vegetais-manual-cortes

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OBTENÇÃO E COLORAÇÃO 
DE CORTES HISTOLÓGICOS
Autores: Gisele Costa1, Tássia Cristina dos Santos1, Veronica Angyalossy1, Laurinda de 
Fátima P. Caly2, Mara Maria L. Santana Pinheiro2, Eliana M. B. Dessen2 e Paulo A. Otto2 
1 Departamento de Botânica, Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo, Rua do Matão 
277, 05508-090 São Paulo SP
2 Departamento de Genética e Biologia Evolutiva, Instituto de Biociências, Universidade de São 
Paulo, Rua do Matão 277, 05508-090 São Paulo SP
Diagramação: Regina de Siqueira Bueno 
Tema central: Biologia celular, células vegetais
Público alvo: estudantes de ensino médio
Financiamento: Fapesp
1
OBJETIVO DA ATIVIDADE
A atividade tem como objetivo principal introduzir noções básicas de preparação de fragmentos 
de tecidos vegetais para o estudo de anatomia interna de plantas (caule, raiz e folhas). 
FUNÇÃO PEDAGÓGICA
A compreensão da anatomia interna de órgãos vegetais não é simples, pois envolve estruturas 
invisíveis a olho nu e que não fazem parte das experiências do dia-a-dia dos estudantes. A manipulação 
de fragmentos de vegetais e sua preparação para análise histológica fornece a contextualização 
necessária para desenvolver habilidades procedimentais nos estudantes retirando-o de sua condição 
de espectador passivo e motivando-o para o aprendizado ativo de anatomia vegetal. 
CONTEÚDO DO KIT
O kit contém material suficiente para uma turma de 25 alunos dividida em 5 grupos de 5 
estudantes. Cada grupo de estudantes terá à sua disposição: 
·	 Conjunto de protocolos plastificado para os estudantes
·	 1 micrótomo manual
·	 1 navalha com lâmina de barbear
·	 1 frasco de esmalte (de unhas) de boa qualidade (vedação de preparações temporárias)
·	 1 frasco conta-gotas contendo glicerina 50% (meio de montagem semi-permanente)
·	 1 frasco conta-gotas com água destilada
·	 1 frasco conta-gotas com hipoclorito de sódio (água sanitária comercial) a 50%
·	 1 frasco conta-gotas com etanol 70%
·	 1 frasco conta-gotas com etanol 50%
·	 1 frasco conta-gotas com fucsina básica (0,5%)
·	 1 frasco conta-gotas com verde firme (0,5%)
·	 1 frasco contendo lâminas de vidro para microscopia
·	 1 placa de Petri contendo lamínulas
·	 5 vidros de relógio
·	 2 pinceis finos
·	 2 pinças
·	 5 pipetas de plástico
·	 etiquetas auto adesivas
·	 Observação: o(a) professor(a) deverá providenciar uma cenoura para ser usada como 
suporte para cortar órgãos vegetais.
·	 O kit contém ainda material opcional, para uso exclusivo do professor em situações 
emergenciais (por exemplo, na ocorrência de quantidade insuficiente de corantes ou na 
contingência de não se obterem cortes adequados por algum motivo). O material está 
descrito na próxima página.
2
2. Fragmentos de caules, raízes, pecíolos e folhas das mesmas plantas descritas no item 
anterior, conservados em álcool 70%. Os cortes obtidos desses fragmentos devem ser 
hidratados antes de serem corados. 
Conteúdos biológicos: conservação e manuseio
1. Cortes de caules, raízes, pecíolos e folhas das plantas utilizadas na presente prática 
(beijo, piper, vedélia, aipo e pimentão), conservados em álcool 70%, que funciona como 
fixador e conservante. Antes de serem submetidos a coloração, os tecidos cortados 
devem ser hidratados em água destilada. Com o auxílio de uma pinça, basta transferir os 
tecidos para um vidro de relógio com água destilada por cerca de 1 minuto e, em seguida, 
utilizar o protocolo de coloração (página 7). Caso o professor deseje confeccionar lâminas 
permanentes, como descrito nas Notas para o Professor, itens II e III (páginas 9 e 10), 
também é necessário hidratar o material antes da coloração.
3
3. Um conjunto de preparações histológicas permanentes, confeccionadas com as técnicas 
descritas nas Notas para o Professor (itens II e III). As preparações podem ser usadas pelo 
professor para identificação microscópica das estruturas vegetais e/ou para comparação 
com as preparações obtidas pelos alunos.
4
PREPARANDO A ATIVIDADE
Recomenda-se que o professor aproprie-se do material que tem em mãos. Assim é 
fundamental ler o conteúdo do item “Notas para o professor” que contém a descrição detalhada de 
todos os procedimentos práticos, as imagens microscópicas obtidas com os referidos procedimentos 
e a identificação das diferentes estruturas dos diferentes tecidos. Depois de conhecer o material que 
tem em mãos o professor pode planejar a estratégia didática que usará.
