2023228_81311_Parasitologia Clinica - Aula 2 - Técnicas - Exames Parasitológicos de Fezes

Prévia do material em texto

TÉCNICAS PARA A 
IDENTIFICAÇÃO DE 
PARASITOS NAS FEZES
AULA 2
PROF. MÁRCIO LIMA
ESP. ANÁLISES CLÍNICAS E TOXICOLÓGICAS - FOC
EPF 
EXAME 
PARASITOLÓGICO 
DE FEZES
CONSIDERAÇÕES GERAIS
 O EPF faz o diagnóstico da maioria dos parasitos intestinais.
 Os estágios usuais utilizados no diagnóstico são os ovos e as
larvas de helmintos e os trofozoítas, cistos e oocistos de
protozoários.
3
 A identificação desses parasitos é feita por critérios
morfológicos, que podem ser afetados por vários fatores
como colheita mal feita e má preservação da amostra.
 Um material fecal inadequadamente colhido, velho ou mal
preservado, será de pequeno valor para o diagnóstico.
4CONSIDERAÇÕES GERAIS
 É necessária uma boa experiência do microscopista porque
frequentemente fragmentos de alimentos, células vegetais,
grãos de pólen, leucócitos, células de tecido animal e outros
artefatos presentes nas fezes, podem assemelhar-se a certos
estágios dos parasitos intestinais.
5CONSIDERAÇÕES GERAIS
 Vários fatores devem ser considerados para uma colheita
adequada do material fecal: tipo de recipiente, volume,
idade da amostra, drogas e compostos químicos que
podem interferir no resultado do exame.
6COLHEITA E PRESERVAÇÃO 
DA AMOSTRA
A possibilidade de encontrarmos organismos parasitários
no EPF aumenta pelo exame de amostras múltiplas,
devido a vários fatores como:
7IMPORTÂNCIA DO EPF EM 
AMOSTRAS MÚLTIPLAS
 Intermitência da eliminação de certos parasitos,
principalmente protozoários;
 Distribuição não uniforme dos ovos dos helmintos nas fezes;
 Estágio dos protozoários;
 Limitação das técnicas.
8IMPORTÂNCIA DO EPF EM 
AMOSTRAS MÚLTIPLAS
 O número de cistos de Entamoeba histolytica que passam
junto com as fezes, apresenta oscilações diárias e picos
cíclicos que ocorrem entre 7 e 10 dias, e os de Giárdia
lamblia entre 2 – 3 dias ou mais.
9IMPORTÂNCIA DO EPF EM 
AMOSTRAS MÚLTIPLAS
 A produção de ovos de Schistosoma é irregular, assim como
as proglotes de Taenia são liberadas com interrupções de 2
a 3 dias.
10IMPORTÂNCIA DO EPF EM 
AMOSTRAS MÚLTIPLAS
 Dessa forma, a colheita das fezes em dias alternados
propicia uma porcentagem maior de resultados positivos.
 O ideal é colher uma série de 6 amostras em dias alternados,
dentro de 14 dias.
 No entanto recomenda-se usualmente coleta de três
amostras em dias alternados.
11IMPORTÂNCIA DO EPF EM 
AMOSTRAS MÚLTIPLAS
 Um novo exame deverá ser realizado, 3 a 4 semanas após o
tratamento dos pacientes que receberam medicação para
protozoários.
 Para infecções por helmintos, o controle se efetuará uma a
duas semanas após o tratamento, mas para a teníase, um
novo exame será necessário após 5 a 6 semanas.
12CONTROLE PÓS-TRATAMENTO
 O uso de laxantes é recomendado nos casos de uma série
de EPF com resultados negativos.
 Não são indicados os óleos minerais, os compostos de
bismuto ou magnésio, pois os glóbulos de óleo dificultam a
observação e os restos de cristais de bismuto e de magnésio
podem obscurecer os organismos ou afetar a aparência dos
trofozoítas.
