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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CÂMPUS DE JABOTICABAL
USO DO ISOFLUORANO EM VEADOS-CATINGUEIRO
(Mazama gouazoubira) PRÉ-TRATADOS COM DIFERENTES
PROTOCOLOS DE CONTENÇÃO QUÍMICA
Pós-graduanda: Marina Salles Munerato
Orientador: Prof. Dr. José Antônio Marques
Co-orientador: Prof. Dr. José Maurício Barbanti Duarte
Jaboticabal – SP
Junho - 2007
i
SUMÁRIO
Página
ABREVIATURAS.......................................................................................................iii
LISTA DE TABELAS..................................................................................................v
LISTA DE FIGURAS................................................................................................viii
RESUMO...................................................................................................................xi
SUMMARY...............................................................................................................xii
I. INTRODUÇÃO........................................................................................................1
II. REVISÃO DE LITERATURA..................................................................................3
1. O veado-catingueiro (Mazama gouazoubira)......................................................3
2. Contenção físico-química...................................................................................4
3. Cloridrato de xilazina..........................................................................................5
4. Cloridrato de cetamina........................................................................................7
5. Associação xilazina e cetamina..........................................................................9
6. Maleato de midazolam......................................................................................11
7. Anestesia inalatória...........................................................................................14
8. Isofluorano........................................................................................................15
III. MATERIAL E MÉTODO......................................................................................17
1. Animais e condições experimentais..................................................................17
2. Período pré-experimental.................................................................................17
2.1 Transposição da artéria carótida esquerda...............................................17
2.2 Pesagem e avaliação clínica dos animais.................................................18
3. Período experimental...........................................................................................19
3.1 Protocolos anestésicos..............................................................................19
3.2 Delineamento experimental.......................................................................20
3.2.1 Mensuração dos parâmetros basais.................................................20
3.2.2 Registros dos parâmetros.................................................................22
3.2.3 Colheita, armazenamento e processamento das amostras
sangüíneas.......................................................................................23
3.2.4 Recuperação anestésica..................................................................25
ii
4. Análise estatística.............................................................................................26
V. RESULTADOS....................................................................................................28
1. Avaliação das contenções físico-químicas e peso dos animais.......................28
2. Parâmetros cardiovasculares...........................................................................33
3. Parâmetros respiratórios...................................................................................38
4. Parâmetros hemogasométricos do sangue venoso e arterial...........................42
5. Temperatura retal.............................................................................................51
6. Parâmetros hematológicos...............................................................................55
7. Parâmetros bioquímicos e cortisol sérico.........................................................64
8. Parâmetros hidroeletrolíticos do sangue venoso e arterial...............................69
VI. DISCUSSÃO......................................................................................................80
1. Avaliação das contenções físico-químicas e peso dos animais.......................80
2. Parâmetros cardiovasculares...........................................................................84
3. Parâmetros respiratórios e hemogasométricos do sangue venoso e arterial...86
4. Temperatura retal.............................................................................................90
5. Parâmetros hematológicos...............................................................................92
6. Parâmetros bioquímicos e cortisol sérico.........................................................93
7. Parâmetros hidroeletrolíticos do sangue venoso e arterial...............................97
VII. CONCLUSÕES.................................................................................................98
VIII. REFERÊNCIAS................................................................................................99
APÊNDICE.............................................................................................................113
iii
LISTA DE ABREVIATURAS
P1 = Protocolo 1, isofluorano
P2 = Protocolo 2, midazolam e isofluorano
P3 = Protocolo 3, cetamina, xilazina, atropina e isofluorano
NUPECCE = Núcleo de Pesquisa e Conservação de Cervídeos
fr = Freqüência Respiratória
ETCO2 = Concentração de Dióxido de Carbono Expirada
SpO2 = Saturação de oxihemoglobina
FC = Freqüência Cardíaca
PAS = Pressão Arterial Sistólica
PAD = Pressão Arterial Diastólica
PAM = Pressão Arterial Média
TR = Temperatura Retal
PAIS = Pressão Arterial Invasiva Sistólica
PAID = Pressão Arterial Invasiva Diastólica
PAIM = Pressão Arterial Invasiva Média
M0, M1, M2, M3, M4, M5, M6 = Momentos de registro dos parâmetros
TCF = Tempo de Contenção Física
TCS = Tempo de Coleta de Sangue
TM = Tempo de Máscara
TI = Tempo de Intubação
TE = Tempo de Estresse
TExt = Tempo de Extubação
TRec = Tempo de Recuperação
SvO2 = Saturação de oxigênio em sangue venoso
PvO2 = Pressão parcial de oxigênio em sangue venoso
PvCO2 = Pressão parcial de dióxido de carbono em sangue venoso
HCO3- = Íons bicarbonato presente no plasma
pH = Logaritmo negativo de íons hidrogênio
SaO2 = Saturação de oxigênio em sangue arterial
iv
PaO2 = Pressão parcial de oxigênio em sangue arterial
PaCO2 = Pressão parcial de dióxido de carbono em sangue arterial
He = Hemácias
Le = Leucócitos
Hb = Hemoglobina
Plaq = Plaquetas
BAS = Basófilo
EOS = Eosinófilo
NB = Neutrófilo Bastonete
NS = Neutrófilo Seguimentado
LINF = Linfócito
MON = Monócito
iCa+2 = Cálcio ionozado
EB = Excesso ou Déficit de Bases
GA = Gap Aniônico
Osm = Osmolaridade
v
LISTA DE TABELAS
Página
Tabela 1 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) obtidos na Análise de
Variância (ANOVA) para as variáveis: Tempo de Contenção Física (TCF), Tempo
de Coleta de Sangue (TCS), Tempo de Máscara (TM), Tempo de Intubação (TI),
Tempo de Estresse (TE), Tempo de Extubação (TExt) e Tempo de Recuperação
(TRec)......................................................................................................................29
Tabela 2 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis:
Freqüência Cardíaca (FC), Pressão Arterial Sistólica(PAS), Pressão Arterial
Diastólica (PAD), Pressão Arterial Média (PAM), Pressão Arterial Invasiva Sistólica
(PAIS), Pressão Arterial Invasiva Diastólica (PAID) e da Pressão Arterial Invasiva
Média (PAIM)...........................................................................................................34
Tabela 3 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis:
Freqüência Cardíaca (FC), Pressão Arterial Sistólica (PAS), Pressão Arterial
Diastólica (PAD), Pressão Arterial Média (PAM), Pressão Arterial Invasiva Sistólica
(PAIS), Pressão Arterial Invasiva Diastólica (PAID) e da Pressão Arterial Invasiva
Média (PAIM) nos protocolos anestésicos (1, 2, 3) sobre os momentos (M0 a
M6)...........................................................................................................................35
Tabela 4 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis:
Freqüência Respiratória (fr), Saturação de O2 (SpO2) e CO2 Expirado (ETCO2)....39
Tabela 5 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis:
Freqüência respiratória (fr) Saturação de O2 (SpO2) e CO2 Expirado (ETCO2) na
interação dos protocolos anestésicos (1, 2, 3) sobre os momentos (M0 a M6)......40
Tabela 6 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis do
sangue venoso: Saturação de Oxigênio calculada (SO2c), Pressão parcial de
Oxigênio (PvO2t), Pressão parcial de dióxido de carbono (PvCO2t), Bicarbonato
presente no plasma (HCO3-) e pH (pHt).........................................................................43
Tabela 7 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para variáveis do
sangue venoso: Saturação de Oxigênio calculada (SO2c), Pressão parcial de
Oxigênio (PvO2t), Pressão parcial de dióxido de carbono (PvCO2t), Bicarbonato
presente no plasma (HCO3-) e pH (pHt) na interação dos Protocolos Anestésicos
(P) sobre os momentos (M0, M2, M4 e M6)............................................................44
vi
Tabela 8 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis do
sangue arterial: Saturação de Oxigênio calculada (SO2c), Pressão parcial de
Oxigênio (PaO2t), Pressão parcial de dióxido de carbono (PaCO2t), Bicarbonato
presente no plasma (HCO3-) e pH (pHt)...................................................................47
Tabela 9 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para variáveis do
sangue arterial: Saturação de Oxigênio calculada (SO2c), Pressão parcial de
Oxigênio (PaO2t), Pressão parcial de dióxido de carbono (PaCO2t), Bicarbonato
presente no plasma (HCO3-) e pH (pHt) na interação dos Protocolos Anestésicos
(P) sobre os momentos (M2, M4 e M6)...................................................................48
Tabela 10 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para a variável:
Temperatura Retal (TR)...........................................................................................52
Tabela 11 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para a variável:
Temperatura Retal (TR) na interação dos protocolos anestésicos (1, 2, 3) sobre os
momentos (M0 a M6)...............................................................................................53
Tabela 12 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis:
Hemácias (He), Leucócitos (Le), Hemoglobina (Hb), Hematócrito (Ht) e Plaquetas
(Plaq).......................................................................................................................56
Tabela 13 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para variáveis:
Hemácias (He), Leucócitos (Le), Hemoglobina (Hb), Hematócrito (Ht) e Plaquetas
(Plaq) na interação dos protocolos anestésicos (1, 2, 3) sobre os momentos (M0,
M2, M4 e M6)...........................................................................................................57
Tabela 14 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis:
Basófilos (BAS), Eosinófilos (EOS), Neutrófilo Bastonete (NB), Neutrófilo
Segmentado (NS), Linfócitos (LINF) e Monócitos (MON)........................................60
Tabela 15 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para variáveis:
Basófilos (BAS), Eosinófilos (EOS), Neutrófilo Bastonete (NB), Neutrófilo
Segmentado (NS), Linfócitos (LINF) e Monócitos (MON) na interação dos