O professor deve também escolher o material biológico a ser utilizado em aula. Aconselhamos 
que seja um material facilmente encontrado e com estruturas que possam ser facilmente manipuladas 
para o procedimento de corte e coloração, como por exemplo, caule de Impatiens, vulgarmente 
conhecida com beijo de frade. Outras possibilidades estão apresentadas na Tabela abaixo.
 
Estrutura a ser 
analisada Sugestões de Materiais 
CAULE
Sphagneticola trilobata “vedélia”, Asteraceae
Piper sp, “piper”, Piperaceae
Impatiens balsamina, “beijo”, Balsaminaceae
RAIZ Monstera deliciosa, “costela-de-Adão”, Araceae
FOLHA
Coffea arabica, “café”, Rubiaceae
Phormium tenax, “linho-da-Nova-Zelândia”, Hemerocallidaceae
Capsicum annuum, “pimentão”, Solanaceae 
PECÍOLO Apium graveolens, “aipo”, Apiaceae
O professor pode optar por preparar com antecedência algumas lâminas dos materiais mais 
difíceis de serem obtidos em sala de aula e deixar para os estudantes exercitarem o procedimento 
de obtenção de preparações citológicas de tecidos vegetais de caule, por exemplo, um material que 
apresenta consistência que facilita seu manuseio, corte e coloração.
Em aulas anteriores à prática recomenda-se que os estudantes tenham uma ideia geral dos 
procedimentos que serão realizados no laboratório, ou seja a preparação de lâminas para o estudo 
da estrutura interna de órgãos de vegetal. Além disso, os estudantes devem ter tido pelo menos 
uma aula prática de manuseio de microscópio. O grupo que será levado ao laboratório deve ser 
responsável e previamente instruído do cuidado a ser tomado no manuseio da navalha de corte. 
Recomenda-se ainda ao professor que as navalhas sejam distribuídas apenas no momento dos 
cortes propriamente ditos e em seguida, imediatamente recolhidas.
5
APLICANDO A ATIVIDADE EM SALA DE AULA 
O professor deve escolher a estratégia didática que achar mais adequada. A seguir estão 
descritos apenas os aspectos procedimentais.
Após dividir a turma em grupos, distribuir os materiais do kit para cada um dos grupos (exceto 
a navalha, que será distribuída apenas no momento de realizar os cortes). Para cada grupo há um 
conjunto de PROTOCOLOS ilustrados como o passo a passo dos procedimentos. Eles apresentam 
instruções sobre:
·	 o “Micrótomo manual” (em anexo)
·	 a “Obtenção de suporte para cortar os órgãos vegetais (em anexo)
·	 a “Obtenção de cotes finos de caules e raízes” (em anexo)
·	 a “Coloração dos tecidos vegetais cortados” (em anexo)
Para a análise microscópica das preparações citológicas obtidas serão usados os microscópios 
acompanhados dos protocolos de microscopia (Ver kit de microscopia - https://genoma.ib.usp.br/files/
upload/44/genoma-protocolo-microscopia-mar20111.pdf)
ObservaçãO da estrutura 
interna dOs vegetaisOrganização: Paulo Alberto Otto Eliana Maria Beluzzo Dessen
Colaboração: Verônica Angyalossy
Diagramação: Regina de Siqueira Bueno
O Micrótomo manual
Cabo, por onde o 
instrumento é seguro
tubo cortador tubo extrator
tubo 
cortador
vidro de relógio
navalha
tubo 
extrator
Micrótomo
Poço 
em que é 
colocado 
o material 
a ser 
seccionado
Platina, 
onde é apoiado o 
instrumento de corte
borboleta 
usada para girar 
o parafuso que 
empurra o cilindro 
de alumínio com 
o material a ser 
seccionado no poço.
Cada 1/10 de volta 
produz cortes com 
cerca 50 a 100 µm.
Conteúdo do Kit
1
Obtenção de suporte 
para cortar os órgãos vegetais
1
3
5 6
Cortar uma fatia de cenoura 
com 1 cm de espessura.Usar o tubo 
extrator 
para retirar 
o cilindro 
de cenoura 
de dentro 
do tubo 
cortador. 
Usar a faca para fazer um sulco 
longitudinal nos lados internos 
dos pedaços de cenoura 
obtidos no item anterior.
Esta peça será usada para obter 
cortes de caules e raízes.
2 Pressionar o 
tubo cortador do 
micrótomo sobre 
a parte mais 
central da fatia 
de cenoura. 
Manter o tubo 
cortador na 
posição vertical. 
Repetir os passos 1 a 4 para obter um 
segundo cilindro de cenoura cortado ao meio. 
NÃO fazer o sulco interno (passo 5) neste 
cilindro de cenoura.
Esta peça será usada para 
obter cortes de estruturas 
planas, como folhas.
 
1 cm
4 Cortar ao meio o cilindro de cenoura 
com o auxílio da faca.
2
1
3
5
4
6
Colocar o pedaço de folha que deseja estudar 
numa das metades do cilindro de cenoura.
