APOSTILA COLETA E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS BIOLÓGICAS - 1 E 8 SÉRIE(1)

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Curso de Biomedicina 
1ª / 8ª série 
 
 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 
 
 
 
 
 
 
 
2022 
 
 
 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 2 
 
 
SUMÁRIO 
 
 
I. Introdução................................................................................................................................... 1 
II. Coleta de materiais biológicos para exames laboratoriais.......................................................... 6 
III. Finalidades do sangue................................................................................................................. 8 
IV. Composição do sangue................................................................................................................ 8 
1. Obtenção de derivados sanguíneos................................................................................................ 9 
V. Anticoagulantes........................................................................................................................... 12 
1. Mecanismo da coagulação “in vitro”........................................................................................... 14 
VI. Coleta de sangue......................................................................................................................... 15 
1. Procedimentos para venopunção.................................................................................................... 15 
2. Punção arterial................................................................................................................................ 17 
3. Procedimentos para punção cutânea.............................................................................................. 21 
4. Procedimentos frente á dificuldade de visualização das veias....................................................... 23 
5. Erros na coleta de sangue............................................................................................................... 23 
6. Cuidados......................................................................................................................................... 24 
7. Observações que devem ser feitas antes da coleta......................................................................... 25 
8. Complicações decorrentes das punções......................................................................................... 27 
XI. Coleta de sangue a vácuo............................................................................................................ 28 
1. Técnica para coleta de sangue a vácuo........................................................................................... 30 
2. Sequência de tubos a vácuo na coleta de sangue venoso............................................................... 32 
3. Esquemas para localização das veias do braço, antebraço e dorso da mão................................... 35 
4. Problemas específicos na coleta de sangue.................................................................................... 37 
XII. Confecção da extensão de sangue............................................................................................... 40 
XIII. Coleta de urina............................................................................................................................ 42 
1. Urina rotina (Tipo I)....................................................................................................................... 42 
2. Urocultura...................................................................................................................................... 42 
3. Ao acaso (Aleatória)...................................................................................................................... 43 
4. Cateterização uretral....................................................................................................................... 43 
5. Aspiração suprapúbica................................................................................................................... 44 
6. Urina para pesquisa ou cultura de BAAR (BK)............................................................................. 44 
7. Coleta de 24 horas.......................................................................................................................... 
8. Clearence de creatinina / Glicosúria fracionada............................................................................. 
9. Preservação / Alterações que ocorrem na urina............................................................................. 
44 
45 
46 
10. Tipos de conservantes.................................................................................................................... 47 
XIV. Coleta de fezes.......................................................................................................................... 48 
1. Estudo das funções digestivas........................................................................................................ 48 
2. Exame para Rotavírus e Adenovírus.............................................................................................. 49 
3. Gordura fecal.................................................................................................................................. 49 
4. Pesquisa de Sangue oculto............................................................................................................. 49 
5. Parasitológico de fezes................................................................................................................... 49 
6. Coprocultura................................................................................................................................... 50 
 
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XV. Coleta do líquido cefalorraquidiano......................................................................................... 51 
XVI. Coleta de líquido seminal......................................................................................................... 53 
XVII. Testes de coagulação................................................................................................................ 54 
1. Prova de fragilidade (Prova do laço)............................................................................................. 54 
2. Tempo de Sangramento (TS)......................................................................................................... 54 
3. Tempo de Coagulação (TC).......................................................................................................... 55 
XXVVIIIIII.. CCoolleettaa ddee eessppéécciimmeess ppaarraa oo ddiiaaggnnóóssttiiccoo ddee ddooeennççaass iinnffeecccciioossaass.................................................................................... 56 
1. Secreções de mucosa ocular........................................................................................................... 56 
2. Secreção de ouvido........................................................................................................................ 57 
3. Secreção de orofaringe................................................................................................................... 58 
4. Secreção de nasofaringe................................................................................................................. 59 
5. Secreções do trato inferior............................................................................................................. 59 
6. Exsudatos purulentos, feridas e abscessos..................................................................................... 59 
7. Linfa...............................................................................................................................................60 
8. Hemocultura................................................................................................................................... 60 
9. Amostra aparelho genital masculino.............................................................................................. 62 
10. Amostra aparelho genital feminino............................................................................................... 64 
11. Coleta de material para pesquisa de Treponema pallidum e Haemophilus ducrey........................ 68 
XIX. Coleta de exames micológicos................................................................................................. 71 
1. Amostras de couro cabeludo e pêlos.............................................................................................. 72 
2. Amostras de lesões de pele, crostas e escamas.............................................................................. 72 
3. Amostras de raspados, cortes e fragmentos de unha...................................................................... 72 
4. Amostras de pus de fístulas............................................................................................................ 73 
5. Amostras de micoses da córnea e conjuntiva................................................................................. 73 
XX. Reações à tuberculina (PPD)....................................................................................................... 74 
XXXXII.. TTeessttee oorraall ddee ttoolleerrâânncciiaa àà gglliiccoossee ((GGTTTT)).......................................................................................................................................................................... 75 
XXII. CCuurrvvaa gglliiccêêmmiiccaa pprroolloonnggaaddaa.......................................................................................................................................................................................................... 75 
XXIII. GGlliiccoossee ppóóss--pprraannddiiaall.................................................................................................................................................................................................................................. 75 
XXIV. Tabela de exames laboratoriais................................................................................................ 76 
XXV. Referências............................................................................................................................... 94 
 
 
 
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INTRODUÇÃO 
 
A necessidade de confiança nos resultados liberados por laboratórios de análises clínicas 
tem sido considerada uma prioridade, pois os dados produzidos em medicina laboratorial têm uma 
grande influência na tomada de decisão dos clínicos e no diagnóstico dos pacientes (Mccay, et al 
2009; Sonntag, 2009). Estima-se que aproximadamente 70% de todos os diagnósticos são feitos com 
base nos testes laboratoriais (Plebani, 2004) e que os resultados desses testes são responsáveis por 
afetar entre 60 a 70% das decisões sobre prevenção, alta hospitalar, diagnóstico, tratamento e 
monitoramento de doenças (Jordan et al., 2015). 
Dada sua importância, os serviços laboratoriais devem ser acurados e precisos, de forma a 
refletir fidedignamente a situação clínica do paciente. Para que o laboratório clínico possa contribuir 
de maneira adequada para este propósito, é indispensável que todas as fases do atendimento ao 
paciente sejam desenvolvidas seguindo os mais elevados princípios de correção técnica, considerando 
a existência e a importância de diversas variáveis que podem interferir, significativamente, a 
qualidade final do trabalho (Berlitz, 2010). 
Para alcançar as metas de redução dos erros e aumentar a segurança nos processos 
analíticos, faz-se necessário implantar atividades que visam à formação, educação e cultura de todos 
os profissionais envolvidos nos processos de obtenção, manipulação e processamento das amostras 
biológicas (Guimarães, et al 2011). 
Esses fatos exigem que os serviços de medicina laboratorial assumam a responsabilidade 
por todo o ciclo dos testes laboratoriais e busquem ferramentas que auxiliem na redução de erros 
(Plebani, 2006). Um programa de gestão da qualidade é o caminho mais eficaz para a melhoria dos 
processos dentro do laboratório através de uma gestão de riscos e na busca da melhoria continua nos 
processos laboratoriais (Lippi, Guidi, 2007). 
 Os testes realizados em um laboratório de análises clínicas passam por uma série de fases 
(DA Rin G, 2009; Lundberg GD,1981). A fase pré-analítica se inicia com a solicitação da análise, 
passando pela obtenção de informações relevantes dos pacientes, coleta, identificação, 
armazenamento, transporte e recebimento das amostras biológicas. Além disso, devem-se observar os 
critérios de aceitação e rejeição dessas amostras, e o laboratório deve ter um sistema de 
rastreabilidade eficiente destas informações (Lundberg GD,1981; Brasil, 2005). A fase analítica 
compreende o conjunto de operações utilizados na realização das análises laboratoriais por um 
determinado método. E, finalmente, ocorre a fase pós-analítica, que se inicia após a obtenção de 
 
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resultados válidos das análises e finda com a emissão do laudo, ou seja, refere-se ao período de 
atividades destinadas à composição, transferência, conferência de dados e expedição dos resultados 
dos exames, o qual será interpretado pelo médico solicitante para posterior tomada de conduta frente 
ao paciente (Brasil, 2005). 
A fase pré-analítica, vem sendo apontada por diferentes estudos, como a grande responsável 
pelos erros laboratoriais. A principal razão para a alta frequência de erros nesta fase do processo está 
na dificuldade de controlar as variáveis pré-analíticas e em realizar melhoria nos processos, pois 
diversas variáveis encontram-se no preparo do paciente, no momento da coleta e identificação de 
amostras biológicas. Esta fase é mais suscetível a erros devido ser uma fase onde a maioria dos 
processos não é automatizada, envolvendo atividades manuais (Weber C, 2012). 
Vários fatores estão envolvidos nos erros durante a coleta das amostras de sangue; dentre eles 
podemos citar: variação circadiana, variação física, identificação do paciente, uso do torniquete, postura 
do paciente, escolha do local de punção, antissepsia do local, tubos de coleta à vácuo, homogeneização, 
aditivos, hemólise, coleta da amostra por meio de cateteres, coleta arterial, coleta de sangue capilar 
(punção cutânea), armazenamento da amostra e transporte da amostra. Para evitar esses problemas, é 
preciso se cercar de procedimentos e controles bem definidos, que visem a aumentar a segurança e a 
confiabilidade dessa fase. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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COLETA DE MATERIAIS BIOLÓGICOS PARA EXAMES LABORATORIAIS 
 
O momento da coleta é de grande importância para estabelecer vínculo entre o cliente e o 
laboratório. 
Por meio da coleta pode-se realizar uma pesquisa informal, ter um feedback do cliente, além 
de obter importantes informações que possam contribuir na realização dos exames. 
O material necessário deve ser reunido e organizado. 
 