protocolos anestésicos (1, 2, 3) sobre os momentos (M0, M2, M4 e M6)...............61
Tabela 16 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis: Uréia,
Creatinina, Proteínas Totais, Albumina, Glicose e Cortisol.....................................65
Tabela 17 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis:
Uréia, Creatinina, Proteínas Totais, Albumina, Glicose e Cortisol na interação dos
protocolos anestésicos (1, 2, 3) sobre os momentos (M0, M2, M4 e M6)...............66
vii
Tabela 18 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis do
sangue venoso: Íons Sódio (Na+), Íons Potássio (K+), Cálcio ionizado (iCa2+), Íons
Cloro (Cl-), Excesso de Bases (EB), Gap Aniônico (GA) e Osmolaridade (Osm)...70
Tabela 19 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para variáveis do
sangue venoso: Íons Sódio (Na+), Íons Potássio (K+), Cálcio ionizado (iCa2+), Íons
Cloro (Cl-), Excesso de Bases (EB), Gap Aniônico (GA) e Osmolaridade (Osm) na
interação dos Protocolos Anestésicos (P) sobre os momentos (M0, M2, M4 e
M6)...........................................................................................................................71
Tabela 20 - Valores dos níveis de significância (p) do teste F, Coeficientes de
Variação (CV), Médias e Erros Padrão da Média (± EPM) para as variáveis do
sangue arterial: Íons Sódio (Na+), Íons Potássio (K+), Cálcio ionizado (iCa2+), Íons
Cloro (Cl-), Excesso de Bases (EB), Gap Aniônico (GA) e Osmolaridade (Osm)...75
Tabela 21 - Valores Médios e Erros Padrão da Média (± EPM) para variáveis do
sangue arterial: Íons Sódio (Na+), Íons Potássio (K+), Cálcio ionizado (iCa2+), Íons
Cloro (Cl-), Excesso de Bases (EB), Gap Aniônico (GA) e Osmolaridade (Osm) na
interação dos Protocolos Anestésicos (P) sobre os momentos (M0, M2, M4 e
M6)...........................................................................................................................76
viii
LISTA DE FIGURAS
Página
Figura 1 - Valores médios do Tempo de contenção física (TCF), Tempo de coleta
de sangue (TCS), Tempo de máscara (TM), Tempo de intubação (TI), Tempo de
estresse (TE), Tempo de extubação (TExt) e Tempo de recuperação (TRec) de
veados-catingueiros (Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1),
midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3), * p <
0,05 pelo Teste de Tukey........................................................................................30
Figura 2 - Freqüência de ocorrência dos escores de recuperação anestésica de
veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) submetidos ao P1 – isofluorano, P2 –
midazolam e isofluorano e P3 – cetamina/xilazina/atropina e isofluorano..............31
Figura 3 - Valores médios da concentração de isofluorano utilizada em de veados-
catingueiros (Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam
e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3), * p < 0,05 pelo
Teste de Tukey........................................................................................................32Figura 4 - Valores médios do peso estimado e do peso no dia experimental de
veados-catingueiros (Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1),
midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3).......32
Figura 5 - Variação dos valores médios da freqüência cardíaca, pressão arterial
sistólica, pressão arterial diastólica, pressão arterial média de veados-catingueiro
(Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e
isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0
a M6........................................................................................................................ 36
Figura 6 - Variação dos valores médios da pressão arterial invasiva sistólica,
pressão arterial invasiva diastólica e da pressão arterial invasiva média de veados-
catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam
e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos
M0 a M6...................................................................................................................37
Figura 7 - Variação dos valores médios da freqüência respiratória, saturação de
oxihemoglobina e dióxido de carbono de veados-catingueiro (Mazama
gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e
cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0 a M6..................41
Figura 8 - Variação dos valores médios da saturação de oxihemoglobina, pressão
parcial de oxigênio e dióxido de carbono no sangue venoso de veados-catingueiro
(Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e
isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0,
M2, M4 e M6............................................................................................................45
ix
Figura 9 - Variação dos valores médios da concentração de bicarbonato e do pH
do sangue venoso de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados
com isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e
isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6..................................................46
Figura 10 - Variação dos valores médios da saturação de oxihemoglobina, pressão
parcial de oxigênio e dióxido de carbono no sangue arterial de veados-catingueiro
(Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e
isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M2,
M4 e M6...................................................................................................................49
Figura 11 - Variação dos valores médios da concentração de bicarbonato e do pH
do sangue arterial de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com
isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e
isofluorano (P3) nos momentos M2, M4 e M6.........................................................50
Figura 12 - Variação dos valores médios da temperatura retal de veados-
catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam
e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos
M0 a M6...................................................................................................................54
Figura 13 - Variação dos valores médios da contagem total de hemácias e
leucócitos e da hemoglobina de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira)
anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e
cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6... 58
Figura 14 - Variação dos valores médios do hematócrito e plaquetas de veados-
catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam
e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos
M0, M2, M4 e M6.....................................................................................................59
Figura 15 - Variação dos valores médios de basófilos, eosinófilos e neutrófilos
bastonetes de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com
isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e
isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6. * p < 0,05 pelo teste de
Tukey.......................................................................................................................62
Figura 16 - Variação dos valores médios de neutrófilos segmentados, linfócitos e
monócitos de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com
isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e
isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6..................................................63
Figura 17 - Variação dos valores médios da concentração sérica de uréia,
creatinina e proteínas totais de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira)
anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e
cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6... 67
x
Figura 18 - Variação dos valores médios da concentração sérica de albumina,
glicose e cortisol de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com
isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e
isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6..................................................68
Figura 19 - Variação dos valores médios da concentração de íons sódio, potássio
e cálcio ionizado no sangue venoso de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira)
anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e
cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6... 72
Figura 20 - Variação dos valores médios da concentração de íons cloro, excesso
de bases e gap aniônico no sangue venoso de veados-catingueiro (Mazama
gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e
cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6... 73
Figura 21 - Variação dos valores médios da osmolaridade do sangue venoso de
veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1),
midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos
momentos M0, M2, M4 e M6...................................................................................74
Figura 22 - Variação dos valores médios da concentração de íons sódio, potássio
e cálcio ionizado no sangue arterial de veados-catingueiro (Mazama gouazoubira)
anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e
cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6....77
Figura 23 - Variação dos valores médios da concentração de íons cloro, excesso
de bases e gap aniônico no sangue arterial de veados-catingueiro (Mazama
gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1), midazolam e isofluorano (P2) e
cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos momentos M0, M2, M4 e M6... 78
Figura 24 - Variação dos valores médios da osmolaridade do sangue arterial de
veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) anestesiados com isofluorano (P1),
midazolam e isofluorano (P2) e cetamina/xilazina/atropina e isofluorano (P3) nos
momentos M0, M2, M4 e M6...................................................................................79
xi
USO DO ISOFLUORANO EM VEADOS-CATINGUEIRO (Mazama gouazoubira)
PRÉ-TRATADOS COM DIFERENTES PROTOCOLOS DE CONTENÇÃO
QUÍMICA.
RESUMO - Tendo em vista que a contenção química em cervídeos se faz
necessária para realização de procedimentos em cativeiro e preservação de
populações ou indivíduos em vida livre. Objetivou-se comparar três protocolos de
contenção química em veados-catingueiro (Mazama gouazoubira) submetidos à
anestesia inalatória com isofluorano por um período de uma hora. Para isso, quatro
fêmeas e dois machos foram anestesiados aleatoriamente com: Protocolo 1 (P1) -
indução da anestesia com isofluorano através de máscara facial e manutenção da
anestesia através de sonda endotraqueal com o mesmo fármaco, Protocolo2 (P2)
– medicação pré-anestésica com midazolam por via oral, após uma hora, indução
e manutenção anestésica como descrito em P1 e Protocolo 3 (P3) - anestesia com
a associação cetamina/xilazina/atropina por via intravenosa e manutenção
anestésica como descrito em P1. Foram monitoradas as seguintes variáveis:
freqüência cardíaca e respiratória, temperatura retal, pressões arteriais,
parâmetros bioquímicos e hematológicos, parâmetros hemogasométricos e
hidroeletrolíticos do sangue venoso e arterial, cortisol sérico e concentração
expirada de dióxido de carbono e isofluorano. Com exceção da freqüência
respiratória que foi menor no P2 em relação ao P3 e da concentração expirada de
isofluorano (P1>P2>P3), não houve diferenças significativas para nenhuma das
variáveis citadas entre P1, P2 e P3. Embora não tenham sido observadas
diferenças significativas, o P2 reduziu a concentração sérica de cortisol em relação
ao P1 e P3 e o P3 causou menor depressão respiratória e hipotensão em relação
aos demais protocolos (P1 e P2). Portanto, a contenção química com o P2 foi
vantajosa para modulação da resposta ao estresse e o P3, embora similar aos
demais protocolos, promoveu menor depressão do sistema cardiorrespiratório.
Palavras-Chave: anestesia inalatória, cetamina, contenção química, isofluorano,
midazolam, veado-catingueiro, xilazina.
xii
EFFECTS OF ISOFLURANE IN BROWN BROCKET DEER (Mazama
gouazoubira) UNDER DIFFERENT PROTOCOLS OF CHEMICAL RESTRAINT.
