Relatorio Aula Pratica _Gnosia

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: FARMÁCIA DISCIPLINA: FARMACOGNOSIA 
 
NOME DO ALUNO: FLÁVIA REGINA ANDRETTA FELICIANO PEREIRA ______ 
 
R.A: 0551482 POLO: TAQUARAL___________________ 
 
DATA: 15 / 04 / 2022 
 
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TÍTULO DO ROTEIRO: Farmacognosia 
 
Nosso grupo da aula prática laboratório 
Fernanda Gomes de Oliveira Santana – RA 2082330 
 Flávia Regina Andretta Feliciano Pereira – RA 0551482 
 Jeane Marcelli de Souza Magro – RA 2086288 
 Rosangela Silva Amorim – RA 2089050 
Rosireide Morais da Silva – RA 2089550 
Selma Alves Cintra – RA 2092585 
Tatiane Cristina dos Santos Camargo – RA 2098445 
Zelina Freitas da Cruz Maia – RA 2081539 
 
INTRODUÇÃO: 
A farmacognosia é o ramo da ciência farmacêutica mais antigo é 
tem como principal alvo de estudo e princípios ativos naturais, sejam 
animais e também vegetais. Sua definição é ampla da farmacognosia é a 
aplicação simultânea de várias disciplinas cientificas com o grande objetivo de 
conhecer fármacos naturais sob todos os aspectos. O tema dessa aula farmacognosia 
foi referente a Folhas, raiz, caule, flor, frutos e semente. com análise microscópica 
de vegetais onde sua visualização foi feita através de microscópio onde 
foi feito a preparação do material vegetal para ser analisado foi uma aula 
bastante cursiva mais com amplos conhecimentos e explicação. 
 Na identificação de fármacos vegetais três caracterizações são importantes: 
organoléptica, macroscópica e microscópica. A análise organoléptica trata de 
características que impressionam os órgãos dos sentidos, como cor, odor, sabor e 
textura. A caracterização macroscópica refere-se ao seu aspecto externo, sua 
morfologia e tamanho. Em geral, esta análise é realizada a olho nu ou com auxílio de 
lupa. Muitas vezes é prejudicada quando o fármaco se encontra fragmentado ou 
pulverizado. A análise microscópica, importante para verificação da identidade do 
fármaco, exige conhecimentos básicos de anatomia vegetal. Assim, determinadas 
estruturas microscópicas devem ser reconhecidas para que o fármaco possa ter a sua 
identidade confirmada. 
As tinturas são vantajosas pela sua grande riqueza em princípios ativos, 
excelente conservação face as inovações microbianas e a sua facilidade de 
 
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medicação patológica que apresenta. É a base para vários medicamentos da 
homeopatia. A partir das tinturas, são feitas combinações para tratar os sintomas 
apresentados pelos pacientes, trazendo bem-estar e qualidade de vida. 
As tinturas são soluções extractivas alcoólicas, que se obtém a partir de drogas 
vegetais, animais e minerais, no estado seco. 
São preparações líquidas – com base em água, álcool ou glicerina – para extrair 
os princípios ativos de plantas, também conhecidas como tintura - mãe Ou TM e são 
o ponto de partida de diversas formas de homeopatia. 
Sendo utilizadas plantas frescas ou secas previamente picadas ou trituradas. 
O resultado do contato por longo período de vegetais com o álcool, água ou glicerina 
é um líquido que é filtrado para dar origem a um fitoterápico natural, eficaz e muito 
potente: as tinturas. 
O termo tintura provém de circunstâncias destas formas galênicas 
apresentarem-se coradas, por serem soluções extractivas contém princípios dotados 
de Cor (taninos) e vários pigmentos (clorofila, flavonas, quinonas, etc.). 
O preparo das tinturas deve ser feito por farmácias ou laboratórios devidamente 
registrados na Vigilância Sanitária de Saúde (ANVISA). 
A maceração é o processo mais utilizado para preparar tinturas de drogas não 
heroicas, já a Lixiviação é recomendada como processo para obter tinturas de drogas 
heroicas, pois a Lixiviação é uma das técnicas mais importantes para a obtenção de 
soluções extractivas farmacêuticas. 
Extratos fluidos são preparações extrativas líquidas e concentradas que 
equivalem no seu conteúdo em princípios ativos às drogas vegetais de onde foram 
obtidas e a sua obtenção acontece pelo método de percolação que é um processo 
onde é feito o arraste dos princípios ativos pela passagem contínua do líquido extrator, 
levando ao esgotamento da planta através do lento gotejamento do material. Permite 
também a obtenção de soluções extrativas mais concentradas e ricos em metabólitos, 
com gradientes de polaridade, economia de líquido extrator e um curto período de 
tempo de extração. É o processo que, pela dinâmica e artifícios, torna possível uma 
maior extração de material vegetal, tornando-o, assim, mais eficiente quando 
comparado aos demais. 
O amido é um polissacarídeo pouco solúvel e de elevado peso molecular, cuja 
fórmula é (C6H10O5)n, sendo considerada uma macromolécula, polímero natural. É 
sintetizado pelos vegetais para ser utilizado como reserva energética. Alguns 
 
