RELATORIO ESTAGIO

Prévia do material em texto

INTRODUÇÃO:
A prática de manipulação de medicamentos data dos meados do século XVII, quando curandeiros e boticários preparavam em suas boticas fórmulas à base de ervas medicinais nativas. No começo do século XIX apareceram os primeiros cursos de farmácia nas universidades de medicina e somente em 1898 surgiu a primeira faculdade de farmácia no Brasil situada em São Paulo. As drogarias de manipulação no Brasil registraram aumento constante até a década de 1950 onde foi percebida a chegada da indústria farmacêutica incentivada pelo governo de Getúlio Vargas. Nesse período, os remédios começaram a ser produzidos em massa e as farmácias se espalharam, levando à queda da prática da manipulação de fórmulas. Nos anos de 1970, visto que os médicos precisavam de formas de medicamentos não disponíveis nos catálogos das indústrias, as farmácias de manipulação voltaram a crescer no mercado brasileiro. No entanto, apenas nas décadas de 1980 e 1990 tiveram um aumento significativo devido à introdução de novas tecnologias e ao surgimento de empresas distribuidoras que começaram a fornecer ingredientes fracionados para as farmácias (SILVA, 2020). 
Nos últimos tempos, o crescimento da demanda por remédios manipulados tem sido impulsionado por vários motivos, e suas vantagens são numerosas, como a personalização do tratamento em circunstâncias especiais, que representa a principal justificativa para os medicamentos manipulados. Além disso, o preço final também tem se tornado um atrativo para os consumidores de medicamentos (SILVA, 2020).
Além disso, a manipulação de formulações permite a escolha de excipientes para alérgicos e determinados compostos, evita o desperdício, uma vez que é manipulada apenas a quantidade prescrita, o que reduz consequentemente a automedicação. Nesse contexto, a farmácia de manipulação manipula fármacos de praticamente todas as categorias terapêuticas. O aumento da procura e consequentemente da produção de medicamentos manipulados resultou em uma maior preocupação com a qualidade desses produtos. Desta forma, a Agência Nacional de Vigilância Sanitária, Anvisa, publicou em 19 de abril de 2000 a primeira regulamentação específica para este setor, a Resolução da Diretoria Colegiada de número 33, a qual institui as boas práticas de manipulação em farmácias e propiciou melhoras quanto à qualidade dos produtos manipulados. Em 2003, foi estabelecido a RDC nº 354, a qual estabelece critérios para manipulação de substâncias de baixo índice terapêutico devido a casos de intoxicação causados por medicamentos manipulados. No dia 12 de dezembro de 2006, foi criada a RDC nº 214, posteriormente revogada pela RDC nº 67, de 8 de outubro de 2007, a qual se encontra em vigor até nos dias atuais (SILVA, 2020).
 Esse regulamento técnico estabelece os requisitos mínimos necessários para a prática das atividades de manipulação de formulações personalizadas e padronizadas na farmácia, abrangendo desde as instalações, equipamentos e recursos, aquisição e controle da qualidade da matéria-prima, armazenamento, avaliação farmacêutica da prescrição, manipulação, fracionamento, conservação, transporte e entrega das formulações. Além disso, inclui a prestação de atenção farmacêutica aos usuários e seus responsáveis, com o objetivo de garantir a qualidade, segurança, eficácia e promover o uso racional dos produtos (BRASIL, Ministério da Saúde).
A RDC 67 dispõe sobre as boas práticas de manipulação de produtos magistrais e oficinais, sendo composta por um Regulamento técnico, que se aplica para todos os grupos de farmácia e VI anexos, sendo eles: 
Anexo I: Manipulação de medicamentos a partir de insumos/matérias primas, inclusive de origem vegetal. 
Anexo II: Manipulação de substâncias de baixo índice terapêutico.
 Anexo III: Manipulação de antibióticos, hormônios, citostáticos e substâncias sujeitas a controle especial. 
Anexo IV: Manipulação de produtos estéreis. 
Anexo V: Manipulação de medicamentos homeopáticos. 
Anexo VI: Manipulação de doses unitárias e unitarização de dose de medicamentos em serviços de saúde.
 As farmácias magistrais ou farmácias de manipulação têm tido grande crescimento nos últimos anos. O Brasil, por sua vez, é um dos países com a maior quantidade desse tipo de estabelecimento, chegando a cerca de oito mil farmácias. No ramo farmacêutico, esta é uma das áreas que mais crescem, tornando-se uma fonte importante de economia no mercado brasileiro. Este crescimento pode se dar pelo fato de que, nestes estabelecimentos, os medicamentos são manipulados de forma individual, na dose específica, atendendo às características de cada paciente, além de existirem diversas formas farmacêuticas disponíveis para a escolha ( LOPES, SILVEIRA FILHO, 2022).
Dados do setor magistral no Brasil mostram que seu faturamento médio é superior a R$876 mil ao ano, e que em 2019 o setor faturou R$6,96 bilhões, com uma margem de crescimento relativo de 5,8% acima da inflação (ANFARMAG, 2021).Nesse contexto de importância e crescimento é imprescindível que os processos de produção possam garantir qualidade, segurança e eficácia dos medicamentos produzidos artesanalmente. Assim as Boas Práticas estabelecem um plano para diferentes etapas do processo, que vai desde o atendimento ao cliente, aquisição de matérias-primas e embalagens, avaliação farmacêutica do receituário, manipulação, controle da qualidade e dispensação do .medicamento até a manutenção da estrutura física, equipamentos, setor administrativo e equipe técnica (BUSANELLO et al, 2017). Os cuidados em seguir as legislações com relação às boas práticas levam a uma redução das contaminações ocorridas nas manipulações, tendo em vista os cuidados com a matéria-prima, instrumentos, vidrarias usadas e a forma de manipular (Santos et al., 2022).