ABSTRACT – The chemical restraint of cervids is necessary to perform
many captivity managements and conservation of populations or individuals in free
ranging. The objective of this study was evaluating three different protocols of
chemical restraint in brown brocket deer (Mazama gouazoubira) under one hour of
isoflurane anesthesia. For this, four female and two males was randomly
anesthetized with: Protocol 1 (P1) - direct induction of the anesthesia with
isoflurane through face mask and maintenance of the anesthesia with endotracheal
tube using the same drug, Protocol 2 (P2) – oral medication with midazolam and
after one hour induction and maintenance like described in P1 and Protocol 3 (P3)
– intravenous anesthesia with the ketamine/xylazine/atropine association, and
maintenance like described in P1. The follow variables had been monitored: cardiac
and respiratory frequency, rectal temperature, arterial blood pressures,
biochemistry and hematologic parameters, venous and arterial hemogasometry and
electrolytes parameters, serum cortisol and end-tidal concentration of carbon
dioxide and isoflurane. With exception of the respiratory frequency, that was lower
in P2 than in P1 and P3, and end-tidal concentration of isoflurane that was lesser in
P3 (P1>P2>P3), significant differences had been not observed for none variable
cited among P1, P2 and P3. Although, P2 reduced concentration of serum cortisol
when compared to P1 and P3, and in P3 was observed minor respiratory
depression and hypotension compared with the other protocols (P1 and P2). These
respective data indicate that chemical restraint with P2 was advantageous for
stress modulation and with P3 showed lesser cardiorespiratory depression.
Key-Words: brown brocket deer, chemical restraint, inhaled anesthesia, isoflurane,
ketamine, midazolam, xylazine.
1
I. INTRODUÇÃO
A captura e contenção química de animais selvagens geralmente são
conduzidas sob circunstâncias difíceis. O acesso e melhoria de tais
procedimentos são partes importantes na conservação e manejo de animais em
vida livre e em cativeiro, tornando-se importante o envolvimento do médico
veterinário no contexto multidisciplinar dos projetos de conservação (JESSUP,
1992; FAHLMAN, 2005).
Além de difícil, a captura e contenção física de cervídeos podem resultar
em problemas adicionais, uma vez que estes são reconhecidamente sensíveis
ao estresse, podendo ocorrer traumas, distúrbios metabólicos graves e até
mesmo óbito dos animais (DIAS, 1997; GREEN, 2003; PINHO, 2004). As
vantagens da imobilidade e inconsciência durante a manipulação de cervídeos
em vida livre e/ou em cativeiro têm estimulado estudos a respeito de fármacos
úteis para sua contenção química (SEAL; BUSH, 1987).
Sendo assim, desde 1953, estudos vêem sendo conduzidos utilizando-se
uma série de fármacos de diferentes grupos para promover sedação, analgesia
ou anestesia em cervídeos, de acordo com a necessidade, contribuindo dessa
forma para contenções químicas mais seguras, eficazes e menos empíricas
(NUNES et al., 1997). A etorfina e o fentanil (opióides); a xilazina, romifidina e a
medetomidina (α-2 agonistas); a cetamina e a tiletamina (anestésicos
dissociativos); o diazepam e o zolazepam (ansiolíticos) e a acepromazina
(tranqüilizante) têm sido os mais descritos (JONES, 1984; THURMON;
TRANQUILLI; BENSON, 1996; NUNES et al., 1997; MASSONE, 2003b).
Apesar de muitos estudos terem sido realizados a respeito dos efeitos de
diferentes associações de fármacos para diversas espécies de cervídeos,
poucos foram conduzidos em espécies sul-americanas ou em condições
experimentais controladas (SEAL; BUSH, 1987). Dentre os poucos trabalhos
realizados no Brasil, merecem destaque os trabalhos de PINHO (2000), NUNES
(2001) e PINHO (2004).
2
Em nosso país, podemos atribuir a escassez de estudos de anestesiologia
em cervídeos ao fato de existirem atualmente poucos exemplares em cativeiro,
ao manejo problemático com altas taxas de mortalidade e aos altos custos dos
estudos em vida livre. Entretanto, o manejo desses animais tanto em cativeiro
como em vida livre é uma realidade cada vez mais presente, uma vez que a
degradação de áreas naturais torna necessária a elaboração de planos para o
manejo e conservação ex situ das espécies selvagens. Por essa razão, existe
atualmente a necessidade da utilização de protocolos de contenção química que
permitam a realização de cirurgias como: castrações, partos distócicos,
correções de fraturas, amputações e laparoscospias (FLACH, 1999; DUARTE et
al., 2001).
Tendo em vista a necessidade do controle adequado do plano anestésico
durante a realização desses procedimentos cirúrgicos, tornam-se imprescindíveis
estudos sobre os efeitos de fármacos inalatórios nesses animais. Dentro deste
contexto, a utilização de espécies de maior abundância em cativeiro, como o
veado-catingueiro (Mazama gouazoubira), serve de modelo experimental em
anestesiologia, gerando informações úteis para conservação desta e de outras
espécies de cervídeos.
Portanto, objetivou-se comparar diferentes protocolos de contenção
química em veados-catingueiro submetidos à anestesia inalatória com
isofluorano por um período de uma hora. Os protocolos experimentais formados
objetivaram elucidar se a indução direta com isofluorano através de máscara
facial e manutenção do plano anestésico com o mesmo é um protocolo de
contenção química viável para espécie em questão. Além de estabelecer um
controle para se avaliar quais possíveis alterações o midazolam e a associação
cetamina/xilazina/atropina promovem durante a anestesia inalatória com
isofluorano.
3
II. REVISÃO DE LITERATURA
1. O veado-catingueiro (Mazama gouazoubira)
O veado-catingueiro (Mazama gouazoubira) é originário da América do
Sul, distribuído por quase todo o Brasil, sendo considerada a espécie neotropical
mais abundante da família Cervidae. De hábitos solitários, o veado-catingueiro é
relativamente sedentário, com atividades diurnas, noturnas e crepusculares
(DUARTE, 1996).
Esses animais possuem porte médio, com peso variando de 17 a 23 kg.
Sua coloração varia de um tom cinza até o marrom claro, a orelha é grande e é o
mais delicado dos Mazama (DUARTE; MERINO, 1997). São ruminantes, com
fermentação microbiana ocorrendo principalmente nos compartimentos
estomacais e em menor proporção no ceco e no intestino grosso (BODMER,
1997).
A falta de conhecimento completo sobre a situação das diversas
populações, faz com que até o momentoo veado-catingueiro não esteja incluído
em nenhuma lista oficial de animais ameaçados de extinção (PINDER;
LEEUWENBERG, 1997). A mais recente lista de espécies de mamíferos
ameaçados da união internacional para conservação da natureza e dos recursos
naturais (IUCN) propõe a categoria de dados deficientes (DD) para a espécie
(IUCN, 2006).
Segundo o último censo da Sociedade Brasileira de Zoológicos (SBZ),
aproximadamente 200 animais dessa espécie encontram-se em zoológicos e
criadouros, apesar de sua manutenção em cativeiro ser problemática, já que a
taxa de mortalidade geralmente é maior do que a de natalidade (PINHO, 2004).
A alta mortalidade em cativeiro está em parte relacionada, como destaca PINHO
(2000), ao fato dos cervídeos serem animais reconhecidamente sensíveis ao
efeito do estresse, sendo comum ocorrer traumas, problemas cardiorrespiratórios
e distúrbios metabólicos graves como a acidose e a miopatia de captura.
4
Nos últimos anos o veado-catingueiro tem sido utilizado como modelo
experimental em estudos de anestesiologia conduzidos no cativeiro por se tratar
da espécie neotropical mais abundante em criadouros e zoológicos brasileiros,
fornecendo assim informações úteis para conservação desta e de outras
espécies de cervídeos (PINHO, 2000; PINHO, 2004; MUNERATO et al., 2006).
2. Contenção físico-química
A captura de animais selvagens, incluindo cervídeos de pequeno porte
como o veado-catingueiro, é uma prática comum, que vem sendo realizada na
América desde o período pré-colombiano. Os primeiros registros de captura
destes animais descrevem a contenção manual e a contenção química realizada
através de dardos preparados com venenos, extraído de plantas e animais,
praticada por caçadores de tribos indígenas sul-americanas (BUSH, 1992;
FAHLMAN, 2005).
Atualmente a captura e contenção física ou química de cervídeos são
necessárias para o manejo em zoológicos e fazendas de criação e,
principalmente, para a realização de pesquisas que visem à preservação de
populações ou indivíduos de vida livre (NUNES et al., 1997).
A forma de contenção física mais empregada para cervídeos pequenos do
gênero Mazama é através da contenção manual e da utilização de redes do tipo
“de espera” ou puçás grandes. A contenção manual é realizada apreendendo
firmemente cada membro pélvico do animal, acima da articulação tarso-tibial,
para assim retirar o animal do chão, enquanto outra pessoa completa a
imobilização apreendendo o tórax e a cabeça do mesmo. Esta contenção
apresenta risco de injúrias ao animal, porém quando efetuada por pessoal
treinado se mostra muito eficiente para procedimentos rápidos e/ou indução
anestésica (NUNES et al., 1997; PINHO, 2004).
A contenção química de cervídeos tem sido o método de escolha para
realização de procedimentos, como colheitas de sangue ou de sêmen,
tratamento de afecções que exijam imobilização adequada e para captura de
5
animais em vida livre objetivando-se evitar acidentes (SEAL; BUSH, 1987;
PINHO, 2000).
