Raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f sp cubense - Subsídios para caracterização de praga quarentenária ausente

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RAÇA 4 
TROPICAL DE 
FUSARIUM 
OXYSPORUM 
F.SP. CUBENSE
Subsídios para caracterização de 
Praga Quarentenária Ausente
Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
Secretaria de Defesa Agropecuária
Raça 4 tropical de 
Fusarium oxysporum 
f.sp. cubense
Subsídios para caracterização de Praga 
Quarentenária Ausente
Missão do Mapa:
Promover o desenvolvimento sustentável 
da agropecuária e a segurança e 
competitividade de seus produtos
Brasília
Mapa
2018
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1ª edição. Ano 2018
Elaboração, distribuição, informações:
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CEP: 70043-900 Brasília - DF
Tel.: (61) 3218-2700
e-mail: cgpp.dsv@agricultura.gov.br
Coordenação Editorial – Assessoria de Comunicação e Eventos
Autores:
Dr. Miguel Angel Dita Rodriguez - Embrapa Mandioca e Fruticultura
Dr. Fernando Haddad - Embrapa Mandioca e Fruticultura
Equipe técnica:
Paulo Parizzi
Ricardo Kobal Raski
Tiago Rodrigo Lohmann
Catalogação na Fonte
Biblioteca Nacional de Agricultura – BINAGRI
Brasil. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento.
Raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f.sp. cubense : subsídios para caracterização de 
praga quarentenária ausente / Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. 
Secretaria de Defesa Agropecuária. – Brasília : MAPA/SDA, 2018.
37 p. : il.
ISBN 978-85-7991-114-9
1. Praga de planta. 2. Doença de planta. 3. Musa spp. 4. Fusarium oxysporum. 5. 
Patogenicidade. 6. Levantamento fitossanitário. I. Secretaria de Defesa Agropecuária. 
II. Título.
AGRIS H10
 CDU 632:634.773
Índice
Introdução ............................................................................................................................. 5
Capítulo I Folha de dados de Fusarium oxysporum f. sp. cubense (E.F. SM.) W.C. Snyder & 
h.n. Hansen Raça 4 Tropical (Foc R4T) .............................................................................. 6
1.1 Identidade da praga ....................................................................................................... 6
1.2 Notas sobre taxonomia, nomenclatura e diversidade genética de Fusarium oxysporum 
f. sp. cubense ......................................................................................................................... 7
1.3 Hospedeiros de Fusarium oxysporum f. sp. cubense .................................................... 8
1.4 Distribuição geográfica da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. 
cubese .................................................................................................................................... 9
1.5 Biologia, ecologia e hábitos de Fusarium oxysporum f. sp. cubense .............................. 10
1.5.1 Dispersão da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense ....................... 11
1.6 Vias de dispersão da praga no comércio ..................................................................... 12
1.7 Descrição morfológica de Fusarium oxysporum f. sp. cubense ................................. 12
1.8 Sintomas do Mal-do-Panamá da bananeira ................................................................ 13
1.9 Importância e impacto da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f.sp. cubense .....16
1.10 Risco fitossanitário da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense ......... 17
1.11 Detecção da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense ......................... 17
1.12 Reconhecimento, monitoramento e avaliação de danos ......................................... 18
1.13 Manejo de riscos e medidas de prevenção ................................................................ 18
1.14 Informações gerais sobre fatores que favorecem o desenvolvimento da doença e 
manejo fitossanitário ......................................................................................................... 20
1. 15 Bibliografia ................................................................................................................ 21
Capítulo II - Protocolo para o diagnóstico da Raça 4 Tropical Fusarium oxysporum f. sp. 
cubense (Foc R4T) ............................................................................................................. 25
2.1 Metodologia para a coleta de amostras de tecidos de plantas de bananas e plátanos 
afetadas de do mal-do-Panamá ....................................................................................... 25
2.1.1 Procedimentos ........................................................................................................... 25
2.1.2 Observações gerais sobre a coleta de amostras ....................................................... 26
2.2 Protocolo para o diagnóstico da raça 4 tropical de R4T Fusarium oxysporum f. sp. 
cubense ................................................................................................................................ 28
2.2.1 Metodologia para o isolamento de Fusarium oxysporum f. sp. cubense a partir de 
amostras de tecidos de bananas e plátanos afetados de do mal-do-Panamá ................. 30
2.2.2 Identificação da raça 4 tropical de Foc por reação em cadeia de polimerase (PCR) 
.............................................................................................................................................. 31
2.3 Registros ........................................................................................................................ 31
2.4 Bibliografia ................................................................................................................... 33
ANEXOS -Capítulo II ........................................................................................................... 34
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Introdução
O mal-do-Panamá, causado pelo fungo de solo Fusarium oxysporum f.sp. cubense (Foc), tem sido 
historicamente uma das doenças mais destrutivas da bananeira, sendo considerada uma das dez 
doenças mais importantes da história da agricultura. A raça 1 de Foc foi responsável pela epidemia 
que causou grande impacto à indústria bananeira de exportação das Américas na metade do 
século passado, provocando o desaparecimento da maioria dos plantios comerciais da variedade 
Gros Michel, que é altamente suscetível à raça 1. No Brasil, esta raça também provocou grande 
impacto na variedade ‘Maçã’, muito apreciada pelo consumidor brasileiro, mas que é cada vez mais 
rara nos mercados, devido à sua suscetibilidade à doença. A indústria de exportação contornou 
o problema substituindo ‘Gros Michel’ por clones do subgrupo Cavendish que são resistentes à 
raça 1 e tem garantido a exportação da fruta desde então. Vale destacar que, no Brasil, a doença 
continuou causando perdas nas variedades do tipo Prata, sendo que altos níveis de incidência têm 
sido constatados nos últimos anos na cultivar Prata-Anã, principal variedade plantada no país. 
O mal-do-Panamá é endêmico em todas as regiões bananicultoras do mundo. O controle 
químico da doença é inviável e alternativas de controle cultural e/ou biológico são ineficientes. O 
uso de cultivares resistentes é a estratégia de controle mais eficiente, mas está sujeito à aparição 
de novas raças do patógeno. Em 1990 uma nova variante de Foc, que afeta seriamente as cultivares 
do subgrupo Cavendish foi identificada no Sul da Ásia. Denominada como raça 4 tropical (R4T), 
essa variante tem se disseminado rapidamente na Ásia, causando grandes perdas na região, 
com notado impacto na Indonésia, nas Filipinas e na China. Estima-se que mais de 100.000ha 
plantados com banana já foram destruídos pela doença. A raça 4 tropical é mais agressiva que a 
raça 1 e estimativas apontam que, atualmente, mais de 80% da produção de bananas e plátanos 
provenham de variedades suscetíveis a essa raça. No Brasil, onde a praga ainda não foi relatada, 
essa cifra pode atingir 90% da produção nacional.
O surgimento do Foc R4T tornou o mal-do-Panamá a maior ameaça da bananicultura mundial. 
Apesar desta raça não ter sido ainda relatada nas Américas, existe o risco iminente de sua introdução 
e prova disso são os relatos de surtos recentes de Foc R4T na Jordânia (2013), Moçambique (2013), 
Paquistão, Líbano e o Norte de Queensland na Austrália (2015), Laos e Vietnã (2017), indicando 
sua capacidade de se disseminar para novas regiões
O presente documento tem por objetivo fornecer subsídios ao Departamento de Sanidade 
Vegetal (DSV) do Ministério De Agricultura Pecuária e Abastecimento (MAPA) para que Foc R4T seja 
incluída na lista de pragas quarentenárias ausentes do Brasil e permita desta forma proceder com 
medidas fitossanitárias de vigilância e campanhas de prevenção e conscientização. O documento 
é dividido em dois capítulos. O Capítulo I contém informações relevantes da praga enquanto o 
Capítulo II descreve os procedimentos para garantir o diagnóstico correto da praga.
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Capítulo I
FOLHA DE DADOS DE Fusarium oxysporum f. sp. cubense (E.F. SM.) W.C. SNYDER & H.N. HANSEN 
Raça 4 Tropical (Foc R4T)
1.1 Identidade da praga 
Nome: Fusarium oxysporum f. sp. cubense (E.F. Sm.) W.C. Snyder & H.N. Hansen Raça 4 Tropical 
•	 Posição taxonômica
•	 Domínio: Eukaryota
•	 Reino: Fungi
•	 Filo: Ascomycota
•	 Classe: Ascomycetes
•	 Subclasse: Sordariomycetidae
•	 Ordem: Hypocreales
•	 Família: Nectriaceae
Nomes comuns (CABI 2007)
•	 Português: Mal-do-Panamá; Murcha de Fusário; Fusariose da bananeira 
•	 Espanhol: Marchitez por Fusarium de los bananos y plátanos; Mal de Panamá
•	 Inglês: Fusarium wilt of banana; Panama disease of banana; Fusarium vascular wilt of 
banana and abaca; Banana wilt
•	 Francês: Maladie de Panama; Fusariose du bananier
•	 Alemão: Panama-Krankheit; Banane Welke
•	 Java: Javanese vascular wilt
1 A raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp cubense (Foc R4T) possui características semelhantes às demais raças já 
presentes no Brasil, com a diferença de que é patogênica às variedades do subgrupo Cavendish em condições tropicais e que pertence 
a um Grupo de Compatibilidade Vegetativa que não está presente no Brasil. Estas diferenças são suficientemente significativas 
para afetar a condição da praga (presença ou ausência em uma área). A informação biológica apresentada nesta folha de dados, 
embora não tenha sido tomada estritamente de estudos realizados com Foc R4T, é aplicável a esta raça.
