Relatório Bioquimica

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UNIP – UNIVERSIDADE PAULISTA 
BIOMEDICINA 
 
 
LUIZA JESUS DO PRADO – RA 0421155 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
BIOQUÍMICA ESTRUTURAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SÃO JOSÉ DOS CAMPOS 
Abril de 2022 
 
1 
 
LUIZA JESUS DO PRADO – RA 0421155 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
BIOQUÍMICA ESTRUTURAL 
 
 
 
 
 
Relatório de aulas práticas da matéria de 
Bioquímica Estrutural ministradas nos dias 02 e 
09 de abril de 2022 no Polo Limoeiro-Dutra em 
São José dos Campos. 
 
Docente: Fernanda Malagutti Tomé 
Docentes auxiliares: Aline Neves Araújo & 
Marlene Scheid 
 
 
 
 
 
SÃO JOSÉ DOS CAMPOS 
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Abril de 2022 
Sumário 
 
1. Introdução ........................................................................................................................ 3 
2. Desenvolvimento do Relatório........................................................................................... 7 
2.1. Indicadores de pH ................................................................................................. 7 
2.1.1. Objetivo ................................................................................................. 7 
2.1.2. Metodologia & Materiais ......................................................................... 7 
2.1.3. Conclusão & Resultados ............................................................................ 9 
2.2. pH e Solução Tampão ......................................................................................... 10 
2.2.1. Objetivo ............................................................................................... 10 
2.2.2. Metodologia & Materiais ....................................................................... 10 
2.2.3. Conclusão & Resultados .......................................................................... 12 
2.3. Titulação de aminoácidos .................................................................................... 13 
2.3.1. Objetivo ............................................................................................... 13 
2.3.2. Metodologia & Materiais ......................................................................... 13 
2.3.3. Conclusão & Resultados .......................................................................... 14 
2.4. Detecção de aminoácidos e proteínas em solução por meio de reações de colocação 15 
2.4.1. Objetivo ............................................................................................... 15 
2.4.2. Metodologia & Materiais ......................................................................... 15 
2.4.3. Conclusão & Resultados .......................................................................... 16 
2.5. Desnaturação proteíca ......................................................................................... 17 
2.5.1. Objetivo ............................................................................................... 17 
2.5.2. Metodologia & Materiais ......................................................................... 18 
2.5.3. Conclusão & Resultados .......................................................................... 20 
2.6. Atividades enzimática ......................................................................................... 21 
2.6.1. Objetivo ............................................................................................... 21 
2.6.2. Metodologia & Materiais ......................................................................... 24 
2.6.3. Conclusão & Resultados .......................................................................... 24 
2.7. Determinação de açúcares em solução.................................................................. 25 
2.7.1. Objetivo ............................................................................................... 25 
2.7.2. Metodologia & Materiaisi ........................................................................ 25 
2.7.3. Conclusão & Resultados .......................................................................... 24 
 
3 
 
2.8. Lipídeos ............................................................................................................. 26 
2.8.1. Objetivo ................................................................................................. 26 
2.8.2. Metodologia & Materiais ......................................................................... 26 
2.8.3. Conclusão & Resultados .......................................................................... 28 
3. Conclusão Geral ............................................................................................................. 39 
4. Referências Bibliográficas............................................................................................... 40 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1. Introdução 
 
A biologia molecular é a área das ciências biológicas que explica os fenômenos e 
eventos sob o central ponto de vista molecular, ou seja, nela estuda-se os processos de 
replicação, transcrição, tradução e biossíntese e suas implicações e significados, é estudado 
em ramos da biologia celular, histologia, patologia, fisiologia, genética, ecologia, evolução 
(ALBERTS, B. et al; 2017) e mantêm relação direta com as áreas da química, física, 
informática, biofísica, bioinformática e a bioquímica (ASTBURY, W. T., 1961). 
A bioquímica estrutural por sua vez tem como ponto inicial dos estudos das moléculas 
orgânicas que são formadas por carbono, hidrogênio e oxigênio, que também podem ser 
chamadas de glicídios, hidratos de carbono e açúcares. Estas são as principais fontes de 
energia para os sistemas vivos, liberadas durante o processo de oxidação e participam 
também na formação de estruturas de células e de ácidos nucleicos (SÁ-LIMA, 2016). 
Para compreender a carga desses compostos, é necessário identificar o pH (Potencial 
Hidrogeniônico) através de indicadores visuais portando substâncias que mudam de cor 
conforme as características físico-químicas das soluções a serem analisadas, segundo alguns 
fatores, como pH, potencial elétrico, complexação com íons metálicos e adsorção em sólidos. 
Podendo ser classificados de acordo com o mecanismo de mudança de cor ou os tipos de 
titulação nos quais são aplicados (ROSS, E.,1989). Esses indicadores ácido-base são 
substâncias orgânicas de caráter ácido (indicadores ácidos) ou caráter básico (indicadores 
básicos) que apresentam cores diferentes para suas formas protonadas e desprotonadas; isto 
significa que mudam de cor em função do pH (BACCAN; BÁNYAI, et al; 1979, 1972). 
O cenário desses compostos é justificado por serem uma classe de moléculas 
heterogêneas, que conforme o seu grupamento R, diferencia cada um dos aminoácidos e 
confere a elas características apolares, aromáticas, carga negativa, positiva ou neutra, além de 
atividade óptica, já que a maioria possui um centro quiral (NELSON; COX, 2011). 
No caso, esses aminoácidos são de grande interesse em diversos setores econômicos, 
especificamente o; humano (FRIEDMAN, 1999), animal (HANSEN, et al; 1993), e o da 
saúde humana (DAM et al.,1999) eles podem ser produzidos industrialmente tanto por 
hidrólise proteica, pela síntese química, ou por métodos biotecnológicos, incluindo a catálise 
enzimática, e processos de fermentação. A hidrólise de proteínas permite a reutilização de 
fontes proteicas de outros processos, restaurando-os como subprodutos. Já a síntese química 
há produção de misturas racêmicas e permite larga produção. Por fim, a síntese enzimática 
5 
 