Organização da sala de coleta: 
. Quanto ao ambiente: 
Ter uma pia. 
Boa iluminação. 
Boa ventilação (não usar ventilador). 
 
. Quanto ao material: 
Módulo de apoio (com gavetas/prateleiras) revestido de fórmica. 
Suporte para papel toalha. 
Suportepara sabonete líquido com acionamento no pé. 
Termômetro clínico. 
Esfignomanômetro. 
Luvas de látex para procedimentos descartáveis (tamanho P, M e G). 
Lençóis descartáveis de papel. 
Máscaras. 
Gorros. 
Óculos. 
Foco de luz. 
Cadeira para coleta com suporte para braço. 
Maca acolchoada para coleta. 
Banho-Maria – 37ºC. 
Suporte com tampa e acionamento no pé para lixo hospitalar e lixo comum. 
Seringas estéreis descartáveis de vários volumes: 1mL (intradérmica), 5mL, 10mLe 20mL 
 Agulhas estéreis descartáveis de vários calibres (22 G, 21 G, 25 X 7, 25 X 8). 
Agulhas múltiplas estéreis descartáveis de vários calibres. 
Torniquete (garrote). 
Recipiente para algodão hidrófilo cortado. 
Álcool 70%. 
PVPI. 
Bandagem hipo–alergênica. 
 
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Adaptador. 
Lancetas estéreis descartáveis. 
Etiqueta de identificação. 
Fita adesiva. 
Caneta esferográfica. 
Lápis dermatográfico. 
Caneta para retroprojetor. 
Lâminas novas para microscopia. 
Laminas extensoras. 
Lamínulas. 
Gases estéreis. 
Sterilderme (antisséptico local). 
Dispositivo de agulhas. 
Descartador para material cortante. 
Tubos de ensaio de tamanhos diferentes (ex: 13 X 100mm, 13 X 75mm). 
Tubos pré-calibrados com anticoagulantes e sem anticoagulantes. 
Estantes para tubos. 
Papel de filtro. 
Tubo capilar com e sem heparina. 
Cronômetro. 
Espéculo vaginal. 
Swab ou zaragatoa de haste de alumínio com algodão tratado e não tratado. 
Swab ou zaragatoa de haste de plástico com algodão tratado e não tratado. 
Solução salina estéril. 
Bico de Bunsen. 
Pinça tipo Kelly. 
Bisturi (cabo e lâminas descartáveis). 
Alças calibradas estéreis descartáveis (1μ e 10μl). 
Abaixadores de língua descartáveis. 
Placas de Petri e tubos estéreis. 
Placas de Petri com meios de cultura. 
Meios de transporte. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FINALIDADES DO SANGUE: 
 
Transporte de nutrientes, gases, eletrólitos, hormônios, enzimas, etc. 
Regula a temperatura corpórea. 
Regulação do balanço hídrico e ácido-base. 
Resistência às infecções e cicatrização de feridas. 
 
 
COMPOSIÇÃO DO SANGUE: 
 
 O sangue se divide em 3 fases: 
 Sólida é constituída por células: Glóbulos Brancos, Vermelhos e Plaquetas. 
 Líquida é representada pelo Plasma. 
 Gasosa é constituída por O2 e CO2. 
O Plasma possui 2 elementos básicos: Parte Líquida e Fibrinogênio - (fig.4). 
O Fibrinogênio é responsável pela coagulação do sangue, transformando–se em fibrina 
quando ocorre o sangramento – coágulo. 
O Plasma possui substâncias orgânicas e inorgânicas, as quais serão analisadas nas amostras 
obtidas. 
 
Os componentes orgânicos são: 
Proteínas (albumina, globulina e fibrinogênio), 
Nitrogenados não protéicos (uréia, creatinina, ácido úrico, amônia e aminoácidos), 
Açúcar (glicose) e 
Gorduras [colesterol, triglicérides, fosfolipídios (glicero-fosfoaminolipídios) e ácidos graxos 
(ác. palmático esteárico-saturados, ác. palmitoléico, ác. olérico, ác. linoléico, ác. araquidônico-
insaturados )]. 
 
 
Os componentes inorgânicos do sangue são: 
Cloro, 
Iodo, 
Fósforo, 
Cálcio, 
Potássio, 
Sódio, 
Magnésio, 
Ferro e 
Sulfato. 
 
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 Fig.4 – Composição do Sangue. 
 
OBTENÇÃO DE DERIVADOS SANGUÍNEOS: 
 SANGUE TOTAL 
 SORO 
 PLASMA 
 
AMOSTRA DE SANGUE TOTAL: 
Na hematologia as análises são feitas no sangue total. 
O sangue é colhido com anticoagulante específico e não há separação do plasma e elementos 
figurados (células sanguíneas). 
 
Dependendo da análise desejada, o exame poderá ser realizado: no sangue total (ex: 
hemograma); no plasma (glicose, estudos de coagulação, bioquímicos e sorológicos); no soro 
(bioquímicos e sorológicos). 
Quando se pretende realizar análise no soro, este deve ser colhido em tubo de ensaio vazio, 
isto é, sem anticoagulante, para que ocorra o processo de coagulação. 
 
Quando for necessário plasma para análise, a amostra deverá ser colhida em tubo de ensaio 
contendo anticoagulante específico. Neste caso não ocorre a coagulação, pois o anticoagulante irá 
 
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inibir um dos fatores de coagulação (geralmente cálcio) impedindo assim a formação do coágulo 
(fig.5). 
Neste caso as células se depositarão no fundo do tubo e os diferentes elementos do sangue 
ficarão em níveis distintos, conforme suas densidades. 
Os glóbulos vermelhos acumulam-se no fundo do tubo, o plasma sobe e entre os dois 
localizam-se as células brancas e as plaquetas, formando uma fina camada esbranquiçada (Buff 
Coat). 
 
Fig.5 – Derivados Sanguíneos. 
 
 
OBTENÇÃO DE SORO E PLASMA 
 
Amostras de soro 
Para que uma amostra de soro (fig.6) produza os melhores resultados é necessário que esteja 
isenta de: 
a) Fragmentos de fibrina ou células sanguíneas que tenham, por ventura, escapado da 
formação do coágulo. 
b) Qualquer vestígio de hemólise (ruptura das hemácias que resultam na liberação do 
conteúdo intracelular). 
 
 
 
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Fig. 6 – Amostra de soro. 
 
 
Amostras de plasma 
 
A centrifugação acelera consideravelmente o processo natural de sedimentação em amostras 
com anticoagulante. Assim, amostras de sangue em que se deseja analisar as frações de plasma são 
centrifugadas na velocidade e tempo apropriados às análises. 
Para que uma amostra de plasma (fig. 7) produza os melhores resultados é necessário que: 
a) Esteja isenta de hemólise. 
b) Esteja isenta de coágulos (quantidade insuficiente de anticoagulante e homogeneização 
inadequada). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig.7 – Amostra de plasma. 
 
