Caracterizacaogeneticamolecular_Cardoso_2023

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CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA MOLECULAR DE 
PROCEDÊNCIAS E PROGÊNIES DE Parkia platycephala 
Benth. 
 
 
 
 
 
 
 
CLARICE RIBEIRO CARDOSO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Macaíba/RN 
Fevereiro de 2023 
 
 
Nº 103 
 
 
 MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO 
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE 
PRÓ-REITORIA DE PÓS-GRADUAÇÃO 
UNIDADE ACADÊMICA ESPECIALIZADA EM CIÊNCIAS AGRÁRIAS - UAECIA 
ESCOLA AGRÍCOLA DE JUNDIAÍ - EAJ 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS FLORESTAIS 
 
 
ii 
 
CLARICE RIBEIRO CARDOSO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA MOLECULAR DE PROCEDÊNCIAS E 
PROGÊNIES DE Parkia platycephala Benth. 
 
 
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação 
em Ciências Florestais da Universidade Federal do Rio 
Grande do Norte, como parte das exigências para obtenção 
do título de Mestra em Ciências Florestais (Área de 
Concentração em Ciências Florestais - Linha de Pesquisa: 
Biodiversidade, Conservação e Uso dos Recursos Genéticos 
Florestais). 
 
 
 
Orientador: 
Prof. Dr. Fábio de Almeida Vieira 
 
Coorientadores: 
Profª. Drª. Séfora Gil Gomes de Farias 
Profª. Drª. Cristiane Gouvêa Fajardo 
 
 
 
 
 
Macaíba/RN 
Fevereiro de 2023 
iii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN 
Sistema de Bibliotecas - SISBI 
Catalogação de Publicação na Fonte. UFRN - Biblioteca Setorial Prof. Rodolfo Helinski – 
Escola Agrícola de Jundiaí - EAJ - Macaiba 
Cardoso, Clarice Ribeiro. 
 Caracterização genética molecular de procedências e progênies 
de Parkia platycephala Benth / Clarice Ribeiro Cardoso. - 2023. 
 70f.: il. 
 
 Dissertação (mestrado) - Universidade Federal do Rio Grande do 
Norte, Unidade Acadêmica Especializada em Ciências Agrárias, 
Programa de Pós-Graduação em Ciências Florestais. Macaíba, RN, 
2023. 
 Orientador: Prof. Dr. Fábio de Almeida Vieira. 
 
 
 1. Diversidade genética - Dissertação. 2. Marcador ISSR - 
Dissertação. 3. Faveira - Dissertação. 4. Conservação ex situ - 
Dissertação. I. Vieira, Fábio de Almeida. II. Título. 
 
RN/UF/BSPRH CDU 575 
 
 
 
Elaborado por Elaine Paiva de Assunção - CRB-15/492 
 
 
 
 
 
iv 
 
CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA MOLECULAR DE PROCEDÊNCIAS E PROGÊNIES DE 
Parkia platycephala BENTH. 
 
Clarice Ribeiro Cardoso 
 
 Dissertação julgada para obtenção do título de Mestra em Ciências Florestais (Área 
de Concentração em Ciências Florestais - Linha de Pesquisa: Biodiversidade, Conservação e 
Uso dos Recursos Genéticos Florestais) e aprovada pela banca examinadora em 16 de janeiro 
de 2023. 
 
 
 
 
 
 
Macaíba/RN 
Fevereiro de 2023 
v 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
À minha mãe Sônia Maria Ribeiro e à minha amada filha 
Júllia Ribeiro. 
DEDICO 
vi 
 
AGRADECIMENTOS 
__________________________________________________________________________ 
 
 Primeiramente, agradeço a Deus pelo seu amor incondicional e por me permitir 
recomençar todos os dias. Muito obrigada, meu Deus! 
Agradeço à minha família, pelo suporte, incentivo, confiança e por acreditar a todo 
momento que eu sou capaz, em especial minha amada filha Júllia Ribeiro Cardoso, minha 
mãe Sônia Maria Ribeiro Cardoso, meus irmãos Camila Ribeiro de Sousa, Caroline Ribeiro 
Cardoso, Samara Ribeiro Cardoso e Sandro Ribeiro Cardoso, e minha comadre Salete Dias 
de Sousa. 
Ao meu orientador professor Fábio de Almeida Vieira, por todos os ensinamentos, 
paciência e empenho ao dividir o seu conhecimento comigo. Sou muita grata por tê-lo como 
orientador! Não menos importante, também agradeço às minhas coorientadoras professoras 
Séfora Gil Gomes de Farias e Cristiane Gouvêa Fajardo, sou grata por todo o suporte e 
amizade durante o mestrado. 
À Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), Escola Agrícola de Jundiaí 
(EAJ), instituição que em sua excelência me acolheu e contribuiu para o meu aprendizado. 
Quero, ainda, agradecer a todos os professores do curso de Pós-graduação em Ciências 
Florestais (PPGCFL), obrigada por todas as contribuições. 
Reconheço também o valor e importância da Fundação de Apoio à Pesquisa do Estado 
do Rio Grande do Norte (FAPERN), pela bolsa concedida como estímulo para a condução da 
pesquisa. Ela foi essencial para a execução desse trabalho e para o meu progresso 
profissional. 
À toda a equipe do Laboratório de Genética e Melhoramento sou eternamente grata 
por todo o apoio na condução da pesquisa e amizada construída, em especial, Luciana 
Gomes, Abidã Genesis e Luan Cavalcante. Nunca esquecerei de vocês, levarei todos no meu 
coração! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vii 
 
RESUMO GERAL 
__________________________________________________________________________ 
 
CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA MOLECULAR DE PROCEDÊNCIAS E 
PROGÊNIES DE Parkia platycephala Benth. 
 
A Parkia platycephala Benth. é uma espécie arbórea nativa de áreas de transição entre 
Cerrado e Caatinga do Brasil, utilizada para diversos fins, com destaque para a alimentação 
animal devido ao seu elevado potencial forrageiro. Sua intensa exploração em época de 
frutificação, que coincide com o período de escassez de forragem, representa uma ameaça à 
sua conservação genética em habitat natural, sendo necessário o estudo de sua variabilidade 
genética. Diante disso, objetiva-se com a pesquisa caracterizar a diversidade e a estrutura 
genética existente em procedências e progênies de P. platycephala, por meio de marcador 
molecular ISSR (Inter Repetições de Sequências Simples) como subsídio para a conservação 
genética da espécie e transformação do teste de procedências e progênies em um pomar de 
sementes com fins ambientais. A amostragem foi realizada em 45 progênies estabelecidas 
em um teste de procedências e progênies na Fazenda Experimental da Universidade Federal 
do Piauí, em Alvorada do Gurgueia, Piauí, Brasil. As análises genéticas foram feitas a partir 
de material de caule e folhas jovens de 180 indivíduos selecionadas aleatoriamente. A 
estimativas de eficiência dos primers, diversidade e estrutura genética foram obtidas a partir 
de 87 locos ISSR, enquanto o sistema de acasalamento foi estudado usando o software 
MLTR. Foram selecionados 13 primers ISSR que amplificaram um total de 87 locos, com 
100% de polimorfismo. Os primers de maior eficiência na detecção de polimorfimso foram: 
CHRIS, M1, UBC 807, 818, 826, 829, 841, 842 e 857, considerando os valores do conteúdo 
de informação polimórfica, índice do marcador e poder de resolução. A diversidade genética 
de Nei (H) apresentou média de 0,31, e o índice de Shannon (I) média de 0,47, com a maior 
diversidade ocorrendo nas progênies da procedência de Bom Jesus. A análise da estrutura 
genética mostrou maior grau de variação genética dentro das populações (82,74%). O valor 
de Փst (0,172) indicou moderada estruturação genética entre procedências. O agrupamento 
UPGMA e a Análise Bayesiana (K=4) identificaram a formação de grupos genéticos distintos. 
O sistema de acasalamento demonstra ser majoritariamente alógamo, com presença 
significativa de progênies formadas por cruzamentos entre parentes. Estes resultados revelam 
a importância da manutenção da conservação ex situ da P. platycephala, com progênies 
promissoras para a produção e propagação de sementes para fins ambientais e 
melhoramento genético da espécie. 
Palavras-chave: faveira, marcador ISSR, diversidade genética, conservação ex situ 
 
viii 
 
GENERAL ABSTRACT 
__________________________________________________________________________ 
 
MOLECULAR GENETIC CHARACTERIZATION OF PROVENANCE AND PROGENY OF 
Parkia platycephala Benth. 
 
Parkia platycephala Benth. is a tree species native to transition areas between Cerrado and 
Caatinga in Brazil, used for various purposes, especially for animal feed dueto its high forage 
potential. Its intense exploitation during the fruiting season, which coincides with the forage 
shortage period, represents a threat to its genetic conservation in its natural habitat, requiring 
the study of its genetic variability. Therefore, the research aims to characterize the diversity 
and genetic structure existing in provenances and progenies of P. platycephala, through 
molecular marker ISSR (Inter Simple Sequence Repeats), as a subsidy for the genetic 
conservation of the species and transformation of the test of provenances and progenies in a 
seed orchard with environmental purposes. We sampled 45 progenies established in a test of 
provenance and progenies at the Experimental Farm of the Federal University of Piauí in 
Alvorada do Gurgueia, Piauí, Brazil. To conduct genetic analyses, we collected vegetal 
material from the stem and young leaf material from 180 randomly selected individuals. 
Estimates of primer efficiency, diversity and genetic structure were obtained from 87 ISSR loci, 
while the mating system was analyzed using the MLTR software. Thirteen ISSR primers were 
selected that amplified 87 loci, with 100% polymorphism for the species. The primers with the 
highest efficiency in detecting polymorphism were CHRIS, M1, UBC 807, 818, 826, 829, 841, 
842 and 857, considering the values of polymorphic information content, marker index and 
resolution power. The genetic diversity of Nei (H) averaged 0.31, and the Shannon index (I) 
averaged 0.47, with the greatest diversity occurring in the Bom Jesus progenies. The analysis 
of genetic structure showed a greater degree of genetic variation within populations (82.74%), 
and a value of Փst (0.17262), indicating moderate genetic structure between provenances. 
The UPGMA grouping (Unweighted Pair Group Method using Arithmetic) and the Bayesian 
Analysis (K=4) identified the formation of distinct genetic groups. The mating system is 
allogamous primarily, with a significant presence of progenies formed by crosses between 
relatives. These results reveal the importance of maintaining the ex-situ conservation of P. 
platycephala, with promising progenies for producing and propagating seeds for environmental 
purposes and genetic improvement of the species. 
 