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1.2 Notas sobre taxonomia, nomenclatura e diversidade genética de Fusarium 
oxysporum f. sp. cubense
Fusarium oxysporum é um complexo de fungos filamentosos anamórficos morfologicamente 
indistinguíveis (O’Donnell e Cigelnick, 1998), no qual figuram saprófitas, antagonistas e patógenas 
a plantas, animais e humanos. No caso dos patógenos de plantas, em sua maioria causam murchas, 
tombamento de plântulas (“damping off”) e necrose de órgãos e raízes. Do ponto de vista agrícola 
e econômico o complexo Fusarium oxysporum engloba os patógenos mais importantes do gênero 
Fusarium (Ploetz, 2006).
A especialização da patogenicidade em certos gêneros e/ou famílias de plantas, originou a 
classificação em formae speciales (Snyder e Hansen, 1940). Desta forma, foram identificadas mais 
de 100 formae speciales com patogenicidade única a certos hospedeiros ou limitada a espécies 
de plantas geneticamente relacionadas.
Fusarium oxysporum f. sp. cubense, agente causal do mal-do-Panamá da bananeira, não pode 
ser distinguida morfologicamente de outras formae speciales de Fusarium oxysporum, endófitas 
não patogênicas, saprófitas e/ou antagonistas (Snyder e Hansen, 1940; Messiaen e Cassini, 1968; 
Booth, 1971; Leslie e Summerell, 2006). A forma specialis cubense é designada somente sob a 
evidência de provas de patogenicidade em Musa spp.
A história da taxonomia de Fusarium oxysporum f. sp. cubense foi revisada por Stover (1962), 
Ploetz e Pegg, (2000), Pérez-Vicente, (2004) e Ploetz (2005).
Bancroft (1876) isolou pela primeira vez um organismo de natureza fúngica em plantas de 
bananeira doentes com sintomas de murcha vascular. Higgins (1904), observou associação fúngica 
em plantas de bananas que padeciam de murcha letal. Smith, em 1908, realizou o primeiro 
isolamento do fungo a partir de amostras de plantas doentes originárias de Cuba e designou a 
espécie Fusarium cubense (Smith, 1910). Ashby (1913), realizou a primeira descrição detalhada 
em meio de cultura do agente causal e Brandes (1919) confirmou os postulados de Koch e a 
patogenicidade nas variedade de bananeira ‘Gros Michel’ (AAA), ‘Maçã’ (AAB) e ‘Bluggoe’ (ABB). 
Em 1935, H. W. Wollenweber e O. A. Reinking reconheceram que Fusarium cubense era uma 
variante de Fusarium oxysporum (Wollenweber e Reinking, 1935). Snyder e Hansen (1940), ao criar 
o sistema de formae speciales, renomearam como Fusarium oxysporum f. sp. cubense a todas as 
espécies do complexo Fusarium oxysporum capazes de provocar sintomas de murcha em musáceas.
O conceito de raça tem sido utilizado para diferenciar populações de Foc desde meados do 
século passado (Stover, 1962). As raças de Foc foram designadas com base na sua patogenicidade 
a variedades diferenciadoras de banana, em condições de campo. Foram descritas quatro raças 
patogênicas de Foc (Stover e Waite, 1960; Stover, 1962; Moore et al., 1993; Su et al., 1986). A raça 
1 ataca os clones Gros Michel (AAA), Maçã (Silk, AAB), Prata (AAB) e Pisang awak (ABB); a raça 2 
ataca Bluggoe (ABB), conhecido no Brasil como ‘Figo’; a raça 3 (Stover, 1962; Waite e Stover, 1960) 
ataca as helicônias (Heliconia spp.), mas como não afeta as bananeiras, não é mais considerada 
como parte da estrutura racial da forma specialis cubense (Ploetz, 2005). A raça 4 é patogênica a 
variedades do subgrupo Cavendish (AAA) e a todos os cultivares suscetíveis às raças 1 e 2. 
8
Até a década de 1990, todos os casos de infecções em Cavendish estiveram relacionados com 
plantas submetidas a estresse, particularmente de temperaturas baixas, como ocorre nos cultivos em 
regiões subtropicais como em Taiwan (Su et al., 1986), Ilhas Canárias, África do Sul, sul da Austrália 
e sul do Brasil (Ploetz, 1990). Estas populações foram denominadas como raça 4 subtropical - R4S 
(Su et al., 1986; Grimbeek et al., 2001; Ploetz, 2005).
A partir de 1990, com o estabelecimento de plantios de banana Cavendish na zona equatorial 
tropical da Ásia, na Indonésia e na Malásia, começaram a ser relatados casos de mal-do-Panamá 
nas variedades do subgrupo Cavendish. Por ocasionarem a doença em Cavendish, em condições 
tropicais, originou a denominação raça 4 tropical (R4T). É importante salientar que, diferentemente 
de R4S, R4T afeta os clones Cavendish tanto em condições sub- como tropicais. Adicionalmente, 
R4T também afeta as mesmas variedades afetadas pelas raças 1 e 2 (Gros Michel, Maçã, Bluggoe), 
bem como outras variedades que não são utilizadas como referência na classificação de raças (Pegg 
et al., 1993; Ploetz e Pegg, 2000; Ploetz 2006). 
Como a classificação em raças não envolve caracterização genética, passou-se a utilizar o conceito 
de grupos de compatibilidade vegetativa, que envolve a capacidade de formar heterocariontes 
entre populações para sua caracterização. Até o momento, foram identificados 24 grupos de 
compatibilidade vegetativa (VCGs; do inglês Vegetative Compatibility Groups) para Foc, considerando 
populações de todo o mundo (Ploetz e Correll, 1988; Ploetz, 1990; Brake et al., 1990; Leslie, 1990; 
Pegg et al. 1993; Hernández et al., 1993; Ploetz e Pegg, 2000). Estudos de VCGs determinaram que 
as populaçõesdenominadas como raça 4 subtropical estavam agrupadas em pelo menos sete grupos 
(0120, 0121, 0122, 0129, 01211, 01210 e 01215). De maneira diferente, todos os isolados obtidos 
de Cavendish nas condições tropicais pertencem a um único grupo: 01213. Foi ainda relatado que 
isolados R4T pertencem ao grupo 01216 ou ao complexo 01213/16, mas na realidade tudo indica 
que é um mesmo grupo (Dita et al. 2010, Ordoñez et al. 2015).
Desta maneira, concluiu-se que R4T era geneticamente distinta das populações de Foc 
anteriormente classificadas como raça 1, 2 e raça 4 subtropical (Pegg et al., 1994; Bentley et al., 
1998; Koenig et al., 1997; Ploetz 2006) e que representava uma séria ameaça para a bananicultura 
mundial. Estudos recentes revelaram que alguns dos surtos de R4T relatados fora do continente 
asiático [Paquistão, Líbano, Jordânia] pertencem a uma mesma população e ao VCG 01213 (Ordoñes 
et al., 2015).
1.3 Hospedeiros de Fusarium oxysporum f. sp. cubense 
a. Hospedeiros primários (cultivados ou silvestres). Em condições de campo, Foc R4T está 
associado aos gêneros Musa [Musa spp., Musa textilis , Musa acuminata, Musa balbisiana 
(Stover, 1962; CABI, 2007)] e Heliconia [Heliconia spp., H. caribaea, H. psittacorum, H. mariae 
(Stover, 1962; CABI, 2007)].
b. Outros hospedeiros. Foc também pode infectar diferentes espécies silvestres, algumas 
das quais são consideradas como ervas daninhas ou vegetação espontânea nos bananais, 
tais como: 
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•	 Chloris inflata sem. Chloris barbata (CABI, 2007 Hennessy et al., 2005; 
•	 Commelina diffusa. Wardlaw, (1972), 
•	 Ensete ventricosum. Wardlaw, 1972), 
•	 Euphorbia heterophylla. (CABI, 2007; Hennessy et al., 2005) 
•	 Tridax procumbens (CABI, 2007; Hennessy et al., 2005). 
