METODOS PARASITOLOGICOS

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Método Processo Formas parasitárias encontradas
Direto
Não utiliza processo de concentração. As
formas parasitárias são encontradas quando
presentes em grande quantidade
Ovos e larvas de helmintos, cistos de protozoários, 
trofozoítos em fezes recém-emitidas
Hoffman, Pons e Janer ou Lutz Sedimentação espontânea
Ovos e larvas de helmintos, cistos de protozoários.
Muito utilizado na rotina do EPF
Método de MIFC (Bagg e cols)
Método de Ritchie (formol-éter)
Centrifugação
Ovos e larvas de helmintos, cistos e oocistos de 
protozoários.
Muito utilizado na rotina do EPF
Faust e cols. Centrífugo-flutuação no sulfato de zinco
Ovos leves, cistos e oocistos de protozoários. 
Especialmente indicado para cistos de protozoários.
Willis
Flutuação em solução salina saturada
Ovos leves, em especial de ancilostomídeos. Não é 
indicado para a pesquisa de cistos.
Baermann-Moraes
Rugai
Migração ativa das larvas
Larvas de helmintos. Indicado para o diagnóstico de 
Strongyloides stercoralis.
Kato Passagem das fezes por uma tela metálica Ovos de helmintos.
Sheather Flutuação em solução de sacarose
Oocistos de coccídeos. Especialmente indicado para 
Cryptosporidium sp.
Graham
Ovos presentes na região perianal ficam 
aderidos em uma fita adesiva. 
Não é um EPF propriamente dito.
Ovos de Enterobius vermicularis e Taenia sp.
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES 
(EPF)
EXAME DIRETO A FRESCO
PASSO A PASSO
1. Colocar duas a três gotas de solução salina a 0,85% em uma lâmina de
microscopia.
2. Tocar, com a ponta de um palito, em vários pontos das fezes,
transferindo uma pequena porção para a lâmina.
3. Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço e examinar com as objetivas
de 10 e/ou 40x. A espessura do esfregaço não deve impedir a
passagem de luz.
4. Para a identificação de cistos de protozoários e larvas de helmintos,
corar a preparação com lugol. O uso de lamínula é facultativo.
OBSERVAÇÃO
• Esse método apresenta baixa sensibilidade, pois não utiliza um processo
para concentração das formas parasitárias, a quantidade de fezes
empregada é muito pequena e o excesso de detritos pode mascarar as
formas parasitárias. Ovos, larvas, cistos e oocistos de tamanho maior
poderão ser detectados quando em grande quantidade.
• É especialmente útil na pesquisa de trofozoítos de protozoários em fezes
diarreicas recém-emitidas. É aconselhável examinar, no mínimo, três lâminas
de cada amostra.
MÉTODO DE HOFFMAN, PONS E JANER
OU LUTZ (SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA)
PASSO A PASSO
1. Colocar aproximadamente 2g de fezes em um frasco de Borrel
com aproximadamente 5 mL de água e triturar bem com um
bastão ou palito.
2. Acrescentar mais 20 mL de água.
3. Filtrar a suspensão para um cálice cônico maior utilizando gaze
dobrada em 4 ou filtro; lavar os detritos retidos com mais 20 mL
de água, agitando-se com bastão ou palito.
4. Completar o volume do cálice com água.
5. Deixar essa suspensão em repouso por 2 a 24 horas.
6. Coletar uma amostra do sedimento para exame utilizando uma
pipeta e colocar em uma lâmina. O uso de lamínula é facultativo.
7. Observar com as objetivas de 10 e/ou 40x. Devem-se examinar,
no mínimo, duas lâminas de cada amostra.
8. Para a identificação de cistos de protozoários e larvas de
helmintos, corar a preparação com lugol.
Lugol:
Água destilada .......................................... 100 mL
Iodo .................................................................... 2 g
Iodeto de potássio .......................................... 4 g
MÉTODO DE MIFC OU DE BLAGG
(SEDIMENTAÇÃO POR CENTRIFUGAÇÃO)
PASSO A PASSO
1. Coletar as fezes recém-eliminadas em líquido conservante de MIF e
homogeneizar bem.
2. Filtrar a suspensão de fezes em gaze dobrada em 4, em um copo
descartável.
3. Transferir 1 a 2 mL do filtrado para um tubo cônico de centrifugação
com capacidade para 15 mL.
4. Acrescentar 4 a 5 mL de éter sulfúrico e agitar vigorosamente
(importante para desengordurar o material).
5. Centrifugar por 1 minuto a 1.500 rpm.
6. Com o auxílio de um bastão, descolar a camada de detritos da parede
do tubo.
7. Inverter o tubo para desprezar o líquido, mantendo-o com a boca
voltada para baixo até limpar sua parede, utilizando um palito com
algodão na extremidade.
8. Acrescentar ao sedimento gotas de solução salina e/ou lugol e em
seguida colocar este material sobre uma lâmina, cobrir com lamínula e
observar ao microscópio.