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ANTICOAGULANTES 
 
O processo normal de coagulação, que nos protege do quadro de hemorragia até a morte após 
uma injúria, é um processo complexo, com a participação de fatores de coagulação listados de I – 
XIII e plaquetas. 
As PLAQUETAS aderem-se às paredes do vaso para reterem os glóbulos sanguíneos e 
formar um tampão hemostático (Figura 7’). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. 7’- Fonte: https://www.pinterest.ch/pin/74027987601217315/ 
 
Os fatores de coagulação são mais conhecidos pelos seus nomes usuais. Assim, o fator IV, é 
representado pelo cálcio (Ca++) com importante papel em várias etapas da coagulação. 
O uso de anticoagulantes in vitro tem por finalidade seqüestrar o íon cálcio, impedindo sua 
atuação nos processos de coagulação. 
Os anticoagulantes mais freqüentes empregados são: 
EDTA (ácido tetracético de etileno diamino) 
OXALATOS 
CITRATOS 
FLUORETO 
HEPARINA 
Atuam a nível do íon cálcio, e por essa razão, impedem a ativação da cascata de coagulação. 
ETDA: 
Atua a nível do íon cálcio (seqüestro), através da reação química – complexo insolúvel 
EDTA–Ca++. 
 Concentração: de 1 a 2 mg/mL de sangue. 
 Forma Líquida: 1 gota de EDTA / 2 a 3 mL de sangue. 
 Uso: HEMATOLOGIA (melhor). 
 Preserva as Plaquetas. 
 No estudo específico, os esfregaços em lâminas devem ser feitos até 30 minutos após a 
coleta, para preservação morfológica dos elementos celulares. Pode ser usado em muitas determinações bioquímicas. 
 Contra indicado em testes que quantifiquem o cálcio. 
 Não serve para estudos da coagulação. 
 Toxidade baixa. 
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OXALATOS: 
Atua a nível de cálcio (precipitador). 
São utilizados: Oxalatos de potássio, de sódio, de amônio ou de lítio. 
 Concentração: de 1 a 2 mg/ml de sangue. (1 gota para 5 ml de sangue) 
 Utilizado na forma de pó. 
 Uso: Estudo de coagulação, Contagem de GB, GV, Hb e dosagens bioquímicas. 
 Diminui rapidamente em 5 a 10 % o valor do Ht e certos componentes do plasma. 
 Não pode ser utilizado para dosagem: Cálcio, Fosfatase ácida, Amilase, Potássio e Sódio. 
 Não deve ser utilizado para fazer esfregaço de Hemograma, devido às alterações 
degenerativas no citoplasma e aberrações nos núcleos dos leucócitos. 
 Tóxico. 
 
CITRATOS: 
Age no cálcio (quelato) através de reação química com formação de: Citrato de Cálcio 
insolúvel. 
 Concentração: 5 mg/mL de sangue. 
 Soluções preparadas recentemente ou estéreis, pois são muitos susceptíveis a contaminação 
por fungos. 
 Uso: Estudos de coagulação, pois preserva os fatores V e VIII, que são lábeis. 
 VHS (Velocidade de Hemossedimentação Sangüínea). 
 Não deve ser usado para dosagens bioquímicas (inibem a fosfatase alcalina e amilase). 
 
FLUORETOS: sal inorgânico. Pode ser encontrado natureza: Villiaumita. 
Capacitação dos íons cálcio. 
 Usar 1 gota / 3 mL de sangue. 
 Uso: dosagem de glicose. 
 Inibidor enzimático e conservador de glicose. 
 
HEPARINA: 
É um componente fisiológico do sangue, impede a transformação da protrombina em 
trombina, e em consequência, a transformação do fibrinogênio em fibrina. 
 Usar 1 gota de Heparina para cada 5 mL de sangue. 
 Colocar em frascos com tampa e evaporar em estufa. 
 Uso: Gasometria, Hematologia, Dosagens bioquímicas (plasma) e Radioimunoensaio. 
 Não deve ser usado para teste de coagulação, fosfato e confecção de esfregaços do 
hemograma. 
 
ACD (ÁCIDO CÍTRICO, CITRATO, DEXTROSE): 
 Anticoagulante de banco de sangue. 
 Usa-se 1 mL de ACD / 4mg de sangue e refrigera-se a 4° C. 
 No laboratório pode ser usado para estudo da coagulação. 
 
ACDP (ÁCIDO CÍTRICO, CITRATO, DEXTROSE, FOSFATO): 
 Anticoagulante de banco de sangue, que apresenta mais vantagem na utilização que o 
anticoagulante anterior. 
 
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Mecanismo da Coagulação “in vitro”: 
 
Contato com o vidro XII 
 XI 
 IX 
 VIII 
 Plaquetas, Ca++ X 
 V 
 
 Protrombina Trombina Fibrinogênio
 
 
 Fibrina frouxa 
 
 Fibrina firme 
 Anticoagulantes: 
Contato com o vidro XII 
 XI 
 IX 
 VIII 
 Plaquetas, Ca++ X 
 V 
 
 EDTA Heparina Fibrinogênio 
 Oxalatos 
 Citratos Fibrina frouxa 
 Fluoreto 
 Fibrina firme 
 
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COLETA DE SANGUE 
 
O Sangue é o mais frequente líquido corporal usado para Propósitos Analíticos. 
Três procedimentos gerais para obter o sangue são: 
Venopunção (Fonte primária, devido a sua relativa facilidade de obtenção). 
Punção Arterial. 
Punção Cutânea. 
As recomendações se baseiam nas normas do Clinical and Laboratory Standards Institute 
(CLSI), nos Estados Unidos. 
 
PROCEDIMENTOS PARA VENOPUNÇÃO: 
 
Os Materiais necessários para a coleta deverão estar prontamente nas mãos. 
Verificar a etiqueta impressa pelo computador / manual – Identificação do Paciente e 
Identificação da amostra se correspondem às requisições. 
Em seguida perguntar ao paciente o seu nome completo ou verificar a identidade do paciente. 
Se for necessária uma amostra em jejum, confirmar se foi obedecida. 
Explicar o procedimento ao paciente. 
Tranquilizar o paciente para evitar as tensões. 
 No caso de crianças, sua atenção pode ser desviada para objetos, brinquedos, diálogo a 
respeito de seus jogos, estudos e distrações. 
O profissional que irá fazer a punção deverá fazer anti-sepsia das mãos com água e sabão, 
usar luvas e avental. 
Posicionar o paciente apropriadamente, para facilitar o acesso da fossa antecubital. 
No caso de crianças, um ajudante deverá firmar o braço na altura do ombro e mão. 
Reunir os equipamentos e acessórios. 
Os materiais descartáveis estéreis, deverão ser abertos na frente do paciente 
Pedir para o paciente fechar a mão. 
Garrotear o braço, próximo ao local escolhido. 
Selecionar a melhor veia para a punção com o dedo indicador. Em particular as veias: Cúbita 
Mediana e Cefálica, são preferidas. 
Podem ser usadas as veias do dorso da mão e pé (quando as veias da fossa antecubital 
apresentarem dificuldade de visualização). 
Retirar o torniquete. 
Fazer antissepsia correta no local da punção. Deixar a área secar naturalmente, nunca 
assoprar ou abanar. Não tocar mais o local (caso for necessário, realizar novamente anti-sepsia). 
Aplicar novamente o torniquete acima do local da punção. Nunca deixar aplicado por mais de 
1 minuto. Em adultos saudáveis quando as veias são facilmente visíveis e palpáveis, o uso torniquete 
pode ser desnecessário. 
Fixar a veia, distendendo a pele do braço acima e abaixo do local de punção. 
Faça a venopunção: 
Penetrar na pele com a agulha em ângulo aproximado de 15 graus ao braço, com o BISEL da 
agulha para cima. 
Nas veias “dançarinas”, introduzir a agulha na lateral da veia. 
Inserir a agulha suave e suficiente rápido para minimizar o desconforto do paciente. 
 
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Se estiver usando seringa, puxar o êmbolo com uma tensão lenta e uniforme. Não puxar 
rapidamente, para evitar Hemólise ou Colabação da veia. 
Liberar o torniquete quando o sangue começar a fluir.Nunca retirar a agulha sem remover o 
torniquete. 
Aspirar a quantidade de sangue desejada. 
Instruir o paciente para abrir a mão. 
Remover o sistema, simultaneamente colocando um pedaço de algodão seco e então 
comprimindo o local puncionado. O paciente deverá continuar a compressão pelo menos por 2 a 4 
minutos, não dobrando o cotovelo e sim mantendo o braço na posição horizontal. 
Desconectar a agulha da seringa no descartador próprio para agulhas, sem reencapá-las. 
Transferir o sangue para os tubos apropriados, se a coleta for através de seringa. Se a coleta 
for realizada através do sistema à vácuo, deverá seguir a ordem dos tubos, conforme figura 24. 
Respeitar o volume adequado: relação sangue/anticoagulante. 
Tampar o tubo e inverter suavemente até que o anticoagulante seja completamente dissolvido. 
Descartar o material contaminado (algodão, seringas) em recipientes apropriados. Aplicar 
uma bandagem adesiva hipo-alérgica. 
Assinalar a hora e nome do responsável técnico em que as amostras foram colhidas, 
encaminhar os tubos com sangue para testes nas seções apropriadas do laboratório. 
 
