Baixe o app para aproveitar ainda mais
Prévia do material em texto
UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS CURSO: FARMÁCIA DISCIPLINA: FARMACOGNOSIA NOME DO ALUNO: FLÁVIA REGINA ANDRETTA FELICIANO PEREIRA ______ R.A: 0551482 POLO: TAQUARAL___________________ DATA: 15 / 04 / 2022 2 TÍTULO DO ROTEIRO: Farmacognosia Nosso grupo da aula prática laboratório Fernanda Gomes de Oliveira Santana – RA 2082330 Flávia Regina Andretta Feliciano Pereira – RA 0551482 Jeane Marcelli de Souza Magro – RA 2086288 Rosangela Silva Amorim – RA 2089050 Rosireide Morais da Silva – RA 2089550 Selma Alves Cintra – RA 2092585 Tatiane Cristina dos Santos Camargo – RA 2098445 Zelina Freitas da Cruz Maia – RA 2081539 INTRODUÇÃO: A farmacognosia é o ramo da ciência farmacêutica mais antigo é tem como principal alvo de estudo e princípios ativos naturais, sejam animais e também vegetais. Sua definição é ampla da farmacognosia é a aplicação simultânea de várias disciplinas cientificas com o grande objetivo de conhecer fármacos naturais sob todos os aspectos. O tema dessa aula farmacognosia foi referente a Folhas, raiz, caule, flor, frutos e semente. com análise microscópica de vegetais onde sua visualização foi feita através de microscópio onde foi feito a preparação do material vegetal para ser analisado foi uma aula bastante cursiva mais com amplos conhecimentos e explicação. Na identificação de fármacos vegetais três caracterizações são importantes: organoléptica, macroscópica e microscópica. A análise organoléptica trata de características que impressionam os órgãos dos sentidos, como cor, odor, sabor e textura. A caracterização macroscópica refere-se ao seu aspecto externo, sua morfologia e tamanho. Em geral, esta análise é realizada a olho nu ou com auxílio de lupa. Muitas vezes é prejudicada quando o fármaco se encontra fragmentado ou pulverizado. A análise microscópica, importante para verificação da identidade do fármaco, exige conhecimentos básicos de anatomia vegetal. Assim, determinadas estruturas microscópicas devem ser reconhecidas para que o fármaco possa ter a sua identidade confirmada. As tinturas são vantajosas pela sua grande riqueza em princípios ativos, excelente conservação face as inovações microbianas e a sua facilidade de 3 medicação patológica que apresenta. É a base para vários medicamentos da homeopatia. A partir das tinturas, são feitas combinações para tratar os sintomas apresentados pelos pacientes, trazendo bem-estar e qualidade de vida. As tinturas são soluções extractivas alcoólicas, que se obtém a partir de drogas vegetais, animais e minerais, no estado seco. São preparações líquidas – com base em água, álcool ou glicerina – para extrair os princípios ativos de plantas, também conhecidas como tintura - mãe Ou TM e são o ponto de partida de diversas formas de homeopatia. Sendo utilizadas plantas frescas ou secas previamente picadas ou trituradas. O resultado do contato por longo período de vegetais com o álcool, água ou glicerina é um líquido que é filtrado para dar origem a um fitoterápico natural, eficaz e muito potente: as tinturas. O termo tintura provém de circunstâncias destas formas galênicas apresentarem-se coradas, por serem soluções extractivas contém princípios dotados de Cor (taninos) e vários pigmentos (clorofila, flavonas, quinonas, etc.). O preparo das tinturas deve ser feito por farmácias ou laboratórios devidamente registrados na Vigilância Sanitária de Saúde (ANVISA). A maceração é o processo mais utilizado para preparar tinturas de drogas não heroicas, já a Lixiviação é recomendada como processo para obter tinturas de drogas heroicas, pois a Lixiviação é uma das técnicas mais importantes para a obtenção de soluções extractivas farmacêuticas. Extratos fluidos são preparações extrativas líquidas e concentradas que equivalem no seu conteúdo em princípios ativos às drogas vegetais de onde foram obtidas e a sua obtenção acontece pelo método de percolação que é um processo onde é feito o arraste dos princípios ativos pela passagem contínua do líquido extrator, levando ao esgotamento da planta através do lento gotejamento do material. Permite também a obtenção de soluções extrativas mais concentradas e ricos em metabólitos, com gradientes de polaridade, economia de líquido extrator e um curto período de tempo de