Relatório de Farmacognosia

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RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 CURSO: Farmácia DISCIPLINA: 
 
NOME DO ALUNO: 
 
 
R.A: POLO: 
 
DATA: 
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INTRODUÇÃO: 
O termo Farmacognosia foi primeiramente empregado entre 1811 e 1815 
e, etmologicamente, significa o conhecimento (gnose) dos fármacos ou venenos 
(pharmacon). Atualmente, é considerado como o estudo de matérias-primas e 
substâncias de origem biológica, ou seja, obtidas a partir de vegetais, animais ou 
por fermentação a partir de microorganismos, com finalidade terapêutica. É uma 
ciência aplicada, de caráter, necessariamente, multidisciplinar. Se nos 
restringirmos aqui, de forma arbitrária, ao estudo de drogas e substâncias de 
origem vegetal, a Farmacognosia envolve o estudo da identificação de drogas 
vegetais por caracteres morfológicos e anatômicos, o estudo de sua origem e 
formas de produção, controle da sua qualidade, composição química, elucidação 
estrutural e conhecimento das propriedades físico- químicas das substâncias 
ativas, bem como o estudo de suas propriedades farmacológicas e toxicológicas 
(BRUNETON, 1993). 
A Farmacognosia foi, e permanece sendo, indubitavelmente, uma 
disciplina fundamental para o desenvolvimento de fármacos, sendo obrigatória 
nos currículos dos Cursos de Farmácia do País. Os programas, em geral, 
focalizam os aspectos de identificação botânica, análise fitoquímica, controle de 
qualidade e ação farmacológica de drogas vegetais e substâncias ativas já 
clássicas, como glicosídeos cardioativos, por exemplo. Porém, nos últimos anos, 
novos paradigmas, como as necessidades de saúde pública mundial, do mercado 
farmacêutico, de novas tecnologias e modificações no modo de pensar os 
recursos naturais por parte das sociedades, vêm suscitando a necessidade de 
transformações no ensino de Farmacognosia. Assim, foram incorporadas aos 
tópicos existentes, questões relativas à biodiversidade, proteção da propriedade 
intelectual, estudos de biossíntese, agronômicos e biotecnológicos. Além disso, 
estudos farmacológicos, pré-clínicos e clínicos, têm gerado um grande número de 
dados sobre a eficácia e segurança de plantas de emprego tradicional, 
conduzindo a uma revisão de seu uso. Estima-se que o comércio mundial de 
produtos fitoterápicos movimenta cifras de U$ 22 bilhões de dólares (YUNES et 
al., 2001). Este quadro tem sido denominado "a revolução dos medicamentos 
fitoterápicos" e deve também criar novas possibilidades no ensino de 
Farmacognosia (KINGHORN, 2001). 
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Os fitoterápicos são produtos de venda livre e, desta forma, estão 
diretamente ligados à automedicação e à orientação farmacêutica. No entanto, de 
uma forma geral, o que se observa é que o profissional farmacêutico não está, 
ainda, suficientemente preparado para a orientação farmacêutica direcionada ao 
uso racional de fitoterápicos. Vários trabalhos demonstram que a qualidade da 
informação fornecida ao paciente na farmácia é baixa e que a principal fonte 
utilizada pelos profissionais é a literatura promocional, como folhetos e 
compêndios de laboratórios fabricantes (DIAS, 1997; RATES e SANTOS, 1997; 
ZUCULOTTO et al., 1999). Nesse contexto, consideramos essencial uma 
discussão, visando a abordagem do uso racional de fitoterápicos, na disciplina de 
farmacognosia, obviamente, sem prejuízo dos demais enfoques, que 
permanecem fundamentais. 
Na área farmacêutica, as plantas e os extrativos vegetais foram e 
continuam sendo de grande relevância, tendo em vista a utilização das 
substâncias ativas como protótipos para o desenvolvimento de fármacos e como 
fonte de matérias-primas farmacêuticas, tanto para a obtenção de fármacos (que 
são as substâncias ativas isoladas), como para a obtenção de adjuvantes 
(produtos utilizados na formulação de medicamentos) ou, ainda, de 
medicamentos elaborados exclusivamente à base de extratos vegetais: os 
medicamentos fitoterápicos (SCHENKEL et al., 2004). 
No segmento industrial, é nítido o ressurgimento do interesse em produtos 
naturais como fonte de modelos para fármacos (O'NEIL e LEWIS, 1993; 
KINGSTON, 1996; SHU, 1998, HARVEY, 2000) e como matéria-prima para 
desenvolvimento de fitoterápicos (SCHENKEL et al., 2004). Nos EUA, ocorreu 
uma expansão marcante desse mercado. Por exemplo, para produtos contendo 
kava-kava, entre 1997 e 1998, foi registrada uma expansão de 461% e para o 
hipérico, 190% (BLUMENTHAL et al., 2000). Dados recentes mostram aumentos 
na venda de valeriana (+70,5%) e chá-verde (+39,4%), entre 1999 e 2000 
(BLUMENTHAL, 2001). Além disso, têm sido desenvolvidos estudos de 
farmacoeconomia com matérias-primas vegetais, mostrando seu impacto na 
economia de certos países (DE SMET et al., 2000). 
 