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alimentos são ricos em amido, o importante carboidrato que é a reserva energética 
dos vegetais. 
O amido, polissacarídeo de extrema importância em alimentos, é produzido em 
grande quantidade nas folhas dos vegetais como forma de armazenamento dos 
produtos da fotossíntese, e é constituído por dois outros polissacarídeos 
estruturalmente diferentes. 
Os Taninos são substâncias complexas presentes em inúmeros vegetais, os 
quais têm a propriedade de se combinar e precipitar proteínas de pele de animal, 
evitando sua putrefação e, consequentemente, transformando-a em couro. São 
substâncias detectadas qualitativamente por testes químicos ou quantitativamente 
pela sua capacidade de se ligarem ao pó de pele. Essa definição exclui substâncias 
fenólicas simples, de baixo peso molecular, frequentemente presentes com os 
taninos, como os ácidos clorogênico, gálico e outros que, por também precipitarem 
gelatina, são conhecidos como pseudotaninos. São classificados em hidrolisáveis e 
condensados. Os primeiros são constituídos por diversas moléculas de ácidos 
fenólicos, como o gálico e o elágico, que estão unidos a um resíduo de glucose central. 
São chamados de hidrolisáveis, uma vez que suas ligações ésteres são passíveis de 
sofrerem hidrólise por ácidos ou enzimas. Em solução desenvolvem coloração azul 
com cloreto férrico, assim como o ácido gálico. 
Os taninos são adstringentes e hemostáticos e, portanto, suas aplicações 
terapêuticas estão relacionadas com essas propriedades. São empregados 
principalmente na indústria de curtume e têm também aplicação na indústria de tintas. 
São usados em laboratórios para detecção de proteínas e alcaloides e empregados 
como antídotos em casos de envenenamento por plantas alcaloídicas. 
As principais plantas que contêm taninos são: nó-de-galha (formações nodosas 
resultantes da decomposição de ovos do inseto Adleria gallaetinctoria na gema foliar 
do carvalho Quercus infectoria G. Olivier, Fagácea); ratânia (raízes de Krameria 
triandra Ruiz & Pav., Krameriaceae), barbatimão (cascas de caule Stryphnodendron 
barbatimam Mart., Fabaceae); hamamelis (folhas de Hamamelis virginiana L., 
Hamamelidaceae), goiabeira (folhas de Psidium guajava L. Myrtaceae) e espinheira-
santa (folhas de Maytenus sp., Celastraceae). 
 
 
 
 
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RESULTADOS E DISCUSSÃO: 
 
Aula 1 – Roteiro 1: Observação e Análise Macroscópica dos Órgãos 
Vegetais 
 
Objetivo 
Observar os diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor, fruto e semente 
aprendendo suas diferenças. 
 
Procedimento: 
 
Anatomia da Folha: 
As folhas são geralmente órgãos fotossintetizantes, sendo, portanto, 
clorofiladas. Quando completas são formadas por bainha (porção basal alargada), 
pecíolo (pedúnculo da folha) e limbo (lâmina da folha). Na maioria das dicotiledôneas, 
as folhas apresentam uma nervura principal com ramificações secundárias; estadisposição é conhecida como venação ou nervação reticulada. Na maioria das 
monocotiledôneas as nervuras apresentam-se paralelas umas às outras, denominado 
venação paralela. Da mesma forma que o caule e a raiz, a folha possui três sistemas 
de tecidos: o sistema dérmico (constitui a epiderme e reveste toda a superfície foliar), 
o sistema fundamental (constitui o mesofilo da lâmina foliar e o córtex da nervura 
mediana e do pecíolo) e o sistema vascular (constitui os tecidos vasculares das 
nervuras). Alguns detalhes anatômicos das folhas, em fragmentos diafanizados, 
cortes paradérmicos, transversais e longitudinais, devem ser observados: 
Os órgãos subterrâneos compreendem as raízes e os caules subterrâneos 
(rizomas, tubérculos e bulbos). Depois de transformados em drogas, nem sempre a 
diferenciação entre eles é fácil. RAIZ: órgão especializado em fixação, absorção, 
reserva e condução. Apresenta-se como uma estrutura axial relativamente simples 
quando comparada ao caule. A raiz apresenta crescimento primário, em alongamento, 
tanto em dicotiledôneas herbáceas como em monocotiledôneas. No entanto, o 
crescimento secundário em geral só ocorre em gimnospermas e em angiospermas 
dicotiledôneas lenhosas. 
Nas monocotiledôneas, em que não existe uma raiz principal, a raiz que se 
forma no embrião é temporária, sendo rapidamente substituída por raízes adventícias 
 