OBJETIVOS:
Aprender e compreender o processo de manipulação de medicamentos personalizados de acordo com as prescrições medicas e as boas práticas farmacêuticas, participando ativamente do processo de preparação, fracionamento, conservação das formulações magistrais.
ATIVIDADES DESENVOLVIDAS:
AULA 1: LAVAGEM DAS MÃOS 
A lavagem correta das mãos é uma das medidas mais simples e eficazes para prevenir a propagação de agentes patogênicos, além de promover hábitos saudáveis. A higiene das mãos (HM) é uma estratégia de implementação fácil, pouco custo e que possui grande impacto no controle das Infecções Relacionadas a Assistência à Saúde (IRAS). Segundo a Organização Mundial da Saúde (2009), as infecções relacionadas à assistência à saúde (IRAS) constituem impactos graves e na saúde da população e têm um impacto econômico significativo sistemas de saúde em todo o mundo ( Silva, et al., 2024)
Medida é simples e é uma das ações mais eficazes para redução da transmissão de microrganismos causadores de doenças infecciosas preveníveis (BRASIL, Ministério da Saúde)
A higienização das mãos é a parte inicial para manutenção das boas práticas de fabricação dentro de um laboratório de produtos farmacêuticos. Por isso, faz-se imprescindível iniciar o estágio com essa aula e mantê-la durante todo processo.
No primeiro dia de estágio, começou com a apresentação de toda turma à professora, logo, dando início as práticas. Após enfatizar toda importância sobre a higienização das mãos e explicar os procedimentos a serem seguidos, cada aluno se dirigiu a fazer sua prática.
O Ministério da Saúde recomenda medidas básicas de higiene, como:
· Lavar bem as mãos (dedos, unhas, punho, palma e dorso) com água e sabão, e, de preferência, utilizar toalhas de papel para secá-las.
· Além do sabão, outro produto indicado para higienizar as mãos é o álcool gel, que também serve para limpar objetos como telefones, teclados, cadeiras, maçanetas, etc.
AULA 2: COLOCAÇÃO DE LUVAS ESTÉRIES
A indústria farmacêutica desempenha um papel crucial na sociedade ao fornecer medicamentos seguros e eficazes para os pacientes. Garantir a segurançados medicamentos é uma responsabilidade fundamental dessa indústria, e isso vai além do simples desenvolvimento de produtos. A compreensão profunda das práticas de sala limpa e seu impacto na qualidade dos produtos farmacêuticos é fundamental para todos os envolvidos na indústria -desde engenheiros e cientistas até reguladores e profissionais de garantia de qualidade (Cunha et al., 2023).
Com isso, faz-se necessário a utilização de produtos estéreis , com o objetivo de reduzir o risco de contaminação, realizar procedimentos asséptica (livre de microrganismos).
DESCRIÇÃO DOS PROCEDIMENTOS 
Procedimento para calçar as luvas: 
1º Escolher numeração de acordo com tamanho das mãos (6,5 – 8,5); 
2º Retirar relógio e adornos; 
3º Higienizar as mãos (PRT.CCIRAS.001); 
4º Colocar o pacote em uma superfície limpa (bancada, mesa de cabeceira, bandeija); - OBS: Não abrir o pacote de luvas sobre o leito do paciente. 
5º Abrir embalagem externa das luvas; 
6º Abrir a embalagem interna por meio das abas existentes, sem contaminar o conteúdo do pacote; 
7º Abrir as abas delicadamente, sem tocar as luvas para não contamina-las; 
8º Identificar as luvas da mão direita e esquerda; 
9º Levantar a luva a ser calçada com a mão oposta, fazendo uma pinça com o polegar e indicador, tocando somente na parte inferior da dobra do punho (face interna da luva). 
- OBS: Calçar primeiro a mão dominante, com auxílio da outra mão, pegar apenas na parte interna da luva. 
10º Calçar luva com a palma da mão voltada para cima e os dedos unidos, procurando ajustar os dedos internamente sem tocar na parte externa da luva, mantendo distância do campo estéril, do próprio corpo e de qualquer fone de contaminação; - OBS: Não se preocupar caso os dedos fiquem mal posicionados dentro da luva. 
11º Colocar os dedos da mão enluvada (exceto polegar) na parte interna da dobra do punho da segunda luva (mão não dominante), expondo sua abertura; 
12º Puxar cuidadosamente a segunda luva calçando a mão não dominante. Cuidados para não tocar superfície estéril com não-estéril; 
13º Com a mão dominante já enluvada, segurar na parte externa da luva, por dentro da dobra. Esta servirá de apoio para segurar. 
14º Com a segunda luva calçada, posicionar os dedos corretamente, ou até mesmo melhorar o calçamento da luva, evitar manipular na região dos punhos para não haver contaminação;
Procedimento para retirada das luvas:
1º Manter as luvas contaminadas com os dedos voltados para baixo; 
2º Com a mão oposta enluvada, segurar a face externa da luva, na altura do punho; 
3º Tracionar a luva para retirá-la da mão, virando-a pelo avesso; 
4º Prender a luva na mão que ainda está enluvada; 
5º Com a mão desenluvada, colocar o dedo indicador e médio na face interna da luva da mão oposta (dentro do punho da luva – não contaminada); 
6º Tracionar a luva com o mesmo movimento anterior, retirando-a de forma que uma luva permaneça dentro da outra e o lado contaminado para dentro; 
7º Descartar luvas em lixo adequado; 
8º Higienizar as mãos;
AULA 3: AEROSSOLTERAPIA
Inalação ou Nebulização é a aspiração do ar do ambiente com substância inaláveis como vapor de água, medicamentos, através da vias respiratórias para dentro dos alvéolos pulmonares. Difere da inspiração que se refere a uma das fases da respiração. A nebulização é um tipo de aerossolterapia ou oxigenioterapia, procedimento que utiliza a inalação de vapores como via medicamentosa. Tal método é amplamente indicado no tratamento de problemas respiratórios agudos e crônicos de diversas origens, incluindo asma, bronquites, sinusites, infecções e inflamações em geral. Também é atuante na administração de medicamentos broncodilatadores e na umidificação das vias aéreas, além de fluidificar secreções (BRASIL, Ministério da Saúde).