necessita de matéria-prima específica e permite a produção de compostos opticamente puros 
(IVANOV et al., 2013). 
Os aminoácidos por sua vez apresentam emsua molécula um grupo amino, um grupo 
a carboxila normalmente tem uma representação comum, onde os grupos aminos e as 
carboxilas se ligam ao carbono alfa, onde também e ligam um grupo variável (cadeia lateral 
ou grupo R) e um á tomo de hidrogênio, já a união de polímero de aminoácidos são chamados 
de ligações peptídicas foram as proteínas. Uma ligação a peptídica é a união do grupo amino 
(-NH2) de um aminoácido com o grupo carboxila (-COOH) de outro aminoácido, através da 
formação de uma amida. Apesar de existir diversas proteínas diferentes em estruturas e 
funções, elas são formadas a partir de 20 aminoácidos diferentes. (MARZZOCO; TORRES, 
1999). 
As proteínas são as mais abundantes do contexto celular, são as moléculas com mais 
variedades funcionais e morfológicas. Fazem parte de quase todos os processos biológicos, 
como incluem as enzimas, que estão presente em todas as reações químicas que ocorre no 
corpo. Também são transportadoras de moléculas e oxigênio. Responsáveis pela defesa do 
organismo, controle de metabolismo, controle gênico, e até contração muscular 
(MARZZOCO; TORRES, 1999). Essas proteínas apresentam uma solubilidade bem variável 
na presença de água, proveniente da presença de grupos polares que são hidrofílicos e 
apolares que são hidrofóbicos nessa molécula. Por esse motivo ela tende a ser solúvel em 
água quando os grupos hidrofílicos estiverem "externos”, ligando-se com as moléculas de 
água e os hidrofóbicos “internos”, interagindo entre si. A alteração das propriedades de uma 
proteína devido a mudança de sua estrutura tridimensional, que, por sua vez, altera a sua 
solubilidade, esse processo chama-se precipitação (MASTROEN I, 2008). 
Existem algumas maneiras de se alterar a solubilidade das proteínas. O aumento da 
temperatura, altera a forma tridimensional, fragmentando as ligações e deixando os grupos 
hidrofóbicos expostos, esse processo chama-se desnaturação. Essa modificação se dá ao 
atingir-se o ponto isoelétrico da proteína, através de agentes desnaturastes com a capacidade 
de atingir as estruturas secundarias, terciarias e quaternárias, exceto na primaria, que não se 
perde, assim os aminoácidos continuam unidos. Porém, para algumas proteínas é possível 
reverter este processo, elas conseguem retornar à sua estrutura terciaria original, quando em 
exposição a condições iniciais para sua função (COSTA, 2015) tudo porque quando a 
proteína está em um pH menor que seu pI, ela se encontra em sua forma de cátion, é possível 
realizar sua precipitação com adição de ânions (tricloroacético, picrato ou alcaloides), pois 
isso altera sua solubilidade. Solventes orgânicos causam precipitação por desidratação, e as 
6 
 
soluções salinas elevam a força iônica da solução reduzindo a solubilidade gradualmente. Já 
utilizando metais pesados, a precipitação ocorre pela junção de cátion metálico com cargas 
negativas da proteína. As proteínas também podem precipitar pela inserção de ácido nítrico, 
através da desidratação decorrente do ânion nitrato e a prolongação dos restos de Asp. e Gul. 
(-COO-+H+ =-COOH), assim rompendo as ligações eletroestáticas. (SKOOG, 2005). 
Outro ponto a ser estudado, são os carboidratos que são biomoléculas abundantes na 
terra, carboidratos como o açúcar e o amido compõe a base da dieta de diversos seres. A 
fórmula empírica possuída pela maioria dos carboidratos é (CH2O) n . e são compostos por 
poli-hidroxialdeídos (aldoses), poli-hidroxicetonas (cetoses) ou substâncias que quando 
hidrolisadas resultem nesses compostos (NELSON, 2016). 
Os carboidratos são divididos em três grupos principais: os monossacarídeos que 
também são conhecidos como açúcares simples, ou seja, uma única unidade de poli-
hidroxialdeídos ou poli-hidroxicetonas quem contêm com carbono quiral, por esse motivo 
apresentam formas isoméricas. Os dissacarídeos que é o grupo mais abundante e que consiste 
em dois monossacarídeos unidos covalentemente por uma ligação glicosídica, caracterizada 
pela reação do grupo hidroxila de um açúcar com um carbono enométrico de outro, e por fim 
os polissacarídeos que contêm mais de 20 unidades de monossacarídeos. (NELSON, 2016). 
 As ligações glicosídicas dos dissacarídeos ou polissacarídeos são facilmente hidrólise 
das por ácidos, como o ácido sulfúrico (H2SO4), por exemplo. Devido ao fato da alta 
ocorrência de agrupamentos hidroxilas (OH) nessas ligações dos monossacarídeos após suas 
quebras, a desidratação ocorre facilmente. Os produtos de tal reação de desidratação são o 
furfural (caso o monossacarídeo seja uma pentose) e o hidroximetil furfural (caso o 
monossacarídeo seja uma hexose). Ambos os produtos são incolores e precisam de técnicas e 
reagentes para serem evidenciados. Compostos fenólicos, como o alfa-naftol, mais conhecido 
como Reagente de Molisch, reagem com os produtos e evidenciam suas presenças. 
(SANTOS; et al, 2013) 
Para a identificação dos carboidratos é necessário o uso de reagentes, pois eles são 
substâncias que se combinam entre si originando novos compostos (FERREIRA 
FERNANDES, 2010) no qual esses carboidratos podem ser divididos em açúcares derivado 
de uma aldose ou seja, redutores e não redutores, e seu reconhecimento pode ser feito pelos 
testes de Fehling, Benedict, Noff ou Tollens, e a partir deles podemos identificar os diferentes 
tipos de carboidratos como os polissacarídeos, cetoses e aldoses. Os polissacarídeos também 
conhecidos como glicanos, são carboidratos compostos por grande quantidade de moléculas 
7 
 