Colocar o cilindro de cenoura contendo o 
tecido a ser estudado no orifício do micrótomo 
de mão. Regular a profundidade do orifício 
movendo o parafuso central pela borboleta 
para que o cilindro de cenoura se encaixe 
perfeitamente.
Colocar cuidadosamente a fatia do tecido 
obtida (sem a cenoura), com o auxílio 
de pincel sobre um vidro de relógio 
contendo 20 gotas de água. Repetir o 
procedimento para obter outras fatias.
2 Colocar a outra metade do cilindro sobre o 
tecido a ser estudado como em um sanduiche
Usar a navalha de mão para cortar 
uma fina fatia de cenoura + tecido. 
Manter a navalha na posição 
horizontal, paralela à 
platina do micrótomo. 
Desprezar esta 
primeira fatia. 
Girar muito pouco a 
borboleta no sentido 
horário (cerca de 
 de volta). 
Usar a navalha para 
fazer mais um corte.
Selecionar, com o auxílio de uma lupa de mão, 
as fatias mais finas obtidas. Transferir com o 
auxílio do pincel os cortes desejados para outro 
vidro de relógio contendo 10 gotas de água + 
10 gotas de hipoclorito de sódio. 
Aguardar 5 minutos.
Obtenção de cortes finos 
de caules e raízes
3
5 
minutos 
Á
gu
a 
de
st
ila
da
H
ip
oc
lo
rit
o
 d
e 
só
di
o
Coloração dos 
tecidos vegetais cortados
1
3
5 6
Lavar os cortes obtidos para a retirada do 
hipoclorito de sódio. 
A lavagem é feita escorrendo-se a solução 
de hipoclorito do vidro de relógio e 
acrescentando-se água destilada. 
Repetir o procedimento até não sentir 
mais o cheiro de hipoclorito de sódio.
Escorrer o etanol 70% 
do vidro de relógio. 
Usar o pincel para 
manter os cortes 
no vidro de relógio. 
Acrescentar 20 
gotas de etanol 
50%. Aguardar 
3 minutos. 
Escorrer o 
etanol 50%.
Acrescentar sobre os cortes, com a pipeta de 
plástico, 1ml de etanol 50%. Escorrer o etanol 
contendo o excesso de corante e acrescentar 
mais 1 ml de etanol 50%. 
2 Desidratar os tecidos cortados acrescentando 
sobre os tecidos, no vidro de relógio, 
20 gotas de etanol 70%. 
Aguardar 3 minutos.
Colocar sobre os cortes 5 gotas do corante 
fucsina 0,5%. Aguardar 30 segundos.
4 Colocar sobre os cortes 5 gotas do corante 
verde firme (fast green) 0,5%. 
Aguardar 1 minuto. 
3 
minutos 
3 
minutos 
1 
minuto
30
segundos
4
Coloração dos 
tecidos vegetais cortados
7
11
Acrescentar sobre os cortes, com a pipeta 
de plástico, 1mL de etanol 50%. Escorrer 
o etanol contendo o excesso de corante 
e acrescentar mais 1 mL de etanol 50%. 
Repetir o procedimento até que não 
haja restos de corante no etanol.
Observar ao microscópio nos 
aumentos de 40 e de 100 vezes. 
Desenhar as estruturas observadas.
8 Transferir os cortes para 
uma lâmina de vidro, com 
o auxilio do pincel. Cobrir 
os tecidos cortados e 
corados com 1 gota de 
glicerina 50%. 
O corante verde firme cora de verde a 
parede primária das células (celulósica) 
e o corante fucsina 
cora em rosa 
escuro a parede 
secundária 
das células 
(lignificadas).
 
continuação
10 Vedar as bordas 
da lamínula com 
esmalte incolor. 
Esta é uma 
preparação 
semipermanente 
que pode durar 
vários meses. 
40x
100x
9 Cobrir a preparação 
com uma lamínula.
5
PROCEDIMENTO 
PARA OS 
ESTUDANTES 
6
https://genoma.ib.usp.br/files/upload/44/genoma-protocolo-microscopia-mar20111.pdf
https://genoma.ib.usp.br/files/upload/44/genoma-protocolo-microscopia-mar20111.pdf
NOTAS PARA O PROFESSOR
Para se observar a estrutura interna de um órgão biológico é preciso prepara-lo para uma 
análise microscópica. Alguns requisitos são necessários para uma visualização microscópica 
adequada. Um deles é garantir que a luz transmitida pelo microscópio atravesse o material. Como na 
grande maioria das vezes o material não é fino o suficiente para que isso possa ocorrer é necessário 
fatiá-lo em cortes muito finas, ou seja, confeccionar preparações histológicos, geralmente com muito 
menos de 1mm (0,1 a 0,01mm) de espessura. Os tecidos vegetais são muito mais fáceis de serem 
fatiados do que os animais e por isto são muito utilizados em aulas de técnicas microscópicas básicas. 
Outro requisito a ser garantido para uma visualização eficiente em microscopia óptica é que 
haja suficiente contraste no material a ser observado. O contraste natural ocorre quando algumas 
partes do tecido absorvem mais luz que outras. Quando não há contraste natural utilizam-se corantes 
para criar um contraste artificial. Os corantes biológicos têm afinidade por constituintes celulares 
específicos e absorvem, cada um deles, diferentes comprimentos de onda da luz visível.