Procedimento em sala: 
Materiais: 
· Copinho e circuito de nebulização;
· Fonte de oxigênio ou ar comprimido;
· Intermediário plástico ou borracha;
· Soro fisiológico;
· Seringa para medir dose prescrita do medicamento.
(Não foi utilizado medicamento, sendo a prática somente para fins demonstrativos)
Métodos:
Após toda a montagem do aparelho, uma aluna se habilitou para receber a aerossolterapia, sendo aplicado por um outro aluno voluntário. Foi feita toda higienização necessária e medido o soro fisiológico para a aplicação , o tempo de tratamento por 3 minutos.
AULA 4: ANTROPOMETRIA (Peso, altura e cálculo IMC)
 Antropometria é a análise da composição corporal foi realizada a mensuração do peso corporal e da estatura para o cálculo do Índice de Massa Corporal (IMC = peso/estatura²). Foi explicado a todos em sala os seguintes passos para a realização desta prática:
PESO: 
· Lavar as mãos. 
· Verificar o peso com o cliente descalço e com a mesma quantidade de roupa
· Nivelar o "fiel" e imobilize-o sempre antes do cliente subir na balança; 
· Colocar o cliente no centro da balança, de costas para a escala, pois facilitará a verificação da altura; 
· Perguntar ao cliente seu peso anterior e/ou consulte o prontuário
· Deslizar o peso da balança sobre a escala até marcar o "peso real do cliente"; 
· Solicitar ao cliente (ou auxilie-o) a descer da balança, a calçar-se e recolocar a roupa retirada (se necessário) e; 
· Recolocar o peso da balança no ponto zero, e trave-a. 
ALTURA: 
· Colocar o cliente de costas, como já vimos anteriormente, seus pés devem estar juntos, o corpo e a cabeça ereta; 
· Aproximar todo o corpo da haste métrica da balança, repousando levemente a haste horizontal sobre a cabeça do cliente, verifique a altura na haste milímetrada;
· Após a verificação do peso e da altura, registre os dados no prontuário e informe ao cliente seus dados, caso ele solicite e; 
· Lavar as mãos.
Logo após, a sala foi dividida em dupla e cada dupla fez sua avaliação de antropometria, verificando altura e peso e depois, o cálculo de imc. Minha dupla foi Kaliane Cristina Vasconcelos, chegando a esses resultados:
 ADRIELLI:
· Peso: 59,90 kg
· Altura: 1,60 (1,60 x 1,60 = 2,56)
· 59,90 / 2,56 = 23,39 (peso dividido pela multiplicação da altura)
· Imc: 23,39.
KALIANE: 
· Peso: 58,90 kg
· Altura: 1,58 (1,58 x 1,58 = 2,49)
· 58,90 / 2,49 = 23,65 (peso dividido pela multiplicação da altura)
· Imc: 23,65.
Materiais:
· Balança;
· Fita antropométrica;
· Calculadora;
AULA 5: SINAIS VITAIS (Pulso, Frequência respiratória, Pressão arterial e Temperatura)
Objetivando propiciar um maior conhecimento sobre o assunto, a sala foi dividido em grupo para que pudéssemos verificar cada sinal dentre os integrantes do grupo.
De acordo com o Ministério da Saúde os valores normais de referência para cada um dos sinais vitais, são:
Temperatura corporal: entre 35 º C e 36º C.
Frequência cardíaca (pulso): entre 60 e 90 bpm.
Pressão arterial Sistólica: entre 100 e 140 mmHg e diastólica entre 60 e 90 mmHg.
Saturação de oxigênio sanguínea: cima de 96.
Respiração: entre 16 e 20 mrpm.
Em sala, verificamos, pulso, frequência respiratória e pressão arterial.
· Pulso:
· Frequência respiratória: 18 pm
· Pressão arterial:
· Temperatura: 36,4 ºc
· 
Materiais:
· Estetoscópio 
· Esfigmomanômetro 
· Relógio 
· Termômetro 
Procedimentos:
Pulso (P): 
1.Lavar as mãos; 
2.Colocar os dedos indicador e médio sobre a artéria, pois o polegar tem pulso próprio e pode provocar confusão com o pulso do cliente; 
3.Aplicar ligeira pressão até sentir o pulso, mantendo-a. Cuidado: o excesso de pressão interrompe o fluxo sanguíneo, eliminando o pulso;
4.Contar o pulso durante um minuto; 
5.Registrar os dados.
