviços 
da instituição atendem a requisitos específicos. 
Acreditação : quando o organismo fornece um reconhecimento formal de que uma 
instituição é competente para fornecer um serviço ou produzir um produto. 
Licença: concedida por uma organização governamental em reconhecimento de 
habilidades, conhecimento e treinamento, permitindo que a instituição opere. 
Os padrões da OMS são desenvolvidos para laboratórios específicos para doenças como a 
poliomielite, onde a organização realiza testes de proficiência regularmente nos laboratórios 
credenciados. 
A ISO é a maior desenvolvedora e editora mundial de padrões internacionais, que são 
aplicáveis a muitos tipos de organizações, incluindo laboratórios, fornecendo uma base técnica para 
saúde, segurança e avaliação de conformidade. Vários padrões são fornecidos em diferentes 
categorias, ou seja, sistemas de gerenciamento de qualidade geral, como a certificação ISO 9001, 
que um laboratório pode usar para provar sua proficiência. Outros padrões como o ISO / IEC: 
17025 são mais específicos para laboratórios de teste e calibração. Auditorias de terceiros são 
realizadas para avaliar o laboratório com o objetivo de obter a acreditação. 
Para um laboratório, a obtenção da acreditação ISO mostra que seus processos e 
competência técnica são de alta qualidade e atendem ao quadro de confiança das normas 
internacionais. 
Os benefícios da certificação ISO ou acreditação para um laboratório são: 
Expande a participação de mercado dos laboratórios devido ao ganho de confiança do 
cliente nos processos laboratoriais. 
Está sujeito a avaliação contínua, conferindo ao laboratório um mecanismo contínuo de 
melhoria da qualidade. É uma avenida para o aprimoramento das competências da equipe devido 
às avaliações do período. O credenciamento e a certificação internacionais podem ser um requisito 
para certas agências de financiamento. Além disso, melhora a credibilidade dos resultados obtidos 
no laboratório. Em alguns países, o registro governamental de laboratórios depende de acreditação 
19 
 
 
ou certificação internacional. Aumenta a satisfação e a fidelidade do cliente. (PEREIRA et al 2017) 
O gerenciamento da qualidade do laboratório aumenta o desempenho geral e aumenta a 
confiança na confiabilidade dos resultados obtidos no laboratório. Ao desenvolver práticas de 
qualidade, certifique-se de que todos os processos e procedimentos do laboratório sejam descritos 
de forma a criar um fluxo de trabalho adequado com responsabilidades claras. A gerência do 
laboratório deve certificar-se de que a equipe esteja ativamente envolvida no desenvolvimento e 
implementação do sistema de qualidade para melhorar a conformidade. Os muitos benefícios de 
um sistema adequado de gerenciamento de qualidade de laboratório superam em muito o laborioso 
projeto, configuração e processo de monitoramento e é importante para qualquer laboratório de 
análise, diagnóstico ou pesquisa ter um no local.(BARBOSA 2011) 
AFERIÇÃO DE TEMPERATURA 
O ambiente do laboratório clínico usa a temperatura para manter a estabilidade das amostras 
de teste. BPL e SOPs de laboratório individuais requerem monitoramento de parâmetros ambientais 
de instalações de teste especializadas. Portanto, o ambiente do laboratório, as reações analíticas, a 
instrumentação e os materiais devem ser monitorados e controlados às temperaturas exigidas. Isso 
inclui instrumentos, incubadoras, geladeiras-freezers e salas de armazenamento de amostras. 
Monitorar essas temperaturas não é um trabalho das 9 às 5 ... é 24 horas por dia, 7 dias por semana, 
incluindo fins de semana e feriados. 
Os laboratórios clínicos precisam medir uma variedade de parâmetros físicos, entre eles 
umidade, pressão e fluxo de ar. Mas o mais importante é a temperatura . É o bloco de construção 
básico da maioria das medições analíticas. Você não está no negócio de fazer estimativas. Você 
precisa saber exatamente qual é a temperatura, mesmo quando o laboratório está desocupado. A 
Subparte K Sec 493.1252, .1253 e .5126 do CDC cobre isso para o laboratório, instrumentação e 
materiais. 
A maioria dos sistemas de teste usados para testes in vitro são de origem biológica. Eles 
geralmente são altamente sensíveis, portanto, suas condições de controle (como as temperaturas da 
incubadora) são muito importantes. 
As propriedades físicas também podem mudar conforme as temperaturas variam. A 
estabilidade dos reagentes mantidos em “temperatura ambiente” diminui se a temperatura exceder 
cerca de 35 ̂ 0C. Sob pressão atmosférica, a viscosidade do líquido aquoso diminui com o aumento 
da temperatura, geralmente em cerca de 2% por ̂ 0C. Você pode ver isso em amostras de pacientes 
20 
 
 
retiradas de uma geladeira com uma viscosidade diferente daquelas em equilíbrio à temperatura 
ambiente. Uma vez que a água é comumente usada como referência, ela também tem uma 
viscosidade diferente em diferentes temperaturas. Métodos analíticos comuns, como fluorometria, 
também podem ser sensíveis a mudanças na temperatura (e pH) da amostra. Os ensaios comuns 
para ALT e AST são executados em diferentes temperaturas, normalmente 30 ̂ 0C a 37 ̂ 0C. Tudo 
isso destaca a necessidade de medições em temperatura constante e por que muitos laboratórios 
clínicos operam em temperatura ambiente. (CARVALHO et al 2006) 
 
MÉTODOS DE DESINFECÇÃO, ESTERILIZAÇÃO E ANTISSEPSIA 
Todos os procedimentos invasivos envolvem o contato de um dispositivo médico ou 
instrumento cirúrgico com o tecido estéril ou membranas mucosas do paciente. O nível de 
desinfecção ou esterilização depende do uso pretendido do objeto: crítico (itens que entram em 
contato com o tecido estéril, como instrumentos cirúrgicos), semicrítico (itens que entram em 
contato com a membrana mucosa, como endoscópios) e não crítico (dispositivos que entram em 
contato apenas com a pele intacta itens como estetoscópios) requerem esterilização, desinfecção 
de alto nível e desinfecção de baixo nível, respectivamente. A limpeza deve sempre preceder a 
desinfecção e esterilização de alto nível. (SANTOS; BENE; GASPAR 2014) 
Esterilização: A esterilização destrói todos os microorganismos na superfície de um artigo 
ou em um fluido para prevenir a transmissão de doenças associadas ao uso daquele item. Embora 
o uso de itens críticos inadequadamente esterilizados represente um alto risco de transmissão de 
patógenos, a transmissão documentada de patógenos associados a um item crítico esterilizado 
inadequadamente é extremamente rara. Isso provavelmente se deve à ampla margem de segurança 
associada aos processos de esterilização usados nas instalações de saúde. O conceito do que 
constitui “estéril” é medido como uma probabilidadede esterilidade para cada item a ser 
esterilizado. Essa probabilidade é comumente referida como o nível de garantia de esterilidade 
(SAL) do produto e é definida como a probabilidade de um único microrganismo viável ocorrer 
em um produto após a esterilização. SAL é normalmente expresso em 10 −n . Por exemplo, se a 
probabilidade de um sobrevivente de esporos foram em um de um milhão. Em suma, um SAL é 
uma estimativa da letalidade de todo o processo de esterilização e é um cálculo conservador. SALs 
duplos (por exemplo, 10 −3SAL para tubos de hemocultura, bolsas de drenagem; SAL para bisturis, 
implantes) têm sido usados nos Estados Unidos por muitos anos e a escolha de um SAL foi 
21 
 