1.4 Distribuição geográfica da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense 
•	 A raça 4 tropical de Foc foi oficialmente confirmada nos seguintes países:
•	 Taiwan (Su et al., 1986; Ploetz e Pegg, 2000; Hwang e Ko, 2004);
•	 Malásia (Malásia peninsular e Sarawak; Ong, 1996);
•	 Indonésia (Halmahera, Irian Jaya, Java, Sulawesi, Kalimantan e Sumatra) (Nuhardi e Harlion 
1994; Pegg et al., 1996; Ploetz e Pegg, 2000; Lee et al., 2001; Ploetz, 2005; O’Neill et al., 2009);
•	 Filipinas (Molina et al., 2008);
•	 República Popular China (em Guangdong, Guangxi, Hunan, Hainan) (Qi, 2001; Qi et al., 2008);
•	 Omã (Muscat, 2012);
•	 Moçambique (IPPC; 2013)
•	 Paquistão (Ordoñes et al. 2015)
•	 Líbano (Ordoñes et al. 2015)
•	 Austrália (os territórios do Norte, 1997 e Queensland, 2015) (Ploetz e Pegg, 2000; ABGC, 
2015).
•	 Laos (Chittarath et al., 2017)
•	 Vietnã (Hung et al., 2017)
Na Índia foi relatada a presença de populações do grupo de compatibilidade (VCG) 0124, 
normalmente associado a populações da raça 1, atacando variedades do subgrupo Cavendish 
(Thangavelu e Mustafa, 2010), porém há carência de informações oficiais sobre seu impacto. Este 
relato produziu certa preocupação no mundo, mas é importante ressaltar que até o momento a 
Índia é considerada como área livre de Foc R4T. 
Até o presente momento isolados R4T não foram detectados em nenhum país do continente 
americano. Na figura 1, pode-se observar o mapa com a distribuição atual das raças de Foc. 
10
 Figura 1. Distribuição global de raças de Fusarium oxysporum f.sp cubense (David Brown).
1.5 Biologia, ecologia e hábitos de Fusarium oxysporum f. sp cubense
Fusarium oxysporum f. sp. cubense é um fungo de reprodução assexual (anamorfo), e até a 
atualidade, sem estado sexual (teleomorfo) conhecido.
Fusarium oxysporum f. sp. cubense produz macro, microconídios e clamidósporos, os quais 
garantem a reprodução e a dispersão do fungo. Na ausência de tecidos vivos do hospedeiro, o 
patógeno é capaz de sobreviver em forma de clamidósporos, em restos de tecidos mortos e no 
solo. Nessas condições o fungo pode permanecer e sobreviver por até 30 anos (Stover, 1972). Foc 
também pode viver como endófito, de maneira assintomática, em ervas daninhas (Ver sessão 1.3. 
Hospedeiros).
A infecção em bananeira inicia com a resposta do patógeno a exsudatos das raízes. A penetração 
ocorre fundamentalmente pelas raízes secundárias. Depois da germinação, as hifas se aderem à 
epiderme e a penetram diretamente nos tecidos radiculares. O micélio avança intracelularmente 
através do córtex e alcança o xilema. Uma vez alcançado o xilema, Foc permanece dentro dele, 
onde produz microconídios que se movem para cima pela corrente de seiva, colonizando os feixes 
vasculares vizinhos, produzindo novos microconídios, macroconídios e clamidósporos (Li et al., 2011). 
Os sintomas típicos de murcha são o resultado de: a) estrese severo pela falta de água devido 
ao tamponamento dos vasos do xilema e destruição dos feixes vasculares; b) acúmulo de micélio 
de Foc e produção de toxinas; c) resposta de defesa do hospedeiro, que inclui a produção de 
tiloses (Beckman, 1990). Enquanto a planta estiver viva, o patógeno se encontra limitado às células 
11
do xilema e a algumas células acompanhantes, mas uma vez que a planta morre, ele invade o 
parênquima e esporula profusamente (Ploetz e Pegg, 2000).
Resumindo, a infecção de Foc é um fenômeno complexo que requer uma série de processos 
altamente regulados: 1) reconhecimento das raízes do hospedeiro, mediante sinalização que 
atualmente ainda não é bem conhecida; 2) adesão à superfície das raízes e diferenciação das 
hifas de penetração; 3) penetração do córtex das raízes e degradação das barreiras físicas do 
hospedeiro à infecção (como é a endoderme) para alcançar o xilema; 4) adaptação ao ambiente 
intracelular do hospedeiro incluindo os compostos antifúngicos produzidos como resposta de 
defesa; 5) proliferação nos vasos xilemáticos e produção de estruturas reprodutivas e 6) secreção 
de fatores de virulência (Di Pietro, et al., 2003).
O micélio de Foc cresce no intervalo de temperaturas entre 9 e 38 ºC com uma fase de crescimento 
ótimo entre 23 e 27 ºC (Pérez-Vicente et al., 2003). 
1.5.1 Dispersão da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense 
Fusarium oxysporum f. sp. cubense pode se dispersar através de material vegetal (material de 
plantio, partes de plantas contaminadas), solo e água. Acredita-se que ventos, acompanhados de 
chuva, podem dispersar Foc, mas há carência de estudos que confirmem esta hipótese. Neste caso, 
em países frequentemente atingidos por furacões ou fortes tempestades a dispersão do fungo 
poderia ser facilitada. Em condições secas, o vento também poderia ser um veículo de dispersão 
de Foc ao arrastar partículas de solo (pó) contendo estruturas do fungo. Algumas considerações 
sobre dispersão através de material vegetal, solo e água são descritas a seguir.
Dispersão em material vegetal. A dispersão de Foc, seja local (dentro da propriedade) ou a 
grandes distâncias (outras propriedades, países ou regiões), ocorre principalmente de maneira 
assistida pelo homem, através do traslado e plantio de perfilhos visivelmente sadios (assintomáticos), 
porém já infectados. Segundo estimativa de Hwang e Ko (2004), entre 30 e 40% dos perfilhos 
obtidos de uma touceira de banana Cavendish afetada pela doença desenvolverão a doença no 
futuro. Todavia, há possibilidade de que 100% dos perfilhos estejam infectados, portanto, todos os 
perfilhos provenientes de uma planta doente são potenciais fontes de inóculo e, consequentemente, 
vias de introdução e dispersão da praga. Foc R4T também pode se dispersar por meio de materiais 
de propagação infectados, visivelmente assintomáticos, de outros hospedeiros, por exemplo de 
Heliconia spp. (CABI, 2007). Tecidos de pseudocaule e folhas de plantas afetadas também podem 
ser vias de dispersão de Foc. É frequente que folhas e pseudocaules sejam utilizados para o 
acondicionamento ou embalagem de bananas que são transportadas de um lugar a outro. Estes 
tecidos infectados devem ser considerados como vias de dispersão de Foc.
Dispersãoatravés do solo. Foc pode se dispersar por movimentação de solo contaminado de 
maneira natural e/ou artificial. A via natural ocorre através da deslocação de solo provocada pelas 
chuvas ou pelo vento. A via artificial está relacionada com solo aderido a implementos agrícolas, 
veículos, sapatos e roupas. Mudas de outras espécies que não a bananeira, acondicionadas em 
substratos que utilizam solo infectado de plantios de bananeira podem constituir outra via de 
dispersão do patógeno.
12
Dispersão através da água. Fusarium oxysporum f. sp. cubense pode se dispersar de maneira 
eficiente através da água de irrigação ou da água de escoamento depois das chuvas, bem como 
no curso de rios cujo leito corra entre áreas com presença da praga e áreas livres. Caso se utilize 
água de um reservatório contaminado com Foc para irrigar áreas livres, a praga pode se dispersar 
rápida e eficientemente.
Até o momento da publicação deste documento não foram encontradas evidências sobre a 
dispersão de Foc R4T através de frutos de bananeira.
1.6 Vias de dispersão da praga no comércio. 
As vias da praga no comércio são:
•	 Material de plantio;
•	 Partes de plantas não destinadas ao plantio;
•	 Partes de plantas utilizadas como embalagem;
•	 Solo e substratos;
•	 Solo aderido a produtos vegetais, maquinaria, contêineres, ferramentas agrícolas, calçado, 
roupas, pneus de equipamentos de uso agrícola e transporte, etc.
Nota. A principal forma de dispersão internacional de Foc, incluindo a história mais recente de 
Foc R4T, é através do movimento de material de plantio assintomático, porém já infectados. Outra 
via importante de dispersão do patógeno no comercio é no solo que se mobiliza com plantas de 
viveiro ou em produtos vegetais, maquinaria, contêineres, ferramentas agrícolas, calcado, roupas, 
animais, entre outros.
1.7 Descrição morfológica de Fusarium oxysporum f. sp. cubense
Fusarium oxysporum f. sp. cubense não pode ser distinguida morfologicamente de outras 
formae speciales de Fusarium oxysporum, que podem ser endófitas não patogênicas, saprófitas e/
ou antagonistas (Snyder e Hansen, 1940; Messiaen e Cassini, 1968; Booth, 1971 Leslie e Summerell, 
2006). A forma specialis cubense é designada somente sob a evidência de provas de patogenicidade 
em Musa spp.
