RELATÓRIO DE AULAS PRATICAS Biologia molecular aplicada a biomedicina

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
CURSO: BIOMEDICINA DISCIPLINA:BIOLOGIA MOLECULAR PLICADA 
À BIOMEDICINA 
NOME DO ALUNO: SILVIA HELENA SOARES DOS SANTOS 
 
 
RA: 0603525 
 
 
POLO DE MATRÍCULA: BAURU- POLO PRÓPIO 
 
 
POLO DE PRÁTICA BAURU- POLO PRÓPIO 
 
 
 PROFESSORA: TALITA VENTURA 
 
 
 
DATA DAS AULAS PRÁTICAS: 
 
 
 07/10/2023 
 
 28/10/2023 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BAURU,28 DE OUTUBRO DE 2023 
 
 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 
 
 
 
Fonte: Autor, 2023. 2 
Figura 1: ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 1.1 
Fonte: Autor, 2023. 1 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2: ATIVIDADE OBRIGATORIA 1.2. 
Fonte: Autor, 2023. 3 
 
Figura 3: ATIVIDADE OBRIGATORIA 2.1. 
 
 
Fonte: Autor, 2023. 4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4: ATIVIDADE OBRIGATORIA 2.2. 
 
Fonte: Autor, 2023. 5 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5: ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 3.1. 
 
 
Fonte: Autor, 2023. 6 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6: ATIVIDADE OBRIGATORIA 3.2. 
 
Fonte: Autor, 2023. 7 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7: ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 4.1. 
 
Fonte: Autor, 2023. 8 
 
 
 
 
Figura 8: ATIVIDADE OBRIGATORIA 4.2. 
 
Fonte: Autor, 2023. 9
 
DESCRIÇÃO DOS RESULTADOS 
 
ROTEIRO: 1 AULA: 1 DATA DA AULA: 07/10/2023 
 
 
USO DE MICROPIPETADORES 
ROTEIRO 1 
Objetivo: Aprender a utilizar e reconhecer a importância dos micropipetadores. (UNIP, 
2023) 
 
PROCEDIMENTO 
Foram realizadas as atividades do roteiro domo forma de fixação da aula abordada. 
 
 Atividade 1. Observe as pipetas disponíveis no laboratório e complete a tabela a 
seguir, identificando a pipeta e qual o intervalo de volume que pode ser coletado. 
(UNIP, 2023) 
 
 Identificação da pipeta 
Identificação da pipeta Intervalo de volume 
P-1000 100-1000 µl 
P-100 10-100 µl 
P-200 20-200 µl 
P-10 0,5-10 µl 
 
 
Atividade 2. Escolha, dentre as pipetas disponíveis no laboratório, a pipeta 
adequada para coletar os volumes a seguir. Anote, ao lado, a sua escolha. (UNIP, 
2023) 
 
1,5 μL _____P10__________ 1000 μL ____P1000 _____ 
12 μL ___ _P100_________ 200 μL _____P200 _____ _ 
576 μL ___ _P1000 _____ 1 mL ____ __P1000______ 
0,001 mL _ _P10_ ________ 0,5 mL _____P1000 ___ _ 
0,02 mL ___P100________ 1,2 μL ____ _P10______ 
 
Atividade 3. Faça a pipetagem dos volumes listados no exercício 2 e observe. (UNIP, 2023) 
Observa-se a nescessidade de manipulação adequada tanto da pipeta em relação 
ao volume quanto da tecnica de pipetagem a fim de obter um volume extato. 
 
Atividade 4. Utilização de micropipetas com volumes entre 1-20 μL. (UNIP, 2023) 
 
Procedimento 
Identifique os microtubos, marcando A, B e C. Prepare os tubos conforme o quadro 
a seguir: (UNIP, 2023) 
Tabela 1: ATIVIDADE. 
Tubo Solução 1 Solução 2 Solução 3 Solução 4 
A 10 μL 5 μL 4 μL 1 μL 
B 10 μL 3 μL - 7 μL 
C 10 μL - 2 μL 8 μL 
Fonte: Autor, 2023. 10 
Um total de 20 μL foi adicionado a cada tubo. Para verificar se a pipetagem foi correta, 
ajustar a pipeta P20 para 20 μL e, cuidadosamente, medir o volume de cada tubo. 
 