Frequência respiratória (FR):
1. Lavar as mãos; 
2. Observe os movimentos de elevação e retração do tórax (inspiração e expiração), sendo que os dois movimentos somam um movimento respiratório; 
3. Contar durante um minuto e; 
4. Anotar dados.
Pressão arterial (PA):
1. Lavar as mãos 
2.Colocar o cliente em posição confortável, "sentado" ou "deitado", com o braço E, na altura do coração, o que possibilita verificação do valor real, pois o braço acima do nível do coraçãodá valor falsamente baixo; e abaixo do nível do coração, o valor eleva-se; 
3. Colocar o esfigmomanômetro na parte superior do braço, de modo que a borda inferior fique 2,5 cm acima do espaço anticubital, permitindo compressão da artéria braquial e a colocação adequada do estetoscópio; 
4. Palpar a artéria braquial e colocar o estetoscópio; Localizar a artéria radial, mantendo os dedos indicador e médio sobre a mesma, de maneira que consiga sentir a pulsação; 
5. Fazer a insuflação do manguito até que o mercúrio suba 200 mmHg após o desaparecimento do pulso radial ou braquial, pois a pressão do mesmo insuflada sobre o braço, evita que o sangue flua através da arterial braquial; 
6. Abrir a válvula da pêra do manguito liberando o ar, e leia no manômetro o ponto em que se ouve o primeiro ruído (som), regular audível "Korotkoft". A lenta liberação do ar reduz a compressão sobre o braço, gradualmente, permitindo perceber o som quando o sangue começa a entrar na artéria; 
7. Continuar abrindo a pêra, quando a pressão vai diminuindo, passando de um som claro para um som surdo - PA diastólica (mínima) 
8. Esvaziar toda a pressão do manguito, deixando em zero o manômetro e; 
9. Registrar dados.
Temperatura (T/ºC):
1. Lavar as mãos; 
2. Explique ao cliente o que vai ser realizado, para diminuir a ansiedade do mesmo; 
3. Solicitar que o cliente sente-se ou deite-se na cama/maca; 
4. Solicitar que o cliente seque a região axilar, pois a axila úmida altera o valor, já que a umidade absorve o calor; caso ele não consiga secá-la, faça você este procedimento; 
5. Certificar-se que a coluna de mercúrio está abaixo de 35°C; 
6. Realizar assepsia; 
7. Colocar o termômetro com o reservatório de mercúrio bem no côncavo da axila, de maneira que o bulbo fique em contato direto com a pele. Quando o bulbo permanece na axila contra os vasos sanguíneos superficiais e as superfícies da pele se juntam, reduzindo a quantidade de ar que rodeia o bulbo, obtém-se uma medida de temperatura do corpo relativamente precisa; 
8. Pedir para o cliente para comprimir o braço de encontro ao corpo, colocando a mão no ombro oposto, evitando o deslocamento do termômetro; 
9 .Deixar o termômetro na axila por 5 a 7 minutos; 
10. Retirar o termômetro e fazer a leitura elevando o termômetro ao nível dos olhos; 
11. Fazer a desinfecção do termômetro da escala para o bulbo, pois a desinfecção feita nesta direção indica o local menos contaminado para o mais contaminado e sacudi-lo cuidadosamente até que a coluna de mercúrio desça abaixo de 35º C (usar movimentos circulares = força centrífuga); 
12. Lavar as mãos; 
13. Registre o valor da temperatura.
AULA 6: EXAME FISICO GERAL (Inspeção, palpação, percussão, ausculta).
Proporcionar maiores entendimentos sobre os assuntos mencionados (o exame físico pode-se utilizar diversas técnicas e manobras sendo que as principais são: a inspeção, a palpação, a percussão e a ausculta).
• INSPEÇÃO: exame visual do paciente com a finalidade de descobrir características físicas significativas. panorâmica (visão do corpo inteiro) ou localizada (segmentos corporais). 
• PALPAÇÃO: exame corporal empregando o sentido do tato com o objetivo de determinar as características dos órgãos e tecidos. 
• PERCUSSÃO: Consiste em dar golpes na superfície do corpo, de forma rápida, para produzir sons que permitem ao examinador determinar a posição, tamanho, densidade de uma estrutura subjacente (vizinha). 
• AUSCULTA: Consiste em escutar os sons produzidos nos diferentes órgãos do corpo com objetivo de descobrir variações e desvios em relação as suas próprias características.
Materiais:
· Maca 
· Estetoscópio
Métodos:
Esta aula foi exclusivamente explicativa, não tivemos prática.
AULA 7: ADMINISTRAÇÃO POR VIA SUBCUTÂNEA
Consiste na administração de medicamentos no tecido subcutâneo (SC). O uso da via é indicado quando se almeja absorção gradual e sistêmica do medicamento. Não deve ser administrado sobre cicatrizes, locais com edema, hematomas, rubor, calor, dor, locais com alterações como hipotrofia ou hipertrofia do tecido SC. O volume máximo a ser aplicado nessa via é de 2 ml. A via SC é muito utilizada para a administração de anticoagulantes e de insulinas (Barbosa et al., 2022)
Usada para administração de vacinas, anticoagulantes e hipoglicemiantes. Locais possíveis de administração: face externa e posterior do braço (3 dedos abaixo da axila e 3 dedos acima do cotovelo), terço médio da face lateral da coxa (4 dedos abaixo da virilha e 4 dedos acima do joelho), abdome distanciando em torno de 2,5 cm da cicatriz umbilical, quadrante superior externo das nádegas (Barbosa et al., 2022)
As insulinas e os anticoagulantes são considerados medicamentos potencialmente perigosos, requerendo dupla conferência para evitar erros, o que deve ser feito por dois profissionais. Heparinas devem ser administradas no abdome e região da coxa. Gestantes não devem receber administração na região abdominal no último trimestre da gravidez (Barbosa et al., 2022)
É importante realizar o rodízio dos locais de aplicação em caso de injeções frequentes a fim de evitar lipodistrofias no tecido subcutâneo.
Materiais:
· Luvas de procedimento;
· Cuba rim;
· Seringa de 01 ml;
· Agulha 13x4,5;
· Álcool a 70%;
· Algodão.