Não é trivial para os estudantes entender os planos de cortes dos diferentes tecidos, uma vez 
que cada tecido ou órgão possui uma complexa organização tridimensional. Por isso, o aspecto do 
mesmo tecido ou órgão cortado em diferentes planos (transversal, longitudinal ou diagonal) fornece 
imagens muito diferentes. O estudante pode começar a ter desafios de reconstrução tridimensional 
de um objeto e poderá ser ajudado a compreender, por exemplo, imagens originadas por cortes em 
diferentes planos de um ovo cozido (parte de seu cotidiano) ou de um órgão tubular, em ilustrações 
que deverão ser preparadas e apresentadas pelo professor.
Apoio teórico conceitual sobre a anatomia interna dos vegetais pode ser encontrado em livros 
básicos de botânica usados nos últimos anos do ensino médio ou nos primeiros anos de cursos 
universitários da área biológica ou em material de boa qualidade disponibilizado gratuitamente 
na WWW (Internet), como (1) Santos DYAC, Chow F, Furlan CM. Ensino de Botânica - Curso de 
atualização de professores de Educação Básica: A Botânica no cotidiano. Capitulo 8. Melo-de-Pinna 
GFA, Ceccantini GCT, Menezes NL. Morfologia e anatomia dos órgãos vegetativos. Disponível em 
http://botanicaonline.com.br/geral/arquivos/bmaterial2.pdf, p.37-43 e (2) http://portal.virtual.ufpb.br/
biologia/novo_site/Biblioteca/Livro_4/7-Anatomia_Vegetal.pdf
7
http://botanicaonline.com.br/geral/arquivos/bmaterial2.pdf
Procedimentos gerais de confecção dos cortes
Os cortes são obtidos como descrito nas publicações de Otto (2011) e Otto e Dessen (s/data), 
com a navalha na posição indicada em detalhe na figura abaixo.
Figura 1 - Maneira correta de usar a navalha munida de uma lâmina de barbear. Conforme mostrado, a lâmina deve correr 
o mais deitada possível em relação à platina do micrótomo manual. 
Quando executado pelos alunos, o fatiamento do material deve ser sempre supervisionado 
pelo professor, a fim de se evitarem acidentes com a navalha (como pequenos cortes acidentais dos 
dedos sempre têm uma certa chance de ocorrerem, é necessário que a escola disponha, no local, 
de um kit básico de primeiros socorros que contenha mertiolate ou mercúrio cromo, tesoura, gaze e 
curativos adesivos tipo “band-aid”.
Deve-se trabalhar sempre com vários cortes, pois durante o procedimento é comum que 
alguns não tenham espessura ou qualidade adequada, se rompam ou sejam perdidos. 
Apesar de os cortes com menor espessura serem os mais adequados para a preservação 
adequada das estruturastissulares da peça, eles são difíceis de manusear por estarem sujeitos a 
dobras e outras alterações estruturais, as quais somente são evitadas nesses casos em espécimes 
obtidos com a aplicação de técnicas profissionais, que correspondem ao uso de micrótomos de 
precisão na técnica que usa inclusão em parafina nas peças e aplicação de técnicas apropriadas de 
fixação do corte nas lâminas previamente à desparafinização e coloração do preparado.
8
I) Procedimento descrito com mais detalhes em Otto e Dessen, s/data (Observação da estrutura 
interna dos vegetais – Protocolo dos estudantes, Anexos)
No processo de lavagem, os cortes devem ser mantidos, com o auxílio de um pincel ou de 
uma pinça, afastados da beirada do vidro de relógio, para facilitar o descarte da água ou etanol de 
lavagem. O material de descarte deve ser acumulado em um recipiente de vidro à parte, conforme 
for sendo realizada a lavagem dos cortes. Para diafanizar (ou clarificar) os cortes, acrescentar no 
próprio vidro de relógio um pouco de hipoclorito de sódio a 50% (água sanitária), aguardando até que 
os preparados fiquem bem transparentes e lavando-os bem em seguida até retirar todo o hipoclorito 
de sódio (quando os preparados estiverem bem lavados não deverá mais ser sentido o odor do 
hipoclorito de sódio na água de lavagem). (4) O material é desidratado em seguida com álcool até 
que a água seja praticamente toda substituída por álcool etílico a 50%. Na coloração que usa verde 
firme (fast green) e fucsina básica, corar com o primeiro corante por 1 minuto, lavar com etanol a 
50% até retirar todo o excesso de corante; corar em seguida com a solução do segundo corante 
durante meio minuto, lavando em seguida com etanol 50% para retirar o corante em excesso. Os 
cortes já estão prontos para serem transferidos, para as lâminas de microscopia. As lâminas podem 
ser preparadas para receber um ou vários cortes. Para montar o corte em meio semipermanente 
(glicerina a 50%), ele deverá ser reidratado (até água destilada pura) e transferido em seguida por 
meio de uma pinça delicada ou um pincel fino para a lâmina; pingar em seguida sobre o corte uma 
ou duas gotas de glicerina a 50%, colocar uma lamínula por cima, pressionando cuidadosamente 
para evitar ou eliminar bolhas e vedar com esmalte para unhas. Lâminas semipermanentes como 
essa que acabou de ser preparada mantêm-se adequadas para observação por vários anos se o 
procedimento todo for efetuado com cuidados mínimos. 
