relatório microbiologia clínica

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FACULDADE AGGEU MAGALHÃES – FAMA
DISCIPLINA: MICROBIOLOGIA CLÍNICA
´PROFESSOR: RAUL SOUSA ANDREZA 
ALUNA: SHAYANE KELLY GOMES RUFINO
PRÁTICA 1 
COLORAÇÃO DE GRAM 
SERRA TALHADA, PE
2022
SHAYANE KELLY GOMES RUFINO 
COLORAÇÃO DE GRAM 
Relatório de aula prática sobre coloração de gram, administrada pelo professor Raul Souza Andreza pela disciplina Microbiologia Clínica de obtenção de nota para 2 Verificação de Aprendizagem na Faculdade Aggeu Magalhães - FAMA 
SERRA TALHADA, PE
2022
SUMÁRIO 
1. INTRODUÇÃO ...................................................................................... 04
2. OBJETIVO GERAL............................................................................... 06
3. MATERIAIS E SOLUÇÕES ................................................................ 07
4. METODOLOGIA .................................................................................. 08
5. RESULTADO E DISCUSSÃO ............................................................. 09
6. CONCLUSÃO ........................................................................................ 12
7. REFERÊNCIA ....................................................................................... 13
1. INTRODUÇÃO 
Por volta de 1884 o bacteriologista Hans Christian Gram desenvolveu a coloração de gram, que passou a classificar as bactérias em dois grandes grupos, chamada de gram positivas e gram negativa, nas quais as gram positivas tem uma coloração roxa e as negativa coloram-se de rosa. Essas bactérias reagem de modo diferente a coloração de Gram, devido as diferenças estruturais presentes nas suas paredes celulares que afetem a retenção ou liberação do complexo de violeta-iodo (PEREIRA, PETRECHE, 2011).
Hoje nos laboratórios de microbiologia, o Gram é uma ferramenta diagnóstica de muita importância, pois ela tem como finalidade classificar microrganismo com base em suas características tintoriais, formas, tamanho e arranjos celulares e ajuda a diagnosticar doenças na pele, no trato respiratório etc. 
Segundo o Ministério da Saúde (1997), quando se cobre as células das bactérias com a violeta de metila, as mesmas coram-se roxo, quando adicionado o iodo (lugol), ocorrendo a formação do complexo violeta-iodo. Esse complexo fixa os corantes nas estruturas coradas e com a aplicação do descorante (álcool etílico), algumas estruturas perdem a cor enquanto outras não descoram. As bactérias que possuem sua parede celular composta por peptídeoglicano, retém o complexo violeta-iodo, já as que possuem ácido graxos (lipopolissacarídeos e lipoproteínas) em sua parede celular, perdem esse complexo, assumindo a coloração do corante secundário, fucsina de gram (Safranina). A imagem abaixo mostra o que acontece em cada etapa: 
Fonte: Google Imagens, 2022.
O cristal violeta é considerado o principal corante para a realização da técnica pois ele cora igual todas as bactérias, atua como corante primário. Em Seguida o lugol tem como função aumentar a afinidade com o corante pela célula o que faz com que ela core mais intensidade. O álcool etílico age como descorante de diferenciador, sua utilização faz com que algumas células descorem mais facilmente que as outras e isso é o que vai diferenciar as bactérias Gram-positivas e Gram-negativas. E por fim a Fucsina ou Safranina tem como função de contraste e atua como corante secundário. É o corante que dá as células que foram descoradas uma cor diferente daquelas que mantem a cor do corante principal. Esse corante é o que defini a cor das bactérias gram+ e gram- . Moura (2008). 
2. OBETIVO GERAL
Compreender os procedimentos realizados na coloração de gram e entender o motivo das diferenças de coloração entre bactérias gram-positivas e gram-negativas. Foi retiradas amostras da boca e nariz dos próprios alunos. 