 
 
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Resultados e Discussão 
Nas aulas práticas de Farmacognosia ministradas em laboratório podemos 
estudar e analisar com clareza e riqueza de detalhes as ações e métodos, 
baseando se nisso determinamos os resultados e conclusões a seguir: 
Aula 1 – Roteiro 1 (Observação e Análise Macroscópica dos Órgãos 
Vegetais). 
OBJETIVO: Observar os diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor, fruto e 
semente) aprendendo suas diferenças. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
 
 
 
Figura 1 - Fonte Própria 
 
Diante das observações em vários órgãos vegetais (raízes, caules, folhas, 
flores, frutos e sementes) de forma direta (tátil, visual, olfativa) explicamos suas 
diferenças e as diferenças entre eles e outras plantas. As raízes são órgãos 
responsáveis pela fixação e absorção de água e sais minerais, podendo também 
acumular substâncias de reserva. Podem ser normais (ao longo do eixo principal) 
e aleatórios (mais ramificados), terrestres, aquáticos ou aéreos, dependendo do 
ambiente em que se encontram. É composto por capuz, área lisa, área pilífera e 
área suberosa. O caule é um órgão que conecta a raiz com outras partes da 
planta e é responsável por sustentar as folhas, além de armazenar material 
(batatas, cactos...) para a propagação da planta (brotos). Síntese de substâncias, 
resistência às agressões (temperaturas, queimadas). As folhas são os apêndices 
estratificados do caule e geralmente são clorofilas responsáveis pelo processo de 
fotossíntese. Eles geralmente consistem em pecíolo, pecíolo da folha e base da 
folha. O perfil foliar, formato da base, tipo de pontas e bordas foliares, tipo de 
retenção, cor e consistência são parâmetros que precisam ser analisados na 
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determinação de uma espécie vegetal. O olfato e o paladar também são 
importantes para a identificação. As flores são os órgãos reprodutivos da maioria 
das plantas, no caso as fanerógamas. Ela é composta por pedúnculo floral, 
receptáculo floral, cálice (conjunto de sépalas), corola (conjunto de pétalas), 
gineceu (pistilo) e androceu (estame). As flores podem ser simples ou em 
conjunto (inflorescências). 
 
Aula 1 – Roteiro 2 (Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas 
Vegetais). 
OBJETIVO: Aprender os tipos de cortes histológicos, montagem de lâminas e 
observação ao microscópio. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
 
Figura 2 - Fonte Própria 
 
As seções de tecido são a principal ferramenta para estudar a anatomia 
vegetal e as características histológicas. Além de todos os equipamentos de 
laboratório, são necessários lâminas, isopor e material vegetal para visualização: 
microscópio de luz, placas de Petri, lâminas de vidro e lamínulas, hipoclorito e 
corantes (Astra Blue, Lugol, etc.). O procedimento visa tornar a incisão da 
estrutura selecionadao mais fina e transparente possível para que todos os 
tecidos que a compõem possam ser visualizados. Os principais cortes são: Os 
principais cortes são: transversal, paradérmico e longitudinal. 
 