 
estritamente arbitrária e não está associada a nenhum resultado adverso (por exemplo, infecções 
do paciente). (KALIL; COSTA 1994) 
Desinfecção: Os desinfetantes não são intercambiáveis, e concentrações incorretas e 
desinfetantes inadequados podem resultar em custos excessivos. Como as doenças ocupacionais 
entre o pessoal de limpeza foram associadas ao uso de vários desinfetantes (por exemplo, 
formaldeído, glutaraldeído e cloro), precauções (por exemplo, luvas e ventilação adequada) devem 
ser usadas para minimizar a exposição. Asma e doenças reativas das vias aéreas podem ocorrer em 
pessoas sensibilizadas expostas a qualquer substância química transportada pelo ar, incluindo 
germicidas. A asma clinicamente importante pode ocorrer em níveis abaixo dos níveis máximos 
regulados pela OSHA ou recomendados pelo NIOSH. O método preferido de controle é a 
eliminação do produto químico (por meio de controles de engenharia ou substituição) ou 
realocação do trabalhador. (KALIL; COSTA 1994) 
Antissepsia: Um anti-séptico é uma substância que interrompe ou retarda o crescimento de 
microorganismos. Eles são freqüentemente usados em hospitais e outros ambientes médicos para 
reduzir o risco de infecção durante cirurgias e outros procedimentos. 
Se você já testemunhou algum tipo de cirurgia, provavelmente viu o cirurgião esfregando 
as mãos e os braços com uma substância tingida de laranja. Este é um anti-séptico. Diferentes tipos 
de anti-sépticos são usados em ambientes médicos. Isso inclui produtos para esfregar as mãos, 
produtos para lavar as mãos e preparações para a pele. Alguns também estão disponíveis ao balcão 
(OTC) para uso doméstico. Os anti-sépticos têm uma variedade de usos dentro e fora de ambientes 
médicos. Em ambas as configurações, eles são aplicados na pele ou nas membranas mucosas. 
(SANTOS; BENE; GASPAR 2014) 
Assepsia: A assepsia é uma condição na qual nenhum microrganismo vivo causador de 
doenças está presente. A assepsia abrange todos os procedimentos concebidos para reduzir o risco 
de contaminação bacteriana, fúngica ou viral, utilizando instrumentos esterilizados, cortinas 
esterilizadas e a técnica de luvas "sem toque". Eles também incluem todos os métodos profiláticos, 
processos de trabalho e formas comportamentais pelas quais os microrganismos podem ser 
mantidos longe do corpo do paciente e da incisão cirúrgica. O objetivo da assepsia é evitar a 
contaminação, o que pode ser garantido pelo uso de dispositivos, materiais e instrumentos estéreis 
e pela criação de um ambiente com baixo volume de micróbios. (MORIYA 
MÓDENA 2008) 
22 
 
 
 
ESTERILIZAÇÃO DAS PLACAS DE PETRI 
As placas de Petri são um item comum encontrado em laboratórios de ciências profissionais 
e educacionais. Infelizmente, as restrições orçamentárias obrigam as empresas e estabelecimentos 
de ensino, como laboratórios de biologia de colégios e faculdades, a reutilizar as placas de Petri. A 
desvantagem de reutilizar as placas de Petri é o aumento da capacidade de contaminar a cultura do 
experimento atual com restos do experimento anterior. No entanto, existem vários métodos de 
esterilização disponíveis, dependendo se as suas placas de Petri são de vidro ou plástico. 
Esterilizando Pratos Petri De Vidro 
Ligue e pré-aqueça o forno elétrico de esterilização por ar quente a 160 graus C. Usando 
um pano macio e não abrasivo, sabão antibacteriano e água morna, limpe e enxágue suavemente 
as placas de Petri. As placas de Petri devem estar livres de todos os detritos. Seque as placas de 
Petri com um pano seco macio e não abrasivo. Deixou de lado. Coloque as placas de Petri na estufa 
de esterilização, viradas para cima. Defina o cronômetro para duas horas. Após duas horas, desligue 
o forno e deixe-o esfriar antes de remover as placas de Petri de vidro. Remova as placas de Petri 
do forno usando pinças de laboratório esterilizadas. Não permita que seus dedos ou qualquer 
material não esterilizado toquem nas placas de Petri esterilizadas. Armazene as placas de Petri 
esterilizadas em uma área estéril até o próximo uso. 
Esterilização de pratos de Petri de plástico: 
Misture 1/2 xícara de Clorox (qualquer solução de alvejante a 10 por cento funcionará) com 
4 1/2 xícaras de água morna da torneira. Você pode misturar mais ou menos da solução de 
esterilização lembrando-se de uma parte de alvejante para nove partes de água. Reserve a mistura. 
Usando um pano macio e não abrasivo, sabão antibacteriano e água morna, limpe e enxágue 
delicadamente as placas de Petri de plástico. As placas de Petri devem estar livres de todos os 
detritos, incluindo qualquer resíduo de sabão. Coloque as placas de Petri na solução de alvejante 
estéril, uma de cada vez, por aproximadamente dois minutos cada. Usando pinças de laboratório 
esterilizadas, remova a placa de Petri da solução. Deixe escorrer pelo ar por alguns segundos; 
coloque-o em uma tigela com álcool isopropílico. Remova imediatamente a placa de Petri do álcool 
isopropílico com outro par de pinças de laboratório esterilizadas e coloque-a em uma superfície 
sanitária para secar ao ar. Armazene as placas de Petri esterilizadas em uma área estéril até o 
próximo uso. 
23 
 
 
 
A MICROBIOLOGIA 
Estudo de microrganismos ou micróbios, um grupo diverso de formas de vida simples 
geralmente minúsculas que incluem bactérias , arquéias , algas , fungos , protozoários e vírus . O 
campo se preocupa com a estrutura, função e classificação de tais organismos e com as formas de 
explorar e controlar suas atividades.(TORTORA; FUNKE; CASE 2017) 
Descoberta do século 17 de formas vivas existentes invisíveis a olho nu foi um marco 
significativo na história da ciência , pois a partir do século 13 foi postulado que entidades 
“invisíveis” eram responsáveis pela decadência e doenças. A palavramicróbio foi cunhado no 
último quarto do século 19 para descrever esses organismos, todos os quais se pensava estarem 
relacionados. À medida que a microbiologia acabou se transformando em uma ciência 
especializada, descobriu-se que os micróbios são um grupo muito grande de organismos 
extremamente diversos.(NASCIMENTO; FERNANDES 2010) 
A vida cotidiana está intimamente ligada a microorganismos. Além de povoar as superfícies 
interna e externa do corpo humano , os micróbios abundam no solo , nos mares e no ar . 
Abundantes, embora geralmente despercebidos, os microorganismos fornecem ampla evidência de 
sua presença - às vezes desfavoravelmente, como quando eles causam a decomposição de materiais 
ou espalham doenças, e às vezes favoravelmente, como quando fermentam o açúcar em vinho e 
cerveja , fazem o pão crescer, dão sabor aos queijos, e produzir produtos valiosos, como 
antibióticos e insulina . Os microrganismos são de valor incalculável para a ecologia da Terra, 
desintegrando restos de animais e plantas e convertendo-os em substâncias mais simples que 
podem ser recicladas em outros organismos. (NASCIMENTO; FERNANDES 2010) 
VÍRUS 
Os vírus são os menores de todos os micróbios. Dizem que são tão pequenos que 500 
milhões de rinovírus (que causam o resfriado comum) caberiam na cabeça de um alfinete. Eles são 
únicos porque só estão vivos e podem se multiplicar dentro das células de outrosseres vivos. A 
célula em que se multiplicam é chamada de célula hospedeira. 
Um vírus é composto de um núcleo de material genético, DNA ou RNA, envolto por uma 
capa protetora chamada capsídeo, que é feita de proteínas. Às vezes, o capsídeo é circundado por 
uma camada espinhosa adicional chamada de envelope. Os vírus são capazes de se prender às 
células hospedeiras e entrar nelas. (BRITANNICA 2021) 
24 
 