de monossacarídeos e o monossacarídeo presente, em maior quantidade, na formação dos 
polissacarídeos é a glicose, As aldoses e cetoses se diferenciam pela posição do grupo 
carbonila na cadeia, as aldoses possuem na extremidade da cadeia de carbono o grupo 
carbonila, sendo então um grupo aldeído, enquanto as cetoses possuem o grupo carbonila 
num outro carbono, que não numa extremidade, sendo então um grupo cetona. (PINHEIRO, 
2006) 
A hidrólise de açúcares libera as aldoses que são provindas dos poli-hidroxialdeídos, 
ou libera as cetoses que são provindas de poli-hidroxicetonas, tudo através do contato com 
ácido clorídrico (HCl) em meio quente, se transformam em derivados de furfural. Para 
indicar a presença ou ausência desse tipo de composto é possível utilizar um reativo que 
contenha resorcinol, uma vez que ele e condensa com derivados de furfural. Esse composto 
está presente no chamado reativo de Seliwa Noff. Acetoses formam furfural mais 
rapidamente que as aldoses (SANTOS et al, 2013) essa reação de acetos e com ácido 
clorídrico (HCl) em meio quente, dando origem ao furfural que fica evidenciado ao ter 
contato com o resorcinol. A quebra de polissacarídeos e dissacarídeos pode levar também à 
formação do chamado açúcar redutor. A reação que define um açúcar redutor (açúcares 
capazes de reduzir íons) é dada por íons cúpricos (Cu2+) oxidando um açúcar e ocorre apenas 
com a forma linear de monossacarídeos. Quando o carbono anomérico estabelece uma 
ligação glicosídica, a forma linear não pode ser assumida e o açúcar é chamado de açúcar não 
redutor. Assim, apenas quando esse carbono se encontra livre na extremidade de uma cadeia, 
em um monossacarídeo, a oxidação ocorre (NELSON, 2016). 
A quebra de polissacarídeos e dissacarídeos pode levar também à formação do 
chamado açúcar redutor. A reação que define um açúcar redutor (açúcares capazes de reduzir 
íons) é dada por íons cúpricos como açúcar e ocorre apenascomo forma linear de 
monossacarídeos. Quando o carbono anométrico estabelece uma ligação glicosídica, a forma 
linear não pode ser assumida e o açúcar é chamado de açúcar não redutor. Assim, apena s 
quando esse carbono se encontra livre na extremidade de uma cadeia, em um 
monossacarídeo, a oxidação pode ocorrer (NELSON, 2016). 
E por fim, o último ponto de estudo, os lipídeos, que são biomoléculas que possuem 
uma grande variedadeestrutural, alguns exemplos de lipídios são moléculas como as 
gorduras, óleos, fosfolipideos, esteróides ecarotenóides que definem sua vasta morfologia e 
funcionabilidade. São compostos organicos heterogêneos pouco solúveis em água, porém 
solúveis em solventes não polares. Alguns lipídeos possuem combinações com outras classes 
de compostos como as proteínas (lipoproteínas) e carboidratos (glicolipídios). Os lipídeos 
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participam como componentes não-proteicos das membranas biológicas, precursores de 
compostos essenciais, agentes emulsificantes, isolantes, vitaminas (A, D, E, K), fonte e 
transporte de combustível metabólico, e biossinalização intra e intercelular. Os lipídeos estão 
classificados nos seguintes grupos: ácidos graxos e seus derivados, triacilgliceróis, ceras, 
fosfolipídios (glicerofosfolipideos e esfingosinas), esfingolipídios (contêm moléculas do 
amnioalcool esfingosina) e isoprenóides (moléculas formadas por unidades repetidas de 
isopreno, um hidrocarboneto ramificado de cinco carbonos) constituindo os esteroides, 
vitamina lipídicas e terpenos. (MOTTA, 2011) 
Os ácidos graxos são ácidos monocarboxilicos de longas cadeias de hidrocarbonetos 
acíclicas, não-polares, sem ramificações e geralmente em número par de átomos de carbono e 
que podem ser saturados, monoinsaturados (com uma ligação dupla) ou poli-insaturados 
(duas ou mais ligações duplas) Já os triaglicerois são ésteres de ácidos graxos com o gliceral, 
sendo a porção de ácido graxo presente nos ésteres lipidicos é chamado de grupo acila, porém 
dependendo do número de grupos de hidroxila do gliceral esterificados com ácidos graxos, os 
aglicerois são classificados como monoaciglicerois, dialglicerois e triacilgliceróis. Os 
fosfolipideos são os principais componentes lipidicos estruturais das membranas, além disso, 
vários deles são agentes emulsificantes, promovendo a dispersão coloidal de um líquido em 
outro, e agentes surfactantes que reduz a tensão superficial de uma solução. Os fosfolipideos 
exercem tais funções por serem moléculas anffilicas. Os esfingolipideos é o segundo maior 
grupo de liídeos de membranas em animais e vegetais. As moléculas de esfingolipídeos 
contém um aminoalcool de cadeia longa, já em animais, os aminoalcool é a esfingosina, esta 
é encontra nos esfingolipideos das plantas. (MOTTA, 2011) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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2.Desenvolvimento do Relatório 
 
