Expressão Imuno-histoquímica da Triptase em Mastócitos

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PEDRO PAULO DE ANDRADE SANTOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
EXPRESSÃO IMUNO-HISTOQUÍMICA DA 
TRIPTASE EM MASTÓCITOS NOS FIBROMAS 
DE CÉLULAS GIGANTES E HIPERPLASIAS 
FIBROSAS DE MUCOSA ORAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
NATAL – RN 
 
2008 
 
 
 UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE 
 CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE 
 PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PATOLOGIA ORAL 
 CURSO DE MESTRADO EM PATOLOGIA ORAL 
 
 
 
 
 
 
 
EXPRESSÃO IMUNO-HISTOQUÍMICA DA 
TRIPTASE EM MASTÓCITOS NOS FIBROMAS 
DE CÉLULAS GIGANTES E HIPERPLASIAS 
FIBROSAS DE MUCOSA ORAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
NATAL – RN 
 
2008 
 
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Patologia Oral do 
Departamento de Odontologia da 
Universidade Federal do Rio Grande do 
Norte como parte dos requisitos para 
obtenção do Título de Mestre em Patologia 
Oral. 
Mestrando: Pedro Paulo de Andrade 
Santos 
Orientadora: Profª Drª Lélia Batista de 
Souza 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Catalogação da publicação. UFRN / Biblioteca Setorial de Odontologia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Santos, Pedro Paulo de Andrade. 
 Expressão Imuno-histoquímica da triptase em mastócitos nos Fibromas de 
Células Gigantes e Hiperplasias Fibrosas de Mucosa Oral / Pedro Paulo de Andrade 
Santos – Natal, RN- 2008. 
 147p : il. 
 
 Orientadora: Lélia Batista de Souza. 
 Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Centro 
de Ciências da Saúde. Programa de Pós-graduação em Patologia Oral 
 1. Mastócitos – Dissertação. 2. Triptase – Dissertação. 3. Fibroma de células 
gigantes – Dissertação. 4. Hiperplasia Fibrosa – Dissertação. 5. Mucosa oral – 
Dissertação. 6. Imuno-histoquímica. I Souza, Lélia Batista de. II Título. 
 
RN/UF/BSO/2008 BLACK D65 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEDICATÓRIA 
Dedico esta vitória a Deus, dono de infinita bondade 
que me deu a vida e que sempre esteve e estará presente 
comigo em todos os momentos, me orientando, indicando 
o verdadeiro caminho para que eu não me perca diante 
das adversidades. 
 
 
 
 Aos meus pais Santos e Neide que são exemplos de 
honestidade, dignidade e correção. São verdadeiros anjos 
que sempre me incentivaram em todos os momentos, 
sendo o meu verdadeiro alicerce, sem estes ensinamentos 
eu não seria nada. 
Dedico também ao meu irmão Paulo Roberto que 
carinhosamente chamo de Beto, pelo seu carinho e 
incentivo. Um verdadeiro irmão de todas as horas, meu 
verdadeiro amigo. 
Por mais que eu agradeça ainda é pouco, frente a 
importância que vocês tem na minha vida e por me 
ajudarem na realização de mais um sonho. 
 Meu eterno muito obrigado!!!!! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMENTOS 
À minha orientadora, Profa. Dra. Lélia Batista de Souza, exemplo de dedicação e amor 
à profissão, agradeço por todo o carinho, amizade, atenção, confiança e respeito 
dispensados a minha pessoa nesses dois anos que passei como aluno de mestrado. Sua 
correção e disciplina são exemplos que levarei comigo a vida inteira. Ser seu orientando 
é motivo de orgulho para mim. Muito Obrigado por tudo !!!!! 
 
 
 
Ao Prof. Dr. Leão Pereira Pinto, pelas palavras de incentivo e estímulo, pelos 
ensinamentos, por ser o grande idealizador de uma realidade que é o Programa de Pós-
Graduação em Patologia Oral, me dando desta forma a oportunidade de desfrutar de tão 
precioso convívio. Aqui vai o meu cordial muito obrigado! 
 
À Profa. Dra. Roseana de Almeida Freitas, por todo o carinho, ensinamentos, 
incentivo e pela sua alegria constante que motiva a todos ao seu redor, pelos meus 
primeiros passos na publicação de artigos. Enfim um exemplo de profissional a ser 
seguido, meu muito obrigado. 
 
À Profa. Dra. Hébel Cavalcanti Galvão, pelo convívio sempre alegre, exemplo de 
perseverança e dedicação. Agradeço a confiança depositada a mim na realização de 
trabalhos que tivemos a oportunidade de executarmos juntos. Continue sendo este ser 
singular que você é. Muito Obrigado!!! 
 
À Profa. Dra. Lélia Maria Guedes Queiroz, exemplo de profissional e mãe que sempre 
tem uma palavra de incentivo e estímulo. Muito obrigado pelos ensinamentos, amizade 
e pela convivência harmoniosa que sempre tivemos. 
 
Ao Prof. Dr. Antônio de Lisboa Lopes Costa, que apesar de ser o atual Diretor do 
Departamento de Odontologia e da sua vida muito atribulada, dividindo sua atenção em 
todos os setores do departamento, sempre foi uma pessoa muito acessível e cordial. 
Agradeço pela atenção, carinho e pelas considerações pertinentes a este trabalho que 
hoje se torna realidade. Muito Obrigado!! 
 
À Profa. Dra. Márcia Cristina da Costa Miguel, obrigado pelos ensinamentos, 
momentos de alegria e descontração, além dos momentos em que me fizeram refletir, 
para meu próprio engrandecimento. Obrigado pelas orientações e pela amizade !! 
 
À Profa. Dra. Ana Myriam Costa de Medeiros, pela sua atenção, disponibilidade, 
estímulo e confiança em mim na realização dos trabalhos durante minha permanência na 
Clínica de Estomatologia. Muito Obrigado pelo carinho !! 
 
À Profa. Dra. Lêda Bezerra Quinderé Cardoso, agradeço pelo carinho, confiança e 
pelas considerações oportunas para o êxito deste trabalho. 
 
À Betania Fachetti Ribeiro, pela amizade, carinho e, pelas vezes em que tirei seu juízo 
durante todo o curso, saiba que sentirei sua falta aqui na Patologia, mas com certeza 
você será muito feliz no seu Curso de Doutorado em João Pessoa. Muito Obrigado e até 
breve !! 
À Ruth Lopes de Freitas Xavier, pela amizade, carinho, pelas nossas conversas e pela 
nossa discussão que ao invés de nos afastar acabou nos aproximando ainda mais. E 
muito feliz por ter você como futura colega de Doutorado. Muito Obrigado!! 
 
À Déborah Pitta Paraíso Iglesias, pelo companheirismo, amizade, momentos de 
descontração e pela disposição ao trabalho, que continuarão na nossa futura turma de 
Doutorado. Muito Obrigado!! 
 
Ao Marcelo Gadelha Vasconcelos, exemplo de superação e garra, obrigado pela 
convivência sempre muito harmoniosa e pelos momentos de alegria que você me 
proporcionou durante todo o curso. 
 
Ao Domingos Flávio Saldanha Pacheco, obrigado pelo respeito, consideração e 
carinho, além de suas inquietudes que o tornam uma pessoa singular. Sinto por não tê-lo 
mais conosco nos próximos anos, mas com certeza, estará batalhando sempre. 
 
Ao Cassiano Francisco Weege Nonaka, obrigado pela amizade, respeito, 
disponibilidade e pelos ensinamentos que me transmitiu, além de ter me ajudado muito 
nesta reta final do curso de mestrado, recebendo minha eterna gratidão!! 
 
À nossa Karuzita, Karuza Maria Alves Pereira, pela amizade, carinho, pelas palavras 
de orientação e incentivo que me fizeram perseverar diante das dificuldades. Muito 
Obrigado!! 
 
 
Ao Geo como costumo chamar, George João Ferreira do Nascimento, obrigado pela 
amizade, palavras de estímulo e orientações que foram úteis durante o curso. 
 
À você Poli, como sempre te chamei, Pollianna Muniz Alves, companheira para todas 
as horas, obrigado pelas palavras de estímulo, incentivo e pelos puxões de orelha!!! 
 
À Cristina Ruan F.de Araújo, perdão por sempre ter tirado seu juízo, mas saiba que 
aprendi e aprendo muito com seu jeito de ser. Obrigado por tudo!!! 
 
Aos novos integrantes da Patologia, Bruna Rafaela, Alexandre Pinto, Valéria Freitas 
eBruna Amaral que tive o prazer de conviver neste último ano e fico feliz por ter a 
possibilidade de continuar desfrutando desta amizade nos próximos anos. 
 
À Martoca, Marta Rabelo Piva, pelos ensinamentos, orientações e amizade, que foram 
preciosos nos meus primeiros passos na patologia. Muito Obrigado!!! 
 
A todos os demais que constituem a patologia oral que tive o prazer de conviver nesses 
últimos anos, João Goulart, Danielle Rocha, Manuel Gordon, Éricka Janine, Gustavo 
Godoy, Janaína Lemos, Claudine Sousa e Roberta Cavalcanti, por todos os momentos 
que passamos juntos e que com certeza ficaram presentes em minha memória. 
 
Aos funcionários da Disciplina de Patologia Oral, Gracinha e Idel, pela amizade, 
carinho e disponibilidade a mim dispensados. 
 
Ao biólogo, Hévio de Freitas Lucena, por toda a dedicação e disponibilidade frente ao 
Laboratório de Imuno-Histoquímica. 
 