13LAXANTES
 O tempo de colheita das amostras influi bastante na
identificação dos parasitos.
 Os trofozoítas dos protozoários se degeneram rapidamente após
terem sido eliminados. Como estão geralmente presentes em
espécimes líquidos, o tempo de exame recomendado é de 30
minutos.
 Para fezes sólidas o limite de tempo não é crítico, podendo o
estudo ser feito dentro de 24 horas.
14ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS
 Para preservar a morfologia dos protozoários e prevenir um
contínuo desenvolvimento de alguns ovos e larvas de
helmintos, as amostras fecais que não forem enviadas
imediatamente ao laboratório, deverão ser fixadas.
15PRESERVAÇÃO DAS AMOSTRAS
 REFRIGERAÇÃO: a preservação das amostras poderá ser
temporariamente feita por refrigeração (3 a 5 ◦C) em
recipiente hermeticamente fechado, para evitar o
dessecamento. Nessas temperaturas os ovos e as larvas dos
helmintos se manterão viáveis por vários dias.
16PRESERVAÇÃO DAS AMOSTRAS
 FIXADORES: a preservação permanente poderá ser
conseguida com a utilização de vários fixadores como:
 Solução de formaldeído 5 % ou 10 %;
Mertiolato-iodo-formaldeído (MIF);
 Acetato de sódio-ácido acético-formaldeído (SAF);
 Fixador de Schaudinn.
17PRESERVAÇÃO DAS AMOSTRAS
 Observar a consistência da amostra. Fezes moles ou líquidas
sugerem a possível presença de trofozoítas de protozoários
intestinais. Cistos de protozoários são encontrados com mais
frequência em fezes formadas. Ovos e larvas de helmintos
podem ser encontrados tanto em fezes líquidas quanto em
fezes formadas.
18EXAME MACROSCÓPICO 
 Examinar a superfície da amostra para observar a presença
de proglotes de tênias, ancilostomídeos ou oxiúros adultos.
 Examinar a amostra fecal com auxílio de um palito (sorvete)
para verificar a presença de outros helmintos adultos.
19EXAME MACROSCÓPICO 
 Examinar as fezes quanto à presença de sangue e/ou muco.
 SANGUE FRESCO (vermelho vivo) indica hemorragia aguda
no trato intestinal.
 MUCO SANGUINOLENTO sugere ulcerações e uma porção
desse material deve, de preferência, ser examinada, ao
microscópio, para a procura de trofozoítas.
20EXAME MACROSCÓPICO 
 Os vermes adultos, quando encontrados, devem ser
imediatamente examinados e identificados.
 As TÊNIAS são identificadas especificamente pelo exame
das proglotes grávidas.
21EXAME MACROSCÓPICO 
 Permite a visualização de trofozoítas, cistos e oocistos de
protozoários e de ovos e larvas de helmintos.
 É recomendável, o exame direto a fresco, para observação
dos movimentos do trofozoito, as técnicas de concentração
de parasitas e um esfregaço de fezes com coloração
permanente
22EXAME MICROSCÓPICO 
 O exame pode ser QUANTITATIVO ou QUALITATIVO. Os
métodos quantitativos são aqueles nos quais se faz
contagem de ovos para avaliação da carga parasitária. O
mais empregado atualmente é o de KATO-KATZ.
23EXAME MICROSCÓPICO 
 Os métodos qualitativos são os mais utilizados para a
demonstração da presença das formas parasitárias.
Frequentemente o número das formas parasitárias é
pequeno, assim é necessário recorrer a processos de
enriquecimento dessas formas para concentrá-las.
24EXAME MICROSCÓPICO 
TÉCNICAS
25
1. Tomar uma pequena porção do material a examinar e
misturar, se necessário, com pequena quantidade de
solução salina a 9 % m/v sobre uma lâmina.
2. Cobrir com lamínula e examinar.
26EXAME DIRETO
 A técnica baseia se na SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA de
material fecal no fundo do cálice.
