Instrumentação Biomédica apostila 1, 2 ,3 e 4

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Instrumentação 
Biomédica
Material Teórico
Responsável pelo Conteúdo:
Prof.ª Dr.ª Renata Torres
Revisão Textual:
Prof. Me. Claudio Brites
Microscopia
• Microscopia;
• Unidades de Medida;
• Tipos de Microscopio;
• Preparo da Amostra.
• Conhecer as unidades de medida utilizadas para calcular o tamanho das amostras anali-
sadas em um microscópio;
• Reconhecer os componentes de um microscópio óptico composto e identifi car a trajetória 
da luz até a obtenção da imagem;
• Identificar as aplicações dos diferentes tipos de microscópio e saber quando devem 
ser utilizados;
• Explicar as principais diferenças entre a microscopia óptica e a eletrônica;
• Entender a importância do preparo da amostra antes da visualização no microscópio;
• Conhecer os princípios e aplicações de corantes ácidos e básicos;
• Discutir alguns tipos de coloração comuns na prática de laboratório clínico. 
OBJETIVOS DE APRENDIZADO
Microscopia
Orientações de estudo
Para que o conteúdo desta Disciplina seja bem 
aproveitado e haja maior aplicabilidade na sua 
formação acadêmica e atuação profissional, siga 
algumas recomendações básicas:
Assim:
Organize seus estudos de maneira que passem a fazer parte 
da sua rotina. Por exemplo, você poderá determinar um dia e 
horário fixos como seu “momento do estudo”;
Procure se alimentar e se hidratar quando for estudar; lembre-se de que uma 
alimentação saudável pode proporcionar melhor aproveitamento do estudo;
No material de cada Unidade, há leituras indicadas e, entre elas, artigos científicos, livros, vídeos 
e sites para aprofundar os conhecimentos adquiridos ao longo da Unidade. Além disso, você tam-
bém encontrará sugestões de conteúdo extra no item Material Complementar, que ampliarão sua 
interpretação e auxiliarão no pleno entendimento dos temas abordados;
Após o contato com o conteúdo proposto, participe dos debates mediados em fóruns de discus-
são, pois irão auxiliar a verificar o quanto você absorveu de conhecimento, além de propiciar o 
contato com seus colegas e tutores, o que se apresenta como rico espaço de troca de ideias e de 
aprendizagem.
Organize seus estudos de maneira que passem a fazer parte 
Mantenha o foco! 
Evite se distrair com 
as redes sociais.
Mantenha o foco! 
Evite se distrair com 
as redes sociais.
Determine um 
horário fixo 
para estudar.
Aproveite as 
indicações 
de Material 
Complementar.
Procure se alimentar e se hidratar quando for estudar; lembre-se de que uma 
Não se esqueça 
de se alimentar 
e de se manter 
hidratado.
Aproveite as 
Conserve seu 
material e local de 
estudos sempre 
organizados.
Procure manter 
contato com seus 
colegas e tutores 
para trocar ideias! 
Isso amplia a 
aprendizagem.
Seja original! 
Nunca plagie 
trabalhos.
UNIDADE Microscopia
Microscopia
Células e diversos micro-organismos são muito pequenos para serem visualiza-
dos a olho nu, sendo essencial o uso de um microscópio. Esses aparelhos permitem 
visualizar imagens milhares de vezes maiores do que o tamanho original. Veja a 
Figura 1 como medida de comparação e note como a limitação do olho humano é 
superada com o uso dessa tecnologia. Você verá nesta unidade que antes de serem 
visualizadas em um microscópio, muitas células precisam de um preparo especial 
de coloração, pois seu estado natural é incolor. Além disso, você conhecerá as par-
tes de um microscópio óptico, saberá como funcionam e em quais situações devem 
ser utilizados outros tipos de microscópio.
Microscópio: micro (latim) significa pequeno e skopos (grego) significa olhar.
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Limite de resolução do olho humano e dos microscópios óptico e eletrônico, 
disponível em: https://goo.gl/WJowtEEx
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Importante!
Robert Hooke foi a primeira pessoa a observar células em um microscópio, em 1665. 
Entretanto, a resolução de seu microscópio permitia a observação de células grandes, 
mas não microrganismos. Entre 1673 e 1723, Anton van Leeuwenhoek descreveu uma 
série de microrganismos presentes na água da chuva, em suas próprias fezes e dentes 
após a observação em seus microscópios. Até então, esse mundo era invisível e desco-
nhecido aos olhos humanos e à comunidade científica.
Mesmo com a descoberta da existência de microrganismos, foi somente por volta de 
1840-1870 que pesquisadores começaram a associar microrganismos como causadores 
de infecções cirúrgicas e doenças. Até então, as doenças eram associadas a punições que 
demônios impunham a seres vivos como represália a pecados e mal comportamentos. 
Pasteur iniciou a era de ouro de microbiologia quando inúmeros avanços e descobertas 
foram realizados e a microbiologia foi elevada à categoria de “ciência”. Nessa época, as 
técnicas de microscopia foram aprimoradas e o mundo microscópico e invisível ao olho 
nu passou a ser estudado em detalhes.
Trocando ideias...
Vamos primeiramente conhecer o sistema métrico utilizado para medir células? 
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Unidades de Medida
Estamos habituados a utilizar o sistema métrico para medir distâncias, por exem-
plo, “minha casa fica a 300 metros da universidade” ou “a 30 km (30.000 m) do 
polo sede”. Também utilizamos no dia-a-dia as medições em centímetros e milíme-
tros, por exemplo, “esses legumes devem ser cortados em tiras de 5 cm (0.05 m)” 
ou “encontrei uma larva de 5 mm (0.005 m) na minha salada”. Percebam que todas 
as medidas podem ser convertidas em metros por um fator de conversão igual a 10, 
ou seja, multiplicando-se ou dividindo-se por 10.
O mesmo acontece para medir as células e microrganismos, só que as unidades são 
menores. Um micrometro (μm) equivale a 0,000001 m (10-6 m), o nanômetro equivale 
a 0,000000001 m (10-9 m) e o Angström (A) equivale a 10-10 m. Veja a Tabela 1.
Tabela 1 – Unidades de medida de comprimento e conversão em metros
Unidade de medida Símbolo Conversão em metros
1 quilômetro km 1 km= 1000 m, ou, 103 m
1 metro m unidade-padrão
1 decímetro dm 1 dm= 0,1 m, ou, 10-1 m
1 centímetro cm 1 cm= 0,01 m, ou, 10-2 m
1 milímetro mm 1 mm= 0,001 m, ou, 10-3 m
1 micrômetro μm 1 μm= 0,000001 m, ou, 10-6 m
1 nanômetro nm 1 nm= 0,000000001 m, ou, 10-9 m
1 angstrom A 1 A= 0,0000000001 m, ou, 10-10 m
1 picômetro pm 1 pm= 0,000000000001 m, ou, 10-12 m
Como medida de comparação, o olho humano consegue detectar objetos acima 
de 200 μm (2 x 10-4 m). Algumas bactérias medem cerca de 1 μm, ou seja, preci-
samos de um instrumento especial para visualiza-las.
Tipos de Microscopio
Os microscópios podem ser ópticos, eletrônicos e de acústica de varredura. 
Cada microscópio possui suas particularidades e deve ser utilizado em situa-
ções específicas, de acordo com a amostra que você quer analisar realçando os 
detalhes importantes em cada caso. Na sua rotina profissional, você precisará 
identificar o melhor método e utilizá-lo para emitir os laudos que envolvam o 
uso dessa tecnologia.
Microscópio Óptico
Dentro da categoria de microscópios ópticos, existem os campo claro, campo 
escuro, contraste de fase (CF e CID), fluorescência, confocal e dois fótons. Todos 
eles utilizam a luz para visualizar as amostras, mas têm aplicações distintas. O tipo 
de luz também varia acarretando em efeitos específicos na obtenção da imagem.
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UNIDADE Microscopia
Microscópio óptico de campo claro
Esse é o tipo de microscópio mais comum. É muito utilizado pela maioria dos 
pesquisadores, estudantes e na rotina biomédica. Aprenderemos quais são as par-
tes e como funciona um microscópio óptico composto (veja a Figura 1). Os demais 
microscópios são variações desse tipo e cada um possui suas peculiaridades.
• Braço (haste entre os números 2 e 9 da Figura 1): Faz parte do arcabouço 
do microscópio. Sempre que precisar transportar um microscópio, utilize o 
braço para não danificar as demais estruturas;
• Mesa (número 6 da Figura 1): Local onde é colocada a lâmina que deve ser 
presa por presilhas para fixação;
• Charriot (número 9 da Figura 1): Parafuso que possibilita o deslizamento 
preciso nas quatro direções, permitindo ao usuário modificara posição da lâ-
mina para visualização do campo desejado;
• Parafuso macrométrico (número 4 da Figura 1): Permite o ajuste do foco 
grosseiro. Esse ajuste deve ser feito sempre com a objetiva de menor aumento 
para facilitar a focalização da amostra e não danificar o microscópio;
• Parafuso micrométrico (número 5 da Figura 1): Permite o ajuste fino no 
momento de focalizar a amostra;
• Iluminador (número 7 da Figura 1): É a fonte de luz branca utilizada para 
iluminar a amostra. O comprimento de onda da luz branca é longo e só per-
mite a visualização de estruturas maiores do que 0,2 μm. Caso seja necessário 
observar amostras menores, outro tipo de microscópio deve ser utilizado;
• Diafragma (número 8 da Figura 1, próximo ao condensador): Controla a 
quantidade de luz que passa da fonte ao condensador;
• Condensador (número 8 da Figura 1, próximo ao diafragma): Possui len-
tes cuja função é direcionar os raios de luz que passarão pela amostra presente 
na lâmina;
• Lentes objetivas (número 3 da Figura 1): São as lentes próximas da lâmina 
que fazem a ampliação primária da amostra. Estão presentes em um carrossel 
(número 2 da Figura 1), contendo 4 lentes objetivas que aumentam o objeto 
de estudo em 4x ou 10x (objetivas de baixo alcance), 40 x (alto alcance) ou 
100 x. Cada microscópio possui um conjunto específico de lentes objetivas, 
mas essas são as mais comumente encontradas;
• Lente ocular (número 1 da Figura 1): Amplia novamente a amostra em 
10 x. Dessa forma, a ampliação final da amostra é 10x vezes a ampliação da 
objetiva, ou seja, o aumento final das amostras visualizadas com a objetiva de 
4x, é 40x (10x da ocular vezes 4x da objetiva), e com as objetivas de 10x, 40x 
e 100x é 100 x, 400 x e 1000 x, respectivamente.