Ao Francisco Canindé de Macedo e Sandrinha, técnicos do Laboratório de 
Histopatologia pela amizade e preparo das lâminas para nosso estudo sempre de forma 
responsável. 
 
As amigas de todas as horas, Ivanna Maia e Francislene Ribeiro que sempre estiveram 
comigo, torcendo para a realização deste sonho. A amizade de vocês é muito cara para 
mim!! Obrigado por tudo!! 
 
Aos amigos Gilmar de Freitas e Ciada, pessoas especiais que me ajudaram na 
realização deste sonho. Meu sincero muito obrigado!! 
 
Aos meus amigos da graduação que sempre me incentivaram na realização deste sonho, 
Cybelle França, Angélica Galvão, Adriana Gonçalves, Raquel Mendonça, Jefferson 
Augusto, Bruno Cezar e Leonardo Araújo. 
 
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), pelo 
suporte financeiro durante a realização do curso e na execução desta pesquisa. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 SUMÁRIO 
SUMÁRIO 
 
 Lista de ilustrações 
 Resumo 
 Abstract 
 Página 
1. INTRODUÇÃO 25 
2. REVISÃO DA LITERATURA 28 
 Fibroma de Células Gigantes 29 
 Hiperplasia Fibrosa 36 
 Mastócitos 38 
 Mediadores Inflamatórios dos Mastócitos 44 
2.4.1.Triptase 46 
2.4.2.Quimase 50 
 2.5. Mastócitos e Processos Patológicos 52 
 3. PROPOSIÇÃO 59 
 4. MATERIAL E MÉTODOS 62 
 4.1. Caracterização do Estudo 62 
 4.2. População 62 
 4.3. Amostra 62 
 4.4. Estudo Morfológico 62 
 4.5. Estudo Imuno-histoquímico 64 
 4.6. Análise do Perfil Imuno-histoquímico 66 
 4.7. Análise Estatística 66 
 
 
 4.8. Implicações Éticas 67 
 4.9. Equipamentos e Material de Consumo 67 
 4.9.1. Equipamentos 67 
 4.9.2. Material de Consumo 68 
 6. RESULTADOS 70 
 7. DISCUSSÃO 108 
 10. CONCLUSÃO 125 
 11. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 128 
 12. ANEXOS 142 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 LISTA DE ILUSTRAÇÕES 
LISTA DE ILUSTRAÇÕES 
 
 
TABELAS Página 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabela 2. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos 
degranulados, mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de 
maior aumento (400x), evidenciados através da triptase em hiperplasias 
fibrosas inflamatórias, segundo a localização em tecido epitelial e tecido 
conjuntivo. Natal, RN – 2008. 
 
 81 
Tabela 1. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos 
degranulados, mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de 
maior aumento (400x), evidenciados através da triptase em fibromas de células 
gigantes, segundo a localização em tecido epitelial e tecido conjuntivo. Natal, 
RN – 2008. 
 
 80 
Tabela 3. Valores absolutos relacionados à quantidade de mastócitos 
degranulados, mastócitos não degranulados e mastócitos totais, por campo de 
maior aumento (400x), evidenciados através da triptase em espécimes de 
mucosa oral normal, segundo a localização em tecido epitelial e tecido 
conjuntivo. Natal, RN – 2008. 
 
82 
Tabela 4. Valores absolutos e percentuais da quantidade de fibroblastos gigantes 
isolados e em proximidade a mastócitos, identificados através da triptase nos 
fibromas de células gigantes. Natal, RN – 2008. 
 
Tabela 5. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos evidenciados através da triptase em 
fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa oral 
normal, segundo a localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo e na 
totalidade do espécime. Natal, RN – 2008. 
 
Tabela 6. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da 
triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e 
mucosa oral normal, segundo a localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo 
e na totalidade do espécime. Natal, RN – 2008. 
 
Tabela 7. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através 
da triptase em fibromas de célulasgigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e 
mucosa oral normal, segundo a localização em tecido epitelial, tecido conjuntivo 
e na totalidade do espécime. Natal, RN – 2008. 
 
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 86 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabela 8. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase 
em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa 
oral normal, segundo a localização no tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. 
 
Tabela 9. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da 
triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e 
mucosa oral normal, segundo a localização no tecido conjuntivo. Natal, RN – 
2008. 
 
Tabela 10. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados 
através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas 
inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização no tecido 
conjuntivo. Natal, RN – 2008. 
 
Tabela 11. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase 
em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa 
oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição 
perivascular, na região superficial do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. 
 
Tabela 12. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da 
triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e 
mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em 
disposição perivascular, na região superficial do tecido conjuntivo. Natal, RN 
– 2008. 
 
Tabela 13. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados 
através da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas 
inflamatórias e mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de 
fibrose e em disposição perivascular, na região superficial do tecido 
conjuntivo. Natal, RN – 2008. 
 
Tabela 14. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade total de mastócitos, evidenciados através da triptase 
em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e mucosa 
oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em disposição 
perivascular, na região profunda do tecido conjuntivo. Natal, RN – 2008. 
 
 
 
 
 
87 
87 
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88 
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FIGURAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabela 15. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos degranulados, evidenciados através da 
triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias e 
mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em 
disposição perivascular, na região profunda do tecido conjuntivo. Natal, RN – 
2008. 
 
Tabela 16. Parâmetros utilizados no cálculo do teste de Kruskal-Wallis para 
avaliação da quantidade de mastócitos não degranulados, evidenciados através 
da triptase em fibromas de células gigantes, hiperplasias fibrosas inflamatórias 
e mucosa oral normal, segundo a localização em áreas de fibrose e em 
disposição perivascular , na região profunda do tecido conjuntivo. Natal, RN – 
2008. 
90 
91 
Figura 1. Fibroma de células gigantes oral caracterizado pela presença de tecido 
conjuntivo fibroso, revestido por epitélio pavimentoso estratificado, 
apresentando papilas epiteliais filiformes (Hematoxilina/ Eosina – 100x). 
 
Figura 2. Hiperplasia fibrosa inflamatória oral apresentando-se constituída por 
tecido conjuntivo fibroso denso sede de moderado infiltrado inflamatório, 
localizado predominantemente na região sub-epitelial e em localização 
perivascular revestido, por epitélio pavimentoso estratificado (Hematoxilina/ 
Eosina – 100x). 
 
Figura 3. Mucosa oral normal constituída por tecido conjuntivo fibroso denso e 
revestido por epitélio pavimentoso estratificado (Hematoxilina/ Eosina – 
100x). 
 
Figura 4. Aspecto histológico de distribuição geral dos mastócitos em 
espécime de fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 100x). 
 
Figura 5. Imunomarcação positiva dos mastócitos para a triptase em espécime 
de hiperplasia fibrosa (Estreptoavidina-Biotina – 100x). 
 
Figura 6. Mastócitos exibindo imunorreatividade para a triptase em espécime 
de mucosa oral normal (Estreptoavidina-Biotina – 100x). 
 
 
 
 
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 92 
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Figura 7. Presença de grande quantidade de mastócitos imunorreativos para 
a triptase localizados nas regiões basais e parabasais do epitélio em 
hiperplasia fibrosa oral (Estreptoavidina-Biotina – 400x). 
 
Figura 8. Aspecto microscópico da presença de mastócito exibindo 
imunorreatividade pela triptase localizado na área de fibrose em fibroma de 
células gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). 
 
Figura 9. Aspecto histológico da presença de mastócitos não degranulados 
exibindo imunorreatividade para a triptase, em localização perivascular em 
hiperplasia fibrosa oral (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). 
 
Figura 10. Aspecto microscópico de mastócitos degranulados apresentando 
“halo de triptase”, próximos a fibroblasto gigante em fibroma de células 
gigantes (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). 
 
Figura 11. Imagem histológica de mastócitos não degranulados 
imunorreativos a triptase, dispostos em localização perivascular em 
hiperplasia fibrosa (Estreptoavidina-Biotina – 1000x). 
 
Figura 12. Aspecto microscópico da morfologia dos mastócitos, 
evidenciada pela expressão imuno-histoquímica da triptase, onde 
observamos mastócitos de forma oval (esquerda), fusiforme (centro) e 
arredondada à direita em hiperplasia fibrosa oral (Estreptoavidina-Biotina – 
1000x). 
 
Figura 13. Aspecto histológico da presença de mastócitos em área de 
fibroblastos gigantes, evidenciando à esquerda o contato entre o mastócito 
e o fibroblasto gigante em fibroma de células gigantes (Estreptoavidina-
Biotina – 1000x). 
 
Figura 14. Gráfico Box-Plot da quantidade de mastócitos nos espécimes de 
fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. 
Natal, RN – 2008. 
 
Figura 15. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos 
degranulados nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia 
fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. 
 
Figura 16. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos não 
degranulados nos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia 
fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. 
 
Figura 17. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes 
no epitélio dos espécimes de fibroma de células gigantes, hiperplasia 
fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. 
 
Figura 18. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes 
no tecido conjuntivo dos espécimes de fibroma de células gigantes, 
hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. 
 
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94 
94 
95 
95 
96 
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Figura 19. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes na 
região superficial do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células 
gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. 
 
Figura 20. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes na 
região profunda do tecido conjuntivo nos espécimes de fibroma de células 
gigantes,hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN – 2008. 
 
Figura 21. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em 
localização perivascular na região superficial do tecido conjuntivo nos espécimes 
de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, 
RN – 2008. 
 
Figura 22. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em 
áreas de fibrose na região superficial do tecido conjuntivo nos espécimes de 
fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN 
– 2008. 
 
Figura 23. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em 
localização perivascular na região profunda do tecido conjuntivo nos espécimes 
de fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, 
RN – 2008. 
 