II) Técnica (opcional) para o preparo de lâminas permanentes, modificando algumas das etapas 
descritas no procedimento anterior
Para confeccionar uma preparação permanente (em bálsamo do Canadá, não fornecido no 
kit) espalhar na lâmina de microscopia uma camada fina (uma ou duas gotas, diluídas ou não em 
igual volume de água) de albumina glicerinada de Mayer com a ajuda de uma segunda lâmina ou 
de um palito e acrescentar imediatamente o preparado já corado antes que a película seque; para 
garantir a adesão do corte à lâmina, aquecê-la rapidamente (usando a lâmpada de álcool ou um bico 
de Bunsen, se disponível); em seguida, contrariamente ao procedimento precedente, o corte, já na 
lâmina, deverá ser desidratado, passando primeiro por uma série progressiva de concentrações de 
etanol até álcool a 100%; em seguida o álcool deverá ser substituído pelo xilol, o que é conseguido 
passando o corte por uma série sucessiva de concentrações de xilol-etanol até xilol puro; pingar 
então sobre o preparado, ainda embebido ligeiramente em xilol puro, uma ou duas gotas de bálsamo 
do Canadá e, finalmente, colocar uma lamínula por cima, pressionando-a cuidadosamente para 
evitar ou eliminar bolhas. Lâminas permanentes como essa que acabou de ser preparada mantêm-
se adequadas para observação indefinidamente se o procedimento todo for efetuado com cuidados 
mínimos. As lâminas assim preparadas devem ser mantidas em posição perfeitamente horizontal 
durante alguns dias para garantir a imobilização das lamínulas. O processo pode ser acelerado 
mediante o uso de estufa a 30-35°C.
9
III) Técnica alternativa (opcional) para o preparo de lâminas permanentes, dispensando o uso 
da albumina glicerinada de Meyer
A técnica não é apropriada para ser usada em cortes muito finos, mas fornece resultados 
muito bons com cortes algo mais espessos. Sem a necessidade do uso do agente diafanizante água 
sanitária, os cortes são submetidos à sequência de coloração diferencial descrita na técnica descrita 
no item I. Em seguida as peças são desidratadas mediante imersão em soluções de álcool a 50%, 
70% e 100% (1-2 minutos em cada solução); em seguida procede-se à substituição do álcool pelo xilol, 
o que é obtido por imersão em álcool-xilol (1:1) e por dois banhos em xilol puro (1-2 minutos em cada 
líquido). Depois disso o material é transferido para uma solução de bálsamo do Canadá em xilol na 
proporção de 1 parte de bálsamo para 10 a 20 partes de xilol puro, onde poderá permanecer durante 
várias horas ou mesmo alguns dias (mas podendo ser utilizado depois de 1 a 2 minutos, tempo que 
deve ser empregado principalmente no caso de cortes mais finos, susceptíveis de sofrerem alterações 
de dobramento e encolhimento). O tratamento com o xilol puro das últimas fases do processo tem 
função de diafanizar o material, além de permitir a sua perfeita inclusão em bálsamo do Canadá entre 
lâmina e lamínula. São válidas as observações constantes no último parágrafo do item II.
Figura 2 - Esquema mostrando o procedimento de preparo dos cortes detalhado no item III acima (método simplificado de 
obtenção de preparados histológicos permanentes.
Mostramos a seguir fotografias de alguns preparados histológicos conseguidos usando-se a 
técnica III descrita acima. As imagens foram obtidas de lupas Leica guarnecidas com digitalizadores, 
ligadas a programas computacionais que permitem o controle da iluminação, contraste, focalização 
e o arquivamento das imagens em formato jpg. Aproveitamos a oportunidade para agradecer 
aos Drs. André L. P. Perondini e Denise S. Scheeepmaker (Departamento de Genética IB USP) 
a disponibilização do seu equipamento foto-microscópico e a sua disposição e paciência em nos 
familiarizar com o uso desse material, que empregamos para obter todas as imagens mostradas 
10
a seguir. Também agradecemos ao Dr. José R. Pirani (Departamento de Botânica IB USP) pela 
cuidadosa revisão das imagens e por suas correções e sugestões, a maioria das quais foi incorporada 
ao presente texto de maneira virtualmente literal.
O professor deverá estar preparado para explicar aos alunos detalhes dos cortes e o significado 
e a função das estruturas tissulares identificadas em cada uma das fotografias.