 
PUNÇÃO DA VEIA JUGULAR EXTERNA / VEIA FEMURAL: 
 
Quando a coleta de sangue se torna difícil, principalmente em crianças até 3 anos de idade, 
esta dificuldade poderá ser contornada com a punção da veia jugular externa ou da veia femural. 
Deve ser realizada por profissionais experientes. 
Em pacientes com tendência hemorrágica, o sangramento produzido pela punção da jugular é 
mais intenso que de outras localizações. 
 
Para facilitar a punção: 
Em adultos pedir para soprar o dorso da mão antes da punção. 
Deve-se introduzir a agulha num ângulo de 20º e com o bisel para fora. 
 
Complicações: Na punção da veia jugular: 
Lesão do nervo trigêmeo e outros ramos. 
Infecções por contaminação. 
Hematomas (compressão respiratória). 
Compressão mecânica da traquéia. 
Lesão da artéria carótida. 
 
Na punção da veia femural: 
Lesão da artéria femural. 
Lesão do nervo femural. 
Lesão do canal ureter. 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 17 
 
 
PUNÇÃO ARTERIAL: 
 
É usado para medir pressão parcial de O2, CO2 e pH (gases de sangue arterial) - 
GASOMETRIA. 
São tecnicamente mais difíceis de fazer. 
A escolha da melhora artéria inclui pela ordem (Fig. 8). 
Radial (devido a sua localização superficial e menor incidência de complicações), 
Braquial e 
Femural (tende a sangrar mais). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.8 – Possíveis locais de coleta Fig.9 – Teste de Allen modificado. 
 artérias apropriadas. 
 
Locais impróprios que não devem ser escolhidos: 
Irritados 
Edematosos 
Próximos a ferida 
Fístula 
 
Complicações incluem: 
Trombose 
Hemorragia 
Possível infecção 
 
TÉCNICA DE COLETA PARA SANGUE ARTERIAL 
Ao usar a artéria radial é essencial prestar atenção a circulação colateral da mão, usando o 
Teste de Allen modificado. Neste teste, é aplicada uma pressão no pulso para bloquear as artérias 
ulnar e radial. A mão do paciente é fechada fortemente para forçar o sangue originado da mão (ver 
fig.9). Quando a mão ficar pálida, a pressão sobre a artéria ulnar é liberada e observa-se a região 
palmar e os dedos. Se a mão ficar avermelhada dentro de segundos, isto indica que está presente 
perfusão total através da artéria ulnar confirmando que é seguro puncionar a artéria radial. Caso o 
teste de Allen seja negativo, deve-se escolher um outro local. 
A artéria a ser puncionada é identificada por suas pulsações. 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 18 
 
Fazer a anti-sepsia no local – RIGOROSAMENTE. 
Preparar a seringa com anticoagulante heparina, quantidade suficiente para molhá-la 
internamente. 
Agulha de calibre 23 a 25: artéria radial e 18 a 20: artéria braquial. 
Fixar a artéria com os dois dedos da mão. 
Mantenha fixo o braço do paciente numa superfície firme; estender o punho irá ajudar. 
Apontar a agulha contra a corrente sanguínea, paralela à artéria, e com o bisel da agulha 
voltado para cima. 
Puncionar em um ângulo de aproximadamente 45º da pele (fig.10), ou 90º para a artéria 
femural de maneira lenta e cuidadosa até atingir a sua luz. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.10 – Como o operador mantém o local de punção. 
 
As pulsações de sangue na seringa confirmam que ela vai ser preenchida com sangue arterial 
apenas. 
Mantenha a seringa e a agulha completamente imóveis e cuide para não deixar a agulha 
atravessar a artéria. 
 
Se no processo for puncionada uma veia pode entrar sangue venoso na seringa antes que a 
artéria seja tomada. Deve ser colhida nova amostra porque mesmo uma pequena fração de sangue 
venoso pode alterar significativamente os valores (particularmente pO2 e sO2), como mostra a figura 
11. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 19 
 
 
 
 
 Veia 
 
 
 
 
 
 Artéria 
 
 
 
 
 Fig.11 – Valores de pO2 e sO2, em veia e artéria. 
 
Colher o volume de sangue desejado. Retirar a agulha, comprimindo o local com 
algodão estéril durante 5 minutos (cronometrado) – fig.12. 
Para artéria braquial e femural deve ser aplicado compressões por 10 minutos. Em 
alguns casos a compressão deve ser aplicada por um período maior. Finalmente, deve ser 
aplicada uma bandagem. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.12 – Compressão do local de coleta. 
No sentido de obter uma amostra representativa após a coleta, a agulha deve ser descartada 
com segurança. O dispositivo safePico possui tampa exclusiva com a função de auto selagem, 
simplifica a eliminação de bolhas de ar e limita o risco de contato com o sangue do paciente, mesmo 
durante o transporte e a análise, como mostra a figura 13. 
 
 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 20 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig.13 – Dispositivo safePico (Radiometer) 
 
Todas as seringas safePICO integram uma esfera de metal que assegura um processo de 
homogeneização da amostra rápido e correto. A heparina seca equilibrada eletroliticamente é dispersa 
na amostra toda para evitar a formação de coágulos, minimizando também o bias nos eletrólitos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.14 – Mistura da amostra por uma combi 
 nação de inversão vertical e rolar entre as - 
 palmas das mãos. 
 
 
Na seringa deve ser aplicado um rótulo de identificação do paciente juntamente com outras 
informações tais como hora de coleta, local da amostra, tipo da amostra, temperatura, etc. 
 
 
 
 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
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PUNÇÃO CUTÂNEA/PELE 
 
Método de escolha em pacientes pediátricos especialmente os bebês. 
É útil em adultos com: obesidade extrema, queimaduras graves e tendência trombótica. 
Pacientes geriátricos: pele delgada, perda de elasticidade. 
É utilizada para realização de microtécnicas[(Tempo de Sangramento (TS), na hematologia e 
na pesquisa de hemoparasitas (Plasmódio, Toxoplasma)]. 
As amostras provenientes da punção cutânea são, na verdade, uma mistura de sangue de 
arteríolas, vasos e capilares, podendo ser ainda mais diluídas com líquidos intersticiais e 
intracelulares. 
 
 
 
PROCEDIMENTOS PARA PUNÇÃO CUTÂNEA: 
Selecionar o local. Para recém-nascidos e crianças pequenas deve-se tomar muito cuidado, 
pois punções em locais incorretas podem resultar em lesões das estruturas subjacentes. As punções 
devem ser realizadas na superfície plantar lateral ou medial do calcanhar, como indica a figura 15. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.15 – Punção neonatal – calcanhar e falange. Somente nas áreas sombreadas. 
Exame de triagem neonatal / Pezinho: Superfície lateral e medial calcanhar entre o 3º e o 
5º dia de vida do Recém-Nascido. 
 
Assim como também a superfície palmar da falange distal de um dedo e o lóbulo da orelha 
(fig.16). 
Não se deve puncionar o dedo de crianças menores de dois anos de idade, pois pode ocorrer o 
risco de lesões nos ossos. 
A composição relativa do sangue obtido através da punção cutânea pode ser determinada por 
variáveis tais como o fluxo de sangue durante a coleta. 
Aquecendo o local da punção antes da coleta, pode-se arterializar o sangue. 
 
 
 
 
 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 22 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. 16 – Procedimentos para a punção cutânea. 
 
Fazer anti-sepsia e deixar a área secar. 
Fazer a punção com uma lanceta estéril, num único movimento deliberado, 
perpendicularmente. 
Descartar a primeira gota de sangue limpando-a com gaze estéril, pois, geralmente, está 
contaminado com fluídos tissulares. Devem ser colhidas as subsequentes gotas de sangue através de 
movimentos suaves. Encostando o bico coletor nas gotas (não comprimir o local durante a punção) e 
deixando que escoem pela ação capilar para dentro de um tubo de microcoleta/capilar 
microhematócrito devidamente identificado. 
A figura 16-D exibe as etapas com um dispositivo adequado para tal. 
Realizar a anti-sepsia do local após a coleta para evitar infecção, comprimir para interromper 
a hemorragia e aplicar uma bandagem. 
Indicar no relatório que os resultados do teste são de sangue por punção cutânea (existe 
diferenças em concentração de glicose, potássio, proteína total e cálcio). 
 
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Evitar as regiões: 
Inflamadas 
Edemaciados 
Cianóticas / congestas 
 
 
PROCEDIMENTOS FRENTE Á DIFICULDADE DE VISUALIZAÇÃO DAS 
VEIAS. 
 