Figura 24. Gráfico Box-Plot da quantidade total de mastócitos presentes em 
áreas de fibrose na região profunda do tecido conjuntivo nos espécimes de 
fibroma de células gigantes, hiperplasia fibrosa e mucosa oral normal. Natal, RN 
– 2008. 
 
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 RESUMO 
RESUMO 
 
O fibroma de células gigantes constitui-se de uma neoplasia benigna, 
caracterizada pela presença de células gigantes, mono, bi ou multinucleadas, 
células estas que podem guardar relação com a presença de mastócitos. O 
propósito desta pesquisa consistiu em analisar descritiva e comparativamente a 
expressão imuno-histoquímica da triptase em mastócitos de fibroma de células 
gigantes, hiperplasia fibrosa e espécimes de mucosa oral normal. Foram 
selecionados 30 casos de fibroma de células gigantes, 10 casos de hiperplasia 
fibrosa e 10 casos de mucosa oral normal, para a análise da expressão imuno-
histoquímica, determinação do número de mastócitos presentes, bem como a sua 
forma e localização. Constatou-se diferença estatisticamente significativa 
(p<0,001) em relação a quantidade de mastócitos entre os espécimes analisados, 
onde o fibroma de células gigantes apresentou a menor quantidade de mastócitos e 
a hiperplasia exibiu a maior concentração deste tipo celular. Embora a mucosa 
oral tenha apresentado uma maior quantidade de mastócitos quando comparado 
com os casos de fibroma de células gigantes, estes se encontravam em 
localizações usuais no tecido conjuntivo em tecidos normais. Verificou-se, 
diferença estatisticamente significativa, no que diz respeito ao número de 
mastócitos não degranulados (p<0,001). Nas áreas de fibrose, observamos 
diferença estatisticamente significativa (p<0,006) entre os espécimes. Com 
relação aos mastócitos presentes em localização perivascular não se observou 
diferença estatisticamente significativa. Na análise morfológica verificou-se uma 
predominância de mastócitos ovais. Concluiu-se que embora uma menor 
quantidade de mastócitos estivesse presente nos casos de fibroma de células 
gigantes, estes exibiam maior relação com os fibroblastos gigantes presentes 
nestas lesões em torno de 59,62%, sendo evidenciada também uma forte relação 
entre estas células e áreas de fibrose tanto nos casos de fibroma de células 
gigantes como de hiperplasias fibrosas e espécimes de mucosa oral normal, 
utilizados como controle em nosso estudo, confirmando desta forma, o papel dos 
mastócitos como indutor fibrinogênico. 
 
Palavras-chave: Mastócitos, triptase, Fibroma de células gigantes, hiperplasia 
fibrosa, imuno-histoquímica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 ABSTRACT 
ABSTRACT 
 
 
The giant cell fibroma is a benign neoplasm characterized by the presence of mono, bi 
or multinucleate cells, which can have a connection to the presence of mast cells. This 
research aims to analyze, descriptively and comparatively, the immunohystochemistry 
expression of the tryptase in mast cells of the giant cell fibroma, fibrous hyperplasia and 
samples of the normal oral mucosa. Thirty cases of giant cell fibroma, ten cases of 
fibrous hyperplasia and ten cases of normal oral mucosa were selected for the analysis 
of the immunohistochemistry expression, determination of the number of present mast 
cells, as well as their location and shape. It could be stated that there was a statistically 
significant difference (p<0,001) in relation to the quantity of mast cells among other 
samples analyzed where the giant cell fibroma presented lesser quantity of mast cell and 
the hyperplasia showed higher concentration of this cellular type. Although the oral 
mucosa has presented a higher quantity of mast cells when compared to the giant cells 
fibroma, these were found in usual locations in the connective tissue in normal tissues. 
There could be noticed a statistically significant difference in relation to the number of 
non-granulated mast cells (p<0,001). On the areas of fibrosis, we could observe a 
statistically significant difference (p<0,006) among the samples. In relation to the 
present mast cells in perivascular location, no statistically significant difference was 
found. On the morphological analysis there was a predominance of oval mast cells. It 
was concluded that despite of the fact there was a lesser quantity of mast cells present in 
cases of giant cell fibroma, they appeared to have a stronger relation to the present giant 
fibroblasts in this lesions, around 59,62%, being also evidenced a strong relation 
between these cells and the fibrosis areas in both cases of giant cell fibroma and fibrous 
hyperplasias and samples of normal oral mucosa, used as control group in our study, 
confirming, this way, the role of the mast cells as fibrinogenous inductor. 
 
 
Keywords: Mast cells; Tryptase; Giant Cell Fibroma; Fibrous Hyperplasia; 
Immunohistochemistry. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
INTRODUÇÃO 
1. INTRODUÇÃO* 
 
O fibroma de células gigantes ou fibroblastoma constitui-se em uma 
neoplasia fibrosa benigna, caracterizada por um crescimento focal reativo da 
mucosa oral, exibindo várias células gigantes multinucleadas predominantemente 
localizadas no tecido conjuntivo sub-epitelial. Diferentemente do fibroma 
traumático, ele não parece estar associado com irritação crônica (MIGHELL, 
ROBINSON, HUME, 1996; NEVILLE et al., 2004). 
Muito se especula a respeito do papel dos mastócitos no tecido conjuntivo. 
Sugere-se que estes tipos celulares participem na regulação das células e no 
controle do acúmulo de componentes do tecido conjuntivo. Dados obtidos em 
várias pesquisas levam ao indicativo de que os mastócitos são células 
potencialmente fibrogênicas, através da liberação de potentes mediadores de 
fibrose (BERTON et al, 2000; GARBUZENKO et al, 2002). 
Estudos recentes mostram uma interação entre células tumorais estreladas 
(células gigantes e mononucleares) e mastócitos evidenciados tanto nos 
colagenomas de células gigantes quanto nos fibromas solitários escleróticos 
(RAMOS et al, 2002). 
Para a identificação das subpopulações de mastócitos é necessário detectar 
as enzimas secretadas por estas células, sendo as principais enzimas a triptase e a 
quimase (ROJAS et al, 2005; CAUGHEY, 2007). 
A triptase é verificada em todos os mastócitos humanos, sendo que sua 
presença é desconhecida em qualquer outro tipo celular. Conseqüentemente, a 
constatação de triptase em fluidos humanos biológicos é interpretada como um 
 
* Trabelho de Dissertação normatizado e apresentado de acordo com a ABNT-NBR 6023/ 2002indicador da ativação dos mastócitos (HARVIMA, 1999; ABBAS, LICHTMAN, 
2005). 
Com relação a forma ativa da quimase nos mastócitos, isto sugere que este 
mediador pode desempenhar papel estimulador para o acúmulo de células 
inflamatórias, modular a permebilidade epitelial, entretanto sabe-se do papel da 
quimase na modulação das funções fibroblásticas (ANDOH et al, 2006). 
Frente a importância dos mastócitos a partir das inúmeras funções que os 
mesmos executam, e baseado na constatação das interações entre mastócitos e 
células gigantes, o presente trabalho tem por objetivo analisar, descritiva e 
comparativamente, a expressão imuno-histoquímica da triptase em mastócitos nos 
fibromas de células gigantes de mucosa oral, verificando ainda se esta interação 
celular descrita anteriormente também ocorre nesta entidade patológica, bem 
como fazer uma análise comparativa com as hiperplasias fibrosas e mucosa oral 
normal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 REVISÃO DA LITERATURA 
2. REVISÃO DA LITERATURA 
 
 
 