Keywords: faveira, ISSR marker, genetic diversity, ex-situ conservation. 
 
ix 
 
SUMÁRIO 
 
1. INTRODUÇÃO ......................................................................................................... 14 
2. OBJETIVOS ............................................................................................................. 17 
2.1. Objetivo Geral.................................................................................................... 17 
2.2. Objetivos Específicos ........................................................................................ 17 
3. REVISÃO DE LITERATURA .................................................................................... 19 
2.1. Parkia platycephala Benth. .......................................................................... 19 
2.1.1. Descrição e caracterização botância ........................................................... 19 
2.1.2. Aspectos reprodutivos ................................................................................. 20 
2.1.3. Utilidades da P. platycephala ...................................................................... 21 
2.2. Variabilidade e estrutura genética em populações arbóreas ....................... 21 
2.3. Marcadores moleculares ............................................................................. 23 
2.4. Teste de procedências e progênies e pomares de sementes ...................... 26 
3. MATERIAL E MÉTODOS ......................................................................................... 29 
3.1. Descrição do experimento ........................................................................... 29 
3.2. Coleta do material vegetal e procedimento de extração do DNA ................. 30 
3.3. Seleção de Primers (iniciadores) ................................................................. 33 
3.4. Reações em cadeia da polimerase (PCR) e eletroforese ............................ 34 
3.5. Análise dos dados ....................................................................................... 35 
3.5.1. Primers ISSR .............................................................................................. 35 
3.5.2. Análise da diversidade e estrutura genética ................................................ 36 
3.5.3. Sistema de acasalamento da espécie ......................................................... 36 
3.6. Registro no SisGen ..................................................................................... 37 
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................... 38 
Primer ISSR ............................................................................................................. 38 
Diversidade e estrutura genética em procedências e progênies de P. platycephala . 42 
Sistema de acasalamento ........................................................................................ 47 
Implicações para a conservação e manejo da espécie ............................................. 48 
5. CONCLUSÕES ........................................................................................................ 49 
6. LITERATURA CITADA ............................................................................................ 51 
 
 
 
 
 
 
 
 
x 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
_______________________________________________________________________ 
 
Figura 1. Árvore de Parkia platycephala Benth. na região sul do Estado do Piauí. Fonte: 
Arquivo pessoal (2020). ....................................................................................................... 19 
Figura 2. Inflorescências de Parkia platycephala Benth. inseridas em capítulos sobre 
pedúnculos pendentes (A), flores hermafroditas e funcionalmente masculinas (B), néctar 
produzido pelas flores centrais (C), visitantes florais (abelhas) (D), frutos imaturos (E e F); 
frutos maduros (G). Fonte: Arquivo pessoal (2020). ............................................................ 20 
Figura 3. Localização do teste de procedências/progênies da Parkia platycephala Benth., 
instalado em Alvorada do Gurgueia, Piauí, e suas populações de origem. Estado do Piauí no 
mapa do Brasil (A), localização das matrizes e teste de procedências e progênies no Piauí (B) 
e delimitação do experimento em campo (C) Fonte: Arquivo pessoal. ................................. 29 
Figura 4. Caixa de isopor usada para manter amostras resfriadas (A), gelo artificial rígido 
usado para resfriar as amostras (B), coleta de material caulinar (C), e coleta de material foliar 
jovem (D). ............................................................................................................................ 31 
Figura 5. Maceração da folha e caule (A), pré-aquecimento das amostras em banho-maria 
(B), centrifugação (C), separação do sobrenadante (D), DNA com isopropanol (E), limpeza do 
pellet com álcool (F), DNA concentrado (G). ........................................................................ 32 
Figura 6. Correlação de Pearson (r) e estresse de Kruskal (E) em função do número de locos 
ISSR em progênies de P. platycephala, Piauí, Brasil. .......................................................... 41 
Figura 7. Agrupamento de UPGMA com base na Identidade genética de Nei, entre três 
procedências de P. platycephala. ........................................................................................ 44 
Figura 8. Agrupamento de UPGMA com base na Identidade genética de Nei, para as 180 
progênies de Parkia platycephala oriundas de do município de Eugenópilis (EU), São Gonçalo 
(SG) e Bom Jesus (BJ). .......................................................................................................45 
Figura 9. Valor de K mais provável para Parkia platycephala, obtido pelo método ΔK e LnP 
(D). ...................................................................................................................................... 46 
Figura 10. Análise Bayesiana com quatro grupos distintos (K=4) para as progênies de P. 
platycephala, com os diferentes grupos representados pelas quatro cores e as populações 
delimitadas pela barra vertical. ............................................................................................ 46 
 
xi 
 
LISTA DE TABELAS 
__________________________________________________________________________ 
 
Tabela 1. Primers ISSR usados para testar a detecção de polimorfismo em “bulk” de DNA de 
5 progênies de P. platycephala. ........................................................................................... 33 
Tabela 2. Primers ISSR selecionados, locos amplificados, valor de PIC, MI e RP para os 
primers selecionados. .......................................................................................................... 38 
Tabela 3. Estudos de diversidade em diferentes espécies arbóreas e famílias, usando o 
marcador molecular ISSR. ................................................................................................... 39 
Tabela 4. Número ótimo de locos em diferentes espécies arbóreas, usando o marcador 
molecular ISSR. ................................................................................................................... 41 
Tabela 5. Parâmetros de diversidade genética para as progênies de P. platycephala oriundas 
das procedências de Eugenópolis, São Gonçalo e Bom Jesus, Piauí, Brasil. ...................... 42 
Tabela 6. Análise de variância molecular (AMOVA) em procedências e progênies de P. 
platycephala, Piauí, Brasil. ................................................................................................... 43 
Tabela 7. Parâmetros do sistema de acasalamento de Parkia platycephala em teste de 
procedências e progênies. ................................................................................................... 47 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xii 
 
LISTA DE ABREVIATURAS 
__________________________________________________________________________ 
 
AMOVA – Análise de Variância Molecular / Analysis of Molecular Variance 
APP – Área de Preservação Permanente 
BSA – Albumina Sérica Bovina / Bovine Serum Albumin 
CTAB – Brometo de Cetiltrimetilamônio / Cetyl Trimethylammonium Bromide 
DNA – Ácido Desoxirribonucleico - Deoxyribonucleic Acid 
dNTPs – Desoxirribonucleotídeos Fosfatados / Deoxyribonucleotide Triphosphate 
EDTA – Ácido Etilenodiaminoetracético / Ethylenediamine Tetraacetic Acid 
IAM – Modelo de Alelos Infinitos / Infinite Allele Model 
ISSR – Inter Repetições de Sequências Simples / Inter Simple Sequence Repeats 
PCR – Reação em Cadeia da Polimerase / Polymerase Chain Reaction 
PMS – Pomar de Sementes por Mudas 
PVP – Polivinilpirrolidona / Polyvinylpyrrolidone 
RL – Reserva Legal 
SMM – Modelos de Passos de Mutação / Stepwise Mutation Model 
TAE – Tris-Acetato-EDTA / Tris-acetate - EDTA 
TPP – Teste de Procedências e Progênies 
UPGMA – Método de Associação Média / Unweighted Pair Group Method using Arithmetic 
averages 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xiii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Introdução 
_____________________________ 
14 
 
1. INTRODUÇÃO 
__________________________________________________________________________ 
 
As ações antrópicas têm exercido uma forte pressão sobre as populações de florestas 
naturais, como alteração e redução de habitats, extinção e diminuição do número de 
indivíduos de espécie nativas (PINTO et al., 2004; NETO e SILVA, 2007). Nesse cenário, o 
Cerrado é um dos biomas cuja vegetação tem sido destruída, principlamente, pela expansão 
das atividades agrícolas e exploração predatória da madeira para a produção de carvão 
(BRASIL, 2021). Apesar desse bioma ser o segundo maior do Brasil, nos últimos 50 anos, 
cerca de 50% de sua área já foi transformada para outros usos (BUSTAMANTE, 2015; 
BOLSON, 2018). 
Entre as espécies que compõem a diversidade florística do Cerrado, destaca-se a 
Parkia platycephala Benth., que é nativa da Região Norte e Nordeste do Brasil, pertencente à 
família Fabaceae, conhecida vulgarmente como faveira, fava de bolota ou visgueiro, e de 
ocorrência natural no bioma Cerrado e em áreas de transição entre Cerrado/Caatinga, Mata 
Atlântica e Floresta Amazônica (LORENZI, 2013; GOMES et al., 2019; CHAVES et al., 2020). 
Possui sistema reprodutivo do tipo alógamo, cujo polinizador efetivo é o morcego e a síndorme 
de dispersão é autocórica (CHAVES et al., 2020; PILON et al., 2015).Trata-se de uma espécie 
que se ressalta por ser utilizada para diversos fins, com ênfase na nutrição animal, dada a 
potencialidade nutritiva apresentada pelos seus frutos (ARAÚJO et al., 2019). Entretanto, sua 
intensa exploração no período de seca (quando há escassez de alimento em quantidade e 
qualidade para os animais), no Estado do Piauí (SILVA et al., 2019), representa uma ameaça 
para a conservação e perpetuação da espécie. 
Diante desses cenários de degradação dos recursos florestais, várias ações têm sido 
estabelecidas, visando a recomposição e conservação da flora do Brasil, tais como a criação 
da Lei de Proteção da Vegetação Nativa (Lei n° 12.651/12) que exige a preservação, 
recuperação e compensação da vegetação de áreas situadas em Reserva Legal (RL) e áreas 
de Preservação Permanente (APP). Além disso, o Plano Nacional de Recuperação da 
Vegetação Nativa, criado para fortalecer as políticas públicas ambientais e recuperar áreas 
de vegetação nativa, prevê até o ano de 2030 a recuperação mínima de 12 milhões de 
hectares (BRASIL, 2017). 
Essas circunstâncias de degradação ambiental e aumento na demanda por sementes 
de qualidade, motiva os pesquisadores a buscarem alternativas que contribuam para o 
abastecimento de sementes para atender as demandas atuais e futuras. Uma dessas 
alternativas é a implantação de áreas produtoras de sementes, como pomares de sementes 
para fins ambientais, que possibilitam a obtenção de sementes com ampla base genética 
15 
 