Aula 1 – Roteiro 3 (Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas 
Vegetais). 
OBJETIVO: Reconhecer tecidos vegetais e aprender técnicas de coloração. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
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Figura 3 - Fonte Própria 
 
Nesse procedimento, descolorindo o tecido usando hipoclorito que estava 
emergido no corante azul de Astra,. O uso e escolha de corantes nesta técnica é 
muito importante, pois eles podem corar diferentes regiões da célula, bem como 
diferentes populações de células para posterior identificação ao microscópio. 
Os tecidos vegetais podem ser definidos, de maneira simplificada, 
como associação de células que formam unidades estruturais e funcionais. São 
denominados de tecidos simples quando formados por apenas um tipo de célula, 
e de complexos, quando formados por dois ou mais tipos celulares. 
 
Aula 2 – Roteiro 1 (Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas 
Vegetais). 
OBJETIVO: Reconhecer tecidos permanente simples. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
Os tecidos permanentes são formados pelas células diferenciadas, que se 
tornam especializadas para desempenhar funções específicas como proteção, 
suporte, armazenamento e condução. Os tecidos permanentes sempre se 
diferenciam das células meristemáticas, durante o processo de crescimento. 
Tecidos permanentes simples são descritos como homogêneos, uma vez 
que as células constituintes são idênticas na sua estrutura. 
Parênquima 
É o tecido principal no corpo da planta, ocorrendo em quase todas as 
regiões. É particularmente abundante na raiz e no caule. É o menos 
especializado entre os tecidos permanentes. As células dos tecidos são 
chamadas células do parênquima. Essas células são geralmente esféricas ou 
ovais. Às vezes, as células podem ser alongadas. Muito raramente, as células 
tornam-se de forma irregular. Geralmente são dispostos com espaços 
intercelulares proeminentes. Em certas regiões, como a epiderme, as células 
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ficam dispostas de forma compacta e, portanto, os espaços intercelulares estão 
ausentes. 
 
Figura 4 - Fonte Própria 
 
Colênquima 
É um tipo de tecido permanente simples, que é principalmente destinado a 
fornecer suporte mecânico ao sistema de tiro de uma planta. O Colênquima está 
completamente ausente na raiz. 
Esclerênquima 
É um tipo de tecido permanente simples, principalmente para fornecer 
suporte mecânico e proteção para diferentes partes do corpo da planta. Assim, o 
esclerênquima ocorre em todas as partes do corpo da planta, incluindo a fruta e a 
semente. 
Tecidos permanentes complexos 
Estes tecidos são caracterizados pela presença de células dissimilares. 
Portanto, eles são descritos como heterogêneos na composição celular deles. 
Xilema 
É um tecido permanente complexo, especializado para a condução de 
água e substâncias minerais no corpo da planta. O xilema é um tecido 
heterogêneo formado por quatro tipos diferentes de elementos celulares. 
Floema 
O floema é um tecido permanente complexo, especializado para a 
condução de alimentos e outras substâncias orgânicas. O floema também é um 
tecido heterogêneo. 
 
Figura 5 - Fonte Própria 
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Observamos e identificamos os tecidos permanentes simples ao 
microscópio, na foto acima podemos observar o gorro e os tricomas glandulares, 
que contém óleos essenciais. 
 
Aula 2 – Roteiro 2 (Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas 
Vegetais). 
OBJETIVO: Reconhecer tecidos permanentes complexos. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
Observamos e identificamos tecidos permanentes complexos através de 
um microscópio. Na imagem abaixo, analisando o corte transversal, podemos 
observar os complexos tecidos permanentes: floema e xilema que compõem o 
sistema de condução da planta, ou seja, transportam a seiva bruta e processada 
para todos os órgãos da planta. As folhas que estão sendo estudadas são ervas 
sagradas. O que ficou vermelho são as nervuras paralelas (safranina), que 
contêm lignina, que dá sustentação mecânica às folhas. O que ficou na azul era 
celulose. 
 
