Lysosome biology in autophagy traduzidopdf

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Yim e Mizushima Cell Discovery (2020) 6:6 
https://doi.org/10.1038/s41421-020-0141-7 www.nature.com/celldisc
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1 1
© O(s) autor(es) 2020
reflete os níveis de nutrientes intracelulares e extracelulares. 
Uma abundância de nutrientes ou sinalização do fator de 
crescimento solicita que o mTORC1 se localize nos 
lisossomos, onde é ativado para iniciar processos de 
promoção do crescimento e suprimir a macroautofagia ao 
inibir o complexo de iniciação da autofagia4 e a translocação 
nuclear do fator de transcrição EB (TFEB), que governa os 
níveis de transcrição de genes lisossômicos e de autofagia5–7 .
A atividade de mTORC1 diretamente
Por outro lado, a fome faz com que mTORC1 se dissocie dos 
lisossomos, levando à indução de macroautofagia4 e 
provavelmente microautofagia8,9 . mTORC1 não fica 
inativado; sua reativação é necessária para reabastecer o 
pool lisossômico durante a inanição prolongada10. A conversa 
cruzada constante entre os lisossomos e a autofagia, em 
termos de fusão e regulação, é a base do fluxo autofágico constante.
A autofagia refere-se a um conjunto de vias pelas quais o 
material citoplasmático é entregue no lisossomo para 
degradação (Fig. 1). A fome e outras ameaças à homeostase 
celular induzem fortemente a autofagia para adquirir nutrientes 
pela reciclagem de material não essencial ou para eliminar 
material prejudicial. Ele vem principalmente em três formas: 
macroautofagia, autofagia mediada por chaperonas (CMA) e 
microautofagia1 . O centro de todos eles é o lysosome, a 
organela caracteristicamente ácida com mais de 60 hidrolases 
luminais e importantes reguladores celulares2 .
Enquanto o CMA e a microautofagia ocorrem diretamente 
nos lisossomos (o primeiro usando um complexo de 
translocação de proteínas transmembrana e o último por 
inva ginação da membrana), a macroautofagia envolve uma 
organela adicional: o autofagossomo de membrana dupla (Fig. 1a) .
membrana autofagossômica (IAM) e material sequestrado. O 
tamanho do autofagossomo (~0,5–2 µm)3 permite que a 
macroautofagia degrade o material muito grande para CMA e 
microautofagia, que são restritos pela limitação de proteína 
única do complexo de translocação e o tamanho do lisossomo 
(~0,5 µm)3 , respectivamente. Agregados proteicos, RE, 
mitocôndrias, lisossomos danificados e bactérias são apenas 
alguns dos alvos da macroautofagia1 .
A macroautofagia começa com a expansão de um pedaço de 
membrana, denominado fagóforo, em torno do material 
citoplasmático que é direcionado aleatoriamente ou 
seletivamente com receptores de autofagia. O fagóforo em 
expansão até se assemelha a uma esfera com uma única 
abertura, cuja vedação resulta no autofagossomo. Os 
lisossomos se fundem com a membrana autofagossômica 
externa (OAM), fornecendo hidrolases ácidas que degradam a membrana interna.
Além de servir como fonte de capacidade degradativa, o 
lisossomo também está envolvido na regulação da autofagia, 
principalmente por meio de sua relação com o complexo 
mestre quinase, mTORC14 .
1
Biologia lisossômica na autofagia
Apesar de sua importância para a autofagia, detalhes sobre a regulação específica da autofagia dos lisossomos permanecem relativamente escassos.
Esta revisão visa fornecer um resumo do entendimento atual sobre o comportamento dos lisossomos durante a autofagia e delinear áreas inexploradas 
da pesquisa lisossômica específica da autofagia.