(BROADHURST et al., 2017; AGUIAR et al., 2019; ARAÚJO et al., 2020). Contudo, para a 
implantação de um pomar de sementes, primeiramente é realizada a instalação de um teste 
de procedências e progênies, que permite investigar a estrutura genética a partir do 
monitoramento da variação genética ao longo do tempo, a conservação ex situ e a 
transformação do teste em pomar (CANUTO et al., 2015; PUPIN et al., 2017). 
Para essas investigações, as técnicas de marcadores moleculares têm sido utilizadas 
para observar mais detalhadamente o nível de variabilidade genética de populações (CRUZ, 
2013; SILVA JUNIOR et al., 2017). Entre as técnicas, o marcador molecular Inter Simple 
Sequence Repeat (ISSR) tem se destacado por ser uma ferramenta útil em estudos de 
diversidade genética de plantas (ALVES et al., 2016; THAKUR et al., 2021). Vale ressaltar 
que pouco se conhece sobre os aspectos genético-populacionais da P. platycephala, desse 
modo a utilização de marcadores moleculares ISSR podem contribuir para gerar informações 
importantes sobre a sua diversidade e estrutura genética. 
Diante do exposto, foram elaboradas as hipóteses: a) a maior variação genética ocorre 
dentro de procedências de P. platycephala; b) há um grau significativo de parentesco entre as 
progênies de P. platycephala; c) as progênies de P. platycephala possuem variabilidade 
genética promissora para a produção de sementes com fins ambientais. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Objetivos 
_____________________________ 
17 
 
2. OBJETIVOS 
 
2.1.Objetivo Geral 
Caracterizar a diversidade e a estrutura genética existente em procedências e 
progênies de Parkia platycephala Benth., por meio de marcador molecular ISSR, como 
subsídio para a conservação genética e transformação do teste em um pomar de sementes 
da espécie. 
2.2. Objetivos Específicos 
 
 Selecionar marcadores moleculares ISSR e testar sua eficiência na detecção da 
diversidade genética de progênies de P. platycephala; 
 Quantificar e conhecer a magnitude e a distribuição da variabilidade genética de 
procedências e progênies de P. platycephala, com o auxílio de marcadores 
moleculares ISSR; 
 Analisar onde há maior evidência de variação genética, se entre ou dentro 
procedências de P. platycephala; 
 Realizar a análise de agrupamento para as progênies de P. platycephala conforme o 
grau de dissimilaridade genética existente; 
 Avaliar e entender o sistema de acasalamento da espécie. 
 
 
 
 
 
 
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Revisão de Literatura 
_____________________________ 
19 
 
3. REVISÃO DE LITERATURA 
__________________________________________________________________________ 
2.1. Parkia platycephala Benth. 
2.1.1. Descrição e caracterização botância 
 
Conhecida popularmente como fava-de-bolota, faveira preta ou visgueiro, a Parkia 
platycephala Benth. é uma espécie arbórea semidecídua e heliófita, pertencente à família 
Fabaceae, subfamília Mimosoideae (LORENZI, 2013; SILVA et al., 2012; SANTOS et al., 
2019). Sua ocorrência natural é na região Norte e Nordeste do Brasil, abrangendo os biomas 
Cerrado, Caatinga, Floresta Amazônica, Mata Atlântica e áreas de transição entre Cerrado ou 
Mata Atlântica e Caatinga (SILVA et al., 2017; GOMES et al., 2019). 
A árvore desta espécie pode crescer até 18 metros de altura. O tronco é curto, 
cilíndrico e apresenta casca rugosa e descamante, com folhas duplamente compostas 
bipinadas de 10 a12 cm de comprimento (Figura 1) (LORENZI, 2013; SILVA et al., 2019). 
Figura 1. Árvore de Parkia platycephala Benth. na região sul do Estado do Piauí. Fonte: 
Arquivo pessoal (2020). 
 
A P. platycephala possui inflorescências em capítulos no formato esférico de 4 a 5 cm 
de largura sobre pedúnculos pendentes (Figura 2A) com cerca de 31,5 cm de comprimento 
(CHAVES et al., 2020). As flores têm coloração vermelha-escura, com cálice gamossépalo de 
cinco lóbulos e corola gamopétala com cinco lóbulos, podendo em ser classificadas 
andromonoica, com as flores do ápice (centro) do capítulo funcionalmente masculinas (Figura 
2B) e produtoras de néctar (em média 151 flores) (Figura 2C); e as da periferia são 
20 
 
hermafroditas férteis, não produzem néctar (em torno de 830 flores) (Figura 2B) (CHAVES et 
al., 2020). 
Figura 2. Inflorescências de Parkia platycephala Benth. inseridas em capítulos sobre 
pedúnculos pendentes (A), flores hermafroditas e funcionalmente masculinas (B), néctar 
produzido pelas flores centrais (C), visitantes florais (abelhas) (D), frutos imaturos (E e F); 
frutos maduros (G). Fonte: Arquivo pessoal (2020). 
 
Os frutos são caracterizados como vagens indeiscentes (Figura 2G), com período de 
frutificação que ocorre geralmente na estação seca do ano, de agosto a outubro (BULHÃO e 
FIGUEIREDO, 2002; BATISTA et al., 2020). Sua dispersão é classificada como autocórica, 
com frutos que caem próximos à planta mãe (PILON et al., 2015). 
2.1.2. Aspectos reprodutivos 
 
A floração de P. platycephala ocorre anualmente de junho a agosto e sua reprodução 
é do tipo alógama com sistema de auto-imcompatibilidade, o que impossibilita a 
autofecundação (BULHÃO e FIGUEIREDO, 2002; CHAVES et al., 2020). A antese ocorre no 
turno da noite iniciando-se por volta das 17:00 horas, durante esse período o capítulo exala 
um aroma bem forte e desagradável enquanto produz e libera néctar (Figura 2C) (CHAVES 
et al., 2020). Essas características de flor vermelha, com forte odor e alta produção de néctar 
e antese noturna, evidenciam que a espécie possui especialização em quiropterofilia 
(PIECHOWSKI et al., 2010). 
O néctar é produzido pelas flores centrais, aquelas que exercem apenas a função 
masculina de produção do gão de polén, e consiste no principal recurso ofertado aos visitantes 
florais. Os polinizadores efetivos da espécie são os morcegos nectanívoros Phyllostomus 
hastatus, Carolia perspicillata e Glossophaga soricina, que se agarram aos capítulos em 
busca de néctar para se alimentar (CHAVES et al., 2020). Porém abelhas, vespas e formigas 
também visitam as inflorescências para coleta de néctar e pólen (CHAVES et al., 2020). 
G 
A 
 
Nectários 
21 
 
2.1.3. Utilidades da P. platycephala 
 
Esta espécie pode ser utilizada para diversos fins, tais como caixotaria, tabuados para 
divisões internas em pequenas construções, confecção de brinquedos, forros, lenha e carvão 
(LORENZI, 2013), reflorestamento de áreas degradadas (PORTO et al., 2020), como também 
fins paisagísticos, para a arborização (LORENZI, 2013). 
Em programas de reflorestamento, a P. platycephala tem importante papel de atuar 
como facilitadora do desenvolvimento de outras comunidades de plantas, devido à longa 
ramificação de seus galhos, que proporciona o sombreamento para que espécies secundárias 
tardias cresçam e alcancem a comunidade climax (PEREIRA, 2011). 
Além dos usos indicados, a P. platycephala tem grande potencial produtivo para a 
forragem (ARAÚJO et al., 2019). Seus frutos são bastante utilizados por pequenos e médios 
agricultores como fonte de alimento para animais ruminantes, tanto para o consumo direto do 
fruto ainda no campo, quanto para a suplementação após a colheita (ALVES et al., 2007). 
Essa prática é bastante comum em regiões do Piauí e do Maranhão, principalmente, porque 
a queda das vagens ocorre no período em que há escassez de alimento (MAGALHÃES et al., 
2013; SILVA et al., 2019). Em região semiárida, a P. platycephala produz em média 26,1 a 
95,0 Kg de fruto por planta (ARAÚJO et al., 2019). 
2.2. Variabilidade e estrutura genética em populações arbóreas 
 
As populações arbóreas são formadas por um conjunto de indivíduos da mesma 
espécie, com diferentes genótipos, estruturados no espaço e no tempo, que podem cruzar 
entre si (LOVELESS e HAMRICK, 1984). Dentre os atributos ecológicos que caracterizam 
uma população como sendo viável, destaca-se a variabilidade genética (DYKE, 2008), atributo 
que confere às plantas a capacidade de se adaptarem e sobreviverem a ambientes 
heterogêneos, que passam por adversidades ambientais, ou seja, é o componente chave para 
a evolução das espécies (LUCAS-BORJA et al., 2016; MOTAHARI et al. 2020). 
Diante disso, estudos sobre a distribuição da variabilidade genética de populações 
naturais, tem sido comumente realizados por pesquisadores da área ambiental. Estes estudos 
têm o intuito de conhecer os níveis de diversidade genética existentes, entre e dentro de 
populações (MELO et al., 2018), para traçar estratégias de conservação, definir zonas de 
coleta e uso de sementes para fins de restauração e melhoramento genético de espécies 
(BALLESTA et al., 2015; PÁDUA et al., 2016; SILVA et al., 2022). 
A variabilidade genética de plantas pode ser encontrada entre e dentro de populações, 
podendo ser formada a partir da atuação de processos evolutivos como seleção natural, 
mutação, migração (via pólen e semente) e deriva genética (LOVELESS e HAMRICK, 1984; 
ELLSTRAND, 2014; INZA et al., 2018). Diversos aspectos ecológicos podem influenciar o 
modo como a variabilidade genética de uma espécie estará distribuída, tais como: o tamanho 
22 
 