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formadas a partir do caule. A estrutura primária da raiz resulta do seu crescimento 
primário e caracteriza-se pela existência de um pequeno cilindro central e de um 
córtex muito largo. Os tecidos que são encontrados num corte transversal de raiz 
primária são, de fora para dentro 
O caule é o órgão vegetal que sustenta as folhas e as estruturas de reprodução, 
e estabelece o contato entre esses órgãos e as raízes. Em geral, é inteiramente aéreo, 
podendo ainda haver aquáticos ou subterrâneos (rizomas, tubérculos e bulbos). Nos 
vegetais superiores apresenta uma mesma organização básica: nós (regiões onde as 
folhas se prendem ao caule) e entrenós (regiões entre dois nós consecutivos). 
Imediatamente acima do ponto de inserção de cada folha estão as regiões 
meristemáticas denominadas gemas axilares ou laterais (que originarão novas folhas); 
quando localizadas na extremidade do caule chama-se gema apical. 
Em corte transversal é possível perceber uma nítida diferença entre caules de 
monocotiledôneas e de dicotiledôneas. Enquanto nas dicotiledôneas se observa um 
cilindro central bem destacado (denominado estrutura eustélica; eu=verdadeiro + 
stele= cilindro central), nas monocotiledôneas isto não acontece, uma vez que os 
tecidos de condução são encontrados dispersos tanto na periferia como na parte 
central do caule (denominado estrutura astélica (a=sem + stele= cilindro central) 
As sementes são originadas do óvulo fecundado e desenvolvido. Podem estar 
encerradas nos frutos, característica das angiospermas, ou podem ser nuas, 
característica das gimnospermas. Basicamente, as sementes apresentam tegumento 
ou casca: formados a partir da primina e secundina, que se espessam e 
impermeabilizam, protegendo a semente, tal como protegiam o macrosporângio. Pode 
também ser chamado do episperma e espermoderma. Células estaminíferas 
desenvolvem-se, com frequência, nas camadas mais externas das sementes e 
parecem estar relacionadas à proteção contra predadores e microrganismos, ao 
aumento da dureza dos tegumentos e à atribuição de cor à semente 
 
Anatomia do Fruto: 
Os frutos resultam do desenvolvimento do ovário e podem encerrar uma ou 
mais sementes, que provêm de óvulos fecundados. São característicos das 
angiospermas. Podem ser divididos em três partes: epicarpo, mesocarpo e 
endocarpo. O conjunto destes elementos é denominado de pericarpo, camada mais 
externa, resulta das células epidérmicas que envolvem o ovário e o carpelo. Forma a 
 
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casca dos frutos. 
 
Anatomia da Flor: 
 Aparelho reprodutivo das Angiospermas, a flor é um ramo altamente 
modificado, constituído por folhas modificadas (férteis e estéreis), formando anéis 
concêntricos ao redor do eixo central de sustentação. Apresenta três tipos de órgãos 
que sustentam a flor: - pedúnculo: liga a flor ao resto do ramo; - receptáculo: dilatação 
na zona terminal do pedúnculo, onde se inserem as restantes peças florais; - órgãos 
de proteção: que envolvem as peças reprodutoras propriamente ditas protegendo-as 
e ajudando a atrair animais polinizadores. 
O conjunto dos órgãos de proteção designa-se perianto. Uma flor sem perianto 
diz-se nua. Destes fazem parte: - cálice: conjunto de sépalas, as peças florais mais 
parecidas com folhas pois geralmente são verdes. A sua função é proteger a flor 
quando em botão. A flor sem sépalas diz-se assépala. Se todo o perianto apresentar 
o mesmo aspecto (pétalas) e for semelhante a sépalas diz-se sepaloide. Neste caso 
diz-se que o perianto é indiferenciado; - corola: conjunto de pétalas, peças florais 
geralmente coloridas e perfumadas, com glândulas produtoras de néctar na sua base, 
para atrair animais. 
A flor sem pétalas diz-se apétala. Se todo o perianto for igual (tépalas) e for 
semelhante a pétalas diz-se petaloide. Também neste caso o perianto se designa 
indiferenciado; - órgãos de reprodução: folhas férteis modificadas, localizadas mais ao 
centro da flor e designadas esporofilos. As folhas férteis masculinas formam o anel 
mais externo e as folhas férteis femininas o interno: 
 
Análises: 
 
Flor = verticilo florais 
Fruto = descências 
Secos = unicarpelo 
 = pluricarpelo 
 
Folha = hortelã 
Ápice = aguda 
Base = serrilhada 
 
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Nervação = Reticulada 
Inverção peciolar = lateral 
 
Guaco 
Folha = acuminado 
Base = redondeada 
Nervação = três veias principal 
Inverção = lateral 
 
Café 
Ápice = aguda 
Base = aguda 
Nervação = penada 
Inverção = lateral 
 
Flor = Azaleia 
Verticilo florais = abcordado 
Hibisco = gamo dialipétalo 
 
Hibisco 
Antera androce reprodutivos 
Estame gineceu 
Estigma corola 
estilete alice protetores 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 Figura 1: hibisco Figura 2: azaleia Figura 3 : folha de hortelã 
 
 
 
 Figura 4 : café Figura 5 colorem e jacarandá Figura 6: guaco 
 
 
Conclusão 
Concluiu-se que umas das atribuições da macroscopia é fazer analise 
anatômica visando a identificação da estrutura dos organismos vegetais, por tanto são 
utilizadas técnicas que permitem o estudo da natureza intima dos vegetais, e de suas 
células, tecidos e órgãos. 
 