 É indicado principalmente para pesquisa de ovos de
Schistossoma mansoni, ovos e larvas de outros vermes, mesmo
não sendo ideal para a pesquisa de cistos, estes poderão ser
observados, especialmente se for corado a preparação.
27MÉTODO DE HOFFMAN, PONS E JANER
1. Usar luvas durante todo o procedimento
2. Colocar 5g de fezes em um becker de 250 ml,
completar com 50 ml de agua
3. Destilada e dissolver as fezes
4. Acrescentar 100 ml de aguar destilada na solução
28MÉTODO DE HOFFMAN, PONS E JANER
5. Filtrar a solução com uma gaze, em um cálice de sedimentação.
6. Completar com água destilada até ¾ do cálice
7. Após 2 horas de sedimentação recolher uma amostra de
sedimento, com uma pipeta Pasteur e transferir para uma
lâmina.
8. Examinar ovos, larvas e cistos em aumento de 10x e
confirmar em aumento de 40x.
29MÉTODO DE HOFFMAN, PONS E JANER
30MÉTODO DE HOFFMAN, PONS E JANER
 Técnica de FLUTUAÇÃO SIMPLES em solução saturada de
cloreto de sódio: MÉTODO DE WILLIS.
 A técnica de Willis é fundamentada na capacidade que
alguns ovos de helmintos, flutuarem na superfície de uma
solução de alta densidade e de aderência ao vidro.
31MÉTODO DE WILLIS
 É um procedimento simples e eficiente, indicado para pesquisa
de ovos com baixa densidade, como os ovos de
ancilostomídeos.
 Não recomenda-se para ovos pesados de Schistossoma
mansoni,ovos de Enterobius vermiculares e ovos inférteis de
Ascaris lumbricoides, pois se encolhem, ficando irreconhecíveis.
32MÉTODO DE WILLIS
1. Usar luvas durante todo o procedimento;
2. Colocar de 1 a 2 g de fezes frescas, em uma cuba/becker de 3 cm de
diâmetro com capacidade aproximada de 20 ml. Completar com ¼ da
capacidade do recipiente com a solução saturada de cloreto de sódio;
3. Suspender as fezes na solução saturada salina até homogeneizar
completamente; completar o volume. Colocar uma lamínula ou uma
lâmina sobre a borda da cuba;
33MÉTODO DE WILLIS
4. A lamínula/lâmina deve ficar em contato com o menisco durante 30
a 45 minutos: não deverá haver formação de bolhas de ar entre a
lamínula e a superfície do liquido. A gota que contém os ovos se
adere a face inferior da lamínula;
5. Remover a lamínula/lâmina e inverter rapidamente a posição sobre
uma lâmina. Examinar o microscópio com objetiva de pequeno
aumento.
34MÉTODO DE WILLIS
35MÉTODO DE WILLIS
 A técnica de Ritchie, feita através da CENTRÍFUGO-SEDIMENTAÇÃO, usada
para a pesquisa de cistos de protozoários e de ovos e larvas de helmintos.
 Porém a técnica de Ritchie possui limitações como a baixa sensibilidade para
se detectar a presença de ovos de Schistosoma mansoni e Ascaris
lumbricoides nas fezes, em comparação com o método de sedimentação
espontânea, além de ser mais trabalhosa e possuir mais riscos devidos aos
reagentes químicos utilizados.
36MÉTODO DE RITCHIE
 Por ser um método de sedimentação possui a desvantagem de ocorrer
presença de detritos fecais no sedimento analisado interferindo na
identificação dos parasitas.
 A técnica de Ritchie é realizada conservando as fezes em uma solução de
MIF, depois é realizada sua filtração e permanência em repouso durante 10 a
20 minutos, após esse processo é adicionado o éter e feito sua agitação e
centrifugação, desprezando o sobrenadante e utilizando o sedimento para
ser analisado em uma lâmina com lugol.