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Figura 1 – Partes de um microscópio óptico composto: 1. Lentes oculares; 
2. carrossel; 3. lentes objetivas; 4. parafuso macrométrico; 5. parafuso micrométrico; 
6. mesa; 7. iluminador; 8. diafragma e condensador; 9. charriot
Fonte: Wikimedia Commons
A quantidade de luz branca que sai do iluminador é controlada pelo diafragma 
antes de atravessar o condensador. Esse, por sua vez, focalizará a luz e permitirá 
que a mesma ilumine a amostra. A luz atravessa a lente objetiva, aumentando a 
imagem de acordo com a lente e chegando na lente ocular onde a imagem é au-
mentada em mais 10 x. A imagem obtida é uniformemente iluminada. 
O microscópio de campo claro é utilizado rotineiramente para a visualização de 
cortes histológicos (tecidos), de diferentes tipos de células e microrganismos, sendo 
muito útil em laboratórios de análise clínica e de pesquisa.
Para a visualização de bactérias, você precisará de um aumento final de 1000x, 
ou seja, utilizar a lente objetiva 100x. Nesse caso, um cuidado especial deve ser to-
mado porque deve-se obrigatoriamente utilizar óleo de imersão. O óleo de imersão 
diminui a refração da luz e permite que você tenha uma visão nítida da amostra e 
que a mesma seja visualizada na coloração correta. Atenção, a única lente que pode 
ter contato com o óleo de imersão é a objetiva 100x, jamais permita que as demais 
lentes entrem em contato com o óleo, pois o mesmo danifica essas lentes.
Durante a rotina biomédica, você deve ser capaz de focar e visualizar as amostras 
rapidamente, então preste bastante atenção nas aulas práticas. 
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UNIDADE Microscopia
Resolução: é a capacidade de distinguir dois pontos da amostra que estão separados por 
uma distância muito próxima. Quanto maior a resolução, mais detalhes e estruturas podem 
ser diferenciados, resultando em melhor definição da imagem. Quando você ler que a reso-
lução de um microscópio é 0,3 nm, significa que você conseguirá diferenciar dois pontos se a 
distância entre eles for no mínimo 0,3 nm.
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Muitas amostras são transparentes em seu estado original e não podem ser visu-
alizadas no microscópio óptico de campo claro. Para contornar esse problema, as 
células devem ser coradas previamente para contrastar com o meio ao redor, como 
veremos no item 4. 
Figura 2 – Trypanosoma brucei (agente causador da doença do sono) 
entre células sanguíneas visualizados em microscópio de campo claro
Fonte: Wikimedia Commons
Em algumas situações, o protocolo de coloração distorce as peculiaridades de 
microrganismos impedindo sua identificação. Outras vezes, precisamos observar 
microrganismos vivos, mas o procedimento de coloração pode matar as células. 
Quando as amostras não podem ser coradas, elas devem ser observadas por outros 
tipos de microscópio óptico, que não os de campo claro. 
Microscópio óptico de campo escuro
O microscópio de campo escuro é indicado para amostras que possuem pouco 
contraste com o meio, como, por exemplo, cristais de ácido úrico e oxalato em 
exames de urina. A bactéria Treponema pallidum (causadora da sífilis) possui um 
formato de uma espiroqueta extremamente fina e a detecção desse microrganismo 
em amostras deve ser realizada em microscópio de campo escuro, pois o de campo 
claro não permite a visualização dessa característica específica. 
O microscópio de campo escuro possui um condensador especial com um dis-
co opaco que bloqueia os raios de luz direta, permitindo que apenas a luz indireta 
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entre na objetiva e ilumine o objeto por angulo oblíquo. O resultado é uma amostra 
iluminada contra um campo escuro, pois não há luz direta iluminando esse campo.
Figura 3 – Treponema pallidum (agente causador da sífi lis) 
visualizado em microscopia de campo escuro
Fonte: Wikimedia Commons
Microscópio óptico de contraste de fase
O microscópio óptico de contraste de fase pode ser utilizado quando precisamos 
visualizar tecidos e células não coradas. Também utilizamos para ver detalhes celu-
lares internos bem definidos de organismos vivos.
Esse microscópio possui um condensador com um diafragma anular que faz com 
que parte da luz seja refratada e parte não refratada ao passar pela amostra. A luz 
não refratada é aquela que não sofre alteração pela amostra, ou seja, seus raios 
de luz estão em fase gerando uma imagem de coloração clara. Já a luz refratada 
é aquela que sofre alteração pela amostra e seus raios de luz não estão em fase, 
gerando imagens escuras que variam em tons de cinza a preto. O resultado final 
visualizado pela ocular é a combinação desses raios refratados e não refratados, 
gerando imagens com contraste de coloração. Note na Figura 4 a comparação 
entre uma imagem obtida em um microscópio de campo claro e uma em um de 
contraste de fase onde as estruturas celulares internas são visualizadas em detalhes 
não detectados pelo microscópio de campo claro.
Figura 4 – Microrganismo observado em microscópio 
de campo claro (à esquerda) e de contraste de fase (à direita)
Fonte: microscopy-uk.org.uk
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UNIDADE Microscopia
Uma variação desse tipo de instrumento é o microscópio de contraste com 
interferência diferencial (CID) que utiliza dois feixes de luz que são separados por 
prismas. Isso gera uma imagem com cores mais contrastantes e com maior resolu-
ção que um microscópio de fase tradicional e que aparenta ser quase tridimensional 
(Figura 5).
Figura 5 – Microrganismo aquático Micrasterias furcata observado sob microscópio CID
Fonte: Wikimedia Commons
Importante!
Se um agente da polícia federal precisar checar a autenticidade de um documento em 
um aeroporto, provavelmente utilizará um microscópio para observar detalhes não vi-
sualizados a olho nu. Veja o que esse agente observaria se utilizasse os microscópios de 
campo claro, escuro e de contraste de fase para checar uma folha de papel: 
Figura 6 – Agente da polícia checando a autenticidade de um documento (acima). 
Abaixo encontram-se as imagens obtidas se uma folha de papel for analisada em microscópio 
de campo claro (à esquerda), campo escuro (centro) e de contraste de fase (à direita).
Fontes: Adaptado de Wikimedia Commons
Você Sabia?
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Microscópio óptico de fluorescência 
Diferentemente dos microscópios anteriores queemitem luz branca para visuali-
zar as amostras, os microscópios de fluorescência emitem uma luz ultravioleta (UV). 
Os comprimentos de onda da luz UV são absorvidos pela amostra que, por sua vez, 
emite luz em um comprimento de onda diferente do que foi excitado. 
Outra diferença é que a fonte de luz e a objetiva do microscópio de fluorescência 
estão posicionadas do mesmo lado. Dessa forma, a luz que excita a amostra sai pela 
lente objetiva, fazendo com que a objetiva também funcione como um condensador 
direcionando os raios de luz que passarão pela amostra. Em seguida, a luz emitida 
pela amostra será coletada pela mesma lente objetiva e, por fim, direcionada para 
a lente ocular. Para tornar esse processo possível, existem filtros responsáveis para 
isolar e direcionar corretamente os comprimentos de onda de excitação e de emissão. 
Algumas substâncias emitem luz naturalmente quando são excitadas com luz 
ultravioleta, como é o caso do leite em pó, que emite uma luz azul. Entretanto, a 
maioria das amostras não são autofluorescentes. Para que as mesmas possam ser 
observadas no microscópio, é preciso torná-las fluorescentes com o uso de coran-
tes chamados fluorocromos ou fluoróforos. Alguns fluorocromos são absorvidos 
naturalmente por algumas amostras, como é o caso da bactéria Mycobacterium 
tuberculosis (causadora da tuberculose), que absorve o fluorocromo auramina-O, 
o qual possui uma coloração amarelada quando excitado com a luz ultravioleta. 
Outro exemplo é a substância DAPI, que se liga naturalmente à molécula de DNA, 
permitindo a visualização do ácido nucleico de coloração azul. Todavia, a maio-
ria dos organismos não absorve fluorocromos nem são autofluorescentes, como 
visualizá-los no microscópio de fluorescência, então? 
Por uma técnica chamada imunofluorescência, que é muito utilizada na medicina diag-
nóstica. Essa técnica consiste na produção de anticorpos contra antígenos presentes nas 
amostras. Esses anticorpos estão ligados ou conjugados a fluorocromos e, quando en-
tram em contato com o antígeno, ligam-se especificamente ao mesmo. Ao serem exci-
tados por uma luz ultravioleta, emitem fluorescência. A coloração da amostra dependerá 
do tipo de fluorocromo conjugado ao anticorpo, por exemplo, o fluorocromo FITC emite 
coloração esverdeada enquanto o fluorocromo PE-Cy5 emitir coloração avermelhada.
Essa emissão de luz colorida é capturada pela lente objetiva e pode ser observada 
quando olhamos através da lente ocular do microscópio de fluorescência. O resultado 
é um campo de fundo escuro com as amostras fluorescentes com colorações especí-
ficas. É possível marcar cada alvo de estudo com um tipo de fluorocromo diferente. 
Veja na Figura 8 o exemplo de uma imagem obtida durante a divisão celular: o DAPI 
está corando as moléculas de DNA (quadrante superior esquerdo), uma proteína en-
volvida na divisão celular está marcada com um fluorocromo verde (quadrante supe-
rior direito) e os microtúbulos responsáveis pela segregação cromossômica marcados 
com fluorocromos vermelhos (quadrante inferior esquerdo). Cada imagem individual 
é sobreposta por um software, resultando na imagem final mostrando a co-localiza-
ção ou sobreposição dos componentes (quadrante inferior direito). A co-localização 
permite que você possa saber como os diferentes elementos interagem entre si.
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UNIDADE Microscopia
Figura 7 – Imagens individuais de um evento de divisão celular obtidas de um microscópio óptico 
de fluorescência (quadrantes superior e inferior esquerdo). Imagem de sobreposição das imagens 
individuais mostrando a co-localização dos componentes (quadrante inferior direito)
Fonte: Wikimedia Commons
Sondas fluorescentes: as sondas utilizadas em microscopia de fluorescência podem ser 
moléculas de DNA ou anticorpos, de acordo com o que se quer estudar. Quando seu interesse 
de estudo é uma molécula de DNA específica, utiliza-se uma sonda que é uma pequena 
molécula de DNA complementar à molécula de DNA que se deseja rastrear. Essa pequena 
molécula está marcada com um fluorocromo e, quando se liga por complementariedade 
ao DNA específico, pode ser detectada por um microscópio de fluorescência. Essa técnica é 
conhecida como FISH (Hibridização fluorescente in situ). FISH é uma técnica de citogenética 
amplamente utilizada no estudo de doenças genéticas, deleções e inserções de regiões cro-
mossômicas, anomalias cromossômicas, entre outras.