2.1.Indicadores de pH – Aula 1 – Roteiro 1 
 
2.1.1.Objetivo 
 Tivemos como objetivo conhecer os fundamentos teóricos e técnicos sobre o pH e 
seus indicadores tal qual a mudança de cor conforme a propriedade da substância. Essa 
mudança de cor indica o caráter básico ou ácido. 
 Utilizamos como indicador natural de pH o suco de repolho roxo, por ser rico em 
antocianinas, que são pigmentos pertencentes ao grupo dos flavonóides, responsável pela 
coloração de uma série de frutas e verduras, especialmente nas cores bordô (OKUMURA, F., 
2004). São utilizados como indicadores de pH devido a grupos como hidroxilas e carboxilas 
ligados à sua estrutura. 
 
2.1.2.Metodologia & Materiais 
- Utilizamos um suco de repolho roxo batido no liquidificador e coado. 
- Nomeamos onze tubos de ensaio. 
- Colocamos aproximadamente 5 ml de suco de repolho roxo nos onze tubos. 
- Adicionamos 3 ml de; ácido clorídrico 0,5M, hidróxido de sódio 0,1M, cloreto de 
sódio 10%, vinagre, detergente incolor, água sanitária, água sem gás, sabão em pó, leite, 
bicabornato de sódio, albumina. 
- Medimos os volumes com proveta e utilizamos estante, tubos de ensaio e pipeta. 
- Analisamos as cores e montamos uma tabela. 
-Utilizamos a fita medidora de pH de Merck para analisar. 
- Depois de realizado o procedimento, fizemos o descarte e a limpeza dos materiais 
água destilada e álcool 70%. 
 
 
Figura 01: Indicadores da fita medidora de Merck utilizada em aula no laboratório. 
Fonte: Blog Química Torin, Acessado em: 15/04/2022 
 
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2.1.3.Resultados & Conclusão 
 
 Aprendemos que cada substância possui características e propriedades especificas por 
esse motivo apresentam comportamentos diferenciados perante um sistema e podemos reuni-
las em grupos de propriedades semelhantes chamando-as funções químicas. Essas principais 
funções químicas são: ácidos, bases, sais e óxidos. 
 
 
Figura 02: Escala de pH 
Fonte: Portal Impacto Ambiental - Unesp, Acessado em: 15/04/2022 
 
 
Extrato de repolho roxo Cor pH aproximado 
Ácido clorídrico 0,5M vermelho ácido 
Hidróxido de sódio 0,1M verde básico 
Cloreto de sódio 10% roxo neutro 
Vinagre cereja (vermelho/rosa) ácido 
Detergente incolor roxo neutro 
Água sanitária mostarda básico 
Água sem gás roxo neutro 
Sabão em pó verde esmeralda básico 
Leite roxo claro neutro 
Bicarbonato de sódio tífane (azul esverdiado) básico 
Albumina azul escuro básico 
 
Tabela 01: Resultados da utilização do suco de repolho roxo 
Fonte: Acervo pessoal 
 
 Tivemos contato com indicador de pH natural, no caso o repolho roxo, mas que 
poderia ser facilmenten; beterraba, uvas, jabuticabas, amoras, folhas vermelhas e flores de 
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pétalas coloridas, como as flores de azaleia e quaresmeira, atém então só tivemos contado 
com indicador de pH sintéticos como o alaranjado de metila, o azul de bromofenol, o 
vermelho de timolftaleína, o vermelho de fenol e o o roxo de metalcrisol. 
 Notamos durante esse processo a mudança de cor na água sanitária, inicialmente ficou 
um amarelo escuro/mostarda e depois ficou um esbranquiçado, justamente porque tanto o íon 
hipoclorito quanto o ácido hipocloroso são oxidantes de compostos orgânicos e inorgânicos. 
 