37MÉTODO DE RITCHIE
1. 5 a 15g de fezes (uma colher de chá) de fezes recentes são
homogeneizados em 10 a 15 ml de formol a 10%, em um frasco Borrel,
com auxílio de um bastão ou palito.
2. Coe a mistura com gaze umedecida e dobrada em quatro e a
transfira para um tubo cônico de centrífuga.
3. A suspensão é centrifugada, várias vezes, a 500g (1500 rpm.) 1 minuto,
até se obter um sobrenadante claro.
38MÉTODO DE RITCHIE
4. O sobrenadante é desprezado e o sedimento ressuspenso em 4 ml de
acetato de etila ou éter. Arrolhe o tubo e agite o tubo vigorosamente por 30
segundos. Retire cuidadosamente a rolha do tubo, pois o vapor formado
pode provocar um jato de detritos fecais. Esta etapa remove as gorduras
das fezes.
5. Centrifugar o tubo novamente. Há formação de 4 camadas: a de acetato
de etila/éter (a mais superficial); detritos fecais; formol e o sedimento
contendo os parasitas (no fundo do tubo).
39MÉTODO DE RITCHIE
6. Depois que a camada de detritos for retirada com um bastão, todo sobrenadante é
descartado, virando o tubo de centrífuga com movimento suave, mas de uma só vez.
7. O sedimento é homogeneizado, agitando o tubo entre os dedos. Uma gota de
sedimento fecal é misturada com uma gota de Lugol e levada para exame ao
microscópio.
8. É importante ressaltar que o acetato substitui o éter. É mais seguro por não ser
inflamável, porém, ele pode dissolver tubos de plástico. O acetato em excesso aparece
como bolhas quando se faz a lâmina.
40MÉTODO DE RITCHIE
41MÉTODO DE RITCHIE
 O Método de Faust (CENTRÍFUGO-FLUTUAÇÃO com sulfato de zinco) é
muito utilizado na prática clínica nas suspeitas de helmintoses e
protozooses.
 A fácil visualização pela remoção dos detritos fecais e concentração
das formas parasitárias trazem ao método de concentração uma
relevância maior, uma vez que mesmo quantidades pequenas de
parasitas são identificados.
42MÉTODO DE FAUST
 Pelas diferenças de densidade, após a última centrifugação
com a solução saturada do sulfato de zinco, as formas
parasitárias concentradas formam uma película superficial
visível a olho nu.
43MÉTODO DE FAUST
1. Com o auxílio do bastão de vidro, pegar uma porção (cerca de
5g) da amostra de fezes, colocando-a no becker.
2. Colocar em seguida a água destilada (10ml) e homogeneizar a
amostra, com movimentos circulares não muito rápidos.
3. Utilizando a gaze dobrada, o coador e um novo becker, filtrar a
amostra, retendo as porções sólidas.
44MÉTODO DE FAUST
4. Colocar a amostra filtrada no tubo apropriado e colocar na
centrífuga por 1 minuto em 2500 rpm.
5. Após este tempo, retirar o tubo da centrífuga, descartar o
sobrenadante turvo, homogeneizar o sedimento e repetir o
processo (água destilada + centrifugação 45 a 60 segundos a
650 g) até que o sobrenadante fique límpido.
45MÉTODO DE FAUST
6. Quando límpido, descartar o sobrenadante, homogeneizar o
sedimento e adicionar a solução de sulfato de zinco (33%, densidade
de 1,18 g/ml), colocando novamente o conjunto na centrífuga (45 a
60 segundos a 650 g).
7. Passado o tempo, ao retirar da centrífuga, identificará 3 fases no
tubo, uma película superficial, uma solução intermediária e um
sedimento ao fundo.
46MÉTODO DE FAUST
8. Com a alça de platina ou alça descartável, coletar apenas
a película superficial, colocando-a na lâmina.