2.1. Fibroma de Células Gigantes 
 
O fibroma de células gigantes ou fibroblastoma trata-se de uma neoplasia 
benigna de origem mesenquimal, caracterizada por um crescimento focal reativo 
da mucosa oral, sem associação com trauma crônico, onde se verifica no tecido 
conjuntivo a presença de células gigantes multinucleadas.. (MIGHELL, 
ROBINSON, HUME, 1996; NEVILLE et al., 2004). 
A primeira descrição desta entidade foi realizada por Weathers e Callihan 
(1974), onde identificou-se a presença de células gigantes multinucleadas e 
mononucleares em 108 espécimes dos mais de 2.000, obtidos no período de 1957 
a 1973, diagnosticados anteriormente como hiperplasia fibrosa, fibroma ou pólipo 
fibroepitelial. Nesta oportunidade, foram detalhadas as características 
histopatológicas peculiares deste tipo de lesão, destacando a presença das células 
gigantes de variadas formas como: estreladas, fusiformes e angulares, 
predominantemente localizadas na lâmina própria. Mas, que poderiam estar 
presentes em toda a lesão de forma dispersa. 
Houston (1982) em um estudo analisando as características clínicas de 464 
casos, descreve o fibroma de células gigantes como uma lesão assintomática, 
localizada predominantemente na gengiva, de crescimento exofítico, pediculado 
na maioria dos casos, com superfície áspera e de dimensões diminutas. 
A origem das células que determinam o diagnóstico histopatológico para o 
fibroma de células gigantes, vem sendo amplamente investigada ao longo dos 
anos. No início, acreditava-se que estas células eram derivadas de fibroblastos 
atípicos, histiócitos ou possivelmente melanócitos, devido a presença de melanina, 
apresentando expansões citoplasmáticas dendríticas e localizadas próximo ao 
epitélio. Sugeriu-se também que as células gigantes poderiam ser resultado de 
uma fusão de fibrobastos, especulando-se ainda uma possível etiologia viral. 
Também foram citadas que estas células podem ser de origem fibroblástica, 
células da musculatura lisa vascular da mucosa oral normal ou de um granuloma 
piogênico pré-existente (WEATHERS, CAMPBELL, 1974; HOUSTON, 1982). 
O fibroma de células gigantes representa aproximadamente cerca de 2 a 5% 
de todas as proliferações fibrosas em cavidade oral, submetidas a biópsia. A 
maioria ocorrendo nas três primeiras décadas de vida, com uma média de idade de 
30 anos para os homens e de 26 anos para as mulheres. Alguns estudos mostram 
uma ligeira predileção por mulheres, bem como maior ocorrência em indivíduos 
da raça branca (MAGNUSSON, RASMUSSON, 1995; ALBUQUERQUE 
JÚNIOR et al, 2001; NEVILLE et al, 2004). 
Com relação a localização desta lesão, observa-se que cerca de 50% dos 
casos ocorrem na gengiva, sendo a gengiva mandibular afetada duas vezes mais 
que a gengiva maxilar. O segundo sítio anatômico de ocorrência é a língua com 
aproximadamente 23%, o palato está envolvido em 18,5%, a mucosa jugal em 6% 
e os lábios estão envolvidos em cerca de 2,5% (HOUSTON, 1982; 
ALBUQUERQUE JÚNIOR et al, 2001, NEVILLE et al, 2004). 
O fibroma de células gigantes é mais comum na gengiva, e em pacientes 
mais jovens, enquanto as duas lesões muito confundidas do ponto de vista clínico 
e que fazem diagnóstico diferencial com o fibroma de células gigantes, a 
hiperplasia fibrosa e o fibroma ocorrem, geralmente, em pacientes de mais idade e 
acomete preferencialmente a mucosa jugal (MAGNUSSON, RASMUSSON, 
1995). 
Clinicamente, esta entidade se apresenta como uma tumefação localizada, 
séssil ou pediculada, indolor, usualmente com menos de 1 cm, superfície 
cerebriforme, papilar, com coloração semelhante a mucosa normal e que pode ser 
facilmente confundida com outras lesões fibrosas (HOUSTON, 1982; NEVILLE 
et al, 2004). 
Estudos realizados posteriormente por Magnusson e Rassmusson (1995) 
utilizando a imuno-histoquímica, não revelaram positividade para a proteína S-
100 e para neurofilamentos, descartando a origem a partir de nervos periféricos. 
Neste estudo, constatou-se ainda que estes tipos celulares não exibiram 
positividade para o fator VIII, lectina de ligação endotelial inespecífica, lisozima 
e também para citoqueratinas, indicando assim, nenhuma relação com células 
endoteliais, células gigantes de tecido de granulação ou relação com células 
epiteliais escamosas, respectivamente. Verificou-se positividade para a vimentina, 
um marcador de células de linhagem mesenquimal. 
Esta positividade para a vimentina foi constatada também em um estudo 
realizado por Miguel et al (2003), no qual analisaram a imunorreatividade das 
células gigantes para a vimentina e HHF-35. Odell, Lock e Lombardi (1994), em 
estudo anterior, destacam uma forte expressão para a vimentina e para o anticorpo 
5B5 (prolil 4-hidroxilase), anticorpo este relacionado com a síntese de colágeno 
em fibromas de células gigantes. 
Em outro estudo realizado por Souza et al (2004) utilizando a vimentina, 
HHF-35, CD68 e Fator XIIIa foi reafirmada a positividade das células gigantes 
estreladas para a vimentina, na maioria dos casos de fibroma de células gigantes. 
Observou-se ainda que na hiperplasia fibrosa e no pólipo fibro-epitelial, a 
expressão imuno-histoquímica para a vimentina em células gigantes estreladas foi 
detectada em um menor número de casos. Mediante estes achados a hipótese mais 
plausível é que estas células derivem de uma linhagem fibroblástica. 
No que diz respeito ao comportamento dos fibroblastos gigantes, estudos 
realizados utilizando dois marcadores de proliferação celular (PCNA e o Ki-67) 
em fibromas de células gigantes, constataram que a maior parte das células 
multinucleadas foi positiva para o PCNA, com variabilidade na intensidade de 
marcação, indicando uma heterogeneidade no metabolismo nuclear do PCNA. 
Com relação as diferenças de intensidade de marcação destas células, 
possivelmente as que exibiam marcação nuclear mais evidente, tinham passado 
pelo ciclo celular recentemente em relação aos núcleos menos imunorreativos . 
Entretanto, a ausência de marcação para o Ki-67 nos mesmos tipos celulares, 
assim como ausência de mitoses, podem indicar que na ausência de citocinas, o 
ciclo celular não está envolvido na formação das células gigantes multinucleadas 
em fibroma de células gigantes (MIGHELL, ROBINSON, HUME, 1996). 
Do ponto de vista histopatológico, o fibroma de células gigantes é composto 
por um tecido conjuntivo geralmente arranjado frouxamente, às vezes 
mixomatoso, e ocasionalmente se apresenta maduro e compacto (WEATHERS, 
CALLIHAN, 1974, NEVILLE et al, 2004). A vascularização é usualmente 
proeminente, com vênulas e capilares bem formados, não seevidenciando 
proliferação endotelial. A inflamação é raramente vista, exceto se a superfície 
epitelial estiver ulcerada. Quando presente, esta inflamação é geralmente mista, 
exibindo tanto células da inflamação crônica quanto células polimorfonucleares da 
inflamação aguda (WEATHERS, CALLIHAN, 1974; MAGNUSSON, 
RASMUSSON, 1995; ALBUQUERQUE JÚNIOR et al, 2001). 
A característica consistente para o seu diagnóstico é a presença de células 
gigantes exibindo formas estreladas, anguladas ou fusiformes de 
aproximadamente, 20 a 40 mm de diâmetro. Estas células estão localizadas 
predominantemente na lâmina própria, próximas ao epitélio, mas, podem estar 
presentes em toda a extensão da lesão (WEATHERS, CALLIHAN, 1974; 
HOUSTON, 1982; MIGHELL, ROBINSON, HUME, 1996; REGEZI, SCIUBBA, 
2000; MIGUEL et al, 2003; NEVILLE et al, 2004). 
Verifica-se que a presença de células gigantes não é exclusiva do fibroma de 
células gigantes, sendo também detectadas em outras lesões fibrosas como o 
fibroma ungueal, angiofibroma acral e fibroblastoma desmoplásico (CAMPOS, 
GOMEZ, 1999; MIGUEL et al, 2003) e mais especificamente nas hiperplasias 
fibrosas e fibromas da cavidade oral (REGEZI et al, 1987). 
Destaca-se ainda a papila retrocanina que é uma lesão de desenvolvimento 
semelhante microscopicamente ao fibroma de células gigantes que ocorre 
lingualmente na gengiva do canino inferior, sendo freqüentemente bilateral e 
comumente se apresenta como uma pequena pápula de coloração rósea com 
menos de 5 mm de diâmetro. As papilas retrocaninas são comuns , tendo sido 
relatadas em 25 a 99% das crianças e adultos jovens, diminuindo sua prevalência 
para 6 a 19% com o avanço da idade, sugerindo desta forma que esta variação 
anatômica normal desapareça com a idade (REGEZI, SCIUBBA, 2000; 
NEVILLE et al, 2004). 
Os limites citoplasmáticos destas células são usualmente distintos, com 
alguma perda de precisão na visualização destes limites restrita ao ápice nas 
extensões angulares destas células gigantes. Processos dendríticos podem ser 
vistos e um espaço artificial ou resultado da separação das fibras colágenas 
perifericamente ao citoplasma pode estar presente. O citoplasma se apresenta 
basofílico e granular, contendo alguns vacúolos e, ocasionalmente, esta 
vacuolização pode ser mais extensa, conferindo ao citoplasma uma aparência 
clara. Algumas células, especialmente nas proximidades do epitélio podem conter 
quantidades variáveis de grânulos de coloração marrom, semelhantes a melanina 
(WEATHERS, CALLIHAN, 1974; MAGNUSSON, RASMUSSON, 1995). 
Ultra-estruturalmente, observa-se no citoplasma destas células uma grande 
quantidade de retículo endoplasmático rugoso, poliribossomos e ribossomos 
livres, sugerindo semelhança com fibroblastos. Entretanto, é evidente uma maior 
quantidade de microfibrilas, cujo diâmetro varia entre 50 a 100Å, localizadas na 
periferia nuclear, tanto em células mononucleadas quanto nas multinucleadas. 
Quando ocorre aumento no número dessas fibrilas, nota-se um preenchimento do 
citoplasma, com extensão para o interior dos processos dendríticos assim como, 
condensações microfibrilares, levando a uma total substituição ou redução das 
organelas. Estas microfibrilas são descritas também em sarcomas sinoviais, 
sarcomas epitelióides, na contratura de Dupuytren e em mixomas odontogênicos. 
Sua função em fibroblastos no tecido de granulação e na contratura de Dupuytren 
tem relação com propriedades contratéis. Já no fibroma de células gigantes, tanto 
a origem quanto a função das microfibrilas permanecem desconhecidas 
(WEATHERS, CAMPBELL, 1974). 
Geralmente estas células são mononucleares mas, células exibindo dois 
núcleos são freqüentemente vistas. O núcleo se apresenta amplo, variando sua 
forma de arredondada a oval, podendo ser vesicular. A cromatina se apresenta 
uniformemente distribuída e geralmente apresenta um nucléolo. Entretanto, 
algumas células podem conter até 7 ou 8 núcleos, formando as células gigantes 
multinucleadas. Quando apresentam múltiplos núcleos, elas assumem a 
configuração das células gigantes de Langerhans. No que diz respeito a mitoses, 
elas não são evidenciadas (WEATHERS, CALLIHAN, 1974; MAGNUSSON, 
RASMUSSON, 1995; MIGUEL et al, 2003; NEVILLE et al, 2004). 
O epitélio presente nestas lesões é do tipo pavimentoso estratificado 
paraceratinizado ou ortoceratinizado, podendo eventualmente ser hiperceratótico 
exibindo características como acantose, espongiose focal, alteração vacuolar por 
degeneração hidrópica, alterações estas inerentes ao tecido epitelial de 
revestimento. Por outro lado, constata-se atrofia epitelial intercalada com 
projeções papilares endofíticas de aspecto filiforme, características presentes na 
totalidade dos fibromas de células gigantes analisados por diversos autores 
(WEATHERS, CALLIHAN, 1974; HOUSTON, 1982; ALBUQUERQUE 
JÚNIOR et al, 2001). 
O tratamento para as lesões diagnosticadas como fibroma de células 
gigantes é realizado de maneira conservadora, através da excisão cirúrgica. A 
possibilidade de recorrência existe, porém é rara (NEVILLE et al, 2004). 
 Em estudo realizado por Houston (1982), analisando 401 casos de fibroma 
de células gigantes, foi verificada recorrência em apenas dois casos. As lesões 
recorrentes são clínica e histopatologicamente idênticas as lesões originais e a 
natureza inócua destas lesões, mantém a excisão cirúrgica simples como 
tratamento de escolha. 
 