Métodos:
· Higieniza o local com algodão e álcool;
· Faz uma prega para fazer a aplicação;
· Seringa e agulha num ângulo de 90 graus com bisel lateralizado. 
AULA 8: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE
A aula de determinação de umidade foi para verificar a determinação de água em drogas vegetais. A sala foi dividida em grupos, e em cada grupo foi utilizado uma droga, realizando assim os testes.
Materiais:
· 2g de folha do abacate
Métodos:
Após pesar as 2g de folha de abacate, macera e macera a folha, num grau e pistilo, que foi pesado após a maceração (dando um peso de 1,9573g), logo, foi levado a estufa à 105ºC por 1 hora (das 16:24 às 17:24) e pesa novamente. O peso após estufa foi de 1,7897kg.
Cálculo: 
peso da maceração - peso após estufa. O resultado divide por 2, e multiplica 100%. Chegando ao resultado da perda em porcentagem.
1,9573g - 1,7897 = 0,1676
0,1676/2 = 0,0838 x 100 = 8,38%
 Perca de H2O = 8,38%
 
AULA 9: SABONETE LIQUIDO DE CAMOMILA
O sabonete é um aperfeiçoamento do sabão em que são aplicados em seu processo de fabricação produtos mais nobres como glicerina, extratos etanólicos, corantes e aromatizantes. O primeiro sabão foi feito pelos fenícios em 600 a.C. fervendo o sebo com água e cinzas de madeira. No século VII, os árabes descobriram a técnica da saponificação, combinando óleos naturais, gorduras animais e soda cáustica. Mais tarde, os espanhóis introduziram o azeite para tornar o aroma mais agradável (Silva, Gonzaga, Feletto, 2023).
A produção de sabonetes líquidos mais comum no mercado é composta por tensoativos, lauril éter sulfato de sódio e cotensoativos como cocamidopropil betaína, utilizado para demonstrar a estabilidade da espuma, aumentar a viscosidade e reduzir o ponto de turvação (SILVA-FILHO; SENA, 2008). Hoje, quase todos os sabonetes líquidos são formados a partir de ingredientes que são surfactantes sintéticos ou derivados de produtos naturais. (RIBEIRO, 2010). Seus ingredientes também incluem espessantes, conservantes, agentes quelantes, substâncias ativas e fragrâncias (Silva, Gonzaga, Feletto, 2023).
Historicamente, a natureza tem sido uma importante fonte de moléculas obtidas de fontes naturais para fins terapêuticos, preparações caseiras e medicamentos, durante os anos muitas drogas foram desenvolvidas e obtidas de diferentes fontes naturais (Silva, Gonzaga, Feletto, 2023).
A Camomila (Matricaria chamomilla L.) é uma espécie de planta medicinal bem conhecida da família Asteraceae, sendo nativa do sul e leste da Europa. Também é cultivada na Alemanha, Hungria, França, Rússia, Iugoslavia e Brasil (SINGH et.al., 2010). É uma das plantas medicinais mais citadas em pesquisas e análises qualitativa, para uso de adultos ou crianças. Possuindo um campovasto onde pode ser utilizada como sedativa, anti-inflamatória, antiespasmódica, analgésica, hipertensão arterial, dermatite e inflamação cutânea.   Suas aplicações terapêuticas são usadas externamente para dermatite de fraldas, picadas de insetos, erupções dentarias, flebite, hemorróidas, micose, gengivite, úlceras, queimaduras, cortes profundos e infecções de pele (Silva, Gonzaga, Feletto, 2023).
Materiais:
· 15g de camomila
· 150ml de água destilada
· Glicerina 70ml 
· 5ml de óleo de amêndoas 
· 0,5g de nipazol 
Métodos:
Após pesar as 12g de camomila, a deixou reservada em um béquer. Os 150ml de água destilada foram para aquecimento ate ferver. Após a fervura da água, foi despejado ao béquer com a camomila. Logo, com uma peneira foi retirado o máximo possível de extrato do concentrado de camomila. A esse extrato de camomila, adiciona o nipazol, com um pouco de glicerina para homogeneizar. Depois, foi adicionado toda a glicerina, o óleo de amêndoas e homogeneizou. Para finalizar, o sabonete foi adicionado em recipientes e dividido para os integrantes do grupo.
AULA 10: PRODUÇÃO DE XAROPE FITOTERÁPICO
A fitoterapia é conhecida como uma prática arcaica e milenar. Desde os primórdios da origem humana, as plantas medicinais se tornaram alternativas para cura e tratamento de diversas doenças, alívio de dor e cura de patologias. Esses conhecimentos foram sendo repassados de uma geração à outra através do senso comum, principalmente pelo seu uso ser motivado através de razões sociais ou econômicas, como dificuldades ao acesso à uma consulta médica ou ainda, na aquisição de medicamentos farmacêuticos, devido à localização, como no caso de municípios localizados em áreas de difícil acesso à drogarias, como a zona rural (Campos, Nascimento, Silva, 2021).
Dessa maneira, o uso de plantas medicinais é realizado por povos antigo que se utilizavam de raízes e plantas para tratamento de doenças e rituais de cura. Contudo, somente nos últimos anos que os estudos foram se avançando para a verificação da eficácia relacionada com as substâncias ativas pertencentes à propriedade, comprovando-se os mecanismos de ação e a efetividade dos compostos ativos dessas plantas em ação com o corpo humano (Campos, Nascimento, Silva, 2021). 
O xarope a ser produzido na aula em questão foi o fitoterápico de Guaco e Própolis. Sendo esse, conhecido por suas propriedades voltadas ao tratamento de doenças respiratórias, tosse, gripe e bronquite. Essa atuação se dá pelo fato de possuir propriedades analgésicas e anti-inflamatórias.