9. Colocar uma gota de lugol e a lamínula por cima, para
analisar na microscopia com objetivas de 10x e/ou 40x.
47MÉTODO DE FAUST
48MÉTODO DE FAUST
 TÉCNICA QUANTITATIVA: método de KATO-KATZ, Utilizado na
detecção ovos de Schistosoma mansoni, Trichuris trichiura e
Ascaris lumbricoides.
 O método de Kato-Katz é um dos mais conhecidos, sendo de
fácil execução e baixo custo é uma técnica qualitativa e
quantitativa e é dentre outras considerada assertiva.
49MÉTODO DE KATO-KATZ
 Um inconveniente dessa técnica é a dificuldade de identificação em
infecções leves, devido a quantidade reduzida de ovos presentes nas
amostras.
 Permite identificação e a quantificação por grama de fezes das
infestações por alguns helmintos.
 Cistos de protozoários podem não ser identificados por este método e
sua execução pode ser inviável em fezes diarréicas.
50MÉTODO DE KATO-KATZ
 Materiais utilizados: Lâminas/lamínula de celofane, folha
absorvente, placa perfurada, tela bastão, placa de Petri, e
solução (azul de metileno ou verde malaquita)
51MÉTODO DE KATO-KATZ
1. Preparar a solução de azul de metileno ou verde malaquita
2. Cortar papel celofane em tamanho de lamínula e mergulhar na
solução de azul de metileno ou verde malaquita por 24 horas;
3. Colocar uma amostra de fezes sobre o papel absorvente;
4. Comprimir as fezes na tela para passagem de ovos de helmintos
e detritos menores que os ovos;
52MÉTODO DE KATO-KATZ
5. Transferir as fezes peneiradas para a placa perfurada;
6. Após encher, retirar a placa sobre a lâmina;
7. Com o auxílio de uma pinça, pegar o papel celofane e cobrir o
bolo de fezes, inverter a lâmina em papel e pressionar;
8. Aguardar duas horas e examinar ao microscópio todos os ovos
presentes na preparação.
53MÉTODO DE KATO-KATZ
54MÉTODO DE KATO-KATZ
 Este método é baseado no termohidrotropismo positivo das larvas pela
ação da gravidade. Fundamentado na atração da larvas de
nematelmintos pela água aquecida.
 É um método seletivo para pesquisa de larvas e não específico, pois
podemos encontrar cistos e ovos de outros parasitos. Indicado para a
pesquisa de larvas de Strongyloides stercorales, de Ancylostoma
duodenale e Necator americanus.
55MÉTODO DE BAERMANN MORAES
 Na técnica de Baermann-Moraes, utiliza-se tamiz/peneira coberto com
gaze, funil de vidro, tubo de borracha ou silicone, pinça e vidro de
relógio para a coleta do material sedimentado para procura das
larvas.
 Essa técnica utiliza o aparelho de Baermann, composto por um funil de
vidro, com a haste acoplada a um tubo de borracha. Para fechar o
tubo de borracha utilizou-se a pinça.
56MÉTODO DE BAERMANN MORAES1. Separar uma parte de amostra fecal fresca.
2. Colocar um tamiz no interior do funil.
3. Colocar uma gaze 8 fios com 4 dobras sobre o tamiz.
4. Adicionar água aquecida 40- 42 º C no funil.
5. Transferir a amostra fecal para a gaze, de forma que as fezes
fiquem em contato com a água.
57MÉTODO DE BAERMANN MORAES
6. Esperar 1 hora.
7. Abrir a pinça e transferir parte do material sedimentado para um
vidro de relógio côncavo.
8. Fazer leitura em microscópio para a procura de larvas.
9. Após a leitura, o material deve ser descartado em solução de
hipoclorito de sódio 1%.
58MÉTODO DE BAERMANN MORAES
59MÉTODO DE BAERMANN MORAES
 Baseia-se na utilização da FITA GOMADA na apreensão de
estágios evolutivos de parasitos, localizados na região perianal.