 
Partículas do vírus da gripe H3N2, micrografia eletrônica de transmissão colorida (TEM). 
Cada vírus consiste em um nucleocapsídeo (revestimento de proteína) que envolve um núcleo de 
material genético de RNA (ácido ribonucléico). Ao redor do nucleocapsídeo está um envelope 
lipídico que contém os picos de glicoproteína hemaglutinina (H) e neuraminidase (N). Esses vírus 
fizeram parte da pandemia de gripe de Hong Kong de 1968-1969, que matou aproximadamente um 
milhão de pessoas em todo o mundo. Os vírus H3N2 são capazes de infectar pássaros e mamíferos, 
assim como humanos. Freqüentemente, causam infecções mais graves em jovens e idosos do que 
outras cepas de gripe e podem levar ao aumento de hospitalizações e mortes. 
Os vírus existem apenas para criar mais vírus. A partícula do vírus se liga à célula 
hospedeira antes de penetrá-la. O vírus então usa a maquinaria da célula hospedeira para replicar 
seu próprio material genético. Uma vez que a replicação tenha sido completada, as partículas de 
vírus deixam o hospedeiro por brotamento ou explosão da célula (lise).(FORLEO-NETO 2003) 
FUNGOS 
Os fungos estão entre os organismos mais amplamente distribuídos na Terrae são de grande 
importância ambiental e médica. Muitos fungos vivem livremente no solo ou na água; outros 
formam relações parasitárias ou simbióticas com plantas ou animais. 
Os fungos são organismos eucarióticos ; isto é, suas células contêm organelas ligadas à 
membrana e núcleos claramente definidos. Historicamente, os fungos foram incluídos no reino 
vegetal ; entretanto, como os fungos carecem de clorofila e são diferenciados por características 
estruturais e fisiológicas únicas (ou seja, componentes da parede celular e da membrana celular), 
eles foram separados das plantas. Além disso, os fungos se distinguem claramente de todos os 
outros organismos vivos, incluindo animais, por seus principais modos de crescimento vegetativo 
e ingestão de nutrientes. Os fungos crescem das pontas dos filamentos (hifas) que constituem os 
corpos dos organismos ( micélios ) e digerem a matéria orgânica externamente antes de absorvê-la 
em seus micélios. (INSTITUTO FEDERAL SANTA CATARINA 2016) 
Enquanto cogumelos e cogumelos venenosos (cogumelos venenosos) não são, de forma 
alguma, os fungos mais numerosos ou economicamente importantes; são os mais facilmente 
reconhecidos. A palavra latina para cogumelo , fungo (plural fungi ), passou a representar todo o 
grupo. Da mesma forma, o estudo dos fungos é conhecido como micologia - uma ampla aplicação 
da palavra grega para cogumelo, mykēs . Os fungos, exceto cogumelos, são às vezes chamados 
coletivamente de bolores, embora esse termo seja mais restrito aos fungos do tipo representado 
25 
 
 
pelo bolor de pão . (Para obter informações sobre fungos viscosos, que exibem características dos 
mundos animal e fúngico, consulte o protista.) (INSTITUTO FEDERAL SANTA CATARINA 
2016) 
PROTOZOÁRIOS 
Protozoários são animais unicelulares encontrados em todo o mundo na maioria dos 
habitats. A maioria das espécies vive em liberdade, mas todos os animais superiores estão 
infectados com uma ou mais espécies de protozoários. As infecções variam de assintomáticas a 
potencialmente fatais, dependendo da espécie e cepa do parasita e da resistência do hospedeiro. são 
eucariotos unicelulares microscópicos que possuem uma estrutura interna relativamente complexa 
e realizam atividades metabólicas complexas. Alguns protozoários possuem estruturas de 
propulsão ou outros tipos de movimento. Os estágios dos protozoários parasitas que ativamente se 
alimentam e se multiplicam são frequentemente chamados de trofozoítos; em alguns protozoários, 
outros termos são usados para esses estágios. Os cistos são estágios com uma membrana protetora 
ou parede espessada. Os cistos de protozoários que devem sobreviver fora do hospedeiro 
geralmente têm paredes mais resistentes do que os cistos que se formam nos tecidos. A fissão 
binária, a forma mais comum de reprodução, é assexuada; a divisão assexuada múltipla ocorre em 
algumas formas. Tanto a reprodução sexuada quanto assexuada ocorrem no Apicomplexa. Todos 
os protozoários parasitas requerem substâncias orgânicas pré-formadas - isto é, a nutrição é 
holozóica como nos animais superiores.(KARP 1998) 
BACTERIAS 
As bactérias são micróbios unicelulares. A estrutura celular é mais simples do que a de 
outros organismos, pois não há núcleo ou organelas ligadas à membrana. Em vez disso, seu centro 
de controle contendo a informação genética está contido em um único loop de DNA. Algumas 
bactérias possuem um círculo extra de material genético denominado plasmídeo. O plasmídeo 
geralmente contém genes que dão à bactéria alguma vantagem sobre outras bactérias. Por exemplo, 
pode conter um gene que torna a bactéria resistente a um determinado antibiótico. 
As bactérias são classificadas em cinco grupos de acordo com suas formas básicas: esférica 
(cocos), bastonetes (bacilos), espiral (espirila), vírgula (vibrios) ou saca-rolhas (espiroquetas). Eles 
podem existir como células únicas, em pares, cadeias ou clusters. 
As bactérias são encontradas em todos os habitats da Terra: solo, rocha, oceanos e até 
neve ártica. Alguns vivem dentro ou sobre outros organismos, incluindo plantas e animais, 
incluindo humanos. Existem aproximadamente 10 vezes mais células bacterianas do que células 
26 
 
 
humanas no corpo humano. Muitas dessas células bacterianas são encontradas revestindo o 
sistema digestivo. Algumas bactérias vivem no solo ou em plantas mortas, onde desempenham 
um papel importante na ciclagem de nutrientes. Alguns tipos causam deterioração dos alimentos 
e danos às colheitas, mas outros são incrivelmente úteis na produção de alimentos fermentados, 
como iogurte e molho de soja. Relativamente poucas bactérias são parasitas ou patógenos que 
causam doenças em animais e plantas. 
Algumas bactérias podem formar endosporos. São estruturas dormentes, extremamente 
resistentes a condições físicas e químicas hostis, como calor, radiação ultravioleta e 
desinfetantes. Isso torna muito difícil destruí-los. Muitas bactérias produtoras de endosporos são 
patógenos desagradáveis, por exemplo, Bacillus anthracis , a causa do antraz. .(TORTORA; 
FUNKE; CASE 2017) 
Fase de testes: 
Microbiologia clínica é uma disciplina que abrange uma ampla gama de metodologias de 
teste e é complexa em termos de organismos e métodos usados para isolá-los e identificá-los. 
Embora melhorias significativas nas metodologias de teste tenham sido feitas, a microbiologia 
clínica continua fortemente dependente de métodos baseados em cultura e métodos fenotípicos 
para identificação de organismos de cultura. A ampla variedade de patógenos e métodos de teste 
disponíveis torna os testes microbiológicos desafiadores e, portanto, a detecção e correção de 
erros são componentes importantes dos testes de laboratório de microbiologia de qualidade. 
Erros podem ocorrer em todos os estágios do teste (pré-analítico, analítico e pós-analítico), e um 
erro em um estágio do teste pode se sobrepor ou levar a erros em outros estágios (por exemplo, 
a coleta incorreta da amostra pode levar a cultura, identificação,terapia antimicrobiana como 
resultado). No laboratório de microbiologia clínica, como em todas as outras disciplinas, a 
frequência de erros analíticos foi reduzida consideravelmente com a implementação de 
programas de controle de qualidade e garantia de qualidade. Apesar das melhorias nos testes 
microbiológicos,os microrganismos continuam a ser um desafio constante e erros 
ocasionalmente ocorrem.(MALETTA; BRANDAO 1981) 
Pré análise: 
Os testes de laboratório clínico de hoje são muito importantes no diagnóstico e tratamento 
em muitas áreas da medicina. Após o exame, espera-se que os resultados dos testes dos 
pacientes sejam confiáveis. No entanto, alguns resultados laboratoriais podem produzir 
resultados indesejáveis. Existem vários fatores negligenciados ou não controlados na ocorrência 
desses resultados indesejáveis do teste (1). Processos de laboratório; é chamada de fases pré-
analíticas, analíticas e pós-analíticas. A confiabilidade dos resultados dos testes não laboratoriais 
está relacionada à qualidade dessas três etapas principais. Neste processo denominado fase pré-
27 
 