2.2. Hiperplasia Fibrosa 
A hiperplasia fibrosa é considerada um crescimento reativo focal que 
aparece circundando as margens ou bordas de próteses totais ou parciais 
removíveis mal adaptadas, estando relacionada com irritação crônica causada por 
estas e por outras forças oblíquas resultantes de desajustes oclusais. Acredita-se 
também que o espaço criado entre a borda da prótese e a mucosa, causado pela 
reabsorção óssea, seja mais importante na patogênese da HFI do que a pressão de 
irritação das bordas da prótese (PINTO-COELHO et al , 2000; MIGUEL et al, 
2003). 
A medida que as cristas ósseas da mandíbula ou maxila são reabsorvidas 
pelo uso prolongado da prótese, as bordas estendem-se gradualmente cada vez 
mais para o vestíbulo, onde a irritação crônica e o traumatismo podem provocar a 
formação excessiva de tecido conjuntivo fibroso. O resultado é o surgimento de 
pregas indolores de tecido conjuntivo fibroso (REGEZI, SCIUBBA, 2000). 
 Usualmente a massa tecidual é firme e fibrosa, embora algumas lesões 
sejam eritematosas e ulceradas, semelhantes ao granuloma piogênico. O tamanho 
pode variar desde lesões com menos de 1cm de tamanho a lesões grandes que 
envolvem a maior parte do comprimento do vestíbulo, podendo ocorrer tanto na 
maxila quanto na mandíbula, sendo a região anterior mais afetada, e constata-se 
uma predileção pelo sexo feminino (NEVILLE et al, 2004). 
Microscopicamente, caracteriza-se por um epitélio pavimentoso 
estratificado freqüentemente hiperplásico, ceratinizado, alternando áreas de 
hiperceratose e paraceratose.O tecido conjuntivo varia de acordo com o estágio de 
desenvolvimento da lesão, apresentando um tecido granulomatoso nas lesões 
jovens e com um conjuntivo denso e fibroso nas lesões mais antigas (PINTO-
COELHO, ZUCOLOTO,1998). 
Verifica-se hiperplasia do tecido conjuntivo fibroso onde o epitélio de 
revestimento é hiperparaceratótico, com hiperplasia irregular das papilas. Em 
algumas vezes, o epitélio apresenta hiperplasia papilar inflamatória ou hiperplasia 
pseudoepiteliomatosa (TAMARIT-BORRÀS, 2005). 
 Áreas focais de ulceração não são incomuns, especialmente na base das 
fissuras entre as pregas. Um infiltrado crônico variável está presente; algumas 
vezes, ele pode apresentar eosinófilos ou folículos linfóides. As glândulas 
salivares menores se estiverem presentes no espécime, mostram usualmente 
sialoadenite crônica (NEVILLE et al, 2004). 
Quando se analisa a presença de outrostipos celulares presentes nesta lesão, 
podemos através de estudos histoquímicos, verificar a presença de mastócitos em 
hiperplasia papilar, constatando que os mastócitos se apresentavam em maior 
número quando comparados a mucosa oral normal (FLAMAGAN, PORTER, 
1968). 
A conduta de tratamento para as hiperplasias fibrosas varia desde a remoção 
da prótese para diminuir o edema e o eritema em lesões incipientes, como também 
a possibilidade de se utilizar a excisão cirúrgica convencional com bisturi, 
curetagem, eletrocirurgia, criocirurgia e laser a base de CO2 (NEVILLE et al, 
2004; NAVEEN, BHASKARAN, 2007). 
 