No caso de querer estudar alguma proteína específica, utiliza-se anticorpos marcados com 
fluorocromos que reconhecem a proteína de interesse. Um exemplo, é a análise de amostras 
de solo e água potencialmente contaminadas com certos parasitas ou bactérias.
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Microscópio confocal
A microscopia confocal é um tipo especializado de microscopia óptica que também 
utiliza sondas fluorescentes para rastrear a localização de certos antígenos celulares.
O microscópio confocal permite a obtenção de imagens de diferentes planos se-
riados com uma profundidade de até 0.5 μm, que são chamadas de séries Z. Essas 
imagens isoladas são montadas por um software, gerando uma figura final que é 
tridimensional. Como cada série Z contém um tipo de informação de acordo com 
a profundidade na célula, é possível reconstituir células inteiras visualizando tridi-
mensionalmente o que está marcado com o anticorpo fluorescente. Por exemplo, 
se você utilizou um anticorpo fluorescente que marca proteínas presentes na mem-
brana plasmática da mitocôndria, cada série Z vai ter informação de uma região no 
eixo Y. Ao obter a imagem final, você conseguirá visualizar detalhes da mitocôndria 
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e saber exatamente em que posição da membrana essa proteína se encontra. Além 
disso, é possível determinar volumes, áreas e comprimentos de regiões seleciona-
das. Para que seja possível reconstruir as imagens tridimensionais, o microscópio 
confocal deve estar acoplado a um computador.
Existe a opção de utilizar duas ou mais sondas para checar informações mais com-
pletas de uma determinada célula ou fenômeno celular. Um exemplo seria o estudo 
de doenças multifatoriais – como a doença de Alzheimer de início tardio –, que po-
dem ter diversos genes envolvidos no desenvolvimento da doença (BARROS, 2008), 
ou então, o estudo concomitante de diferentes proteínas envolvidas na divisão celular.
Veja a Figura 8, à esquerda, para entender o que são as séries Z utilizadas para 
reconstruir a imagem de uma esfera. Note que cada plano tem informação sobre 
uma região da esfera. O mesmo acontece para a microscopia confocal: as ima-
gens geradas são cortes de diferentes partes da amostra. Na imagem à direita da 
Figura 9, vemos a reconstrução tridimensional de várias séries Z obtidas após a 
marcação da proteína beta-tubulina de Tetrahymena. 
 
Figura 8 – Representação esquemática de reconstrução tridimensional de séries-z de uma esfera (à esquerda). 
Reconstrução 3-D mostrando a localização da proteína beta-tubulina no protozoário Tetrahymena. 
A proteína foi marcada com fl uorocromo verde e as séries-z foram obtidas por microscópio 
confocal e montadas por um software (à direita)
Fonte: Adaptado de Wikimedia Commons
Veja as imagens de cortes de um grão de pólen mostrando as séries-Z do topo à base obtidas 
por microscopia confocal no link a seguir: https://goo.gl/pNjB8v 
FISH complementa cariótipo no diagnóstico da síndrome mielodisplásica, disponível em: 
https://goo.gl/jJVfVH
Técnicas imunológicas aplicadas à detecção de bactérias no ambiente. II. Uso de anticorpos 
como sondas em estudos de localização destes microrganismos presentes em amostras de 
solo e planta, disponível em: https://goo.gl/JLBX3f 
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Microscópio de dois Fótons
Enquanto a microscopia confocal permite a visualização de células com espes-
sura de até 100 μm, a microscopia de dois fótons permite a obtenção de imagens 
de células e tecidos de até 1 mm de espessura. Esse tipo de microscópio utiliza dois 
fótons para excitar o fluorocromo, ao invés de um e um comprimento de ondaque 
não danifica as células, podendo ser utilizado para estudar células vivas. 
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UNIDADE Microscopia
Microscópio eletrônico
Vírus, detalhes celulares menores que 0,2 μm, organelas e estruturas internas não po-
dem ser visualizados pela microscopia óptica. Os comprimentos de onda de luz utilizada 
nesse tipo de microscopia impõem um limite de resolução para esse tipo de microscópio. 
Diferentemente dos microscópios ópticos que utilizam a luz para excitar as amos-
tras, os microscópios eletrônicos utilizam feixes de elétrons. Os comprimentos de 
onda dos elétrons são mais curtos que os da luz, fazendo com que a resolução seja 
muito superior aos microscópios ópticos. Diversos avanços científicos foram obtidos 
a partir do uso dessa técnica, uma vez que permitiram a visualização de estruturas 
mais detalhadas. Podemos citar como exemplos o conhecimento da complexidade 
da estrutura de cápsulas virais e o papel do complexo de Golgi na formação de 
grânulos contendo enzimas destinadas à secreção.
Um canhão de elétrons fica localizado na parte superior da amostra dentro de 
um sistema a vácuo onde os elétrons são acelerados em direção à amostra. Antes 
de chegar à amostra, esse feixe passa por uma série de lentes eletromagnéticas, 
sendo que cada uma é responsável por uma função. As bobinas de alinhamento 
controlam a posição e a inclinação do feixe, enquanto as lentes condensadoras 
diminuem o tamanho do feixe para que se obtenha uma boa resolução. As lentes 
objetivas focalizam a amostra (Figura 9).
Figura 9 – Representação esquemática mostrando as partes de um microscópio eletrônico
Fonte: fap.if.usp.br
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Para que sejam visualizadas, o objeto de estudo precisa estar recoberto por partí-
culas de ouro ou carbono. As imagens obtidas, chamadas de micrografias de trans-
missão, são de coloração preto e branco, mas podem ser alteradas artificialmente 
com o uso de softwares, introduzindo cores para realçar detalhes importantes.
Existem dois tipos de microscopia eletrônica: de transmissão e de varredura. 
Na microscopia de transmissão, os cortes devem ser muito finos, pois os elétrons 
não conseguem penetrar profundamente na amostra. As estruturas celulares in-
ternas podem ser observadas em regiões mais claras ou escuras, de acordo com 
o total de elétrons absorvidos por cada região. A imagem obtida é bidimensional.
Figura 10 – Mitocôndria (à esquerda) e duas partículas de adenovírus (à direita) 
visualizadas por microscopia eletrônica de transmissão
Fontes: Adaptado de Wikimedia Commons
Na microscopia eletrônica de varredura, são obtidas imagens tridimensionais 
da superfície da amostra em detalhes de até 10 nm. O nome é devido ao fato da 
amostra ser “varrida” ou escaneada por um feixe de elétrons em todas as direções, 
permitindo a obtenção da imagem tridimensional. 
Figura 11 – Microscopia eletrônica de varredura, mostrando 
diversos vírus HIV (em verde) sendo liberados de um linfócito
Fonte: Wikimedia Commons
Um tipo especializado da microscopia eletrônica de varredura é a microscopia 
de tunelamento e a de força atômica, que utilizam sondas para examinar a super-
fície de amostras a uma curta distância. Essas técnicas “tateiam” a amostra a uma 
distância de alguns angstrons, produzindo imagens de altíssima resolução, reve-
lando protuberâncias e depressões dos átomos da superfície. São utilizadas para 
estudar moléculas de DNA, proteínas e outras substâncias moleculares.
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UNIDADE Microscopia
Importante!
O aumento visual dos microscópios ópticos é de até 1.500 vezes em relação ao olho nu. 
Já dos microscópios eletrônicos, o aumento é entre 5.000 a 100.000 vezes, ou até mais.
Você Sabia?
Microscópio acústico de varredura
Esse tipo de microscopia não é um método invasivo e permite a análise de 
amostras vivas que estão abaixo de uma superfície ou aderidas a outras superfícies. 
É possível estudar a formação de trombos, de biofilmes bacterianos em equipamen-
tos hospitalares, células cancerígenas, entre outras aplicações.
Ondas sonoras são emitidas por um aparelho, entram em contato com a amos-
tra e podem ser dispersas, absorvidas e refletidas ou então transmitidas quando em 
contato com determinados tipos de superfície. Em seguida, são capturadas por um 
detector e então interpretadas revelando a presença de limites ou de objetos.
Preparo da Amostra
Muitas amostras são transparentes em seu estado original e não podem ser 
visualizadas nos microscópios ópticos convencionais. Uma das formas de preparar 
as amostras para que elas contrastem com o meio ao redor é com o uso de fluo-
rocromos, como já discutido anteriormente. Entretanto, existem preparações mais 
baratas, simples e rápidas que podem ser utilizadas para visualizar amostras em 
microscópios de campo claro, que são as colorações. 
Obtenção da amostra
Algumas amostras, tais como sangue, amostras da mucosa oral e cultivos bacte-
rianos, podem ser observadas pela técnica do esfregaço. Essa técnica consiste em 
espalhar o material coletado em uma lâmina com auxílio de outra lâmina de vidro 
inclinada em um angulo de 45o (Figura 12). É importante produzir uma camada 
muito fina para que as células não fiquem empilhadas umas sobre as outras, e para 
que a luz consiga atravessar a amostra.
Figura 12 – Esfregaço de uma gota de sangue com auxílio de uma outra lâmina inclinada
Fonte: Wikimedia Commons
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Outras amostras, tais como material de biópsia ou pedaços de órgãos, precisam 
ser submetidas a cortes histológicos para que possam ser visualizadas. Nesse caso, 
são produzidos vários cortes seriados e a análise do material deve ser feita por com-
pleto, pois uma informação importante pode estar presente em um plano, mas não 
no outro. O micrótomo é um aparelho que faz esses cortes seriados muito finos das 
amostras. Veja na Figura 13 um micrótomo fatiando um pedaço de órgão embe-
bido em bloco de parafina. Cada uma dessas fatias são adicionadas em lâminas de 
vidro e processadas para serem visualizadas em microscópio.
Figura 13 – Micrótomo fatiando um pedaço de órgão preparado em bloco de parafi na
Fonte: Getty Images
Fixação
Antes da coloração, as células precisam ser fixadas às lâminas de microscopia. 