Figura 6 - Fonte Própria 
 
O corpo vegetal é constituído de unidades morfologicamente 
reconhecíveis, as células; cada célula apresenta sua própria parede e está ligada 
a outra por meio de uma substância intercelular cimentante. Dentro dessas 
massas celulares, certos grupos de células divergem de outros, estrutural ou 
funcionalmente ou ainda de ambas as maneiras. Estes agrupamentos são 
denominados tecidos. As variações estruturais dos tecidos baseiam-se nas 
diferenças das células componentes e na maneira de como elas se interligam. 
Alguns tecidos possuem estrutura simples, pois são constituídos de apenas um 
tipo de célula; outros contêm mais de um tipo, podendo apresentar maior ou 
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menor complexidade. (ESAU, 1974) 
 
Aula 2 - Roteiro 3 (Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas 
Vegetais) 
OBJETIVO: Reconhecer inclusões vegetais (orgânicas e inorgânicas). 
Inclusões celulares são substâncias resultantes de atividades químicas de 
protoplasma; especialmente aquelas que possuem formas definidas. Costumam 
ser divididas em dois grandes grupos de acordo com a sua natureza química 
orgânica ou inorgânica. Inclusões orgânicas, grãos de amido; grãos de aleurona; 
inulina; gotículas de óleo (fixo e essencial), amilo (amido) polímero de 
condensação da glicose (fotossíntese) = polissacarídios: amilose (cadeia linear, 
20%) + amilopectina (cadeia ramifica da, 80%); pós finos de coloração 
brancacenta de grânulos de tamanhos, formas e estratificações variáveis 
amido, frutos e sementes; fécula, órgãos subterrâneos. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
 
 
Figura 7 - Fonte Própria 
 
Na figura acima, podemos observar drusas, oxalato de cálcio e amido de 
trigo, respectivamente. Veja a seção transversal de uma folha de maracujá. 
 
Aula 3 - Roteiro 1 (Análise de Droga Vegetal) 
OBJETIVO: Verificar a pureza de Droga Vegetal. 
SENE, folha Sennae folium 
A droga vegetal consiste de folíolos secos de Senna alexandrina Mill. (syn. 
Cassia acutifolia Delile, Cassia angustifolia Vahl, Cassia senna L.) contendo, no 
mínimo, 2,5% de derivados hidroxiantracênicos expressos em senosídeo B, e 
0,6% de senosídeo B (C42H38O20; 862,74) e 0,5% de senosídeo A 
(C42H38O20; 862,74). 
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Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
Com auxílio da balança analítica pesamos 10g da droga vegetal embalada 
sene (Senna Alexandrina), espalhou sobre um papel branco, e realizamos a 
técnica de separação em 4 partes. 
 
 
 
Figura 8 - Fonte Própria 
 
Notamos a presença de objetos estranhos (cabelos, insetos, estrutura não 
especificada) Essa analise é feita principalmente para verificar se as plantas 
medicinais estão em condições adequadas de consumo. É feita através de 
análise da droga vegetal que pode estar integra, fragmentada ou em pó. Todo 
esse foi separado com auxilio de uma pinça, partes orgânicas e medicinais 
estranhas não utilizadas para fins terapêuticos e pesamos. 
Matéria orgânica Peso 
Folhas 3.5g 
Caule 1.2g 
Folhas carbonizadas/danificadas 0.3g 
Pecíolo 0,08g 
 
Peso após quarteamento 5,08g 
 
 
 
 
 
 
 
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Calcúlos: 
Folhas Caule 
5,08 – 100% 
3,5 – x 
3,5x 100 = 350 
350 
 = 68,89 % de folhas 
5,08 
 
5,08 – 100% 
1,2 – x 
1.2 x 100 = 120 
120 
 = 23,62 % de caule 
5,08 
 
Folhas carbonizadas/danificadas Pecíolo 
5,08 – 100% 
0,3 – x 
0,3 x 100 = 30 
 30 
 = 5,9 % de folhas danif/carboni. 
5,08 
 