Não se recomenda ao paciente inclinar o braço para baixo com movimentos de abrir e fechar a 
mão, repetidas vezes. Este procedimento altera as dosagens de sódio, potássio, lactato e ácido lático. 
Aplicar o torniquete sempre acima do local da punção, com distância de 10 cm ou 4 dedos. 
Em alguns casos, recomenda-se utilizar bolsa de água quente ou mesmo compressa para 
provocar a vasodilatação. 
Nunca aplicar tapinhas no local a ser puncionado, principalmente nas pessoas idosas, pois se 
forem portadoras de ateromas, poderá haver deslocamento com graves conseqüências. Altera: glicose, 
ionogramas e enzimas. 
 
ERROS NA COLETA DE SANGUE 
 
 Posicionamento inadequado do paciente; 
 Usar seringas e agulhas com prazo de esterilização vencida; 
 Usar agulhas de calibre muito fino ou muito grosso; 
 Anti-sepsia inadequada; 
 Aspirar o sangue violentamente após atingir a veia; 
 Transferir o sangue da seringa sem retirar a agulha, ou com muita pressão e sem escorrer 
pela parede do tubo; 
 Uso incorreto de tubos de coleta e ordem de colheita dos tubos a vácuo; 
 Agitar violentamente o sangue para misturá-lo ao anticoagulante; 
 Não homogeneizar o tubo com anticoagulante após colocar o sangue; 
 Produzir estase venosa, pelo uso prolongado do torniquete; 
 Deixar contaminar o material a ser usado na punção; 
 Não desprezar a primeira gota de sangue na punção digital ou comprimir o local da punção; 
 Demorar durante a colheita ou na transferência do sangue para o tubo com anticoagulante; 
 Puncionar veias onde esteja ligado soro ou qualquer outro medicamento e retirar o sangue 
pela mesma agulha ou cateter. 
 A ocorrência destes erros leva frequentemente a: 
- Hemólise (aparência avermelhada do plasma / soro, causada pela liberação da hemoglobina 
dos eritrócitos). 
- Trocas metabólicas devidas à estase venosa 
- Diluição do sangue ou sua contaminação pelo líquido intersticial. 
- Congestão local e hemoconcentração, alterando os resultados dos testes de coagulação, 
plaquetas, cálcio, potássio, cortisol, colesterol, glicose, bilirrubina e hemograma pelo garroteamento 
por mais de 1 minuto, o ideal é colher sangue venoso sem garrote. 
- Contaminação do paciente. 
- Coagulação do sangue quando o anticoagulante é impropriamente dissolvido. 
- Erros na contagem de células por técnicas inadequadas na punção digital. 
 
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- Formação de hematoma, devido à falta de comprimir o local da punção. 
 
 
 
CUIDADOS: 
 
 A retirada de volume exagerado de sangue deve ser evitada, especialmente em pessoas 
debilitadas e crianças muito pequenas. 
 Importante observar se o anticoagulante é o exigido para as provas solicitadas. 
 Volume de sangue colocado no tubo corresponde ao indicado para a quantidade de 
anticoagulante. A proporção anticoagulante/sangue é fator fundamental para que tenhamos uma 
amostra satisfatória e assim sendo, resultados confiáveis. A utilização de tubos de coleta com vácuo 
calibrado torna-se indispensável, pois impede a diluição da amostra (através da coleta de volumes 
reduzidos) ou coagulação da mesma (através da coleta de volumes elevados). 
 Após o preenchimento de tubos que contenham anticoagulantes e/ou ativador de coágulo, a 
amostra deve ser homogeneizada por inversão de 5 a 8 vezes para evitar a formação de coágulos 
que poderão interferir nos resultados além de causar sérios danos aos equipamentos utilizados. 
 Cuidados técnicos e anti-sepsia são necessárias a fim de evitar contaminação do paciente, 
do técnico e do sangue colhido. 
 A colheita é feita de preferência pela manhã, com o paciente em jejum, mantendo assim 
suas condições básicas. 
 O material para acondicionamento das amostras deverá ser identificado antes do 
procedimento da coleta. 
 Contaminação do sangue e alteração dos seus componentes, no caso da limpeza inadequada 
do material. 
 INFUSÃO INTRAVENOSA: Pacientes com infusão intravenosa por cateter ou scalpe, 
deve-se evitar coletar neste local. 
 O sangue colhido deve ser processado logo após a coleta, evitando resultados falsos 
como por exemplo: valores baixos da velocidade de Hemossedimentação (VHS), decréscimo no 
número de plaquetas, testes de coagulação. 
 Registrar resultados de exames realizados durante a coleta (Tempo de Sangramento =TS, 
Tempo de Coagulação = TC). 
 Anotar dados importantes (ex: peso, altura). 
. 
 Armazenagem da amostra: 
Cada caso deve ser analisado de acordo com os constituintes das amostras. 
 
 
 As causas mais importantes que alteram a qualidade de uma amostra são: 
 Metabolismo das células sanguíneas; 
 Evaporação/sublimação; 
 Reações químicas; 
 Decomposição microbiológica; 
 Processos osmóticos; 
 Efeitos da luz; 
 Propagação gasosa. 
 
 
 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
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 Centrifugação: 
A centrifugação do sangue para se obter soro deverá ser realizada depois de verificar que o 
sangue realmente coagulou. Normalmente o tempo de espera para a coagulação do sangue é de 30 
minutos, porém pacientes que estão sob efeito de terapias anticoagulantes, ou têm alguma deficiência, 
terão um retardo na coagulação. 
 Geralmente é realizada entre 20 a 22°C, entretanto, para amostras lábeis, recomenda-se à 
utilização de centrífugas refrigeradas. 
Não é recomendável a recentrifugação de tubos que contenham barreira de gel. 
A velocidade e o tempo de centrifugação variam de acordo com o espécime biológico e com as 
recomendações do fabricante para cada tubo. 
 Lipemia (aumento da concentração de triglicérides ou lipoproteínas no plasma/soro): 
 Pode ser leve ou opaca, translúcida, turva ou leitosa. A turvação das amostras é sempre 
relevante clinicamente e deve ser avaliada, documentada e relatada pelo laboratório, pois pode indicar 
um estado patológico do paciente ou o não cumprimento do tempo de jejum. 
 Icterícia: 
Síndrome caracterizada pelo excesso de bilirrubina no sangue. Resulta em uma coloração do 
amarelo ouro ao alaranjado do soro/plasma, interferindo em muitas reações bioquímicas. 
 
 
OBSERVAÇÕES QUE DEVEM SER FEITAS ANTES DA COLETA 
 
PREPARO PSICOLÓGICO: 
Observar o estado geral do paciente (deprimido), 
Aspecto de tensão (medo), 
Queda da temperatura (hipotermia), 
Agitação (procurar orientá-lo), 
Respeitar a indicação do paciente (preferência do lado esquerdo/direito – braço). 
 
Ao preparar o paciente para a coleta, deve-se ter cuidado para minimizar fatores que possam 
influenciar as determinações do laboratório. 
 
JEJUM: As amostras de sangue são colhidas pela manhã, após jejum de 8 horas para 
dosagem de glicose, 12 horas para dosagem de lipidograma. A falta de jejum aumenta a lipemia no 
sangue (taxa de gordura), com isso observam-se alterações nos resultados, principalmente aqueles 
que dependem do metabolismo (glicose, gordura, proteínas e nitrogenados não protéicos). Em recém-
nascidos, deve ocorrer da mãe – quando os exames forem especializados. 
 
DIETAS: Sabemos que a dieta influência nas quantidades de substâncias na química clínica e 
a amplitude das alterações das substâncias depende da composição do alimento e do tempo decorrido 
entre a sua ingestão e a coleta da amostra. Podem afetar os constituintes do soro e urina. Dieta rica 
em carne ou proteína pode elevar os níveis séricos de uréia, amônia e uratos. Comidas com alta taxa 
de ácidos graxos insaturados / saturados podem mostrar uma diminuição do colesterol sérico. 
Deve haver comprometimento do cliente em manter sua dieta habitual por no mínimo 3 dias 
antes da realização dos exames. 
 
INJESTÃO DE ÁLCOOL: Mesmo o consumo esporádico de etanol pode ocasionar 
alterações significativas e quase imediatas na glicose, no ácido lático e nos triglicérides. Já o uso 
crônico eleva a atividade da gamaglutamiltransferase. 
 
 
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PASSAGEM POR PERÍODO DE REPOUSO: A falta de repouso provoca alterações, 
principalmente no hemograma, glicose, transaminases (ALT e AST) e alguns hormônios: prolactina 
(PRL), cortisol, aldosterona, etc. 
O paciente deverá permanecer sentado, no mínimo de 10 a 15 minutos, antes da coleta da 
amostra para evitar as variações ortostáticas da volemia e garantir a consistência entre as dosagens do 
perfil lipídico segundo a Sociedade Brasileira de Cardiologia (SBC). 
 