Essa etapa mata as células e faz com que as amostras fiquem aderidas à lâmina em 
seu formato preservado. Álcool, formol e ácido acético são substâncias comumente 
utilizadas no processo de fixação.
Em seguida, as amostras são submetidas a etapas de coloração de acordo com 
o que se quer visualizar. Cada corante possui afinidade e se associa a determinado 
componente celular. 
Coloração 
Existem corantes ácidos e corantes básicos que se ligam a determinadas estrutu-
ras celulares por afinidade. Corantes ácidos possuem carga negativa e são atraídos 
por estruturas positivas. Exemplos de corantes ácidos são a eosina, a fucsina ácida 
e a nigrosina. Corantes básicos possuem carga positiva e possuem afinidade por 
estruturas negativas. Exemplos de corante básicos são a hematoxilina, o cristal vio-
leta, azul de metileno, verde de malaquita, safranina. 
Existem vários tipos de coloração e o protocolo deve ser escolhido de acordo com 
a amostra que você quer investigar. Nesse tópico, falaremos de alguns exemplos.
21
UNIDADE Microscopia
As estruturas celulares que possuem afinidade por corantes ácidos são chamadas acidófilos 
ou eosinófilos.
Já as estruturas que possuem afinidade por corantes básicos são chamadas basófilas ou basofílicas.
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Hematoxilina e eosina (HE)
A técnica de coloração Hematoxilina/ Eosina (HE) é a mais comum em citologia. 
A hematoxilina é um corante básico e possui afinidade por estruturas negativas, 
tais como ácidos nucleicos e grupos fosfatos. Isso faz com que esse corante core a 
heterocromatina, o nucléolo e o RNA ribossômico. Também se liga a sulfatos de 
glicosaminoglicanas, sendo responsável, por exemplo, pela coloração de matriz 
extracelular de cartilagens. A hematoxilina possui coloração azul-arroxeada.
A eosina é um corante ácido de coloração rosa-alaranjadae cora o citoplasma, 
as mitocôndrias e o colágeno. 
Figura 14 – Núcleos celulares corados em roxo e os citoplasmas, em rosa
Fonte: Getty Images
Coloração de gram 
Essa coloração é utilizada para diferenciar amostras bacterianas. Os diferentes 
tipos de bactérias reagem de forma distinta a esse procedimento de acordo com a 
estrutura de sua parede celular, podendo ser classificadas como gram-positivas ou 
gram-negativas. 
O protocolo consiste em incubar um esfregaço bacteriano com corante cristal 
violeta que possui a coloração. Após lavagem do excesso de corante, as amostras 
são incubadas com iodo, que forma um complexo cristal violeta-iodo (CV-I). De for-
ma sucinta, as bactérias gram-positivas possuem uma parede celular de peptideogli-
cano bastante espessa que impede a saída do complexo CV-I, que é maior do que 
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os componentes isolados do complexo. Dessa forma, essas bactérias permanecem 
com coloração púrpura após a lavagem com álcool. Já as bactérias gram-negativas 
possuem uma camada fina de peptideoglicano que não impede a saída do comple-
xo CV-I. Após a lavagem com álcool, essas bactérias ficam incolores e precisam 
ser coradas com safranina (coloração rosa) para serem visualizadas no microscópio.
Figura 15 – À esquerda, você observa bactérias gram-positivas (roxas coradas por cristal-violeta) 
em formato de cocos e, à direita, bactérias gram-negativas 
(rosadas coradas por safranina) em formato de bacilos
Fonte: Getty Images
Na disciplina de microbiologia você verá que a definição se as bactérias presentes 
em uma amostra são gram-positivas ou negativas é de extrema importância, pois 
é a primeira etapa no diagnóstico de bactérias patogênicas de amostras clínicas. 
De acordo com o resultado da coloração de gram, o profissional de análises clínicas 
definirá quais etapas de provas bioquímicas devem ser seguidas para identificação 
da bactéria antes da emissão do laudo.
Coloração alcool-ácido resistente
As bactérias do gênero Mycobacterium não são coradas pela coloração de 
Gram, pois sua parede celular externa contêm alta concentração de um lipídeo 
céreo hidrofóbico (ácido micólico) que impede a entrada de corantes. Essa camada 
é externa à camada de peptideoglicano. Exemplos de importância clínica desse 
grupo são os patógenos causadores da tuberculose (Mycobacterium tuberculosis) e 
da lepra (Mycobacterium leprae).
Nessa coloração, o esfregaço bacteriano é incubado com um corante vermelho 
chamado carbolfucsina. Após aquecimento da lâmina para aumentar a penetração 
e retenção do corante, o excesso é lavado com água e em seguida com álcool-
-ácido. As bactérias que são álcool-ácido resistentes retêm o corante vermelho, pois 
a cabolfucsina é mais solúvel nos lipídeos da parede-celular dessas bactérias do que 
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UNIDADE Microscopia
na solução de lavagem álcool-ácido. Dessa forma, essas bactérias permanecem 
com coloração vermelha após a lavagem com álcool. Já nas bactérias que não são 
álcool-ácido resistentes, o corante é removido após a lavagem com álcool e essas 
bactérias ficam incolores. Para serem visualizadas no microscópio, precisam ser 
coradas com azul de metileno (coloração azul).
Figura 16 – Microbactérias coradas em vermelho (carbolfucsina) e células diversas 
em azul (azul de metileno). As microbactérias são álcool-ácido resistentes e permanecem 
com a coloração avermelhada após o procedimento de descoloração por álcool-ácido
Fonte: Getty Images
Artefatos são estruturas ou marcações que aparecem nas imagens obtidas em microscópios 
(ópticos e eletrônicos), que não são reais. Alguns protocolos de preparação da amostra cau-
sam distorção ou encolhimento de estruturas ou regiões celulares gerando imagens falsas.
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Material Complementar
Indicações para saber mais sobre os assuntos abordados nesta Unidade:
 Vídeos
How to use a microscope and oil immersion
Veja como usar um microscópio óptico para visualização no maior aumento com óleo 
de imersão;
https://youtu.be/f7KlFSgdUGU
 Leitura
Microscopia
Site interessante da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto – USP – sobre microscopia.
https://goo.gl/HljGFs
Métodos em microscopia para o estudo de células
PowerPoint criado pela pós-graduação da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto – 
USP – Métodos em microscopia para o estudo de células.
https://goo.gl/JkL1HF
BD Biosciences Fluorochrome Reference Chart
Tabela com diversos fluorocromos que podem ser utilizados na microscopia de 
fluorescência.
https://goo.gl/JfPRPY
25
UNIDADE Microscopia
Referências
ALMEIDA, L. M.; PIRES, C.; COELHO, A. B. Microscopia – Contexto histórico, 
técnica e procedimentos para observação de amostras biológicas. 1. ed. São Paulo: 
Érica/Saraiva, 2014. 
BARROS, A. C. et al. Influência genética sobre doença de Alzheimer de início tar-
dio. Rev Psiq Clín., v. 36, n. 1, p. 16-24. 2009. Disponível em: http://www.scielo.
br/pdf/rpc/v36n1/a03v36n1.pdf. Acesso em: 3 mar. 2019.
PETERSON, D. A. Confocal Microscopy. In: Encyclopedia of Movement Disorders. 
2010. Disponível em: https://www.sciencedirect.com/topics/neuroscience/confocal-
-microscopy. Acesso em: 3 mar. 2019.
SAM Applications. Scanning Acoustic Microscopy. Disponível em: http://www.
pvatepla-sam.com/applications/overview/?L=1#c3587. Acesso em: 3 mar. 2019.
TEIXEIRA, F. S. Microscopia óptica. Conceitos básicos (01/03/2013). Página do 
Instituto de Física da USP. Disponível em: http://fap.if.usp.br/~nandast/mo.html . 
Acesso em: 3 mar. 2019.
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12. ed. Porto Alegre: 
Artmed, 2017. 
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Instrumentação 
Biomédica
Material Teórico
Responsável pelo Conteúdo:
Prof.ª Dr.ª Renata Torres de Souza Corrêa
Revisão Textual:
Prof. Me. Luciano Vieira Francisco
Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
• Introdução;
• Material e Utensílios;
• Aparelhos e Equipamentos de Bancada.
• Conhecer os principais utensílios e material utilizados nos laboratórios da área biomédica;
• Identifi car os recipientes que oferecem maior exatidão na medição de volumes;
• Entender o que é e qual a utilidade de um menisco;
• Conhecer a câmara de Neubauer – contagem de células;
• Saber quando utilizar as diferentes pipetas e como pipetar com segurança;
• Identifi car os recipientes utilizados no cultivo de células;
• Saber quando utilizar a balança analítica e semianalítica;
• Conhecer equipamentos comuns de bancada.
OBJETIVOS DE APRENDIZADO
Material e Utensílios – Equipamentos 
de Bancada
Orientações de estudo
Para que o conteúdo desta Disciplina seja bem 
aproveitado e haja maior aplicabilidade na sua 
formação acadêmica e atuação profissional, siga 
algumas recomendações básicas:
Assim:
Organize seus estudos de maneira que passem a fazer parte 
da sua rotina. Por exemplo, você poderá determinar um dia e 
horário fixos como seu “momento do estudo”;
Procure se alimentar e se hidratar quando for estudar; lembre-se de que uma 
alimentação saudável pode proporcionar melhor aproveitamento do estudo;
No material de cada Unidade, há leituras indicadas e, entre elas, artigos científicos, livros, vídeos 
e sites para aprofundar os conhecimentos adquiridos ao longo da Unidade. Além disso, você tam-
bém encontrará sugestões de conteúdo extra no item Material Complementar, que ampliarão sua 
interpretação e auxiliarão no pleno entendimento dos temas abordados;
Após o contato com o conteúdo proposto, participe dos debates mediados em fóruns de discus-
são, pois irão auxiliar a verificar o quanto você absorveu de conhecimento, além de propiciar o 
contato com seus colegas e tutores, o que se apresenta como rico espaço de troca de ideias e de 
aprendizagem.
Organize seus estudos de maneira que passem a fazer parte 
Mantenha o foco! 
Evite se distrair com 
as redes sociais.
Mantenha o foco! 
Evite se distrair com 
as redes sociais.
Determine um 
horário fixo 
para estudar.
Aproveite as 
indicações 
de Material 
Complementar.
Procure se alimentar e se hidratar quando for estudar;lembre-se de que uma 
Não se esqueça 
de se alimentar 
e de se manter 
hidratado.
Aproveite as 
Conserve seu 
material e local de 
estudos sempre 
organizados.