5,08 – 100% 
0,08 – x 
0,08 x 100 = 8 
 8 
 = 1,57 % de pecíolo 
5,08 
 
 
A: Descrição Macroscopica: 
Folíolos inteiros, com lâmina assimétrica, lanceolada ou ovalado-
lanceolada, de ápice agudo, obtuso, raro retuso ou retuso-mucronado e base 
desigual, aguda a obtusa, margem levemente revoluta. Folíolos cartáceos, 
quebradiços, de coloração amarelo-pálido a verde-grisáceo claro e verde-oliva 
pálido, com face abaxial mais clara, de 0,6 a 5,0 cm de comprimento e 0,2 a 1,5 
cm de largura; lâmina pilosa em ambas as faces; tricomas tectores cônicos, 
geniculados, em maior quantidade na face abaxial, especialmente na nervura 
principal; venação camptódroma-broquidódroma, com nervuras de maior ordem 
chegando até a margem e nervura principal proeminente na face abaxial. 
Peciólulo grosso e curto, normalmente curvo para a face abaxial, com até 0,1 cm 
de comprimento e até 0,1 cm de largura; face adaxial cilíndrica ou côncava, com 
duas costelas laterais, face abaxial convexa; tricomas iguais aos da lâmina, 
antrorsos. 
B. Descrição microscópica 
Folíolo isobilateral, anfiestomático, com estômatos paracíticos, às vezes 
anisocíticos ou anomocíticos, medindo de 20 a 35 µm de comprimento. Em vista 
frontal, a epiderme apresenta células poligonais de paredes anticlinais espessas 
e retas, cobertas por cutícula lisa. Os tricomas tectores são unicelulares, cônicos, 
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geniculados, com cutícula verrucosa, com 100 a 350 µm de comprimento. As 
células epidérmicas se distribuem em roseta em torno da base dos tricomas. Em 
secção transversal, a cutícula é espessa e a epiderme uniestratificada, com 
células de diferentes formas e de paredes periclinais espessas, com idioblastos 
contendo monocristais prismáticos. Algumas células epidérmicas contém 
mucilagem, sendo que essas células são originadas por outras que se dividiram 
tangencialmente em duas, a célula interna é que contém a mucilagem. O 
parênquima paliçádico é formado por uma camada de células em ambas as 
faces. Neste parênquima são observados grãos de amido; o parênquima 
esponjoso contêm drusas de oxalato de cálcio. No bordo da lâmina ocorre 
colênquima subepidérmico uniestratificado ou parênquima paliçádico seguidos 
por idioblastos contendo monocristais prismáticos isolados, além de pequenos 
feixes vasculares colaterais com grande quantidade de fibras nos polos. O feixe 
vascular principal é acompanhado externamente por fibras e por idioblastos 
cristalíferos contendo monocristais prismáticos. Gotas lipídicas, em pequena 
quantidade, ocorrem em todos os tecidos. O peciólulo, em vista frontal, apresenta 
cutícula lisa e raros estômatos. Em secção transversal, a cutícula é espessa, a 
epiderme é uniestratificada, seguida de colênquima anelar, parênquima cortical 
com idioblastos contendo drusas; endoderme com grande quantidade de grãos 
de amido; sistema vascular formado por dois pequenos feixes colaterais na 
região das costelas e geralmente um único feixe colateral bem desenvolvido na 
região central, envolto por bainha fechada de fibras, ou vários feixes distribuídos 
em forma de anel aberto para a face adaxial, todos envoltos por bainha de fibras, 
a qual apresenta externamente células contendo monocristais prismáticos. Gotas 
lipídicas ocorrem em todos os tecidos. 
Matéria estranha (5.4.1.3). No máximo, 2,0%, correspondente às raques foliares. 
Considerando os dados contidos na Farmacopéia Brasileira, o número 
classificado de coisas estranhas encontradas em sene apesar de fazer parte da 
própria planta, é muito superior ao recomendado. 
 
Aula 3 - Roteiro 2 (Cromatografia em Camada Delgada de Óleos Essenciais) 
OBJETIVO: Separação e identificação das principais substâncias presentes em 
óleos essenciais. 
Pesamos 1g de droga vegetal, trituramos em almofariz de vidro e 
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adicionamos etanol 96º, para formação de uma pequena solução extrativa. 
Utilizamos uma placa de vidro com Sílica gel G como absorvente. A cerca de 1,0 
cm de distância de uma das bordas (ponto de partida), aplicamos a amostra 
(solução extrativa) com óleo essencial, e uma amostra de óleo essencial puro 
diluída previamente em álcool etílico, com o auxílio de capilares fizemos 2 toques 
no total. Deixamos espaço de cerca 1 cm entre uma amostra e outra e 
interrompemos a camada de sílica com uma régua e a ponta de uma lapiseira 
(ponto de chegada). 
 