populacional, a distribuição geográfica, o sistema reprodutivo (autógama, alógama e mista) e 
o fluxo gênico (pólen e semente) (HAMRICK, 1982). 
Dentre os aspectos ecológicos citados, destacam-se como principais determinantes 
da estrutura genética de populações, o tipo de sistema reprodutivo e o fluxo gênico, uma vezque influenciam diretamente na recombinação, dispersão e manutenção dos genes 
(ROBLEDO-ARNUNCIO e GIL, 2005; JEONG E KIM, 2022). Nesse caso, para as espécies 
autógamas, espera-se encontrar maiores níveis de diversidade entre as populações, 
diferentemente das alógamas, que apresentam maiores variações genéticas dentro de 
populações, devido ao fluxo gênico entre elas (LOVELESS; HAMRICK, 1984; GAMBA e 
MUCHHALA, 2020). Já as espécies que possuem sistema reprodutivo misto (autofecundação 
e fecundação cruzada) o maior nível de variação genética vai depender da proporção de 
autogamia e alogamia da espécie (LOVELESS e HAMRICK, 1984). 
Em relação ao fluxo genético entre plantas e populações, este pode ocorrer pelo 
movimento do pólen e da semente, que atuam como grandes influenciadores da estrutura 
genética das populações arbóreas (SMOUSE e SORK, 2004; VAISHNAV e ANSARI, 2018; 
SUJII et al., 2021). Nesse caso, o tipo de agente polinizador e mecanismo de dispersão das 
sementes irão determinar o padrão de movimento dos genes (DEGEN e SEBBENN, 2014). 
Assim, em plantas com polinizadores de voo curto, espera-se maior diferenciação entre 
populações e menor dentro, já polinizadores de voo longo proporcionam maior diversidade 
dentro de populações, devido ao fluxo gênico entre populações (WESSINGER, 2021; GAMBA 
e MUCHHALA, 2022). 
A síndrome de dispersão também é um dos fatores que pode explicar a variabilidade 
genética de uma população. Sementes dispersas à curta distância diminuem a diversidade 
genética dentro de populações e aumentam entre, enquanto o fluxo de sementes à longa 
distância proporciona alta diversidade dentro de populações e menor entre (BIERNASKI et 
al., 2012; GONÇALVES et al., 2022). Contudo, comparando o fluxo gênico via pólen e 
semente, a dispersão de genes via pólen tem maior potencial para alcançar longas distância 
do que as sementes (SANTOS et al., 2018), principalmente, quando o agente polinizador viaja 
longas distâncias. 
A distância geográfica entre populações tem forte influência no fluxo gênico, pois 
quanto maior for a distância entre populações e indivíduos, mais limitada fica a dispersão do 
pólen e da semente, o que torna as populações mais divergentes entre si (ZUCCHI et al., 
2017; DURKA et al., 2017). Atrelado a isso está o processo de fragmentação, causado pela 
exploração drástica dos recursos florestais, que tem influenciado na redução da variação do 
patrimônio genético dos remanescentes (DUARTE et al., 2018; INZA et al., 2018; 
ARUNDHATI et al., 2020; SILVA JUNIOR et al., 2020). 
Além disso, a fragmentação torna os remanescentes florestais mais vulneráveis ao 
23 
 
gargalo genético (redução do pool gênico original), a perda de alelos raros, redução do 
tamanho efetivo populacional da espécie e densidade populacional, favorecimento da 
endogamia, da deriva genética, o que pode levar muitas espécies arbóreas a risco de extinção 
(SEBBENN et al., 2007; KONZEN, 2014). Tudo isso causa desequilíbrio na dinâmica 
reprodutiva e ecológica das espécies, levando à redução do fluxo gênico e da variabilidade 
genética, modificando, dessa forma, os processos evolutivos do ecossistema 
(BITTENCOURT et al., 2019; PETRY et al., 2021). 
 Vale ressaltar que espécies de baixa densidade populacional, na ausência de agentes 
polinizadores e dispersores de sementes, estão mais sujeitas aos efeitos da fragmentação, 
visto que populações com pequeno número de indivíduos possuem poucas plantas 
reprodutivamente maduras e podem aumentar a taxa de autofecundação e cruzamento entre 
parentes (endogamia) (NASON e HAMRICK, 1997; TSUCHIMATSU e FUJII, 2022). Estas 
consequências reduzem a capacidade de sobrevivência das plantas frente a adversidades 
ambientais devido à maior probabilidade de fixação de alelos deletérios provocadas pela 
endogamia (FRANKHAM, 2005; SANTOS et al., 2021). 
Com base no exposto, observa-se a importância de conhecer as características 
ecológicas das espécies que influenciam no padrão de distribuição da diversidade genética 
de populações (GUIMARÃES et al., 2019), para traçar estratégias de conservação da 
diversidade genética e garantir amostragem (coleta de sementes) representativa da variação 
genética para fins de restauração e melhoramento genético (SANTANA et al., 2011; FELIX et 
al., 2021). 
2.3. Marcadores moleculares 
 
Estudos sobre a diversidade e a estrutura genética de plantas e seus níveis de 
perturbação são importantes para traçar estratégias de manejo dos recursos naturais, de 
conservação e melhoramento genético (MOTAHARI et al., 2020; LEAL et al., 2021; PÁDUA 
et al., 2021). Para tais estudos muitas técnicas podem ser utilizadas. Nesse caso, existem 
basicamente quatro tipos de marcadores genéticos que possibilitam a caracterização genética 
de populações, sendo: marcadores morfológicos, bioquímicos, moleculares e citológicos 
(ROSSI et al., 2014; MARTUSCELLO et al., 2015; COSTA et al., 2020). 
Entre os marcadores mencionados, os moleculares têm sido comumente aplicados em 
estudos genéticos por permitirem a observação de polimorfismos da sequência de DNA de 
espécies (ARUNDHATI et al., 2020; RIASTIWI et al., 2022), a diferenciação entre indivíduos 
e populações e estimativa de parâmetros genéticos com alta precisão, resultando em alta 
confiança no acesso à variabilidade genética tanto em nível populacional quanto de espécie 
(ALIKHANI et al. ,2014; GOIS et al., 2018; AHMED et al., 2022). 
Além disso, os marcadores moleculares permitem o estudo do genoma sem a 
24 
 
influência do ambiente, do pleiotropismo ou de efeitos epistáticos (AGARWAL et al., 2008), o 
que garante maior consistência e precisão no acesso à variância genética verdadeira da 
espécie. Também permitem avaliar os efeitos da degradação e da fragmentação ambiental, a 
partir da análise da deriva genética, sistema reprodutivo, fluxo gênico e níveis de endogamia 
(COLLEVATTI et al., 2001). 
Atualmente, existem vários tipos de marcadores moleculares para a análise do DNA 
de plantas, de maneira que a escolha por um tipo de marcador requer conhecimento prévio 
de seus princípios e aplicações (SEMAGNA et al., 2006). Numa visão geral, os marcadores 
moleculares são diferentes com relação ao nível de polimorfismo, a especificidade de locus, 
a reprodutividade, a abundância no genoma, dominância e codominância, e requisitos prévios 
para detecção e automação da técnica (SILVA et al., 2019). Além do mais, características 
indiretamente associadas ao tipo de marcador, como o tipo de infraestrutura necessária e 
disponível, custos e nível de conhecimento necessário do genoma da espécie a ser estudada, 
tem sido fatores decisivos na escolha do tipo de marcador (TURCHETTO-ZOLET et al., 2017; 
SOUZA et al., 2021). Considerando todas essas influências, conhecer as principais 
características de marcadores moleculares existentes, é importante na escolha da melhor 
técnica a ser usada para atingir o objetivo alvo do trabalho e espécie em estudo. 
 Agarwal et al. (2008) destacam critérios para a escolha de um marcador molecular 
ideal, dentre os quais pode-se citar: a) ser polimórfico e uniformemente distribuído por todo o 
genoma; b) fornecer resolução de diferenças genéticas; c) marcadores independentes e 
confiáveis; d) simples, rápidos e baratos; e) que necessita de pequenas quantidades de tecido 
e amostras de DNA; e f) não requerer informações prévias sobre o genoma de um organismo. 
Contudo, os autores destacam que nenhum tipo de marcador atende a todos os requisitos. 
Com base nesses critérios, o marcador molecular do tipo ISSR (Inter Simple Sequence 
Repeat – Inter Repetições de Sequência Simples) tem se destacado, principalmente, por não 
necessitar de conhecimento prévio sobre a sequência de DNA do genoma da espécie em 
estudo (ZIETKIEWICZ et al., 1994; GIACHINO, 2020). Isso é muito importante quando se 
pretende trabalhar com espécies que não possuem informações préviasdo genoma, nem 
recursos financeiros necessários para se realizar tal estudo. 
O marcador ISSR foi descrito pela primeira vez por Meyer et al. (1993) e foi criado pela 
necessidade de explorar repetições de microssatélites sem o conhecimento prévio do 
sequenciamento do DNA da espécie em estudo (ARAÚJO et al., 2016). Esse tipo de marcador 
foi inspirado pelos marcadores de RAPD (Randomly amplified polymorphic DNA) e 
microssatélites (SSR) (MEIRA et al., 2020), combinando-se os benefícios de alta 
reprodutividade (grande quantidade de marcadores obtidos distribuído sobre o genoma e 
maior temperatura de anelamento) e especificidade (amplificando regiões específicas), 
respectivamente (TURCHETTO-ZOLET et al., 2017). 
25 
 
Essa técnica é obtida por meio de Reações em Cadeias de Polimerase (PCR) (SINGH 
et al., 2014; GIUSTINA et al., 2017), baseada em microssatélites, com etapa de amplificação 
do DNA sendo feita utilizando-se um único primer longo (oligonucleotídeos complementares 
para o microssatélite específico), com repetições de di ou trinucleotídeos e ancoragem em 
dois ou quatro nucleotídeos arbitrários (TURCHETTO-ZOLET et al., 2017; DOMINGUES et 
al., 2017). 
Dessa maneira, pode-se dizer que para essa técnica, uma região localizada entre dois 
microssatélites é amplificada (TEIXEIRA et al., 2020), e o polimorfismo é observado quando 
há variação de tamanho dos nucleotídeos presentes entre as repetições de microssatélite, 
idênticas e orientadas em direções opostas (NUCCI, 2011). A diferença de tamanho dessas 
regiões, que corresponde aos múltiplos fragmentos diferenciados, pode ser separada e 
observada pela técnica de eletroforese em gel de agarose (JOSHI et al., 2000), e verificação 
dos alelos feita com base na presença ou ausência de bandas (ESCUDERO et al., 2003). 
Caracterizado como um marcador dominante, ou seja, que não possibilita a 
diferenciação de indivíduos heterozigotos e homozigotos, para o uso do ISSR não há 
necessidade do conhecimento prévio do genoma da espécie (CHEN et al., 2017). Outra 
vantagem desse método é o fato de ser uma técnica acessível financeiramente, que pode ser 
manipulada numa estrutura laboratorial relativamente simples, sendo, portanto, um método 
simples, rápido, eficiente e que produz altas taxas de polimorfismo (CORAL et al., 2016; 
ABIRAMI et al., 2021). Sua única desvantagem está no fato de ser um marcador dominante 
(ESCUDERO et al., 2003). 
O uso do marcador ISSR tem sido bastante útil em estudos de caracterização da 
variabilidade genética de espécies (MEIRA et al., 2020), estudos filogenéticos, mapeamento 
de genoma e biologia evolutiva para uma vasta gama de espécie (REDDY et al., 2002), 
principalmente, quando se tem pouco recurso financeiro para um estudo mais aprofundado 
com marcador mais robusto. Muitas pesquisas realizadas com esse marcador (ISSR) têm 
revelado sua eficiência na detecção de variabilidade genética em populações de espécies 
arbóreas, a exemplo de Teixeira et al. (2020) com a espécie de Eucalyptus urophylla S. T. 
Blake e Eucalyptus microcorys F. Muell., Lopes et al. (2020) com Myracrodruon urundeuva 
Allemão, Pimenta et al. (2022) com Handroanthus impetiginosus (MART. EX DC.) MATTOS, 
Queiroz et al. (2021) com Tectona grandis, Siva Junior et al. (2022) com Schizolobium 
parahyba var. amazonicum (Huber ex. Ducke) Barneby. 
 Diante do exposto, verifica-se que o marcador molecular ISSR é uma ferramenta eficaz 
na detecção da variabilidade genética de populações de plantas e principalmente para 
estudos com espécies que não possui genoma sequenciado, demonstrando dessa maneira 
ser uma técnica viável economicamente. 
26 
 
2.4. Teste de procedências e progênies e pomares de sementes 
 
Nos últimos anos, observa-se que pesquisas relacionadas à genética de populações 
de espécies arbóreas nativas do Brasil têm crescido, principalmente, para espécies que estão 
sofrendo declínio populacional (AGUIAR et al., 2013; SANTOS et al., 2020; ZORZANELLI et 
al., 2022). Apesar disso, ainda há escassez de informações sobre a diversidade genética de 
muitas espécies arbóreas nativas desse país (MOURA et al., 2013). 
Para realizar estudos dessa natureza, teste de procedências e progênies (TPP) são 
os experimentos mais utilizados, pois permitem conhecer e quantificar a variação genética 
existente entre e dentro de populações (SEBBENN et al., 2003; MENEGATTI et al., 2016; 
KAMPA et al., 2020). Esse tipo de experimento é planejado de forma sistematizada, 
mantendo-se a identificação de origem de cada árvore, com amostragem representativa da 
procedência de origem do propágulo e repetições suficientes para a estimativa de parâmetros 
genéticos (CANUTO et al., 2015). 
Para as espécies arbóreas, esses ensaios têm sido utilizados para diferentes 
finalidades, como a conservação genética de forma ex situ, principalmente para espécies 
ameaçadas de extinção (KAGEYAMA et al., 1977; CANUTO et al., 2015), o melhoramento 
genético de espécies e a produção de sementes de qualidade a partir da transformação do 
teste em um pomar de sementes (SEBBENN et al., 2007; ZAMURA et al., 2015; CANUTO et 
al., 2016). 
Entre as finalidades mencionadas, a conservação genética ex situ, na forma de banco 
de germoplasma, é considerada de alta importância e tem se mostrado eficaz com a utilização 
desses testes (ARAÚJO et al., 2014; SANTOS et al., 2018). Pois permite a manutenção da 
variabilidade genética e continuidade da evolução da espécie em local fora de ameaças 
antrópicas (SEBBENN e ETORRI, 2001; CARDERALLI et al., 2017). 
Contudo, manter amostras de populações naturais apenas em bancos de 
germoplasma, em teste de procedências e progênies, não garante a conservação genética da 
espécie (FREITAS et al., 2007). Porque mesmo em local livre de ações antrópicas, as plantas 
estão sujeitas a catástrofes naturais, como por exemplo incêndios florestais e, dessa forma, 
pode-se perder toda a base genética amostrada (SEBBENN et al., 2002). 
Tendo isso em vista, transformar testes de procedências e progênies em áreas 
produtoras de sementes, como os pomares de sementes por mudas (PMS), tem sido comum 
(SEBBENN et al., 2007), visto que as sementes oriundas da reprodução entre os indivíduos 
do pomar podem ser utilizadas em reflorestamentos e assim há propagação de material 
genético de qualidade dentro e fora de seu ambiente natural (KUBOTA et al., 2015; 
CORNACINI et al., 2017). 
De acordo com o Decreto 10.586/2020, que regulamenta a Lei n° 10.711/03 e dispõe 
27 
 
sobre o Sistema Nacional de Sementes e Mudas, em seu art. 82, inciso XVI, pomar de 
sementes para fins ambientais consiste em: 
XVI – Pomar de Sementes para fins ambientais: plantação planejada, 
com delineamento de plantio e de manejo, estabelecida com matrizes 
selecionadas e destinada à produção de sementes ou de outro material 
de propagação (BRAZIL, 2020). 
 
Para avaliar a possibilidade de produção de sementes de alta diversidade, é 
necessário fazer um estudo sobre a diversidade e estrutura genética das populações, para 
avaliar se os genótipos e as fontes de germoplasmas (procedências) revelam ser promissores 
e geneticamente distintos (SANTOS et al., 2021). Geralmente, em experimentos de testes de 
procedências, os níveis de variabilidade genética e sua estruturação é quantificada a partir da 
avaliação de caracteres quantitativos, porém essas análises demandam muito tempo de 
investigação, devido à forte influência de fatores ambientais sobre os caracteres avaliados 
(WENDT et al., 2007; RAJARAJAN et al., 2022). Dessa maneira, visando-se obter 
informações mais consistentes de variação genética da espécie alvo, em tempo hábil e 
teoricamente sem influência ambiental, Wendt et al. (2007) explicam que marcadores 
moleculares podem ser utilizados, pois os resultados desse tipo de análise não são alterados 
ao longo do desenvolvimento das progênies, como acontece quando se avalia variáveisquantitativas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
28 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Material e Métodos 
_____________________________ 
29 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
__________________________________________________________________________ 
 
3.1. Descrição do experimento 
 
As progênies de P. platycephala estudadas estão localizadas em um teste de 
procedências e progênies (TPP), implantado na Fazenda Experimental Alvorada do Gurgueia 
(FEAG) pertencente à Universidade Federal do Piauí (UFPI), Campus Professora Cinobelina 
Elvas (CPCE), situado no município de Alvorada do Gurgueia, nas coordenadas geográficas 
8º22’23,34” de latitude sul, 43º51’24.31” de longitude oeste e altitude de 281 metros, região 
sudoeste do estado do Piauí (Figura 3). 
Figura 3. Localização do teste de procedências/progênies da Parkia platycephala Benth., 
instalado em Alvorada do Gurgueia, Piauí, e suas populações de origem. Estado do Piauí no 
mapa do Brasil (A), localização das matrizes e teste de procedências e progênies no Piauí (B) 
e delimitação do experimento em campo (C) Fonte: Arquivo pessoal. 
 
Os materiais genéticos implantados no teste são oriundos de matrizes de três 
localidades/procedências que ocorrem em áreas de vegetação de transição cerrado-caatinga, 
localizadas na região sudoeste do Estado do Piauí, sendo elas: Eugenópolis, São Gonçalo e 
Bom Jesus, com cada procedência representada por 15 progênies. 
A seleção das árvores matrizes à compor o experimento foi realizada seguindo os 
seguintes critérios: distância mínima de 100 metros entre árvores, fenótipo com aspectos 
sadios (livre patógenos), copa bem desenvolvida e boa produção de frutos (SILVA et al., 
C A 
B 
 
Distância Geográfica (Km) 
30 
 
2022). Após a coleta dos frutos, realizada no ano de 2015, estes foram devidamente 
armazenados no Laboratório de Ecofisiologia Florestal da Universidade Federal do Piauí – 
UFPI, Campus Professora Cinobelina Elvas – CPCE, e a produção das mudas de P. 
platycephala foi conduzida no viveiro florestal da UFPI/CPCE, situado em Bom Jesus, Piauí. 
Após seis meses no viveiro florestal as mudas foram encaminhadas para o local de plantio 
contendo uma altura total média de 28,5 cm e 6,43 mm de diâmetro ao nível do solo (DNS), 
sendo que atualmente as plantas estão com cinco anos de idades (C.R. CARDOSO, dados 
não publicados). O teste de procedências e progênies de P. platycephala foi implatado em 
fevereiro do ano de 2017, com sementes oriunda de árvores matrizes de polinização livre. 
3.2. Coleta do material vegetal e procedimento de extração do DNA 
 
Para a realização da pesquisa foram coletadas amostras de tecido foliar jovem e 
caulinar de 15 progênies de cada procedência de P. platycephala, com cada progênie 
representada por 4 indivíduos aleatoriamente, totalizando 180 plantas. Optou-se por coletar 
material vegetal de caule e folha, devido a ausência de folha em alguns indivíduos. 
Em campo, a coleta foi realizada utilizando-se microtubos com solução de CTAB 2x, 
uma caixa de isopor (Figura 3A), para armazenar o material e manter as amostras resfriadas 
com o auxílio de gelo artificial rígido (Figura 3B). O material vegetal de caule foi retirado da 
planta com o auxílio de uma chave de fenda adaptada e uma pinça de laboratório (Figura 3C), 
enquanto que as folhas foram retiradas apenas com o auxílio da pinça (Figura 3D). Todas as 
amostras foram devidamente identificadas conforme sua procedência e progênie de origem. 
31 
 
Figura 4. Caixa de isopor usada para manter amostras resfriadas (A), gelo artificial rígido 
usado para resfriar as amostras (B), coleta de material caulinar (C), e coleta de material foliar 
jovem (D). 
 
 
Todo o procedimento de coleta foi realizado tomando as devidas precauções de 
higienização, usando luvas descartáveis e limpando todo o material de coleta com álcool 70% 
a cada coleta, para evitar armazenamento de sujeira, e garantir que cada amostra tivesse 
apenas o material correspondente desejado. 
Após a coleta o material foi encaminhado ao Laboratório de Ecofisiologia Florestal da 
UFPI/CPCE, e em seguida enviados ao Laboratório de Genética e Melhoramento Florestal 
(LabGeM), pertencente a Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN, na Unidade 
Acadêmica Especializada em Ciências Agrárias em Macaíba/RN, para armazenamento 
adequado e posterior extração do DNA e análises genéticas. 
 A extração do DNA foi realizado com base no método de CTAB (Brometo de 
cetiltirmetilamônio) descrito por Doyle e Doyle (1987). Inicialmente, em um almofariz (cadinho) 
foi adicionado areia lavada e esterilizada, e uma ‘pitada’ de PVP (polivinilpirrolidona), depois 
colocou-se pequenas partes da folha e caule da respectiva amostra e, em seguida, 1000 µL 
tampão CTAB (composto por: 1 M de Tris com pH 8,0; 1,4 M NaCl; 0,2 M de EDTA com pH 
8,0; 2% de CTAB; 1% de PVP-40 e 0,2% de β-mercaptoetanol) pré-aquecido a 60 °C em 
32 
 
banho-maria. Posteriormente o material foi macerado até ficar completamente triturado 
(Figura 4ª). Após maceração o material foi colocado colocado em um tubo Eppendorf de 1,5 
mL e na sequência em banho-maria a 60° C durante 40 min (Figura 4B), com agitação a cada 
10 min. 
 Finalisado esse procedimento, as amostras foram retiradas do banho-maria e 
colocadas para esfriar até atingir a temperatura ambiente. Foi adicionado 600 µL de 
clorofórmio-álcool isoamílico (24:1) para desproteinar as amostras, que posteriormente foram 
centrífugadas a 12.000 rpm por 10 min (Figura 4C). 
Após a centrifugação, duas fases se formaram no tubo, o sobrenadante (parte com o 
DNA) e o precipitado (resíduos das células) (Figura 4D). O sobrenadante foi retirado 
cuidadosamente com micropipeta e colocado em um novo tubo de 1,5 mL, depois adicionado 
500 µL de isopropanol gelado e misturado suavivente por alguns minutos (Figura 4E), depois 
de 1 hora foi centrifugado (12.000 rpm por 15 min) e isolado o pellet. Em seguida, foi realizada 
a centrifugação do DNA precipitado, juntamente com 500 µL álcool 70% (gelado), e depois 
com álcool 100% (gelado) (Figura 4F), para a sua limpeza. 
Ao fim do processo, o álcool foi retirado cuidadosamente, e o DNA deixado secar à 
temperatura ambiente durante, no mínimo, quatro horas, depois o pellet foi solubilizado com 
50 a 100 µL de tampão TE (Tris-EDTA) (Figura 4G). O DNA em TE foi concentrado em 
refrigerador a -20°C até o momento de uso. 
Figura 5. Maceração da folha e caule (A), pré-aquecimento das amostras em banho-maria 
(B), centrifugação (C), separação do sobrenadante (D), DNA com isopropanol (E), limpeza do 
pellet com álcool (F), DNA concentrado (G). 
 
 
33 
 
Com o auxílio de um espectrofotômetro EpochTM foi quantificada a concentração total 
de DNA de cada amostra, e verificada a pureza do DNA a partir da observação dos valores 
da razão entre absorbância de 260/280. Esse cálculo permite avaliar se há muita presença de 
DNA (260) ou de proteínas (280), sendo o ideal uma maior presença de DNA. 
Após quantificação foram selecionadas amostras de DNA com concentração ≥ 100 
ng.uL-1 e com razão entre absorbância ≥ 1,8, o que indica uma amostra pura sem 
contaminação por proteínas. 
3.3. Seleção de Primers (iniciadores) 
 
Foram testados 30 primers ISSR (University of British Columbia – UBC) (Tabela 1) e 
selecionados aqueles com a melhor definição e o maior número de locos amplificados, para 
posterior procedimento de PCR (reações em cadeia de polimerase). Para isso, utilizou-se um 
mix de DNA concentrado de cinco diferentes indivíduos da espécie, selecionados 
aleatoriamente. 
Após preparo da amostra de DNA, foi iniciado o procedimento de PCR usando, além 
do DNA alvo, um mix de reagentes contendo água ultrapura, tampão da Taq polimerase, 
cloreto de magnésio, enzima Taq DNA polimerase, albumina de soro bovino (BSA), dNTP’s 
(nucleotídeos) e primer, preparado com base no número de iniciadorestestados e 
concentrações pré-determinadas. Após tal procedimento os produtos da PCR foram 
submetidos a eletroforese em gel de agarose a 1,5%, e depois o perfil do gel foi 
fotodocumentado para análise. 
Tabela 1. Primers ISSR usados para testar a detecção de polimorfismo em “bulk” de DNA de 
5 progênies de P. platycephala. 
Primer ISSR Sequência (5’ – 3’) 
Número total 
de locos 
CHRIS CACACACACACACAYG 4 
M1 CAAGAGAGAGAGA 2 
UBC 807 AGAGAGAGAGAGAGAGT 4 
UBC 808 AGAGAGAGAGAGAGAGC 1 
UBC 809 AGAGAGAGAGAGAGAGG 4 
UBC 810 GAGAGAGAGAGAGAGAT 1 
UBC 813 CTCTCTCTCTCTCTCTT 0 
UBC 818 CACACACACACACACAG 2 
UBC 821 GTGTGTGTGTGTGTGTT 0 
UBC 822 TCTCTCTCTCTCTCTCA 0 
UBC 824 TCT CTC TCT CTC TCT CG 0 
UBC 825 ACACACACACACACACT 2 
UBC 826 ACACACACACACACACC 4 
UBC 827 ACACACACACACACACG 3 
UBC 829 TGTGTGTGTGTGTGTGC 5 
 
34 
 
Tabela 1. Continuação 
Primer ISSR Sequência (5’ – 3’) 
Número total 
de locos 
UBC 830 TGT GTG TGT GTG TGT GG 2 
UBC 840 GAGAGAGAGAGAGAGAYT 4 
UBC 841 GAGAGAGAGAGAGAGAYC 4 
UBC 842 GAGAGAGAGAGAGAGAYG 3 
UBC 843 CTCTCTCTCTCTCTCTRA 0 
UBC 844 CTCTCTCTCTCTCTCTRC 0 
UBC 851 GTGTGTGTGTGTGTGTYG 0 
UBC 857 ACACACACACACACACYG 3 
UBC 859 TGTGTGTGTGTGTGTGRC 0 
UBC 860 TGTGTGTGTGTGTGTGRA 0 
UBC 862 AGCAGCAGCAGCAGCAGC 4 
UBC 873 GACAGACAGACAGACA 0 
UBC 880 GGAGAGGAGAGGAGA 1 
UBC 881 GGGTGGGGTGGGGTG 0 
UBC 898 CACACACACACARY 1 
Total 54 
R = purina (A ou G) e Y = pirimidina (C ou T). 
3.4. Reações em cadeia da polimerase (PCR) e eletroforese 
 
Para a amplificação do DNA das progênies de P. platycephala e observação de 
polimorfismo, utilizou-se os primers selecionados conforme item 5.4. 
Inicialmente preparou-se um mix PCR contendo 1,2 μL de tampão Buffer (IC 
Phoneutria® Buffer) (10 x), 3,0 μL BSA (1,0 mg.ml-1), 0,48 μL MgCl2 (50 mM), 1,2 μL dNTP 
(2,5 mM), 1,98 μL primer (2 μM), 0,2 Taq DNA polimerase (5,0 U.μl-1), e 1,94 μL água 
ultrapura. Na sequência adicinou-se 10 μL do mix PCR em microtubos de 200 μL, 
devidamente identificados, mais 2 μL do DNA (50 ng.μL-1) alvo, resultando em amostras com 
volume final de 12 μL cada. 
Os tubos foram colocados em um Termociclador automático Veriti de 96 poços e 
premaneceram por 2 h e 30 min para as PCR e amplificação do DNA. As reações ocorreram, 
primeiramente, com uma desnaturação do material a 94 ºC por 2 min, seguido de 37 ciclos de 
amplificação, sendo que a cada ciclo as amostras foram submetidas a 94 ºC por 15 s, depois 
a 47 ºC por 30 s e por último a 72 ºC por 1 min. A última amplificação ocorrereu a 72 ºC 
durante 7 min e depois resfriamento a 4 ºC. Todas as reações tiveram controle negativo 
cotendo 10 μL do mix PCR na ausência de DNA. 
Os produtos da PCR foram separados por eletroforese em cuba horizontal. Para esse 
procedimento realizou-se os seguintes passos: primeiramente preparou-se o gel de agarose 
a 1,5% (m/v), depois, em uma placa de microtitulação, foi adicionado 5 μl de cada amostra de 
DNA pós-PCR juntamente com 4 μL de GelRedTM, usado como contraste. Além das amostras 
de DNA, também foi usado 2 μL de marcador de peso molecular (Ladder Kasvi®) e uma 
35 
 
amostra de controle negativo sem DNA. O gel de agarose com as mostras foi levado para a 
cuba de eletroforese contendo tampão TAE 1X (Tris-Acetato-EDTA), para correr em voltagem 
de 100 V durante 2 h e 30 min. 
Os resultados da eletroforese foram visualizados sobre fonte de luz ultravioleta com o 
auxílio de um E-BoxTM VX2 e posteriormente fotodocumentação. Por fim, realizou-se a 
genotipagem dos perfis dos geis, gerando uma planilha de dados binários (presença (1) e 
ausência (0) de bandas/locos), organizada para a análise dos dados. 
3.5. Análise dos dados 
3.5.1. Primers ISSR 
 
Os primers utilizados para detectar polimorfismo de P. platycephala foram avaliados 
com o auxílio de três parâmetros: Conteúdo de Informação Polimórfica (PIC), Índice do 
Marcador (MI) e Poder de Resolução (RP). 
A estimativa do Conteúdo de Informação Polimórfica (PIC) foi realizada com as 
informações de frequência alélica obtidas no programa PopGene 1.3 (YEH et al., 1997) e 
calculadas pela fórmula proposta por Anderson et al. (1993): 
𝑃𝐼𝐶𝑖 = 1 − ∑ 𝑃𝑖𝑗
2
𝑛
𝑗=1
 
Em que Pij consiste na frequência do alelo “j” no marcador “i” 
A interpretação dos valores de PIC foi feita conforme classificação de Botstein et al. 
(1980), onde marcadores com valores de PIC abaixo de 0,25 são considerados como pouco 
informativos, entre 0,25 e 0,50 medianamente informativos e acima de 0,50 considerados 
satisfatórios. A utilidade de um marcador molecular pode ser observada pelo Índice do 
Marcador (MI) descrito por Varshney et al. (2007) e calculado pela seguinte fórmula: MI= PIC 
x EMR, em que: EMR é o produto do número total de locos por primer (n) e a fração de locos 
polimórficos (β), portanto, EMR = n x “β”. A capacidade dos primers ISSR de distinção entre 
genótipos (indivíduos) e formar grupos, foi observada pelo Poder de Resolução (RP) calculado 
da seguinte forma: RP = Σib, onde: Ib representa os locos polimórficos, ou seja, locos 
informativos, cujo valor pode ser representado em uma escala de 0-1, sendo caulculado a 
partir da equação: Ib = 1 – (2 x |0.5 – p|) em que, p é a proporção dos genótipos que possui o 
loco (PREVOST; WILKINSON,1999). 
Além desses parâmetros, também analisou-se o número ótimo de locos polimórficos 
ideais, para a obtenção de associações estáveis entre indivíduos, a partir da análise de 
bootstrap. Para isso realizou-se a estimativa da Correlação de Pearson (r) e estresse de 
Kruskal (E) (1964), com o auxílio do software Genes versão 2014.6.1 (CRUZ, 2008). A 
distribuição dos dados de “r” e “E” foram submetidos a análise gráfica. Considerou-se um 
36 
 