RESULTADO E DISCUSSÃO 
Apos execução do exercicio obteve-se a exatidão esperada do volume total de 20 μL 
nas amostras pipetadas. 
 
Atividade 5. Utilização de micropipetas com volumes entre 100-1000 μL. (UNIP, 2023) 
 
 
Procedimento 
Identifique os microtubos, marcando D, E e F. Prepare os tubos conforme o quadro 
a seguir: 
Tabela 2: ATIVIDADE 
Tubo Solução 1 Solução 2 Solução 3 
D 100 μL 400 μL 500 μL 
E 150 μL 250 μL 600 μL 
F 200 μL 350 μL 450 μL 
Fonte: Autor, 2023. 11 
 
Um total de 1000 μL foi adicionado a cada tubo. Para verificar se a pipetagem foi 
correta, ajuste a pipeta para 1000 μL e, cuidadosamente, meça o volume de cada tubo. 
 
RESULTADO E DISCUSSÃO 
Apos execução do exercicio obteve-se a exatidão esperada do volume total de 1000 
μL nas amostras pipetadas. 
 
 
 
 
DESCRIÇÃO DOS RESULTADOS 
 
 
ROTEIRO: 2 AULA: 1 DATA DA AULA: 07/10/2023 
 
 
Extração de DNA – parte 1 
Objetivo: Aplicar, na prática, os princípios da extração de DNA. (UNIP, 2023) 
 
 
PROCEDIMENTO 
Protocolo de extração do morango (UNIP, 2023) 
1. Retirar os cabos do morango e macerá-lo no cadinho com a ajuda do pistilo. 
2. Adicionar 5 mL da solução detergente. 
3. Adicionar um pouco de NaCl (pitada). 
4. Misturar vigorosamente. 
5. Coar a mistura no béquer com o funil e o papel-filtro. 
6. Adicionar devagar o álcool gelado pela borda do tubo, até formar uma camada 
2 vezes a quantidade da solução obtida. 
7. Aguardar alguns minutos até a formação do DNA (10 minutos). 
8. Recolher o DNA para um tubo Eppendorf ou um tubo cônico, com a ajuda de 
um palito de madeira ou da micropipeta com ponteira. 
9. Lavar com álcool (etanol) bem gelado e desprezar o sobrenadante 
vagarosamente e, com cuidado, colocar a água filtrada, homogeneizar e 
congelar a -20 ºC para colocar em eletroforese de gel de agarose e visualizar. 
(UNIP, 2023) 
 
 
Procedimento de extração do DNA da cebola (UNIP, 2023) 
Figura 12: MASCERAÇÃO 
DO MORANDO. 
Fonte: Autor, 2023. 15 
Fonte: Autor, 2023. 14 
Figura 11: 
COAGEM. 
Figura 10: 
FORMAÇÃO DO 
DNA. 
Fonte: Autor, 2023. 
13 
Fonte: Autor, 2023. 
12 
Figura 9: 
EXTRAÇÃO DO 
DNA. 
 
1. Coloque 10 mL de detergente e uma pitada de sal (1 colher das de café) em 20 mL 
de água num copo e misture bem. 
2. Coloque a cebola picada no copo com a solução de detergente e leve ao banho- 
maria por exatamente 15 minutos, a 60 ºC. 
3. Resfrie a mistura, colocando o copo no gelo por cerca de 5 minutos, mexendo 
periodicamente. 
4. Bata a mistura resfriada no liquidificador por exatamente 5 segundos (opcional). 
5. Filtre a mistura, recolhendo o filtrado em um copo limpo. 
6. Adicione, lentamente e pela borda do copo, cerca de 20 mL de álcool etílico comercial 
gelado. 
7. Espere alguns minutos. Bolhas irão se formar e o DNA vai precipitar. 
8. Mergulhe o bastão de vidro no copo fazendo movimentos circulares cuidadosos. Não 
mexer muito as camadas para não quebrar as moléculas de DNA. 
9. Os “fios” esbranquiçados e grudentos formados são aglomerados de muitas 
moléculas de DNA e ficarão presos na ponta do bastão de vidro. 
Deixe secar sobre uma estante e ressuspenda o DNA em água ou em solução 
de cloreto de sódio, a 4%. (UNIP, 2023) 
 
 
 
Figura 16: 
PREPARO DA 
CEBOLA. 
Fonte: Autor, 2023. 
19 
Fonte: Autor, 2023. 
18 
Figura 15: 
FILTRANDO. 
Figura 13: 
EXTRAÇÃO DO 
DNA. 
Fonte: Autor, 2023. 
16 
Fonte: Autor, 2023. 
17 
Figura 14: 
MISTURA 
PROCESSADA. 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO 
No decorrer do processo de extração de DNA tanto da cebola quanto do 
morango ficou evidente a importância de cada etapa como a maceração e trituração 
para a lise das células, adição do detergente e sal para rompimento das membranas 
e facilitar a lise, filtragem onde ocorre a separação do material processado, o álcool 
que participa da desidratação e mantem a temperatura e estrutura do DNA. 
 
 
 
DESCRIÇÃO DOS RESULTADOS 
 
 
ROTEIRO: 1 AULA: 3 DATA DA AULA: 28/10/2023 
 
 
EXTRAÇÃO DO DNA. PARTE- 2 
Objetivo: Aprender o protocolo de extração de DNA a partir de bacterias. (UNIP, 2023) 
 
 
PROCEDIMENTO 
 Coletar as bactérias pela centrifugação de 20 mL da cultura, a 5000 rpm, por 5 
minutos. Descartar o meio de cultura. Secar bem o tubo, invertendo-o sobre o 
papelabsorvente. Balancear os tubos! 
 Adicionar 6 mL da solução I (citrato de sódio 0,015 M; NaCl 0,15M; pH final 
ajustado para 7,0 com HCl). Tampar o tubo e ressuspender o precipitado de 
bactérias por inversão. 
 Remover a tampa e adicionar 0,7 mL da solução II [Dodecil sulfato de sódio 
(SDS) 10% (m/V)]. Fechar o tubo e incubá-lo em banho-maria, a 60 °C, por 10 
minutos, com agitação manual suave. 
 Retirar o tubodo banho, abrir e deixá-lo à temperatura ambiente, por 5 minutos. 
 Adicionar igual volume (6,7 mL) de clorofórmio. Não pipetar com a boca! Fechar 
muito bem o tubo. Agitar suavemente por 10 minutos à temperatura ambiente. 
Essa etapa deve ser realizada na capela de exaustão. 
 
Centrifugar 5 minutos a 5000 rpm. 
 Remover delicadamente a fase aquosa (fase superior) com a pipeta Pasteur, 
de ponta grossa, para uma proveta. Estimar o volume e transferir para um cálice 
graduado. 
 Medir, na mesma proveta, 2 volumes de etanol resfriado, a -20 °C, e adicioná-
lo lentamente com a pipeta Pasteur pela parede do cálice. 
 “Enrolar” o DNA com uma pipeta Pasteur de ponta curva. Transferi-lo para um 
tubo de ensaio contendo 10 mL da solução IV (NaCl 1%). Aquecer a 50 ºC, por 
10-20 minutos, até a completa dissolução. (UNIP, 2023) 
 
 
 
Figura 18: CENTRIFUGAÇÃO. 
Fonte: Autor, 2023. 21 
Fonte: Autor, 2023. 20 
Figura 17: BANHO MARIA. 
 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 
Diferentemente das extrações de DNA anteriores em vegetais a extração de 
DNA gnômico bacteriano é realizada através da lise de bactérias com utilização de 
solventes orgânicos fenol ou clorofórmio sendo indispensável o uso de capela para 
manter a segurança dos profissionais. 
 
 
 
 
 
DESCRIÇÃO DOS RESULTADOS 
 
 
ROTEIRO: 1 AULA: 4 DATA DA AULA: 28/10/2023 
DESCRIÇÃO DOS RESULTADOS 
 
 
DESENHO DE OLIGONUCLEOTIDEOS INDICADORES (PRIMERS) 
Figura 20: PRODUTOS UTILIZADOS. 
Fonte: Autor, 2023. 23 Fonte: Autor, 2023. 22 
Figura 19: RESULTADO FINAL. 
 
 
Objetivo: Introduzir o banco de dados de anotaçoes genômicas e apresentar as 
ferramentas de bioinformática, como primer blast. (UNIP, 2023) 
 
 
PROCEDIMENTO 
 
Aula realizada no laboratorio de informatica. 
 
Tarefas a serem realizadas no computador: 
1. Entrar no site: https://www.ncbi.nlm.nih.gov. 
 2. Escolher a base de dados “genome” e digitar “sars cov 2” na busca. 
 3. Discutir com os alunos as informações apresentadas. 
 4. Clicar no link que aparece em “RefSeq”. 
5. Após, clicar em FASTA (sequência completa do DNA) e Grafics (organização 
genômica com a posição dos genes). Aproveitar para introduzir o conceito de ORF e 
discutir com os alunos alguns genes apresentados. 
 6. Copiar a referência do genoma no NCBI NC_045512.2. 
7. Entrar no site: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast. 
 8. Colar a referência copiada no primeiro quadro branco, que aparece [Enter acces-
sion, gi, or FASTA sequence (A refseq record is preferred)]. 
 9. Clicar em Get primers no final da página. 
10. Aguardar a sugestão de primers pelo programa e discutir com os alunos os 
parâmetros apresentados (tamanho, temperatura de melting, conteúdo GC, 
autocomplementariedade). 
11. Cheque os seus resultados e eleja a melhor opção, justificando. 
 12. Desenhe os novos primers alterando os parâmetros. (UNIP, 2023) 
 
 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO 
Realizando os procedimetos descritos a cima e após checar os resultados 
do item 11 ficou evidente que para uma pesquisa mais detalhada do da sars covd 2 
o par de primers ideal é o 5 pelo seu comprimento de produto, e para uma pesquisa 
mais rapida seria o par de primers 6 por seu comprimento de produto ser curto e 
possibilitar uma leitura rapida. 
Figura 22: DESENHANDO NOVOS PRIMERS. 
Fonte: Autor, 2023. (NCBI, 2023) 24 
Fonte: Autor, 2023. (NCBI, 2023) 
Figura 21: DESENHANDO NOVOS PRIMERS. 
 
DESCRIÇÃO DOS RESULTADOS 
 
ROTEIRO: 2 AULA: 4 DATA DA AULA: 28/10/2023 
 
 
BUSCA DE MUTAÇÕES E PROCURA DE GENES NO PUBMED. 
 
Objetivo: Aprender a utilizar as ferramentas de bioinformática para a análise de genes 
e mutações. (UNIP, 2023) 
 
 
PROCEDIMENTO 
 
Tarefas a serem realizadas no computador 
 
1. Entrar no site: www.pubmed.gov/. Na aba da esquerda, selecionar a 
palavra “gene”. 
2. Digite o nome do gene: IDUA e procure o seu código. Lembre-se de 
que existem vários tipos de IDUA e que queremos procurar o “humano”. (UNIP, 
2023) 
 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 
a) Qual é o nome do gene? (UNIP, 2023) 
R: IDUA- aLpha- L iduronidase [Homo sapiens (human)]. (PUBMED, 2023) 
 
b) Qual é a identidade do gene? (UNIP, 2023) 
R: ID 3425 (PUBMED, 2023) 
c) Qual é a localização desse gene e quantos éxons ele possui? (UNIP, 2023) 
R: 4p 16.3 e contém 18 éxons. 
 
d) Cite os três locais onde ele é mais expresso. (UNIP, 2023) 
 
R: Baço (RPKM42), estomago (RPKM41) e 25 outros tecidos. (PUBMED, 2023) 
 
e) Qual é o número da proteína? (UNIP, 2023) 
R: P35475- IDUA_HUMAN (PUBMED, 2023) 
 
f) Quantos transcritos esse gene possui? (UNIP, 2023) 
R: 16 Transcritos. 
 
g) Na aba NCBI Reference Sequences (RefSeq), clicar em GenBank. Qual é o 
tamanho do gene? (UNIP, 2023) 
R: 17521. (PUBMED, 2023) 
 
h) Voltar à página original e ir para a aba mRNA and Protein(s), clicar em 
NM_000203.5. Qual é o tamanho do mRNA? (UNIP, 2023) 
R: 2174. (PUBMED, 2023) 
 
i) Clicar no CDS e depois em FASTA. Copiar o CDS para um arquivo de 
Word. Encontrar a primeira e a última trinca de bases. (UNIP, 2023) 
R: Primeira trinca- agtgcagcc gaagccccgc agtccccgag e ultima trinca- tttaaagcgg 
ctttgcacag gtca. (PUBMED, 2023) 
 
 3) Usando a sequência a seguir, siga os seguintes passos: (UNIP, 2023) 
 
 1 agtgcagccc gaagccccgc agtccccgag cacgcgtggc catgcgtccc ctgcgccccc 61 
gcgccgcgct gctggcgctc ctggcctcgc tcctggccgc gcccccggtg gccccggccg 121 
aggccccgca cctggtgcat gtggacgcgg cccgcgcgct gtggcccctg cggcgcttct 181 
ggaggagcac aggcttctgc cccccgctgc cacacagcca ggctgaccag tacgtcctca 241 
gctgggacca gcagctcaac ctcgcctatg tgggcgccgt ccctcaccgc ggcatcaagc 301 aggtccggac 
ccactggctg ctggagcttg tcaccaccag ggggtccact ggacggggcc 361 tgagctacaa cttcacccac 
ctggacgggt acctggacct tctcagggag aaccagctcc 421 tcccagggtt tgagctgatg ggcagcgcct 
cgggccactt cactgacttt gaggacaagc 481 agcaggtgtt tgaatggaag gacttggtct ccagcctggc 
caggagatac atcggtaggt 541 acggactggc gcatgtttcc aagtggaact tcgagacgtg gaatgagcca 
gaccaccacg 601 actttgacaa cgtctccatg accatgcaag gcttcctgaa ctactacgat gcctgctcgg 
 