Procure manter 
contato com seus 
colegas e tutores 
para trocar ideias! 
Isso amplia a 
aprendizagem.
Seja original! 
Nunca plagie 
trabalhos.
UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
Introdução
Para que você seja um(a) ótimo(a) profissional biomédico(a) é essencial conhecer 
os equipamentos, as vidrarias e os utensílios mais empregados em laboratórios e 
saber como utilizá-los corretamente.
A confiabilidade de um resultado obtido em um teste químico ou biológico está 
estritamente relacionada à correta utilização de material e equipamentos, assim 
como na medição de volumes e massas. Por exemplo, você precisa fazer uma 
solução em certa concentração com o intuito de realizar um teste enzimático para 
determinar se o paciente está infectado pelo vírus da imunodeficiência humana 
(HIV). Um erro nesse procedimento pode resultar em um laudo incorreto e fazer 
com que esse paciente receba o diagnóstico médico e tratamento equivocados. 
Quais vidrarias devem ser utilizadas no preparo dessa solução? Qual recipiente 
oferece maior precisão na medição de volume? Onde devo pesar os reagentes com 
exatidão? Onde devo armazenar a solução preparada?
Esta Unidade é uma introdução ao material comumente utilizado em laboratórios 
de pesquisa, análises químicas e clínicas. É ricamente ilustrada para que você 
possa visualizar o material de laboratório e identificá-lo mais facilmente nos futuros 
experimentos práticos. Para facilitar a busca, os itens estão organizados em ordem 
alfabética dentro de cada tópico.
Importante!
Na prática biomédica, é preciso ter muita cautela, atenção e concentração em cada pro-
cedimento realizado.
Importante!
Figura 1 – Ilustração contendo vários utensílios e material de laboratório
Fonte: Getty Images
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Material e Utensílios
Utensílios
• Anel ou argola: estrutura de metal em formato circular, utilizada para prender 
funis em processos de filtração. O anel, por sua vez, deve estar preso a um 
suporte universal;
• Barras magnéticas: imantadas, são colocadas dentro de recipientes durante o 
preparo de soluções. Quando o recipiente é colocado em cima de um agitador 
magnético, essas barras giram e auxiliam na homogeneização de soluções. 
São recobertas de teflon, pois devem ser protegidas de corrosão. São po-
pularmente conhecidas como “peixinhos”. O material utilizado na produção 
dessas barras é quimicamente inerte de forma a não interferir na composição 
da solução preparada;
Figura 2 – Barras magnéticas de diferentes tamanhos
Fonte: Wikimedia Commons
• Bastão de vidro: é utilizado para homogeneizar soluções;
Figura 3 – Bastão de vidro
Fonte: Wikimedia Commons
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
• Cadinho de porcelana: recipiente em formato de pote, utilizado para aquecer 
substâncias (Figura 4);
• Dessecador: recipiente de vidro que mantém baixo teor de umidade em seu 
interior. Possui dimensões e formatos específicos, devendo ser mantido sempre 
fechado. É útil para preservar substâncias higroscópicas (Figura 5);
Figura 4 – Cadinho de porcelana
Fonte: Wikimedia Commons
Figura 5 – Dessecador contendo 
sílica-gel em sua base
Fonte: Wikimedia Commons
• Espátulas: geralmente confeccionadas em aço inox. Podem ser encontradas 
em diferentes formatos. São utilizadas para auxiliar na pesagem de substâncias;
Figura 6 – Tipo de espátula utilizada em laboratório
Fonte: Wikimedia Commons
• Funil de vidro ou plástico: possui uma abertura de diâmetro maior, por onde 
são adicionadas as soluções que serão transferidas de um frasco para outro e uma 
abertura de diâmetro menor que encaixa no frasco para onde a substância será 
transferida. É também empregado para filtrar soluções utilizando papel de filtro;
Importante!
Evite acidentes: jamais apoie os funis nos frascos para onde o líquido é transferido! 
Sempre apoie os funis em anel de ferro preso a suporte adequado, ou prenda os reci-
pientes receptores em garras fixadas para suporte universal.
Importante!
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Figura 7 – Funis de vidro de diferentes tamanhos
Fonte: Getty Images
• Funil de Buchner: é um funil de porcelana amplamente utilizado em filtra-
ções a vácuo quando acoplado a um Kitasato. Possui vários orifícios, tal como 
uma peneira;
Figura 8 – Funil de Buchner
Fonte: Wikimedia Commons
• Garrafa de cultivo celular: utilizada em alguns experimentos e testes de análises 
que exigem o crescimento de células. Existem garrafas de diferentes tamanhos de 
acordo com a necessidade. Podem ter tampas tradicionais que lacram a garrafa, 
ou tampas que possuem um filtro permitindo trocas gasosas com o meio;
Figura 9 – Pesquisador adicionando líquido em uma garrafa de cultura com o auxílio de uma pipeta
Fonte: Getty Images
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
• Gral e pistilo: podem ser de vidro ou porcelana. São utilizados para triturar 
substâncias e reduzi-las a pó. Os de porcelana são mais eficazes, mas man-
cham com produtos que possuem cor;
Figura 10 – Gral e pistilo de porcelana
Fonte: Wikimedia Commons
• Lâminas: vidraria de formato retangular, podendo ter diferentes tamanhos 
e espessuras. É utilizada para colocar as amostras que serão analisadas por 
microscopia. Comumente são planas, mas existem algumas com pequenas 
cavidades para a adição de amostras líquidas. Um tipo especializado de lâmina 
é a câmara de contagem, ou câmara de Neubauer, amplamente utilizada na 
contagem de células. Essa câmara possui uma grade desenhada em sua super-
fície para estabelecer áreas e orientar a contagem;
 
Figuras 11 e 12 – Câmara de Neubauer, ou de contagem de células (à esquerda). 
O gradeamento desenhado na região central da lâmina está ampliado à direita. 
Note a divisão em áreas ou quadrantes para orientar e facilitar a contagem de células
Fonte: Wikimedia Commons
Câmara de Neubauer: https://goo.gl/ykC5sw
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• Lamínula: vidraria muito fina e delicada utilizada para cobrir as amostras que 
são colocadas em lâminas de microscopia. Serve para proteger as amostras e 
evitar o contato das mesmas com as lentes objetivas do microscópio. Pode ser 
redonda ou quadrada. As lamínulas utilizadas para cobrir amostras em câma-
ras de Neubauer são mais espessas e proporcionam melhor qualidade ótica;
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Figura 13 – Lâmina de microscopia coberta por uma lamínula
Fonte: Wikimedia Commons
• Microplaca de microtitulação: utilizada em diversos experimentos e testes 
de análises clínicas, tais como sorologia, Ensaio de Imunoabsorção Enzimática 
(Elisa), absorbância, Ensaio Imunoenzimático (EIA), análises microbiológicas, 
entre outras. Essas placas possuem 96 poços que podem ter fundo achatado 
ou formatos de U ou V de acordo com a necessidade. As suas bordas possuem 
marcação alfanumérica, facilitando na identificação de cada poço;
Figura 14 – Ensaio em uma microplaca de microtitulação
Fonte: Getty Images
• Pera de sucção: feita de borracha, é utilizada acoplada a pipetas para sugar e 
eliminar líquidos;
Figura 15 – Peras de sucção
Fonte: Wikimedia Commons
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
Importante!
Nunca sugue soluções ou produtos químicos da pipeta utilizando a sua boca. Você po-
derá sofrer acidentes seríssimos dependendo da substância manipulada – que pode ser 
tóxica, corrosiva, ou emitir vapores nocivos. Sempre utilize peras ou pipetadores manu-
ais ou automáticos para acoplar às pipetas.
Importante!
• Pinças: podem ser de metal ou madeira. Possuem funções diversas, de acor-
do com o seu formato; por exemplo, pinças de madeira ou de metal em for-
mato de garra ou de grampo de varal são utilizadas para segurar recipientes 
aquecidos como, por exemplo, tubos de ensaio aquecidos no bico de Bunsen. 
As pinças histológicas servem para manipular amostras como, por exemplo, 
cortes de tecidos que serão visualizados em microscopia.São elaboradas de aço 
inoxidável e possuem ponteiras diversas – de acordo com o objetivo do uso;
Figura 16 – Aquecimento de tubo de ensaio 
com o auxílio de uma pinça de metal
Fonte: Getty Images
Figura 17 – Pinça histológica auxiliando no preparo de 
cortes de tecido para serem visualizados no microscópio
Fonte: Getty Images
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• Pipetador manual ou automático: assim como as peras, os pipetadores são 
utilizados para sugar e eliminar líquidos de pipetas. A vantagem é que os pipe-
tadores permitem pipetar volumes exatos e precisos, pois é possível controlar 
a velocidade e o volume de aspiração (Figura 18);
• Pissetas: recipientes plásticos normalmente utilizados para armazenar álcool 
para limpeza ou água destilada para lavar amostras. Pode armazenar outras 
substâncias desde que devidamente etiquetadas (Figura 19);
Figura 18 – Pipetadores manuais 
utilizados para sugar e eliminar líqui-
dos quando acoplados às pipetas
Fonte: Wikimedia Commons
Figura 19 – Pissetas utilizadas para armazenar 
álcool de limpeza e água destilada
Fonte: Wikimedia Commons
• Placa de Petri: pode ser de vidro ou de plástico. É arredondada, achatada e 
possui uma base e uma tampa. É amplamente utilizada como recipiente para 
meios de cultura;
 
Figuras 20 e 21 – Placa de Petri vazia (à esquerda) e em uso para cultivo de microrganismos (à direita)
Fonte: Wikimedia Commons
• Suporte universal: é constituído por uma base e uma haste de metal onde 
são colocadas pinças em garra, argolas ou anéis para prender vidrarias ou 
segurar equipamentos;
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
Figura 22 – Bureta presa por uma garra fixada a um suporte universal
Fonte: Wikimedia Commons
• Tela de amianto: é uma tela quadrada feita de arame de aço contendo uma 
folha circular de cerâmica ou lã de rocha prensada no centro. Essa folha faz 
com que o calor da chama do bico de Bunsen seja distribuído uniformemente. 
Serve de suporte para vidrarias e é utilizada sobre um tripé;
Importante!
O amianto é uma substância comprovadamente cancerígena, de modo que não deve 
mais ser comercializado. A folha circular dessa tela era feita de amianto – por isso o 
nome –, mas o material foi substituído por cerâmica ou lã de rocha.
Importante!