 
analítica; seleciona-se o teste, retirando e coletando a amostra, identificando o paciente, 
transportando a amostra para o laboratório e preparando a amostra.(XAVIER; BARROS 2016) 
A fase pré-analítica consiste na preparação do paciente para a coleta da amostra até o 
processamento da amostra antes da etapa analítica. Erros pré-analíticos podem ocorrer in vivo 
ou in vitro . Muitos fatores pré-analíticos podem alterar os resultados do teste, produzindo 
alterações que não refletem a verdadeira condição fisiológica ou clínica do paciente. Na Vivo, os 
fatores são mais difíceis de controlar pelos profissionais de laboratório, mas alguns erros pré-
analíticos podem ser evitados impondo-se os requisitos de coleta e manuseio de amostras. 
Determinadas populações de pacientes (ou seja, pacientes pediátricos, geriátricos, de diálise e 
oncologia) apresentam desafios adicionais na obtenção de uma amostra para monitoramento de 
drogas terapêuticas ou outros testes de laboratório clínico. Alguns outros fatores pré-analíticos do 
paciente incluem identificação do paciente, tempo de dosagem versus coleta, hemólise / lipemia, 
interações medicamentosas e grau de ligação às proteínas. Uma das variáveis pré-analíticas mais 
comuns associadas ao monitoramento de medicamentos terapêuticos ocorre após a coleta do 
sangue e está relacionada à estabilidade do medicamento em tubos de coleta de sangue in vitro, 
a estabilidade do medicamento depende de vários fatores, incluindo o tubo primário usado, o 
volume de enchimento no tubo, junto com o tempo e a temperatura de armazenamento. Outra 
variável pré-analítica importante é a coleta de antibióticos hidrofóbicos por meio de linhas 
intravenosas. .(XAVIER; BARROS 2016) 
A próxima etapa do ciclo de diagnóstico é a fase analítica dos testes de laboratório. Esta 
fase começa com a condução de microrganismos de coloração direta de Gram. A amostra direta 
tem um alto valor diagnóstico em amostras fisiologicamente estéreis. Cocos Gram-positivos 
dispostos em cachos irregulares semelhantes a uvas podem sugerir uma infecção estafilocócica. 
Essas bactérias também podem formar cadeias, ou estar dispostas em pares ou como células 
individuais 
A amostra clínica é inoculada em placas de ágar , por exemplo, Tryptic Soy Agar 
suplementado com 5% de sangue de ovelha ou em meio seletivo (Baird-Parker Agar, Chapman 
Agar). A inoculação deve ser sempre feita por streaking, uma técnica que isola as colônias 
bacterianas individuais . Se realizada corretamente, a identificação preliminar de estafilococos na 
amostra clínica é possível. Bactérias do gênero Staphylococcus inoculadas em placas de ágar 
com 5% de sangue de ovelha, após um período de incubação de 18 a 24 mm de diâmetro. As 
colônias podem apresentar um pigmento branco, diferentes tons de pigmentos amarelos a 
dourados e até mesmo uma coloração laranja. A intensidade da cor depende das condições de 
cultura (ou seja, composição do meio, intensidade da luz, temperatura). A coloração característica 
das colônias não é uma característica que possa ajudar a atribuir uma cepa a uma determinada 
28 
 
 
espécie, mesmo ao gênero Staphylococcus . A maioria das cepas de estafilococos cultivadas em 
ágar, suplementado com 5% de sangue de ovelha, são beta-hemolíticas (causando lise completa 
dos eritrócitos de ovelha) (XAVIER; BARROS 2016) 
Coloração de GRAM: 
A primeira etapa da coloração de Gram é o uso de corante violeta cristal para a coloração 
inicial da lâmina. A próxima etapa, também conhecida como fixação do corante, envolve o uso de 
iodo para formar o complexo de cristal violeta-iodo para evitar a fácil remoção do corante. 
Posteriormente, um descolorante, geralmente solvente de etanol e acetona, é usado para 
remover o corante. O princípio básico da coloração de Gram envolve a capacidade da parede 
celular bacteriana de reter o corante violeta de cristal durante o tratamento com solvente. 
Microrganismos Gram-positivos têm maior conteúdo de peptidoglicanos, enquanto organismos 
Gram-negativos têm maior teor de lipídios. (VALENTIM 2020) 
Inicialmente, todas as bactérias absorvem o corante violeta cristal; entretanto, com o uso 
de solvente, a camada lipídica de organismos gram-negativos é dissolvida. Com a dissolução da 
camada lipídica, os gram negativos perdem a mancha primária. Em contraste, o solvente 
desidrata as paredes celulares gram-positivas com o fechamento dos poros, evitando a difusão 
do complexo violeta-iodo e, portanto, as bactérias permanecem coradas. A duração da 
descoloração é uma etapa crítica na coloração de Gram, pois a exposição prolongada a um 
agente descolorante pode remover todas as manchas de ambos os tipos de bactérias. (TELELAB 
1997) 
A etapa final na coloração de Gram é usar a coloração de fucsina básica para dar às 
bactérias Gram-negativas uma cor rosa para facilitar a identificação. Também é conhecido como 
contracoloração. Alguns laboratórios usam safranina como contracoloração; no entanto, a fucsina 
básica cora organismos gram-negativos mais intensamente do que a safranina. Da mesma forma, 
Hemophilus spp., Legionella app e algumas bactérias anaeróbicas se coram mal com safranina. 
A primeira etapa da coloração de Gram é o uso de corante violeta cristal para a coloração 
inicial da lâmina. A próxima etapa, também conhecida como fixação do corante, envolve o uso de 
iodo para formar o complexo de cristal violeta-iodo para evitar a fácil remoção do 
corante. Posteriormente, um descolorante, geralmente solvente de etanol e acetona, é usado 
para remover o corante. O princípio básico da coloração de Gram envolve a capacidade da parede 
celular bacteriana de reter o corante violeta de cristal durante o tratamento com 
solvente. Microrganismos Gram-positivos têm maior conteúdo de peptidoglicanos, enquanto 
organismos Gram-negativos têm maior teor de lipídios. (TELELAB 1997) 
Inicialmente, todas as bactérias absorvem o corante violeta cristal; entretanto, com o uso 
de solvente, a camada lipídica de organismos gram-negativos é dissolvida. Com a dissolução da 
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camada lipídica, os gram negativos perdem a mancha primária. Em contraste, o solvente 
desidrata as paredes celulares gram-positivas com o fechamento dos poros, evitando a difusão 
do complexo violeta-iodo e, portanto, as bactérias permanecem coradas. A duração da 
descoloração é uma etapa crítica na coloração de Gram, pois a exposição prolongada a um 
agente descolorante pode remover todas as manchas de ambos os tipos de bactérias. (TELELAB 
1997) 
A etapa final na coloração de Gram é usar a coloração de fucsina básica para dar às 
bactérias Gram-negativas uma cor rosa para facilitar a identificação. Também é conhecido como 
contracoloração. Alguns laboratórios usam safranina como contracoloração; no entanto, a fucsina 
básica cora organismos gram-negativos mais intensamente do que a safranina. Da mesma 
forma, Hemophilus spp., Legionella app e algumas bactérias anaeróbicas se coram mal com 
safranina. 
Tipos de equipamentos necessários para a coloração de Gram incluem: 
• Bico de Bunsen 
• Lâmina de microscópio limpa com álcool 
• Rack deslides 
• Microscópio 
 Os reagentes necessários para a coloração de Gram incluem: 
• Violeta de cristal 
• Solução de iodo de Gram 
• Acetona / etanol 
• Solução básica de fucsina a 0,1% 
• Água 
Procedimento 
1. Preparação de um esfregaço de lâmina: 
• A alça de inoculação é usada para transferir uma gota de cultura suspensa para a 
lâmina de microscópio. 
• Se uma placa de Petri ou um tubo de cultura inclinado contiver a colônia, uma gota 
ou algumas alças de água são adicionadas para facilitar uma quantidade mínima de transferência 
de colônia para a lâmina de exame. 
• É necessária uma quantidade mínima de cultura. Se a cultura puder ser detectada 
visualmente em uma alça de inoculação, isso indica a coleta de muita cultura. 
30 
 