É importante notar, em praticamente todas as figuras dos preparados histológicos, que as 
estruturas identificadas como «lignificadas» também possuem celulose, com a peculiaridade de terem 
recebido um depósito de lignina sobre sua parede celulósica. Também é importante lembrar que nas 
raízes em geral os tecidos vasculares não se organizam em feixes (como é a regra nos caules e 
outros órgãos aéreos), mas sim formam uma massa central mais ou menos compacta de tecidos 
vasculares. Ainda em todas as figuras a estrutura identificada como «cutícula/epiderme» deve ser 
entendida como epiderme com cutícula, uma vez que a cutícula é uma camada inerte depositada 
sobre as paredes externas das células epidérmicas.
Figura 3 - Preparado histológico de um corte de pecíolo de Apium graveolens (aipo). O aipo é uma planta cultivada 
cujos pecíolos são hipertrofiados, constituindo a sua parte comestível. As estruturas lignificadas (cutícula; feixe vascular 
correspondente a xilema e esclerênquima; colênquima) coram-se em vermelho (fucsina) e as partes celulósicas (parede 
das células do parênquima) coram-se em verde (verde firme ou fast green).
11
Figura 4 - Preparado histológico de um corte de folha de Capsicum annuum (pimentão), uma variedade botânica cultivada 
como a anterior cujofruto (também conhecido como pimentão) é muito apreciado gastronomicamente. As estruturas 
lignificadas (epiderme e colênquima; feixe vascular correspondente a xilema) coram-se em vermelho (fucsina) e as partes 
celulósicas (parede das células do parênquima) coram-se em verde (verde firme ou fast green).
Figura 5 - Preparado histológico de um corte de caule de Impatiens balsamina (beijo ou beijo de frade), uma planta com flores 
que possui uma ampla distribuição geográfica. As estruturas lignificadas (cutícula, epiderme e colênquima; esclerênquima 
e feixe vascular correspondente a xilema) coram-se em vermelho (fucsina) e as partes celulósicas (parede das células do 
parênquima) coram-se em verde (verde firme ou fast green).
12
Figura 6 - Preparado histológico de um corte de raiz de Monstera deliciosa (costela de Adão), uma planta nativa da América 
tropical com folhas muito bonitas e frutos comestíveis e amplamente cultivada por seu valor ornamental. Como nas demais 
ilustrações, as partes lignificadas (cutícula e massa central de tecidos vasculares) coram-se preferencialmente em vermelho 
(fucsina) e as estruturas celulósicas (paredes das células do parênquima) em verde (fast green).
13
Figura 7 - Preparado histológico de um corte de caule de Piper sp. (piper), uma planta florífera que possui uma ampla 
distribuição na região tropical. As estruturas lignificadas (cutícula, epiderme e colênquima; esclerênquima e feixe vascular 
correspondente a xilema) coram-se em vermelho (fucsina) e as partes celulósicas (parede das células do parênquima) 
coram-se em verde (verde firme ou fast green).
Figura 8 - Preparado histológico de um corte de caule de Sphagneticola trilobata (vedélia), uma planta florífera originária 
da América Central com ampla distribuição na região neotropical. Como nos casos anteriores, as estruturas lignificadas da 
planta (cutícula, epiderme e colênquima; esclerênquima e feixe vascular correspondente a xilema) coram-se em vermelho 
(fucsina) e as partes celulósicas (parede das células do parênquima) coram-se em verde (verde firme ou fast green).
14
PROTOCOLO DE PREPARAÇÃO DAS 
SOLUÇÕES DE CORANTES E OUTRAS 
SUBSTÂNCIAS, REAGENTES E DROGAS
As soluções devem ser preparadas exclusivamente por pessoas com treinamento em técnicas 
básicas de laboratório químico, o qual deve ser minimamente equipado com aparelhagem adequada, 
incluindo balança de precisão e capela para manuseio de substâncias nocivas e tóxicas. A filtragem 
das soluções deve ser realizada preferencialmente em lã de vidro ou no mínimo usando-se papel de 
filtro analítico. A estocagem das soluções deve ser feita em frascos de vidro neutro âmbar, mantidos 
ao abrigo da iluminação direta. 
1) Azul de astra 
O corante azul de astra cora em azul a parede primária (celulósica) das células vegetais. 
Para o preparo da solução alcoólica a 1%, dissolver 2g do corante azul de astra em 200ml (volume 
final) de álcool etílico a 50% e agitar durante 5 minutos. Filtrar e estocar. O kit contém esta solução 
do corante já preparada, em pequenas quantidades, para uso apenas do professor, caso ele 
deseje mostrar aos alunos cortes corados com este corante. 
2) Fucsina básica 
O corante fucsina básica cora em vermelho ou rosa escuro a parede secundária (lignificada) 
das células vegetais. Dissolver 1g do corante fucsina básica em 200 ml (volume final) de álcool 
etílico a 50% e agitar durante 5 minutos. Filtrar e estocar. A partir dessa solução (concentrada) a 
0,5% podem ser preparadas um soluções mais diluídas (também em álcool etílico a 50%) a 0,1% e 
a 0,01%, que são mais fáceis de usar quando em associação com os corantes contrastantes azul de 
astra ou verde firme. O kit contém a solução mais concentrada do corante e a solução a 0,1% 
para uso eventual do professor.