2.3. Mastócitos 
Os mastócitos são células secretoras multifuncionais do sistema imune que 
participam da regulação da resposta imunológica, pela liberação de mediadores 
químicos, seguido a um estímulo apropriado (WASSERMAN, 1994; ZHAO et al, 
2001). 
Estes tipos celulares foram descobertos em 1877 por Paul Ehrlich, que 
acreditava no fato de que os mastócitos eram abundantes, especialmente em 
animais bem alimentados (Mast = well fed = bem alimentado). Estas células são 
encontradas principalmente no tecido conjuntivo frouxo e, em algumas exceções, 
sua presença é verificada em tecidos e órgãos de vertebrados maiores, podendo 
estar correlacionados com o conteúdo do tecido conjuntivo, sendo que os 
“verdadeiros” mastócitos aparecem em maior número nos anfíbios e peixes 
(MILLER et al, 1978). 
São considerados filogeneticamente como células velhas, que 
aparentemente ocorrem em todas as espécies, na circulação sanguínea. Em 
mamíferos, os mastócitos são habitantes normais do tecido conjuntivo, exceto em 
tecidos avasculares, como: osso mineralizado, cartilagem e córnea, congregando 
assim um destacado padrão ao redor de pequenos vasos sanguíneos, vasos 
linfáticos, terminações nervosas e glândulas produtoras de muco (NORRBY, 
2002; METZ et al, 2007). 
A origem dos mastócitos tem sido motivo de muitas discussões. Questiona-
se, se estes tipos celulares são produtos finais da transformação de outras células 
ou sejam resultado de divisão mitótica em suas variadas formas granulares. 
Concluindo que a maioria dos mastócitos, são divididos mitoticamente na fase de 
desenvolvimento de células precursoras fibroblásticas não granulares (ASBOE-
HANSEN,1968; JANDINSKI, SONIS, DOKU, 1972). 
 Abbas e Lichtman (2005) afirmam que todos os mastócitos derivam de 
progenitores situados na medula óssea. Normalmente, mastócitos maduros não 
são encontrados na circulação. Os progenitores migram para os tecidos periféricos 
como células imaturas e sofrem diferenciação in situ. Mastócitos maduros são 
encontrados em todo o corpo, predominantemente próximos aos vasos 
sanguíneos, nervos e sob o epitélio. Eles também estão presentes em órgãos 
linfóides. 
As contribuições dos mastócitos na defesa do hospedeiro estão relacionadas 
a função de células efetoras do sistema imune inato e na resposta a processos 
alérgicos, químicos e biológicos, como microorganismos e parasitas, tendo sido 
extensivamente investigado este fato. Verifica-se um aumento no interesse pelo 
vasto potencial das funções dos mastócitos e interações na resposta imune, 
incluindo o entendimento do papel dos mastócitos na modulação da resposta 
imune humoral e eventos celulares (BATISTA, RODINI, LARA, 2005). 
É importante dizer que a expressão fenotípica dos mastócitos não é estática, 
e seu padrão secretório se altera de acordo com o micro ambiente (CH’NG et al, 
2006). 
Ao exame microscópio os mastócitos humanos variam em forma e possuem 
núcleos redondos, com grânulos ligados por membrana e corpos lipídicos no 
citoplasma. Esses grânulos contêm proteoglicanas acídicas que se ligam à 
corantes básicos existindo dois subconjuntos principais de mastócitos que diferem 
por localização anatômica, conteúdo de grânulos e por atividade (LI, KRILIS, 
1999; ABBAS, LICHTMAN, 2005). 
Os grânulos dos mastócitos contêm proteoglicanas ácidas que se ligam a 
corantes básicos, como o azul de toluidina, o que leva estes grânulos a adquirirem 
freqüentemente, uma cor que é diferente daquela do corante original, sendo 
denominados grânulos metacromáticos (PEREIRA PINTO et al, 1997; KUMAR, 
ABBAS, FAUSTO, 2005). 
Os mastócitos humanos se dividem em mastócitos mucosos e mastócitos do 
tecido conjuntivo. Os mastócitos mucosos estão presentes predominantemente na 
mucosa intestinal e nos espaços alveolares dos pulmões, sendo identificados com 
mais freqüência pela presença de triptase e não de outras proteases neutras nos 
grânulos, estando a presença desses mastócitos mucosos na dependência das 
células T. Já os mastócitos do tecido conjuntivo mostram pouca dependência das 
células T, sendo este grupo identificado pela presença de várias proteases neutras 
nos grânulos, e se dividem em dois sub-tipos: os mastócitos que secretam somente 
triptase e os mastócitos que secretam tanto a triptase quanto a quimase, em adição 
a outras proteases, incluindo catepsina G e a carboxipeptidase. Esta 
heterogeneidade pode expressar por si só diferentes características histoquímicas, 
bioquímicas e funcionais. No homem, os mastócitos do tecido conjuntivo são 
encontrados na pele e na submucosa intestinal (YAMANAKA et al, 2000; 
ABBAS, LICHTMAN, 2005; ROJAS et al, 2005; OSHITANI et al, 2006). 
Além da secreção da triptase, quimase e carboxipeptidase verifica-se a 
secreção de outros mediadores potentes, como a histamina, a heparina, o sulfato 
de condroitina e citocinas como a interleucina-3 (IL-3), IL-4, IL-5, IL-6, IL-8, IL-
10, IL-13, IL-16, o fator de necrose tumoral α, prostaglandina D2, leucotrieno C4, 
fator de ativação plaquetária e mediadores lipídicos (BERTON, 2000; 
HUTTUNEN, HARVIMA, 2005, OLIVEIRA NETO et al, 2006). 
Observamos a presença de mastócitos tanto na reação inflamatória aguda 
quanto na crônica, expressando em sua superfície o receptor que liga a porção Fc 
da IgE (FcεRI). Nas reações agudas, a IgE ligada aos receptores Fc das células, 
reconhece os antígenos de maneira específica e as células sofrem degranulação, 
liberando mediadores, como a histamina e os produtos da oxidação do ácido 
aracdônico. Esse tipo de resposta ocorre durante as reações anafiláticas a 
alimentos, picada de insetos ou drogas, freqüentemente com resultados 
catastróficos. Quando apropriadamente reguladas, as respostas podem beneficiar o 
hospedeiro. Os mastócitos também estão presentes nas reações inflamatórias 
crônicas e podem produzir citocinas que contribuem para a fibrose (KUMAR, 
ABBAS, FAUSTO, 2005). 
Vale destacar que esta ativação dos mastócitos se dá pela ligação cruzada de 
moléculas do FcεRI, que ocorre pela ligação de antígenos multivalentes às 
moléculas de IgE anexas, e como conseqüência desta ativação, temos três tipos de 
respostas biológicas: secreção do conteúdo pré-formado de seus grânulos por um 
processo regulado de exocitose, síntese e secreção de mediadores de lipídios, além 
de síntese e secreção de citocinas (ABBAS, LICHTMAN, 2005). 
Em adição a imunoglobulina E (IgE), associada a resposta imune, a ativação 
e degranulação dos mastócitos pode ser realizada também por múltiplos 
mecanismos, incluindo a sinalização via receptores Fcγ, que são necessários para 
ativação associada a imunoglobulina G (IgG). A habilidade da IgG na ativação de 
mastócitos, indica a promoção da ligação celular entre IgG e a progressão das 
doenças inflamatórias auto-imunes (OKRUHLICOVA et al, 2007). 
Os mastócitos são bem conhecidos por causar reação de hipersensibilidade 
tipo I, desempenhando papel em doenças inflamatórias crônicas como artrite 
reumatóide, esclerodermia e doenças intestinais inflamatórias (DANILEWICZ, 
WAGROWSKA- DANILEWICZ, 2004). 
 Ressalta-se ainda que os mastócitos exerçam funções relevantes nos tecidos 
como homeostase, remodelação e reparo (CRIVELLATO et al, 2003). 
A respeito das interações entre mastócitos e células T, verifica-seque os 
mastócitos podem secretar citocinas, nas respostas tipo Th1 e Th2, influenciando 
na diferenciação das células T, sendo capazes de modular a proliferação e a 
produção de citocinas nas respostas de células T CD8+ (RODINI, BATISTA, 
LARA, 2004). 
Verifica-se uma interação entre células tumorais estreladas (células gigantes 
e mononucleares) e mastócitos em colagenomas cutâneos, lesões fibrosas de pele 
e em neurofibromas cutâneos (RAMOS et al, 2002; SOUZA et al, 2004). 
Nas interações entre mastócitos e fibroblastos, os mastócitos se apresentam 
como fontes e indutores do fator de crescimento fibroblástico e epitelial, através 
da habilidade que os mastócitos tem de induzir o fatores de crescimento 
fibroblástico tipos 2 e 7 além do fator de crescimento epitelial ligado a heparina 
(ARTUC, STECKELINGS, HENZ, 2002). 
Em tecidos pulmonares com doenças como sarcoidose, alveolite fibrosante, 
displasia broncopulmonar, assim como asma e doenças pulmonares obstrutivas 
crônicas, têm se verificado um aumento no número de mastócitos e estes se 
apresentam localizados em posição próxima aos fibroblastos (AKERS et al, 
2000). 
A mesma proximidade é vista em processos alérgicos, onde se verifica que a 
triptase proveniente dos mastócitos promove uma ligação entre mastócitos, 
fibroblastos e eosinófilos (LEVI-SCHAFER, PILIPONSKY, 2003). 
Em estudos realizados, utilizando tecidos irradiados pela radioterapia, 
verificou-se em algumas áreas da derme uma associação muito próxima entre 
mastócitos e fibroblastos. Estes achados sugerem um possível papel dos 
mastócitos em realçar a síntese de colágeno na pele e fibrose induzida pelo 
tratamento radioterápico (RIEKKI et al, 2004). 
Postula-se ainda uma relação entre mastócitos e células multinucleadas 
bizarras, relação esta também vista em leiomiomas atípicos (YAVUZ et al, 2001). 
Sabe-se que os mastócitos mantém uma relação com fibroblastos através de 
junções intercelulares tipo gap. Estas junções promovem canais para a passagem 
direta de pequenas moléculas entre as células, sendo a passagem dessas moléculas 
entre as células a responsável pela coordenação e por sincronizar a sinalização 
celular (MOYERS, SAGGERS, EHRLICH, 2004). 
Estas junções gap são constituídas por conexinas que permitem o 
movimento de íons e moléculas menor que 1 kd, sabendo desta proximidade entre 
mastócitos e fibroblastos, especulou-se a respeito da presença destas conexinas 
em mastócitos, pois, verifica-se a presença das conexinas (Cx26, Cx32 e Cx43) na 
membrana citoplasmática de fibroblastos. Estudos foram realizados e constatou-se 
a presença de duas conexinas (Cx32 e Cx43) em mastócitos, embora esta relação 
com as conexinas não expliquem todos os mecanismos de atuação dos mastócitos, 
ela é importante por ser um outro mecanismo de interação entre mastócitos e 
fibroblastos (VLIAGOFTS et al, 1999). 
 
 
2.4. Mediadores Inflamatórios dos Mastócitos 
As funções efetoras dos mastócitos são mediadas por moléculas solúveis 
liberadas por estas células em ativação. Esses mediadores podem ser divididos em 
pré-formados, que incluem aminas biogênicas e macromoléculas granulares, e em 
recentemente sintetizados, incluindo mediadores secundários, derivados de 
lipídios e citocinas (ABBAS, LICHTMAN, 2005). 
Com relação as aminas biogênicas, a amina vasoativa mais importante é a 
histamina, responsável por causar intensa contração do músculo liso, elevação da 
permeabilidade vascular e elevada atividade secretória das glândulas nasais, 
brônquicas e gástricas (KUMAR, ABBAS, FAUSTO, 2005). 
As enzimas que estão contidas no interior dos grânulos são representadas 
pela triptase e quimase, duas proteases neutras, além de diversas hidrolases ácidas. 
Estas enzimas são responsáveis por lesão tecidual, e promovem também a 
produção de quininas e desta forma ativam proteínas do complemento (C3a) 
atuando em suas proteínas precursoras (HARVIMA et al, 1999; KUMAR, 
ABBAS, FAUSTO, 2005; CAUGHEY, 2007). 
Como proteoglicanas, podemos destacar a heparina e o sulfato de 
condroitina, utilizadas como matrizes para o armazenamento de outros 
mediadores nos grânulos, além de prevenir o acesso dessas substâncias ao restante 
da célula (BERTON et al, 2000; ABBAS, LICHTMAN, 2005; KUMAR, 
ABBAS, FAUSTO, 2005; OLIVEIRA NETO et al, 2006). 
Quanto aos mediadores secundários, estes são divididos em duas classes: os 
mediadores lipídicos, que atuam na ativação da fosfolipase A2, enzima esta que 
atua nos fosfolipídios da membrana para produzir o ácido aracdônico, dando 
origem aos leucotrienos e as prostaglandinas, via ciclooxigenase e lipooxigenase, 
respectivamente (PEREIRA PINTO et al, 1997; ABBAS, LICHTMAN, 2005; 
KUMAR, ABBAS, FAUSTO, 2005). O fator ativador de plaquetas (PAF) é 
produzido por algumas populações de mastócitos com função de estimular a 
agregação, liberação de mediadores plaquetários (histamina e serotonina) e função 
relacionada a permeabilidade vascular, adesão e quimiotaxia leucocitárias, vaso e 
broncoconstricção. Quando em baixa concentração, apresenta alto potencial 
vasodilatador, aumento da permeabilidade de vênulas e, por fim, estimulação de 
outros mediadores, como por exemplo, os leucotrienos (PEREIRA PINTO et al, 
1997). 
Os mastócitos são fonte de várias citocinas que executam funções 
importantes na fase tardia da hipersensibilidade imediata, por sua capacidade de 
recrutar e ativar células inflamatórias, além de regular o crescimento, 
diferenciação e maturação dos grânulos citoplasmáticos. Dentre estes podemos 
citar o fator de necrose tumoral (TNF), interleucina-1 (IL-1), IL-3, IL-4, IL-5, IL-
6, o fator estimulador de crescimento para macrófagos e granulócitos (GM-CSF), 
quimiocinas, além da proteína inflamatória de macrófagos (MIP)-1α e a MIP-1β 
(LI, KRILIS, 1999; NORRBY, 2002; KUMAR, ABBAS, FAUSTO, 2005). 
 