STRESS: Aumenta a contagem de leucócitos e glicemia, ao mesmo tempo em que baixa a 
contagem de linfócitos, eosinófilos, taxa de ferro sérico. 
O stress mental causado pela ansiedade da coleta aumenta a secreção de alguns hormônios 
(adrenal) e a concentração de substâncias tais como albumina, glicose e outras. 
 
EXERCÍCIOS FÍSICOS: Considerar o tipo de exercício: 
 Curta duração e alta intensidade. 
 Longa duração e baixa intensidade. 
 Ocorre um aumento de creatina fosfoquinase (CPK) / creatinaquinase (CK), Mb creatina 
(músculo cardíaco), desidrogenase lática (LDH) e excreção urinária. 
 
INGESTÃO DE MEDICAMENTOS: Os medicamentos são constituídos por componentes 
orgânicos e inorgânicos que vão interferir no resultado da análise. Caso o paciente esteja tomando é 
aconselhável anotar na ficha do mesmo, os nomes dos medicamentos, pois assim, pode-se saber 
porque há resultado alterado sem que haja um quadro clínico compatível. 
 O ácido ascórbico interfere diretamente nas reações de bilirrubina e ácido úrico. 
 A dipirona interfere nas reações de creatinina em que a metodologia envolva a enzima 
creatinina aminohidrolase. 
 Os salicilatos aumentam o valor das provas de coagulação. Ácido acetilsalicílico: aumenta o 
Tempo de Sangramento (TS). 
 O AAS em altas doses pode acetilar a hemoglobina e interferir na determinação da HbA1c por 
HPLC; 
No sangue, o medicamento permanece por um período de 24 horas e na urina este tempo é de 
48 horas. 
 
TEMPERATURA DO PACIENTE 
 
ALTITUDE: Hemoglobina, hematócrito e PCR. 
 
GARROTE: Não exceder por mais de 1 minuto, pois alteram resultados, principalmente de 
plaquetas, testes de coagulação e cálcio (para este, se possível, efetuar sem garrote). Portanto, é 
aconselhável retirá-lo assim que o sangue começar a fluir para o interior da seringa ou do primeiro 
tubo de coleta a vácuo. 
 
TABAGISMO: Aumenta a concentração de hemoglobina, a quantidade de leucócitos e de 
hemácias e o volume corpuscular médio, além de reduzir o HDL-colesterol e elevar a adrenalina, a 
aldosterona, o antígeno carcinoembriogênico e o cortisol. 
 
 
 
 
 
 
 
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COMPLICAÇÕES DECORRENTES DAS PUNÇÕES 
 
Normalmente as punções tecnicamente corretas não trazem qualquer consequência 
indesejável. As complicações aparecem pela omissão dos cuidados necessários durante o 
procedimento de coleta de sangue. 
 
Hematoma: é o extravasamento de sangue no tecido subcutâneo. É formado quando o local 
da punção não é comprimido ao ser retirada a agulha, como também pela ultrapassagem da veia pela 
agulha ou quando esta atinge apenas a parede da veia. Nestas 2 últimas condições, o sangue não flui 
para a seringa. 
 
Trombose e Tromboflebite: Ocorrem pelo traumatismo da veia por picadas múltiplas. 
 
Na terapia endovenosa pode ocorrer a Flebite (Figura 16’) e neste caso o paciente se 
refere: 
• Dor 
• Calor 
• Inchaço no local da punção 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 16’- Fonte: https://baraovascular.com.br/todos-os-tratamentos/flebite-ou-tromboflebite/ 
 
 
Infecções: São provocadas pelo uso de material de coleta contaminado ou por cuidados 
precários de anti-sepsia. É fundamental o uso de materiais descartáveis. 
Pacientes com doença hemorrágica, o sangramento pode persistir por períodos prolongados 
mesmo que exerça compressão no local puncionado. A causa básica do sangramento deve ser 
corrigida e o paciente só será liberado após cessar a hemorragia. 
 
 
 
 
 
https://baraovascular.com.br/todos-os-tratamentos/flebite-ou-tromboflebite/
 
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COLETA DE SANGUE À VÁCUO. 
 
 
 A coleta de sangue diária envolve ações que são realizadas automaticamente, porém, são 
opções técnicas bem definidas e rígidas de manuseio e de antissepsia que oferecem condições ótimas 
de segurança, tanto para o pacientecomo para o profissional. Os métodos tradicionais não satisfazem 
estas necessidades. 
 O sistema de coleta de sangue a vácuo é uma técnica segura e eficiente em que, por meio 
de um adaptador e um tubo com vácuo pré – calibrado, mantém as qualidades e elementos do sangue 
num sistema fechado e asséptico. Com esta técnica, após a venopunção, o sangue é coletado por 
aspiração mecânica automática, devido ao vácuo interno do tubo. 
 
 
Regras a serem observadas: 
 O torniquete deverá ser colocado no braço do paciente, próximo ao local da punção (4 a 5 
dedos) O contra-fluxo venoso deve ser comprimido, porém o pulso deverá continuar palpável. 
 O fluxo arterial não pode ser interrompido pelo garrroteamento. 
 Se o braço estiver excessivamente comprimido pelo torniquete, o fluxo sanguíneo arterial 
poderá ser interrompido, reduzindo a passagem do sangue venoso para o interior do tubo. 
 O garrotamento excessivo pode ser reconhecido pela coloração arroxeada (cianótica) das 
extremidades dos dedos e da mão, neste caso, o torniquete deverá ser solto imediatamente, para 
refazer o fluxo sanguíneo e melhorar a oxigenação. 
 
 
Seleção da Região de Punção: 
 Para obtenção de amostras de sangue, basicamente todas as veias superficiais do braço, 
dobra do braço, antebraço e dorso da mão poderão ser puncionadas. 
 A regra básica para a punção bem sucedida é examinar cuidadosamente o braço do 
paciente, antes de realizar a venopunção. 
 As características individuais de cada paciente poderão ser reconhecidas através de exame 
visual e apalpação das veias – localização das veias, curso das veias (direção anatômica), constituição 
e tipo. 
 Apalpando cuidadosamente as veias, torna-se mais fácil localizar vasos profundos que 
poderão ser puncionados. 
 Em pacientes idosos ou quando apresentarem veias difíceis e frágeis deve-se optar pelo 
método de aspiração para evitar colabamento das veias. 
 
Para Realização desse tipo de coleta, precisamos de: 
 
 Um adaptador (Figura 17); 
 
 
 
 
 
 
Fig. 17 - Adaptadores para coleta de sangue a vácuo 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 29 
 
 Agulhas múltiplas: possuem duas extremidades, sendo que uma delas (a que irá ao tubo) 
possui uma “borracha” (válvula) que tampa a passagem do sangue, na troca dos tubos (Figura 18). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. 18 – Agulhas múltiplas. 
 
 
 Um tubo a vácuo: para cada volume de sangue existe um tubo pré-calibrado (com ou sem 
anticoagulante). Observar a cor da tampa, pois este indicará o exame a que se destina (Figura 19). 
Existe 2 padrões de cores: Padrão americano e Padrão europeu. 
 Nunca abra o tubo antes e depois da punção, mesmo que não tenha completado o volume 
(deve anular o vácuo, introduzindo uma agulha). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. 19 - Tubos a vácuo - padrão de cor: americano. 
 
Observações: 
 Retirar o protetor da agulha somente no momento de realizar a punção. 
 Terminada a coleta, retire o adaptador e despreze a agulha em recipiente adequado, para 
evitar acidentes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TÉCNICA PARA COLETA DE SANGUE A VÁCUO: 
 
 Fazer anti-sepsia das mãos do técnico com água e sabão. Usar luvas e avental. 
 Reúna os equipamentos e acessórios para colheita. 
 Abra a embalagem da agulha até expor o canhão especial com rosca, porém não retire o 
protetor da agulha. 
 Atarraxe a agulha no suporte até ficar firme. Manter a agulha protegida pelo protetor 
plástico. 
 Coloque o torniquete. Selecione a melhor veia. 
 Desgarrotear o paciente. Fazer anti-sepsia no local da punção. Não toque esse local depois 
da anti-sepsia. 
 Introduzir o tubo a vácuo no suporte e deixar que a borda externa da rolha fique paralela a 
linha-guia do suporte. 
 Garrotear o braço do paciente, próximo ao local escolhido. 
 Remover o protetor da agulha. Com o bisel da agulha voltado para cima, fazer a 
venopunção. A agulha deverá penetrar no interior da veia cerca de 1cm ou a metade de seu 
comprimento (figura 20). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. 20 – Inserção da agulha no interior da 
 veia. 
 