3. MATERIAS E SOLUÇÕES
· Pia com Água 
· Lâmina
· Bico de busen 
· Swabe estéril 
· Violeta Cristal 1% para gram
· Lugol 0,3% / 0,7% KI / 99% H2O
· Álcool etílico 70 %
· Safranina 0,25% 500 mL
· Luva
· Mascara 
· Toca
· 3 pisseta 
4. METODOLOGIA 
Com swabe estéril, foi coletado uma amostra bocal, fazendo o esfregaço em uma lâmina limpa, para a fixação do material, foi passado 3 vezes pela a chama do bico de busen de modo de matar as bactérias existente na lâmina. Com o esfregaço preparado, levou-se a lâmina para uma pia com água e adicionou-se o cristal de violeta o corante principal e esperar-se um minuto. Após isso lava-se com água para retirar o excesso de cristal violeta até que não seja mais observada a coloração roxa na água. Posteriormente adiciona-se o lugol, que possuem a função mordente, aumentando a finalidade do corante pela a célula, do modo de cobrir todo o esfregaço durante um minuto. Tirando o lugol com água, em seguida foi adicionado o álcool etílico durante toda a lâmina que tem como função de desidratar os carboidratos existente na parede celular das bactérias gram-positiva e reter o corante primário. E esperou trinta segundos e retirou-se com a água novamente. Por fim, adicionou-se a Safranina diluída, um corante secundário, que irá corar células anteriormente descorada com álcool etílico e assim esperou-se um minuto. Com isso, foi lavada com água novamente e deixou-se secar delicadamente a amostra de modo de retirar o excesso de água. 
No final, foi aconselhável olhar as lâminas amostrais no microscópio para que pudesse visualizar os cocos positivos e coco negativos. 
5. RESULTADOS E DISCUSSÕES
Como mencionado acima, o mecanismo de coloração de Gram é baseado nas diferenças das estruturas das paredes celulares de bactérias gram-positivas e gram-negativas e como cada uma dessas estruturas reage os vários compostos. 
A utilização do cristal de violeta (corante primário) resultou em coloração púrpura em ambas bactérias, sejam elas gram+ e gram-, pois o corante é capaz de permeabilizar, ou seja, penetrar no citoplasma de ambos os tipos, ficando retido na camada de peptideoglicano, que é espessa no caso das gram-positivas e fina camada nas gram-negativas. A imagem abaixo nos mostra as lâminas coradas do corante primário:
Fonte: Foto retirada na prática.
Após colocar o cristal violeta em cada lâmina, foi esperado 1 minuto e logo em seguida foi retirado com água até não ver respingo violeta. 
Posteriormente, utilizamos o iodo de Gram, também conhecido e chamado de lugol, que, ao ser aplicado em cada lâmina, resultou na formação de cristais com o cristal de violeta que são muito grandes para atravessar a parede celular, ou seja, ocorreu a fixação do complexo da violeta com peptidoglicano. A imagem abaixo mostra as lâminas com o lugol, mas infelizmente não deu pra ver o momento do lugol reagindo com o cristal violeta. 
 Fonte: foto tirada na aula prática.
Após isso, também obteve uma espera de 1 minuto e assim lavando com água. 
Em seguida foi usado o álcool etílico, solvente orgânico com função de agente descorante. Nas células gram-positivas tivemos a permanência do corante cristal violeta no interior na célula pois o álcool etílico tornou-se a membrana impermeável ao cristal, fazendo com que ele fique retido dentro da célula. Já nas gram-negativas, o álcool dissolveu a membrana externa e o cristal de violeta-iodo se difunde para o meio externo, tornando-as incolores e dando um aspecto de gordurosa. A imagem baixo nos mostra uma pequena presença de cor violeta no final da lâmina, realizando a espera de 30 segundos e em seguida lavando também com água. 
Fonte: foto tirada na aula prática 
Por fim, usamos o corante secundário, conhecido como Safranina, o que resultou a entrada deste nas células de gram-negativas. Isso foi possível pois a membrana externa se dissolveu na parte anterior, com o álcool etílico, resultando a difusão do cristal de violeta-iodo para o meio externo, permitindo-a, dessa forma, a impregnação do novo corante, ao contrário doque acontece nas células gram-positivas, que por ter sido membranas impermeabilizadas pelo álcool, não perdem o cristal violeta-iodo. Assim, as gram-negativas através da dissolução dos lipídeos, tem a porosidade ou permeabilidade da parede celular aumentada, evitando que o complexo corante seja retido. A imagem abaixo mostra as lâminas com a Safranina e como recomenda foi esperado 1 minuto para que lavasse com água. 