3) Verde firme (fast green)
O corante verde firme cora em verde a parede primária (celulósica) das células vegetais. Para 
o preparo da solução de trabalho concentrada, dissolver completamente 1g do corante verde firme 
em uma mistura de 200ml (volume final) de álcool etílico a 50% (ou mais adequadamente, em uma 
mistura de 200 ml de álcool etílico absoluto e metilcelosolve na proporção de 1:1), filtrar e estocar em 
frasco âmbar. Esta solução concentrada (solução mãe) pode ser usada diretamente, mas soluções 
bem mais diluídas são mais fáceis de controlar quando combinadas com o corante contrastante 
fucsina básica. Para obter uma dessas soluções, num frasco separado misturar em proporções iguais 
etanol puro (100%) e xilol. Na hora de usar o corante, acrescentar 0,5ml da solução-mãe concentrada 
a um volume total de 100ml da solução álcool-xilol (solução diluída de uso). O kit contém a solução 
mais concentrada do corante já preparada. Como o caso da fucsina, a solução mais diluída do 
corante poderá ser eventualmente usada, a critério do professor. 
15
4) Solução de lugol
A reação com lugol localiza os depósitos intracelulares de amido, que tomam uma coloração 
azulada ou marrom muito intensa. Para o preparo da solução de uso, dissolver 2g de iodeto de 
potássio em água destilada e acrescentar 2g de iodo ressublimado de tal modo que o volume 
final seja de 200ml. A mistura com iodo deve ser realizada dentro da capela do laboratório, com a 
finalidade de se evitarem os vapores da fração de iodo sólido que se sublima naturalmente. Agitar 
muito bem, deixando em repouso (algumas horas a uma semana), filtrar e guardar em frasco âmbar. 
Para aplicar o lugol (verificação da “reação com lugol”) basta colocar os cortes, sem diafanizá-los, em 
cima da lâmina, adicionar algumas gotas do reagente e montar com o próprio reagente a lâmina semi-
permanente. A coloração típica da reação se perde de maneira relativamente rápida com o passar 
do tempo. Esta solução de lugol já preparada está incluída no kit. Trata-se de uma atividade 
separada, que será usada pelo professor para detecção de amido nas preparações histológicas.
5) Outras soluções de corantes 
A escola poderá adquirir outros corantes normalmente usados em preparações histológicas 
vegetais, como a safranina, o cristal violeta (violeta de genciana) e o azul de metileno. Detalhes 
sobre seu uso e suas propriedades tintoriais, bem como sobre o preparo de suas soluções, podem ser 
encontrados em textos acessíveis como os de Beçak & Paulette (s/data) e Kraus & Arduin (1997), que 
consultamos para o preparo deste texto e cuja leitura indicamos para os mais interessados. Pequenas 
quantidades desses corantes foram preparadas para uso eventual pelo professor e também fazem 
parte do kit.
Referências
Beçak W, Paulette-Vanrell J. Técnicas de citologia e histologia. Livraria Nobel, São Paulo, s/data.
Kraus J.E.; Arduin M. Manual básico de métodos em morfologia vegetal. Editora Universidade Rural, 
Seropédica, 1997
Otto P.A. Construção e uso de um micrótomo de mão, empregado para obtenção de cortes finos de tecidos 
vegetais e animais. Genética na Escola v. 6, n.1, p. 27-33, 2011 (http://www.geneticanaescola.com.br/
Ano6vol1.html).
Otto, P.A, Dessen E.M.B. Observação da estrutura interna dos vegetais. Guia de uso de micrótomo manual 
https://genoma.ib.usp.br/files/upload/44/corte-e-coloracao.pdf 
https://genoma.ib.usp.br/files/upload/44/manual-2.pdf 
https://genoma.ib.usp.br/files/upload/44/protocolo-microtomo-final.pdf
16
https://genoma.ib.usp.br/files/upload/44/corte-e-coloracao.pdf
https://genoma.ib.usp.br/files/upload/44/manual-2.pdf
https://genoma.ib.usp.br/files/upload/44/protocolo-microtomo-final.pdf
ObservaçãO da estrutura 
interna dOs vegetaisOrganização: Paulo Alberto Otto Eliana Maria Beluzzo Dessen
Colaboração: Verônica Angyalossy
Diagramação: Regina de Siqueira Bueno
O Micrótomo manual
Cabo, por onde o 
instrumento é seguro
tubo cortador tubo extrator
tubo 
cortador
vidro de relógio
navalha
tubo 
extrator
Micrótomo
Poço 
em que é 
colocado 
o material 
a ser 
seccionado
Platina,onde é apoiado o 
instrumento de corte
borboleta 
usada para girar 
o parafuso que 
empurra o cilindro 
de alumínio com 
o material a ser 
seccionado no poço.
Cada 1/10 de volta 
produz cortes com 
cerca 50 a 100 µm.