 Pressione o tubo com o polegar até o final do suporte (como se estivesse aplicando uma 
injeção) deixando-o inclinado (figura 21). Este procedimento evita que o sangue bata no fundo do 
tubo, provocando assim a hemólise. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.21 – Procedimento para introduzir o 
 tubo a vácuo. 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 31 
 
 Remova o torniquete assim que o sangue começar a fluir no tubo, porém se a veia for 
muito fina, o torniquete deverá ser mantido. 
 Manter o adaptador firme segurando-o com o dedo indicador esquerdo e polegar próximo 
ao braço do paciente. 
 No fim da coleta ao retirar o tubo do adaptador, deve-se utilizar os dedos indicador e 
polegar, fazendo uma contrapressão no adaptador para prevenir mudanças na posição da agulha e 
facilitar a remoção do tubo (figura 22). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.22 – Remoção do tubo. 
 
 Sempre que possível, a mão que estiver puncionando deverá controlar o sistema a vácuo, 
pois durante a coleta, a mudança de mão poderá provocar alterações indevida na posição da agulha. 
 Introduzir um novo tubo no suporte repetindo-se o processo de acordo com o número de 
coletas necessárias. 
 Retirar o torniquete, caso ainda esteja no braço do paciente. 
 Remover o último tubo. 
 Retirar a agulha com o auxílio de algodão seco, exercendo pressão no local da punção (2 a 
4 minutos). 
 Manter o braço do paciente na posição horizontal, conforme mostra a figura 23 (nunca 
dobrar o braço). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.23 – Posição do braço após a 
 punção. 
 
 Desconectar a agulha do adaptador no recipiente próprio. 
 
 
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SEQUÊNCIA DE TUBOS A VÁCUO NA COLETA DE SANGUE VENOSO DE ACORDO 
COM CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE (CLSI) – FIG. 24: 
 
VIDRO: 
 
1. Frascos para amostras estéreis (hemocultura), 
2. Tubos sem aditivos (sem anticoagulantes: tampa vermelha), 
3. Tubos para provas de coagulação (citrato: tampa azul-claro), 
4. Tubos com gel separador e ativador de coágulo (tampa amarela), 
5. Tubos com aditivos: Heparina de Sódio/Lítio (tampa verde). 
6. EDTA K2 /K3 (tampa roxa) e 
7. Fluoreto de sódio/EDTA (tampa cinza). 
 
 
PLÁSTICO: 
 
1. Frascos para hemocultura. 
2. Tubos com citrato (tampa azul-claro). 
3. Tubos para soro com ativador de coágulo, com ou sem gel separador (tampa vermelha ou 
amarela). 
4. Tubos com heparina com ou sem gel separador de plasma (tampa verde). 
5. Tubos com EDTA (tampa roxa). 
6. Tubos com fluoreto (tampa cinza). 
 
 
Quadro 1: Tipos de tubos a vácuo relacionados com as áreas onde serão utilizados: 
Aditivos Código 
Alfa 
Código de cores Exames mais comuns 
EDTA1 sal dipotássico 
 sal tripotássico 
 sal dissódico 
K2 E 
K3 E 
N2 E 
LilásLilás 
Lilás 
 
Hemograma 
Plaquetas 
EDTA sal dipotássico com 
 gel separador 
 
K2 E Branca translúcida 
 
Biologia molecular 
Citrato trissódico 9:12 9NC Azul claro 
 
 
Testes de coagulação 
Citrato trissódico 4:12 4NC Preta Velocidade de 
hemossedimentação 
 
http://www.villavet.com.br/detalhe.php?id=644
http://www.google.com.br/imgres?q=tubos+a+v%C3%A1cuo+Citrato&um=1&hl=pt-BR&biw=1525&bih=732&tbm=isch&tbnid=qmXO6BONZi0QLM:&imgrefurl=http://portuguese.alibaba.com/product-free/coagulation-tube-vacuum-blood-collecting-tube-110704076.html&docid=hFo7kIUY8WrKuM&imgurl=http://img.alibaba.com/photo/110704076/Coagulation_Tube_vacuum_blood_collecting_tube.jpg&w=288&h=600&ei=lBunT-ndFJCO8wSqz6ywAw&zoom=1&iact=hc&vpx=174&vpy=60&dur=3162&hovh=324&hovw=155&tx=77&ty=177&sig=105785234364445014141&page=3&tbnh=167&tbnw=72&start=64&ndsp=27&ved=1t:429,r:0,s:64,i:208
 
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Fluoreto/oxalato FX 
Cinza 
 
Glicose 
Fluoreto/EDTA FE Cinza Glicose 
 
Fluoreto/heparina FH Verde Glicose 
Heparina de lítio LH 
Verde 
Exames bioquímicos 
em geral, gasometria 
(somente em seringa 
pré-heparinizada) 
 
Heparina de sódio NH 
Verde 
Exames bioquímicos 
em geral 
 
Citrato, fosfato, dextrose, 
adenina 
 
CPDA Amarela Preservação de células 
Siliconizado3 Z Vermelha 
 
Exames sorológicos e 
bioquímicos em geral 
 
Ativador de coágulo e gel 
separador 
Ativador 
de 
coágulo 
Amarela 
 
Exames sorológicos, 
bioquímicos em geral, 
drogas terapêuticas e 
hormônios 
 
2. Demonstra o raio entre o volume de sangue pretendido e o volume de anticoagulante 
(ex. 9 partes de sangue para 1 parte de anticoagulante citrato de sódio). 
3. É recomendado que tubos que não contenham ativador de coágulo sejam codificados 
com a letra Z e tenham a cor vermelha, assim como a descrição do reagente. 
 
Fonte: ISO 6710.2 – Single-use Containers for Human Venous Blood Specimen Collection. 
 
 
 
 
http://www.villavet.com.br/detalhe.php?id=643
 
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SEQUÊNCIA DE TUBOS COMUNS NA COLETA DE SANGUE VENOSO SISTEMA 
ABERTO (SERINGA): 
1º -Tubos com aditivos, 
2º - Tubos para provas de coagulação, 
3º - Tubos sem aditivos e 
4º - Tubos para amostras estéreis (hemocultura). 
 
Fig. 24 – Sequência de tubos a vácuo na coleta de sangue venoso de acordo com Clinical and 
Laboratory Standards Institute (CLSI) - Fonte: SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLOGIA 
CLÍNICA/ MEDICINA LABORATORIAL. Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia 
Clínica/ Medicina Laboratorial para Coleta de Sangue Venoso. 2. ed, 2009. 
 
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ESQUEMAS PARA LOCALIZAÇÃO DAS VEIAS DO BRAÇO, ANTEBRAÇO 
E DORSO DA MÃO. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.25 – Veias do braço e Fig.26 – Veias do dorso da 
 antebraço. mão. 
 
 As veias podem ser facilmente apalpadas, pois são firmes, elásticas e diferenciáveis dos 
tendões musculares (figuras 25 e 26). 
 
 
 
Punção venosa na dobra do braço 
 
Geralmente as punções na dobra do braço são realizadas nas veias: mediana, mediana cefálica 
e mediana basílica. 
 Estique a pele com o polegar, a fim de facilitar a penetração da agulha, como mostra a 
figura 27. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.27 – Procedimento para facilitar 
 a penetração da agulha. 
 
 O braço do paciente deverá estar estendido, inclinado e a mão bem fechada. 
Apoiando o cotovelo do paciente sobre um suporte apropriado, serão evitados movimentos 
durante a punção e a coleta. O cotovelo deverá ficar estendido, pois se estiver curvado a veia ficará 
flácida e menos evidenciada, dificultando e, até mesmo impossibilitando a punção. 
 
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Durante a punção, pelo sistema a vácuo, o adaptador deverá ser mantido em ângulo de 
aproximadamente 15 graus com o braço do paciente e o bisel da agulha deverá estar voltado para 
cima (figura 28). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.28 – Ângulo mantido entre o adaptador 
 e o braço do paciente. 
 
 
Punção no Dorso da mão 
 
Fixa-se a veia pressionando-a com o polegar, abaixo da punção, ao mesmo tempo em que se 
estica a pele (fig.29). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.29 – Procedimento antes da 
 punção no dorso da mão. 
 
 A punção no Dorso da mão deverá ser realizada com agulhas de calibre 25x7 ou scalpe. 
 
 Para evitar movimentação da veia a ser puncionada no Dorso da mão, a punção de 1 cm na 
bifurcação de duas veias torna a operação mais fácil (devido às válvulas presentes nas veias). Figura 
30. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 Fig.30 – Punção na bifurcação das 
 veias do dorso da mão. 
 
 
PROBLEMAS ESPECÍFICOS NA COLETA DE SANGUE 
 
Se o sangue não fluir após a inserção do tubo coletor no adaptador, a coleta não deverá ser 
forçada, pois isto significa que a veia não foi puncionada, provavelmente devido a alguns dos 
seguintes fatores: 
 
1. O bisel da agulha não penetrou totalmente a veia. A punção deverá ser continuada até que a 
agulha penetre adequadamente ou realizar a punção em outra veia (Fig.31). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.31–Bisel fora da luz do vaso sanguíneo. 
 