661 agggtctgcg cgccgccagc cccgccctgc ggctgggagg ccccggcgac tccttccaca 721 
ccccaccgcg atccccgctg agctggggcc tcctgcgcca ctgccacgac ggtaccaact 781 tcttcactgg 
ggaggcgggc gtgcggctgg actacatctc cctccacagg aagggtgcgc 841 gcagctccat ctccatcctg 
gagcaggaga aggtcgtcgc gcagcagatc cggcagctct 901 tccccaagtt cgcggacacc cccatttaca 
acgacgaggc ggacccgctg gtgggctggt 961 ccctgccaca gccgtggagg gcggacgtga 
cctacgcggc catggtggtg aaggtcatcg 1021 cgcagcatca gaacctgcta ctggccaaca 
ccacctccgc cttcccctac gcgctcctga 1081 gcaacgacaa tgccttcctg agctaccacc cgcacccctt 
cgcgcagcgc acgctcaccg 1141 cgcgcttcca ggtcaacaac acccgcccgc cgcacgtgca 
gctgttgcgc aagccggtgc 1201 tcacggccat ggggctgctg gcgctgctgg atgaggagca 
gctctgggcc gaagtgtcgc 1261 aggccgggac cgtcctggac agcaaccaca cggtgggcgt 
cctggccagc gcccaccgcc 1321 cccagggccc ggccgacgcc tggcgcgccg cggtgctgat 
ctacgcgagc gacgacaccc 1381 gcgcccaccc caaccgcagc gtcgcggtga ccctgcggct 
gcgcggggtg ccccccggcc 1441 cgggcctggt ctacgtcacg cgctacctgg acaacgggct 
ctgcagcccc gacggcgagt 1501 ggcggcgcct gggccggccc gtcttcccca cggcagagca 
gttccggcgc atgcgcgcgg 1561 ctgaggaccc ggtggccgcg gcgccccgcc ccttacccgc 
cggcggccgc ctgaccctgc 1621 gccccgcgct gcggctgccg tcgcttttgc tggtgcacgt gtgtgcgcgc 
cccgagaagc 1681 cgcccgggca ggtcacgcgg ctccgcgccc tgcccctgac ccaagggcag 
ctggttctgg 1741 tctggtcgga tgaacacgtg ggctccaagt gcctgtggac atacgagatc cagttctctc 
1801 aggacggtaa ggcgtacacc ccggtcagca ggaagccatc gaccttcaac ctctttgtgt 1861 
tcagcccaga cacaggtgct gtctctggct cctaccgagt tcgagccctg gactactggg 1921 cccgaccagg 
ccccttctcg gaccctgtgc cgtacctgga ggtccctgtg ccaagagggc 1981 ccccatcccc gggcaatcca 
tgagcctgtg ctgagcccca gtgggttgca cctccaccgg 2041 cagtcagcga gctggggctg cactgtgccc 
atgctgccct cccatcaccc cctttgcaat 2101 atatttttat attttattat tttcttttat atcttggtac caacgccccctttaaagcgg 2161 ctttgcacag gtca 
 
a) Abra o site do pubmed em uma outra aba. No final da página, clique em 
Blast. (UNIP, 2023) 
 
b) Clique em nucleotide blast, digite e cole a sequência dada. Clique em 
human genomic. Qual é o gene encontrado? (UNIP, 2023) 
R: Gene INDUIA – Mnra (PUBMED, 2023) 
 
 
c) Observe atentamente e veja se há alguma alteração de base. Se sim, quais 
são a posição e a troca? (UNIP, 2023) 
R: sim, 5 alterações base 1 alteração na principal, base61 alteração na principal, 
base 1561 alteração na principal, base 1621 alteração na principal e na base 2101 
alteração na principal. 
 
 4) Procure um artigo no pubmed sobre uma doença genética que você tenha 
interesse. Lembre-se de procurar o nome da doença em inglês. Escreva aqui o 
número do artigo. (UNIP, 2023) 
 
R: Uveal melanoma: From diagnosis to treatment and the science in between. 
PMID: 26991400 PMCID: PMC5567680 DOI: 10.1002/cncr.29727. (PUBMED, 
2023)
 
Referências 
NCBI. (2023). NATIONAL LIBRARY OF MEDICINE. Retrieved from NIH: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/ 
Peres, B. G., Lichtenecker, D. K., & Yamaguchi, R. S. (2020). Biomedicina Molecular Aplicada a 
Biomedicina. São Paulo: Editora sol. 
PUBMED. (2023). NACIONAL CENTER FOR BIOTECHNOLOGY INFORMATION. Retrieved from 
NCBI: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/ 
UNIP. (2023). RELATORIO DE AULAS PRATICAS DE BIOLOGIA MOLECULAR APLICADA A 
BIOMEDICINA. BAURU. 
 
 
	UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP
	CURSO: BIOMEDICINA DISCIPLINA:BIOLOGIA MOLECULAR PLICADA À BIOMEDICINA
	RA: 0603525
	POLO DE PRÁTICA BAURU- POLO PRÓPIO
	07/10/2023
	ATIVIDADE OBRIGATÓRIA
	Referências