O fungo produz macro e microconídios abundantemente, em estruturas alaranjadas conhecidas 
como esporodóquios. O estado sexual (teleomorfo) até o momento ainda não foi encontrado, 
mesmo em isolamentos que apresentam os genes Mat 1 e Mat 2 (Fourie et al., 2011). 
Os macroconídios são abundantes, com dimensões que variam entre 27-55 x 3,3-5,5 µm. Podem 
ser falciformes ou retilíneos. Normalmente apresentam três septos, mas podem ter até cinco. A 
célula apical geralmente é atenuada ou, em alguns isolados, tem formato de gancho, enquanto 
a célula basal é pediforme. Geralmente são formados em monofiálides ou em esporodóquios 
ramificados, mas também podem ser formados em monofiálides sobre hifas (Figura 2A). 
Os microconídios normalmente não apresentam septos, podendo ser ovais, elípticos ou reniformes. 
13
Apresentam dimensão variando de 5-16 x 2,4-3,5 µm. Formam-se abundantemente em falsas 
cabeças em monofiálides curtas (Figuras 2B e 2C).
Os clamidósporos são formados abundamente em hifas ou em conídios, isolados ou em cadeia, 
usualmente em pares. Sua dimensão varia entre 7 a 11 µm (Figura 2D). Em meio de cultivo BDA 
(Batata-Dextrose-Agar) apresentam cor variando de violeta a preta.
As colônias apresentam morfologia variável quando cultivadas em meio BDA. O micélio pode 
ser cotonoso, esparso, ou abundante e de cor branca com tons variáveis de salmão a violeta pálido. 
F. oxysporum geralmente produz pigmentos de cor violeta pálido a vermelho escuro em meio 
de cultivo BDA, embora alguns isolados não produzam nenhum pigmento (Stover, 1962; Ploetz, 
1990; Pérez-Vicente et al., 2003). Alguns isolados mudam rapidamente da forma “pinnotal” (com 
abundância de agregados gordurosos ou brilhantes de conídios) a um micélio plano úmido de cor 
branco-amarelo pálido a pêssego em meio de cultivo BDA (Stover, 1962; Ploetz, 1990). 
 
Figura 2. Estruturas reprodutivas de Fusarium oxysoporum f. sp. cubense. A. Macroconídios. B. Microconídios C. Fiálides e 
microconídios agrupados em falsas cabeças. D. Clamidósporos E. Fusarium oxysporum f. sp. cubense raça 4 tropical em meio 
de cultivo BDA. F. Esporodóquios de cor laranja formados na superfície em meio de cultivo BDA. Fotos: M.A. Dita (A, B, D, E, F) e 
L. Pérez-Vicente (C).
1.8 Sintomas do Mal-do-Panamá da bananeira
Não há diferenças nos sintomas produzidos pelas as diferentes raças de Foc em banana. Portanto, 
as raças não podem ser diferenciadas entre si com base nos sintomas que provocam. (Stover, 1962; 
Ploetz, 1990; Ploetz e Pegg, 2000). 
O mal-do-Panamá da bananeira pode apresentar dois tipos de sintomas externos: “síndrome” 
das folhas amarelas e “síndrome” das folhas verdes (Stover, 1962; Pérez-Vicente, 2004).
“Síndrome” de folha amarela. É o sintoma externo mais clássico e característico do mal-do-
Panamá das bananeiras. Caracteriza-se inicialmente pela aparição de um amarelecimento nas 
bordas das folhas mais velhas (este sintoma pode ser confundido com a deficiência de potássio, 
especialmente em condições de seca ou frio). O amarelecimento das folhas progride das mais 
14
velhas para as mais jovens (Figura 3A). As folhas gradualmente colapsam no pecíolo ou mais 
frequentemente em direção à base da nervura central e se quebram, dando uma aparência de 
“saia”, com folhas mortas ao redor do pseudocaule (Figura 3D).
“Síndrome” de folha verde: Em contraste com a síndrome de folha amarela, em alguns clones 
e/ou condições, as folhas das plantas afetadas permanecem predominantemente verdes até que 
os pecíolos se dobram e as folhas colapsam (Figura 3C).
De modo geral, as folhas mais jovens são as últimas a mostrar sintomas e frequentemente 
permanecem anormalmente eretas. O crescimento não cessa em uma planta infectada e as folhas 
novas que surgem são usualmente de aparência mais pálida que a das plantas sadias. A lâmina 
da folha emergente pode estar marcadamente reduzida, enrugada e distorcida. No pseudocaule 
também podem se manifestar rachaduras longitudinais (Figura 3B). Nos frutos não há evidências 
de sintomas.
Figura 3. Sintomas externos do mal-do-Panamá em bananeira. A. Planta da variedade Cavendish mostrando amarelecimento 
generalizado nas folhas (“síndrome de folha amarela”) causada pela raça 4 tropical B. Rachaduras na base do pseudocaule. C. Planta 
da variedade Pisang awak afetada por mal-do-Panamá com folhas verdes (“síndrome de folha verde”). D. Detalhes da quebra das 
folhas na base do pecíolo. Fotos: M. A. Dita. (A,B,D) e L. Pérez-Vicente (C).
Uma planta de banana suscetível, quando afetada pelo mal-do-Panamá, raramente se recupera. 
Entretanto, pode ocorrer crescimento da planta por algum tempo e a produção de muitos perfilhos 
antes de que a planta mãe finalmente morra. Estes perfilhos, apesar de visivelmente sadios, 
provavelmente estão infectados por Foc.
Os sintomas internos se caracterizam por uma descoloração vascular que começa com o 
amarelecimento dos tecidos vasculares nas raízes e cormos, o qual progride para formar necrose 
contínua de coloração amarela escuro, avermelhada ou parda no pseudocaule, o que é característico 
da doença (Figura 4). Em clones muito suscetíveis, os sintomas nos feixes vasculares também podem 
ser observados nos pecíolos das folhas inferiores que normalmente mostram amarelecimento 
acentuado.
15
Figura 4. Sintomas internos do mal-do-Panamá em banana. A e B. Cortes transversais no rizoma mostrando necrose dos tecidos. 
C e D. Cortes transversais no pseudocaule mostrando necrose avançada do tecido vascular. E. Corte longitudinal do pseudocaule 
mostrando necrose ao longo dos feixes vasculares. Fotos: L. Pérez-Vicente (A) e M. A. Dita (B,C, D, E)Em determinados casos, o mal-do-Panamá é confundido com a murcha bacteriana (Moko) 
causada por Ralstonia solanacearum raça 2. Estas doenças podem ser diferenciadas pelos seguintes 
critérios:
•	 Início e progressão dos sintomas. No mal-do-Panamá os sintomas progridem das folhas 
mais velhas para as mais jovens. Na murcha bacteriana ou Moko, os sintomas progridem 
geralmente das folhas mais jovens para as mais velhas. Costuma-se dizer que, enquanto 
a murcha bacteriana ou Moko vai de “dentro para fora”, o mal-do-Panamá vai de “fora 
para dentro”.
•	 Sintomas nos perfilhos. Na murcha bacteriana ou Moko os perfilhos jovens que emergem 
do rizoma mostram distorções e podridão, podendo morrer. No mal-do-Panamá, não se 
observam sintomas nos perfilhos jovens em crescimento.
•	 Presença de sinais ou exsudados. Na murcha bacteriana ou Moko é possível observar 
exsudações da bactéria em tecidos afetados (raízes, pseudocaules, engaço, flores e rizoma) 
quando estes são cortados. Plantas afetadas pelo mal-do-Panamá não apresentam exsudações.
•	 Sintomas em frutos. Na murcha bacteriana ou Moko há necrose e podridão interna dos 
frutos. No mal-do-Panamá não se observam sintomas nos frutos.
16
1.9 Importância e impacto da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f.sp. cubense
•	 Taiwan. A doença foi identificada em plantações de Cavendish em 1967, embora na época se 
imaginou que o agente causal fosse a raça 4 subtropical. A doença se dispersou rapidamente 
e o número de plantas afetadas aumentou de 1 a 5.536 em três anos. Em 1976 1200 ha 
de bananeira já estavam afetados, representando aproximadamente 500.000 plantas de 
banana (Hwang e Ko, 2004). Em 1989 se determinou que as populações mais frequentes nas 
epidemias pertenciam ao grupo de compatibilidade 01213, confirmando assim a presença 
da R4T (Molina, 2009). Como resultado do ataque de Foc R4T e da ocorrência de tufões, o 
sistema de cultivo precisou ser alterado, de plantações permanentes para plantações anuais 
de alta densidade de plantas por unidade de superfície. Nos anos 60 o país exportava 60 mil 
caixas de 12 kg. Na atualidade o país não exporta mais de 6 mil caixas anuais. O aumento 
dos custos com mão-de-obra, devido ao impacto de Foc R4T, bem como à concorrência 
externa, contribuíram para este cenário
•	 Malásia Peninsular. Foc R4T foi detectada em 1992 em Cavendish em uma fazenda de 392 
ha. Quatro anos depois 30% das bananeiras nesta fazenda estavam infectadas (Ong, 1996).