ARTIGO DE REVISÃO Acesso livre
Departamento de Bioquímica e Biologia Molecular, Escola de Pós-Graduação e
Faculdade de Medicina, Universidade de Tóquio, Tóquio 113-0033, Japão
Introdução
Resumo A 
autofagia é um importante sistema de degradação intracelular que deriva suas habilidades degradativas do lisossomo. A forma 
mais bem estudada de autofagia é a macroautofagia, que fornece material citoplasmático aos lisossomos por meio do autofagossomo 
de membrana dupla. Outras formas de autofagia, ou seja, autofagia mediada por chaperonas e microautofagia, ocorrem 
diretamente no lisossomo. Além de fornecer os meios para a degradação, os lisossomos também estão envolvidos na regulação 
da autofagia e podem se tornar substratos da autofagia quando danificados. Durante a autofagia, eles exibem mudanças notáveis, 
incluindo aumento da acidificação, aumento da atividade enzimática e localização perinuclear.
1234567890():,; 1234567890():,; 1234567890():,; 1234567890():,;
Correspondência: Noboru Mizushima (nmizu@mu-tokyo.ac.jp)
Descoberta de células
e Noboru MizushimaWilla Wen-You Yim
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www.nature.com/celldisc
http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/
mailto:nmizu@m.u-tokyo.ac.jp
Fig. 1 Processos de autofagia. a A macroautofagia é o único processo de autofagia que envolve outra organela, o autofagossomo. É induzido quando o mTORC1 
se torna inativo após a dissociação do lisossomo. Depois que o fagóforo amadurece em um autofagossomo de membrana dupla, o lisossomo se 
funde com a membrana autofagossômica externa de maneira dependente de SNARE. A fusão é facilitada por fatores tethering que se ligam a proteínas no 
autofagossomo (por exemplo, LC3) e no lisossomo (por exemplo, RAB7). As enzimas lisossômicas degradam a membrana autofagossômica interna e o material 
sequestrado. Os túbulos se estendem dos autolisossomos pela ligação de KIF5B aos clusters PI(4,5)P2 organizados por clatrina na membrana 
autolisossomal e se afastam do autolisossomo nos microtúbulos. Os túbulos são eventualmente clivados do autolisossomo pelo Dyn2, gerando novos lisossomos. 
b A autofagia mediada por chaperonas (CMA) envolve a absorção direta de proteínas com o motivo KFERQ (semelhante) aos lisossomos por meio de um 
complexo de translocação que consiste em monômeros LAMP2A na membrana lisossômica que é estabilizada por GFAP e HSP90 luminal.
A microautofagia em endossomos é mais bem compreendida. Os substratos de microautofagia endossômica contêm motivos KFERQ (semelhantes) e são 
reconhecidos por HSC70 citosólica para serem entregues aos endossomos, onde HSC70 se liga à fosfatidilserina. A deformação da membrana e eventualmente 
a cisão da vesícula intraluminal da membrana endossomal são executadas pela maquinaria ESCRT.Substratos de CMA são entregues a LAMP2A por HSC70 citosólica e outras chaperonas citosólicas. A translocação do substrato é assistida por HSC70 lisossomal. 
c RN/DNautofagia é a entrega direta de ácidos nucleicos em lisossomos através do transportador de ácido nucleico, SIDT2. O LAMP2C se liga aos ácidos 
nucleicos e os passa potencialmente para o SIDT2 para translocação para o lúmen lisossômico. d Microautofagia é a absorção de material citosólico por 
invaginação da membrana lisossômica. Embora tenha sido observado em lisossomos desde a descoberta dessa organela, detalhes mecanísticos ainda são escassos.
Macroautofagia: fusão autofagossomo-lisossomo Um 
passo 
crucial na macroautofagia é o autofagossomo adquirindo 
enzimas degradativas por meio da fusão com o lisossomo 
(Fig. 1a). A barreira de alta energia da fusão da membrana é 
superada pela formação de um complexo
Nesta revisão, pretendemos fornecer um resumo das 
alterações que os lisossomos sofrem como agentes essenciais 
da macroautofagia, CMA, microautofagia e RN/DNautofagia. 