Fonte: foto tirada na prática. 
Após a lavagem, foi colocada para secar delicadamente e naturalmente. 
Como resultado, foi aconselhável olhar pelo microscópio lâminas amostrais trazida pelo professor de microbiologia clínica, pois devido pouco tempo por causa da prática, não daria tempo para as lâminas realizadas secarem. A imagem trazia nos mostra os cocos positivos de roxo devido ao cristal violeta-iodo e poucos cocos negativas corada de rosa. Alguns arranhões são vistos na lâmina. 
Fonte: Lâmina amostral trazida para prática. 
6. CONLUSÃO
A coloração de Gram demonstrou ser um importante método para distinção dos dois grandes grupos bacterianos, as bactérias gram-positivas e gram-negativas. Tal diferença se dá através da observação das cores obtidas ao final da técnica coloração de gram, sendo elas das bactérias de gram-positiva adquirem cor roxa, enquanto as bactérias gram-negativas, coloração rosa. E essas colorações obtidas são explicadas pelas diferenças na composição das paredes bacterianas. E por fim, vale ressaltar que esse método é muito importante no processo de triagem, pois a coloração e a formação dessas bactérias são determinantes para identificação clínica da bactéria analisada, facilitando o diagnóstico. 
REFERÊNCIA 
PEREIRA, R. E. P., PETRECHEN, G. G. Principais métodos diagnósticos bacterianos – Revisão de literatura. Revista Científica Eletrônica de Medicina Veterinária, Garça, n. 16, p. 1- 12, 2011.Disponívelem:http://faef.revista.inf.br/imagens_arquivos/arquivos_destaque/u94lwYWgePGj05L_20 13-6-26-11-11-29.pdf. Acesso em: 23 de Abril 2022 
Ministério da Saúde, Técnica de Coloração de Gram. Programa Nacional de Doenças Sexualmente Transmissíveis e AIDS, 1997. 63 p.: iI. (Série TELELAB) 1. Gram I. Programa Nacional de Doenças Sexualmente Transmissíveis e AIDS, (Brasil). II. Série TELELAB. Disponível via URL em: http://bvsms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/115_03gram.pdf. Acesso em: 23 de Abril 2022
Moura, R. A – Técnicas de laboratório – 3. Ed – São Paulo: Editora Atheneu, 2008.
Ribeiro, M. C.; Soares, M. M. S. R.; Microbiologia prática: roteiro e manual; Atheneu; 1993; 5-8pp.
FACULDADES AGGEU MAGALHÃES – FAMA
DISCIPLINA: MICROBIOLOGIA CLÍNICA
PROFESSOR: RAUL SOUSA ANDREZA
ALUNA: SHAYANE KELLY GOMES RUFINO
PRATICA 2:
CATALASE E GOAGULASE 
SERRA TALHADA, PE
2022
1. INTRODUÇÃO 
Segundo Tortota, 2012, a catalase e coagulase são enzimas capazes de apontar diferenças entre bactérias de um mesmo gênero ou não. O teste de catalase consiste em detecção da presença de enzima catalase nas bactérias, usado rotineiramente para diferenciar Staphylococcus e Streptococcus; para catalase positiva (presença de bolhas) é Staphylococcus, para catalase negativa, é Streptococcus. A catalase foi desenvolvida por microrganismo para a neutralização do peróxido de hidrogênio que é produzido durante a respiração aeróbica normal e é tóxico. 
O teste de coagulase consiste em distinguir espécies patogênicas de Staphylococcus de espécies não patogênicas, sendo um bom indicador da patogenicidade do Staphylococcus aureus. Um dos métodos mais utilizados para o teste coagulase é do Ágar Sangue, feito de sangue de carneiro, pois é um meio de cultura diferencial e não seletivo, rico em nutrientes, utilizado para isolamento de microorganismo são fastidiosos, prova de satelitismo e verificação de hemólise das bactérias, coloração vermelha e opaca.