 
• A cultura é espalhada com uma alça de inoculação em uma película ainda fina sobre 
um círculo de 15 mm de diâmetro. Uma lâmina típica pode conter até 4 pequenos esfregaços se 
examinar mais de uma cultura. 
• A lâmina pode ser seca ao ar ou seca com a ajuda de calor sobre uma chama suave. O 
slide deve ser movido circularmente sobre a chama para evitar superaquecimento ou formação de 
padrões de anel no slide. O calor ajuda a adesão das células à lâmina de vidro e evita a perda 
significativa de cultura durante o enxágue. (TELELAB 1997) 
2. Coloração de Gram: 
• A coloração de violeta cristal é adicionada sobre a cultura fixada. 
• Após 10 a 60 segundos, a mancha é removida e o excesso é enxaguado com água. O 
objetivo é lavar a mancha sem perder a cultura fixada. 
• A solução de iodo é usada para cobrir o esfregaço por 10 a 60 segundos. Esta etapa 
é conhecida como "fixação do corante". A solução de iodo é despejada e a lâmina é enxaguada com 
água corrente. O excesso de água da superfície é sacudido. 
• Algumas gotas de descolorante são adicionadas à lâmina. Os descolorantes 
costumam ser os solventes mistos de etanol e acetona. Esta etapa é conhecida como "tratamento 
com solvente". A lâmina é enxaguada com água em 5 segundos. Para evitar descoloração excessiva 
nas células Gram-positivas, pare de adicionar descolorante assim que o solvente não tiver cor ao 
escorrer pela lâmina. 
• O esfregaço é contrastado com solução básica de fucsina por 40 a 60 segundos. A 
solução de fucsina é lavada com água e o excesso de água é enxugado com o papel absorvente. A 
lâmina também pode ser seca ao ar após sacudir o excesso de água. (TELELAB 1997) 
3. Exame microscópico da lâmina: 
• A lâmina deve ser examinada ao microscópio sob imersão em óleo. 
• O exame inicial das lâminas deve usar a objetiva X40 para avaliar a distribuição do 
esfregaço e, em seguida, devem ser examinados com a objetiva de imersão em óleo X100. 
• Todas as áreas do slide requerem um exame inicial. As áreas com apenas uma célula 
de espessura devem ser examinadas. Áreas espessas em slides geralmente fornecem resultados 
variáveis e incorretos. 
• Os glóbulos brancos e macrófagos coram Gram-negativos. 
• As células epiteliais escamosas coram de Gram-positivas. 
31 
 
 
Várias modificações de coloração de Gram são usadas, como coloração de Gram de Atkin 
e coloração de Gram de Burke, etc. 
Um achado normal em um fluido corporal estéril deve ser a ausência de qualquer organismo 
patológico no esfregaço. Os organismos são identificados com base na cor e forma. Os organismos 
Gram-positivos são roxos ou azuis, enquanto os Gram-negativos são rosados ou vermelhos. Os 
bacilos são em forma de bastão, enquanto os cocos são esféricos. (TELELAB 1997) 
Achados na coloração de Gram que sugerem infecções bacterianas subjacentes: 
• Cocos Gram-positivos em grupos: Normalmente característicos 
de espécies de Staphylococcus , como S. aureus. 
• Cocos Gram-positivos em cadeias: geralmente característicos 
de espécies de Streptococcus , como S. pneumoniae, estreptococos do grupo B 
• Cocos Gram-positivos em tétrades: Geralmente característicos 
de Micrococcus spp. 
• Bacilos Gram-positivos, espessos: Geralmente característicos de Clostridium spp., 
Como C. perfringes , C. septicum . 
• Bacilos Gram-positivos finos: Geralmente característicos de Listeria spp. 
• Bacilos Gram-positivos ramificados: Geralmente característicos 
de Actinomyces e Nocardia . 
• Diplococos Gram-negativos: Geralmente característicos de Neisseria spp., 
Como N. meningitidis. (Observação: Moraxella spp. E Acinetobacter spp., São frequentemente 
diplocócicos na morfologia. Acinetobacter pode às vezes aparecer como cocos Gram-positivos e 
podem ser pleomórficos. 
• Cocobacilos : geralmente característicos de Acinetobacter spp., E podem ser 
gram-positivos, gram-negativos ou gram variáveis. 
• Bacilos Gram-negativos finos: Geralmente característicos de Enterobacteriaceae , 
como E. coli . 
• Cocobacilos: geralmente característicos de Hemophilus spp., Como H. influenzae . 
• Curvo: Normalmente característico de Vibrio spp.,; Campylobacter spp., Como V. 
cholerae e C. jejuni . 
• Forma de agulha fina: geralmente característica de Fusobacterium spp. 
32 
 
 
Organismos Gram variáveis: esses organismos não se agrupam em organismos Gram-
positivos ou Gram-negativos. 
A interpretação das lâminas pode ser difícil se o esfregaço microscópico for espesso e 
aglomerado. O tempo de descoloração deve ser monitorado de perto para evitar descoloração 
insuficiente ou descoloração excessiva. Esfregaços mais espessos requerem mais tempo de 
descoloração. Da mesma forma, as culturas devem ser avaliadas enquanto ainda estão frescas. As 
culturas antigas tendem a perder as paredes celulares do peptidoglicano, o que predispõe as células 
gram-positivas a serem gram-negativas ou gram-variáveis. A coloração de Gram não é útil para 
organismos sem parede celular, como espécies de Mycoplasma , e para bactérias menores, 
como espécies de Chlamydia e Rickettsia . (TELELAB 1997) 
A coloração de Gram não pode revelar organismos falsamente no seguinte cenário: 
• Uso de antibióticos antes de coletar uma amostra 
• Idade inadequada de cultura: muito jovem ou muito velho 
• Reparando o esfregaço antes de secar 
• O esfregaço é muito espesso 
• Baixa concentração de violeta cristal 
• Fixação de calor excessivo 
• Lavagem excessiva entre as etapas 
• Exposição insuficiente ao iodo 
• Descoloração prolongada 
• Contracoloração excessiva 
• Falta de experiência na preparação e revisão do slide 
Às vezes, os resultados da coloração de Gram podem não corresponder aos resultados finais 
das culturas e podem levar ao uso inadequado de antibióticos. (TELELAB 1997) 
Coloração Ziehl-Neelsen 
A coloração Ziehl-Neelsen usa compostos básicos de fucsina e fenol para colorir a parede 
celular de espécies de Mycobacterium que não se liga prontamente a manchas simples e, portanto, 
o uso de calor junto com carbol-fuschin e fenol permite a penetração através da parede celular 
bacteriana para visualização. A parede celular do Mycobacterium contém alto teor de lipídios 
compostos de ácido micólico em sua parede celular, tornando-o ceroso, hidrofóbico e 
impermeável. Estes são ácidos ß- hidroxicarboxílicos compostos de 90 átomos de carbono que 
33 
 
 
definem a resistência aos ácidos das bactérias. O uso de Carbol-fuschin, que é básico, se liga 
fortemente aos componentes negativos da bactéria, que incluem o ácido micólico e a parede celular 
lipídica. a adição de álcool ácido junto com a aplicação de calor forma um complexo forte que não 
pode ser removido facilmente com solventes. Os bacilos álcool-ácido resistentes assumem a cor 
vermelha do corante primário, carbol-fuschin. Enquanto as bactérias não ácido-resistentes 
descoloram facilmente com a adição do álcool-ácido e absorvem o corante de contraste azul de 
metileno e aparecem em azul.Essa técnica tem sido utilizada na identificação do Mycobacterium 
tuberculosis e do Mycobacterium leprae. (LABORCLIN 2018) 
Reagentes usados na coloração Ziehl-Neelsen: 
Carbol-Fuschin (corante primário)20% de ácido sulfúrico ou ácido-álcool (descolorante) 
Corante azul de metileno (contracoloração) ou verde malaquita 
 
Preparação de reagentes 
Carbol Fuschin 
• Água destilada - 100ml 
• Fuschin básico- 1g 
• Álcool etílico (etanol 100%) - 10ml 
• Cristais de fenol - 5ml 
Álcool ácido (3% de ácido clorídrico em 95% de álcool etílico) 
• Álcool etílico - 95 ml 
• Água destilada - 2 ml 
• Ácido clorídrico concentrado - 3 ml 
0,25% de azul de metileno em 1% de ácido acético 
• Azul de metileno - 0,25g 
• Água destilada - 99ml 
• Ácido acético - 1ml 
Procedimento: 
1. Em uma lâmina microscópica estéril limpa, faça o esfregaço da cultura da amostra 
e fixe o esfregaço com calor azul. 
2. Sobre o esfregaço, despeje e inunde o esfregaço com Carbolfucsina e aqueça 
suavemente até que produza fumaça. 
34 
 
 
3. Deixe-o repousar por 5 minutos e lave-o com água corrente suave. 
4. Adicione ácido sulfúrico a 20% e deixe agir por 1-2 minutos. Repita esta etapa até 
que a mancha fique rosa. 
5. Lave o ácido com água. 
6. Inunde o esfregaço com corante azul de metileno e deixe agir por 2-3 minutos e lave 
com água. 
7. Seque ao ar e examine a mancha sob as lentes de imersão em óleo. 
 