A sala foi dividida em grupos para a realização da prática, com os seguintes passos:
Materiais:
· 2ml de Guaco
· 0,5ml de Própolis
· 20g de sacarose
· 10ml de água
· 0,04 de metilparabeno
Métodos:
Em um béquer foi aquecido a água com o metilparabeno já dissolvido. A sacarose é adicionada com a água aquecida. Muito importante enfatizar que o aquecimento da água deve ser monitorado, com um termômetro na água, a 70ºC, porque acima de 80ºC a sacarose carameliza. Depois de retirar do aquecimento, foi adicionado o Guaco e o Própolis, homogeneizado e envazado. 
AULA 11: ANÁLISE DO MEL
Realizar a identificação do mel, com finalidade de descobrir se o produto é genuíno, artificial ou falsificado. A sala foi dividida em grupo, e cada grupo realizava os testes. 
TESTE MICROBIOLÓGICO
· 1 gota de mel na lâmina + 1 gota de glicerina e coloca a lamínula por cima; 
· Leva ao microscópio, lente 10/0,25 amarela;
· Reconhecer a presença de grupos de pólen, grãos de amido, resíduo de órgãos de abelha, elementos vegetais, cera e cristais de açúcar. 
Industrializado geralmente vai ser observado, grãos de açúcar e amido;
O natural, geralmente vai ser observado mais fragmentos das abelhas (órgãos da abelha).
O resultado do teste foi: foram encontrados grãos de polem e cristais de açúcar na primeira amostra. Chegando a conclusão de que é um mel industrializado.
Na segunda amostra não foi encontrado nada.
TESTE DE DENSIDADE
· Dissolver 1 parte de mel em 2 partes de água destilada;
· Transferir para uma proveta de tamanho apropriado;
· Introduzir o densímetro e anotar a densidade, que deve ser igual ou superior a 1,099 a 25 ºC.
Foi utilizado para o teste de densidade:
· 5ml de mel
· 10 ml de água destilada 
Adicionado em uma proveta junto com densímetro para medir a densidade da solução. Maior ou igual a 1,09 é o ideal para a densidade. Porém, o densímetro disponível para aula media uma concentração de até 1,05. Não tendo precisão do resultado.
DETERMINAÇÃO DE ACIDEZ DO MEL 
· 10g do mel 
· 50ml de água destilada 
· 5ml de hidróxido de sódio 
· 2 gotas de fenolftaleína
Em um béquer, foi adicionado a água e o mel para diluição, com o auxílio de um bastão de vidro, logo, adicionado as 2 gotas de fenolftaleína e homogeneizou bem. Nessa mesma diluição foi sendo acrescentado aos poucos o hidróxido de sódio até a solução mudar de cor para rosa. Com 2ml do hidróxido de sódio a solução mudou de cor, detectando que a acidez do mel está ideal. Se fosse preciso utilizar os 5ml do hidróxido de sódio, significaria que o mel estaria com acidez elevada, velho e/ou fermentado.
REAÇÃO DE LUND (precipitação)
Baseia-se na determinação de substâncias albuminoides precipitáveis como o ácido tânico. Determina também se houve adição de água ou outro diluidor no mel.
· 20 ml de água 
· 2g de mel 
· 500ml de ácido tânico 
Dissolver mel na água em uma proveta, homogeneizar com um bastão de vidro e acrescenta o ácido tânico até homogeneizar, logo, completa o volume de 40ml com água destilada e tampa a proveta com papel alumínio e verifica o resultado em 24 horas. 
OBS: Se o mel for de qualidade (natura) vai surgir o precipitado.
AULA 12: Capsulas de castanha da índia 1 cápsula de 200mg por 30 dias 
Capsula n° 1 
200 x 30 = 6.000 mg – 6g P.A (castanha)
150 x 30 = 4.500mg – 4,5g excipiente 
Cápsula n° 1 cabe até 400mg no total, 200 de principio ativo e 150mg de excipiente = 350 (ainda sobre 50 de espaço na capsula) 
Excipiente usado = Amido de milho 
Pesar a castanha e o amido, acrescentar no gral a castanha da índia e o amido, mistura com o pistilo 
Coloca as capsulas na encapsuladora e vem com o pó fazendo movimentos de vai e vem até preencher as capsulas, após fecha as capsulas 
AULA 13: Sabonete esfoliante 
60ml de Base pronta sabonete perolado 
10ml de extrato de camomila 
20mg de metilparabeno = 0,020g
10mg de propilparabeno = 0,010g 
1,3g de polietileno 
Corante laranja q.s.q
Essência de jasmim q.s.q
Acrescenta 60ml de sabonete na proveta.
Acresenta um pouco de sabonete no cálice, adiciona-se ao cálice o extrato de camomila, metil e propil e mistura, após acrescenta o polietileno e mistura, acrescenta o restante do sabonete e mexe devagar, adiciona o corante laranja e a essência de jasmim, após envasar
AULA 14: Esterilidade das mãos 
1. Suab
Placa de petri 
Chama
Solução salina
Absorver a solução salina com o suab próximo a chama, esfregar nas mãos o suab 
1.	Passar o suab na placa de petri próximo a chama na parte marcada para suja, 
2.	Após lava as mãos com detergente, esfrega o suab nas mãos, passa o suab contaminado na parte da placa marcada como detergente 
3.	Esfrega o suab nas mãos lavadas com detergente + álcool, sempre próximo a chama, passa o suab na parte marcada como detergente + álcool.