 
2. A agulha foi inserida muito profundamente e transfixou a veia. A agulha deverá ser 
retrocedida, até que o sangue flua para o interior do tubo (Fig.32) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.32 – Agulha transfixou a veia. 
 
 
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3. A agulha penetrou ao lado da veia. Em caso de veias ‘dançarinas’ é aconselhado a punção 
na lateral da veia, pois a punção na direção anatômica da veia torna-se mais difícil (Fig.33). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.33 – Agulha ao lado da veia. 
 
 
 
 Quando se realiza aspirações com seringas, podem ocorrer casos de veias muito finas com 
constantes colabamentos. Com o sistema a vácuo, este fenômeno também poderá ocorrer, porém 
alguns procedimentos adequados solucionarão o problema. 
 
 
4. Aderência do bisel da agulha na parede interna da veia. 
Girar suavemente o adaptador, separando a agulha da parede da veia (fig.34).Fig.34 – Colabação parcial da veia 
 
 
 
5. Se com essa medida o sangue não fluir para o interior do tubo a vácuo, é provável que a 
veia tenha sofrido colabamento total. Remover o tubo até a marca guia do adaptador conservando, 
assim, o vácuo no interior do tubo (figura 35). Com esta operação a veia se recomporá e a coleta de 
sangue poderá prosseguir com o mesmo tubo. 
 
 
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 Fig.35 – Colabação total da veia. 
 
 
 
 Nos casos de veias extremamente difíceis, quando as amostras de sangue não puderem ser 
coletadas no braço, dobra do braço, antebraço, dorso da mão e somente a femural for viável, a 
colheita deverá ser realizada por profissionais experientes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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CONFECÇÃO DA EXTENSÃO DE SANGUE 
 
 
O exame de extensão de sangue é parte importante da avaliação hematológica. A 
confiabilidade da informação depende em grande parte do exame sistemático de extensões bem 
confeccionadas e coradas. 
Se possível, as extensões de sangue devem ser preparadas imediatamente. 
 
 Para obter extensões de sangue satisfatórias, são indispensáveis certas precauções: 
As lâminas devem estar perfeitamente limpas, isentas de gordura e polidas. 
A gota de sangue não deve ser muito grande. 
Os conhecimentos quanto à prática. 
 
 
Técnica: 
 Obter a gota de sangue através da punção da polpa digital ou através da punção venosa. 
 Homogeneizar bem o sangue colhido através da punção venosa. 
 Depositar uma gota de sangue com 1 a 2 mm de diâmetro cerca de 1cm da extremidade da 
lâmina. 
 Com o polegar e o dedo indicador da mão direita, segure a extremidade de uma segunda 
lâmina (lâmina extensora, a qual deverá possuir borda absolutamente lisa, homogênea e bem aparada, 
cujas extremidades poderão se cortadas de modo que a largura seja cerca de 4 mm menor que a 
largura total lâmina) contra a superfície da primeira lâmina, num ângulo de 30° a 45°. 
 Arraste-a para trás, até que contacte a gota de sangue, que por capilaridade, preencherá o 
ângulo entre as duas lâminas. 
 Com um movimento seguro e uniforme, empurre para frente à lâmina extensora, até que o 
sangue tenha espalhado, formando uma extensão de sangue moderadamente fina. 
 Uma boa lâmina deve possuir: 
 Cabeça (onde é feita a identificação do paciente); 
 Corpo; Cauda e Bordas (figura 36). 
 
 As lâminas devem ser rapidamente secadas ao ar, por meio de movimento de vai-e-vem. 
Nunca colocar a lâmina com a película voltada para a palma da mão, pois o calor e a umidade 
alterarão as formas das hemácias, pela lise das mesmas. 
 Identificar a lâmina. 
 Corar a extensão. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
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 Fig.36 – Confecção de extensão de sangue. 
 
 
 A espessura da extensão de sangue pode ser ajustada, alterando o ângulo da lâmina extensora, 
a velocidade da confecção, ou ainda pela aplicação de uma gota de sangue maior ou menor. 
 
 Da rapidez do deslizamento da lâmina - Quanto mais lento o deslizamento, tanto mais espessa 
a extensão; 
 Da variação do ângulo entre as duas lâminas - Quanto menor o ângulo, tanto mais fina a 
extensão; 
 Da pressão sobre a lâmina - Quanto maior a pressão, tanto mais fina a extensão; 
 Da extensão - Quanto maior a extensão, tanto mais fina. Não se deve cobrir a lâmina toda; 
 Do tamanho da gota de sangue – Quanto menor a gota, tanto mais fina a extensão; 
 
A extensão de sangue deverá ter um aspecto regular e igualado, não apresentando cristas, 
ondas ou buracos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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COLETA DE URINA 
 A coleta e preservação da urina para teste analítico devem seguir um procedimento cuidadoso 
preestabelecido para assegurar resultados válidos. Para evitar problemas, os pacientes devem receber 
instruções completas, verbais e por escrito de forma clara e simples. 
 
O teste de laboratório de urina geralmente recai em três categorias: 
 Exame químico e físico. 
 Microbiológico. 
 Microscópico. 
 
ORIENTAÇÕES PARA PROCEDIMENTOS DE COLETA 
 
 
PRIMEIRA MICÇÃO MATUTINA OU PRIMEIRA URINA DA MANHÃ /URINA ROTINA / 
URINA TIPO I / ELEMENTOS ANORMAIS SEDIMENTO (EAS): 
 
 Deve-se coletar a 1ª urina da manhã (preferência), por ser normalmente mais concentrada e 
considerada a melhor amostra para avaliação. 
 Preferencialmente coletar a urina no laboratório. 
 Deve-se fazer uma anti-sepsia. 
 Desprezar o primeiro jato urinário e coletar o jato médio. 
 A coleta de amostras de urina de pacientes pediátricos requer atenção especial para evitar a 
contaminação com as fezes. 
 Orientar para não passar pomada no local. Usar saco coletor. 
 EAS analisa o aspecto físico, pesquisa de elementos anormais no sedimento da urina, 
como eritrócitos, leucócitos, cilindros, bactérias, células epiteliais, cristais, entre outros e 
quimicamente os 10 parâmetros + nitrito e leucócitos. 
 
UROCULTURA: 
 
São requisitadas para diagnosticar infecção do trato urinário (ITU), superior ou inferior. 
 Exame quantitativo. 
 Ideal 1º amostra da manhã (pelo menos 4 horas vesical) 
 Deve-se realizar anti-sepsia rigorosa. 
 Amostras de primeiro jato não devem ser aceitas. 
 
 
Mulheres 
 Lavar bem a região genital com água e sabão neutro com um movimento da frente para 
trás, enxaguar bem. Utilizar gaze estéril. Desprezar o 1º jato urinário. 
 Durante a micção, deve-se manter com uma das mãos a vulva aberta, afastando os lábios 
vaginais até o fim da coleta (figura 37) ou colocar tampão de algodão na vagina. 
 
 
 
 
 
Apostila Coleta e Processamento de Amostras Biológicas 
Profa. Dra. Dora Lúcia Carrara Moreti 43 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig.37 – Procedimento para coleta de urina. 
 
Homens 
 Deve-se retrair completamente a pele do prepúcio e lavar o pênis e a glande com sabão 
neutro, enxaguar bem. No momento da coleta, manter o prepúcio afastado. Desprezar o 1º jato 
urinário. 
 
Crianças 
 Deve ser feita com a criança deitada e após cuidadosa lavagem dos genitais externos. 
 Em meninas: fazer a anti-sepsia com um movimento da frente para trás, depois enxaguar 
com água morna, secar com uma compressa de gaze. 
 Em meninos: não circuncidados, deve-se retrair a pele do prepúcio para trás e lavar o pênis 
e a glande; depois da assepsia enxaguar com água morna e secar com uma compressa de gaze. 
 Usar coletores plásticos estéreis (para meninos ou meninas), e se a coleta não for 
conseguida rapidamente, trocar os coletores a cada 30 minutos. Evitar dar água para a criança, pois 
dilui a amostra. Marcar a hora da coleta. 
 
 
AO ACASO OU ALEATÓRIOS: 
 
 Nesta coleta, o paciente simplesmente urina dentro de um recipiente limpo (frasco de 
coleta). 
 Estas amostras não são as mais convenientes pois variam consideravelmente em 
concentração e os testes realizados são primariamente qualitativos. Sem pouca utilidade clínica, mas 
pode ser usada para provas químicas e microscópicas. 
 
 
CATETERIZAÇÃO URETRAL: