Relatório de Aulas práticas Farmacognosia

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UNIVERSIDADE PAULISTA UNIP
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS
CURSO: FARMÁCIA DISCIPLINA: FARMACOGNOSIA
NOME DO ALUNO: JANAINA NOBREGA DA CRUZ
RA: 0554164 POLO: CAÇAPAVA
DATA: 16/04/2022
TÍTULO DO ROTEIRO: FARMACOGNOSIA
INTRODUÇÃO
Farmacognosia tem, em sua etimologia, o prefixo grego: PHARMAKON que
significa droga, medicamento, e GNOSIS, que significa conhecimento, ou seja, o
estudo e o conhecimento das drogas. Vale citar, nesta introdução, a história, a
produção, a comercialização, o uso, a identificação, o isolamento dos princípios
ativos das drogas, sua conservação e, finalmente, o seu armazenamento. A
pesquisa de novas plantas medicinais busca o isolamento de seus princípios ativos
bem como o extrato vegetal nelas envolvido, tarefa da maior importância para a
medicina. (DRESCH, 2016)
O conhecimento sobre os vegetais deve abranger também seu metabolismo,
dando uma visão sobre como as plantas produzem as substâncias que utilizamos
atualmente. Os métodos de extração dos metabólitos primários e secundários
(substâncias ativas) presentes nas plantas serão tratados de forma que essas
substâncias possam ser utilizadas na prática diária do profissional para fabricação
de medicamentos fitoterápicos e fitocosméticos, entre outros. (WADT, 2021)
Os metabólitos secundários são micromoléculas acumuladas em plantas e
microrganismos que desempenham um papel importante na adaptabilidade dos
organismos vivos e às condições ambientais a que estão sujeitos. Diversos
metabólitos secundários têm sido validados quanto à eficácia biológica e
farmacológica, no entanto, a baixa produtividade em plantas nativas ou cultivadas é
um limitante à produção sustentável e um obstáculo à comercialização desses
compostos. Os avanços na química de síntese sugerem que substâncias derivadas
de plantas medicinais, de interesse farmacêutico, poderiam ser sintetizadas em
laboratório, contudo, tal síntese costuma ser muito complexa, envolvendo várias
etapas, com baixo rendimento e produção economicamente inviável. (OLIVEIRA,
2014)
Em décadas passadas, a crescente demanda por metabólitos secundários de
plantas com alto agregado estimulou o desenvolvimento de processos
biotecnológicos para o estabelecimento de tecnologia in vitro, objetivando a
produção contínua, sob condições monitoradas, e maiores teores de metabólitos. O
progresso na produção biotecnológica de metabólitos secundários de alto valor
agregado em cultura de células tornou evidente que esses processos são alternativa
atrativa para a exploração das plantas como fonte de compostos bioativos.
(OLIVEIRA, 2014).
Muitos desses compostos químicos (metabólitos) são essenciais para a
sobrevivência das plantas, como açúcares e aminoácidos, e há outros que auxiliam
a planta a se adaptar ao meio ambiente, melhorando sua possibilidade de
sobrevivência. (WADT, 2021)
Aula: 1
Roteiro: 1
Título da Aula: Observação e Análise Macroscópica dos Órgãos Vegetais
OBJETIVO: observar os diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor,
fruto e semente), aprendendo suas diferenças.
Conclusão: Através de método direto (tato, visão, olfato), observamos os
diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor, fruto e semente), comentamos
sobre suas diferenças e as diferenças entre as diferentes plantas. A raiz é o órgão
responsável pelas funções de fixação e absorção de água e sais minerais, também
podem armazenar substâncias de reserva. Podem ser normais (segue um eixo
principal) e adventícias (mais ramificadas), terrestres, aquáticas ou aéreas, de
acordo com o meio onde estão. É formada por coifa, zona lisa, zona pilífera, zona
suberosa. Caule é o órgão que faz a ligação entre as raízes e as outras partes do
vegetal sendo responsável, além de suportar as folhas, pelo armazenamento de
substâncias (batata, cactos...), pela propagação vegetativa (brotamento), síntese de
substâncias, resistência às agressões (temperaturas, queimadas). As folhas são
apêndices laminares do caule, normalmente são clorofiladas, responsáveis pelo
processo fotossintético. Normalmente são compostas por pecíolo, limbo foliar e base
foliar. O contorno do limbo foliar, a forma da base, o tipo de ápice e margem foliar,
além do tipo de nervação, coloração e consistência são parâmetros a serem
analisados na identificação de uma espécie vegetal. Odor e sabor também são
relevantes na identificação. A flor é o órgão reprodutor da maioria dos vegetais, no
caso as fanerógamas. Ela é composta por pedúnculo floral, receptáculo floral, cálice
(conjunto de sépalas), corola (conjunto de pétalas), gineceu (pistilo) e androceu
(estame). As flores podem ser simples ou em conjunto (inflorescências).
Aula: 1
Roteiro: 2
Título da Aula: Aprender os tipos de cortes histológicos, montagem de lâminas e
observação ao microscópio
OBJETIVO: Aprender os tipos de cortes histológicos, montagem de lâminas e
observação ao microscópio
Conclusão: Os cortes histológicos são o principal instrumento para o estudo
de características anatômicas e histológicas dos vegetais. Para sua realização é
necessário lâmina, isopor e o material vegetal que será utilizado para visualização,
além de todo o equipamento de laboratório: Microscópio óptico, placas de petri,
lâminas e lamínulas, hipoclorito e corante (azul de astra, lugol, entre outros). O
procedimento tem como objetivo realizar cortes de estruturas escolhidas o mais fino
e transparente possível, para permitir a observação de todos os tecidos que o
formam. Os principais cortes são: transversal, paradérmico e longitudinal.
Aula: 1
Roteiro: 3
Título da Aula: Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
OBJETIVO: Reconhecer tecidos vegetais e aprender técnicas de coloração
Separamos os cortes escolhidos, feitos na aula anterior, e descolorimos em
hipoclorito de sódio. Após o descoloramento, lavamos os cortes em água destilada.
Colocamos os cortes descoloridos em corante azul de astra por aproximadamente
30 segundos e lavamos os cortes em água destilada.
Conclusão: Nesta aula, usamos o hipoclorito, importante para descoloração e
o corante azul de astra, para corar os tecidos que precisamos observar. O emprego
e a escolha de corantes, nesta técnica, é de extrema importância, uma vez que
permitem corar regiões distintas das células, bem como diferentes grupos celulares
para posterior identificação no microscópio. Os tecidos vegetais são formados por
um conjunto de células de origem comum, que desempenham funções fisiológicas
semelhantes. Eles diferem muito entre si, e a classificação dos tecidos depende
tanto das características anatômicas como das características fisiológicas das
células. Podem ser classificados em tecidos meristemáticos (meristemas) e tecidos
permanentes (adultos) (OLIVEIRA; AKISUE, 2008).
Aula: 2
Roteiro: 1
Título da Aula: Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
OBJETIVO: Reconhecer tecidos permanente simples.
Parênquima, colênquima, esclerênquima e súber são exemplos de tecidos
permanentes simples. O esclerênquima, cujo nome vem do grego sklerós, que
significa “duro”, e encheo, que corresponde a “encher”, é um tecido tem a função de
sustentação, sem vitalidade, na maioria das vezes, porque não dispõe de trocas
metabólicas devido à lignificação das paredes das células (CUTLER; BOTHA;
STEVENSON, 2011; OLIVEIRA; AKISUE, 1993). Na imagem acima, visualizamos
um exemplo de epiderme, colênquima e parênquima:
Devido à lignina, as células desse tecido são duras e elásticas, suportando
grandes pressões e tensões. Podem ser encontradas como células pétreas ou
escleritos (curtas) e fibras (mais longas) e, em ambos os casos, podem ser
encontradas isoladas ou em grupos (EVERT, 2018). As imagens a seguir, mostram
exemplos de fibras:
Os tricomas tectores geralmente terminam em ponta, possuindo uma ou
muitas células e tendo como função a proteção e o impedimento da perda de água.
Suas formas podem ser de agulha, candelabro ou tufo de pelos, entre outros.Também existem os pelos urticantes, que são perfurados como uma agulha de
injeção e, quando penetram na pele, injetam uma substância que provoca irritação
(OLIVEIRA; AKISUE, 2008; FERRI, 1999). Já os glandulares são diferentes dos
tectores por possuírem uma glândula (porção globosa) na ponta do pelo; já no pelo
séssil, a glândula se fixa na epiderme. Essa glândula armazena óleos voláteis e,
além da função de armazenamento, tem também a função de proteção (ESAU,
2017).
Conclusão: Fizemos a observação e reconhecimento de tecidos
permanentes simples microscópicamente, nas imagens acima podemos observar
tricomas tectores e glandulares, com óleo essencial em seu interior.
Aula: 2
Roteiro: 2
Título da Aula: Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
OBJETIVO: Reconhecer tecidos permanentes complexos.
Conclusão: Fizemos a observação e reconhecimento de tecidos
permanentes complexos, microscópicamente. Nas imagens acima, foram analisados
os cortes transversais e, podemos observar os tecidos permanentes complexos:
floemas e xilemas que compõem o sistema de condução dos vegetais, isto é,
transportam seiva bruta e elaborada a todos os órgãos do vegetal. A folha em
estudo é o capim santo. O que coloriu em vermelho são nervuras paralelas
(safranina) e possui lignina, o que dá sustentação mecânica para a folha.O que
coloriu em azul, é celulose.
Podemos observar também a epiderme da planta melissa. A epiderme
designa a camada de células de revestimento da planta, composta de células vivas
e vários anexos epidérmicos, como estômatos, tricomas (pelos), cutícula (OLIVEIRA;
AKISUE, 1993; FERRI, 1978). As funções da epiderme são: revestimento, proteção,
trocas gasosas, transpiração (controle da perda de água). Normalmente ocorrem
como células tabulares de pequena profundidade (como tijolos) justapostas e
possuem contorno variado (ondulado ou hexagonal, entre outros). Frequentemente
são compostas de uma camada de células, porém podem ser múltiplas ou
multisseriadas (mais de uma camada) – quando assim, essa camada terá o nome de
hipoderme (CUTLER; BOTHA; STEVENSON, 2011; FERRI, 1999).
Aula: 2
Roteiro: 3
Título da Aula: Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
OBJETIVO: Reconhecer inclusões vegetais (orgânicas e inorgânicas).
Existem as inclusões orgânicas, de origem orgânica, como os óleos fixos e os
voláteis, amido, grãos de aleurona, inulina, e as inorgânicas, de origem inorgânica
como as derivadas de oxalato de cálcio e de carbonato de cálcio, drusas, rafídeos,
cristais prismáticos, areia cristalina ou cristais estilóides, e de carbonato de cálcio,
como os cistólitos. As inclusões de oxalato de cálcio são as mais comuns nos
vegetais, sendo normalmente originadas por meio do seu próprio metabolismo, mais
precisamente pela combinação do ácido oxálico e de sais de cálcio (OLIVEIRA;
AKISUE, 2008). As drusas, também chamadas de maclas, são esferocristais que
lembram um ouriço, e que, quando vistas ao microscópio, têm a forma de rosáceas
ou “estrelas”. Várias plantas medicinais têm drusas que auxiliam em sua
identificação, por exemplo, o maracujá doce (Passiflora alata Ainton) e o maracujá
azedo (Passiflora edulis Sims). Ambos possuem drusas, porém o maracujá doce (P.
alata) as possui na lâmina foliar, enquanto no maracujá azedo elas estão na região
floemática (BRASIL, 2010; BERALDO; KATO, 2010; OLIVEIRA; AKISUE, 1993).
Conclusão: Nas imagens acima podemos observar drusas, oxalato de cálcio
e amido de trigo, respectivamente. Foi observado o corte transversal da folha de
maracujá.
Aula: 3
Roteiro: 1
Título da Aula: Análise de Droga Vegetal
OBJETIVO: Verificar a pureza de Droga Vegetal
Pesamos 10g da droga vegetal embalada (guaco), espalhamos sobre um
papel branco, fizemos a técnica de quarteamento:
Peso após quarteamento: 4,8g.
Verificamos a presença de substâncias orgânicas estranhas a olho nu (pelos,
insetos, estruturas não definidas), e se havia outras partes da droga sem uso
terapêutico misturadas. Com auxílio de uma pinça, separamos todo o material
orgânico estranho e partes da droga sem uso terapêutico e pesamos
Dados obtidos:
Matéria orgânica estranha Peso
Folhas 1,1g
Caule 3,4g
Folhas carbonizadas/danificadas 0,2g
Pecíolo 0,07g
Cálculo:
Folhas:
1,1 — 100% → 1,1 x 100 = 110 / 4,8 = 22,91 % de folhas
3,4 — x
Caule:
4,8 — 100% → 3,4 x 100 = 340 / 4,8 = 70,8% de caule
3,4 — x
Folhas carbonizadas:
0,2 — 100% → 0,2 x 100 = 20 / 4,8 = 4,16% de caule
3,4 — x
Pecíolo:
0,07g — 100% → 0,07g x 100 = 7 / 4,8 = 1,45% de Pecíolo
3,4 — x
Conclusão: Dados contidos na farmacopéia brasileira sobre o Guaco:
GUACO-CHEIROSO, folha
Mikania laevigatae folium
Descrição macroscópica: Folhas glabras a olho nu, coriáceas, escuras
quando secas. Lâmina foliar com 6 a 15 cm de comprimento e 4 a 6,5 cm de largura,
ovalada a ovalado-lanceolada, levemente assimétrica; base atenuada, ápice
acuminado e margem inteira a sinuosa, com um ou poucos dentes laterais ou sem
dentes; bordo revoluto. Venação actinódroma, com três nervuras evidentes ao longo
da lâmina, as laterais formando um arco e unindo-se à principal na porção apical;
podem ocorrer mais duas nervuras próximas à porção basal, acompanhando o
bordo da lâmina. Pecíolo de 1,4 a 4,5 cm de comprimento, quase cilíndrico, sulcado
na face adaxial. Difere de Mikania glomerata Spreng. pelo forte odor de cumarina e
pela forma das folhas. A lâmina foliar de Mikania laevigata possui maior
comprimento do que largura, a base não é hastada e os dentes laterais, quando
presentes, são pouco evidentes, enquanto que em Mikania glomerata as medidas de
comprimento e largura são muito próximas, a base da lâmina é hastada e os dentes
laterais são muito evidentes.
Matéria estranha (5.4.1.3). No máximo 2,0%.
Levando em consideração os dados contidos na farmacopéia brasileira, a
quantidade de matérias estranhas que encontramos no guaco avaliado em aula está
muito acima do recomendado, mesmo sendo partes do próprio vegetal.
Aula: 3
Roteiro: 2
Título da Aula: Cromatografia em Camada Delgada de Óleos Essenciais
OBJETIVO: Separação e identificação das principais substâncias presentes em
óleos essenciais.
Pesamos 1g de droga vegetal, trituramos em almofariz de vidro e
adicionamos etanol 96º, para formação de uma pequena solução extrativa.
Utilizamos uma placa de vidro com Sílica gel G como absorvente. A cerca de 1,0 cm
de distância de uma das bordas (ponto de partida), aplicamos a amostra (solução
extrativa) com óleo essencial, e uma amostra de óleo essencial puro diluída
previamente em álcool etílico, com o auxílio de capilares fizemos 2 toques no total.
Deixamos espaço de cerca 1 cm entre uma amostra e outra e interrompemos a
camada de sílica com uma régua e a ponta de uma lapiseira (ponto de chegada).
Colocamos a placa cromatográfica na cuba de vidro saturada com a fase
móvel e esperamos correr. Quando atingiu o ponto de chegada, retiramos a placa e
deixamos secar ao ar. Revelamos o cromatograma com revelador sulfovanílico
(revelador + estufa 105 ºC por 5 minutos).
Medimos a distância percorrida pelas manchas. Calculamos o Rf de cada
amostra:
RF = distância percorrida pela amostra / distância percorrida pela fase móvel = 7,6
RF1 = 3 / 7,6 = 0,39
RF2 = 4,5 / 7,6 = 0,59
RF3 = 0,6 / 7,6 = 0,07
RF4 = 5 / 7,6 = 0,65
RF5 = 5,7 / 7,6 = 0,75
Conclusão: comparamos os resultados e concluímos que a distância
percorrida pela mancha 3 se deslocou menos, pois possui mais hidroxila e, com
isso, mais polaridade. A mancha 5 se deslocou mais, se mostrando menos polar,
com menos ou nenhuma hidroxila em sua estrutura.
Aula: 3
Roteiro: 3
Título da Aula: Preparo de Tinturas
OBJETIVO: Obtenção de tinturas a partir de drogas vegetais pelo método de
maceração.
Pesamos 10g de arnica para 50ml de tintura (1:5) e adicionamos o líquido
extrator aos poucos (glicerina 50%) agitamos por cerca de 10 minutos, etiquetamos
o frasco e deixamosna cabine, abrigado da luz até a próxima aula.
Filtramos por algodão para uma proveta de 50 m, completamos o volume com
um pouco mais de líquido extrator, acondicionamos em vidro âmbar e etiquetamos
devidamente (tintura de arnica glicerinada).
Conclusão: Tintura é a preparação etílica ou hidroetílica resultante da
extração de drogas vegetais ou por dissolução de um extrato mole ou seco da droga
vegetal (que tenham sido produzidos utilizando o mesmo solvente de extração que
seria usado para preparar a tintura por extração direta) em álcool etílico na
concentração requerida. As tinturas podem ser ajustadas para atenderem aos
requisitos de conteúdo de solvente. Tinturas podem ser filtradas, se necessário, e
leve sedimento pode formar-se quando em repouso (BRASIL, 2018, p. 11; 2019a, p.
330). A tintura na proporção 1:5 é utilizada para drogas que não são tóxicas e pode
ser elaborada pelo método de maceração (mais comum). A glicerina foi utilizada,
pois a tintura que fizemos em aula foi com finalidade cosmética.
Aula: 4
Roteiro: 1
Título da Aula: Preparo de Extrato
OBJETIVO: Obtenção de extrato fluído a partir de drogas vegetais pelo método de
percolação.
Pesamos 10g de barbatimão para 10ml de extrato (1:1) e adicionamos o
líquido extrator aos poucos (álcool 70%) deixamos em repouso. Preparamos o funil
de separação (como um percolador) da seguinte maneira: uma camada de algodão
e a droga previamente umedecida. Sobre a droga umedecida, colocamos papel de
filtro e bolinhas de gude. Adicionamos o líquido extrator, aos poucos, com a torneira
do “percolador” aberta. Quando caiu a 1ª gota do percolado, fechamos a torneira do
aparelho (funil de separação) e adicionamos o restante do solvente de modo que
ficou uns 2 cm acima do pó. Deixamos em repouso até a próxima aula, colocando
um béquer embaixo da torneira do percolador.
Abrimos a torneira e deixamos escoar os primeiros 8,5 mL do percolado numa
proveta. Reservamos a proveta com o percolado e colocamos um béquer sob o
percolador para escoar o restante do percolado.
Adicionamos mais líquido extrator no aparelho e recolhemos o percolado até
que saiu mais claro (esgotamento). Evaporamos a 2ª parte do percolado em chapa
aquecedora até obter os 1,5 mL restantes misturamos as duas partes do percolado e
acondicionamos em frasco âmbar devidamente etiquetado (extrato de barbatimão
alcoólico).
Conclusão: Extrato é a preparação de consistência líquida, sólida ou
intermediária, obtida a partir do Insumos Farmacêuticos Ativos Vegetais, ou Ifav. O
material utilizado na preparação de extratos pode sofrer tratamentos preliminares,
tais como estabilização, moagem ou desengorduramento. O extrato é preparado por
percolação; maceração ou outro método adequado e validado, utilizando como
solvente álcool etílico, água ou outro solvente adequado. Após a extração, materiais
indesejáveis podem ser eliminados (BRASIL, 2018, p. 8). A diferença em relação à
concentração entre tintura e extrato é que muda a proporção, 1:5 para tintura e 1:1
para extrato, e, segundo a literatura, a percolação é um dos métodos de extração
mais utilizados, devido à facilidade técnica, ao custo efetivamente baixo e o menor
risco de reações químicas entre soluto e solvente, realizado a temperatura ambiente.
Aula: 4
Roteiro: 2
Título da Aula: Hidrólise de Amido
OBJETIVO: Verificar a hidrólise do amido.
Em um erlenmeyer, preparamos 200 ml de uma suspensão aquosa a 1% de
amido. Adicionamos ao erlenmeyer 10 ml de uma solução aquosa de ácido clorídrico
a 20%. Levamos à ebulição e manteivemos a fervura branda durante todo o
procedimento, anotamos com o tempo zero o início da fervura:
Antes de levar a ebulição, retiramos uma amostra de 2,0 ml da suspensão e
pingamos 2 gotas de solução de Lugol a 50% em água, retiramos alíquotas de 2,0
ml e colocamos em tubos de ensaio a cada 5 minutos após a ebulição, adicionamos
1 ou 2 gotas de solução de Lugol 50%:
Conclusão: O amido foi perdendo a coloração conforme aquecimento, pois é
constituído por moléculas de glicose, em uma mistura de polissacarídeos
estruturalmente diferentes, tendo amilose (ligações α 1-4), que é um polímero linear
(helicoidal), e amilopectina (ligações α 1-4 e α 1-6), um polímero altamente
ramificado. O aquecimento em água intumesce os grãos de amido, rompendo a
estrutura cristalina e formando um gel (gelificação), o que torna essa estrutura mais
vulnerável à ação da α-amilase. Com o resfriamento, o amido modifica sua estrutura
tridimensional e forma o amido resistente, que passa inalterado pelo intestino
delgado.