ótimo número de marcadores aquele com valor de estresse inferior a 0,05 e de correlação de 
próximos a 1,0 (KRUSKAL, 1964). 
3.5.2. Análise da diversidade e estrutura genética 
 
Para avaliar a diversidade genética os dados moleculares foram submetidos a estimativa 
dos seguintes parâmetros: número de alelos observados (Na); número de alelos efetivos (Ne); 
diversidade genética de Nei (H); índice de Shannon (I) e taxa de polimorfismo (%P) para cada 
população. Essas estimativas foram realizadas com o auxílio do programa PopGene 1.3 (YEH 
et al., 1997). Os índices de diversidade genética (H e I) foram submetidos à Análise de 
Variância (ANOVA) a 5% de probabilidade, usando o software estatístico BioEstat v.5.0 
(AYRES et al., 2007), para analisar significância estatística entre procedências. 
Para quantificar e observar a diversidade genética entre procedências e progênies e 
dentro de progênies, foi realizada a Análise de Variância Molecular (AMOVA). Essa análise 
será realizada utilizado o programa ALERQUIM 3.1 (EXCOFFIER et al., 2007). As distâncias 
genéticas entre procedências e as progênies de P. platycephala foram verificadas por meio 
de um dendrograma produzido pelo método de agrupamento UPGMA (Unweighted pair-group 
method using arithmetic averages), que utiliza médias aritméticas não ponderadas. O 
dendrograma foi produzido com o auxílio do programa NTSYS (ROHLF, 1993) e seu desenho 
levou em consideração a distância genética de Nei (NEI, 1978). 
A Análise Bayesiana foi utilizada para inferir sobre o número provável de grupos de 
genótipos (K) e foi feita utilizando o programa Structure v.2.3 (PRITCHARD; WEN, 2002). 
Para cada valor de K foi realizadas dez corridas independentes, com 250.000 simulações de 
Monte Carlo via Cadeia Markov (MCMC) e burn-in de 500.000. O número de agrupamento (K) 
foi inferido pelo método ∆K, proposto por Evanno et al. (2005) utilizando a plataforma Structure 
Harvester (EARL; VONHOLDT, 2012). 
3.5.3. Sistema de acasalamento da espécie 
 
Para avaliar e entender o sistema de acasalamento da espécie foi usado o modelo 
misto de reprodução (cruzamento aleatório + autofecundação) e de cruzamentos 
correlacionadosa partir do software MLTR (RITLAND, 2004). Os intervalos de confiança 
(95%) dos parâmetros estimados foram obtidos a partir 1000 bootstraps. Assim, foram 
estimados os seguintes parâmetros: 
 Taxa de cruzamento multilocus (�̂�𝑚); 
 Taxa de cruzamento unilocus (�̂�𝑠); 
 Cruzamento entre indivíduos aparentados (endogamia) (�̂�𝑚 - �̂�𝑠); 
 Taxa de autofecundação (�̂�[𝐼𝐴] = �̂�, com �̂� = 1 − �̂�𝑚); 
 Correlação de autofecundação (�̂�𝑠); 
37 
 
 Índice de fixação esperado 𝐹 = [(1 − �̂�𝑚)/(1 + 𝑡𝑚). 
3.6. Registro no SisGen 
 
Este estudo foi registrado no Sistema Nacional de Gestão do Patrimônio Genético e 
do Conhecimento Tradicional Associado (SisGen) com o número AF5817B. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Resultados e Discussão 
_____________________________ 
38 
 
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
__________________________________________________________________________ 
 
Primer ISSR 
 
A detecção de polimorfismo em estudos genéticos de plantas é importante para avaliar 
a extensão da variação genética subsidiar a conservação e manutenção da variabilidade 
genética de espécies vegetais em bancos de germoplasmas (PFEIFFER et al., 2011; SÁ et 
al., 2022). 
Sendo assim, dos 30 primers testados, foram selecionados 13 iniciadores (CHRIS, M1, 
UBC 807, 818, 826, 827, 829, 840, 841,842, 857 e 862) (Tabela 2). Estes primers 
amplificaram um total de 87 locos para as 180 progênies de P. platycephala, com 100% de 
polimorfismo a nível de espécie. O valor médio de locos amplificados foi 6,62, sendo que o 
primer M1 foi o que revelou o maior número de fragmentos amplificados (9), enquanto os 
demais variaram entre 4 e 8 locos. 
Tabela 2. Primers ISSR selecionados, locos amplificados, valor de PIC, MI e RP para os 
primers selecionados. 
Primer ISSR Sequência (5’ – 3’) 
Locos 
amplificados 
PIC MI RP 
CHRIS CACACACACACACAYG 5 0,45 2,27 2,47 
M1 CAAGAGAGAGAGA 9 0,45 4,05 3,68 
UBC 807 AGAGAGAGAGAGAGAGT 7 0,56 3,09 3,62 
UBC 818 CACACACACACACACAG 6 0,44 2,64 4,65 
UBC 826 ACACACACACACACACC 8 0,49 3,96 4,32 
UBC 827 ACACACACACACACACG 5 0,24 1,20 1,14 
UBC 829 TGTGTGTGTGTGTGTGC 6 0,41 2,44 2,67 
UBC 830 TGTGTGTGTGTGTGTGG 8 0,39 3,12 2,71 
UBC 840 GAGAGAGAGAGAGAGAYT 6 0,32 1,58 1,87 
UBC 841 GAGAGAGAGAGAGAGAYC 8 0,49 3,88 4,67 
UBC 842 GAGAGAGAGAGAGAGAYG 8 0,50 4,00 5,31 
UBC 857 ACACACACACACACACYG 7 0,50 3,50 3,64 
UBC 862 AGCAGCAGCAGCAGCAGC 4 0,43 1,73 1,81 
Total 87 - - - 
Média 6,62 0,43 2,88 3,85 
R = purina (A ou G) e Y = pirimidina (C ou T), IC=Conteúdo de informação polimórfica, 
MI=Índice do Marcador, RP=Poder de Resolução. 
Número total de locos semelhante ao presente estudo também foi analisado em outras 
pesquisas com marcador ISSR em espécies arbóreas, a exemplo de Pena et al. (2020) que 
observaram um total de 85 locos ao usar 11 primers em indivíduos de Platonia insignis Mart., 
Costa et al. (2020) que identificaram 82 locos com 12 primes em Croton urucurana Baill., e 
39 
 
Alvares-Carvalho et al. (2022) com Hancornia speciosa verificaram 74 locos usando apenas 
6 primers. Outros resultados podem ser vistos na Tabela 3, onde é possível notar que o 
número de locos obtidos no presente estudo foi superior ao valor mínimo de locos amplificado 
(52) e próximo à mediana (88), conforme estatística descritiva (Tabela 3). 
Tabela 3. Estudos de diversidade em diferentes espécies arbóreas e famílias, usando o 
marcador molecular ISSR. 
Espécie/Família Autores N° I N° L % LP PIC 
Myracrodruon 
urundeuva Allemão 
(Anacardiaceae) 
Lopes et al. (2020) 7 116 99,15 - 
Hancornia speciosa 
Gomes (Apocynaceae) 
Costa et al. (2015) 6 63 47,62 0,37 
Hancornia speciosa 
Gomes (Apocynaceae) 
Luz et al. (2020) 11 166 72,29 - 
Platonia insignis Mart. 
(Clusiaceae) 
Pena et al. (2020) 11 85 81,17 - 
Quercus infectoria Oliv. 
(Fabaceae) 
Ahmed et al. 2022 20 195 - 0,28 
Stylosanthes scabra 
(Fabaceae) 
Costa et al. (2019) 7 88 95,3 - 
Dalbergia nigra (Vell.) 
Allemão ex Benth. 
(Fabaceae) 
Silva Junior et al. (2020) 8 97 68,04 - 
Dalbergia nigra (Vell.) 
Allemão ex Benth. 
(Fabaceae) 
 
Silva Junior et al. (2022) 12 162 75,30 0,30 
Plathymenia reticulata 
Benth. (Fabaceae) 
Souza et al. (2018) 5 85 65,88 - 
Eucalyptus urophylla 
(Fabaceae) 
Teixeira et al. (2020) 9 - 80,95 0,55 
Tectona grandis Linn. F. 
(Lamiaceae) 
Giustina et al. (2017) 12 56 39,38 0,20 
Bertholletia excelsa 
Bonpl. (Lecythidaceae) 
Ramalho et al., (2016) 8 52 88,6 0,46 
Estatística descritiva 
Média 9,66 105,90 73,97 0,34 
Mediana 8,5 88 75,30 0,30 
Máximo 20 195 99,15 0,55 
Mínimo 5 52 39,38 0,20 
CV (%) 41,46 45,59 24,93 32,99 
Nº I = Número de iniciadores usados; Nº L = Número de locos amplificados; % LP = Taxa de 
polimorfismo; PIC = Valor médio de PIC; Nº OL= Número ótimo de locos; CV = Coeficiente 
de variação estimados com os dados apresentados nesta tabela. 
40 
 
Conforme Giustina et al. (2017), o PIC representa a existência de variabilidade 
genética entre indivíduos, o que significa que quanto mais alto for o seu valor maior 
variabilidade. Os valores do Conteúdo de Informação Polimórfica (PIC) variaram entre 0,24 
(UBC 827) e 0,56 (UBC 807) e valor médio de 0,43 (Tabela 2). Conforme classificação de 
Botstein et al. (1980), os valores de PIC variaram de pouco a muito informativos, com os 
primers UBC 807, UBC 842 e UBC 857 revelando ser altamente informativos (PIC≥0,50) e se 
destacando entre os demais; os demais primers classificados como mediamente informativos, 
exceto UBC 827 que foi considerado pouco informativo (PIC≤25). Sendo assim, 92% do total 
de marcadores usados são indicados para o estudo de diversidade genética da P. 
platycephala (Tabela 2). 
A análise da utilidade geral dos marcadores na detecção de polimorfismo, obtida pelo 
Índice do Marcador (MI), e da capacidade dos primers na diferenciação entre genótipos 
(indivíduos), observada pelo Poder de Resolução (PR) (ISMAIL et al., 2019; RAVI; SIRIL; 
NAIR, 2020), apresentaram valores médios de 2,88 e 3,85, para MI e RP, respectivamente 
(Tabela 3). Analisando os maiores valores de PIC, MI e RP, os primers CHRIS, M1, UBC 807, 
818, 826, 829, 841, 842 e 857 se destacaram, confirmando serem eficientes na detecção de 
diversidade genética. 
A avaliação desses índices (PIC, MI e RP) é importante na verificação da qualidade 
dos marcadores usados, o que permite a seleção de primers eficientes na detecção de 
polimorfismo da espécie alvo (COSTA et al., 2015; ROSA et al., 2017). Sendo assim, os 
valores de tais índices estatísticos observados no estudo demonstram que a maioria dos 
primers testados apresentam boa qualidade e precisão nos estudos de diversidade e estrutura 
genética da P. platycephala. 
Outra informação importante na avaliação dos marcadores usados, são as análises de 
bootstrap, realizadas a partir de estimativas de Correlação de Pearson (r) e Estresse de 
Kruskal (E). Tais parâmetros permitem avaliar o número ótimo de locos polimórficos para a 
caracterização genética da espécie alvo (PIMENTA et al., 2022). De acordo com Kruskal 
(1964), valores de E ≤ 0,05 e de “r” próximos de “um”, indicam uma excelente precisão nas 
estimativas. 
 