Após deixar na estufa por 24 horas a 37°C
AULA 15: Contaminação do ambiente (laboratório) 
Suab
Chama
Placa de petri
Solução salina 
Colhido com suab a sujidade do ar-condicionado, microsopio e bancada, após passou-se o suab na placa de petri, cada suab nos seus repectivos campos marcados, deixar na estufa a 37°C verificar em 24 horas. 
AULA 16: Analise da Hamamélis e castanha da índia 
Castanha da índia ( Saponinas e cumarinas ) 
Hamamélis ( Taninos )
1. Saponinas 
Em um tubo de ensaio:
1ml do extrato da castanha da índia
1ml de água destilada
após fechar o tubo de ensaio com o polegar e agitar fazendo movimentos para baixo e para cima 
Apresentou-se a espuma sendoconstato saponinas. 
1. Cumarina 
Em um béquer: 
1ml de extrato de castanha da índia + 5ml de éter mistura e coloca em banho maria até concentrar
Em um papel filtro coloca 1 gota do concentrado em cada lado do papel, adiciona-se 1 gota de hidróxido de sódio em cima da amostra, após leva a capela para verificar na luz UV, onde não se apresentou a presença de cumarinas. 
1. Hamamélis 
Cloreto férrico
Acetato de chumbo 
Ácido clorídrico com gelatina 
Em um tubo de ensaio adiciona 1ml de extrato de hamamelis 
Usou-se 3 tubos de ensaio com 1 ml de extrato de hamamelis em cada tubo 
TUBO 1= adicionou-se 5 gotas de cloreto férrico
TUBO 2 = adicionou-se 5 gotas de acetato de chumbo
TUBO 3 = adicionou-se 6 gotas de gelatina + 3 gotas de ácido clorídrico 
O tubo 1 precipitou em verde, significa que tem taninos taninos condensados
O tubo 2 precipitou em verde, significa que tem taninos taninos condensados (se fosse na cor branco seria taninos hidrolisados)
o tubo 3 Precipitou significando que está positivo para taninos 
AULA 17: Perfil fotoquímico de plantas
1. Ácidos orgânicos 
1ml de extrato de hamamélis 
3ml de água destilada 
3 gotas de reativo pascova
Em um tubo de ensaio adiciona 3ml de água destilada, 1ml de extrato hamamélis, 3 gotas do reativo de pascova A e 3 gotas do reativo de pascova B, ocorreu reação ficando na cor azul, sendo positivo para ácidos orgânicos. 
1. Polissacarídeos
1ml de extrato de hamamélis 
3ml de água destilada 
2 gotas de lugol
Em um tubo de ensaio cola-se 3ml de água destilada e 1 ml de hamamélis, acrescenta 2 gotas de lugol e agita o tubo
Não houve reação (continuou na cor amarela), sendo resultado negativo para polissacarídeos .
OBS: Na presença de polissacarídeos a solução ficaria azul. 
1. Fenois e taninos 
1ml de extrato de hamamélis 
3ml de água destilada 
3 gotas de cloreto férrico 
Em um tubo de ensaio adiciona-se 3ml de água destilada, 1 ml de extrato de hamaélis e 3 gotas de cloreto férrico, após agitação houve mudança de coloração para escura, sendo resultado positivo para fenóis e taninos.
OBS: Positivo se houver a mudança de coloração (Tanino hidrolisado)
 Positivo se houver precipitado (Tanino condensado) 
1. Alcaloides
2ml de extrato de hamamélis 
5 ml de ácido clorídrico 
6 gotas do reagente de mayer 
Em um tubo de ensaio adiciona-se o extrato de hamamélis, ácido clorídrico e 6 gotas do reagente de mayer, agita o tubo
Houve formação de precipitado esbranquiçado no fundo do tubo, apresentando resultado positivo para alcaloides. 
1. Depsídeos e depsidonas 
2ml de extrato de hamamelis 
5ml de éter 
3ml de metanol
3 gotas de cloreto de ferro
Em um frasco de erlenmeyer adiciona-se 2ml do extrato de hamamélis e 5ml de éter, leva ao banho maria até evaporar o éter, após acresecenta 3ml de metanol e 3 gotas de cloreto de ferro
Apresentou coloração escura acinzentada sendo resultado positivo. 
AULA 18: Hidratante labial
50g de vaselina
1ml de óleo de amêndoas 
3 gotas de essência de alecrim 
Aroma de morango q.s.q
Corante vermelho q.sq
Em um béquer coloca-se a vaselina e leva ao banho maria até derreter, adiciona-se 1ml de óleo de amêndoas e mistura, acrescenta 3 gotas de essência de alecrim e mistura, após acrescenta o aroma e o corante e mistura, deixar 10 minutos na geladeira, mexe mais um pouco e envasa. 
AULA 19: Antraquinonas 
1g de folha de goiaba 
8ml de éter
4ml de ácido sulfúrico 
5ml de clorofórmio 
Colocar em um béquer e pesar 1g da folha da goiaba, adiciona 8ml de éter as folhas da goiaba, após vai ao banho maria por 1 minuto a 60°C, adiciona 4ml de ácido sulfúrico, em seguida com a ajuda de um funil filtra com papel filtro para um tubo de ensaio, adiciona o clorofórmio e mistura, leva o tubo de ensaio a capela para adicionar 5ml de amônia lentamente pelas paredes do tubo e agita devagar. 
Ao misturar com a pipeta acabou explodindo, houve a reação de projeção.
A reação seria positiva para antraquinonas se a solução ficasse rosado ou avermelhado.