extração. É o processo que, pela dinâmica e artifícios, torna possível uma maior extração de material vegetal, tornando-o, assim, mais eficiente quando comparado aos demais. O amido é um polissacarídeo pouco solúvel e de elevado peso molecular, cuja fórmula é (C6H10O5)n, sendo considerada uma macromolécula, polímero natural. É sintetizado pelos vegetais para ser utilizado como reserva energética. Alguns 4 alimentos são ricos em amido, o importante carboidrato que é a reserva energética dos vegetais. O amido, polissacarídeo de extrema importância em alimentos, é produzido em grande quantidade nas folhas dos vegetais como forma de armazenamento dos produtos da fotossíntese, e é constituído por dois outros polissacarídeos estruturalmente diferentes. Os Taninos são substâncias complexas presentes em inúmeros vegetais, os quais têm a propriedade de se combinar e precipitar proteínas de pele de animal, evitando sua putrefação e, consequentemente, transformando-a em couro. São substâncias detectadas qualitativamente por testes químicos ou quantitativamente pela sua capacidade de se ligarem ao pó de pele. Essa definição exclui substâncias fenólicas simples, de baixo peso molecular, frequentemente presentes com os taninos, como os ácidos clorogênico, gálico e outros que, por também precipitarem gelatina, são conhecidos como pseudotaninos. São classificados em hidrolisáveis e condensados. Os primeiros são constituídos por diversas moléculas de ácidos fenólicos, como o gálico e o elágico, que estão unidos a um resíduo de glucose central. São chamados de hidrolisáveis, uma vez que suas ligações ésteres são passíveis de sofrerem hidrólise por ácidos ou enzimas. Em solução desenvolvem coloração azul com cloreto férrico, assim como o ácido gálico. Os taninos são adstringentes e hemostáticos e, portanto, suas aplicações terapêuticas estão relacionadas com essas propriedades. São empregados principalmente na indústria de curtume e têm também aplicação na indústria de tintas. São usados em laboratórios para detecção de proteínas e alcaloides e empregados como antídotos em casos de envenenamento por plantas alcaloídicas. As principais plantas que contêm taninos são: nó-de-galha (formações nodosas resultantes da decomposição de ovos do inseto Adleria gallaetinctoria na gema foliar do carvalho Quercus infectoria G. Olivier, Fagácea); ratânia (raízes de Krameria triandra Ruiz & Pav., Krameriaceae), barbatimão (cascas de caule Stryphnodendron barbatimam Mart., Fabaceae); hamamelis (folhas de Hamamelis virginiana L., Hamamelidaceae), goiabeira (folhas de Psidium guajava L. Myrtaceae) e espinheira- santa (folhas de Maytenus sp., Celastraceae). 5 RESULTADOS E DISCUSSÃO: Aula 1 – Roteiro 1: Observação e Análise Macroscópica dos Órgãos Vegetais Objetivo Observar os diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor, fruto e semente aprendendo suas diferenças. Procedimento: Anatomia da Folha: As folhas são geralmente órgãos fotossintetizantes, sendo, portanto, clorofiladas. Quando completas são formadas por bainha (porção basal alargada), pecíolo (pedúnculo da folha) e limbo (lâmina da folha). Na maioria das dicotiledôneas, as folhas apresentam uma nervura principal com ramificações secundárias; estadisposição é conhecida como venação ou nervação reticulada. Na maioria das monocotiledôneas as nervuras apresentam-se paralelas umas às outras, denominado venação paralela. Da mesma forma que o caule e a raiz, a folha possui três sistemas de tecidos: o sistema dérmico (constitui a epiderme e reveste toda a superfície foliar), o sistema fundamental (constitui o mesofilo da lâmina foliar e o córtex da nervura mediana e do pecíolo) e o sistema vascular (constitui os tecidos vasculares das nervuras). Alguns detalhes anatômicos das folhas, em fragmentos diafanizados, cortes paradérmicos, transversais e longitudinais, devem ser observados: Os órgãos subterrâneos compreendem as raízes e os caules subterrâneos (rizomas, tubérculos e bulbos). Depois de transformados em drogas, nem sempre a diferenciação entre eles é fácil. RAIZ: órgão especializado em fixação, absorção, reserva e condução. Apresenta-se como uma estrutura axial relativamente simples quando comparada ao caule. A raiz apresenta crescimento primário, em alongamento, tanto em dicotiledôneas herbáceas como em