Resultados e interpretações: 
Bactérias ácido-resistentes retêm o corante primário, carbol-fuschin, e coram de rosa; 
Bactérias de gordura não ácida absorvem o corante azul de metileno e aparecem em azul. 
Aplicações da coloração de Ziehl-Neelsen 
Usado para exame e identificação de espécies de Mycobacterium . 
Usado para diferenciar entre bacilos álcool-ácido resistentes e não-ácido-resistentes 
Usado para a identificação de algumas espécies de fungos, como Cryptosporidium . 
(LABORCLIN 2018) 
 
Limitações da coloração de Ziehl-Neelsen 
Só pode ser usado para identificar bacilos álcool-ácido resistentes. A morfologia física do 
organismo está distorcida. (LABORCLIN 2018) 
 
TÉCNICAS DE SEMEADURA 
O cultivo de bactérias em cultura pura ainda é um dos métodos mais amplamente usados 
em microbiologia. Muitas bactérias, principalmente aquelas causadoras de doenças e utilizadas em 
estudos científicos, são heterotróficas, o que significa que dependem de compostos orgânicos como 
alimento, para fornecer energia e carbono. Algumas bactérias também requerem componentes 
nutricionais adicionais, como vitaminas, em sua dieta. Um ambiente físico apropriado deve ser 
criado, onde fatores importantes como temperatura, pH e a concentração de gases atmosféricos 
(particularmente oxigênio) são controlados e mantidos. 
As necessidades nutricionais das bactérias podem ser atendidas por meio de meios 
microbiológicos especializados que normalmente contêm extratos de proteínas (como uma fonte 
35 
 
 
de carbono e nitrogênio), sais inorgânicos como fosfato de potássio ou sulfato de sódio e, em alguns 
casos, carboidratos como glicose ou lactose. Para bactérias fastidiosas (ou seja, aquelas que são 
comedoras exigentes), vitaminas e / ou outros fatores de crescimento também devem ser 
adicionados. 
Os meios de cultura bacteriológica podem ser preparados como um líquido (caldo), um 
sólido (meio de placa ou meio inclinado) ou como um semissólido (fundos), conforme ilustrado na 
Figura 1. Os meios sólidos e semissólidos contêm um agente de solidificação, como ágar ou 
gelatina. O ágar, que é um polissacarídeo derivado da alga vermelha ( Rhodophyceae ), é o 
preferido porque é uma substância inerte e não nutritiva. O ágar fornece uma superfície de 
crescimento sólida para as bactérias, sobre a qual as bactérias se reproduzem até que os nódulos 
distintos de células que chamamos de colônias se formem. 
Uma população de bactérias cultivadas em laboratório é chamada de cultura . Uma cultura 
pura contém apenas um único tipo; uma cultura mista contém duas ou mais bactérias diferentes. Se 
uma cultura bacteriana for deixada na mesma mídia por muito tempo, as células esgotam os 
nutrientes disponíveis, excretam metabólitos tóxicos e, eventualmente, toda a população morrerá. 
Assim, as culturas bacterianas devem ser transferidas periodicamente, ou subcultivadas , para 
novos meios para manter o crescimento da população bacteriana. 
 
Microbiologistas usam técnicas de subcultura para cultivar e manter culturas bacterianas, 
para examinar culturas quanto à pureza ou morfologia, ou para determinar o número de organismos 
viáveis. Em laboratórios clínicos, a subcultura é usada para obter uma cultura pura de um agente 
infeccioso e também para estudos que conduzam à identificação do patógeno. Como as bactérias 
podem viver em quase qualquer lugar, as etapas de subcultura devem ser realizadas assepticamente 
, para garantir que a contaminação bacteriana ou fúngica indesejada seja mantida fora de uma 
cultura importante. 
Em microbiologia, as técnicas assépticas requerem essencialmente apenas bom senso e boas 
habilidades de laboratório. Em primeiro lugar, considere que cada superfície que você toca e o ar 
que você respira podem estar contaminados por microorganismos. Em seguida, pense sobre as 
etapas que você pode executar para minimizar sua exposição a invasores invisíveis indesejados. 
Você também deve estar pensando em como evitar a contaminação de suas culturas bacterianas 
com bactérias do ambiente circundante (o que inclui você). 
36 
 
 
Para manter um ambiente de trabalho asséptico, tudo com que você trabalha deve estar 
inicialmente livre de micróbios. Assim, começamos com pipetas pré-esterilizadas, tubos de cultura 
e vidraria. As alças de inoculação e agulhas feitas de arame metálico podem ser usadas para 
transferir bactérias de um meio para outro, como da superfície de uma placa de ágar para um caldo. 
As ferramentas de metal podem ser esterilizadas aquecendo-as na chama de um bico de Bunsen. 
Ferramentas de vidro ou espalhadores de metal ou pinças que não podem ser esterilizados por calor 
direto são mergulhados em álcool seguido por uma breve passagem pela chama para acelerar o 
processo de evaporação. As técnicas assépticas padrão usadas para a cultura de bactérias serão 
demonstradas no início do laboratório. 
Um método muito importante em microbiologia é isolar um único tipo de bactéria de uma 
fonte que contém muitos. A maneira mais eficaz de fazer isso é o método de placa em faixa , que 
dilui as células individuais espalhando-as sobre a superfície de uma placa de ágar (ver Figura 2). 
Células individuais se reproduzem e criam milhões de clones, que se acumulam no topo da célula 
original. As pilhas de células bacterianas observadas após um período de incubação são chamadas 
de colônias . Cada colônia representa os descendentes de uma única célula bacteriana e, portanto, 
todas as células nas colônias são clones. Portanto, ao transferir uma única colônia da placa de linha 
para uma nova mídia, você obteve uma cultura pura com apenas um tipo de bactéria. 
Bactérias diferentes dão origem a colônias que podem ser bastante distintas das espécies 
bacterianas que as criaram. Portanto, uma etapa preliminar útil na identificação de bactérias é 
examinar uma característica chamada morfologia colonial , que é definida como o aparecimento 
das colônias em uma placa de ágar ou inclinação. Idealmente, essas determinações devem ser feitas 
olhando para uma única colônia; entretanto, se o crescimento colonial é mais abundante e não há 
colônias isoladas, ainda é possível descrever algumas das características coloniais, como a textura 
e a cor do crescimento bacteriano. 
Um meio de cultura deve conter nutrientes adequados para apoiar o crescimento bacteriano. 
No mínimo, isso incluiria compostos orgânicos que podem fornecer os blocos de construção 
necessários para a reprodução celular. Em muitos casos, a proteína pré-digerida, como a proteína 
de soja hidrolisada, atende a esse propósito e apoiará o crescimento de muitas bactérias diferentes. 
Essas formulações de meio são geralmente chamadas de meio complexo , para indicar queé uma 
mistura com muitos componentes. 
Meio líquido 
37 
 