Aula 1 – Roteiro 2: Análise Microscopia de Plantas Medicinais e/ou Drogas 
Vegetais 
 
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Objetivo: 
Aprender os tipos de corte histológicos, montagem de lâmina e observação ao 
microscópio. 
Cores histológicos são o principal instrumento para o estudo de características 
anatômicas dos vegetais. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
Materiais: 
• Lâmina tipo‘gillette’; 
• Vidro de relógio; 
• Água destilada; 
• Lâmina; 
• Lamínula; 
• Pipeta Pasteur; 
• Microscópio; 
• Papel absorvente; 
• Pinça 
 
Procedimento: 
O procedimento tem como objetivo realizar cortes de estruturas escolhidas o 
mais fino, transparente possível para permitir a observação de todos os tecidos que o 
formam. 
Realizou-se cortes ‘fininhos’ com auxílio de ‘gillette’(conforme foto abaixo). 
 
 
 
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Fonte própria 
 
Separou-se um corte bem fino e colocou-se em uma lamina ,adicionou-se 2 
gotas de água destilada, acrescentou-se em cima do corte uma laminula com 
inclinacao de 45 de inclinacao .(conforme foto) abaixo e levou-se ao microscópio. 
 
 
Fonte própria 
No microscópio observou-se; 
 
Fonte própria (professora DrVania). Fonte própria 
 
Resultados e Conclusao: 
 
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Observou-se a estrutura celular da planta. 
No caso estudado encontramos uma célula parênquima 
 
Questões: 
1- Quais as diferenças na visualização dos diferentes tipos de cortes 
(transversal, padermico e longitudinal); 
Transversal corte horizontal e total. Profundo o suficiente para permitir a 
observação dos tecidos internos. 
Longitudinal corte vertical e total realizado ao meio da estrutura em direção 
vertical. Permite a visualização de tecidos internos. 
Paradérmico => Corte horizontal e superficial, permitindo por isso a observação 
de tecidos mais externos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2- Qual a importância dos cortes histológicos: 
Por analisar estruturas em aspecto microscópico material a ser estudando por 
técnicas histologia precisa ser previamente preparado. O procedimento mais usado 
no estudo de tecidos ao microscópio de luz consiste na preparação de cortes 
histológico. 
 
Aula 1 – Roteiro 3: Análise Microscopia de Plantas Medicinais e/ou Drogas 
Vegetais 
 
Objetivo: 
 
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Reconhecer tecidos vegetais e aprender técnicas de coloração. 
A preparação de lâmina histológicas possibilitam a observação dos diversos 
tecidos e células que formam a estrutura da planta. Para observar o material em 
microscopia de luz, este deve ser suficientemente delgado para que a luz possa 
passar através dele. Evidenciado a coloração do material, com a finalidade de 
acentuar os contrastes entre os vários tipos de células e tecidos da planta, facilitando 
dessa forma a visualização. 
A hematoxilina é utilizada para tecidos permanentes simples e complexos como 
a preparação temporária é aquela em que o material é montado no seu próprio líquido 
de inclusão. 
As amostras utilizadas foram folhas de boldo e café. 
 
Procedimento: 
1. Utilizamos técnica de secção à mão livre, com lâmina tipo “Gilette”. 
2. A orientação para o corte do boldo foi transversal (perpendicular ao eixo 
do órgão) e para a folha do café paradérmico (paralelo a superfície do órgão). 
3. No corte do boldo foi utilizado como suporte o isopor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte Própria 
 
4. Utilizamos 5 vidros de relógio respectivamente : água destilada, 
hipoclorito, água destilada, hematoxilina e água destilada, o material foi imerso 
sequencialmente nesses líquidos. 
 
 
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Fonte própria 
 
5. Posteriormente o material foi disposto em lâmina sobre uma gota de 
água destilada, coberto lentamente e em um ângulo a 450 para que não houvesse 
formação de bolhas lamínula. A água entre a lâmina e a lamínula deve ser suficiente 
para preencher todo o espaço, por outro lado, a lamínula não deve estar “boiando” 
sobre a água o excesso de água pode ser retirado com papel absorvente. A falta de 
água pode ser resolvida pingando-se algumas gotas na borda da lamínula. Não deve 
existir água nem acima da lamínula, nem abaixo da lâmina. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
6. Visualização em Microscópio Óptico. 
 