monocotiledôneas. No entanto, o crescimento secundário em geral só ocorre em gimnospermas e em angiospermas dicotiledôneas lenhosas. Nas monocotiledôneas, em que não existe uma raiz principal, a raiz que se forma no embrião é temporária, sendo rapidamente substituída por raízes adventícias 6 formadas a partir do caule. A estrutura primária da raiz resulta do seu crescimento primário e caracteriza-se pela existência de um pequeno cilindro central e de um córtex muito largo. Os tecidos que são encontrados num corte transversal de raiz primária são, de fora para dentro O caule é o órgão vegetal que sustenta as folhas e as estruturas de reprodução, e estabelece o contato entre esses órgãos e as raízes. Em geral, é inteiramente aéreo, podendo ainda haver aquáticos ou subterrâneos (rizomas, tubérculos e bulbos). Nos vegetais superiores apresenta uma mesma organização básica: nós (regiões onde as folhas se prendem ao caule) e entrenós (regiões entre dois nós consecutivos). Imediatamente acima do ponto de inserção de cada folha estão as regiões meristemáticas denominadas gemas axilares ou laterais (que originarão novas folhas); quando localizadas na extremidade do caule chama-se gema apical. Em corte transversal é possível perceber uma nítida diferença entre caules de monocotiledôneas e de dicotiledôneas. Enquanto nas dicotiledôneas se observa um cilindro central bem destacado (denominado estrutura eustélica; eu=verdadeiro + stele= cilindro central), nas monocotiledôneas isto não acontece, uma vez que os tecidos de condução são encontrados dispersos tanto na periferia como na parte central do caule (denominado estrutura astélica (a=sem + stele= cilindro central) As sementes são originadas do óvulo fecundado e desenvolvido. Podem estar encerradas nos frutos, característica das angiospermas, ou podem ser nuas, característica das gimnospermas. Basicamente, as sementes apresentam tegumento ou casca: formados a partir da primina e secundina, que se espessam e impermeabilizam, protegendo a semente, tal como protegiam o macrosporângio. Pode também ser chamado do episperma e espermoderma. Células estaminíferas desenvolvem-se, com frequência, nas camadas mais externas das sementes e parecem estar relacionadas à proteção contra predadores e microrganismos, ao aumento da dureza dos tegumentos e à atribuição de cor à semente Anatomia do Fruto: Os frutos resultam do desenvolvimento do ovário e podem encerrar uma ou mais sementes, que provêm de óvulos fecundados. São característicos das angiospermas. Podem ser divididos em três partes: epicarpo, mesocarpo e endocarpo. O conjunto destes elementos é denominado de pericarpo, camada mais externa, resulta das células epidérmicas que envolvem o ovário e o carpelo. Forma a 7 casca dos frutos. Anatomia da Flor: Aparelho reprodutivo das Angiospermas, a flor é um ramo altamente modificado, constituído por folhas modificadas (férteis e estéreis), formando anéis concêntricos ao redor do eixo central de sustentação. Apresenta três tipos de órgãos que sustentam a flor: - pedúnculo: liga a flor ao resto do ramo; - receptáculo: dilatação na zona terminal do pedúnculo, onde se inserem as restantes peças florais; - órgãos de proteção: que envolvem as peças reprodutoras propriamente ditas protegendo-as e ajudando a atrair animais polinizadores. O conjunto dos órgãos de proteção designa-se perianto. Uma flor sem perianto diz-se nua. Destes fazem parte: - cálice: conjunto de sépalas, as peças florais mais parecidas com folhas pois geralmente são verdes. A sua função é proteger a flor quando em botão. A flor sem sépalas diz-se assépala. Se todo o perianto apresentar o mesmo aspecto (pétalas) e for semelhante a sépalas diz-se sepaloide. Neste caso diz-se que o perianto é indiferenciado; - corola: conjunto de pétalas, peças florais geralmente coloridas e perfumadas, com glândulas produtoras de néctar na sua base, para atrair animais. A flor sem pétalas diz-se apétala. Se todo o perianto for igual (tépalas) e for semelhante a pétalas diz-se petaloide. Também neste caso o perianto se designa indiferenciado; - órgãos de reprodução: folhas férteis modificadas, localizadas mais ao centro da flor e designadas esporofilos. As folhas férteis masculinas formam o anel mais externo e as folhas férteis femininas o interno: Análises: Flor = verticilo florais