 
Pipetas graduadas de vidro ou plástico pré-esterilizadas (Figura 5) são usadas para transferir 
volumes específicos de líquidos estéreis com precisão. É importante que você aprenda a usar essas 
ferramentas corretamente, pois pode ser necessário transferir líquidos estéreis e às vezes 
contaminados entre vários frascos e tubos. Seu uso apropriado será discutido e demonstrado em 
laboratório. Algumas dicas para lembrar: 
A pipeta e o meio são estéreis; nunca deve haver nenhum contato direto com suas mãos, 
pele ou superfícies de laboratório. 
As tampas ou tampas de tubos ou frascos nunca devem ser colocadas nas superfícies do 
laboratório. 
Tubos ou garrafas devem ser mantidos em ângulo durante o processo de transferência, para 
minimizar o potencial de contaminantes transportados pelo ar para entrar na abertura. 
Passar a abertura do tubo ou garrafa brevemente através de uma chama antes e depois do 
processo de transferência irá desencorajar contaminantes transportados pelo ar de entrar no líquido 
estéril. 
Prática de pipeta: 
Obtenha água em um copo pequeno, uma pipeta graduada estéril de 10 ml e um auxiliar de 
pipeta (pipump). Reserve um minuto para observar as divisões na pipeta e entender o volume que 
cada marca representa. O uso da pipeta para transferir líquidos será demonstrado. Antes de tentar 
pipetar um líquido estéril, retire 5 ml de água do copo e coloque-os de volta no copo em 
incrementos de 1 ml. Continue até se sentir confortável segurando a pipeta e usando a pipeta. Em 
seguida, pratique novamente com água em um frasco de mídia com tampa usando técnicas 
assépticas. 
Meios sólidos e semissólidos: 
O cultivo de culturas de bactérias em meio sólido (placa de ágar ou inclinação) nos permite 
visualizar e identificar as características coloniais e também fornece uma maneira de separar as 
bactérias em uma cultura mista. As culturas cultivadas em placas de ágar geralmente não 
sobrevivem por muito tempo, uma vez que as tampas das placas de Petri não são bem ajustadas e 
a mídia (e as bactérias) desidratam. As culturas cultivadas em placas de ágar devem ser sempre 
manuseadas “de baixo para cima” para evitar que a condensação - que muitas vezes se acumula na 
tampa do prato durante a incubação - goteje na cultura. 
As bactérias podem ser cultivadas em ágar inclinado ou meio de facada em tubos se o 
38 
 
 
objetivo for mantê-las em uma cultura de longo prazo. Geralmente, as bactérias cultivadas em 
declives permanecerão viáveis por algumas semanas a alguns meses, e às vezes mais se 
armazenadas em uma geladeira. 
MEIOS DE CULTURAS 
Meios microbianos gerais. Para o cultivo de bactérias, um meio comumente usado é o caldo 
nutritivo , um líquido que contém proteínas, sais e intensificadores de crescimento que sustentam 
muitas bactérias. Para solidificar o meio, um agente como o ágar é adicionado. O ágar é um 
polissacarídeo que não adiciona nutrientes ao meio, apenas o solidifica. O meio resultante é o ágar 
nutriente. 
Muitos meios para microrganismos são complexos, refletindo as necessidades de 
crescimento dos microrganismos. Por exemplo, a maioria dos fungos requer carboidratos extras e 
um ambiente ácido para um crescimento ideal. O meio utilizado para esses organismos é o ágar 
batata dextrose , também conhecido como ágar Sabouraud dextrose. Para protozoários, geralmente 
são necessários meios líquidos, e para riquétsias e vírus, células de tecido vivo devem ser 
fornecidas para um melhor cultivo. 
Para microrganismos anaeróbios, a atmosfera deve ser livre de oxigênio. Para eliminar o 
oxigênio, o meio de cultura pode ser colocado dentro de recipientes onde o dióxido de carbono e o 
gás hidrogênio são gerados e o oxigênio é removido da atmosfera. Os produtos disponíveis 
comercialmente atendem a essas condições. As câmaras anaeróbicas também podem ser usadas em 
compartimentos fechados, e os técnicos podem manipular os meios de cultura dentro dessas 
câmaras. Para estimular a formação de dióxido de carbono, uma vela pode ser queimada para usar 
o oxigênio e substituí-lo por dióxido de carbono. 
Meios microbianos especiais 
 Certos microrganismos são cultivados em meios seletivos. Esses meios retardam o 
crescimento de organismos indesejados enquanto encorajam o crescimento dos organismos 
desejados. Por exemplo, o ágar com sal de manitol é seletivo para estafilococos porque a maioria 
das outras bactérias não pode crescer em seu ambiente com alto teor de sal. Outro meio seletivo é 
o ágar verde brilhante , um meio que inibe bactérias Gram-positivas enquanto permite o 
crescimento de organismos Gram-negativos, como espécies de Salmonella. 
Ainda outros meios de cultura são meios diferenciais . Esses meios fornecem ambientes 
nos quais diferentes bactérias podem ser distinguidas umas das outras. Por exemplo, o ágar bile 
39 
 
 
vermelho-violeta é usado para distinguir bactérias coliformes, como Escherichia coli, de 
organismos não-coliformes. As bactérias coliformes aparecem como colônias rosa claro neste 
meio, enquanto os não-coliformes aparecem em rosa claro ou transparente. 
Certos meios de comunicação são seletivos e diferenciais. Por exemplo, o ágar MacConkey 
diferencia bactérias fermentadoras de lactose de bactérias não fermentadoras de lactose, enquanto 
inibe o crescimento de bactérias Gram-positivas. Uma vez que as bactérias que fermentam a lactose 
estão frequentemente envolvidas na poluição da água, elas podem ser diferenciadas adicionando 
amostras de água ao ágar MacConkey e esperando o crescimento aparecer. 
Em alguns casos, é necessário formular um meio enriquecido. Esse meio fornece nutrientes 
específicos que encorajam espécies selecionadas de microrganismos a florescer em uma amostra 
mista. Ao tentar isolar espécies de Salmonella de amostras fecais, por exemplo, é útil colocar uma 
amostra do material em um meio enriquecido para encorajar as espécies de Salmonella a se 
multiplicarem antes do início das técnicas de isolamento. 
Para trabalhar com microrganismos em laboratório, é desejável obtê-los em culturas puras. 
Culturas puras de bactérias podem ser obtidas espalhando as bactérias e permitindo que as células 
individuais formem massas de crescimento chamadas colônias. Pode-se então colher uma amostra 
da colônia e ter a certeza de que ela contém apenas um tipo de bactéria. Cultivar essas bactérias em 
um meio separado produzirá uma cultura pura. 
Para preservar as culturas microbianas, eles podem ser colocados na geladeira para 
desacelerar o metabolismo que está ocorrendo. Dois outros métodos são ultracongelamento e 
liofilização. Para ultracongelamento, os microrganismos são colocados em um líquido e 
congelados rapidamente em temperaturas abaixo de –50 ° C. A liofilização (liofilização) é realizada 
em um aparelho que usa vácuo para retirar a água após o congelamento da suspensão microbiana. 
A cultura se assemelha a um pó, e os microrganismos podem ser preservados por longos períodos 
nessa condição. 
Métodos de isolamento 
 Para obter colônias separadas de uma cultura mista, vários métodos de isolamento podem 
ser usados. Um é o método da placa de estrias , no qual uma amostra de bactérias misturadas é 
espalhada várias vezes ao longo de uma borda de uma placa de Petri contendo um meio, como o 
ágar nutriente. Um laço é inflamado e então tocado na primeira área para recuperar uma amostra 
de bactéria. Esta amostra é então semeada várias vezes na segunda área do meio. O loop é então 
40 
 