 
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 Fonte própria - Epiderme Superior - Café Estômato paracítico - café 
 
Conclusão: 
Para que haja uma perfeita visualização dos elementos microscópicos 
vegetais, se faz necessário, seguir técnicas e etapas cuidadosamente para que se 
consiga atingir o que busca, pois cada estrutura tem a sua particularidade e para que 
possa ser observada, é imprescindível primeiramente conhecer o método que deve 
ser empregado. 
 
Questões: 
1. Qual a importância do hipoclorito na técnica realizada? 
O hipoclorito tem a função de clareamento/descoloração dos cortes 
 
2. Quais as cores que os tecidos apresentam e como auxilia na 
identificação dos tecidos? 
As células e tecidos vegetais tendem a ser transparentes, para que possamos 
fazer sua identificação devemos utilizar corantes (a escolha é feita conforme a 
estrutura que deseja evidenciar) para que possam ser diferenciadas seletivamente. 
Dessa maneira a cor depende do tipo de corante e estrutura ao qual deseja ser 
estudada. 
 
Aula 2 – Roteiro 1 e 2: Análise Microscopia de Plantas Medicinais e/ou 
Drogas Vegetais 
 
 
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Objetivo: 
Reconhecer tecidos permanentes simples e complexos presentes em cortes 
transversais de folhas de boldo, café e guaco. 
 
Procedimento e Resultado: 
➢ Para o Boldo: 
Ao observarmos ao microscópio o corte transversal da folha do boldo pudemos 
identificar as estruturas: tricoma glandular e tricoma tector (este visto em abundância) 
 
 
 
 
➢ Para o Café: 
No corte transversal realizado com a folha de café pudemos observar a 
epiderme superior da folha, identificada pela presença apenas de células epiteliais, 
com ausência de estômatos. 
 
 
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 Pode-se observar também a epiderme da porção inferior da folha com presença 
de células epidérmicas e estômatos parasíticos em grande quantidade. 
 
 
➢ Para o Guaco: 
 No corte transversal da folha de guaco pudemos observar células de contorno 
sinuoso, sem clorofila, identificando a porção da epiderme superior (devido a ausência 
de estômatos) 
 
 
 Na epiderme inferior da folha do guaco observou-se estômatos que variavam 
de anisocítico a anomossítico. 
 
 
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No pecíolo do Imbé pode-se observar a epiderme formada por células 
tubulares, revestidas por uma cutícula espessa. 
 
 
 
Aula 2 – Roteiro 3: Análise Microscopia de Plantas Medicinais e/ou Drogas 
Vegetais 
 
Objetivo 
 Reconhecer inclusões vegetais (orgânicas e inorgânicas). 
 
Procedimento: 
Utilizou-se a lâmina já descrita no roteiro 01 da aula 02, realizado com corte 
transversal do pecíolo do Imbé. 
 
Resultado: 
Observou-se ao microscópio presença de células parenquimáticas entre as 
quais estão presentes idioblastos contendo ráfides. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
 
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Não foram observadas drusas, no entanto é sabido que a Philodendron 
bipinnatifidun apresenta em seu parênquima cristais de oxalato de cálcio do tipo drusa. 
 
Aula 3 – Roteiro 0: Análise de Droga Vegetal 
 
GUACO - Mikania glomerata 
 
Objetivo: 
A) Coleta e secagem de plantas medicinais. 
 
Procedimento: 
 
1) Coletar a planta ou parte da planta a ser transformada em droga; 
2) Lavar em água corrente o material coletado; 
3) Secar o material em papel toalha; 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
 
4) Pesar a planta que vai ser submetida à secagem; 
 
 
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Fonte própria 
 
 
5) Colocar a planta sobre papel manteiga(ou outo); 
6) Colocar nome e número no papel manteiga; 
7) Secar em estufa de circulação de ar à temperatura de 35 a 40°C por 
24h; 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
 
8) Pesar a planta seca e calcular a % de água perdida após a secagem; 
(próxima semana), 
● Não retomamos a aula para calcular a % de água perdida 
 
9) Descrever o aspecto da planta fresca e depois dessecada; 
● FORMA: Oval lanceolada 
● TEXTURA: Lisa com estrias longitudinais 
● COR: Verde escuro 
 
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● ASPECTO GERAL: caule cilíndrico, estriado longitudinalmente e com nós 
evidentes. As folhas são opostas, ovais ou semioblongas, glabras (sem 
pelos), e de consistência coriácea, folhas variando de 7 a 10 cm. 
● ODOR: Característico de guaco 
 
Objetivo: 
B) Pulverização, atomização e acondicionamento de drogas vegetais 
 
 Procedimento: 
1) Limpar o almofariz com algodão embebido em etanol 70% 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
 
2) Triturar a droga vegetal cuidadosamente 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
 
 
 
 
 
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3) Limpar o tamis com algodão embebido em etanol 70% 
4) Tamisar toda a droga triturada sobre o papel manteiga (tamis 20, 40 ou 
60) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria5) Pesar o material triturado 
6) Embalar a droga vegetal, etiquetando devidamente (nome científico, 
parte usada, uso externo ou interno, indicação, posologia, nome popular, data 
de fabricação e validade) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
 