Fruto = descências Secos = unicarpelo = pluricarpelo Folha = hortelã Ápice = aguda Base = serrilhada 8 Nervação = Reticulada Inverção peciolar = lateral Guaco Folha = acuminado Base = redondeada Nervação = três veias principal Inverção = lateral Café Ápice = aguda Base = aguda Nervação = penada Inverção = lateral Flor = Azaleia Verticilo florais = abcordado Hibisco = gamo dialipétalo Hibisco Antera androce reprodutivos Estame gineceu Estigma corola estilete alice protetores 9 Figura 1: hibisco Figura 2: azaleia Figura 3 : folha de hortelã Figura 4 : café Figura 5 colorem e jacarandá Figura 6: guaco Conclusão Concluiu-se que umas das atribuições da macroscopia é fazer analise anatômica visando a identificação da estrutura dos organismos vegetais, por tanto são utilizadas técnicas que permitem o estudo da natureza intima dos vegetais, e de suas células, tecidos e órgãos. Aula 1 – Roteiro 2: Análise Microscopia de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais 10 Objetivo: Aprender os tipos de corte histológicos, montagem de lâmina e observação ao microscópio. Cores histológicos são o principal instrumento para o estudo de características anatômicas dos vegetais. Fonte própria Materiais: • Lâmina tipo‘gillette’; • Vidro de relógio; • Água destilada; • Lâmina; • Lamínula; • Pipeta Pasteur; • Microscópio; • Papel absorvente; • Pinça Procedimento: O procedimento tem como objetivo realizar cortes de estruturas escolhidas o mais fino, transparente possível para permitir a observação de todos os tecidos que o formam. Realizou-se cortes ‘fininhos’ com auxílio de ‘gillette’(conforme foto abaixo). 11 Fonte própria Separou-se um corte bem fino e colocou-se em uma lamina ,adicionou-se 2 gotas de água destilada, acrescentou-se em cima do corte uma laminula com inclinacao de 45 de inclinacao .(conforme foto) abaixo e levou-se ao microscópio. Fonte própria No microscópio observou-se; Fonte própria (professora DrVania). Fonte própria Resultados e Conclusao: 12 Observou-se a estrutura celular da planta. No caso estudado encontramos uma célula parênquima Questões: 1- Quais as diferenças na visualização dos diferentes tipos de cortes (transversal, padermico e longitudinal); Transversal corte horizontal e total. Profundo o suficiente para permitir a observação dos tecidos internos. Longitudinal corte vertical e total realizado ao meio da estrutura em direção vertical. Permite a visualização de tecidos internos. Paradérmico => Corte horizontal e superficial, permitindo por isso a observação de tecidos mais externos. 2- Qual a importância dos cortes histológicos: Por analisar estruturas em aspecto microscópico material a ser estudando por técnicas histologia precisa ser previamente preparado. O procedimento mais usado no estudo de tecidos ao microscópio de luz consiste na preparação de cortes histológico. Aula 1 – Roteiro 3: Análise Microscopia de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais Objetivo: 13 Reconhecer tecidos vegetais e aprender técnicas de coloração. A preparação de lâmina histológicas possibilitam a observação dos diversos tecidos e células que formam a estrutura da planta. Para observar o material em microscopia de luz, este deve ser suficientemente delgado para que a luz possa passar através dele. Evidenciado a coloração do material, com a finalidade de acentuar os contrastes entre os vários tipos de células e tecidos da planta, facilitando dessa forma a visualização. A hematoxilina é utilizada para tecidos permanentes simples e complexos como a preparação temporária é aquela em que o material é montado no seu próprio líquido de inclusão. As amostras utilizadas foram folhas de boldo e café. Procedimento: 1. Utilizamos técnica de secção à mão livre, com lâmina tipo “Gilette”. 2. A orientação para o corte do boldo foi transversal (perpendicular ao eixo do órgão) e para a folha do café paradérmico (paralelo a superfície do órgão). 3. No corte do boldo foi utilizado como suporte o isopor. Fonte Própria 4. Utilizamos 5 vidros de relógio respectivamente : água destilada, hipoclorito, água destilada, hematoxilina e água destilada, o material foi imerso sequencialmente nesses líquidos. 