 
Figura 03 e 04: Resultado do experimentos visto em dois ângulos diferentes. 
Fonte: Fotografia realizada no dia 02/04/2022 na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
 
 
Figura 05 e 06: Do lado esquerdo, o detergente incolor (neutro) e água sanitária (básica) depois de 
esbranquiçar. Do lado direito, a água sanitária no exato momento da reação. Fonte: Fotografia 
realizada no dia 02/04/2022 na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
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Figura 07, 08 e 09: Do lado esquerdo, o Cloreto de Sódio (neutro) o vinagre (ácido). No centro, o 
sabadão em pó (básico) e a água sem gás (neutra). Do lado direito, a Albumina (básico). Fonte: 
Fotografia realizada no dia 02/04/2022 na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
2.2. pH e Solução Tampão – Aula 1 – Roteiro 2 
 
2.2.1. Objetivo 
 Recordamos os fundamentos teóricos sobre pH, analisamos as reações ácidas, neutras 
e básicas que ocorrem em uma solução tampão em laboratório. Associamos o resultado do 
experimento com as reações que ocorrem no sangue (acidose e alcalose). 
 
 
2.2.1.Metodologia & Materiais 
Foram realizados dois experimentos, com ácido e base, foram eles; 
 
- Variação de pH utilizando solução ácida (HCl) 
- Separamos dois béqueres; em um béquer colocamos aproximadamente 20ml de água 
e em outro a solução tampão (ácido acético + acetato de sódio). 
- Medimos o pH inicial da água e da solução tampão. 
- Pingamos de duas em duas gotas, até totalizar 10, de ácido clorídrico (HCl 5M), 
fazendo a mistura periodicamente no agitador magnético utilizando imã magnético que 
auxilia na mistura da solução. 
- Depois do procedimento fizemos o descarte corretamente e fizemos a limpeza nos 
tubos e béqueres utilizados. 
 
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- Variação de pH utilizando solução básica (NaOH) 
- Separamos dois béqueres; em um béquer colocamos aproximadamente 20ml de água 
e em outro a solução tampão (ácido acético + acetato de sódio). 
- Medimos o pH inicial da água e da solução tampão. 
- Pingamos de duas em duas gotas, até totalizar 10, de hidróxido de sódio (NaOH 
5M), fazendo a mistura periodicamente no agitador magnético utilizando imã magnético que 
auxilia na mistura da solução. 
- Depois do procedimento fizemos o descarte corretamente e fizemos a limpeza nos 
tubos e béqueresutilizados. 
 
2.2.1. Resultados & Conclusão 
Nas duas soluções tampão pipetando aos poucos NaOH 5M e HCl 5M não ocorreu 
alteração de pH, já na água, a variação mudou instantaneamente, por esse motivo entendemos 
que a água é um parâmetro negativo 
 
Gráfico 01: Resultado de aproximadamente 20ml de água e de solução 
tampão com o contato de NaOH. Fonte: Acervo Pessoal 
 
No gráfico acima, podemos visualizar que ao pipetar o hidróxido de sódio (NaOH) 
na água seu pH se tornou rapidamente uma solução básica forte. O NaOH é uma base de 
grande solubilidade em água o que faz com que ocorra a dissociação iônica e liberando íons 
Na+ e OH-. 
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Gráfico 02: Resultado de aproximadamente 20ml de água e de solução 
tampão com o contato de HCL. Fonte: Acervo Pessoal 
 
No gráfico acima analisamos que quando adicionado o HCl em água, ocorreu uma 
grande queda no pH. Essa reação ocorreu por se tratar de um ácido em água que é neutra, 
logo, a acidez foi gradual conforme aumentamos a quantidade de HCL em água. 
Já a solução tampão em contato tanto com HCl quanto com o NaOH, resulta em uma 
alteração mínima de pH alteração de maneira lenta e de pouca amplitude. 
Esse experimento foi realizado para ilustrar o funcionamento da solução tampão no 
corpo humano, o sangue. Aprendemos que o sangue humano (nosso sistema-tampão) é um 
líquido tamponado, e que seu pH permanece constante entre 7,35 e 7,45. O principal e mais 
importante tampão no sangue é constituído pelo ácido carbônico (H2CO3) e bicarbonato de 
sódio (NaHCO3). 
 
 
Figura 10: Variação normal do pH do sangue humano. 
 Fonte: Andreia Torres, Acessado em: 15/04/2022 
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Figura 11: Mecanismo de secreção H+ e Cl- pelas célular parietais ativadas na mucosa 
gástrica e anidrase carbonica. Fonte: Usp, apresentação de disciplinas. Acessado em: 15/04/2022 
 
A hemoglobina é o principal sistema tampão sanguíneo, sempre quando 
a hemoglobina libera um oxigênio ela liga-se a um hidrogênio e vice-versa, mantendo assim 
o pH constante. 
 
 
Figura 12: Estrutura, molécula e fórmula estrutural da hemoglobina. 
Fonte: Alamy Es. Acessado em: 15/04/2022 
 
2.3.Titulação de Aminoácidos – Aula 1 – Roteiro 3 
 
2.3.1.Objetivo 
 Relembramos o caráter anfótero dos aminoácidos e determinamos os valores de pH 
das soluções de aminoácidos (glicina e ácido glutâmico), utilizando a curva de titulação. Mais 
uma vez utilizamos a fita medidora de pH Merck. 
 