 
 
 
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Aula 3 – Roteiro 1: Análise de Droga Vegetal 
 
Objetivo 
 Verificar a pureza da droga vegetal a Camomila 
 
Materiais 
• Balança; 
• Pinça; 
• Béquer; 
• Papel toalha; 
• Vidro de relógio 
 
Procedimento: 
1. Pesou-se 5,o gramas da droga vegetal camomila solta; 
2. Depois espalhou-se sobre um papel branco e foi feita a verificação de 
substancias estranhas a olho nu, que estavam misturadas na amostra de 
camomila; 
3. Com uma pinça foi separado as substancias estranhas que estavam na 
amostra da camomila; 
4. Realizou-se uma nova pesagem das amostras de camomila limpa sem as 
substancia estranhas; 
5. Foi feita uma pesagem das substancias estranhas encontradas na amostra 
da camomila; 
6. Após realizou o cálculo das pesagens para saber qual a porcentagem 
encontrada em amostra limpa. 
 
Peso bruto da camomila - 5,0 gr 
Peso da camomila limpa - 3,7 gr 
Peso substancia estranhas - 1,3 gr. 
 
✓ Camomila limpa 
𝑥 =
5,0
100
𝑥
3,7
𝑥
=
3,7 𝑥 100
5
= 74% 
 
 
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✓ Substancias estranhas 
𝑥 =
5,0
100
𝑥
1,3
𝑥
=
1,3 𝑥 100
5
= 26% 
 
 
Fonte própria 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
Conclusão: 
1. A porcentagem de impurezas encontradas na amostra de camomila foi de 
26%. Porém segundo a farmacopeia a porcentagem de matéria estranha 
máxima a ser encontrada em uma análise seria de 5%, sendo assim a 
quantidade que encontramos está acima do valor da farmacopeia. 
 
2. As impurezas encontradas em nossa amostra foram galhos e bichos. 
 
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Aula 3 – Roteiro 2: Cromatografia em Camada Delgada de Óleos 
Essenciais 
 
Objetivo: 
Essa aula prática teve o objetivo de separar e identificar as principais 
substâncias presentes em óleos essenciais, através da cromatografia de camada 
delgada. 
 
Procedimento: 
Para a análise, foi pesado 1g de cravo, triturado em almofariz de vidro e 
adicionado 1ml de etanol 96º, para que se obtivesse uma pequena solução extrativa. 
Em seguida, com a placa de sílica previamente ativada por 1h a 105º, foram feitas 
marcações a cerca de 1cm de distância das bordas (ponto de partida), e aplicada, 
com o auxílio de um capilar a amostra da solução extraída, uma amostra de óleo 
essencial, num total de 10 toques e uma amostra do padrão correspondente (eugenol 
1%). A placa cromatográfica foi levada à cuba de vidro saturada com a fase móvel 
preparada com 100mL de solução de acetato de etila: tolueno (7:93), por 
aproximadamente 20 minutos. Após, identificou-se o cromatograma com revelador 
sulfovanílico (revelador + estufa 105º por 5 minutos). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte: foto acervo pessoal 
 
 
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Fonte: foto acervo pessoal 
 
Resultado e Discussão: 
Identificou-se o cromatograma com revelador sulfovanílico (revelador + estufa 
105º por 5 minutos), a distância percorrida pelas manchas foi medida e obteve-se os 
seguintes resultados: 
 
RF Extrato de Cravo Óleo Essência de Cravo Engenol 
1 2,0cm = 0,500 1,5cm = 0,666 1,0cm = 1 
2 3,5cm = 0,285 3,0cm = 0,333 - 
3 6,5cm = 0,153 6,0cm = 0,166 - 
 
Conclusão 
Através da distância percorrida pelas amostras, pode-se notar que o extrato de 
cravo e o óleo essencial são substâncias mais apolares, e o eugenol é uma substância 
polar. 
 
Aula 3 – Roteiro 3: Preparo de Tinturas 
 
Objetivo: 
Obtenção de tinturas a partir de drogas vegetais pelo método de maceração. 
 
Materiais: 
● Tintura de Jaborandi; 
● Droga vegetal em pó 10g; 
 
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● Líquido extrator (álcool 30%) qsp para 50 ml; 
● Béquer de 250 ml; 
● Funil; 
● Frasco âmbar; 
● Proveta 50 ml 
 
Procedimento: 
1. Em um béquer de 250 ml, colocou-se a droga já pesada. 
2. Adicionou-se o líquido extrator aos poucos e agitou-se bem até que todo 
a droga ficasse umedecida. 
3. Agitou-se por cerca de 10 minutos. 
4. Etiquetou-se um frasco e deixou abrigado a luz por cerca de 30 a 40 
minutos de maceração. 
5. Filtrou-se em um funil com algodão para uma proveta de 50 ml. 
6. Completou-se o volume com o extrator, até que todo o líquido passasse 
pelo resíduo do funil, e completando o volume final de 50 ml. 
7. Adicionou-se o volume em um vidro âmbar e etiquetou-se devidamente. 
 