•	 Indonésia. No início dos anos 90, foram estabelecidos plantios de bananeira Cavendish na 
Indonésia e na Malásia. O objetivo era abastecer os crescentes mercados do leste da Ásia e 
do Oriente Médio. Em apenas dois anos depois de seu estabelecimento, estas propriedades 
foram destruídas severamente por Foc R4T. Calcula-se que mais de 8 milhões de plantas 
foram destruídas por ano, motivo pelo qual as plantações foram abandonadas (Nasdir, 2003).
•	 Austrália. Foc R4T foi identificada no norte da Austrália em 1997 limitando a exploração 
comercial do cultivo (Molina, 2009). Em 2014 a doença foi classificada como endêmica 
nessa localidade. Em março e abril de 2015, Foc R4T foi relatada em Queensland com 
surtos independentes em duas propriedades diferentes. Conhecedores do impacto 
potencial de R4T, as autoridades implementaram um agressivo plano de contingência 
e biossegurança com investimentos de mais de 22 milhões de dólares até fevereiro do 
ano de 2015 (ABGC, 2017).
•	 China. Há evidências de que a doença estava presente desde 1996 em Panyu, província de 
Guandong. Em 1998 se estimou que 14 mil hectares estavam afetados, cifra que aumentou 
para 40 mil em 2010. Além da cultivar Cavendish, Foc R4T também atacou seriamente as 
plantações da popular variedade local ‘Fenjiao’ (ABB, subgrupo Pisang awak). A doença se 
dispersou rapidamente a outras províncias. Acredita-se que a dispersão através da água do 
rio Pearl tenha influenciado fortemente a velocidade de disseminação da doença.
•	 Filipinas. Em 2008 se confirmou a presença de Foc R4T. A incidência de Foc R4T nas propriedades 
monitoradas aumentou de 700 casos em 2005 para 15.000 casos em 2007 (Molina et al., 2008). 
•	 Moçambique. Após a confirmação oficial da presença de R4T em 2013, nenhuma publicação 
oficial sobre o impacto da doença tem sido constatada. Comunicações informais destacam 
que a doença tem se dispersado rapidamente e que as estratégias de erradicação e contenção 
não foram eficientes. 
17
•	 Omã, Paquistão, Líbano, Vietnã e Laos. Os relatos nesses países são relativamente recentes 
e até o momento não há dados conclusivos sobre o impacto da doença nessas localidades.
1.10 Risco fitossanitário da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense
As potencias vias de entrada de Foc R4T no Brasil são, principalmente, plantas hospedeiras (vivas 
ou mortas) ou partes infectadas das mesmas e solo procedente de lugares de produção infectados 
com a praga. Na sequência são fornecidos alguns exemplos de possíveis vias de entrada:
•	 Material vegetal de musáceas (material propagativo, restos de cultivo, souvenires)
•	 Material vegetal de hospedeiros alternativos
•	 Substratos (exemplo de fibra de coco) na sua condição original (embalagens) ou utilizados 
em material vegetal de importação 
•	 Ferramentas e maquinários agrícolas.
•	 Contêineres e embalagens com restos desolo e/ou material vegetal contaminado
•	 Pessoas com ou sem relação direta com o setor bananeiro procedentes de países com a 
presença de Foc R4T e/ou com escala nesses países
•	 Roupas, bagagens e calçados de viajantes
Uma vez introduzida a praga, a dispersão da mesma a novos lugares pode ocorrer pelo movimento 
de solo, no transporte terrestre e fluvial entre países a partir de lugares onde a praga está presente 
para lugares livres. É importante ressaltar o risco de dispersão da praga em material de propagação, 
pois historicamente esta tem sido a principal via de dispersão de Foc.
A introdução de Foc R4T no Brasil pode significar a substituição de genótipos de bananas e 
plátanos mais populares aos consumidores por genótipos de menor aceitação e que eventualmente 
podem requerer práticas de cultivo diferentes. O impacto socioeconômico na sociedade brasileira 
seria incalculável. Além disso Foc R4T é considerado praga quarentenária ausente nos seguintes 
países: Colômbia, Equador, Honduras, Panamá, Costa Rica e Peru. Adicionalmente, Foc R4T é listado 
como organismo prejudicial na China, Marrocos, Paquistão, Samoa, África do Sul, Coréia do Sul, 
Austrália e Vietnã. Caso Foc R4T se estabelecer no Brasil podem ocorrer restrições comerciais a 
outros países livres da praga, ou que tenham programas oficiais de controle.
1.11 Detecção da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense
Nos potenciais pontos de entrada (postos fronteiriços, portos e aeroportos) a inspeção deve ser 
orientada para a detecção das vias de disseminação da praga (principalmente plantas hospedeiras 
ou partes das mesmas, vivas ou mortas, e solo). 
Plantas hospedeiras, com ou sem sintomas, procedentes de áreas com presença de Foc R4T, 
apresentam alta probabilidade de presença da praga. Assim, devem ser tomadas medidas de 
segurança para a manipulação das plantas e dos recipientes que as contêm, incluindo a embalagem, 
para evitar escape do patógeno
18
Amostras de solo e partes de plantas interceptadas podem ser enviadas a laboratórios credenciados 
ou autorizados para o diagnóstico de Foc R4T, sob medidas de segurança apropriadas. A partir 
dessas amostras, poderão ser realizados isolamentos e comprovações morfológicas para determinar 
se trata de uma forma specialis pertencente ao complexo de Fusarium oxysporum. Uma vez 
comprovado, as amostras devem ser submetidas à análise por PCR para determinar a presença 
de Foc R4T. O diagnóstico direto utilizando PCR é uma opção a ser considerada dependendo da 
natureza da amostra e as capacidades de laboratório.No Capítulo 2 se descrevem os procedimentos para o diagnóstico de Foc R4T.
1.12 Reconhecimento, monitoramento e avaliação de danos 
O monitoramento deve ser realizado pela inspeção de 100 % das plantas do campo e a localização 
de plantas com sintomas externos e internos, considerando as diferenças já explicadas com relação 
à murcha bacteriana (Moko), presente em alguns estados brasileiros.
A presença de sintomas típicos do mal-do-Panamá em plantas do subgrupo Cavendish (Nanica 
e Nanicão-AAA) ou em bananeira tipo Terra (D’Angola, Terra Maranhão, Terrinha-AAB), pode se 
constituir em caso suspeito de Foc R4T e deve ser imediatamente notificada para a obtenção de um 
diagnóstico final por um laboratório credenciado ou autorizado pelo MAPA. Em caso de detecção 
dos sintomas em outros clones com suscetibilidade às raças 1 e 2 de Foc, como por exemplo Prata 
(AAB), Maçã (AAB), Figo (ABB) devem ser tomadas amostras dos tecidos infectados do rizoma e 
do pseudocaule para serem enviadas aos laboratórios para que realizem o diagnóstico.
A extensão dos danos provocados pela possível incursão de Foc R4T será determinada pela 
quantidade de plantas infectadas em relação ao total de plantas avaliadas (incidência).
1.13 Manejo de riscos e medidas de prevenção 
O manejo do risco envolve a aplicação de medidas fitossanitárias orientadas à prevenção da 
entrada e do estabelecimento de Foc R4T no Brasil. Para tal podem ser necessárias medidas de 
exclusão, contenção, supressão e erradicação.
Em primeiro lugar, deve ser considerada a proibição da entrada de plantas ou partes de plantas 
hospedeiras e solo oriundas de lugares com presença de Foc R4T.
Em pontos de entrada, a detecção da presença de Foc R4T pode ser realizada através da 
inspeção de plantas hospedeiras da praga (musáceas ou não) com ou sem sintomas. Todo material 
hospedeiro de Foc R4T deve estar certificado como livre de Foc R4T. Material suspeito deve ser 
confiscado e remetido aos laboratórios de diagnóstico. Durante a inspeção deve ser verificada a 
presença de sintomas como os descritos neste documento.
O procedimento mais seguro, uma vez detectada a possível presença da praga, seja pela origem 
do material ou pela presença de seus sintomas em plantas hospedeiras suspeitas, é a apreensão 
do produto vegetal e do material de embalagem.
19
Algumas das medidas de prevenção se referem a:
•	 Incluir Foc R4T na lista de pragas quarentenárias ausentes e de notificação obrigatória em 
todos os países produtores de banana onde ainda não foi relatada;
•	 Regulamentar a entrada no país de plantas (ou partes de plantas) hospedeiras vindas dos 
países onde a praga esteja presente. As importações de germoplasma de musáceas ou destas 
plantas com fins de propagação devem proceder de estações quarentenárias intermediárias. 
