[medvet] Vias de administração e coleta de amostras biológicas em animais de laboratório bioterismo biotério contenção reposição sanguinea

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Bioterismo 
Vias de administração 
Coleta de amostras biológicas 
 
 
 
 
Imobilização incorreta do animal gera diestresse 
(incapacidade de superar uma experiência estressante 
levando a uma ruptura do bem-estar individual). As 
alterações fisiológicas podem envolver: 
• Liberação de cortisol 
• Aumento da pressão arterial 
• Hiperglicemia 
• Hiperventilação 
• Aumento do ácido lático 
• Canibalismo de neonatos 
• Aumento da contratilidade do músculo 
esquelético, causando catabolismo de 
creatinina 
 
 
• Agente 
• Espécie a ser utilizada 
• Proporção entre volume e local 
• Estresse 
• Pessoa qualificada 
 
Cuidados 
 
Substâncias irritantes: 
• Irritação ou ulcerações de pele, membros, 
mucosas e muscular 
• Destruição local dos tecidos 
• pH ideal: próximo ao neutro 
• ordem de grau de tolerância de pH: 
oral>IV>IM>SC 
 
Solubilidade: 
• Precipitação de partículas representa via IM 
mais dolorosa 
• Verificar a estabilidade da substância 
 
Biocompatibilidade: 
• lembrar de potenciais lesões teciduais 
• uso de técnicas in vitro para teste são 
interessantes 
 
Substâncias viscosas: 
• Geram mal-estar 
• Difícil administração 
• Agulhas mais calibrosas – cuidado com o dano 
tecidual 
 
Esterilidade: substâncias contaminadas podem gerar 
infecções causando automutilação e óbito 
 
Temperatura da substância: ideal que sejam 
administradas em temperatura corporal. 
 
 
Oral: 
• Inserção de substâncias na dieta ou na água 
 
Gavagem (intra-gástrica): cânula com uma esfera na 
extremidade cuidadosamente introduzida na boca, 
passando pelo esôfago até o estômago. 
Vantagem: dose exata da substância 
Desvantagem: administração inadequada pode gerar 
óbito 
 
Atenção: distensão máxima do estômago de roedores 
é no período escuro. Ou seja, no ciclo claro administrar 
pequenos volumes 
 
Volume máximo que pode ser feita de gavagem: 
 
Substância pastosa: 1mL de substância/100g 
Solução aquosa: 2mL de substância/100g 
 
Para ratos: tubo de 8cm 
Para camundongos: tubo de 4cm 
 
Endovenosa: soluções não irritantes de pH neutro 
Vantagem: 
• Pico da concentração plasmática em poucos 
minutos 
• Pode ser realizado sem anestesia (operador 
com prática de contenção) 
• Útil para fármacos com meia vida curta 
• Tempo de 20 segundos para misturar com o 
volume de sangue circulante 
• Nunca aplicar substância diluída em veículo 
oleoso. Causa embolismo e óbito 
• Existe um equipamento de contenção para 
roedores 
 
• Camundongos e ratos: veias da cauda 
• Hamster: veia peniana 
• Cobaia e coelho: veia marginal (pavilhão 
auricular) 
 
Intraperitoneal: 
Para roedores, é o melhor método. 
Desvantagem: substâncias irritantes podem causar 
peritonite; formação de fibrose por aderência 
Absorção: via sistema porta-hepático. Isso altera a 
dose de administração 
 
Intramuscular: vantagem de liberar a droga na corrente 
sanguínea aos poucos 
 
Intranasal: Não é muito utilizada; 
• Costuma ser feita sob anestesia superficial; 
• Administração de volumes pequenos – 0,02 mL 
 
Intradérmica: não é recomendada. 
• Animal deve estar anestesiado e com a área 
tricotomizada (o que é um problema, pois a 
regulação térmica de roedores é mais sensível) 
• Camada superficial da epiderme – volume 
0,05mL por local 
 
Intracraniana: ainda menos utilizada; geralmente é 
feita para estudos de virologia 
• Animal anestesiado 
• Metade da distância entre o olho e a orelha 
• Volume de 0,03 mL 
 
Coleta de Amostras 
Método não invasivo: gaiolas metabólicas, que separa 
os dejetos. 
 
 
Animal recém transportado: leucócitos e linfócitos 
diminuídos 
 
Mais velhos (1 ano e meio, 2 anos): leucócitos e 
linfócitos diminuídos 
 
Fêmeas: eritrócitos diminuídos 
 
Fase clara: leucócitos aumentados 
 
Coração de ratos: Amostra sanguínea dessa região 
possui eritrócitos, leucócitos e hematócrito 
diminuídos. O animal não sobrevive a esse tipo de 
coleta; são em casos de eutanásia. 
 