 Indicado para a pesquisa de todos os parasitos que prioritária ou
ocasionalmente se deslocam até a região perianal (Enterobius
vermicularis, Taenia sp, e eventualmente, ovos de Ascaris
lumbricoides, Ancilostomídeos, e Trichuris trichiura)
60MÉTODO DE GRAHAM
1. Orientar o paciente no momento do agendamento do exame a não
realizar higiene nem utilizar pomadas ou cremes na região anal no dia da
coleta e comparecer ao laboratório para coleta pela manhã, antes de
defecar;
2. Fixar, em uma lâmina, uma tira de 5 a 6 cm de fita durex transparente,
colocando, nas duas extremidades, tiras de papel ou etiqueta branca de
aproximadamente 4 cm, as quais servirão de suporte para segurar;
61MÉTODO DE GRAHAM
3. Destacar a fita da lâmina e colocar sobre o fundo de um tubo
de ensaio com o lado aderente voltado para fora;
4. Instruir o paciente deitar sobre as costas, com as pernas
dobradas sobre o abdômen e aplicar pressão com um tubo de
ensaio envolto na fita adesiva varias vezes sob o local de coleta
(região perianal);
62MÉTODO DE GRAHAM
5. Retirar a fita tubo e cuidadosamente dispô-la esticada com
o lado adesivo para baixo sobre uma lâmina previamente
identificada com nome e código do paciente; OBS:
Pressionar firmemente para que não fiquem bolhas de ar e
rugosidades;
63MÉTODO DE GRAHAM
6. Encaminhar a lâmina com a ordem de serviço do paciente para
verificação pelo analista clínico presente no setor de parasitologia;
7. Realizar a leitura da lâmina com as objetivas de 10x e 40x e anotar o
resultado na ordem de serviço do paciente;
8. Inserir no sistema ou encaminhar o resultado ao setor de digitação para que
insiram no sistema;
9. Conferir o resultado inserido e liberá-lo;
64MÉTODO DE GRAHAM
65MÉTODO DE GRAHAM
 O conhecimento de técnicas diagnósticas em exames de fezes (EPF)
aplicadas nas formas parasitárias corretas ajuda na escolha do melhor
método, já que é um dos maiores desafios para obter o diagnóstico
correto.
 Uma coleta mal feita, um armazenamento incorreto e uma técnica
sem conhecimento da forma parasitária em questão, pode
impossibilitar o diagnóstico.
66CONSIDERAÇÕES FINAIS
 E por não existir um método capaz de diagnosticar ao mesmo tempo
todas as formas parasitárias, é ideal que exista uma combinação entre
técnicas de flutuação e sedimentação.
 O que se faz de rotina é o emprego de um método geral como o de
Hoffman, um específico para cistos de protozoários e um para a
pesquisa de larvas e helmintos, além de utilizar uma técnica para
contagem de formas parasitárias.
67CONSIDERAÇÕES FINAIS
REFERÊNCIAS
 Carvalho, AF; Barnabe, AS; Federsoni, IP; Ferraz, RRN; De Marco, RM e Garcia,
IP. Eficácia dos métodos de diagnóstico parasitológico em animais silvestres
mantidos em cativeiro. Arq. Inst. Biol. vol.84 São Paulo 2017.
 De Carli, GA. Parasitologia clínica: seleção de métodos e técnicas de
laboratório para o diagnóstico das parasitoses humanas. São Paulo: Editora
Atheneu.
 Neves, David Pereira. Parasitologia Dinâmica. Editora Atheneu, 3ª edição –
São Paulo, 2009.
68
69
“Quando a vida parece difícil, os corajosos não se deitam 
e aceitam a derrota; em vez disso, eles estão ainda mais 
determinados a lutar por um futuro melhor.”
Bons Estudos!
Prof. Marcinho Lima
Rainha Elizabeth II