Conteúdo do Kit
117
Obtenção de suporte 
para cortar os órgãos vegetais
1
3
5 6
Cortar uma fatia de cenoura 
com 1 cm de espessura.
Usar o tubo 
extrator 
para retirar 
o cilindro 
de cenoura 
de dentro 
do tubo 
cortador. 
Usar a faca para fazer um sulco 
longitudinal nos lados internos 
dos pedaços de cenoura 
obtidos no item anterior.
Esta peça será usada para obter 
cortes de caules e raízes.
2 Pressionar o 
tubo cortador do 
micrótomo sobre 
a parte mais 
central da fatia 
de cenoura. 
Manter o tubo 
cortador na 
posição vertical. 
Repetir os passos 1 a 4 para obter um 
segundo cilindro de cenoura cortado ao meio. 
NÃO fazer o sulco interno (passo 5) neste 
cilindro de cenoura.
Esta peça será usada para 
obter cortes de estruturas 
planas, como folhas.
 
1 cm
4 Cortar ao meio o cilindro de cenoura 
com o auxílio da faca.
218
1
3
5
4
6
Colocar o pedaço de folha que deseja estudar 
numa das metades do cilindro de cenoura.
Colocar o cilindro de cenoura contendo o 
tecido a ser estudado no orifício do micrótomo 
de mão. Regular a profundidade do orifício 
movendo o parafuso central pela borboleta 
para que o cilindro de cenoura se encaixe 
perfeitamente.
Colocar cuidadosamente a fatia do tecido 
obtida (sem a cenoura), com o auxílio 
de pincel sobre um vidro de relógio 
contendo 20 gotas de água. Repetir o 
procedimento para obter outras fatias.
2 Colocar a outra metade do cilindro sobre o 
tecido a ser estudado como em um sanduiche
Usar a navalha de mão para cortar 
uma fina fatia de cenoura + tecido. 
Manter a navalha na posição 
horizontal, paralela à 
platina do micrótomo. 
Desprezar esta 
primeira fatia. 
Girar muito pouco a 
borboleta no sentido 
horário (cerca de 
 de volta). 
Usar a navalha para 
fazer mais um corte.
Selecionar, com o auxílio de uma lupa de mão, 
as fatias mais finas obtidas. Transferir com o 
auxílio do pincel os cortes desejados para outro 
vidro de relógio contendo 10 gotas de água + 
10 gotas de hipoclorito de sódio. 
Aguardar 5 minutos.
Obtenção de cortes finos 
de caules e raízes
3
5 
minutos 
Á
gu
a 
de
st
ila
da
H
ip
oc
lo
rit
o
 d
e 
só
di
o
19
Coloração dos 
tecidos vegetais cortados
1
3
5 6
Lavar os cortes obtidos para a retirada do 
hipoclorito de sódio. 
A lavagem é feita escorrendo-se a solução 
de hipoclorito do vidro de relógio e 
acrescentando-se água destilada. 
Repetir o procedimento até não sentir 
mais o cheiro de hipoclorito de sódio.
Escorrer o etanol 70% 
do vidro de relógio. 
Usar o pincel para 
manter os cortes 
no vidro de relógio. 
Acrescentar 20 
gotas de etanol 
50%. Aguardar 
3 minutos. 
Escorrer o 
etanol 50%.
Acrescentar sobre os cortes, com a pipeta de 
plástico, 1ml de etanol 50%. Escorrer o etanol 
contendo o excesso de corante e acrescentar 
mais 1 ml de etanol 50%. 
2 Desidratar os tecidos cortados acrescentando 
sobre os tecidos, no vidro de relógio, 
20 gotas de etanol 70%. 
Aguardar 3 minutos.
Colocar sobre os cortes 5 gotas do corante 
fucsina 0,5%. Aguardar 30 segundos.
4 Colocar sobre os cortes 5 gotas do corante 
verde firme (fast green) 0,5%. 
Aguardar 1 minuto. 
3 
minutos 
3 
minutos 
1 
minuto
30
segundos
420
Coloração dos 
tecidos vegetais cortados
7
11
Acrescentar sobre os cortes, com a pipeta 
de plástico, 1mL de etanol 50%. Escorrer 
o etanol contendo o excesso de corante 
e acrescentar mais 1 mL de etanol 50%. 
Repetir o procedimento até que não 
haja restos de corante no etanol.
Observar ao microscópio nos 
aumentos de 40 e de 100 vezes. 
Desenhar as estruturas observadas.
8 Transferir os cortes para 
uma lâmina de vidro, com 
o auxilio do pincel. Cobrir 
os tecidos cortados e 
corados com 1 gota de 
glicerina 50%. 
O corante verde firme cora de verde a 
parede primária das células (celulósica) 
e o corante fucsina 
cora em rosa 
escuro a parede 
secundária 
das células 
(lignificadas).
 
continuação
10 Vedar as bordas 
da lamínula com 
esmalte incolor. 
Esta é uma 
preparação 
semipermanente 
que pode durar 
vários meses. 
40x
100x
9 Cobrir a preparação 
com uma lamínula.
521