Com isso, nessa prática só foi possível a realização de catalase, pois o teste de coagulase exigia monitoramento com certa periodicidade, pois seria inviável para a prática por falta de tempo. 
2. OBJETIVO GERAL
Observar o teste da enzima catalase com propósito de diferenciar bactérias Staphylococcus e Streptococcus. 
3. MATERIAIS 
· Tubo de Ensaio com a Bácteria;
· Swabe esterilizado;
· Peróxido de Hidrogênio;
· Lâmina;
· Pipeta;
· Luvas;
· Mascaras e Toucas 
4. METODOS 
1. Com swabe esterilizado retirar um pouco da bactéria;
2. Com a ponta do swabe com a bactéria, colocar na lâmina; 
3. Com a pipeta, adicionar uma gota de peróxido de hidrogênio, 
4. Observar a presença de bolhas.
5. RESULTADO E DISCUSSÕES 
Foi possível observar que a amostra da bactéria ao se juntar com o peróxido de hidrogênio formou bolhas, o que se caracteriza catalase positiva e, ou seja, presença de catalase. Caso não houvesse presença de bolhas, seria caracterizado catalase negativa/ou sem catalase. A formação de bolhas indica a conversação de H2O2 em água e oxigênio gasoso. 
Com a necessidade de passar pelo teste da coagulase, um tubo de ensaio colocou-se um pouco do plasma, em seguida, com outro swabe passou na mesma bactéria e mergulhou dentro do tubo e logo após mudou de cor e por fim, foi levado para a estufa por 24 horas com a finalidade de dizer se irá ter a presença ou não coagulação. 
6. CONCLUSÃO
Com isso, conclui-se que, a bactéria previamente desconhecida entrando em contado com o peróxido de hidrogênio obteve a presença de bolhas. Consequentemente, podendo “caracterizar” como Staphylococcus. E quando não há presença de bolhas, podemos “caracterizar” como Steptococcus. 
Em relação ao tubo com o plasma, não obtivemos resultado, pois não foi possível realizar a volta ao laboratório para observar o resultado, para avaliar a presença ou não de coagulação. 
REFERÊNCIA 
TORTORA, G.J.; FUNKE, B.R.; CASE, CL. Microbiologia. 10. ed., Porto Alegre: Artmed, 2010. 162p
Anvisa, Gram positivos. Disponível em: http://www.anvisa.gov.br/servicosaude/controle/rede_rm/cursos/boas_praticas/modulo4/id_stre2.htm.Acesso em 27 de maio de 2022.
Hannah Andrade, Catalase e coagulase. Disponível em: http://blogdafarmaceutica.blogspot.com.br/2012/06/catalase-e-coagulase.html. Acesso em 27 de maio de 2022.
FACULDADES AGGEU MAGALHÃES
DISCIPLINA: MICROBIOLOGIA CLÍNICA
PROFESSOR: RAUL SOUSA ANDREZA
ALUNA: SHAYANE KELLY GOMES RUFINO
PRÁTICA 3:
UROCULTURA/ COPROCULTURA. 
SERRA TALHADA, PE
2022
1. INTRODUÇÃO 
A infecção do trato urinário (ITU) é uma das causas mais comuns de infecção na população geral. É mais prevalente no sexo feminino, mas também acomete pacientes do sexo masculino principalmente quando associada à manipulação do trato urinário e à doença prostática. A ITU pode ser classificada quanto à localização em ITU baixa (cistite) e ITU alta (pielonefrite) e quanto à presença de fatores complicadores em ITU não complicada e ITU complicada. A ITU é complicada quando estão presentes alterações estruturais ou funcionais do trato urinário ou quando se desenvolve em ambiente hospitalar.