Aula: 4
Roteiro: 3
Título da Aula: Identificação Química de Taninos
OBJETIVO: Identificar a presença de taninos em drogas de origem vegetal.
Pesamos 1 g de barbatimão em um béquer. Adicionar 30 mL de água
destilada e fervemos por 1 minuto. Filtramos por algodão para um béquer, deixando
o resíduo no béquer inicial. Colocamos 2 mL do filtrado em 6 tubos de ensaio e
executamos as reações de identificação:
❖ tubo 1 - 4 gotas de solução de gelatina a 2%
❖ tubo 2 - 4 gotas de solução de sulfato de quinina a 1%
❖ tubo 3 - 2 gotas de solução de acetato básico de chumbo a 10%
❖ tubo 4 - 2 gotas de solução de acetato de cobre a 5%
Conclusão: Os taninos protegem a planta, pois as hidroxilas de sua estrutura
complexam-se com as proteínas, como a amilase e as células superficiais da
mucosa, formando complexos insolúveis (precipitados). A atividade antimicrobiana
dos taninos também pode ser dada pela capacidade deles em precipitar com metais,
impedindo rotas metabólicas do microrganismo, visto que esses metais são
cofatores enzimáticos. As propriedades dos taninos dependem do tipo e da dose
utilizada
Taninos condensados: pegamos 3 mL da solução de tanino (filtrado) e
colocamos em béquer, juntamente com um pedaço de palito. Fervemos até secagem
da solução de tanino (sem queimar). Pingamos uma gota de HCl conc. sobre o palito
e verificamos a formação de coloração vermelha indicativa de taninos condensados.
Conclusão: Os taninos condensados são formados por moléculas de
flavonoides, mais especificamente flavan-3-ol e flavan-3,4-diol. São chamados de
proantocianidinas porque, quando sofrem hidrólise com ácido a quente, produzem
moléculas de antocianidinas (cianidina ou delfinidina) com cor avermelhada.
Observação Final: TODAS as imagens utilizadas neste relatório, foram feitas
em aula, com os procedimentos que nós mesmos executamos.
REFERÊNCIAS
OLIVEIRA, Fernando; AKISUE Gokithi; AKISUE, Maria K. Farmacognosia. 2ªed.
São Paulo: Editora Atheneu, 2014.
WADT, Nilsa S. Y.; SUFFREDIN, Ivana B. Farmacognosia. 1ed. São Paulo: Editora
Sol, 2021.
DRESCH, Roger R.; OLIVEIRA, Letícia F.; MAIOR, João F. A. S. Farmacognosia
Pura. 1ed. Porto Alegre: Editora Sagah Educação, 2016.
RITTO, J. L. A.; OLIVEIRA, F.; AKISUE, G. Farmacognosia: básica e aplicada.
São Paulo: Et Cetera, 2019.
CUTLER, D. F.; BOTHA, T.; STEVENSON, D. W. Anatomia vegetal: uma
abordagem aplicada. Porto Alegre: Artmed, 2011.
EVERT, R. F. Anatomia das plantas de Esau. São Paulo: Blucher, 2018.
FARMACOPÉIA brasileira. Plantas medicinais. 6ª. ed. Volume II – Monografias. p.
291- 293. Brasília, 2019.
BRASIL. Primeiro suplemento do formulário de fitoterápicos da farmacopeia
brasileira. Brasília: Anvisa, 2018c. Disponível em: https://bit.ly/3exs0Ya. Acesso em:
16 abr. 2022.
Morfoanatomia Vegetal: Organização interna e externa do corpo vegetal,
Disponível em: https://morfoanatomiavegetal.wordpress.com/cortes-histologicos/
Acesso em: 15/04/2022
https://morfoanatomiavegetal.wordpress.com/cortes-histologicos/