Figura 23 – Pesquisador aquecendo solução contida em um 
Erlenmeyer sobre uma tela de amianto apoiada em tripé
Fonte: Getty Images
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Acesse o site da Organização Mundial da Saúde (OMS) sobre os problemas de saúde causados 
pelo amianto – em espanhol: https://goo.gl/YiM4Zz
Assim como a informação da proibição da venda do amianto em nosso país:
https://goo.gl/JM61EU
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• Termômetros: utilizados para medir a temperatura de soluções ou de ba-
nhos-maria;
Figura 24 – Termômetro
Fonte: Wikimedia Commons
• Tripé: suporte utilizado em conjunto com a tela de amianto – ver a referência 
sobre a tela de amianto – para aquecer soluções contidas em frascos;
Figura 25 – Nesta imagem observa-se uma solução dentro de um béquer 
sendo aquecida por um bico de Bunsen. Note que o béquer está preso por garra 
fi xada a um suporte universal e a tela de amianto está apoiada em um tripé
Fonte: Getty Images
Vidrarias e Material para Medir Volumes ou Armazenar Soluções
Medir volumes líquidos é uma etapa muito importante no preparo de soluções 
e na realização de experimentos. Algumas situações demandam grande precisão 
na medição, em outros casos não. A escolha da vidraria adequada influenciará na 
precisão obtida.
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
A água e grande maioria dos líquidos formam uma curvatura na superfície que é 
facilmente observada em cilindros mais finos. Essa curvatura chama-se menisco e 
a leitura do volume deve ser feita na curvatura inferior. É importante que a linha de 
visão do profissional seja mantida na altura do menisco (Figura 26).
Figura 26 – Como medir volume em cilindros graduados: observe a curvatura 
inferior do menisco com o seu campo de visão na mesma altura do qual
Fonte: UDESC/CCT/DQM
Importante!
Entre os instrumentos listados a seguir, o que oferece maior precisão de volume é a pipe-
ta. Em seguida, é a proveta e, por último, o béquer.
Importante!
• Balão: é um recipiente arredonda-
do de vidro com um gargalo estrei-
to seguido por bocal superior. Pode 
ser dividido em categorias de acordo 
com as funções:
 » Destilação: possui um escape late-
ral para a saída de vapores oriun-
dos da condensação (Figura 27;
 » Volumétrico: recipiente que per-
mite medir volumes únicos e fixos 
com precisão. São encontrados 
em volumes de 5 mL a 2.000 mL. 
No gargalo, existe um traço que 
indica até onde o líquido deve ser 
preenchido para atingir o volume 
específico do balão volumétrico 
(Figura 28).
Figura 27 – Balão de destilação com dois pescoços
Fonte: Getty Images
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Figura 28 – Balões volumétricos de diferentes volumes
Fonte: Wikimedia Commons
• Béquer: amplamente utilizado no laboratório para pesar substâncias, fazer dilui-
ções e no preparo de soluções. Os béqueres de vidro podem ser aquecidos em 
caso de necessidade. Embora muitos béqueres venham com medidas de gradua-
ção, a precisão volumétrica não pode ser obtida com a utilização dessa vidraria;
Figura 29 – Béqueres de diferentes tamanhos e volumes
Fonte: Wikimedia Commons
• Bureta: é um recipiente fino e alongado que possui uma torneira em uma das 
extremidades para o escoamento de líquidos ou soluções. Permite a adição 
controlada de um volume específico durante o preparo de soluções. É utilizada 
em experimentos que envolvam titulações onde é necessário o gotejamento de 
água ou de outra substância (Figura 30);
• Erlenmeyer: é um frasco de base ampla e gargalo estreito, permitindo que as 
soluções sejam agitadas manualmente sem que ocorra derramamento. É utiliza-
do para dissolver substâncias, no preparo de soluções e em titulações. Embora 
venham com medidas de graduação, a precisão volumétrica não pode ser obtida 
(Figura 31);
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
• Kitasato: é um frasco de vidro com abertura superior em uma lateral, a qual 
permite a saída de gases. É utilizado em processos de filtração. Pode ser em-
pregado juntamente com o funil de Buchner em filtrações a vácuo (Figura 32);
Figura 30 – Bureta presa a uma garra 
fixada a um suporte universal
Fonte: Wikimedia Commons
Figura 31 – Erlenmeyer
Fonte: Wikimedia Commons
Figura 32 – Kitasato
Fonte: Wikimedia Commons
• Pipetas: empregadas para a transferência de líquidos de um recipiente para 
outro. Existem vários tipos de pipetas: i) As pipetas volumétricas são emprega-
das para transferir volumes precisos e fixos. Possuem uma única marcação in-
dicando até onde deve ser preenchido com líquido para obter certo volume; ii) 
As pipetas graduadas são utilizadas para pipetar volumes intermediários entre 
o volume mínimo e a capacidade máxima, pois a pipeta possui graduação.
Existem pipetas com a capacidade máxima de 1 mL, 5 mL, 10 mL 
e 25 mL; iii) As micropipetas serão melhor explicadas no Item 1.3; 
iv) Por fim, as pipetas Pasteur são acopladas a peras para a suc-
ção de líquidos. São utilizadas na transferência de pequenas quan-
tidades de líquidos sem precisão, pois não possuem graduação. 
As pipetas Pasteur também são encontradas em material plástico 
com um bulbo acoplado em uma de suas extremidades – porém, 
não podem ser utilizadas para pipetar solventes orgânicos;
Figuras 34 e 35 – Pipeta Pasteur de vidro conectada a uma pera (acima). 
Pipeta Pasteur de plástico com bulbo acoplado (abaixo)
Fonte: Wikimedia Commons
Figura 33 – Pipeta 
graduada de 20 mL
Fonte: Wikimedia Commons
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• Proveta: instrumento de formato cilíndrico que pode ser elaborado de material 
plástico ou de vidro. Possui graduação e é útil na medição do volume aproxi-
mado de líquidos, variando a capacidade de 5 mL a 2.000 mL;
Figura 36 – Proveta de 100 mL
Fonte: Divulgação
Importante!
Após a lavagem da vidraria volumétrica e graduada, nãoseque o material na estufa. 
O aquecimento acompanhado de resfriamento pode deformar o vidro e prejudicar a me-
dição exata e precisa dos procedimentos posteriores.
Importante!
• Tubos de ensaio: pequenos tubos de vidro cilíndricos e alongados com fundo 
arredondado em formato de U. O fundo em formato arredondado não permi-
te que esses tubos sejam mantidos na posição vertical sem o auxílio de uma 
estante ou de um suporte. São empregados para realizar ensaios em geral ou 
para coletar e misturar amostras;
Figura 37 – Tubos de ensaio em suporte especial para esse tipo de tubo
Fonte: Getty Images
• Tubos Eppendorf: são pequenos tubos de plástico em formato cilíndrico e 
fundo cônico, utilizados para armazenar pequenos volumes. São encontrados 
tubos com a capacidade máxima de 200 μL – comumente utilizados para PCR 
–, 15 mL e 50 mL. Esses tubos encaixam em microcentrífugas, suportam 
baixas e altas temperaturas e não dissolvem com solventes orgânicos. São am-
plamente utilizados em laboratórios de Biologia Molecular (Figura 38);
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
• Tubos cônicos Falcon: são tubos utilizados para armazenar material em vo-
lumes de até 15 mL ou 5 mL. Cada unidade possui graduação de volume e 
tampa rosqueável. São elaborados de plástico de alta resistência e podem ser 
submetidos à centrifugação, homogeneização em agitador vortex e armaze-
namento em freezer. Embora sejam popularmente conhecidos como Falcon 
– marca –, existem diversos outros fabricantes no mercado (Figura 39);
Figura 38 – Eppendorf
Fonte: Getty Images
Figura 39 – Tubo Falcon de 50 mL
Fonte: Getty Images
Saiba de onde vem alguns nomes de vidrarias de laboratório em: https://goo.gl/r4HHwG
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Micropipetas
As micropipetas são amplamente utilizadas em laboratório de Biologia Molecular 
e Bioquímica quando é necessária a pipetagem com grande precisão de volumes 
consideravelmente pequenos.
Assim como na microscopia, onde as unidades para medir as células e os microrganismos 
são menores, as micropipetas também pipetam volumes consideravelmente pequenos. 
Logo, qual é a unidade de medida de volumes de uma micropipeta? Utilizamos a medição 
em microlitros (μL), de modo que um microlitro (μL) equivale a 0,000001 L (10–6 L) ou 0,001 
mL (10–3 mL). Em outras palavras, 1 mL contém 1.000 μL.
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Possuem um botão de rotação para determinar o volume que se deseja aspirar 
e um embolo utilizado para sugar e dispensar o líquido. No corpo das micropipetas 
estão anotados a abrangência de volumes que podem ser pipetados. Os nomes são da-
dos de acordo com a capacidade máxima, por exemplo, uma micropipeta cujo volume 
máximo é de 200 μL é chamada de P200. As micropipetadas mais comumente en-
contradas sugam volumes 0,2 μL a 2 μL (P2), 1 μL a 10 μL (P10), 2 μL a 20 μL (P20), 
10 μL a 100 μL (P100), 20 μL a 200 μL (P200) e de 100 μL a 1.000 μL (P1000).
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As pipetas multicanais permitem o acoplamento de 8 a 12 ponteiras simultanea-
mente, sendo que cada canal aspira o mesmo volume. Essas pipetas são úteis quan-
do precisamos pipetar o mesmo volume em placas com vários poços, facilitando o 
trabalho do profissional.
Figuras 40 e 41 – À esquerda estão mostradas micropipetas para pipetagem de diferentes volumes, sendo que as 
duas últimas são pipetas multicanais. À direita está mostrado um profi ssional utilizando uma pipeta multicanal
Fontes: Wikimedia Commons
O líquido aspirado não entra em contato com as micropipetas, uma vez que 
ponteiras descartáveis são utilizadas para aspirar cada amostra. Para cada micropi-
peta existem ponteiras individuais e específicas. Comumente, as ponteiras brancas 
encaixam em pipetas P2 e P10; as ponteiras amarelas em pipetas P20 a P200 e as 
ponteiras azuis na P1000. Embora exista certa padronização na cor das ponteiras, 
podemos encontrar variações.