Conservante de MIF:
Água destilada .......................................... 250 mL
Solução de mercurocromo a 1:500..... 250 mL
Formol -------------------------------------- 25 mL
Glicerina ........................................................ 5 mL
MÉTODO DE FAUST
(CENTRÍFUGOFLUTUAÇÃO EM SULFATO DE ZINCO)
PASSO A PASSO
1. Diluir 10 g de fezes em 20 mL de água.
2. Homogeneizar bem.
3. Filtrar através de gaze dobrada em 4, em um copo plástico, e
transferir para um tudo de Wasserman (tubo de hemólise).
4. Centrifugar por 1 minuto a 2.500 rpm.
5. Desprezar o sobrenadante e ressuspender o sedimento em água.
6. Repetir as operações 4 e 5 mais 2 ou 3 vezes até que o líquido
sobrenadante fique claro.
7. Desprezar o sobrenadante e resspspender o sedimento com
uma solução de sulfato de zinco a 33%, densidade de 1,18 g/mL.
8. Centrifugar novamente por 1 minuto a 2.500 rpm.
9. Recolher a película superficial do líquido com alça de platina,
colocar em uma lâmina, acrescentar uma gota de lugol, cobrir
com lamínula e observar ao microscópio.
MÉTODO DE WILLIS
(FLUTUAÇÃO ESPONTÂNEA)
PASSO A PASSO
1. Colocar 10 g de fezes em um frasco de Borrel
(pode ser usado o próprio frasco no qual as
fezes foram enviadas).
2. Diluir as fezes em solução salina saturada.
3. Completar o volume até a borda do frasco.
4. Colocar na boca do frasco uma lamínula, que
deverá estar em contato com o líquido.
5. Deixar em repouso por 5 minutos a 1 hora.
6. Ao final desse tempo, retirar rapidamente a
lamínula e colocá-la sobre uma lâmina,
voltando a parte molhada para baixo.
7. Observar ao microscópio.
MÉTODO DE BAERMANN-MORAES
PASSO A PASSO
1. Colocar 8 a 10g de fezes em uma gaze dobrada em quatro
ou em uma peneira.
2. Colocar o material assim preparado sobre um funil de vidro,
contendo um tubo de borracha conectado a extremidade
inferior de sua haste.
3. Obliterar o tubo de borracha com uma pinça e adicionar, ao
funil, água aquecida (45°C) em quantidade suficiente para
entrar em contato com as fezes.
4. Deixar 1 hora em repouso.
5. Ao final desse tempo, coletar 5 a 7mL da água, em um tubo
de centrífuga, abrindo-se a pinça.
6. Centrifugar a 1.000 rpm por 1 minuto.
7. Coletar o sedimento, sem desprezar o liquido sobrenadante e
examinar ao microscópio (10x). Caso larvas sejam detectadas,
deverão ser coradas com lugol e observadas com a objetiva
de 40x, para identificação.
MÉTODO DE RUGAI
PASSO A PASSO
1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e
envolve-lo em uma gaze dobrada em 4, fazendo uma
pequena “trouxa”.
2. Colocar o material assim preparado, com a abertura
voltada para baixo, em um cálice de sedimentação
contendo água aquecida (45 ºC) em quantidade
suficiente para entrar em contato com as fezes.
3. Deixar 1 hora em repouso.
4. Coletar o sedimento no fundo do cálice com a ajuda de
uma pipeta e colocar sobre uma lâmina.
5. Colocar uma gota de lugol e examinar ao microscópio.
OBSERVAÇÃO
• Este método só poderá ser feito com fezes frescas e
não diarreicas.
MÉTODO DE KATO
(MODIFICADO POR KATZ E COLS.)
PASSO A PASSO
1. Preparar uma solução de verde-malaquita (esta solução tem a
finalidade de conservar as fezes e clarificar as formas
parasitárias).
2. Cortar papel celofane em pedaços de 24x30 mm e deixá-los
mergulhados na solução de verde-malaquita por pelo menos 24
horas.
3. Colocar sobre um papel higiênico, uma porção da amostra de
fezes.
4. Comprimir as fezes com um pedaço de tela metálica ou de
náilon (trama 0,9 mm).
5. Retirar as fezes que passaram para a parte superior datela e
transferi-las, com o auxílio de um palito, para uma lâmina de
microscopia.
6. Cobrir as fezes com lamínula de papel celofane embebida em
verde-malaquita, inverter a lâmina sobre uma folha de papel
absorvente e comprimi-la.
7. Aguardar 1 a 2 horas e examinar ao microscópio.
Solução de verde-malaquita:
Glicerina .................................................... 100 mL
Água destilada .......................................... 100 mL
Verde malaquita a 3% ................................. 1 mL
MÉTODO GRAHAM
(FITA ADESIVA)
PASSO A PASSO
1. Fixar em uma lâmina um pedaço de 5 a 6 cm de fita
adesiva transparente.
2. Abrir a prega anal do paciente e encostar várias vezes o
lado adesivo da fita na região perianal.
3. Distender a fita sobre uma lâmina de miscroscopia, com
o lado adesivo voltado para baixo.
4. Examinar ao microscópio com a objetiva de 10x.
OBSERVAÇÃO
• Esta técnica deve ser feita ao amanhecer, antes de o
paciente fazer a higiene, e repetida, em dias sucessivos, caso
o resultado seja negativo.