O início da contenção química de cervídeos sem a finalidade de caça
ocorreu em 1953, com a captura de veados galheiro (Odocoileus virginianus) em
vida livre para realização de um estudo sobre o desenvolvimento dos chifres.
Para isso, foi utilizado um sistema remoto de injeção de fármacos, similar aos
dardos das zarabatanas indígenas (BUSH, 1992).
Desde então, vários estudos foram realizados no intuito de avaliar o efeito
de diferentes fármacos em diversas espécies de cervídeos, contribuindo para
contenções químicas mais seguras e menores taxas de mortalidade em
procedimentos realizados a campo e no cativeiro.
3. Cloridrato de xilazina
O cloridrato de xilazina foi sintetizado em 1962 na Alemanha e vêm sendo
amplamente utilizado em espécies domésticas e selvagens devido,
principalmente, às suas propriedades sedativas e miorrelaxantes (KNIGHT,
1980).
Este fármaco possui como principal mecanismo de ação a estimulação de
receptores α-2 adrenérgicos. A estimulação de receptores α-2 adrenérgicos pré-
sinápticos inibe a liberação de noradrenalina em função da inibição do influxo de
Ca+2 na vesícula sináptica, promovendo sedação, reduzindo o tônus simpático e,
conseqüentemente, causando bradicardia e hipotensão. A estimulação de
receptores pós-sinápticos promove alterações na pressão sangüínea, sendo que
a administração intravenosa resulta em um breve período de hipertensão por
estimulação de receptores α-1 e bradicardia seguida por hipotensão em função
da estimulação de receptores α-2 (CARVALHO; LEMÔNICA, 1998). Em
contraste, a administração intramuscular de xilazina tende a não promover
alterações significativas na pressão sangüínea (WALSH; WILSON, 2002). A
sedação resultante do uso da xilazina também pode ser explicada pela
estimulação de neurônios do locus coeruleus e do córtex frontal do cérebro
6
(KLEIN; KLIDE, 1989). Em ruminantes a xilazina suprime a liberação de insulina
por estimulação de receptores α-2 pré-sinápticos no pâncreas, resultando no
aumento da glicemia e em glicosúria (MUIR et al., 2001b).
Além dos efeitos descritos anteriormente pode ocorrer, sialorréia,
timpanismo ruminal, regurgitação do conteúdo ruminal e bloqueio átrio-ventricular
de grau um, dois e três. A xilazina também promove bom relaxamento muscular
quando utilizada isoladamente. Entretanto, o manejo de cervídeos pode ser
arriscado com o uso isolado desse fármaco, uma vez que a sedação é variável
em doses seguras, existindo a possibilidade dos animais reagirem subitamente
quando manipulados (THURMON; TRANQUILLI; BENSON, 1996).
Em cervídeos a hiperglicemia decorrente da administração intramuscular
de xilazina pode causar redução na ingestão de alimentos por um período de até
72 horas, como observado em cervos nobre (Cervus elaphus (SIMPSON et al.,
1983)) e veados galheiro (Odocoileus virginianus (WARREN et al., 1984)). Dentro
deste contexto, o uso isolado da xilazina pode ser limitante em animais de vida
livre recém introduzidos ao cativeiro, por este se tratar de um período de
adaptação comumente associado à anorexia.
ROUGHTON (1975) evidenciou que veados galheiro (Odocoileus
virginianus) recém capturados em armadilhas do tipo gaiola tiveram menor tempo
de indução após administração intramuscular de xilazina em relação aos animais
que permaneceram nas armadilhas por um período, de 6 a 48 horas, prévio a
indução, sugerindo que o estresse agudo contribui para absorção deste fármaco.
CATTET & BROOK (2004) chegaram à conclusão que em alces (Cervus elaphus
manitobensis) submetidos ao estresse da captura com net gun, a xilazina
utilizada por via intranasal na dose de 1,5 a 2 mg/kg diminui os níveis de cortisol
plasmático, reduzindo o estresse causado por esse método de captura.
Embora o efeito sedativo e relaxante muscular da xilazina seja vantajoso
para o manejo de animais selvagens, este fármaco não promove analgesia
adequada para realização de procedimentos invasivos em cervídeos. Fato este
demonstrado no estudo de WILSON et al. (1996), no qual a xilazina foi ineficiente
7
em promover analgesia, quando utilizada isoladamente e em associação a
azaperona e ao carfentanil, para realização de procedimentos cirúrgicos como a
retirada dos chifres.
Os efeitos da xilazina podem ser revertidos com a administração de
cloridrato de yoimbina, que em cervídeos promove rápida e freqüentemente
completa recuperação da sedação pela xilazina (HSU; SHULAW, 1984; NUNES
et al., 1997). Além da yoimbina podem ser utilizados outros antagonistas de
receptores α-2 adrenérgicos, como a tolazolina e o atipamezole (KREEGER et
al., 1986; GROSS; TRANQUILLI, 1989; KLEIN; KLIDE, 1989; ANCRENAZ;
1994).
Nas últimas décadas o cloridrato de xilazina vem sendo preferencialmente
utilizado em associação a fármacos narcóticos ou dissociativos, no intuito de
tornar a contenção química mais eficiente, segura e menos volumosa (NUNES et
al., 1997). Desde então muitas associações vêm sendo propostas. PEARCE &
KOCK (1989)observaram arritmia cardíaca por bloqueio atrioventricular em um
dos treze cervos-dama (Dama dama) tratados com a associação xilazina, etorfina
e acepromazina. Enquanto JANOVSKY et al. (2000) propuseram associar a
xilazina à tiletamina-zolazepam como alternativa a última associação citada, não
observando diferenças significativas nas respostas fisiológicas entre os
tratamentos. MILLER et al. (2003) observaram hipertermia (> 40°C), maior tempo
de indução e imobilização inadequada em veados galheiro (Odocoileus
virginianus) tratados com a associação xilazina e carfentanil, o que não foi
observado nos animais tratados com xilazina associada ao zolazepam.
Embora a xilazina possa ser associada a diferentes fármacos, a
associação xilazina e cetamina tem sido a mais utilizada para contenção química
de cervídeos (NUNES et al., 1997; WALSH; WILSON, 2002).
4. Cloridrato de cetamina
O cloridrato de cetamina é um anestésico congênere da fenciclidina
sintetizado em 1963 e introduzido em anestesia veterinária em 1970 (BRANSON,
8
2003). Este possui dois isômeros, a cetamina dextrógira e a cetamina levógira,
que diferem na potência anestésica. O preparado racêmico comercial contém
concentração igual dos dois isômeros (PACHALY, 1994).
As propriedades farmacológicas do cloridrato de cetamina consistem em
um complexo mecanismo de ação ainda não muito bem elucidado. Acredita-se
que esse fármaco atue no Sistema Nervoso Central como antagonista dos
receptores excitatórios N-metil-D-aspartato (NMDA), explicando sua ação
analgésica e que também atue em uma variedade de outros receptores, incluindo
os muscarínicos, monoaminérgicos e opióides mu (µ), delta (δ) e kappa (κ)
(OLIVEIRA et al., 2004; RANG et al., 2004a; WRIGHT, 1982).
A ação em receptores muscarínicos produz sintomas anticolinérgicos,
como delírio pós-anestésico em pacientes humanos, broncodilatação e ação
simpatomimética. Porém, não foi esclarecido se este fármaco atua como
agonista ou antagonista nestes receptores (HIROTA; LAMBERT, 1996).
O fato da naloxona reverter parcialmente os efeitos da cetamina pode
estar relacionado a uma interação da naloxona com interneurônios da via
inibitória da dor, impedindo a recaptação de amina e não ao antagonismo de
receptores opiáceos como acreditava-se antigamente. Isso confirmaria que a
ação analgésica da cetamina pode estar em parte relacionada à sua atuação em
receptores monoaminérgicos. Dessa forma, parece ser consenso que sua
atuação em receptores NMDA promove analgesia, entretanto a atuação da
cetamina nos receptores opiáceos (µ, δe κ) e monoaminérgicos precisa ser
melhor investigada a fim de se esclarecer seu mecanismo de ação (HIROTA;
LAMBERT, 1996; OLIVEIRA et al., 2004).
O fármaco em questão, não interfere com os reflexos protetores, causa
depressão respiratória dose dependente em ovinos e bovinos, resultando em
discreto aumento da PaCO2 e diminuição da PaO2 quando administrado
isoladamente. Aumenta a freqüência cardíaca, o débito cardíaco e a pressão
arterial, em decorrência à vasoconstrição periférica, sendo que tais efeitos sobre
o sistema cardiovascular podem estar relacionados à inibição da recaptação de
9
noradrenalina (WRIGHT, 1982; MASSONE, 2003d). Possui biotransformação
hepática e excreção renal. Em ruminantes, promove relaxamento muscular
insatisfatório, porém reduz o risco de regurgitação e aspiração do conteúdo
ruminal (WRIGTH, 1982; PACHALY, 1994).
Em cervídeos, a recuperação anestésica após administração isolada de
cetamina, costuma ser agitada, podendo ocorrer hipertermia em decorrência do
calor gerado pelas contrações musculares (hipertonicidade) e movimentos de
pedalagem, uma vez que o fármaco em questão interfere com o sistema
locomotor. Após a administração intramuscular os efeitos começam a aparecer
em 3 a 4 minutos, através de incoordenação motora e decúbito, que duram de 30
a 60 minutos. Há também o risco de ocorrerem convulsões. Uma excelente
alternativa para redução de seus efeitos adversos nestes animais é a associação
com agonistas α-2 (NUNES et al., 1997).