2.4.1. Triptase 
Hallgren e Pejler (2006) citam que a triptase foi descoberta em 1960 por 
Glenner e Cohen, representando uma enzima que apresentava uma atividade 
semelhante a tripsina e esta atividade é comumente referida como triptase. Ao 
longo dos anos, muitas informações sobre a triptase, proveniente dos mastócitos 
têm sido coletadas, entretanto pouco se sabe sobre sua real função biológica. Por 
exemplo, o substrato verdadeiro para a triptase ainda não foi identificado e o seu 
papel em mastócitos relacionado as patologias não é conhecido. 
Esta enzima é encontrada em todos os mastócitos humanos, sendo a sua 
presença desconhecida em qualquer outro tipo celular. Conseqüentemente, a 
constatação de triptase em fluidos humanos biológicos é interpretada como um 
indicador da ativação dos mastócitos (HARVIMA, 1999; ABBAS, LICHTMAN, 
2005). 
É também considerada um marcador confiável, sendo capaz de identificar 
tanto mastócitos imaturos quanto maduros, destacando-se ainda, que a triptase é 
produzida em um estágio precoce do desenvolvimento dos mastócitos 
(SAMORAPOOMPICHIT et al, 2006). 
A triptase é uma protease neutra de serina com peso molecular de 134 kDa. 
Os genes que codificam a triptase dos mastócitos estão localizados no braço curto 
do cromossomo 16. Esta enzima é formada por quatro subunidades covalentes e 
cada subunidade tem um sítio enzimático ativo. Há dois tipos principais de 
triptase, a α-triptase e a β-triptase, que exibem uma seqüência idêntica em torno 
de 90%. As β-triptases são classificadas em βI-, βII-, e βIII-triptases, já as α-
triptases classificam-se em αI- e αII-triptases (PAYNE, KAM, 2004). 
A α-triptase apresenta duas formas bem similares já citadas anteriormente a 
αI e αII. Esta α-triptase humana foi considerada incapaz de ser processada em sua 
forma madura. Apesar disso, uma α-triptase recombinante foi vista unida a um 
tetrâmero ativo, entretanto sua atividade foi extremamente baixa quando 
comparada a β-triptase. A α-triptase dispõem de um processamento defeituoso do 
terminal N e como conseqüênciatemos uma secreção contínua se compararmos a 
que é proveniente diretamente dos grânulos secretórios (HALLGREN, PEJLER, 
2006). 
A β-triptase compreende cerca de 25% de todas as proteínas armazenadas 
nos grânulos secretórios dos mastócitos como tetrâmeros enzimaticamente ativos 
em um complexo com a heparina, que por sua vez facilita a conversão de 
monômeros de β-triptase maduros em tetrâmeros e os estabiliza. Este tipo Beta é a 
principal forma da triptase, que é liberada durante a degranulação dos mastócitos e 
isolada por exemplo, em tecidos pulmonares humanos normais (PANG et al, 
2006). 
Além da α e da β-triptase podemos destacar ainda a γ-triptase e a δ-triptase. 
A γ-triptase se divide em γI e γII. Estas enzimas são expressas em ambas as 
linhagens celulares de mastócitos e em mastócitos das vias aéreas. Em contraste 
com a α e β-triptases, as γ-triptases contém um domínio terminal C hidrofóbico, 
seguido por uma pequena porção terminal citoplasmática. As γ-triptases são 
provavelmente proteínas transmembranares ancoradas, tanto na membrana 
plasmática quanto na membrana dos grânulos secretórios. Existe ainda uma outra 
triptase transmembranar denominada TMT, que pode ser idêntica a γI-triptase ou 
pelo menos similar em cerca de 98 a 99% dos casos (HALLGREN, PEJLER, 
2006). 
A δ-triptase exibe dois tipos identificados, a δI e δII, que diferem apenas na 
posição de um aminoácido. Este tipo de triptase contém um códon prematuro de 
restrição, resultando em uma proteína madura curta e graças a esta parada abrupta 
é que ocorre a alteração da especificidade do substrato significantemente. Apesar 
deste códon de restrição, a tríade catalítica permanece intacta , o que reflete na 
habilidade da δ-triptase de quebrar substratos peptídicos sintéticos, com 
especificidade de clivagem por proteínas semelhantes a tripsina. Na análise 
imuno-histoquímica, verifica-se que a δ-triptase é primeiramente expressa nos 
mastócitos de tecidos como cólon, pulmões e coração assim como as células 
MHC-1 (HALLGREN, PEJLER, 2006). 
Recentes investigações sobre o papel da triptase tem enfocado a capacidade 
de clivar certos substratos extra-celulares como o peptídeo vasoativo intestinal, 
peptídeo relacionado a calcitonina, fibronectina e cininogênios. A triptase por si 
só é capaz de provocar a liberação de histamina dos mastócitos, sendo um potente 
fator de crescimento para as células epiteliais, fibrinogênese, aumento da 
contração da musculatura lisa das vias aéreas e degradação do já citado peptídeo 
vasoativo intestinal. Ressaltamos que a triptase tem demonstrado ser mitogênica 
para fibroblastos, células de músculo liso e células epiteliais brônquicas (KONDO 
et al, 2001; SHAOHENG et al, 2003). 
Além disso, sabe-se que a triptase é uma potente enzima pro-angiogênica e 
que foi reconhecida recentemente como responsável pela degradação da gelatinase 
presente na matriz extracelular (ROJAS et al, 2004). 
 Durante a inflamação a triptase pode estimular a liberação de granulócitos 
quimiotáticos para a IL-8 e regulação da expressão do ICAM-1 nas células 
epiteliais, induzindo a expressão de RNAm para a IL-1β que pode ser importante 
para o recrutamento de células inflamatórias para os locais de ativação dos 
mastócitos. Entretanto, a liberação da triptase proveniente dos mastócitos ativados 
pode estimular a secreção de outros mastócitos vizinhos, levando a amplificação 
do sinal (PAYNE, KAM, 2004). 
Há evidências de que a triptase presente nos mastócitos é capaz de ativar o 
receptor de protease ativado (PAR-2), que apresenta papel crucial nas doenças 
inflamatórias de diversos tecidos, incluindo intestino, pele e vias aéreas 
(KETABCHI et al, 2007). 
A triptase presente nas vias aéreas estimula a proliferação dos fibroblastos 
do pulmão e brônquicos “in vitro”. Os resultados deste estudo também indicam 
que a triptase estimula a proliferação de fibroblastos via PAR-2 (MATSUSHIMA 
et al, 2006) 
A triptase pode estar envolvida no desenvolvimento de fibroses renais 
intersticiais, incluindo a nefrite túbulo intersticial aguda ou crônica, onde a 
triptase dos mastócitos não apresenta somente potencial mitogênico, mas também 
é um estimulador para a síntese das proteínas da matriz extracelular pelos 
fibroblastos renais humano (KONDO et al, 2001). 
Nos testículos, por exemplo, os mastócitos presentes que secretam somente 
a triptase são encontrados em indivíduos saudáveis. Já a presença de mastócitos 
que secretam tanto a triptase quanto a quimase, têm relação com quadros de 
azoospermia obstrutiva, azoospermia idiopática e varicocele (YAMANAKA et al, 
2000). 
 Li e Krilis (1999) afirmam que a triptase em condições normais, não pode 
ser identificada através de testes imuno-histoquímicos. 
2.4.2. Quimase 
A quimase é uma protease de serina, localizada exclusivamente nos 
grânulos dos mastócitos e sua liberação dos grânulos é feita junto com outros 
mediadores pré-formados. A grande quantidade da quimase em forma ativa nos 
mastócitos sugere que este mediador pode desempenhar papel em doenças 
relacionadas a mastócitos (ANDOH et al, 2006). 
Em humanos, a expressão de quimase assim como a catepsina G, estão 
confinadas amplamente em mastócitos que expressam quimase e em mastócitos 
que expressam tanto triptase quanto a quimase os quais tendem a ser abundantes 
na derme da pele (CAUGHEY et al, 2007). 
A presença ou ausência desta enzima é utilizada como critério para a 
caracterização de subconjuntos de mastócitos, como foi abordado anteriormente. 
Não se conhecem as funções dessa enzima in vivo; entretanto, várias atividades 
demonstradas in vitro, sugerem efeitos biológicos importantes. Sabemos que a 
quimase pode converter a angiotensina I em angiotensina II, podendo ainda 
degradar a membrana basal da epiderme e estimular a secreção de muco (ABBAS, 
LICHTMAN, 2005). 
 Também é responsável pela indução de apoptose em células do músculo 
cardíaco in vitro, estando envolvida na remodelação tecidual e de colágeno 
através da ativação das MMPs, IL-1β, TGF-β e na proliferação de fibroblastos 
(JAHANYAR et al, 2007). 
Os mastócitos que secretam a quimase são identificados posteriormente aos 
mastócitos que secretam triptase, já que os que secretam quimase aparecem 
tardiamente, apresentando positividade maior em mastócitos da pele do que a 
encontrada em outros tecidos (BAIN, 1999). 
Embora ainda obscuro, a quimase humana parece ter função relacionada 
com a defesa do hospedeiro, por exemplo, contra parasitas. A maioria das 
quimases tem maior potencial destrutivo. Isso ocorre devido à capacidade que elas 
tem de clivar uma grande variedade de peptídeos e proteínas alvo. Entretanto, as 
quimases são mais susceptíveis a inibição pelas anti-peptidases, incluindo as 
serpinas e α2-macroglobulina, sendo assim apresentam período de vida curto após 
sua secreção (CAUGHEY et al, 2007). 
A quimase desempenha importante papel nos vários tipos de patologias, 
como por exemplo: aterosclerose, deficiência cardíaca, fibrose, coagulação e 
fibrinólise, além de proliferação da musculatura lisa das vias aéreas. Relata-se 
ainda, que a quimase não está somente presente em grânulos de mastócitos. 
Estudos demonstram que células positivas para a quimase, também existem em 
células CD34+ na medula óssea (SHIMIZU et al, 2004). 
Estudos realizados por Sommerhoff, Nadel e colaboradores (1990), 
constataram que a quimase e a catepsina G relacionada a mastócitos são 
estimuladores potentes de secreção das células serosas, presentes nas glândulas 
das vias aéreas. Porém, evidenciou-se que uma grande quantidade de mastócitos, 
ricos em quimase estavam localizados na periferia das glândulas submucosas, 
conferindo a quimase um papel de destaque, no que diz respeito a estímulo de 
secreção (CAUGHEY et al, 2007). 
Em úlceras crônicas de perna, verifica-se que níveis significativos tanto de 
quimase quanto de triptase são constatadosem biópsias destas lesões. Observa-se 
que no microambiente formado entre o acúmulo de mastócitos e as bordas 
epiteliais, o nível de atividade da quimase, assim como da triptase e histamina, 
podem ser suficientes para resultar uma deficiência na aderência epitelial, 
crescimento ou mesmo destacamento de ceratinócitos da base da úlcera 
(HUTTUNEN, HARVIMA, 2005). 
 