 
Fonte própria 
 
 
 
28 
 
Fonte própria 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
 
 
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Conclusão: 
Concluiu-se que a tintura do jaborandi é feita a partir da extração por 
maceração ou percolação, através da planta seca integra ou em pó. Os métodos 
extrativistas realizado neste trabalho mostraram que existe variação dos resultados 
conforme o método, e como a droga é representada, ou seja, na forma de pó ou 
integra. Por esse motivo, não é possível determinar qual o melhor método para a 
obtenção de uma tintura. 
 
Aula 4 – Roteiro 1: Preparo de Extrato 
 
Objetivo: 
Obtenção de extrato fluido a partir de drogas vegetais pelo método da 
percolação. 
 
Procedimento: 
Pelo processo de percolação, extrato fluido de barbatimão. 
Droga vegetal pó barbatimão 10 g 
Álcool 70% qs para obter 10mL 
Pesou -se a droga vegetal pó barbatimão e em seguida foi colocada em um 
béquer, e foi umedecida com 10 mL de álcool 70% e ficou de repouso por 15 minutos. 
No processo de filtragem foi utilizado um funil de separação (como um 
percolador) da seguinte forma: uma camada de algodão e a droga previamente 
umedecida, sobre a droga colocou -se papel filtro e cacos de porcelana. 
A filtragem foi iniciada adicionando aos poucos o liquido extrator com a torneira 
do “percolador” aberta até quando caísse a 1ª gota do percolador, assim que obteve 
a 1ª gota fechou -se a torneira do aparelho (funil de separação) e adicionou -se o 
restante do solvente de modo que ficou 2 cm acima do pó. 
Ficou de repouso por 40 minutos, após ter dado o tempo deixou -se escoar os 
primeiros 8,5 mL do percolado e foi reservado, em seguida foi adicionado mais liquido 
extrator no aparelho e recolheu -se 1,5 mL do percolado com uma coloração mais 
clara. Foi misturada as duas partes do percolado e adicionado em um frasco âmbar 
devidamente etiquetado. 
 
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Fonte própria 
 
Conclusão: 
Concluímos que o método de percolação é um processo dinâmico e que 
permite uma extração dos ativos com mais eficiência, concentração e ricos em 
metabolitos. 
 
Questões: 
1 - Qual a diferença em relação à concentração entre tintura e extrato? 
A diferença é que o extrato é mais concentrado do que a tintura, onde em teores 
de ativo o extrato é mais potente. 
 
2 - Com relação ao método de extração do extrato, por que a percolação é 
melhor? 
A percolação é melhor porque é um processo que permite uma extração mais 
eficiente dos ativos onde a droga está sempre úmida pelo solvente e não tem 
aquecimento, proporcionado uma otimização do processo. 
 
Aula 4 – Roteiro 2: Hidrólise do Amido 
 
Objetivo: 
Verificar a hidrólise do amido. 
 
Materiais: 
 
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• Balança técnica; 
• Droga derivada vegetal: amido; 
• Espátula; 
• Erlenmeyer 250; 
• Proveta 50 ou 100 mL; 
• Funil de vidro; 
• Pêra de borracha; 
• Bastão de vidro; 
• Suporte universal; 
• Argolas; 
• Pipeta 5 ou 10 mL; 
• Tubo de ensaio; 
• Suporte para tubo; 
• Bico de Bunsen/ tela de amianto; 
• Ácido clorídrico 20%; 
• Lugol 
• Água destilada 
 
Procedimento: 
1. Em um Erlenmeyer, preparou-se 200 mL de uma suspensão aquosa a 
1% de amido. 
2. A uma amostra de 2,0 mL, retirada da suspensão, pingou 1 gota de 
solução de Lugol a 50% em água. Obteve-se uma coloração arroxeada indicandoa 
presença de amido. 
3. Adicionou-se ao Erlenmeyer 10 mL de uma solução aquosa de ácido 
clorídrico a 20%. 
4. Levou à ebulição e manteve fervura branda durante todo o 
procedimento, anotar como tempo zero o início da fervura. 
5. Retirou-se alíquotas de 2,0 mL e colocou-se em tubo de ensaio a cada 
5 minutos. 
6. Deixou-se esfriar as alíquotas e colocou-se 1 gota da solução de Lugol 
50%. 
7. Anotou-se os resultados e indicando o tempo necessário para hidrolisar 
 
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totalmente o amido, nas condições ensaiadas. 
 
Resultados: 
Durante o processo de aquecimento retirou-se alíquotas da solução e foi 
adicionando Lugol 50%, após 3 tentativas (15 minutos) a coloração ainda permaneceu 
arroxeada o que indicava que ainda havia presença de amido, e que há necessidade 
de um tempo maior para realização dos testes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
Conclusão: 
Concluiu-se que é possível observar a hidrólise do amido com adição de um 
indicador, pois o aquecimento libera o Iodo não apresentando a coloração. 
 