Figura 9 - Fonte Própria 
 
Colocamos a placa cromatográfica na cuba de vidro saturada com a fase 
móvel e esperamos correr. Quando atingiu o ponto de chegada, retiramos a placa 
e deixamos secar ao ar. Revelamos o cromatograma com revelador sulfovanílico 
(revelador + estufa 105 ºC por 5 minutos). 
Medimos a distância percorrida pelas manchas. Calculamos o Rf de cada 
amostra: 
P – Rf = 6,5 
 = 0,792 
 8,2 
A – Rf = 7,0 
 = 0,853 
 8,2 
 
 
Figura 10 - Fonte Própria 
 
Os resultados foram inconclusivos, não apresentando os componentes 
presentes nos óleos essenciais em função da fase móvel ao decorrer da placa 
cromatográfica, podendo ser por padrão contaminado. o Rf de amostra ficou 
0,853 muito acima do valor padrão. 
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Porém, por questões de acessibilidade e a pouca quantidade de amostras 
obtidas, esse método não pôde ser utilizado para esse experimento. 
 
Aula 3 - Roteiro 3 (Preparo de Tinturas). 
OBJETIVO: obtenção de tinturas a partir de drogas vegetais pelo método de 
maceração. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
Pesamos 10g de camomila para 50 ml de tintura (1:5) e adicionamos o 
líquido extrator aos poucos (glicerina 50%) agitamos por cerca de 10 minutos, 
etiquetamos o frasco erlenmeyer e deixamos na cabine, abrigado da luz até a 
próxima aula. 
 
Figura 11 - Fonte Própria 
 
A filtração é obtida através do algodão para uma proveta de 50 ml, 
adicionamos o volume com um pouco mais de líquido extrator, acondicionamos 
em vidro âmbar e etiquetamos devidamente (tintura de arnica glicerinada). 
 
Figura 12 - Fonte Própria 
 
 
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CONCLUSÃO: 
As tinturas são produções etílicas ou hidroetílicas obtidas pela extração de 
medicamentos fitoterápicos ou pela dissolução de extratos herbáceos moles ou 
secos (por exemplo, usados para fazer tinturas por extração direta) em etanol na 
concentração desejada. Os corantes podem ser personalizados de acordo com 
suas necessidades, requisitos de conteúdo de solvente. Uma decocção não 
tóxica, comestível, colorida 1:5 (mais comum). Usamos glicerina porque a tintura 
que obtivemos em nossa aula é para fins cosméticos. 
 
Aula 4 - Roteiro 1 (: Preparo de Extrato). 
OBJETIVOS: obtenção de extrato fluido a partir de drogas vegetais pelo método 
da percolação. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
Pesamos 10g de barbatimão para 10 ml de extrato (1:1) e adicionamos o 
líquido extrator aos poucos (álcool 70%) deixamos em repouso. Preparamos o 
funil de separação (como um percolador) da seguinte maneira: uma camada de 
algodão e a droga previamente umedecida. Sobre a droga umedecida, colocamos 
papel de filtro e bolinhas de gude. Adicionamos o líquido extrator, aos poucos, 
com a torneira do “percolador” aberta. Quando caiu a 1ª gota do percolado, 
fechamos a torneira do aparelho (funil de separação) e adicionamos o restante do 
solvente de modo que ficou uns 2 cm acima do pó. Deixamos em repouso até a 
próxima aula, colocandoum béquer embaixo da torneira do percolador. 
 
Figura 13 - Fonte Própria 
 
Com a torneira aberta deixamos escoar os primeiros 8,5 mL do percolado 
numa proveta. Reservamos a proveta com o percolado e colocamos um béquer 
sob o percolador para escoar o restante do percolado. 
Adicionamos mais líquido extrator no aparelho e recolhemos o percolado 
até que saiu mais claro (esgotamento). Evaporamos a 2ª parte do percolado em 
chapa aquecedora até obter os 1,5 mL restantes misturamos as duas partes do 
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percolado e acondicionamos em frasco âmbar devidamente etiquetado (extrato 
de barbatimão alcoólico) 
 
 
 