2.3.2. Metodologia & Materiais 
O experimento foi dividido em duas partes, o primeiro com titulação ácida e segundo com 
titulação básica. 
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- Titulação com Glicina 0,1M 
- Separamos 02 béqueres. 
- Colocamos uma barra magnética dentro do líquido e utilizamos o agitador 
eletrônico. 
- No béquer 01 e 02 adicionamos uma solução de aminoácido glicina 0,1M. 
- No béquer 01 titulamos com NaOH 0,5 M e o béquer 02 titulamos com HCl 0,5M. 
- Depois do procedimento fizemos o descarte corretamente e fizemos a limpeza nos 
tubos e béqueres utilizados. 
- Titulação com ácido glutâmico 0,1M. 
- Separamos 02 béqueres. 
- Colocamos uma barra magnética dentro do líquido e utilizamos o agitador 
eletrônico. 
- No béquer 01 e 02 adicionamos uma solução de aminoácido ácido glutâmico 0,1M. 
- No béquer 01 titulamos com NaOH 0,5 M e o béquer 02 titulamos com HCl 0,5M. 
- Depois do procedimento fizemos o descarte corretamente e fizemos a limpeza nos 
tubos e béqueres utilizados. 
 
 
2.3.3. Conclusão & Resultados 
 A titulação é uma atividade que estabelece o volume de uma solução padrão essencial 
para reagir com uma solução cuja concentração se deseja estipular. A solução padrão é aquela 
com concentração é conhecida. Essa padronização das soluções de ácidos e bases pode ser 
realizada pelo método direto ou indireto e permite a determinação da concentração exata das 
soluções padrão. O método direto que compreende a preparação da solução padrão a partir de 
um padrão primário, esse padrão deve apresentar algumas características, são elas: solidez, 
pureza, ser seco sem decomposição e reagir quantitativamente com o soluto da solução a ser 
padronizada. Já o método indireto consiste na utilização de uma solução já padronizada por 
meio do método direto, como as soluções de NaOH e HCl. Na titulação de soluções cuja 
concentração deseja determinar é empregado a volumetria. A volumetria compreende a 
medida do volume de uma solução padrão, preparada para reagir quantitativamente com um 
volume de uma solução cuja concentração necessita ser determinada, ou o contrário. A 
volumetria de neutralização acontece quando no sistema químico estão envolvidos 
17 
 
unicamente ácido e base. A reação que se verifica é denominada de neutralização e segundo 
Arrhenius pode ser representada como mostrado abaixo. 
 
Gráfico 03: Resultado de Glicina com NaOH 0,5 M e HCl 0,5M. 
Fonte: Acervo Pessoal 
 
 No experimento, a solução de glicina estará protonada (grupo ácido e amina 
completos) em pH abaixo de 6, já quando o pH está acima de 6, a solução se encontra 
desprotonada (perda do H+). 
 Nesse caso foi analisado a curva de titulação dos aminoácidos, envolvendo a adição 
gradual de prótons, nesse caso havia dois grupos ionizáveis: carboxila e amino, titulados com 
uma base forte, como o NaOH. Por isso nesse caso cada uma representaram a desprotonação 
dos dois grupos diferentes. 
 
 
 
Gráfico 04: Resultado de Ácido Glutamico com NaOH 0,5 M e HCl 0,5M. 
Fonte: Wikipédia. Acessado em: 15/04/2022 
 
18 
 
 Novamente, no pH está menor que o ponto isoelétrico 3,25, logo a solução encontra-
se protonada. Com o pH elevado ela encontra-se em estado desprotonado. Nesse caso 
obtivemos valores de pKa 3,5 e 3, consequentemente seu ponto isoelétrico resultou em 3,25. 
Esse aminoácido possui três grupos ionizáveis, porém no experimento só foram encontradas 
duas zonas tamponantes, possivelmente por erros de pipetarem das soluções. 
 
2.4. Detecção de aminoácidos e proteínas em solução por meio de reações de coloração – 
Aula 2 – Roteiro 2 
2.4.1.Objetivo 
 Relembrar a fórmula geral dos aminoácidos e a estrutura das proteínas, dando ênfase à 
estrutura primária (ligação peptídica). Analisamos as propriedades das proteínas e dos 
aminoácidos por reação colorimétrica diferencial. 
2.4.2. Metodologia & Materiais 
 - Separamos e identificamos 08 tubos de ensaio 
 - Adicionamos 1mL de reativo de bieureto nos 08 tudos de ensaios 
 - Além da soluação do reativo de biureto nos 08 tubos, também adiconamos as 
seguintes soluções em cada tubo; tubo 01 – 1mL de água, tubo 02 - 1 mL da solução de 
albumina 10%., tubo 03 - 1 mL da solução deaminoácido glicina 1%., tubo 04 - 1 mL de leite 
sem ferver, tubo 05 - 1 mL de leite fervido, tubo 06 - 1 mL de amido 1%, tubo 07 - 1 mL de 
óleo de cozinha, tubo 08 – 1mL de suco de fruta (suco de laranja). 
 
2.4.3. Conclusão & Resultados 
 Aprendemos que os aminoácidos são as unidades que compõem as proteínas, cuja 
estrutura primária é formada por sequências de aminoácidos formadas por ligações peptídicas 
– ligações carbono-nitrogênio que se formam pela reação entre o grupo carboxila (COO-) de 
um aminoácido e o grupo amino (NH3+) do aminoácido seguinte, resultando num 
grupamento amida. 
 