5. Associação xilazina e cetamina
A associação mais utilizada há 30 anos com bons resultados em
cervídeos e outros ungulados selvagens é a xilazina e a cetamina, por ser
eficiente, barata e segura. Pode ser administrada por via intramuscular ou
intravenosa e apresenta sinergismo com rápida indução e analgesia, devido à
ação anestésica da cetamina e bom relaxamento muscular provocado pela
xilazina, mantendo os reflexos laríngeos presentes (NUNES et al., 1997;
FOSTER, 1999).
Para a contenção química de gazelas em vida livre (Gazella subgutterosa
e Gazella gazella) a associação xilazina e cetamina se mostrou adequada
proporcionando estabilidade cardiovascular com ausência de bloqueio átrio-
ventricular e timpanismo ruminal, mantendo a temperatura retal abaixo de 40 °C.
A recuperação foi calma sem a necessidade do uso de antagonistas α-2
adrenérgicos (FOSTER, 1999).
MCKELVEY & SIMPSON (1985) consideraram que a administração da
associação cetamina e xilazina em cervos nobre (Cervus elaphus) foi suficiente
10
para se conseguir analgesia e relaxamento muscular para realização de
laparoscopias, mas não para laparotomias. Sendo necessário, para realização de
laparotomias, protocolos anestésicos mais adequados.
Um estudo realizado com Odocoileus hemionus crooki capturados em vida
livre com net gun e contidos quimicamente utilizando-se a associação cetamina e
xilazina, demonstrou que este protocolo de contenção físico-química possui
sérias limitações, uma vez que a taxa de mortalidade associada à hipertermia,
miopatia de captura e depressão respiratória foi de 20% (DELGIUDICE et al.,
1989). Todavia, em experimento realizado em cativeiro com cervos dama (Dama
dama), a contenção química com cetamina e xilazina foi considerada adequada,
sendo a hipertermia observada resultado apenas do calor gerado pelas
contrações musculares durante a contenção física dos animais (DREW, 1998).
NUNES et al. (2001) anestesiou 116 cervos-do-pantanal (Blastocerus
dichotomus) com cinco protocolos anestésicos diferentes: cetamina (5 mg/kg) e
xilazina (1 mg/kg); cetamina (5 mg/kg) associada ao midazolam (0,5 mg/kg) e a
xilazina (0,5 mg/kg); cetamina (5 mg/kg) associada ao midazolam (0,5 mg/kg) e a
acepromazina (0,05 mg/kg); cetamina (5 mg/kg) e romifidina (0,1 mg/kg) e
cetamina (8 mg/kg) associada ao midazolam (0,5 mg/kg) e a xilazina (0,5 mg/kg).
Concluindo que a associação de cetamina e xilazina induziu, durante a
anestesia, uma menor freqüência cardíaca (média de 75 batimentos/minuto) e
freqüência respiratória mais estável que os demais protocolos utilizados. Além
disso, essa associação promoveu satisfatória imobilização para o transporte
desses animais. No entanto, a recuperação anestésica foi agitada e o tempo de
anestesia inferior aos demais protocolos.
A ocorrência de distúrbios na condutividade elétrica do miocárdio, após a
administração da associação de cetamina e xilazina, pode resultar em bloqueio
átrio-ventricular de grau um, dois ou três. Estes podem ser evitados com sucesso
em cervídeos sul-americanos com administração de 0,05 mg/kg de sulfato de
atropina associado à cetamina e a xilazina em uma mesma seringa, sem
ocasionarem efeitos adversos nestas espécies (NUNES et al.; 1997). Segundo
11
JONES (1972) a pré-medicação com fármacos que não promovem sedação ou
imobilização adequada em animais selvagens pode ocasionar aumento do
estresse ou fuga, no caso de animais em vida livre.
Embora a xilazina e a cetamina seja uma associação amplamente utilizada
para contenção química de cervídeos, há poucos registros de seu efeito em
associação a fármacos inalatórios como o isofluorano em espécies sul-
americanas. Apenas foi descrito que esta associação pode ser utilizada para
indução anestésica em veados galheiro (Odocoileus virginianus), tornando
possível a intubação orotraqueal após administração de doses adicionais de
cetamina, para posteriormanutenção da anestesia com isofluorano (POSNER et
al., 2005).
6. Maleato de midazolam
O maleato de midazolam foi sintetizado em 1976. Seu mecanismo de ação
envolve a ocupação do sítio benzodiazepínico dos receptores GABAa, facilitando
e potencializando a ação do neurotransmissor inibitório ácido γ-aminobutírico
(GABA) nesses receptores, levando a hipnose, sedação, amnésia e relaxamento
muscular (RANG et al., 2004b). Este fármaco possui meia-vida de
aproximadamente 1,3 a 2,2 horas, tempo de ação menor que o diazepam e é
três a quatro vezes mais potente que este último, além de ser hidrossolúvel
(GROSS, 2003; MASSONE, 2003c).
Em eqüinos o midazolam não promoveu alterações nos níveis de cortisol
plasmático, quando administrado na dose de 0,06 ou 0,1 mg/kg por via
intravenosa, (MASSOCO; PALERMO-NETO, 2003). Entretanto, em pôneis
reduziu a resposta hormonal ao estresse durante a anestesia inalatória com
halotano, diminuindo a concentração plasmática de cortisol, além de promover
uma recuperação mais calma da anestesia (LUNA; TAYLOR; MASSONE, 1997).
Em potros o uso de midazolam quinze minutos antes da aplicação de detomidina
causou ataxia, abaixamento da cabeça e indiferença ao ambiente. Isso facilitou a
12
aproximação e contenção física dos animais e demonstrou os efeitos hipnóticos
e miorrelaxantes dessa benzodiazepina (MARQUES, 1996).
Em ovinos o uso do midazolam é recomendado devido aos seus efeitos
sedativo e antinociceptivo (KYLES; WATERMAN; LIVINGSTON, 1995). Além da
administração por via intramuscular e intravenosa, o midazolam também pode
ser administrado por via traqueal por não causar alterações no sistema
cardiovascular ou respiratório e garantir a integridade do tecido pulmonar. Isto
porque possui em sua formulação cloreto de sódio ao invés de propilenoglicol, o
último utilizado na composição do diazepam (JAIMOVICH; OSBORNE;
SHABINO, 1992). Deve ser utilizado com cautela em ovelhas prenhes, uma vez
que atravessa a barreira placentária e parece atingir concentração plasmática,
distribuição e meia-vida de eliminação iguais tanto no feto como na mãe (VREE
et al., 1984). Entretanto, seu uso é contra indicado em associação a
medetomidina na espécie em questão devido à possibilidade de parada cardíaca
(RAEKALLIO; TULAMO; VALTAMO, 1998).
Os poucos registros do uso do midazolam em cervídeos são para a
espécie Mazama gouazoubira (PINHO, 2000), onde este foi associado à
cetamina e xilazina e à cetamina e romifidina, Blastocerus dichotomus (NUNES,
2001) e Mazama bororo (VOGLIOTTI, 2004), nas quais este foi associado à
cetamina e xilazina e à cetamina e acepromazina. Em todas essas espécies, o
midazolam contribuiu para uma recuperação anestésica mais calma e
potencializou o efeito miorrelaxante dos agonistas α2 utilizados. Além disso,
promoveu contenção química ideal para colocação de rádio-colares em Mazama
bororo quando associado à cetamina e acepromazina, uma vez que os animais
mostraram-se alheios ao colar durante a recuperação, evitando assim a retirada
do mesmo pelos animais (VOGLIOTTI, 2004). Porém, até o momento não
existem registros do uso e efeitos do midazolam utilizado isoladamente em
cervídeos, entretanto acredita-se que se trata de um fármaco promissor para a
tranqüilização e indução anestésica nestes animais (NUNES et al., 1997).
13
Consta na literatura que o uso isolado do midazolam por via intravenosa
pode levar a diferentes graus de sedação em pacientes humanos, uma vez que
ocorre grande variabilidade interindividual após seu uso (KANTO; SJÖVALL;
VUORI, 1982). Além disso, pode causar excitação em ovinos submetidos ao
estresse do transporte (RAEKALLIO; TULAMO; VALTAMO, 1998). Assim, a
administração de midazolam por via oral pode ser uma alternativa para
tranqüilização durante o transporte, contenção física ou como pré-medicação
anestésica, diminuindo o estresse destes procedimentos em cervídeos. A
administração de fármacos ansiolíticos por via oral já se mostrou vantajosa em
ungulados selvagens, reduzindo o estresse causado pela administração
intramuscular e intravenosa, facilitando a captura e o manejo de animais em
cativeiro e em vida livre (THOMAS; ROBINSON; MARBURGER, 1967).
Embora não existam registros do uso oral do midazolam em cervídeos, o
diazepam já foi administrado com sucesso por via oral para tranqüilização de
Odocoileus virginianus (THOMAS; ROBINSON; MARBURGER, 1967) e de Dama
dama (DONE et al., 1975). Para administração às referidas espécies, esse foi
misturado, respectivamente, a ração para eqüino e a uma mistura de farelo e
aveia para ser oferecido aos animais. O diazepam, também foi utilizado em
Antilocapra americana, sendo para isto triturado e misturado em proporção de
1:1 e 1:2 à silagem, adicionando-se a esta mistura xarope Karo® para facilitar a
aderência (PUSATERI; HIBLER; POJAR, 1982). Nesses estudos, o fármaco em
questão foi administrado tanto em animais em vida livre como em cativeiro,
promovendo bom relaxamento muscular, incoordenação motora ou decúbito
esternal, pitose da cabeça e captura facilitada. Como efeito indesejável foi
observado sedação prolongada (> 48 horas) com inabilidade de fuga em
situações de perigo.