AULA 20: Pesquisa de flavonoides
10g de folha de boldo
90ml de álcool etílico 75%
Mistura em um béquer as 10g de folha de boldo e os 90ml de álcool etílico 75% leva ao banho maria por 2 minutos, após com ajuda de um funil e um papel filme filtrar a solução e completar até 100ml com álcool 
Pegar 2ml dos 100ml e levar para evaporar o álcool no banho maria
Adicionar 200mg de magnésio em amparas e 0,5 ml de clorofórmio adicionar ao recipiente que foi evaporar o álcool, macerar o magnésio e colocar a solução que foi evaporada no gral e mexer com o pistilo,
do gral adiciona a solução em um tubo de ensaio e acrescenta 0,5ml de álcool, ir com o tubo de ensaio para a capela e adicionar 1ml de ácido clorídrico.
Apresentou coloração branca mostrando resultado negativo. 
AULA 21: Antocianinos
5g de flor 
100ml de álcool
Em um gral macera a flor com o pistilo e adiciona um pouco do álcool e continua macerando, transfere para o erlenmeyer e adiciona o restante do álcool, após leva ao banho maria, quando começar a ferver deixa mais 2 minutos, após ferver filtra com funil e papel filtro para um béquer pequeno a solução, após coloca em 3 tubos de ensaio a mesma quantidade e adiciona no 1 tubo 10 gotas de Hcl, 10 gotas de hidróxido desodio no 2 tubo e o 3 tubo é o controle. 
No meio ácido o resultado foi negativo pois a cor ficou alaranjada (Seria positivo se ficasse com o tom rosa/vermelho, porque contém antocianinas, antocianidinas, betacinidinas).
No meio básico foi positivo pois apresentou coloração verde (Tem betacianinas e flavonas)
Tubo 3 controle 
 AULA 22: ADMINISTRAÇÃO DE MEDICAÇÃO INTRAMUSCULAR
CONCLUSÃO:
Durante o estágio, pude vivenciar de forma prática um dos diversos aspectos do universo farmacêutico. A manipulação de medicamentos personalizados deve seguir rigorosamente as prescrições e normas estabelecidas, visando sempre a segurança e eficácia dos produtos.
Pude participar ativamente do processo de preparação, e fracionamento das formulações magistrais e oficinais o que me proporcionou uma visão abrangente sobre as responsabilidades e cuidados necessários em cada etapa. Além disso, a manutenção das boas praticas farmacêuticas, é fundamental para a garantia da conformidade com as normas. A experiencia em trabalhar em equipe foi fundamental para compreender a importância da integração e cooperação, visto que todo trabalho durante os dias de estágio foram feitos em conjunto.
Por fim, cada etapa de um processo é essencial para o meu crescimento profissional e pessoal, proporcionando um aprendizado significativo sobre a importância da atuação ética e responsável no exercício da profissão farmacêutica, bem como sobre a importância do trabalho em equipe. Cada conhecimento adquirido e experiências vivenciadas serão fundamentais para minha trajetória profissional futura.
REFERENCIAS: 
1. SILVA, RONE CÉSAR FERREIRA DA; PEREIRA, TATIANA APARECIDA. CONTROLE DE QUALIDADE DE CÁPSULAS MANIPULADAS DE CAPTOPRIL. 2020.
2. BRASIL, Ministério da Saúde. Disponível em: https://bvsms.saude.gov.br/bvs/saudelegis/anvisa/2007/rdc0067_08_10_2007.html Acesso em: 14 de mai. de 2024. 
3. LOPES, Lorrany Dheyms Almeida; SILVEIRA FILHO, Marcelo Martins da. CONTROLE DE QUALIDADE APLICADO À FARMÁCIA MAGISTRAL. 2022.
4. DOS SANTOS, Anderson Lauro da Mata, et al. Farmácia magistral e as boas práticas de manipulação de preparações magistrais e oficinais no Brasil nos últimos 10 anos: revisão de literatura. Brazilian Journal of Development, 2022, 8.1: 2-18. 
5. da Silva, V. S., Rôas, F. B. C., dos Santos Rôas, Y. A., de Sa, F. P. F., Bordallo, F. R., da Silva, M. A. P., ... & Cavalcanti, A. U. A. (2024). A lavagem das mãos salva vidas: a importância da sua adesão no controle das Infecções Relacionadas a Assistência à Saúde (IRAS). CONTRIBUCIONES A LAS CIENCIAS SOCIALES, 17(3), e5624-e5624.
6. BRASIL, Ministério da Saúde. Disponível em: https://www.gov.br/saude/pt-br/assuntos/noticias/2022/maio/higiene-das-maos-ministerio-da-saude-chama-a-atencao-para-ato-simples-que-previne-doencasAcesso em: 15 de mai. de 2024.
7. BRASIL, Ministério da Saúde. Disponível em: https://www.gov.br/pt-br/servicos-estaduais/inalacao-ou-nebulizacao# Acesso em: 15 de mai. de 2024.
8. BARBOSA, Jaqueline A. Guimarães, et al. Administração de medicamentos por via subcutânea (SC). SANTANA, Júlio César Batista et al (org.). Guia prático: técnicas de enfermagem. Ponta Grossa: Atena, 2022., 2022.
9. SILVA, Jhenifer Laila Teixeira; GONZAGA, Naiara Conrado; FELETTO, Tamires Vitória. Sabonete líquido facial fitoterápico para acne com Matricaria Chamomilla L. Aloe Vera (L.) Burm F. e Sálvia Rosmaninus Spenn. 2023.
10. CAMPOS, Geise Luciane Rocha; DO NASCIMENTO, Luana Maria Ferreira; DA SILVA, Marcos Túlio. Medicamentos Fitoterápicos mais comercializados de 2020 a 2021 em uma drogaria situada em Manaus-AM–Brasil. Research, Society and Development, 2021, 10.15: e395101522855-e395101522855.