14 Fonte própria 5. Posteriormente o material foi disposto em lâmina sobre uma gota de água destilada, coberto lentamente e em um ângulo a 450 para que não houvesse formação de bolhas lamínula. A água entre a lâmina e a lamínula deve ser suficiente para preencher todo o espaço, por outro lado, a lamínula não deve estar “boiando” sobre a água o excesso de água pode ser retirado com papel absorvente. A falta de água pode ser resolvida pingando-se algumas gotas na borda da lamínula. Não deve existir água nem acima da lamínula, nem abaixo da lâmina. Fonte própria 6. Visualização em Microscópio Óptico. 15 Fonte própria - Epiderme Superior - Café Estômato paracítico - café Conclusão: Para que haja uma perfeita visualização dos elementos microscópicos vegetais, se faz necessário, seguir técnicas e etapas cuidadosamente para que se consiga atingir o que busca, pois cada estrutura tem a sua particularidade e para que possa ser observada, é imprescindível primeiramente conhecer o método que deve ser empregado. Questões: 1. Qual a importância do hipoclorito na técnica realizada? O hipoclorito tem a função de clareamento/descoloração dos cortes 2. Quais as cores que os tecidos apresentam e como auxilia na identificação dos tecidos? As células e tecidos vegetais tendem a ser transparentes, para que possamos fazer sua identificação devemos utilizar corantes (a escolha é feita conforme a estrutura que deseja evidenciar) para que possam ser diferenciadas seletivamente. Dessa maneira a cor depende do tipo de corante e estrutura ao qual deseja ser estudada. Aula 2 – Roteiro 1 e 2: Análise Microscopia de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais 16 Objetivo: Reconhecer tecidos permanentes simples e complexos presentes em cortes transversais de folhas de boldo, café e guaco. Procedimento e Resultado: ➢ Para o Boldo: Ao observarmos ao microscópio o corte transversal da folha do boldo pudemos identificar as estruturas: tricoma glandular e tricoma tector (este visto em abundância) ➢ Para o Café: No corte transversal realizado com a folha de café pudemos observar a epiderme superior da folha, identificada pela presença apenas de células epiteliais, com ausência de estômatos. 17 Pode-se observar também a epiderme da porção inferior da folha com presença de células epidérmicas e estômatos parasíticos em grande quantidade. ➢ Para o Guaco: No corte transversal da folha de guaco pudemos observar células de contorno sinuoso, sem clorofila, identificando a porção da epiderme superior (devido a ausência de estômatos) Na epiderme inferior da folha do guaco observou-se estômatos que variavam de anisocítico a anomossítico. 18 No pecíolo do Imbé pode-se observar a epiderme formada por células tubulares, revestidas por uma cutícula espessa. Aula 2 – Roteiro 3: Análise Microscopia de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais Objetivo Reconhecer inclusões vegetais (orgânicas e inorgânicas). Procedimento: Utilizou-se a lâmina já descrita no roteiro 01 da aula 02, realizado com corte transversal do pecíolo do Imbé. Resultado: Observou-se ao microscópio presença de células parenquimáticas entre as quais estão presentes idioblastos contendo ráfides. Fonte própria 19 Não foram observadas drusas, no entanto é sabido que a Philodendron bipinnatifidun apresenta em seu parênquima cristais de oxalato de cálcio do tipo drusa. Aula 3 – Roteiro 0: Análise de Droga Vegetal GUACO - Mikania glomerata Objetivo: A) Coleta e secagem de plantas medicinais. Procedimento: 1) Coletar a planta ou parte da planta a ser transformada em droga; 2) Lavar em água corrente o material coletado; 3) Secar o material em papel toalha; Fonte própria 4) Pesar a planta que vai ser submetida à secagem; 20 Fonte própria 5) Colocar a planta sobre papel manteiga(ou outo); 6) Colocar nome e número no papel manteiga; 7) Secar em estufa de circulação de ar à temperatura de 35 a 40°C por 24h; Fonte própria 8) Pesar a planta seca e calcular a % de água perdida após a secagem; (próxima semana), ● Não retomamos a aula para calcular a % de água perdida 9) Descrever o aspecto da planta fresca e depois dessecada; ● FORMA: Oval lanceolada ● TEXTURA: Lisa com estrias longitudinais ● COR: Verde escuro 21 ● ASPECTO GERAL: caule cilíndrico, estriado longitudinalmente e com nós evidentes. As folhas são opostas, ovais ou semioblongas, glabras (sem pelos), e de consistência coriácea, folhas variando de 7 a 10 cm. ● ODOR: Característico de guaco Objetivo: B) Pulverização, atomização e acondicionamento de drogas vegetais Procedimento: 1) Limpar o almofariz com algodão embebido em etanol 70% Fonte própria 2) Triturar a droga vegetal cuidadosamente Fonte própria 22 3) Limpar o tamis com algodão embebido em etanol 70% 4) Tamisar toda a droga triturada sobre o papel manteiga (tamis 20, 40 ou 60) Fonte própria5) Pesar o material triturado 6) Embalar a droga vegetal, etiquetando devidamente (nome científico, parte usada, uso externo ou interno, indicação, posologia, nome popular, data de fabricação e validade) Fonte própria 23 Aula 3 – Roteiro 1: Análise de Droga Vegetal Objetivo Verificar a pureza da droga vegetal a Camomila Materiais • Balança; • Pinça; • Béquer; • Papel toalha; • Vidro de relógio Procedimento: 1. Pesou-se 5,o gramas da droga vegetal camomila solta; 2. Depois espalhou-se sobre um papel branco e foi feita a verificação de substancias estranhas a olho nu, que estavam misturadas na amostra de camomila; 3. Com uma pinça foi separado as substancias estranhas que estavam na amostra da camomila; 4. Realizou-se uma nova pesagem das amostras de camomila limpa sem as substancia estranhas; 5. Foi feita uma pesagem das substancias estranhas encontradas na amostra da camomila; 6. Após realizou o cálculo das pesagens para saber qual a porcentagem encontrada em amostra limpa. Peso bruto da camomila - 5,0 gr Peso da camomila limpa - 3,7 gr Peso substancia estranhas - 1,3 gr. ✓ Camomila limpa 𝑥 = 5,0 100 𝑥 3,7 𝑥 = 3,7 𝑥 100 5 = 74% 24 ✓ Substancias estranhas 𝑥 = 5,0 100 𝑥 1,3 𝑥 = 1,3 𝑥 100 5 = 26% Fonte própria Fonte própria Conclusão: 1. A porcentagem de impurezas encontradas na amostra de camomila foi de 26%. Porém segundo a farmacopeia a porcentagem de matéria estranha máxima a ser encontrada em uma análise seria de 5%, sendo assim a quantidade que encontramos está acima do valor da farmacopeia. 2. As impurezas encontradas em nossa amostra foram galhos e bichos. 25 Aula 3 – Roteiro 2: Cromatografia em Camada Delgada de Óleos Essenciais Objetivo: Essa aula prática teve o objetivo de separar e identificar as principais substâncias presentes em óleos essenciais, através da cromatografia de camada delgada. Procedimento: Para a análise, foi pesado 1g de cravo, triturado em almofariz de vidro e adicionado 1ml de etanol 96º, para que se obtivesse uma pequena solução extrativa. Em seguida, com a placa de sílica previamente ativada por 1h a 105º, foram feitas marcações a cerca de 1cm de distância das bordas (ponto de partida), e aplicada, com o auxílio de um capilar a amostra da solução extraída, uma amostra de óleo essencial, num total de 10 toques e uma amostra do padrão correspondente (eugenol 1%). A placa cromatográfica foi levada à cuba de vidro saturada com a fase móvel preparada com 100mL de solução de acetato de etila: tolueno (7:93), por aproximadamente 20 minutos. Após, identificou-se o cromatograma com revelador sulfovanílico (revelador + estufa 105º por 5 minutos). Fonte: foto acervo pessoal 26 Fonte: foto acervo pessoal Resultado e Discussão: Identificou-se o cromatograma com revelador sulfovanílico (revelador + estufa 105º por 5 minutos), a distância percorrida pelas manchas foi medida e obteve-se os seguintes resultados: RF Extrato de Cravo Óleo Essência de Cravo Engenol 1 2,0cm = 0,500 1,5cm = 0,666 1,0cm = 1 2 3,5cm = 0,285 3,0cm = 0,333 - 3 6,5cm = 0,153 6,0cm = 0,166 - Conclusão Através da distância percorrida pelas amostras, pode-se notar que o extrato de cravo e o óleo essencial são substâncias mais apolares, e o eugenol é uma substância polar. Aula 3 – Roteiro 3: Preparo de Tinturas Objetivo: Obtenção de tinturas a partir de drogas vegetais pelo método de maceração. Materiais: ● Tintura de Jaborandi; ● Droga vegetal em pó 10g; 27 ● Líquido extrator (álcool 30%) qsp para 50 ml; ● Béquer de 250 ml; ● Funil; ● Frasco âmbar; ● Proveta 50 ml Procedimento: 1. Em um béquer de 250 ml, colocou-se a droga já pesada. 2. Adicionou-se o líquido extrator aos poucos e agitou-se bem até que todo a droga ficasse umedecida. 3. Agitou-se por cerca de 10 minutos. 4. Etiquetou-se um frasco e deixou abrigado a luz por cerca de 30 a 40 minutos de maceração. 