Figuras 42, 43 e 44 – Ponteiras brancas, amarelas e azuis utilizadas para pipetar volumes em diferentes pipetas
Fonte: Getty Images
No artigo intitulado Química Analítica básica: procedimentos básicos em laboratório de 
análise, de Andrade (2011, p. 14-15), veja como utilizar as micropipetas.Ex
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
Aparelhos e Equipamentos de Bancada
Agitadores
Existem vários tipos de agitadores. De uma forma geral, a sua função é homo-
geneizar, agitar ou misturar líquidos. Entretanto, o tipo específico de agitador deve 
ser escolhido com cautela para não danificar as amostras. Deve-se levar em consi-
deração o volume da amostra, a viscosidade da solução, a temperatura e o tempo 
necessários para homogeneização, assim como a velocidade permitida para deter-
minado experimento. Por exemplo, células sanguíneas, se homogeneizadas incor-
retamente, podem ser danificadas e fazer com que o laudo do exame seja errôneo.
• Agitador gangorra: faz movimentos parecidos com uma gangorra (Figura 45);
• Agitador magnético: aparelho que possui um imã giratório por baixo de uma 
placa de metal. Serve para auxiliar na homogeneização de soluções. Quando 
as barras magnéticas são colocadas dentro de recipientes contendo soluções, 
esse aparelho cria um campo magnético, fazendo com que as barras girem em 
diferentes velocidades de rotação – de acordo com a calibração do aparelho 
(Figura 46);
Figura 45 – Esquema do funcionamento 
de um agitador gangorra homogeneizando 
uma solução dentro de um frasco
Fonte: Wikimedia Commons
Figura 46 – Agitador magnético auxiliando no preparo 
de uma solução. O botão à esquerda controla a veloci-
dade de rotação, enquanto o botão da direita permite 
que a solução seja aquecida, se necessário. Note a 
barra magnética (ou “peixinho”) dentro do béquer
Fonte: Wikimedia Commons
• Agitador orbital: realiza um movimento circular horizontal contínuo e unifor-
me. É amplamente utilizado no cultivo de microrganismos que precisam de 
aeração para crescimento (Figura 47);
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• Agitador vortex: aparelho que serve para agitar e homogeneizar soluções con-
tidas dentro de tubos de ensaio, Falcon ou eppendorfs (Figura 48);
Figura 47 – Agitador orbital
Fonte: Wikimedia Commons
Figura 48 – Agitador vortex
Fonte: Wikimedia Commons
Balança para Pesagem
A balança semianalítica serve para pesar substâncias e reagentes utilizados no 
preparo de soluções.
A balança analítica é utilizada para pesagens de alta precisão, ou seja, quando 
a quantidade exata de determinado reagente deve ser medida para preparar certas 
soluções. Essa balança é útil para pesar pequenas quantidades, pois informa a 
massa a partir de 0,1 miligrama. Por ser sensível, deve ser colocada em uma sala 
com condições controladas de temperatura e umidade, assim como deve-se atentar 
à corrente elétrica da sala – que deve ser condizente à especificada no manual de 
instruções. Possui uma câmara protegida por portinholas de vidro, pois a mínima 
corrente de ar pode interferir no resultado, levando a erros de leitura.
Figura 49 – Balança semianalítica
Fonte: Getty Images
Figura 50 – Balança semianalítica
Fonte: Getty Images
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
Banho-Maria
Serve para aquecer substâncias, soluções e reagentes que não podem ser le-
vados diretamente ao fogo ou para mantê-los aquecidos na temperatura ideal. 
O banho-maria pode ser analógico ou digital e a sua temperatura sempre deve ser 
confirmada pela presença de termômetros em seu interior. Dependendo do labora-
tório, os banhos-maria podem ser acertados em temperaturas de uso comum, por 
exemplo, um banho mantido a 37º C, outro em 42º C e um terceiro a 56º C.
É importante sempre respeitar os equipamentos de uso comum e nunca utilizar 
um banho para descongelar soluções se alguém estiver utilizando – ou precisar uti-
lizar – o banho, pois o descongelamento poderá alterar a temperatura.
Alguns modelos possuem uma plataforma interna que agita os frascos contidos 
em seu interior; outros promovem a circulação constante da água.
Uma aplicação de banhos-maria é permitirque reações enzimáticas aconteçam 
a 37º C, simulando reações que ocorrem na temperatura corporal.
Figura 51 – Banho-maria
Fonte: Wikimedia Commons
Bico de Bunsen
É utilizado para aquecer soluções em laboratório. Como ao redor do bico de 
Bunsen é criado um ambiente estéril, é útil para procedimentos microbiológicos, tal 
como a manipulação de placas de cultura – caso em que deve ser mantido entre o 
profissional e material estéril.
Esse dispositivo possui uma entrada lateral para gás, orifícios na parte inferior 
para entrada de ar, uma válvula para regular a passagem do gás e uma saída para 
a chama na parte superior. A entrada lateral possui um gancho para acoplamento 
da mangueira por onde passa o gás.
A chama obtida logo que o bico de Bunsen é ligado é amarelada e grande, mas 
não é suficientemente quente para aquecer substâncias. Deve-se controlar a entra-
da de ar pelo orifício para que a chama fique azulada. A combinação do oxigênio 
com o gás torna a queima mais eficaz e permite que a temperatura na região mais 
quente atinja 1.500o C.
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Figura 52 – Bico de Bunsen acoplado 
a uma mangueira de gás
Fonte: Getty Images
Figura 53 – Chamas obtidas após ligar o bico de 
Bunsen. A quantidade de ar deve ser controlada 
até a obtenção da chama azulada
Fonte: Wikimedia Commons
Importante!
Mantenha líquidos e substâncias inflamáveis longe do bico de Bunsen. Sempre prenda 
os cabelos e cuidado com o rosto e os cílios. Evite o uso de adornos, tais como pulseiras e 
colares, enfim, evite acidentes!
Importante!
Bomba de Vácuo
É um equipamento utilizado para retirar o ar de recipientes, produzindo o vácuo. 
Quando o ar é retirado, a pressão dentro do frasco abaixa e o processo de filtração 
é facilitado. Dessa forma, a parte sólida fica retida no funil e apenas a parte líquida 
atravessa a membrana, ficando armazenada no Kitasato – este processo é útil em 
filtrações para esterilizar soluções que serão utilizadas para fins microbiológicos.
Figura 54 – Sistema de fi ltração composto por um funil de Buchner, um 
Kitasato acoplado a uma mangueira ligada a uma bomba de vácuo
Fonte: TORTORA; FUNKE; CASE, 2012
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UNIDADE Material e Utensílios – Equipamentos de Bancada
Material Complementar
Indicações para saber mais sobre os assuntos abordados nesta Unidade:
 Livros
Química analítica básica: procedimentos básicos em laboratório de análise
ANDRADE, J. C. Química analítica básica: procedimentos básicos em laboratório 
de análise. [S.l.]: Chemkeys, 2011.
Guia prático: Química analítica quantitativa
POSTIGO, J. P.; CAVALHEIRO, E. T. G. Guia prático: Química analítica quantitativa. 
São Carlos, SP: USP, 2017.
Manual de sobrevivência no laboratório de Química Orgânica: guia de técnicas para o aluno
ZUBRICK, J. W. Manual de sobrevivência no laboratório de Química Orgânica: 
guia de técnicas para o aluno. 9. ed. Rio de Janeiro: LTC, 2016.
 Vídeos
Como utilizar corretamente uma pipeta volumétrica – o mesmo se aplica para pipetas graduadas
https://goo.gl/of9v9A
 Leitura
Química Analítica básica: procedimentos básicos em laboratórios de análise
https://goo.gl/3snRXR
Guia prático – Química Analítica Quantitativa
https://goo.gl/7suSDU
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Referências
ALMEIDA, M. F. C. Boas práticas de laboratório. 2. ed. [S.l.]: Senac, 2014.
ANDRADE, J. C. Química Analítica básica: procedimentos básicos em laborató-
rio de análise. [S.l.]: Chemkeys, 2011.
GARÓFALO, D. Operações básicas de laboratório de manipulação. Boas prá-
ticas. São Paulo: Érica, 2015.
KASVI. [20--]. Disponível em: <https://kasvi.com.br>. Acesso em: 16 mar. 2019.
MARTY, E.; MARTY, R. Materiais, equipamentos e coleta. Procedimentos bási-
cos de análises laboratoriais. São Paulo: Érica, 2015.
POSTIGO, J. P.; CAVALHEIRO, E. T. G. Guia prático: Química Analítica Quan-
titativa. São Carlos, SP: USP, 2017.
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Instrumentação 
Biomédica
Material Teórico
Responsável pelo Conteúdo:
Prof.ª Dr.ª Renata Torres
Revisão Textual:
Prof.ª Dr.ª Luciene Oliveira da Costa Granadeiro
Equipamentos de Apoio
• Introdução;
• Autoclave;
• Cabine de Biossegurança Biológica (CBS);
• Capela Química de Exaustão;
• Centrífugas;
• Espectrofotômetro;
• Estufa;
• PHMetro;
• Termociclador.
• Conhecer equipamentos de apoio utilizados em laboratórios de pesquisa e análises clíni-
cas e saber os cuidados que devem ser tomados durante a manipulação dos mesmos;
• Compreender os princípios de técnicas utilizadas rotineiramente em laboratórios e saber 
suas aplicações;
• Identifi car as diferenças entre CBS, capela química de exaustão e EFU (Equipamento de 
Fluxo Unidirecional) e saber quando utilizar cada tipo de equipamento;
• Saber como evitar acidentes, proteger o profi ssional, o meio ambiente e o material a ser 
manipulado com o uso de CBS.
OBJETIVOS DE APRENDIZADO
Equipamentos de Apoio
Orientações de estudo
Para que o conteúdo desta Disciplina seja bem 
aproveitado e haja maior aplicabilidade na sua 
formação acadêmica e atuação profissional, siga 
algumas recomendações básicas: 
Assim:
Organize seus estudos de maneira que passem a fazer parte 
da sua rotina. Por exemplo, você poderá determinar um dia e 
horário fixos como seu “momento do estudo”;
Procure se alimentar e se hidratar quando for estudar; lembre-se de que uma 
alimentação saudável pode proporcionar melhor aproveitamento do estudo;
No material de cada Unidade, há leituras indicadas e, entre elas, artigos científicos, livros, vídeos 
e sites para aprofundar os conhecimentos adquiridos ao longo da Unidade. Além disso, você tam-
bém encontrará sugestões de conteúdo extra no item Material Complementar, que ampliarão sua 
interpretação e auxiliarão no pleno entendimento dos temas abordados;
Após o contato com o conteúdo proposto, participe dos debates mediados em fóruns de discus-
são, pois irão auxiliar a verificar o quanto você absorveu de conhecimento, além de propiciar o 
contato com seus colegas e tutores, o que se apresenta como rico espaço de troca de ideias e de 
aprendizagem.