 
 
19 
 
Material Resultado 
Água Não reagiu 
Albumina Reagiu (roxo) 
Glicina Não reagiu 
Leite sem Ferver Reagiu (roxo) 
Leite Fervido Reagiu (roxo) 
Amido Não reagiu 
Óleo Não reagiu (apolar) 
Suco de Laranja Reagiu (amarelo) 
 
Tabela 02: Resultados da utilização do suco de repolho roxo 
Fonte: Acervo pessoal 
 
 O ponto de referência desse experimento foi a água (parametro negativo) e a albumina 
(parametro positivo). 
 
Figura 13: Resultados da glicina, amido, óleo e água 
Fonte: Fotografia realizada no dia 02/04/2022 na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
20 
 
 
Figura 14: Resultados de albumina, leite fervido, leite sem fervere suco de laranja. 
Fonte: Fotografia realizada na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
2.5. Desnaturação proteica – Aula 3 – Roteiro 1 
2.5.1.Objetivo 
 Verificamos a alteração de solubilidade de proteínas em presença de soluções salinas 
e solventes orgânicos e relembramos as situações desnaturantes. 
2.5.2.Metodologia & Materiais 
 - Em um tubo de ensaio foi adicionado 2 ml de ovoalbumina a 10% e levado para 
fervura no bico de bunsen. 
 - Em um tubo de ensaio foi adicionado 2 ml de ovoalbumina a 10% e misturado a 
essa solução mais 2 ml de ácido clorídrico 0,5 % M (HCl) 
 - Em outro tubo de ensaio foi adi cionado 2 ml da solução ovoalbumina a 10% E 2 
ml de hidróxido de sódio. 
 - Em um tubo de ensaio foi adicionado 2 ml de solução de ovoalbumina 10% e 
adicionado 2 ml de etanol. 
 
21 
 
2.5.3.Conclusão & Resultados 
 Aprendemos que a desnaturação proteíca é uma perda da sua forma tridimensional, se 
transformando através de uma ação capaz de destruir as estruturas secundária, terciária e/ou 
quartenária, consequentemente as suas funções. 
 
Figura 15: Tubos de ensaio com ovoalbumina 
Fonte: Fotografia realizada na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
 No tubo 01 depois de colocado em contato com o calor saiu do estado líquido para o 
estado sólido. No tubo 02 também saiu do estado líquido para o solido. No tubo 03 a 
ovoalbumina ficou com o aspecto mais líquido do que no seu estado inicial. No tubo 04 o 
resultado obtido foi a não mistura dos reagentes e por fim no tubo 05 a reação também foi de 
estado líquido porém com uma coloração turva. Resumindo, no tubo 02: a solução ficou 
esbranquiçada houve uma desnaturação proteic, no 03: Desnaturou e no 04: Preciptou 
 
2.6. Atividade Enzimática – Aula 3 – Roteiro 2 
2.6.1.Objetivo 
 Esta atividade prática tem por objetivo discutir e evidenciar a importância das enzimas 
sobretudo nos processos digestivos. 
2.6.2. Metodologia & Materiais 
22 
 
 - Utilizamos 04 tubos de ensaio contendo 4ml de gelatina incolor e 2ml dos reagentes 
e levados para o freezer por alguns minutos. 
 - No tubo 01 inserimos 2ml de água, e o resultado foi que tivemos consistência neste 
tubo, ou seja, teve presença de atividade enzimática. 
 - No tubo 02 inserimos 2ml de suco de mamão coado. 
 - No tubo 03 inserimos 2ml de suco de abacaxi coado. 
 - No tubo 04 inserimos 2ml de suco de laranja coado. 
2.6.3. Conclusão & Resultados 
 As enzimas são proteínas catalisadoras de reações químicas quer ocorrem em seres 
vivos. Elas tem a função de acelerar a velocidade das reações químicas, contribuindo para a 
manutenção do metabolismo, sem elas muitas das reações químicas no corpo humano seriam 
extremamente lentas. Durante a reação, elas não mudam sua composição e também não são 
consumidas. 
 
Figura 16: Procedimento do suco de abacaxi 
Fonte: Fotografia realizada na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
23 
 
 
Figura 16: Tubos de ensaio durante atividade enzimática. 
Fonte: Fotografia realizada na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
 - No primeiro, segundo e quarto tubo tivemos o resultado de consistência ou seja 
presença de atividade enzimática. 
 - No terceiro tubo não tivemos presença de atividade enzimática, o aspecto ficou 
líquido 
 
2.7. Determinação de açúcares em solução – Aula 4 – Roteiro 1 
2.7.1.Objetivo 
 Relembrar a estrutura de diferentes carboidratos monossacarídeos, dissacarídeos e 
polissacarídeos (ligação hemiacetal, hidroxila anomérica, ligação glicosídica). Relembrar as 
funções e as fontes desses carboidratos. Diferenciar alguns carboidratos mediante reações 
específicas. 
2.7.2.Metodologia & Materiais 
 Nesse procedimento realizamos os seguintes testes; de Barfoed, Espelho de Prata e 
Fehling, com intuito de observar as possíveis precipitações (avermelhada ou turva), no caso 
de presença de açúcares. 
 Espelho de prata: no tubo 01 foi inserido 1ml de solução de nitrato de prata, e 
adicionado amônia diluída até que o precipitação desaparecesse e a solução voltasse a ficar 
24 
 