5. Filtrou-se em um funil com algodão para uma proveta de 50 ml. 6. Completou-se o volume com o extrator, até que todo o líquido passasse pelo resíduo do funil, e completando o volume final de 50 ml. 7. Adicionou-se o volume em um vidro âmbar e etiquetou-se devidamente. Fonte própria 28 Fonte própria Fonte própria 29 Conclusão: Concluiu-se que a tintura do jaborandi é feita a partir da extração por maceração ou percolação, através da planta seca integra ou em pó. Os métodos extrativistas realizado neste trabalho mostraram que existe variação dos resultados conforme o método, e como a droga é representada, ou seja, na forma de pó ou integra. Por esse motivo, não é possível determinar qual o melhor método para a obtenção de uma tintura. Aula 4 – Roteiro 1: Preparo de Extrato Objetivo: Obtenção de extrato fluido a partir de drogas vegetais pelo método da percolação. Procedimento: Pelo processo de percolação, extrato fluido de barbatimão. Droga vegetal pó barbatimão 10 g Álcool 70% qs para obter 10mL Pesou -se a droga vegetal pó barbatimão e em seguida foi colocada em um béquer, e foi umedecida com 10 mL de álcool 70% e ficou de repouso por 15 minutos. No processo de filtragem foi utilizado um funil de separação (como um percolador) da seguinte forma: uma camada de algodão e a droga previamente umedecida, sobre a droga colocou -se papel filtro e cacos de porcelana. A filtragem foi iniciada adicionando aos poucos o liquido extrator com a torneira do “percolador” aberta até quando caísse a 1ª gota do percolador, assim que obteve a 1ª gota fechou -se a torneira do aparelho (funil de separação) e adicionou -se o restante do solvente de modo que ficou 2 cm acima do pó. Ficou de repouso por 40 minutos, após ter dado o tempo deixou -se escoar os primeiros 8,5 mL do percolado e foi reservado, em seguida foi adicionado mais liquido extrator no aparelho e recolheu -se 1,5 mL do percolado com uma coloração mais clara. Foi misturada as duas partes do percolado e adicionado em um frasco âmbar devidamente etiquetado. 30 Fonte própria Conclusão: Concluímos que o método de percolação é um processo dinâmico e que permite uma extração dos ativos com mais eficiência, concentração e ricos em metabolitos. Questões: 1 - Qual a diferença em relação à concentração entre tintura e extrato? A diferença é que o extrato é mais concentrado do que a tintura, onde em teores de ativo o extrato é mais potente. 2 - Com relação ao método de extração do extrato, por que a percolação é melhor? A percolação é melhor porque é um processo que permite uma extração mais eficiente dos ativos onde a droga está sempre úmida pelo solvente e não tem aquecimento, proporcionado uma otimização do processo. Aula 4 – Roteiro 2: Hidrólise do Amido Objetivo: Verificar a hidrólise do amido. Materiais: 31 • Balança técnica; • Droga derivada vegetal: amido; • Espátula; • Erlenmeyer 250; • Proveta 50 ou 100 mL; • Funil de vidro; • Pêra de borracha; • Bastão de vidro; • Suporte universal; • Argolas; • Pipeta 5 ou 10 mL; • Tubo de ensaio; • Suporte para tubo; • Bico de Bunsen/ tela de amianto; • Ácido clorídrico 20%; • Lugol • Água destilada Procedimento: 1. Em um Erlenmeyer, preparou-se 200 mL de uma suspensão aquosa a 1% de amido. 2. A uma amostra de 2,0 mL, retirada da suspensão, pingou 1 gota de solução de Lugol a 50% em água. Obteve-se uma coloração arroxeada indicandoa presença de amido. 3. Adicionou-se ao Erlenmeyer 10 mL de uma solução aquosa de ácido clorídrico a 20%. 4. Levou à ebulição e manteve fervura branda durante todo o procedimento, anotar como tempo zero o início da fervura. 5. Retirou-se alíquotas de 2,0 mL e colocou-se em tubo de ensaio a cada 5 minutos. 6. Deixou-se esfriar as alíquotas e colocou-se 1 gota da solução de Lugol 50%. 7. Anotou-se os resultados e indicando o tempo necessário para hidrolisar 32 totalmente o amido, nas condições ensaiadas. Resultados: Durante o processo de aquecimento retirou-se alíquotas da solução e foi adicionando Lugol 50%, após 3 tentativas (15 minutos) a coloração ainda permaneceu arroxeada o que indicava que ainda havia presença de amido, e que há necessidade de um tempo maior para realização dos testes. Fonte própria Conclusão: Concluiu-se que é possível observar a hidrólise do amido com adição de um indicador, pois o aquecimento libera o Iodo não apresentando a coloração. QUESTÕES: 1. Qual o mecanismo que explica coloração do iodo com o amido? 2. A celulose teria o mesmo comportamento do amido? Discuta sua observação. 