 
reflamed, tocado na segunda área e riscado mais uma vez na terceira área. O processo pode ser 
repetido em uma quarta e quinta áreas, se desejado. Durante a incubação, as bactérias se 
multiplicam rapidamente e formam colônias 
Exemplos de Meios de Cultura 
• Nutriente Broth: 500 g de carne, por ex. coração de boi é picado e misturado 
com 1 litro deágua. 10 g de peptona e 5 g de cloreto de sódio são adicionado, o pH é ajustado 
para 7,3. Usos: (1) Como meio basal para a preparação de outros meios, (2) Para estudar 
produtos solúveis de bactérias. 
• Nutriente Agar. É sólido a 37 ° C. O ágar 2,5% é adicionado ao caldo nutriente. 
É aquecido a 100 ° C para derreter o ágar e depois resfriado. 
• Água peptonada. Peptona 1% e cloreto de sódio 0,5%. É usado como base para 
meios de comunicação de açúcar e para testar a formação de indol. 
• Agar de Sangue. Meio mais comumente usado. 5-10% de sangue de ovelha ou 
cavalo desfibrinado é adicionado ao ágar derretido a 45-50 ° C. O sangue atua como material 
de enriquecimento e também como indicador. Certas bactérias, quando cultivadas em ágar 
sangue, produzem hemólise em torno de suas colônias. Certas bactérias não produzem 
hemólise. Tipos de alterações: (a) beta (p) hemólise. A colônia é rodeado por uma zona clara 
de hemólise completa, por ex. Streptococcus pyogenes é um estreptococo beta hemolítico, (b) 
Alfa (a) hemólise. A colónia está rodeada por uma zona de descoloração esverdeada devido à 
formação de biliverdina, e. Estreptococos Viridans, (c) Gama (y) hemólise, ou Sem hemólise. 
Não há mudança no meio ao redor da colônia. 
• Agar Chocolate ou Agar Sangue Aquecido: Preparado aquecendo ágar sangue. 
É usado para cultura de pneumococo, gonococo, meningococo e Haemophilus. Aquecimento 
do sangue inativa o inibidor de crescimentos. 
• MacConkey Agar. Mais comumente usado para enterobactérias. Ele contém 
ágar, peptona, cloreto de sódio, sal biliar, lactose e vermelho neutro. É um meio seletivo e 
indicador: (1) Seletivo como o sal biliar não inibe o crescimento de enterobactericeae, mas 
inibe o crescimento de muitas outras bactérias. (2) Meio indicador, pois as colônias de 
bactérias que fermentam a lactose adquirem uma cor rosa devido à produção de ácido. Ácido 
transforma o indicador de vermelho neutro em rosa. Essas bactérias são chamadas de 
'fermentadores de lactose', por ex. Escherichia coll. Colônia incolor indica que a lactose não 
41 
 
 
é fermentado, isto é, a bactéria é um fermentador não lactose, e. Salmonella. Shigella, Vibrio. 
• Agar Mueller Hinton: Os testes de sensibilidade à difusão em disco para 
medicamentos antimicrobianos devem ser realizados neste meio de acordo com 
Recomendação da OMS para promover reprodutibilidade e comparabilidade dos resultados. 
• Meio de água com soro de Hiss: Este meio é usado para estudar as reações de 
fermentação de bactérias que não podem crescer em meio de açúcar de água peptonada, e. 
pneumococcus, Neisseria, Corynebacterium. 
• Meio Lowenstein-Jensen: É usado para a cultura de bacilos da tuberculose. 
Contém ovo, verde malaquita e glicerol.(1) O ovo é um material de enriquecimento que 
estimula o crescimento de bacilos da tuberculose, (2) O verde malaquita inibe crescimento de 
organismos diferentes de micobactérias, (3) Glicerol promove o crescimento de 
Mycobacterium tuberculosis mas não Mycobacterium bovis. 
• Dubos Medium. Este meio líquido é usado para bacilos da tuberculose. Neste 
meio, a sensibilidade aos medicamentos dos bacilos da tuberculose pode ser realizada. 
Contém 'tween 80', albumina de soro bovino, hidrolisado de caseína, asparagina e sais. Tween 
80 causa o crescimento disperso e a albumina bovina causam um crescimento rápido. 
• Loeffler Serum. O soro é usado para enriquecimento. Os bacilos da difteria 
crescem neste meio em 6 horas quando o bactérias secundárias não crescem. É usado para 
diagnóstico rápido de difteria e para demonstrar grânulos de volutina. Istocontém soro de 
ovelha, boi ou cavalo. 
• Ágar Sangue Telurito: É usado como meio seletivo para isolamento de 
Cotynebacterium diphtheriae
42 
 
 
 
PROVAS BIOQUÍMICAS 
Os testes bioquímicos são os testes usados para a identificação de espécies bacterianas com 
base nas diferenças nas atividades bioquímicas de diferentes bactérias. A fisiologia bacteriana 
difere de um tipo de organismo para outro. 
A capacidade das bactérias de formar compostos orgânicos metabolizando certos 
carboidratos e compostos relacionados é um método amplamente utilizado para a identificação de 
microrganismos. (ANVISA) 
Bactérias Gram negativas 
As bactérias Gram-negativas causam infecções, incluindo pneumonia, infecções da 
corrente sanguínea, infecções de feridas ou locais cirúrgicos e meningite em ambientes de 
saúde. As bactérias Gram-negativas são resistentes a vários medicamentos e estão cada vez 
mais resistentes à maioria dos antibióticos disponíveis. Essas bactérias têm habilidades internas 
para encontrar novas maneiras de serem resistentes e podem transmitir materiais genéticos que 
permitem que outras bactérias também se tornem resistentes aos medicamentos. As 
recomendações agressivas do CDC, se implementadas, podem evitar a disseminação de gram-
negativos. (ANVISA) 
TSI: O teste Triple Sugar Iron (TSI) é um teste microbiológico nomeado por sua 
capacidade de testar a capacidade de um microrganismo de fermentar açúcares e produzir sulfeto 
de hidrogênio. Um ágar inclinado de um meio especial com vários açúcares constituindo um 
corante sensível ao pH (vermelho de fenol), 1% de lactose, 1% de sacarose, 0,1% de glicose, 
bem como tiossulfato de sódio e sulfato ferroso ou sulfato de amônio ferroso é usado para realizar 
o teste. Todos esses ingredientes, quando misturados e permitidos a solidificação em um ângulo, 
resultam em um tubo de ensaio de ágar em um ângulo inclinado. A forma inclinada deste meio 
fornece uma série de superfícies que são expostas ao ar contendo oxigênio em vários graus (um 
ambiente aeróbio) ou não expostas ao ar (um ambiente anaeróbio) sob as quais os padrões de 
fermentação dos organismos são determinados. 
Para determinar a capacidade de um organismo de fermentar glicose, lactose e sacarose, 
e sua capacidade de produzir sulfeto de hidrogênio. 
O teste de ágar triplo açúcar-ferro empregando ágar triplo açúcar ferro é projetado para 
diferenciar os organismos com base nas diferenças nos padrões de fermentação de carboidratos 
e na produção de sulfeto de hidrogênio. A fermentação de carboidratos é indicada pela produção 
de gás e uma mudança na cor do indicador de pH de vermelho para amarelo. (ANVISA) 
Para facilitar a observação dos padrões de utilização de carboidratos, o Ágar TSI contém 
43 
 
 
três açúcares fermentativos, lactose e sacarose em concentrações de 1% e glicose em 
concentração de 0,1%. Devido à formação de ácido durante a fermentação, o pH cai. O indicador 
ácido base vermelho de fenol é incorporado para detectar a fermentação de carboidratos que é 
indicada pela mudança na cor do meio de carboidrato de vermelho alaranjado para amarelo na 
presença de ácidos. No caso de descarboxilação oxidativa da peptona, produtos alcalinos são 
formados e o pH aumenta. Isso é indicado pela mudança na cor do meio de vermelho alaranjado 
para vermelho profundo. O tiossulfato de sódio e o sulfato de amônio ferroso presentes no meio 
detectam a produção de sulfeto de hidrogênio e são indicados pela cor preta na extremidade do 
tubo. (ANVISA) 
Citrato Simmons: O ágar citrato da Simmons é um meio seletivo e diferencial que testa a 
capacidade de um organismo de usar citrato como única fonte de carbono e íons de amônio como 
única fonte de nitrogênio. É usado para diferenciar bactérias gram-negativas com base na 
utilização de citrato. É útil para selecionar organismos que usam citrato como principal fonte de 
carbono e energia. Inicialmente o meio citrato foi desenvolvido pela Koser contendo sal de amônio 
como única fonte de nitrogênio e citrato como única fonte de carbono para diferenciar Escherichia 
coli e Enterobacter aerogenes por meio de testes IMViC. Mais tarde, Simmons modificou a 
formulação de Koser adicionando ágar e azul de bromo timol. 
Ureia: Um teste de urease é baseado no processo de hidrólise da ureia. O teste é realizado