Organize seus estudos de maneira que passem a fazer parte 
Mantenha o foco! 
Evite se distrair com 
as redes sociais.
Mantenha o foco! 
Evite se distrair com 
as redes sociais.
Determine um 
horário fixo 
para estudar.
Aproveite as 
indicações 
de Material 
Complementar.
Procure se alimentar e se hidratar quando for estudar; lembre-se de que uma 
Não se esqueça 
de se alimentar 
e de se manter 
hidratado.
Aproveite as 
Conserve seu 
material e local de 
estudos sempre 
organizados.
Procure manter 
contato com seus 
colegas e tutores 
para trocar ideias! 
Isso amplia a 
aprendizagem.
Seja original! 
Nunca plagie 
trabalhos.
UNIDADE Equipamentos de Apoio
Introdução
Esta unidade tem como objetivo abordar equipamentos de apoio utilizados em 
laboratório de pesquisa e análises clínicas. Obviamente, de acordo com as especifi-
cidades de cada laboratório, outros equipamentos são necessários. Nesta unidade, 
estão listados os equipamentos comuns.
É importante que você reconheça os equipamentos e saiba como utilizá-los cor-
retamente garantindo a qualidade do procedimento e a sua proteção individual e do 
meio ambiente. Por exemplo, você precisa realizar um experimento com células-
-tronco embrionárias utilizando reagentes que liberam vapores tóxicos ao ser huma-
no. Como você pode atingir seu objetivo garantindo ao mesmo tempo em que sua 
saúde não será afetada, o meio ambiente não será exposto a riscos químicos e que 
suas células não sejam contaminadas por bactérias, vírus ou fungos? Como dosar o 
pH das soluções que serão utilizadas? Como garantir que o material utilizado esteja 
estéril? Como deve ser feito o descarte do material? Ao finalizar o experimento, como 
garantir que suas células sejam mantidas na temperatura ideal para crescimento?
Procure as respostas nesta unidade e leia os textos de apoio para ampliar o co-
nhecimento a respeito de cada tópico. 
Autoclave
Como vocês já sabem das aulas do ensino mé-
dio, a água atinge uma temperatura de 100ºC 
quando submetida à fervura. Muitas pessoas uti-
lizam a água fervente para sanitizar mamadeiras 
de bebês e para tornar água potável. Entretanto, 
vírus como o da hepatite podem estar viáveis por 
até 30 minutos de fervura e alguns endosporos 
bacterianos por mais de 20 horas. Em outras pa-
lavras, durante a rotina médica e biomédica, outro 
método é necessário para esterilizar material.
A autoclave é o método mais confiável de este-
rilização por calor úmido. Para que o vapor atinja 
uma temperatura mais elevada que a da água fer-
vente, deve-se aplicar uma pressão. Por exemplo, 
se o vapor de água é submetido a uma pressão de 
1 atmosfera acima da pressão ao nível do mar, a 
temperatura do vapor será de 121º C. Se a pres-
são aumentar, a temperatura irá subir. E é justa-
mente o que a autoclave faz: aplica uma pressão 
fazendo com que a temperatura em seu interior 
Figura 1 – Autoclave utilizada na 
esterilização de material
Fonte: Wikimedia Commons
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seja elevada a um ponto que mate micro-organismos e vírus. Tem efeito similar ao 
da panela de pressão, muito utilizada pelas pessoas que vendem compotas doces 
caseiras e precisam se preocupar em matar as bactérias causadoras do botulismo 
antes de submeter seus produtos à venda.
Veja o esquema do funcionamento de uma autoclave na figura 7.2 do E-book Microbiologia 
12ª ed (Tortora, Funke e Case) disponível na biblioteca virtual da Cruzeiro do Sul. Primeira-
mente, é aplicado um vapor para eliminar o ar de dentro da câmara da autoclave. Após a 
eliminação da mistura de ar e vapor, a válvula ejetora se fecha e a pressão é aumentada 
dentro da câmara.
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O vapor contido dentro na autoclave sob uma determinada pressão mata todos 
os micro-organismos (bactérias, endosporos bacterianos, fungos) e vírus. Apenas os 
príons não são eliminados após o uso da autoclave.
Importante!
Para que o processo de esterilização seja eficiente, os micro-organismos e vírus devem 
entrar em contato direto com o vapor ou devem estar presentes em uma solução aquosa 
que gere vapor. 
Importante!
Quando os micro-organismos e vírus estão presentes em meios líquidos, o reci-
piente deve ser colocado na autoclave de forma a não derramar o líquido. O vapor 
gerado pela própria solução aquosa irá auxiliar na esterilização do material. Como 
exemplos, podemos citar a esterilização de meios de cultura utilizados para crescer 
micro-organismos em laboratórios e soluções utilizadas em experimentos e proce-
dimentos clínicos ou laboratoriais.
Cuidado especial deve ser tomado quando é necessário esterilizar material só-
lido, como, por exemplo, material cirúrgico, equipamento intravenoso, vidrarias e 
utensílios de laboratório e instrumentos diversos. O vapor deve entrar em contato 
com toda a superfície que deve ser esterilizada. 
Para cada tipo de material a ser esterilizado, existe uma temperatura e pressão 
ideais, assim como o tempo em que o mesmo deve ser submetido a esse processo. 
Por exemplo, grandes volumes requerem mais tempo para serem esterilizados que 
os pequenos volumes.
Importante!
Um erro muito comum cometido por funcionários mal-orientados é embalar o material 
que deve ser esterilizado em papel alumínio. O papel alumínio bloqueia a passagem do 
vapor e, por isso, compromete o processo de esterilização. Devem-se utilizar folhas de 
papel comum ou sacos plásticos apropriados para embalar o material.
Importante!
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UNIDADE Equipamentos de Apoio
Você acha que podemos esterilizar todo tipo de material? O que você imagina que aconte-
ce com o plástico comum quando submetido a uma temperatura de 121º C? E como fazer 
para esterilizar soluções que contenham anticorpos que são inativados pelo calor? Outros 
métodos de esterilização estão disponíveis para tratar material que derreta ou possa ser 
danificado pelo calor. Podemos citar como exemplos, a filtração e a radiação ionizante e 
não ionizante.
Ex
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Além de garantir que o material necessário para realizar os procedimentos 
esteja estéril, a autoclave também é muito utilizada antes do descarte do material 
previamente utilizado. Como vocês viram, a autoclave mata micro-organismos 
e vírus. Dessa forma, antes de descartar placas de cultura, frascos e material 
de plástico no lixo, você deve submetê-los em autoclave. As vidrarias que serão 
reutilizadas igualmente devem ser autoclavadas ANTES de serem lavadas para 
garantir a segurança da equipe de lavagem de material e do meio ambiente. 
Muito cuidado deve ser feito quando utilizamos reagentes que liberam vapores 
tóxicos. Nesse caso, esse material NÃO pode ser autoclavado e a equipe de 
gerenciamento de resíduos deve ser informada para orientar como descartar o 
material corretamente.
Importante!
Sua segurança pessoal e de seu ambiente de trabalho é sua responsabilidade! Pense, 
raciocine e planeje seus procedimentos com calma e antecedência.
Importante!
Cabine de Biossegurança Biológica (CBS)
Todas as cabines de biossegurança biológica (CBS) protegem o meio ambiente 
e o operador. São divididas em classes I a III, sendo que as classes II e III também 
protegem o material que está sendo manipulado. São externamente parecidas e 
por isso é importante identificar o tipo de CBS antes de iniciar os trabalhos e 
garantir a proteção que necessita para determinado procedimento. O movimento 
do ar dentro dessas cabines é controlado e qualquer interrupção desse movimento 
pode afetar a barreira de proteção. Por isso, evite movimentos bruscos ao manipu-
lar material dentro dessas cabines, e evite retirar e colocar material em seu interior 
com frequência. 
As CBS classe II e III foram criadas pela necessidade de cultivar células e tecidos 
sem risco de contaminação por bactérias, fungos e vírus presentes no meio am-
biente. Também são utilizadas em pesquisas com micro-organismos que ofereçam 
de baixo a alto risco biológico, ou seja, potencialmente infectantes e perigosos para 
operador e meio ambiente. 
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Possuem filtro HEPA que permite a máxima filtração do ar (veja item 2.1). Esse 
filtro deve ser trocado periodicamente para garantir a qualidade do ar e proteção 
ao operador e meio ambiente.
Figura 2 – Cabine de biossegurança biológica
Fonte: Wikimedia Commons
Figura 3 – Profi ssional utilizando uma cabine de 
biossegurança biológica
Fonte: Getty Images
As cabines de segurança biológica são frequentemente confundidas com equipamen-
tos de fluxo unidirecional (EFU). Elas são parecidas em seu exterior e muitas vezes são 
fabricadas pela mesma empresa. As EFU são utilizadas em laboratórios e indústrias far-
macêuticas e eletrônicas para proteger o material que está sendo manipulado de con-
taminações. As EFU NÃO PROTEGEM O OPERADOR E O MEIO AMBIENTE! Por isso devem 
ser utilizadas com material e reagentes que NÃO ofereçam risco biológico e à saúde. 
É importante que o profissional que vai fazer a compra de um equipamento conheça 
exatamente o que será manipulado e o grau de segurança exigido. Além disso, antes de 
realizar procedimentos em uma cabine, identifique se é uma capela química de exaus-
tão, se é uma EFU ou se é uma cabine de biossegurança. PREVINA-SE! EVITE ACIDENTES!
Revista da Sociedade Brasileira de Controle de Contaminação (SBCC), nº 52, pp. 10-25. 2011. 
Disponível em: https://goo.gl/FuL1y3Ex
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Filtros HEPA
Os filtros HEPA foram desenvolvidos para criar ambientes livres de poeiras e 
partículas acima de 0,3 μm, de forma que bactérias, esporos e vários vírus são 
removidos do ar por esses filtros. Eles estão acoplados ao sistema de entrada (CBS 
classes II e III) e de exaustão (CBS classes I, II e III) das cabines de biossegurança 
de forma a impedir a entrada e saída de partículas na área de trabalho das cabines, 
respectivamente. Dependendo da configuração desses filtros e da direção do ar, 
diferentes graus de proteção podem ser obtidos. 
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UNIDADE Equipamentos de Apoio
Importante!
Os filtros HEPA não filtram gases e moléculas odoríferas. Se você necessita utilizar re-
agentes químicos