Além disso, as diferentes linhagens têm seus próprios 
valores de referência. Método de contenção e 
anestesia também alteram os parâmetros. 
 
 
Volume de sangue do animal: 6 – 8% do peso em 
gramas 
 
• Para volumes representando 1% do peso em 
gramas, não há necessidade de reposição de 
fluidos 
• A reposição natural do organismo é de, em 
média, 1mL/kg/dia 
• Retirada de 1% do peso = 2 semanas para a 
próxima coleta 
• Caso esteja sendo realizada fluidoterapia junto 
a coleta = pode-se coletar 2% 
 
Fluidoterapia: 
• Solução salina, lactato ou solução de ringer 
• 40 – 80 ml/kg a cada 24h 
 
Exemplo: 
Rato de 200g: 5mL por SC ou IP (intraperitôneo) 
Camundongos de 20g: 1 – 2 mL SC ou IP 
 
 
Roedores: 
Sem anestesia Com anestesia 
Veia podal dorsal Sinus retro orbital 
Veia mandibular Veia jugular 
Veia safena Veia da cauda 
 Veia maxilar 
 Punção cardíaca (óbito) 
 
Veia podal dorsal: no pé. Ao puncionar a veia, se coleta 
com um capilar. 
Veia mandibular: camundongos adultos; é feito um 
pique com lâmina de bisturi. Coleta-se a gota. Rápido e 
fácil. 
Veia safena: é feito o garrote. Não é a de preferência. 
Sinus retro orbital: 
• Animal anestesiado e com anestésico 
oftálmico 
• Fácil de ser feito, mas precisa de um operador 
bem treinado 
• Risco de cegar o animal 
• Quantidade de sangue é por capilar 
• Repetir coleta após 10 dias se necessário; 
antes disso, não. 
• Segundo a organização NC3R, é um 
procedimento terminal. Porém, outros 
laboratórios, é realizado sem 
 
Veia jugular: 
• Deve ser feita uma hiperextensão da cabeça do 
animal 
• Passar álcool na região a ser coletado o sangue 
 
Veia da cauda: 
• Possível contaminação com pele/pelos 
• Cauda deve ser aquecida para haver 
vasodilatação (lâmpada ou água quente a mais 
ou menos 35ºC) 
• Muito usados para dosar a glicose 
• Para pequenos volumes (como um capilar) 
pode ser feita a amputação da cauda (1mm em 
camundongos e 2mm em ratos). 
 
Punção cardíaca 
• Anestesia profunda seguida de teste de 
sensibilidade a estímulos dolorosos 
• Inserção da agulha após o término da 
cartilagem xifoide 
• Agulha com ângulo de 45º com leve inclinação 
para a esquerda 
• Deve ser eutanasiado no final (pois estudos 
demonstram que o preenchimento do volume 
cardíaco à quantidade anterior é muito 
doloroso) 
 
Veia auricular: 
• Dilatação do vaso com luz infravermelha 
• Assepsia com álcool 70% 
• Volumes: 
Coletas: 3 – 5 mL 
Eutanásia: 15 – 30mL 
Para minimizar os danos no tecido, cessar as tentativas 
na terceira vez 
 
Hamster: Veia cefálica 
 
Coelhos: veia marginal da orelha 
 
Cobaia 
Canulação: 0,1 – 0,5 mL. Pode se coletar 6 amostras em 
2h e 20 amostras em 24h. por isso, dependendo do 
propósito, vale a pena deixar o animal já canulado. 
➢ Veia femoral 
➢ Veia carótida 
➢ Jugular 
 
Veia safena 
• Realizar anestesia para animais agitados 
• Não realizar depilação com gilete em cobaias 
para não retirar as camadas superficiais da 
pele 
• Coleta por capilar 
 
Punção cardíaca 
• Anestesia profunda 
• Procedimento terminal 
• 1 – 25 mL (dependendo do animal) 
 
Veia társica 
Evitada devido a hemorragia tecidual 
Feita em animais em estação 
Máximo de 3 amostra 0,1-0,3mL de cada membro a 
cada 24h 
 
Hamster 
 
Veia safena: 
• Contenção manual 
• Máximo de 4 amostras a cada 24h. caso haja 
necessidade de mais, deve ser canulado 
 
Punção cardíaca: máximo de 5mL. Procedimento 
terminal 
 
Sino retro orbital: 
• Procedimento terminal 
• Anestesia geral 
• Mistura de sangue venoso com arterial 
• Uso de capilar 
 
 
• Os animais ficam em observação em gaiolas 
individuais; 
• Operador deve estar preparado para tratar 
efeitos indesejáveis 
• Avaliação dos sintomas de dor 
• Em caso de óbito, realizar a necrópsia