QUESTÕES: 
1. Qual o mecanismo que explica coloração do iodo com o amido? 
 
 
 2. A celulose teria o mesmo comportamento do amido? Discuta sua observação. 
 
33 
 
Resposta: Não. Porque não faz espiral é um mecanismo com a cadeia reta. 
 
Aula 4 – Roteiro 3: Identificação Química de Taninos 
 
Objetivo: 
Identificar a presença de taninos em droga de origem vegetal 
 
Procedimento: 
Droga vegetal: barbatimão 
1. Pesou-se 1 g da droga e transferiu para um béquer. 
2. Adicionou-se 30 mL de água destilada. 
3. Ferveu por 1 minuto. 
4. Filtrou-se por algodão para um béquer, deixando o resíduo no béquer inicial. 
5. Repetiu a extração acrescentando mais 20 mL de água no béquer. 
6. Filtrou-se juntando os filtrados. 
7. Colocou 2 mL do filtrado em 6 tubos de ensaio e 8,0 mL de H2O 
8. Executou-se as reações de identificação. 
tubo 1 – adicionou-se 4 gotas de solução de gelatina a 2%. 
tubo 2 – adicionou-se 4 gotas de solução de sulfato de quinina a 1% (ou solução 
de outro alcaloide). 
tubo 3 – adicionou-se 2 gotas de solução de acetato básico de chumbo a 10%. 
tubo 4 – adicionou-se 2 gotas de solução de acetato de cobre a 5%. 
Manual de Estágio 
tubo 5 – adicionou-se 2 gotas de cloreto férrico a 2%. 
tubo 6 - branco. 
 
Resultados: 
 Tubo 1 – Alterou para coloração rosa precipitado grumoso. Reação que ocorre 
quando mordemos banana verde. 
Tubo 2 – Formação de precipitado castanha formando tanato de quinino. 
Tubo 3 - Formação de precipitado cinza presença de taninos hidrolisáveis 
Tubo 4 – Formação de precipitado denso formando tanato de cobre. 
Tubo 5 – precipitado negro fino 
Tubo 6 – Branco 
 
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Fonte própria 
 
Taninos condensados: 
1. Retirou-se uma alíquota de 3 mL da solução de tanino (filtrado) e colocou em 
béquer, juntamente com um pedaço de palito. 
2. Ferveu até secagem da solução de tanino (não queimar). 
3. Pingou uma gota de HCl conc. sobre o palito e verificou a formação de 
coloração vermelha indicativa de taninos condensados. 
 
Resultados 
O tanino do extrato leva a madeira para coloração arroxeada indicando a 
presença positiva de tanino condensado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte própria 
 
 
 
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Conclusão: 
Concluiu-se que existem várias formas de identificação dos taninos e que em 
todas a presença de coloração e formação de precipitado facilita a visualização. 
 
 
Referências Bibliográficas 
 
ANVISA, Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Farmacopeia Brasileira, 6ª 
ed., 2019. Disponível em:< www.anvisa.gov.br/legis. Acesso em 10 de abril de 
2022. 
 
FARMACOGNOSIA, Sociedade Brasileira. O que é Farmacognosia? 2020. 
Disponível em: http://www.sbfgnosia.org.br/farmacognosia.htm. Acesso em: 8 de abril 
de 2022. 
 
Farmacopeia brasileira, 6º edição, Volume II, 
https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_lauds-
Farmacopeia%20Brasileira,%206%C2%AA%20edi%C3%A7%C3%A3o%20Volume
%20II.pdf, Acessado em 15 de março de 2022. 
 
SANTOS, L. Paula; PRANDO, B. Maryara; MORANDO, Rafaela; PEREIRA, N. 
V. Gleice; KRONKA, Z. Adriana. Extração de droga vegetal pelo método de 
percolação. Disponível em https://www.conhecer.org.br. Acesso em 13 de abril de 
2022. 
 
SciELO - Brasil - Aspectos anatômicos e fisiológicos de plantas de guaco 
submetidas a diferentes fotoperíodos Aspectos anatômicos e fisiológicos de plantas 
de guaco submetidas a diferentes fotoperíodos Acesso em 13 de abril de 2022. 
 
 
 
 
 
http://www.anvisa.gov.br/legis
http://www.sbfgnosia.org.br/farmacognosia.htm
https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_lauds
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https://www.conhecer.org.br/
https://www.scielo.br/j/hb/a/Rv8fW8d7fk5Zhmf7frNHkDs/?lang=pt
https://www.scielo.br/j/hb/a/Rv8fW8d7fk5Zhmf7frNHkDs/?lang=pt
https://www.scielo.br/j/hb/a/Rv8fW8d7fk5Zhmf7frNHkDs/?lang=pt