2.5. Mastócitos e Processos Patológicos 
 
Estudos realizados em polpas dentárias saudáveis e polpas inflamadas pela 
ação da cárie, demonstraram a presença de mastócitos em quadros de pulpite 
crônica hiperplásica e a ausência de mastócitos em polpas saudáveis (MILLER et 
al, 1978; FREITAS et al, 2006). 
Diversos autores detectaram também a presença de mastócitos em tecido 
pulpar inflamado, especialmente na inflamação crônica (FARNOUSH, 1984; 
WALSH, DAVIS, SAVAGE, 1995; FREITAS et al, 2006) 
Em lesões periapicais, a produção e secreção de histamina pelos mastócitos, 
pode contribuir para a expansão do cisto periapical; dessa forma, a histamina que 
exibe propriedades vasoativas, pode liberar proteínas plasmáticas que irão se 
difundir para o fluido localizado no lúmen cístico, causando aumento na pressão 
osmótica e, conseqüentemente, expansão do cisto (SMITH, SMITH, BASU, 
1989). 
Pesquisas realizadas comparando a presença de mastócitos em granulomas e 
cistos periapicais, revelam que o número de mastócitos em cistos periapicais é 
maior do que em granulomas, estando presentes em áreas de atividade 
inflamatória, entre polimorfonucleares, em contato com linfócitos e macrófagos 
espumosos, assim como nas proximidades de fibroblastos, ao redor de nervos e 
adjacente a vasos sanguíneos, comumente visto, tanto em granulomas quanto em 
cistos periapicais. Destaca-se ainda, nos cistos, a presença de mastócitos 
localizados justoepitelialmente no tecido conjuntivo e em áreas intra-epiteliais 
(RODINI, BATISTA, LARA, 2004). 
Com relação à reabsorção óssea, Teronen et al (1996) verificaram que 
mastócitos tipicamente degranulados estavam situados na periferia de cistos 
odontogênicos, próximos ao osso circundante, sugerindo que os mastócitos assim 
como a secreção de triptase por estes tipos celulares, atuem como contribuintes 
para a reabsorção óssea durante o crescimento cístico. 
Nas úlceras aftosas recorrentes os mastócitos foram encontrados em grande 
quantidade, e se apresentavam em sua maioria degranulados, não podendo ser 
ignorado seu papel ativo na patogênese deste tipo de lesão (NATAH et al, 1998). 
Em doenças periodontais foi observado também um aumento no número de 
mastócitos que podem participar tanto de eventos destrutivos, quanto dos 
mecanismos de defesa para a doença periodontal, via secreção de citocinas, 
incluindo a perpetuação da resposta Th2, migração celular e processo de 
cicatrização (BATISTA, RODINI, LARA, 2005). 
Hall (1969) descreve a presença de mastócitos em lesões clinicamente 
semelhantes, localizadas na gengiva, como a gengivite descamativa, o líquen 
plano, o pênfigo e o penfigóide verificando a presença de uma quantidade 
significantemente grande de mastócitos nessas lesões. 
Em estudos realizados com líquen plano oral, constatou-se que os 
mastócitos participam da patogênese desta lesão, demonstrando a interação entre 
mastócitos e linfócitos T, destacando a secreção do RANTES(Regulado pela 
ativação da expressão e secreção das células T normais), um potente mediador 
inflamatório produzido e secretado pelas células T, como um dos promotores para 
a degranulação dos mastócitos (ZHAO et al, 2001; ZHAO et al, 2002). 
Rojas et al (2004) estudando a presença de mastócitos em queilite actínica, 
verificaram um número aumentado de mastócitos quando comparado ao lábio 
normal e que mastócitos secretores de quimase e triptase estavam localizados 
especialmente nas áreas de elastose solar, com predomínio dos mastócitos 
secretores de triptase. 
Foi demonstrada a presença da substância P (Pain = Dor), um neuropeptídeo 
presente em fibras nervosas e sua associação com mastócitos em articulação 
têmporo-mandibular (ATM), onde o produto da degranulação dos mastócitos e a 
liberação da substância P podem contribuir para a inflamação na ATM (HENRY 
et al, 2001). 
Por muito tempo, os mastócitos têm sido relacionados com crescimentos 
neoplásicos onde em 1879, Ehrlich relatou numerosos mastócitos no estroma de 
carcinomas humanos e desde então, vários estudos foram realizados descrevendo 
as várias populações de mastócitos em diferentes tipos de tumores. Dentre estes, 
foi evidenciado haver um número aumentado de mastócitos em tumores gástricos 
e o decréscimo no número, em tumores da parótida (JANDINSKI, SONIS, 
DOKU, 1972; ELPEK et al, 2001). 
Oliveira Neto et al (2006) evidenciaram em seus estudos um decréscimo no 
número de mastócitos em carcinomas de células escamosas oral e apesar desta 
diminuição, foi constatado um contato morfológico entre mastócitos e células 
tumorais. 
Vários estudos no entanto são consonantes ao afirmar, que os mastócitos 
estão significantemente aumentados em humanos, nos casos de carcinomas de 
células escamosas intra-orais e em lábio, sendo associados com a progressão do 
tumor (IAMAROON et al, 2003; ROJAS et al, 2005). 
Devido a grande diversidade de papéis executados pelos mastócitos na 
degradação de matriz extra-celular, angiogênese, respostas imune inata e 
adquirida, e secreção de produtos específicos, já citados anteriormente, acredita-
se que os mastócitos possam contribuir para a progressão tumoral. Estudos 
recentes mostram que os mastócitos estão significantemente mais numerosos em 
carcinomas de células escamosas intra-orais e de lábio, sendo associado com 
fatores que favorecem o tumor. Em modelos experimentais de carcinogênese, a 
densidade de mastócitos exibe correlação com o desenvolvimento do carcinoma, 
através da regulação da angiogênese durante os estágios pré-malignos e malignos. 
Outros estudos porém sugerem aos mastócitos um efeito antagonista ao tumor 
(OLIVEIRA NETO et al, 2006). 
Pesquisas constatam que alta densidade de mastócitos, tem sido associada 
com prognóstico ruim e aumento da angiogênese em lesões malignas em pulmão 
(KANKKUNEN, HARVIMA, NAUKKARINEN, 1997) e esôfago (ELPEK et al, 
2001). 
Ribatti et al (2003) verificaram em melanomas cutâneos, uma relação 
próxima entre densidade de mastócitos e angiogênese, durante a progressão desta 
neoplasia, encontrando um grande número de vasos sanguíneos e de mastócitos 
em melanomas de pior evolução, ressaltando desta forma, o significado 
prognóstico dos mastócitos com liberação da triptase em tumores humanos. 
Muito se especula a respeito do papel dos mastócitos no tecido conjuntivo. 
Sugere-se que estes tipos celulares participem na regulação das células e no 
controle do acúmulo de componentes do conjuntivo. Dados obtidos em várias 
pesquisas levam ao indicativo de que os mastócitos são células potencialmente 
fibrogênicas, através da liberação de potentes mediadores de fibrose (BERTON et 
al, 2000; GARBUZENKO et al, 2002). 
 Recentemente, por exemplo tem se demonstrado que a triptase é um fator 
fibrogênico capaz de estimular a síntese de RNAm das fibras colágenas e 
quimiotaxia, onde mastócitos, mesmo em baixas concentrações, podem ser 
capazes de modular várias atividades dos fibroblastos localizados na matriz 
colagênica. Os principais efeitos estão relacionados a proliferação celular, síntese 
de colágeno e de proteína total, assim como produção e ativação da MMP-2. 
Todas estas características estão presentes nas etapas iniciais da fibrose, 
caracterizada pelo aumento no número de fibroblastos e uma aceleração na síntese 
e remodelação da matriz extracelular (BERTON et al, 2000). 
Em estudos realizados, verificou-se que a triptase estimula a atividade 
proliferativa de fibroblastos conjuntivais em meio de cultura e este estímulo foi 
mediado pelo já conhecido receptor para