O veículo utilizado para administração de fármacos orais geralmente
consistem em alimentos atrativos aos animais. Para animais do gênero Mazama,
existe a possibilidade de serem utilizados pedaços de frutas como veículo para
14
administração oral de fármacos, uma vez que, como observado por VOGLIOTTI
(2004), estes animais possuem grande avidez por frutas.
7. Anestesia inalatória
Durante a década de 1940 agentes voláteis e gasosos foram utilizados
para indução e manutenção da anestesia em mamíferos de difícil manejo. Jaulas
especiais foram construídas para indução anestésica com éter e clorofórmio.
Inicialmente pequenos mamíferos foram submetidos a este método e
posteriormente animais selvagens de grande porte como leões e tigres. A
manutenção anestésica era realizada através de máscara facial e mais tarde
através de sonda endotraqueal utilizando-se aparelhos de anestesia inalatória
em circuito fechado (JONES, 1972).
Atualmente a anestesia inalatória conta com uma série de fármacos para
ser realizada, entre os quais se destacam o halotano, isofluorano, sevofluorano
e, em menor escala na rotina anestésica, o metoxifluorano, óxido nitroso e
enfluorano (STEFFEY, 2003).
DUARTE et al. (2001) & FLACH (1999) comentaram a necessidade de
contenções químicas com a utilização de anestesia inalatória em cervídeos para
realização de cirurgias, que possam ser necessárias, em casos de acidentes
traumáticos (amputações, correções de fraturas, etc.), doenças periodontais,
partos distócicos (cesarianas), castrações, laparotomias, entre outros distúrbios.
O metoxifluorano diluído em oxigênio puro (100%) foi utilizado em 23
cervídeos da espécie Odocoileus hemionus com 25 a 85 dias de idade, através
da contenção física dos animais e indução direta por máscara facial. Os animais
não foram intubados, sendo a máscara mantida durante a manutenção da
anestesia. O tempo médio de indução foi de 3 minutos e a recuperação se
mostrou mais lenta nos animais jovens ou submetidos a plano anestésico
profundo. Notou-se também ótimo relaxamento muscular e ausência de efeitos
adversos ou complicações (TRINDLE; LEWIS, 1978).
15
O halotano foi utilizado em cervídeos após a narcose com hidrato de cloral
necessitando de 0,25 a 1,5 V% para obtenção do plano anestésico adequado.
Além disso, observou-se que a intubação foi um estímulo para regurgitação e a
temperatura ambiente estar elevada ser causa morte de dois animais durante a
anestesia (WOLFF; DAVIS; LUMB, 1965). Também foi comunicada a
possibilidade do uso do halotano associado ao óxido nitroso em cervos nobre
(Cervus elaphus), após a indução com etorfina associada à acepromazina
(WHITELAW; FAWCETT, 1976). Nesse caso, os movimentos de deglutição
foram rapidamente abolidos com a mistura de halotano e óxido nitrosodiluídos
em oxigênio puro no volume de dois litros por minuto. O plano anestésico
adequado, segundo esses autores, é obtido com uma concentração de 0,25 a
1,25% de halotano. Além disso, o uso em cervídeos do óxido nitroso associado
ao halotano, aumenta o relaxamento muscular e diminui as concentrações do
último para manutenção do plano anestésico adequado (WOLFF; DAVIS; LUMB,
1965; WHITELAW; FAWCETT, 1976). Entretanto, em ruminantes o óxido nitroso
é desaconselhável por se difundir no gás dos compartimentos estomacais,
podendo levar a expansão do volume, além de comprometer funções orgânicas,
incluindo a respiração (BUSH, 1996).
Recentemente o halotano foi utilizado para manutenção anestésica em
cervos nobres (Cervus elaphus), após indução anestésica com propofol e
cetamina. Segundo os autores concentrações superiores a 0,9 V% devem ser
utilizadas para promover anestesia nesta espécie, uma vez que nessa
concentração todos os animais responderam ao estimulo nóxico da retirada dos
chifres (WOODBURY et al., 2005). Outros fármacos inalatórios, como o
isofluorano, vêm sendo pouco estudados para contenção química de cervídeos.
8. Isofluorano
O isofluorano foi introduzido em anestesia humana em 1981. Desde então,
vem sendo amplamente utilizado em medicina veterinária por seu coeficiente de
solubilidade ser relativamente baixo (1,4) em relação a outros halogenados,
16
preservar o débito cardíaco, aumentar a freqüência cardíaca sem promover
arritmias, não interferir com a condução atrioventricular, nem sensibilizar o
coração às catecolaminas. Além disso, potencializa a ação de miorrelaxantes,
reduz a dose de outros fármacos e finalmente, não apresenta relatos de
toxicidade hepática ou renal devido a sua taxa de biotransformação ser em torno
de 5% (MASSONE, 2003a; MUIR et al., 2001a; MARSHAL; LONGNECKER,
1996). Porém, também pode causar efeitos indesejáveis como a depressão
respiratória e hipotensão sangüínea devido à diminuição da resistência vascular
periférica ou em resposta a planos anestésicos profundos (EGER II, 1981).
CAULKETT (1997) indicou o uso de isofluorano na concentração 1,3 V%
em cervídeos pré-medicados com xilazina e recomendou a intubação orotraqueal
devido à perda dos reflexos laringotraqueais e possibilidade de regurgitação.
Alertou ainda sobre a possibilidade de hipoventilação se o animal for mantido em
decúbito dorsal e timpanismo ruminal durante a anestesia inalatória com
isofluorano.
Atualmente, nenhum trabalho foi realizado para avaliar os efeitos isolados
do isofluorano em cervídeos. Entretanto, alguns trabalhos descrevem o uso
deste fármaco para manutenção anestésica após indução com xilazina e
cetamina em Odocoileus virginianus (MACLEAN et al., 2006; POSNER et al.,
2005) e após a indução com a associação cetamina, xilazina e midazolam em
Mazama gouazoubira (MUNERATO et al., 2006) durante laparoscopias
realizadas em estudos de reprodução assistida.
A falta de registros sobre os efeitos do isofluorano, na maioria das
espécies de cervídeos sul-americanos, utilizado através de indução direta com
máscara facial ou mesmo sobre sua interação com outros protocolos anestésicos
ou pré-anestésicos, torna sua utilização ainda remota.
17
III. MATERIAL E MÉTODO
1. Animais e condições experimentais
Esse estudo foi aprovado pelo CEBEA - Comitê de Ética e Bem-estar
Animal da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias FCAV – Unesp,
câmpus de Jaboticabal - SP. Foram utilizados seis veados-catingueiro (Mazama
gouazoubira) adultos, dois machos e quatro fêmeas, do Setor de Animais
Silvestres da mesma instituição anteriormente citada. Estes foram mantidos em
baias individuais, nas quais vêm sendo mantidos há anos e alimentados
diariamente com ração para potros, soja perene e água a vontade.
2. Período pré-experimental
2.1. Transposição da artéria carótida esquerda
Os animais foram submetidos à cirurgia para superficialização da artéria
carótida comum esquerda no tecido subcutâneo 45 dias antes do início do
experimento. Para isso, os mesmos foram submetidos a jejum alimentar e hídrico
de 24 horas e anestesiados, após contenção física, com a associação cetamina1
(5 mg/kg), xilazina2 (0,3 mg/kg) e diazepam3 (1 mg/kg) por via intravenosa e
mantidos em anestesia com isofluorano4 diluído em fluxo de 60 ml/kg/min de
oxigênio puro.
Após tricotomia e anti-sepsia da região cervical, foi realizada incisão de
pele de aproximadamente oito centímetros em elipse no terço cranial da região
cervical, sobre a veia jugular externa esquerda. Para visualização da artéria
1 Dopalen – Vetbrands – Jacareí – SP - Brasil.
2 Rompum – Bayer – São Paulo – SP - Brasil.
3 Valium – Roche – Rio de Janeiro – RJ - Brasil.
4 Isoforine – Cristália – Itapira – SP - Brasil.
18
procedeu-se a divulsão do tecido subcutâneo e dos músculos braquiocefálico e
esternocefálico perfazendo-se o bloqueio central do nervo vago com sulfato de
atropina5 (0,05 mg/kg) administrado por via intramuscular. Na seqüência, o nervo
vago foi cuidadosamente divulsionado da artéria para que a mesma fosse
posicionada no terço cranial da região cervical sobre o músculo braquiocefálico e
esternocefálico, procedendo-se a sutura dessa musculatura no intuito de manter
um segmento da artéria carótida no tecido subcutâneo. A musculatura foi
suturada com Vycril6 nº 2-0 e a pele com nylon7 nº 2-0 com pontos simples
separados (Apêndice - Figura 1).
No final do procedimento foi administrado aos animais penicilina
benzatina8 (40.000 UI/kg) e monofenilbutazona9 (4 mg/kg) por via intramuscular e
realizado curativo com iodo povidine e micropore sobre a ferida cirúrgica. Tal
procedimento foi repetido no pós-operatório por sete dias com intervalo de 48
horas e ao final deste retirou-se os pontos de pele.