Estes materiais devem estar devidamente indexados e certificados como livres de Foc R4T;
•	 Realizar campanhas de divulgação entre o pessoal que, devido às suas funções, visitem 
áreas em países onde Foc R4T esteja presente e que incluam as medidas a tomar depois de 
visitas ao campo para prevenir o traslado de solo ou partes de plantas em roupa, sapatos 
ou equipamentos de trabalho;
•	 Colocar em prática ações de vigilância (por exemplo a realização de monitoramentos) para 
a detecção precoce de possíveis incursões de Foc R4T;
•	 Credenciar laboratórios para o diagnóstico seguro de Foc R4T;
•	 Implementar programa de capacitação sobre a identificação de sintomas, coleta e manipulação 
de amostras e diagnóstico de Foc R4T;
•	 Elaboração e manutenção de um registro de especialistas nacionais e internacionais que 
possam contribuir com o diagnóstico e manejo de um eventual surto de Foc R4T;
Algumas das medidas de manejo de riscos uma vez detectado um surto ou incursão se referem a:
•	 No caso da detecção de um caso positivo de mal-do-Panamá em campos de banana Cavendish 
ou de bananeira tipo Terra (AAB), deve-se proceder o estabelecimento da quarentena na 
área do surto e delimitação da área controlada, restrição de acesso a pessoas, equipamentos 
e animais.
•	 Levantar informações sobre o movimento recente de pessoas, equipamentos, animais, 
partes de plantas ou solo a partir do local de ocorrência de Foc R4T;
•	 Levantar informação epidemiológica e de rastreabilidade para conhecer a provável origem 
do surto de Foc R4T;
•	 Depois da confirmação do diagnóstico, a erradicação de um surto de Foc R4T deve ser 
realizada através da eliminação das plantas afetadas e das plantas vizinhas em um raio de 
7,5 m a partir da planta afetada. Estas plantas devem ser eliminadas através de fogo ou 
injeção de herbicida. As plantas devem ser cortadas em pedaços de aproximadamente 60-
80 cm de comprimento e os rizomas e as raízes devem ser extraídos do solo. Todas as ervas 
daninhas na área devem ser eliminadas e cobertas com uma tenda ou toldo plásticos para 
a fumigação do solo e do material vegetal com produtos registrados para tal;
•	 Para evitar a dispersão do patógeno todas as ferramentas utilizadas na eliminação das 
plantas doentes e suspeitas devem ser desinfestadas com um desinfetante apropriado ao 
finalizar o processo de eliminação, (poderá ser feita uma desinfecção intermediária de 
20
ferramentas, entre a eliminação das plantas doentes e suspeitas);
•	 A área do surto de Foc R4T deve ficar sob quarentena durante um ano e meio. Pesquisas 
periódicas de detecção devem ser realizadas para comprovar que não existem novos surtos 
e para verificar ou declarar a erradicação da praga;
•	 Proibir qualquer operação na área durante o período de quarentena, incluindo o 
estabelecimento de qualquer tipo de viveiros/sementeiras;
•	 Caso a erradicação do surto não seja bem-sucedida, devem-se implementar procedimentos 
de contenção e supressão, que em essência contemplam as mesmas medidas que para a 
erradicação.
1.14 Informações gerais sobre fatores que favorecem o desenvolvimento da doença 
e manejo fitossanitário
Alguns fatores têm influência preponderante no desenvolvimento do mal-do-Panamá. O 
fator mais importante é o grau de resistência/suscetibilidade do genótipo, clone ou variedade de 
banana presente na área. No Brasil, a maioria das variedades plantadas são consideradas altamente 
suscetíveis a Foc R4T. O segundo fator é a agressividade da raça do patógeno presente, que no caso 
de Foc R4T, é altamente agressiva. Finalmente, outros fatores como os relacionados ao solo com 
drenagem insuficiente, pH ácido (abaixo de 5), teores de matéria orgânica baixos, são favoráveis 
ao desenvolvimento da doença. O tipo de fonte nitrogenada utilizada (a infecção é menor onde 
se utilizam nitratos) e o conteúdo de cálcio (em solos com altos terrores de Ca a supressividade da 
doença é favorecida) também têm sido relacionados com o desenvolvimento do mal-do-Panamá 
(Pegg et al., 1996; Nel et al., 2006).
A medida mais eficiente no controle da doença é o uso de variedades resistentes. O controle 
químico não é efetivo e embora tenham sido realizados estudos com controle biológico, atualmente 
não há nenhum agente de controle biológico efetivo para o manejo de Foc R4T.
O manejo fitossanitário de Foc R4T em países onde a praga está presente tem sido implementado 
através de um protocolo similar ao utilizado para o manejo da murcha bacteriana ou Moko. A 
estratégia de manejo implica o emprego de pessoal dedicado à detecção precoce da doença, a 
implementação de medidas de quarentena e limitações de acesso às áreas, eliminação de plantas 
afetadas e vizinhas, desinfecção de calçados, maquinários e delimitação de áreas. Estas medidas, 
na sua maioria, não têm sido eficientes para a contenção da doença. O abandono da área e ou a 
substituição por outras culturas é prática frequente.
O manejo fitossanitário de Foc R4T nas áreas afetadas passa pela redução do inóculo via eliminação 
das plantas infectadas e delimitação da área afetada. Como o uso de material de propagaçãosadio 
é considerado ponto-chave, é necessário desenvolver um programa de manejo baseado em material 
de plantio certificado. Nesse sentido, é aconselhável desenvolver antecipadamente capacidades 
para a produção de material de plantio certificado. Adicionalmente, práticas que aumentem ou 
melhorem a atividade microbiológica na rizosfera e no solo devem ser implantadas para aumentar 
as possibilidades de supressão do patógeno.
21
1.15 Bibliografia
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25
Capítulo II
PROTOCOLO PARA O DIAGNÓSTICO DA Raça 4 Tropical Fusarium oxysporum f. sp. 
cubense (Foc R4T)
O diagnóstico correto de Foc R4T depende em grande medida da qualidade das amostras 
coletadas. Todavia, os procedimentos de amostragem em casos suspeitos de Foc R4T, devem, além 
de garantir a coleta de amostras de qualidade, preservar a área e reduzir os riscos de disseminação 
do patógeno desde o ponto de coleta, como consequência das ações de amostragem.
Neste capítulo se descreve a metodologia para a coleta de amostras de tecidos de plantas 
suspeitas de estarem infectadas por Foc R4T que garantem o diagnóstico correto de uma possível 
incursão de Foc R4T e que minimizem a dispersão do patógeno. A seguir, se descreve o protocolo 
de referência para o diagnóstico de Foc R4T 
2.1 Metodologia para a coleta de amostras de tecidos de plantas de bananas e plátanos 
afetadas pelo mal-do-Panamá
2.1.1 Procedimentos
1. Verifique a lista de materiais e utensílios necessários para a coleta de amostras. Use a lista 
da tabela 1 (Anexos) fazendo um “check-list” antes de se dirigir ao local de amostragem.
2. Localize a planta suspeita, verifique os sintomas e faça o registro no formulário para a coleta 
de dados de campo. Fotodocumente a planta suspeita e aquelas ao seu redor. Georreferencie 
o ponto com o auxílio do GPS.
3. Coloque um pedilúvio portátil com o respectivo desinfetante a uma distância de 1-1,5 m da 
base da planta e garanta que qualquer pessoa que entre ou saia da área da planta suspeita 
desinfeste corretamente os calçados (usar botas de borracha).
4. Usar luvas cirúrgicas e executar um corte longitudinal no pseudocaule, com ferramentas 
previamente desinfestadas, a uma altura de 50-100 cm da base da planta. Remover o 
fragmento de pseudocaule de cerca de 15 cm de altura x 10 cm de largura x 3-5 cm de 
profundidade (Figura 1A, 1B e 1C). Evite coletar amostras de áreas onde há decomposição 
avançada dos tecidos. Fotodocumente os sintomas do interior da planta após o corte.
5. Coloque o fragmento de corte do pseudocaule (Figura 1C) em uma bandeja ou saco plástico 
limpo, evitando o contato com o solo. Com o auxílio de uma pinça, retire do fragmento 
de pseudocaule 5-10 feixes vasculares (de 3-10 cm de comprimento) com sintomas típicos 
da doença (cor marrom-avermelhada) e coloque-os sobre uma toalha de papel estéril 
(Figura 1G).
26
6. Uma vez retirados os feixes vasculares, coloque o fragmento do pseudocaule removido de 
volta na planta na posição original (Figura 1E). Aplique inseticida e cubra a área com fita 
adesiva resistente à umidade (Figura 1F). Esta operação visa não expor os tecidos da planta 
para evitar ou reduzir a disseminação do agente patogénico via a esporulação e por insetos 
ou outros animais, bem como pela ação da chuva e do vento. 
7. Retire o excesso de umidade dos feixes vasculares coletados com o auxílio de papel toalha 
estéril (Figura 1I).