 
 
 
 
 
 
41 
 
Figura 6. Correlação de Pearson (r) e estresse de Kruskal (E) em função do número de locos 
ISSR em progênies de P. platycephala, Piauí, Brasil. 
 
 A partir da Figura 5 pode-se observar a distribuição dos dados de estresse de Kruskal 
e correlação de Pearson. Verifica-se que com 76 locos o valor de “E” encontra-se dentro do 
padrão de valor considerado ótimo por Kruskal (1964), com E=0,05, enquanto “r” apresenta 
valor de 0,99, ou seja, bem próximo de 1,0, indicando que o uso de 87 locos é suficiente para 
as análises genéticas da P. platycephala. Dependendo da espécie o valor de número ótimo 
de locos pode variar, como pode ser visto na Tabela 4, porém observa-se que em nenhum 
dos trabalhos o valor de “E” foi igual a zero. Tambémé possível analisar que o valor do número 
de locos amplificados (N°L), geralmente, são menores que o valor do número ótimo de locos 
(N°OL), o que também foi observado neste estudo (Tabela 4). 
Tabela 4. Número ótimo de locos em diferentes espécies arbóreas, usando o marcador 
molecular ISSR. 
Espécie Autores r E N°L N°OL 
Dalbergia nigra Santos et al. (2021) 0,99 0,02 180 122 
Tectona grandis Queiroz et al. (2021) 0,98 0,04 55 52 
Handroanthus impetiginosus Pimenta et al. (2022) 0,99 0,02 62 62 
Mimosa caesalpiniaefolia Araújo et al. (2016) 0,84 0,04 78 51 
Pityrocarpa moniliformis Felix et al. (2021) 0,93 0,04 74 53 
Plathymenia reticulata Souza et al. (2017) 0,98 0,04 156 88 
Schizolobium parahyba Silva Junior et al. (2017) 0,96 0,04 136 69 
Média 0,95 0,03 105,86 71,00 
0,00
0,10
0,20
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
0,00
0,10
0,20
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
1 6 11 16 21 26 31 36 41 46 51 56 61 66 71 76 81 86
E
s
tr
e
s
s
e
 d
e
 K
ru
s
k
a
l 
(E
)
C
o
rr
e
la
ç
ã
o
 d
e
 P
e
a
rs
o
n
 (
r)
Número de locos
Correlação de Pearson (r) Estresse de Kruskal (E)
r=0,99 
E=0,05 
42 
 
r (correlação de Pearson); E (Estresse de Kruskal); N°L (número de locos amplificados) e 
N°OL (número ótimo de locos). 
Diversidade e estrutura genética em procedências e progênies de P. platycephala 
A diversidade genética surge do somatório das variações genéticas existentes em uma 
dada espécie/população, enquanto a estrutura genética é conhecida pela forma como a 
variação genética encontra-se distribuida no tempo e espaço (SILVA JUNIOR et al., 2022). 
Conhecer esses dois parâmetros genéticos é um passo importante para auxiliar no manejo 
genético sustentável e implementação de estratégias adequadas de conservação de espécies 
vegetais (LEAL et al., 2021; PÁDUA et al., 2021). 
Sendo assim, para conhecer a variabilidade genética das progênies de P. platycephala 
em diferentes procedências, foram estimados parâmetros genéticos de diversidade, que 
podem ser analisados na Tabela 5. O valor médio de alelos observados foi de 1,89, enquanto 
o de alelos efetivos foi de 1,55, já para a diversidade de Nei e o índice de Shannon, estes 
obtiveram médias de 0,31 e 0,47, respectivamente, sugerindo moderada diversidade genética 
dentro de populações (Tabela 5). 
Com base na classificação de Nybom (2004), que se baseia em algumas 
características ecológica da espécie, os índices de diversidade genética para a P. 
platycephala possuem médias acima do histórico de vida esperado para a espécie, se 
enquadrando nos seguintes valores: hábito de vida (perene de longa duração = 0,25), 
distribuição geográfica (difundida=0,22), sistema de cruzamento (polinização cruzada =0,27) 
e estágio sucessional (pioneira = 0,17). 
Tabela 5. Parâmetros de diversidade genética para as progênies de P. platycephala oriundas 
das procedências de Eugenópolis, São Gonçalo e Bom Jesus, Piauí, Brasil. 
Procedência Na Ne H I P% 
Eugenópolis 1,87(±0,33) 1,52(±0,34) 0,30(±0,17) 0,45(±0,23) 76/87,36 
São Gonçalo 1,87(±0,33) 1,57(±0,36) 0,32(±0,18) 0,47(±0,24) 76/87,36 
Bom Jesus 1,93(±0,25) 1,58(±0,32) 0,33(±0,16) 0,49(±0,21) 81/93,10 
Média 1,89 1,55 0,31 0,47 77,66 
Na: número de alelos obsevados, Ne: número de alelos efetivos, H: Índice de diversidade 
genética de Nei’s (1973), I: Índice de informação de Shannon, P%: taxa de polimorfismo. Os 
valores são compostos pela média ± erro padrão. 
Analisando todos os parâmetros de diversidade genética (Tabela 5), é possível notar 
que as progênies oriundas de Bom Jesus se destacam entre as demais, por apresentarem os 
maiores valores, demonstrando ter a maior diversidade genética. A taxa de polimorfismo 
43 
 
variou entre 87,36% (Eugenópolis e São Gonçalo) e 93,10% (Bom Jesus), com valor médio 
de 77,66% (Tabela 5). 
A variação genética inter e intrapopulacional é resultado das interações ecológicas de 
cada espécie, como o sistema reprodutivo, dispersão de sementes e distribuição geográfica 
das populações (NYBOM; BARTISH, 2000; INZA et al., 2018). Logo, a análise da estrutura 
genética das procedências e progênies de P. platycephala, feita com base na Análise de 
Variância Molecular (AMOVA), revela que o maior grau de variação genética observado se 
encontra dentro das populações (82,74%). O índice de fixação (Փst) mostra uma moderada 
diferenciação genética entre populações (Փst = 0,17262), indicando que 17,26% da 
diversidade genética total encontra-se distribuída entre as procedências de P. platycephala 
(Tabela 6). Conforme classificação de Wright (1978), a distância genética entre 0,15 e 0,25 
são consideradas moderadas. 
Tabela 6. Análise de variância molecular (AMOVA) em procedências e progênies de P. 
platycephala, Piauí, Brasil. 
Fonte de variância GL SQ CV PV p 
Entre procedências 2 129,406 0,998a 17,26 0,023* 
Dentro de procedências 177 847,217 4,786b 82,74 
Indice de Fixação (Փst) 0,17262 - - - 
GL=graus de liberdade, SQ=soma do quadrado dos desvios, CV=componentes de variância, 
PV=porcentagem de variância, p=probabilidade a 5%*. 
 Estes resultados eram esperados, uma vez que espécies de sistema reprodutivo 
alógamo podem favorecer a troca de polén entre populações, a depender do agente 
polinizador, o que leva a maiores níveis de diversidade dentro de populações/procedências 
(HU et al., 2010), sendo, portanto, o caso da P. platycephala.. Nesse caso, o agente 
polinizador da espécie alvo do presente estudo, o morcego, pode ter influenciado na troca de 
material genético entre as procedências, o que levou à redução de diversidade entre 
procedências. 
 Maior variação genética dentro de procedências também foi encontrada por Morais et 
al. (2022) em populações naturais de P. platycephala, com 99,06% da variância observada 
dentro de populações e apenas 0,94% entre e valor de Փst = 0,0093. Estudos com outras 
espécies arbóreas da família Fabaceae também encontraram maior diversidade genética 
dentro de populações, como Santos et al. (2021) com Dalbergia nigra (Vell.) Fr. All. e Riastiwi 
et al. (2022) com Dalbergia latifolia Roxb. 
 O dendrograma construído com base no método UPGMA para as três procedências 
analisadas, gerou dois grupos, considerando o ponto de corte 0,89 (Figura 7). O primeiro 
grupo é composto por Eugenópolis e o segundo, por São Gonçalo e Bom Jesus, o que revela 
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distinção genética entre as progênies de Eugenópolis e as demais. 
 
Figura 7. Agrupamento de UPGMA com base na Identidade genética de Nei, entre três 
procedências de P. platycephala. 
A partir da Figura 8 é possível observar o agrupamento entre as 180 progênies de P. 
platyphala formou 18 grupos, com o ponto de corte no eixo da identidade genética de Nei de 
0,65. Como o coeficiente de correlação cofenética (CCC = 0,8145) foi superior a 0,70, isso 
indica um bom ajuste entre matriz de dissimilaridade e o dendrograma gerado (MARTINS et 
al., 2021). 
Assim, o grupo GVIII foi o que apresentou o número maior de progênies com 
similaridade genética mais próxima, representado por 92 progênies das três procedências 
(Eugenópolis, São Gonçalo e Bom Jesus), enquanto o segundo maior grupo foi o GVII com 
25 progênies de Eugenópolis. O grupo GIV e GX com 23 progênies, respectivamente, sendo 
cada com plantas de uma população (Figura 9). Os grupos GI (EU27), GII (EU28), GIII (EU30), 
GV (SG110), GVI (EU111), GIX (EU175), GXI (BJ151), GXII (BJ148, BJ24 e BJ41), GXIII 
(BJ144 e BJ23), GXIV (BJ43), GXV (EU17), GXVI (EU8), GXVII (EU174) e GXVIII (EU25) 
apresentam o menor número de progênies. As progênies isoladas são consideradas as mais 
divergentes entre as demais, por serem mais distantes geneticamente. 
Esses resultados comprovam a gama de diversidade genética entre as progênies de 
P. platycephala. A formação de diferentes grupos distantes geneticamente entre si, demonstra 
que a amostragem realizada para a implantação do experimento