Figura 14 - Fonte Própria 
 
CONCLUSÃO: 
Extrato é a preparação de consistência líquida, sólida ou intermediária, 
obtida a partir dos Insumos Farmacêuticos Ativos Vegetais, ou Ifav. O material 
utilizado na preparação de extratos pode sofrer tratamentos preliminares, tais 
como estabilização, moagem ou desengorduramento. A diferença em relação à 
concentração entre tintura e extrato é que muda a proporção, 1:5 para tintura e 
1:1 para extrato, e, segundo a literatura, a percolação é um dos métodos de 
extração mais utilizados, devido à facilidade técnica, ao custo efetivamente baixo 
e o menor risco de reações químicas entre soluto e solvente, realizado a 
temperatura ambiente. 
 
Aula 4 - Roteiro 2 (Hidrólise de Amido). 
OBJETIVO: Verificar a hidrólise do amido 
Teste com lugol é uma técnica utilizada para identificar a atividade das 
enzimas na hidrolise do amido. O lugol é uma solução de iodo com iodeto de 
potássio. O iodo reage com a molécula do amido e resulta em uma coloração 
azul ao interagir com a cadeia de amilose, que tem estrutura helicoidal. O 
complexo azul-escuro é formado pela oclusão (aprisionamento) do iodo nas 
cadeias de amilose. 
A celulose apesar de ser polissacarídeo, a sua molécula não permite que o 
encaixe com iodo (amilose + iodo: aprisionamento interior hélice formado pela 
amilose estrutural). 
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A celulose constitui cadeias longas, retas e não ramificadas, formando 
ligações H com as cadeias adjacentes e são insolúveis em água. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
 
Figura 15 - Fonte Própria 
CONCLUSÃO: 
Com o aumento da temperatura o amido foi perdendo a coloração, pois é 
composto por moléculas de glicose, em uma mistura de polissacarídeos 
estruturalmente diferentes, tendo amilose (ligações α 1-4), que é um polímero 
linear (helicoidal), e amilopectina (ligações α 1-4 e α 1-6), um polímero altamente 
ramificado. Quando aquecidos em água, os grãos de amido incham, quebrando a 
estrutura cristalina e formando um gel, que se torna mais sensível à ação da α-
amilase. Quando resfriado, o amido muda sua estrutura tridimensional para 
formar amido resistente e inalterado em todo o intestino delgado. 
 
Aula 4 - Roteiro 3 (Identificação Química de Taninos) 
OBJETIVO: Identificar a presença de taninos em drogas de origem vegetal. 
Procedimento: Para a realização desse experimento, seguimos rigorosamente 
as etapas conforme descritos no roteiro de aulas práticas. 
Pesamos 1 g de barbatimão em um béquer. Adicionar 30 mL de água 
destilada e fervemos por 1 minuto. Filtramos por algodão para um béquer, 
deixando o resíduo no béquer inicial. Colocamos 2 mL do filtrado em 6 tubos de 
ensaio e executamos as reações de identificação: 
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Figura 16 - Fonte Própria 
 
CONCLUSÃO: 
Os taninos protegem as plantas porque os grupos hidroxila em sua 
estrutura se ligam a proteínas como amilase e células das mucosas superficiais 
para formar complexos insolúveis (precipitados). A atividade antibacteriana dos 
taninos também pode estar relacionada à sua capacidade de co-precipitar com 
metais, que inibem as vias metabólicas dos microrganismos, uma vez que os 
metais são cofatores enzimáticos. As propriedades dos taninos dependem do tipo 
e dosagem utilizados. 
 
Taninos condensados: 
Pegamos 3 mL da solução de tanino (filtrado) e colocamos em béquer, 
juntamente com um pedaço de palito. Fervemos até secagem da solução de 
tanino (sem queimar). Pingamos uma gota de HCl conc. sobre o palito e 
verificamos a formação de coloração vermelha indicativa de taninos condensados 
 
 Figura 17 - Fonte Própria 
 
COCLUSÃO: 
 Os taninos condensados têm a sua formação a partir de moléculas de 
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flavonoides, os chamados flavan-3-ol e flavan-3,4-diol. São especificados de 
proantocianidinas porque, quando sofrem hidrólise com ácido com temperatura 
elevada, produzem moléculas de antocianidinas (cianidina ou delfinidina) com cor 
avermelhada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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