2.2. Pesagem e avaliação clínica dos animais
A fim de se estabelecer o peso dos animais para o cálculo das doses dos
fármacos utilizados no presente estudo, 30 dias antes do início do experimento,
os animais foram pesados em balança digital com auxílio de caixas de transporte
para contenção. Também foram submetidos a exame coproparasitológico e
colheita de sangue, para realização de hemograma e dosagem de uréia,
creatinina, proteínas totais, albumina e glicose, no intuito de se verificar se os
mesmos apresentavam-se hígidos para que não fosse comprometida a análise
futura dos resultados.
5 Atropion – Ariston – São Paulo – SP - Brasil.
6 Vycril – Johnson & Johnson – São José dos Campos – SP - Brasil.
7 Mononylon – Johnson & Johnson – São José dos Campos – SP - Brasil.
8 Pentabiótico Reforçado – Ford Dogde – São Paulo – SP - Brasil.
9 Monofenew – Vetnil – São Paulo – SP - Brasil.
19
3. Período experimental
3.1. Protocolos anestésicos
Este estudo foi constituído de três fases experimentais, com intervalo de
um mês entre elas, onde foram utilizados aleatoriamente três protocolos
anestésicos, sendo os mesmos seis animais submetidos a cada um dos
seguintes protocolos:
Protocolo 1 (P1) – indução da anestesia com isofluorano, utilizando-se
máscara facial, na concentração de 3 V% diluído em fluxo de 150 ml/kg/min de
oxigênio puro através de circuito anestésico com reinalação parcial de gases
dotado de vaporizador calibrado para o agente anestésico10. Após a perda do
reflexo laringotraqueal, os animais foram intubados com auxílio de laringoscópio,
utilizando-se sonda endotraqueal nº 5,0 ou 5,5 e mantidos no plano 2 do estágio
III de Guedel com isofluorano em fluxo diluente de 60 ml/kg/min de oxigênio puro.
Protocolo 2 (P2) – medicação pré-anestésica com 0,5 mg/kg de maleato
de midazolam11 administrado por via oral. Para isso, os comprimidos de
midazolam foram triturados, pesados em balança de precisão e manipulados em
cápsulas gelatinosas, com base no peso dos animais obtidos 30 dias antes do
experimento. No momento da administração, as cápsulas foram introduzidas em
uma fatia de banana para ingestão voluntária dos animais. A medicação pré-
anestésica foi realizada umahora antes da indução da anestesia com isofluorano
utilizando-se máscara facial como descrito no P1.
Protocolo 3 (P3) – indução anestésica com 5 mg/kg de cetamina, 1 mg/kg
de xilazina e 0,05 mg/kg de sulfato de atropina em bolus através da
cateterização12 da veia safena esquerda. Logo após a contenção química dos
animais, foi administrado isofluorano utilizando-se máscara facial para a perda do
reflexo laringotraqueal, como descrito no P1.
10 Aparelho de anestesia portátil – HB Hospitalar – São Paulo – SP - Brasil.
11 Dormonid – Roche – Rio de Janeiro – RJ- Brasil.
12 Angiocath – Bencton Dickinson and Company – São Paulo – SP - Brasil.
20
3.2. Delineamento experimental
Todos os animais foram submetidos a jejum hídrico e alimentar de 24
horas antes da anestesia. O experimento foi realizado sempre pela manhã, no
intuito de se padronizar as possíveis interferências das oscilações fisiológicas do
cortisol sérico ao longo do dia e viabilizar o processamento das amostras de
sangue no período da tarde.
Às 9h os animais receberam independente do protocolo, duas fatias de
banana que, no P2, serviu como veículo para administração dos comprimidos de
midazolam. Transcorrida uma hora deste manejo, os animais foram contidos
fisicamente, como descrito por NUNES et al. (1997), por dois membros da equipe
do Núcleo de Pesquisa e Conservação de Cervídeos (NUPECCE). Em seguida
tiveram os olhos e pavilhão auricular protegidos, com o intuito de diminuir os
estímulos visuais e sonoros, para assim ser efetuada a colheita da primeira
amostra de sangue venoso.
Ao final da colheita das amostras de sangue dos animais nas baias, os
mesmos foram levados até a sala onde o experimento foi realizado, a qual se
localiza a aproximadamente 20 metros das mesmas. Assim, foi iniciada a
mensuração dos parâmetros basais antes da indução anestésica (M0).
3.2.1 Mensuração dos parâmetros basais
Os seguintes parâmetros foram mensurados e registrados imediatamente
após a primeira colheita de sangue venoso (M0), no intuito de se obter os
parâmetros basais do animal sob contenção física:
Freqüência Respiratória (fr), mensurada pela contagem das incursões
torácicas por minuto dos movimentos respiratórios;
Capnometria, mensurada através de monitor multiparamétrico digital 17,
calibrado para medir por processo não invasivo a concentração do dióxido de
carbono expirado (ETCO2). O sensor foi acoplado entre a sonda endotraqueal e
a traquéia do aparelho de anestesia;
21
Saturação de Oxigênio (SpO2), mensurada utilizando-se oxímetro de
pulso13, calibrado para medir por processo não invasivo a porcentagem de
saturação de oxigênio da hemoglobina funcional em sangue arterial, sendo a
probe colocada na orelha ou na língua;
Freqüência cardíaca (FC), mensurada através da contagem dos
intervalos R–R, utilizando-se aparelho eletrocardiógrafo digital14 nas derivações
de membros I, II, III, aVR, aVL, aVF, com o registro em software com velocidade
50 mm/seg e calibrado para 1cm = 1 miliVolts;
Pressão Arterial Sistólica (PAS), Pressão Arterial Diastólica (PAD) e
Pressão Arterial Média (PAM), mensuradas por método não invasivo através de
esfignomanômetro digital tipo oscilométrico15, com manguito neonatal
posicionado no membro torácico direito na altura do úmero;
Temperatura Retal (TR), aferida continuamente com probe retal através
de monitor digital 16.
Após a mensuração e registro dos parâmetros basais (M0) a indução
anestésica dos protocolos P1, P2 e P3 foi efetuada e os animais mantidos em
decúbito lateral direito sob anestesia com isofluorano, como descrito
anteriormente, por uma hora. A temperatura ambiente e umidade relativa do ar,
no interior da sala onde se realizou o experimento, foram registradas
continuamente durante as anestesias utilizando-se termohigrômetro digital17.
Durante os primeiros cinco minutos da anestesia, foi realizada a tricotomia
e anti-sepsia na região da artéria carótida esquerda previamente transposta,
introduzindo-se por via transcutânea um cateter12 nº 20 ou 22 no lúmen da
artéria. O manguito do monitor multiparamétrico18, utilizado para mensurar a
pressão arterial de forma invasiva, foi acoplado ao cateter através de torneira de
13 Vet/Ox plus 4700 - Heska Corporation - Waukesha – USA.
14 Mod. ECGPC – TEB – São Paulo – SP - Brasil.
15 Digimax mod. 5000 – Digicare – Rio de Janeiro – RJ - Brasil.
16 Vet/Ox plus S10 - Heska Corporation – Waukesha – USA.
17 Modelo 9680.02 - Incoterm – Canela – RS - Brasil.
18 Digimax Mod 500 – Digicare – Rio de Janeiro – RJ - Brasil.
22
três vias, sendo este circuito previamente preenchido com heparina19 na diluição
1:10 em solução de cloreto de sódio a 0,9%.
Assim, cinco minutos após M0, iniciou-se a mensuração do próximo
momento (M1), a partir do qual a pressão arterial pôde ser mensurada também
de forma invasiva e realizada colheita do sangue arterial. A cada colheita de
sangue arterial o circuito foi lavado com aproximadamente 1 ml de solução de
heparina.
Portanto, além dos parâmetros mensurados em M0, também foram
registrados nos demais momentos (M1 a M6):
Pressão Arterial Sistólica (PAIS), Pressão Arterial Diastólica (PAID) e
Pressão Arterial Média (PAIM) mensuradas de forma invasiva através de
monitor multiparamétrico acoplado ao cateter introduzido no lúmen arterial.
Concentração Expirada de Isofluorano, mensurada através de
analisador de gases20 dotado de filtro de carvão ativado para absorção do gás
metano expirado, cujo sensor foi a adaptado através de torneira de três vias à
sonda endotraqueal.
3.2.2. Registros dos parâmetros
As mensurações dos parâmetros anteriormente descritos foram
registradas nos momentos:
M1 – 5 minutos após a intubação.
M2 – 10 minutos após M1;
M3, M4, M5 e M6 – a cada 10 minutos.
Sinais clínicos como: rotação do globo ocular, presença ou ausência de
reflexo auricular, palpebral, corneal, interdigital, genital, relaxamento muscular e
sensibilidade cutânea, também foram registrados em cada um dos momentos
acima descritos.
19 Heparin – Cristália – São Paulo – SP - Brasil.
20 Ohmeda Mod RGM – Ohmeda – Louisvile – USA.
23
Para avaliar a presença de relaxamento muscular foram estabelecidos
movimentos de flexão e extensão dos membros posteriores. Para avaliação da
sensibilidade cutânea, utilizou-se a ponta de uma caneta para verificação de
sensibilidade existente nas regiões do dorso, membros e períneo nos momentos
M1 a M6. O reflexo interdigital foi verificado pinçando-se a região interdigital dos
membros posteriores com uma pinça Kocher dente de rato até o primeiro estágio
da cremalheira, caso o animal movimentasse o membro este era considerado
presente. Houve o cuidado de proteger a região interdigital com três gazes
dobradas ao meio para aplicação do estímulo doloroso, evitando-se assim
injúrias aos tecidos (EGER II; SAIDMAN; BRANDSTATER, 1965).