 A urocultura, também chamada de urinocultura é um exame laboratorial realizado com a urina que complementa o diagnóstico de infecção urinária causada por bactérias. É um exame, realizado através da colocação da urina em um meio propício à reprodução de bactérias, chamado meio de cultura. Os agentes etiológicos da infecção do trato urinário são limitados a alguns microrganismos, de crescimento rápido, como por exemplo, Escherichia coli, Enterococcus spp., Staphylococcus saprophyticus e Pseudomonas spp., representam a maioria dos agentes.
Os meios de cultura utilizados foram o de Ágar CLED e EMB. Meio CLED consiste no crescimento de bactérias gram positivas, gram negativas e leveduras. Sua coloração é azul, na presença de colônias lactase positivas sua coloração fica amarela e lactose negativa é azul. Enquanto no meio EMD, é um meio de diferenciaçãoligeiramente seletivo utilizado para o isolamento e diferenciação de bacilos entéricos gram-negativos (enterobactérias e outras bastonetes gram-negativos) provenientes de amostras clínicas. 
A hemocultura auxilia no diagnóstico de processos infecciosos sistêmicos e compõe uma das análises de laboratório de grande utilidade, especialmente em casos de febre de origem desconhecida. Seu valor se baseia em apontar especificamente o germe circulante. Alguns fatores podem interferir no resultado da hemocultura, como a possibilidade de contaminação com flora normal da pele, volume de sangue cultivado, número de amostras coletada e uso de antimicrobianos.
2. OBJETIVO GERAL 
A aula prática teve como objetivo a realização de uma urocultura de uma dada amostra, através da semeadura quantitativa em ágar CLED e ágar EMB. Com utilizando teste bioquímico TSI.
3. MATERIAIS 
· Duas alças plásticas;
· Suporte de tubos de ensaio;
· Tubos de ensaio; 
· Béquer com urina 
· Tubo com teste químico TSI
· Seringa e agulha;
· Bico de busen;
· Álcool a 70%; 
· Placas com semeio de ágar CLED e EMB
· Gases e fosforo. 
· Frasco contendo Hemocultura 
· Swabe
4. METODOS 
· Inicialmente foi acesso o bico de busen para quer livrasse a área de microorganismo existentes. Em seguida, com a ajuda de uma seringa foi coletado um pouco do recipiente de homocultura e colocado na placa com a presença de ágar EMB e com ajuda do swabe foi feita a semeadura, de cima para baixo, em forma de “zig zag”. 
· Em seguida, utilizando outra alça plástica, foi coletada uma pequena quantidade de urina e semeada no meio de cultara ágar CLED e fazendo assim, a semeadura utilizando o mesmo movimento anterior. 
· Com a parte contraria da alça, foi coletada um pouco da bactéria do tubo, e semeada em outro tubo com ágar EMB, em seguida, coletado novamente e por fim introduzido em um tubo com o teste bioquímico TSI. 
Uma observação deve ser feita, todos esses procedimentos tem que ser realizado dentro da zona de calor do bico de busen. Cada movimento feito até a parte da semeadura. 
5. CONCLUSÃO
Com base no objetivo, a prática realizada obteve resultados positivos, já que era para conhecimento e técnicas de semeaduras em diferentes ágar’s e de amostras de origem desconhecidas. 
Por fim, são técnicas utilizada para realização de exames diários, para os descobrimentos das bactérias existentes em cada paciente e só assim concluir com o medicamento necessário. 
 
REFERENCIA 
MURRAY Patrick; ROSENTHAL Ken; PFALLER Michael, Microbiologia Médica. 6a edição, 2009. Editora Elsevier.
BARONE, Alessandra; FERNANDES Archagelo P. Urocultura e Coprocultura. http://www.profbio.com.br/aulas/ac2_07.pdf. Acessado em 27 de maio de 2022.
TORTORA, G.J.; FUNKE, B.R.; CASE, CL. Microbiologia. 10. ed., Porto Alegre: Artmed, 2010
LOPES, Hélio Vasconcellos; TAVARES, Walter. Diagnóstico das infecções do trato urinário. Rev. Assoc. Med. Bras., São Paulo, v. 51, n. 6, p. 306-308, Dec. 2005.Disponível em: http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0104-42302005000600008&lng=en&nrm=iso . Acessado em 27 de maio de 2022.