8. Coloque os feixes sem o excesso de umidade (Figura 1J) diretamente em tubos de ensaio com 
tampa de rosca e feche o tubo imediatamente (Figura 1K ). Lave a parte externa do tubo 
com álcool 70%, seque-o completamente e identifique-o (Figura 1L). Alternativamente e 
visando reduzir a umidade e ou facilitar o processo de retirada de amostras no laboratório 
os tecidos podem ser cobertos com papel toalha estéril (Figura 1M). Proceda de maneira 
similar com o restante das amostras (Figura 1N).
Nota. Em caso de amostragens feitas em plantios de banana Cavendish (Nanica, Nanicão - AAA) ou 
Banana da terra (D’Angola, Terra Maranhão, Terrinha - AAB) ou em outras condições que indiquem 
a suspeita de Foc R4T, marque a planta suspeita com spray fluorescente e delimite em torno desta 
uma área de 5 m de raio com fita amarela indicando a proibição de entrada para essa área.
2.1.2 Observações gerais sobre a coleta de amostras
1. Anote dados de cada amostra, tais como:
•	 Número ou código da amostra (se várias amostras da mesma planta são tomadas, estas 
devem ser bem identificadas);
•	 Data de coleta;
•	 Nome da variedade da planta hospedeira, incluindo nomes locais e se possível a constituição 
genômica do hospedeiro (por exemplo:AA, AAA, AAB, ABB);
•	 Especifique se a planta amostrada está em um jardim, quintal, plantio comercial, ou condição 
silvestre;
•	 Localização e facilidades de acesso à área, nome da propriedade, nome da cidade, povoado, 
município, estado;
•	 Nome do coletor;
•	 Outras observações úteis como fonte de material de plantio, se o solo está inundado, 
quantos plantas estão afetadas, que outras variedades são cultivadas na propriedade ou 
nas áreas vizinhas. Avaliar e descrever o manejo agronômico (bom, pobre, abandonado) 
da propriedade (plantio) onde foi realizada a amostragem.
27
1. Se os sintomas externos são característicos do mal-do-Panamá, mas os sintomas internos 
não são vistos no corte feito no pseudocaule, verifique se há sintomas no rizoma. Em 
caso de detectar sintomas típicos no rizoma, colete um pedaço de tecido (3 cm x 3 cm) e 
proceda como descrito a partir do passo 5 do item 2.1.1. Sempre que possível, evite fazer 
grandes cortes em tecidos e / ou derrubar a planta suspeita. Tomar medidas para cobrir 
a área exposta e coletar qualquer porção de tecido ou material resultante da operação e 
colocá-los em um saco plástico (sacos de descarte). O uso de sacos plásticos autoclaváveis 
para a esterilização posterior é a medida mais adequada. Amostragem em rizomas não 
é recomendado se algum tipo de podridão for verificada. Amostras também podem ser 
coletadas com o auxílio de um saca-rolhas. Neste caso, coloque o tecido em um tubo de 
ensaio com tampa de rosca e prossiga conforme indicado no passo 8.
2. Troque de luvas sempre que necessário e coloque-as em sacos de descarte. Desinfeste a 
superfície de utensílios utilizados (mediante o uso de álcool e fogo, desinfetantes a base 
de amónio quaternário ou de hipoclorito de sódio), sempre que necessário durante o 
processo de amostragem. O uso de materiais descartáveis pode ser uma opção. Quando a 
amostragem for concluída recolha todo o material utilizado para sua posterior esterilização 
por autoclave.
3. Não permita que as amostras coletadas se aqueçam a uma temperatura muito alta (ex. luz 
direta do sol ou manutenção em porta-malas de carro), porque estas condições reduzem o 
êxito dos isolamentos posteriores. Uma vez que as amostras estejam no laboratório proceda 
com o processo de diagnóstico imediatamente. Se isso não for possível, armazene a 4-8 ° C 
por um período não superior a cinco dias. Verifique que a umidade dentro da embalagem 
não seja excessiva que propicie a deterioração da amostra.
4. Se você for obrigado a enviar amostras para o diagnóstico pelo correio dentro do país, que 
ultrapasse o período de 5 dias, prefira o envio de feixes vasculares cobertos de papel toalha 
estéril dentro de envelopes duplos de papel resistente à prova d’água. Certifique-se de 
identificar claramente o envio e coloque o rótulo de material frágil e/ou de risco biológico 
segundo a condição.
5. Se houver qualquer possibilidade de que as amostras foram misturadas ou detalhes de 
algumas amostras estão confusos ou não tem a certeza de que eles estavam corretos, as 
amostras devem ser destruídas por incineração, autoclavagem ou outras medidas para 
garantir a total destruição das estruturas do patógeno.
6. Se houver qualquer possibilidade de que as amostras foram misturadas ou detalhes de 
algumas amostras estão confusos ou não tem a certeza de que eles estavam corretos, as 
amostras devem ser destruídas por incineração, autoclavagem ou outras medidas para 
garantir a total destruição das estruturas do patógeno.
28
Figura 1. Procedimentos para a coleta de amostras de tecidos de plantas de musáceas suspeitas de estar infectadas pela raça 4 
tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense em áreas livres da praga. A, B e C. Corte de fragmento no pseudocaule. D Vista 
interna do pseudocaule mostrando os tecidos vasculares necrosados. E. Fragmento do pseudocaule colocado na posição de origem. 
F. Planta amostrada com a reposição do fragmento cortado no lugar original e coberto com fita adesiva para evitar a exposição dos 
tecidos e dos exsudados provocados pelo corte ao ambiente. G. Fragmentos de tecidos vasculares, mostrando a necrose ocasionada 
pelo patógeno. I. Remoção do excesso de umidade dos tecidos amostrados antes da transferência para os tubos. J. Tecidos vasculares 
necrosados secos e prontos para a transferência para os tubos. K. Frasco fechado contendo as amostras coletadas. L. Frasco fechado 
e etiquetado contendo amostras coletadas. M. Frasco fechado contendo as amostras coletadas com cobertas com papel toalha. 
N. Frascos fechados contendo amostras coletadas com ou sem papel toalha prontos para serem enviados ao laboratório. Fotos: 
M.A. Dita (A-E; G-N) e P. E. Echegoyén (F).
29
2.2. Protocolo para o diagnóstico da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. 
cubense
A raça 4 tropical de Foc (Foc R4T), pode ser diagnosticada de duas formas. A primeira é mediante 
testes de grupos de compatibilidade vegetativa (VCGs) haja vista que todos os isolados relatados 
dentro desta raça pertencem ao grupo 01213 (Ploetz e Correll, 1988. A segunda forma é mediante 
reação em cadeia da polimerase (PCR) utilizando primers específicos (Dita et al. 2010). O diagnóstico 
via testes de VCGs não será abordado neste capítulo devido a que fundamentalmente é necessário 
contar com os “testers” (mutantes nitM, nit1, nit3) da raça 4 tropical no laboratório, o qual é 
totalmente desaconselhável para países livres de Foc R4T. Adicionalmente, o diagnóstico via testes 
de VCG pode demorar 2-6 meses toda vez que mutantes do isolado a ser identificado precisam 
ser gerados e caracterizados. Assim, o método de diagnóstico recomendado para o diagnóstico 
de Foc R4T é mediante PCR. Na figura 2 se apresenta o fluxograma das etapas a seguir para o 
diagnóstico de R4T. 
Figura 2. Procedimentos para o diagnóstico molecular da raça 4 tropical de Fusarium oxysporum f. sp. cubense.
30
Uma etapa importante do processo é o isolamento do patógeno a partir das amostras coletadas. 
É importante ressaltar que mesmo que se opte pelo diagnóstico de Foc R4T via PCR utilizando 
DNA isolado diretamente das amostras da(s) planta(s) suspeita(s), o isolamento do agente causal 
é obrigatório. Uma metodologia eficiente para obter isolados de Foc é descrita a seguir.
2.2.1 Metodologia para o isolamento de Fusarium oxysporum f. sp. cubense a partir 
de amostras de tecidos de bananas e plátanos afetados pelo mal-do-Panamá
1. Corte os feixes vasculares com sintomas da doença em fragmentos pequenos (3-6 mm de 
comprimento) e desinfeste utilizando procedimentos básicos de laboratório com Etanol 70% 
(1 minuto); Hipoclorito de sódio 2% (3 min) seguido de três enxagues com água destilada 
estéril. Seque os fragmentos com papel toalha estéril.
2. Coloque os fragmentos em placas com ágar de batata dextrose (BDA). O meio de cultura 
pode estar suplementado com um agente antibacteriano (ex. sulfato de estreptomicina 
100µg/L). Os isolamentos também podem ser realizados em meio de cultura Komada 
(Komada, 1975).
3. Se estiver presente, Foc crescerá em meio de cultivo a partir dos fragmentos de tecido em 
2-4 dias.
4. Se a amostra estiver muito contaminada com bactérias, isto pode mascarar o crescimento 
de Foc. Deixe que as amostras se sequem mais caso isso ocorra, e incremente a concentração 
do agente antibacteriano. (ex. o sulfato de estreptomicina) no meio de cultivo.