3.2.3. Colheita, armazenamento e processamento das amostras
sangüíneas
Foi realizada colheita de 8 ml de sangue através de venopunção da veia
jugular esquerda, utilizando-se tubos vacutainer®21 sem anticoagulante, para
obtenção de soro para dosagens de albumina, uréia, creatinina, proteínas totais
e cortisol sérico. Também foi realizada colheita de 4 ml de sangue com tubos
vacutainer contendo EDTA para consecução do hemograma e 2 ml com tubos
vacutainer pediátricos contendo fluoreto de sódio para dosagem de glicose,
durante quatro momentos diferentes.
A primeira amostra de sangue venoso foi colhida imediatamente após a
contenção física (M0) e as demais amostras aos 15, 35 e 55 minutos após a
indução anestésica (M2, M4 e M6).
Além disso, foi realizada colheita de 1 ml de sangue venoso da veia
safena utilizando-se seringas de 1 ml previamente heparinizadas desde o M0,
sendo que nos momentos M2, M4 e M6, além do sangue venoso, também foi
colhido 1 ml de sangue arterial da artéria carótida comum esquerda. A colheita
do sangue arterial foi realizada utilizando-se seringa de 1 ml previamente
heparinizada acopladaa torneira de três vias colocada no cateter introduzido na
21 Vacutainer® - BD – São Paulo – SP - Brasil.
24
artéria em questão. Após a colheita de tais amostras as seringas foram vedadas
para a mensuração dos parâmetros hemogasométricos e hidroeletrolíticos.
Logo após o término das anestesias 1 ml de soro foi congelado a - 20°C
para posterior realização da dosagem de cortisol, as amostras de sangue
destinadas a hemogasometria mantidas, desde o momento da colheita, a 10°C
em recipiente isotérmico e analisadas num período inferior a duas horas pós-
colheita. As demais amostras foram refrigeradas a 10°C até o momento do
processamento no período da tarde do dia experimental.
As contagens de hemácias e leucócitos foram realizadas manualmente em
câmaras de Neubauer22. As contagens plaquetárias e as contagens diferenciais
dos leucócitos, foram obtidas em esfregaços sanguíneos corados com uma
mistura de Metanol, MayGrunwad e Giemsa. O hematócrito foi obtido através de
centrifugação.
As concentrações de hemoglobina, uréia, creatinina, albumina, glicose e
proteínas séricas obtidas através de reagentes comerciais23 e posterior leitura
espectofotométrica.
As mensurações dos parâmetros hemogasométricos e hidroeletrolíticos:
saturação de oxihemoglobina, pressão parcial de oxigênio, pressão parcial de
dióxido de carbono, bicarbonato, pH, Na+, K+, iCa2+, Cl-, excesso de bases, gap
aniônico e osmolaridade, foram realizadas através do equipamento de
hemogasometria OMINI C24.
O cortisol foi mensurado através da técnica de ensaio imunoenzimático
(ELISA), com a colaboração do Laboratório de Fisiologia Animal da FCAV –
Unesp câmpus de Jaboticabal, utilizando o anticorpo Ab R486625. A reatividade
cruzada deste anticorpo é de: cortisol 100,0%; prednisolona 9,9%; prednisona
6,3%; cortisona 5,0%; corticosterona 0,7%; todos os demais metabólitos <0,5%
22 Herka – Berlim – Alemanha.
23 Labtest – Lagoa Santa – MG - Brasil.
24 OMINI C – Roche – Rio de Janeiro – RJ - Brasil.
25 University of California – Davis – CA – USA.
25
(MUNRO, C. J. comunicação pessoal). Todas as amostras foram diluídas em
tampão de diluição26 (amostras puras até 1:10) e dosadas em duplicata. A
validação das dosagens hormonais foi feita como descrito por BROWN et al.
(2004), no intuito de averiguar a eficácia da dosagem do cortisol no soro de
veados-catingueiro. Para isso foi realizado inicialmente um pool das amostras de
soro e a partir deste as diluições seriadas (1:2 a 1:128). A curva-padrão e a
formada pelo pool diluído apresentaram uma disposição paralela, o que validou o
teste. A validação fisiológica foi feita pela correspondência entre as
concentrações de cortisol e a condição fisiológica esperada para animais
selvagens antes do estresse (menor concentração de cortisol em M0) e depois
de expostos ao estresse da contenção físico-química (maior concentração de
cortisol em M2, M4 e M6). Os coeficientes de variação intra e interensaio do
foram de 4,8 % e 10,7 %, respectivamente, com porcentagem de ligação de 24
%. A sensibilidade do ensaio foi de 3,9 pg/poço e as concentrações de cortisol
foram expressas em nanograma por mililitro de soro (ng/ml).
3.2.4. Recuperação anestésica
Ao final de uma hora de anestesia o isofluorano foi desligado, os animais
foram pesados em balança digital para verificação de possíveis alterações no
peso vivo (peso no dia experimental), posicionados em decúbito esternal em
suas respectivas baias e observados até o momento de estação.
A qualidade da recuperação anestésica foi observada, semelhante ao
descrito por PINHO (2000), considerando-se os seguintes escores: 1- Excelente
(levanta após a primeira tentativa sem nenhuma ataxia); 2- Boa (levanta após
uma ou duas tentativas sem ou com pouca ataxia); 3- Satisfatória (levanta após
uma a três tentativas com ataxia prolongada); 4- Moderada (mais de três
tentativas para levantar com ataxia prolongada sem ou com pouca excitação); 5-
Ruim (mais de três tentativas para levantar com evidente excitação e alto risco
de injúrias).
26 0,1M NaPO4, 0,149M NaCl, pH 7,0.
26
Os períodos de tempo necessários para realização da contenção física
dos animais dentro da baia, colheita da primeira amostra de sangue, indução
com isofluorano utilizando-se máscara facial, intubação orotraqueal, estresse,
extubação e recuperação também foram mensurados. O período entre a entrada
dos membros da equipe no interior da baia até a imobilização do animal foi
caracterizado como tempo para contenção física e da entrada da equipe no
interior da baia até o final da colheita do primeiro tubo vacutainer® de sangue
como tempo de colheita de sangue. O tempo de indução com a máscara foi
caracterizado como o período de exposição do animal ao isofluorano através da
máscara e o tempo de intubação como o período entre a retirada da máscara até
a intubação orotraqueal. O tempo de estresse foi caracterizado como o período
entre a entrada dos tratadores na baia até a intubação orotraqueal. Já os tempos
de extubação e recuperação como o período em que o isofluorano foi desligado
até a extubação orotraqueal e posição quadrupedal (estação), respectivamente.
Segue abaixo um esquema dessas mensurações:
4. Análise estatística
Para análise dos dados foi usado o teste de análise de variância (“One-
way” ANOVA) por meio de delineamento em parcelas subdivididas, tendo como
tratamento principal os protocolos anestésicos e como tratamento secundário os
Captura
do
animal
Contenção
física do
animal
Coleta
da 1ª
amostra
de
sangue
venoso
Indução
com
isofluorano
através de
máscara
facial
Intubação
orotraqueal
Transporte
do animal até
a sala onde o
experimento
foi realizado
Tempo de contenção
física (TCF)
Tempo de coleta de
sangue (TCS)
Tempo
de
máscara
(TM)
Tempo de
intubação
(TI)
Tempo de estresse (TE)
Anestesia
inalatória
com
isofluorano
Extubação
orotraqueal
Tempo de
recuperação
(TRec)
Tempo de
extubação
(TExt)
Entrada dos
membros da
equipe na baia
Interrupção da
administração
de isofluorano
Animal em
recuperação
Animal em
estação
Captura
do
animal
Contenção
física do
animal
Coleta
da 1ª
amostra
de
sangue
venoso
Indução
com
isofluorano
através de
máscara
facial
Intubação
orotraqueal
Transporte
do animal até
a sala onde o
experimento
foi realizado
Tempo de contenção
física (TCF)
Tempo de coleta de
sangue (TCS)
Tempo
de
máscara
(TM)
Tempo de
intubação
(TI)
Tempo de estresse (TE)
Anestesia
inalatória
com
isofluorano
Extubação
orotraqueal
Tempo de
recuperação
(TRec)
Tempo de
extubação
(TExt)
Entrada dos
membros da
equipe na baia
Interrupção da
administração
de isofluorano
Animal em
recuperação
Animal em
estação
27
momentos, seguido do teste de Tukey usando o SAS27. Para a análise dos dados
de qualidade de recuperação anestésica foi utilizado o teste não paramétrico de
Kruskal-Wallis, seguido do teste de Wilcoxon usando o GraphPad Prism28.
Valores de p < 0,05 foram considerados significativos. Para analisar se houve
diferenças significativas entre o peso dos animais um mês antes do experimento
e o peso no dia experimental foi utilizado o teste de correlação de Pearson
usando o SAS. Valores de µ ≠ 0 foram considerados significativos.
27 SAS Institute Inc – Carry – NC – USA.
28 GraphPad Software Inc – San Diego – CA – USA.
28
IV. RESULTADOS
1. Avaliação das contenções físico-químicas e peso dos animais
O período de tempo necessário para contenção física dos animais no
interior das baias, colheita da primeira amostra de sangue venoso utilizado para
dosagem do cortisol e extubação não foi significativamente diferente entre os
protocolos. Porém, o período de tempo necessário para indução anestésica com
isofluorano através da máscara facial e período de tempo que os animais foram
submetidos ao estresse da contenção física, foi significativamente menor no P3
do que no P1. A intubação orotraqueal foi significativamente mais demorada para
o P1 do que para o P2 e P3. O período de tempo