transparente, após a precipitação ter dissipado foi adicionado 0,5ml de glicose e agitado. 
Logos após, o tubo foi levado para aquecer a 70ºC durante 5 minutos em banho e maria. 
 Teste de Barfold: no tubo 01 foi colocado o reagente com 1ml de glicose no tubo 02 
1ml de lactose. 
 Teste de Fehling: No tubo 01 foi adicionado a solução B mais 0,5ml de glicose e no 
tubo 02 foi adicionado a solução B mais 0,5ml de sacarose. Ambos os tubos foram aquecidos 
em banho e maria por 5 min. 
 2.7.3.Conclusão & Resultados 
 Aprendemos que os carboidratos (ou hidratos de carbono) são compostos que 
possuem átomos de C, H ou O, possuindo um grupo aldeído ou cetona e grupos 
hidroxilas e com uma função estrutural, sinalizador celular, proteção e energética, 
classificadas em: Monossacarídeos, que são carboidratos mais simples, eles possuem de 
02 a 20 carbonos, sendo os mais comuns; triose (03), pentose (05) e hexose (06), podemos 
dar como exemplo a D-arabinose, D-frutose e D-galactose. As pentoses e hexoses são, 
geralmente, encontradas em ciclos, pirano (06) e furano (05); quando um grupo aldeído 
ou cetona se ligam na hidroxila da molécula aberta para fazer a ciclização, ocorre a 
formação de um carbono anomérico, o que leva a formação de dois isômeros cíclicos 
alfa ou beta ( dependendo do carbono assimétrico). 
 
Figura 17: D-glucose (+abundante) tem 6C e 5OH(centros quirais). Na primeira fórmula 
Gliceraldeído uma aldotriose, na segunda, Dihidroxicetona uma cetotriose, na terceira D-Glicose uma 
aldohexose e na quarta D-Frutose uma cetohexose. 
 
 Já os dissacarídeos são monossacarídeos unidos através de ligação glicosídica. A 
ligação glicosídica ocorre com a desidratação d os mon ossacarídeos e pode ser desfeita 
através da hidrólise. São exemplos de dissacarídeos: Sacarose (glicose + frutose); lactose 
(glicose + galactose); maltose (glicose + glicose). 
 Por fim, os polissacarídeos: quando muitas moléculas de monossacarídeos se ligam 
(20 ou mais) formam os polissacarídeos. Também são unidos por ligação glicosídica. Os 
25 
 
polissacarídeos mais abundantes são amido, celulose e glico gênio. A celulose é de função 
estrutural dos vegetais e possui ligação beta - (1,4). Enquanto o amido que é de reserva 
energética vegetal e o glicogênio que é de reserva energética animal, possuem ligação alfa -
(1,4). Alguns carboidratos são capazes de reduzir íons férrico ou cúprico, convertendo -o 
grupamento da carbonila em carboxila.Somente são carboidratos redutores aqueles que 
possuem sua carbonila livre para a reação. 
 
 
Figura 18: Tubos de ensaio com ovoalbumina 
Fonte: Fotografia realizada na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
 
Figura 19: Resultado positivo do teste de Barfold com glicose 
Fonte: Fotografia realizada na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
 Teste de Barfold: O tubo com glicose teve o resultado positivo pois se formou 
precipitado avermelhado no fundo do tubo. Já no tubo 02 (com lactose) o resultado foi 
negativo. 
26 
 
 
Figura 20: Resultado positivo do espelho de prata 
Fonte: Fotografia realizada na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
 Espelho de prata: O resultado foi positivo, pois as bordas do tubo de ensaio ficaram 
espelhados. 
 
Figura 21: Resultado positivo do tubo 1 de ensaio onde mostra a presença do 
precipitadoFonte: Fotografia realizada na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
 Teste de Fehling: No tubo 01 o resultado foi positivo com a presença de precipitado 
ao fundo do tubo de ensaio, já no tubo 02 não ocorreu preciptação. 
 
2.8. Lipídeos – Aula 4 – Roteiro 2 
2.8.1.Objetivo 
Relembramos a fórmula geral dos ácidos graxos e dos triglicerídeos e a reatividade dos 
ácidos graxos: hidrogenação,halogenação e saponificação. 
Verificar a hidrólise alcalina dos triglicerídeos e a formação de sabão insolúvel. 
27 
 
 
2.8.2.Metodologia & Materiais 
O procedimento foi realizado com manteiga e com óleo; 
 - Colocar um pedaço de manteiga em um erlenmeyer de 125 mL e adicionar 20 mL de 
KOH 10% em álcool (pode ser NaOH 10%). 
 - Aquecer em banho-maria durante, aproximadamente, 5 minutos. Verificar se a 
saponificação foi completa, observando a solubilidade de uma alíquota da mistura da mistura 
em água. 
2.8.2.Conclusão & Resultados 
 O resultado desse experimento realizado em 03 partes. A primeira se chamada de 
saponificação. Inserimos manteiga e 20ml de NaOH no Erlenmeyer e emoutro Eerlenmeyer 
20ml de óleo de soja e 20ml de NaO e colocamos em banho e maria por cerca de 5 minutos. 
 Depois dividimos em 03 tubos a saponificação tanto do óleo quanto da manteiga, 
totalizando em 06 tubos de ensaios; 
 
 
Figura 22: 06 tubos de ensaio da saponificação de óleo e manteiga 
Fonte: Fotografia realizada no dia 02/04/2022 na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
28 
 
 
Figura 23: Resultados de albumina, leite fervido, leite sem ferver e suco de laranja. 
Fonte: Fotografia realizada no dia 02/04/2022 na aula prática presencial no laboratório da UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
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