33 Resposta: Não. Porque não faz espiral é um mecanismo com a cadeia reta. Aula 4 – Roteiro 3: Identificação Química de Taninos Objetivo: Identificar a presença de taninos em droga de origem vegetal Procedimento: Droga vegetal: barbatimão 1. Pesou-se 1 g da droga e transferiu para um béquer. 2. Adicionou-se 30 mL de água destilada. 3. Ferveu por 1 minuto. 4. Filtrou-se por algodão para um béquer, deixando o resíduo no béquer inicial. 5. Repetiu a extração acrescentando mais 20 mL de água no béquer. 6. Filtrou-se juntando os filtrados. 7. Colocou 2 mL do filtrado em 6 tubos de ensaio e 8,0 mL de H2O 8. Executou-se as reações de identificação. tubo 1 – adicionou-se 4 gotas de solução de gelatina a 2%. tubo 2 – adicionou-se 4 gotas de solução de sulfato de quinina a 1% (ou solução de outro alcaloide). tubo 3 – adicionou-se 2 gotas de solução de acetato básico de chumbo a 10%. tubo 4 – adicionou-se 2 gotas de solução de acetato de cobre a 5%. Manual de Estágio tubo 5 – adicionou-se 2 gotas de cloreto férrico a 2%. tubo 6 - branco. Resultados: Tubo 1 – Alterou para coloração rosa precipitado grumoso. Reação que ocorre quando mordemos banana verde. Tubo 2 – Formação de precipitado castanha formando tanato de quinino. Tubo 3 - Formação de precipitado cinza presença de taninos hidrolisáveis Tubo 4 – Formação de precipitado denso formando tanato de cobre. Tubo 5 – precipitado negro fino Tubo 6 – Branco 34 Fonte própria Taninos condensados: 1. Retirou-se uma alíquota de 3 mL da solução de tanino (filtrado) e colocou em béquer, juntamente com um pedaço de palito. 2. Ferveu até secagem da solução de tanino (não queimar). 3. Pingou uma gota de HCl conc. sobre o palito e verificou a formação de coloração vermelha indicativa de taninos condensados. Resultados O tanino do extrato leva a madeira para coloração arroxeada indicando a presença positiva de tanino condensado. Fonte própria 35 Conclusão: Concluiu-se que existem várias formas de identificação dos taninos e que em todas a presença de coloração e formação de precipitado facilita a visualização. Referências Bibliográficas ANVISA, Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Farmacopeia Brasileira, 6ª ed., 2019. Disponível em:< www.anvisa.gov.br/legis. Acesso em 10 de abril de 2022. FARMACOGNOSIA, Sociedade Brasileira. O que é Farmacognosia? 2020. Disponível em: http://www.sbfgnosia.org.br/farmacognosia.htm. Acesso em: 8 de abril de 2022. Farmacopeia brasileira, 6º edição, Volume II, https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_lauds- Farmacopeia%20Brasileira,%206%C2%AA%20edi%C3%A7%C3%A3o%20Volume %20II.pdf, Acessado em 15 de março de 2022. SANTOS, L. Paula; PRANDO, B. Maryara; MORANDO, Rafaela; PEREIRA, N. V. Gleice; KRONKA, Z. Adriana. Extração de droga vegetal pelo método de percolação. Disponível em https://www.conhecer.org.br. Acesso em 13 de abril de 2022. SciELO - Brasil - Aspectos anatômicos e fisiológicos de plantas de guaco submetidas a diferentes fotoperíodos Aspectos anatômicos e fisiológicos de plantas de guaco submetidas a diferentes fotoperíodos Acesso em 13 de abril de 2022. http://www.anvisa.gov.br/legis http://www.sbfgnosia.org.br/farmacognosia.htm https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_lauds https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_laudos-Farmacopeia%20Brasileira,%206%C2%AA%20edi%C3%A7%C3%A3o%20Volume%20II.pdf https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_laudos-Farmacopeia%20Brasileira,%206%C2%AA%20edi%C3%A7%C3%A3o%20Volume%20II.pdf https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_laudos-Farmacopeia%20Brasileira,%206%C2%AA%20edi%C3%A7%C3%A3o%20Volume%20II.pdf https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_laudos-Farmacopeia%20Brasileira,%206%C2%AA%20edi%C3%A7%C3%A3o%20Volume%20II.pdf https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_laudos-Farmacopeia%20Brasileira,%206%C2%AA%20edi%C3%A7%C3%A3o%20Volume%20II.pdf https://www.labsynth.com.br/uploads/pdf/farmacopeia_laudos-Farmacopeia%20Brasileira,%206%C2%AA%20edi%C3%A7%C3%A3o%20Volume%20II.pdf https://www.conhecer.org.br/ https://www.scielo.br/j/hb/a/Rv8fW8d7fk5Zhmf7frNHkDs/?lang=pt https://www.scielo.br/j/hb/a/Rv8fW8d7fk5Zhmf7frNHkDs/?lang=pt https://www.scielo.br/j/hb/a/Rv8fW8d7fk5Zhmf7frNHkDs/?lang=pt
Compartilhar