5. Espera-se um alto índice de crescimento de Foc em amostras preparadas corretamente. Passe 
fragmentos de micélio a outra placa com meio de cultivo BDA para purificação das colônias.
6. Uma vez purificadas as colônias, prepare cultivos monospóricos de cada amostra.
A figura 3 ilustra um diagrama representativo dos procedimentos para isolamento de Foc a 
partir de feixes vasculares afetados com um exemplo real de Foc R4T.
Figura 3. Diagrama representativo do processo de isolamento de Fusarium oxysporum f. sp. cubense a partir deamostras 
de pseudocaule afetados. Fotos: M.A Dita
Continuando com as etapas do diagnóstico de Foc R4T descritas na figura 1, a seguinte etapa 
é contar com DNA (ácido desoxirribonucleico) de excelente qualidade. 
31
Existem inúmeros protocolos e kits comercias que podem ser utilizados para a extração de DNA 
tanto de Foc quanto de tecidos de bananeira. Estes protocolos se bem utilizados não deveriam 
causar problemas para a obtenção de DNA de qualidade para garantir o diagnóstico de Foc R4T. 
Dois protocolos de extração de DNA empregados em estudos com Foc, um utilizando procedimentos 
convencionais, e o outro mediante um kit comercial, estão descritos nos Anexos deste capítulo.
2.2.2. Identificação da raça 4 tropical de Foc por reação em cadeia de polimerase (PCR)
O método atualmente utilizado como referência para o diagnóstico de Foc R4T é o descrito por 
Dita et al. (2010; 2011). Este protocolo utiliza uma combinação de primers (Foc TR4-F/FocTR4-R) 
desenhados a partir de análises de sequências de DNA da região IGS (Intergenic Spacer Region) 
de Foc. Os primers recomendados pelos autores são:
•	 Foc TR4 F: 5’CACGTTTAAGGTGCCATGAGAG 3’
•	 Foc TR4 R: 5’GCCAGGACTGCCTCGTGA 3’
Estes autores demostraram a especificidade destes primers para a detecção de isolados pertencentes 
ao grupo de compatibilidade vegetativa 01213, que são representantes de Foc R4T. Estes primers 
devem ser utilizados para a identificação de Foc R4T, seja utilizando DNA obtido diretamente de 
tecidos de plantas afetados ou de cultivos puros de Foc. 
Reação de amplificação 
Depois da extração e purificação do DNA, a reação de amplificação será realizada seguindo as 
etapas e condições de temperatura e tempo descritas por Dita et al., (2010). O programa utilizado 
pelos autores está descrito a seguir:
Etapas Temperatura (ºC) Tempo (minutos) Ciclos
1. Desnaturalização inicial 95 5
2. Desnaturalização 95 1
303. Anelamento 60 1
4. Elongação da cadeia 72 3
5. Extensão final 72 10
Eletroforese em gel de agarose. Os produtos de PCR serão submetidos a uma eletroforese em gel de agarose (1%). O tamanho 
do produto de amplificação dos primers FocTR4-F/FocTR4-R é de 463 pb (Dita et al., 2010).
2.3 Registros
Com o objetivo de facilitar e garantir o controle de qualidade, bem como rastreabilidade de 
cada amostra diagnosticada, os seguintes registros deverão ser mantidos:
•	 Nome científico da praga identificada;
•	 Código ou número de referência da amostra (para a rastreabilidade);
•	 Nome científico do hospedeiro e natureza da amostra, quando corresponda;
32
•	 Origem (incluída a localização geográfica) do material infectado, e a localização da intercepção 
ou detecção;
•	 Nome das pessoas e entidades envolvidas na identificação do surto, coleta de amostras e 
diagnóstico da praga;
•	 Descrição dos sintomas (incluindo as fotografias);
•	 Método (incluindo os controles), utilizados no diagnóstico e os resultados obtidos com cada 
método que estejam incluídos no protocolo de diagnóstico;
•	 Documentação dos resultados da PCR (fotografias do gel do diagnóstico) com as bandas e 
seus marcadores de peso molecular nos quais foi baseado o diagnóstico;
•	 O nome do laboratório e o nome das pessoas responsáveis pelo diagnóstico e daqueles 
que efetivamente trabalharam as amostras
•	 As datas de coleta da amostra, e da detecção e identificação da praga;
33
2.4 Bibliografia
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34
ANEXOS -Capítulo II
A- Tabela 1. Materiais e utensílios necessários
Material
Bolsas autoclaváveis
Bolsas de plástico para a coleta e descarte de material
Bolsas tipo Ziploc para coleta de amostras
Botas de borracha
Câmera fotográfica
Fita adesiva resistente a água
Fita amarela para delimitar o raio (5 m) da planta suspeita
Desinfetantes [Álcool (70-95%); Produtos à base de amônio quaternárió (2.000 ppm); 
hipóclóritó de sódió (≥ 3.000 ppm)]
Fósforos ou Isqueiro
Aparelho de georeferenciamento (GPS)
Escalpelos (Bisturi)
Etiquetas adesivas
Formulário para coleta de dados em campo
Luvas cirúrgicas (látex)
Inseticida de amplo espectro
Lâminas ou bolsas de plástico para colocar as amostras no campo
Lupa
Facão, Faca, Canivete, Tesouras
Marcadores (spray/aerossol fluorescente)
Marcadores permanentes
Macacão ou roupa descartável (opcional)
Pedilúvio fitossanitário portátil
Pinças
Recipiente com água para preparar desinfetantes do pedilúvio e/ou inseticida
Saca-rolhas
Envelopes de papel com proteção interna impermeável
Toalhas de papel estéril
Tubos de ensaio com suas respectivas tampas de rosca
35
B. Meios de cultivo utilizados para o isolamento e cultivo de Fusarium oxysporum 
f. sp. cubense
•	 Batata Dextrose Agar (BDA) com ou sem Sulfato de estreptomicina
•	 Meio Komada (Komada, 1970)
Meios de cultura, incluindo os ciados acima, e procedimentos de laboratório para trabalhar 
com o gênero Fusarium, podem ser encontrados no Manual de Laboratório de Fusarium (Leslie e 
Summerell, 2006).
C. Protocolos para a extração de ácido desoxirribonucleico (DNA) de Fusarium oxysporum 
f. sp. cubense
C1. Protocolo de extração de DNA utilizado por Bentley et al. (1998)
Reagentes e soluções necessários
Fenol (armazenado a 4ºC)
Clorofórmio (armazenado a -20º)
Acetato de sódio (pH 5.4) 3M
Etanol (glacial) 100%
Etanol 70%
TE (10mM Tris, 1mM EDTA, pH 8.0)
Tampão de extração
•	 Dodecilsulfato sódico (SDS) 2%
•	 EDTA 40mM
•	 NaCl 40mM
•	 Tris-HCl (pH 8.0) 100mM
•	 Ácido dietilditiocarbámico 25mM
Nota: O tampão de extração deve ser armazenado a 4ºC, mas deve estar em temperatura ambiente antes de ser usado (o SDS 
deve estar completamente dissolvido antes do uso).
Operações preliminares
1. Cultivar os isolados de Fusarium oxysporum a partir de cultivos monospóricos, crescidos em 
BDA (¼ de riqueza) por 3-5 dias, transferir 3-4 discos de micélio (0.5 cm) a um Erlenmeyer de 
200 ml com meio de cultivo de caldo Batata Dextrose e incubar por 4-5 dias a temperatura 
ambiente.
2. Filtrar o cultivo e armazenar o micélio filtrado a -20ºC até que se vá a realizar a extração 
de DNA. Liofilizar e armazenar a -70ºC para conservar por longos períodos de tempo.
Procedimentos
a. Triturar o micélio em nitrogênio líquido com ajuda de um almofariz até obter um pó fino;
b. Transferir o micélio macerado a tubos de 2 ml rotulados com o nome da amostra, preencher 
os tubos (0.8 g).
36
c. Adicionar 1 ml do buffer de extração. Misturar até que o micélio triturado fique completamente 
umedecido pelo buffer de extração.
d. Incubar a 37ºC (banho-maria) por 2 horas.
e. Adicionar 1 ml (1 vol.) de fenol e centrifugar a 14000 rpm por 30 minutos a 4ºC.
f. Cuidadosamente transferir o sobrenadante a um tubo novo e repitir o passo e.
g. Transfirir o sobrenadante ao tubo novo e adicionar 1 ml (1 vol.) de clorofórmio frio.
h. Centrifugar a 14000 rpm por 15 minutos a 4ºC.
i. Transfirir o sobrenadante a um tubo novo e adicionar 1.2 ml (2 vol.) de etanol absoluto 
glacial e 60µl (0.1 vol.) de acetato de sódio 3 M. Incubar a 20ºC por 2 horas ou por toda a noite 
(durante uma noite).
j. Precipitar o DNA por centrifugação a 14000 rpm por 30 minutos a 4ºC.
k. Lavar o precipitado