Também discutimos como os lisossomos acabam como 
substratos da macroautofagia (lisofagia). Aqui, o termo 
'lisossomo' refere-se a organelas ácidas com potencial 
degradativo e uma camada de glicosilação no lado luminal 
de sua membrana. Nós nos concentramos principalmente 
nas descobertas de estudos com mamíferos e discutimos o 
que ainda está faltando em nossa compreensão da regulação 
lisossômica específica da autofagia.
consistindo em proteínas SNARE (receptor de proteína de 
ligação do fator sensível a N-etilmaleimida solúvel) 
incorporadas em uma das duas membranas11. A fusão do 
lisossomo do autofagossomo é executada por qualquer um 
dos dois complexos SNARE: STX17-SNAP29-VAMP7/
VAMP812,13 ou STX7-SNAP29-YKT64 . A formação do 
complexo SNARE é facilitada por fatores de amarração que 
mantêm as duas vesículas próximas (Fig. 1a). Para a fusão 
autofagossomo-lisossoma, o complexo HOPS14, PLEKHM115 
e EPG516 desempenham esse papel ao interagir 
simultaneamente com proteínas tanto na membrana 
autofagossômica quanto na membrana lisossômica. 
PLEKHM1 se liga às pequenas GTPases lisossômicas, 
Arl8bGTP e RAB7GTP, enquanto também se liga a LC3 no 
autofagossomo15. Da mesma forma, EPG5 se liga a 
RAB7GTP e LC316. O complexo HOPS tem um alcance 
mais extenso, podendo interagir com o lisossomal Arl8bGTP17 
e o autofagossômico Qa-SNARE STX17, seja diretamente14 ou via Pacer18,19.
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STX17 foi o primeiro SNARE autofagossomal identificado em 
mamíferos. Ele é precisamente recrutado para autofagossomos 
totalmente formados12,20, evitando assim possíveis complicações 
que poderiam surgir da fusão dos lisossomos com os fagóforos 
(discutidos posteriormente). O mecanismo subjacente ao 
recrutamento de STX17 e seu tempo ainda não está claro. No 
seu terminal C está um loop em forma de grampo feito de dois 
domínios transmembranares com motivos de zíper de glicina que 
permitem que o STX17 se insira no OAM7,9 .
Além do recrutamento, os SNAREs envolvidos na fusão 
autofagossomo-lisossomo também estão sujeitos a outras formas 
de regulação. SNAP29 modificado com N-acetilglicosamina28 
ligada a O e STX17 fosforilado em seu domínio N-terminal13 não 
pode ser incorporado ao complexo SNARE. O STX17 também 
pode ser suprimido pela enzima de conjugação de ubiquitina 
BRUCE, pois autofagossomos positivos para STX17 se acumulam 
em células deficientes em BRUCE29. Como o BRUCE interage 
com o STX17 e o SNAP2929, ele pode interferir na ligação do 
STX17-SNAP29 no autofagossomo. Por outro lado, VAMP7 
compete com sua isoforma deficiente em SNARE, VAMP7B,
INPP5E desfosforila PI(3,5)P2 em PI3P, o que permite que a 
cortactina se ligue à actina32. No entanto, a atividade do INPP5E 
deve ser restringida, pois o PI(3,5)P2 deve estar presente para 
ativar o TRPML1, o canal primário de Ca2+ na membrana 
lisossômica33. Embora ainda não tenha sido diretamente 
demonstrado que é necessário para a fusão autofagossomo-
lisossomo, a atividade de TRPML1 nos lisossomos ainda é 
importante para a fusão, pois contribui para a localização 
perinuclear dos lisossomos34 e para a homeostase lisossômica 
geral33. Atualmente, o PI4P já está presente ou sendo gerado 
nas membranas autofagossômicas e lisossômicas35,36. A função 
exata de PI4P na membrana autofagossômica não é clara, mas 
acredita-se que seja necessária para a associação de fatores 
promotores de fusão35. Isso foi demonstrado para a membrana 
lisossômica, onde a conversão deliberada de PI4P em PI(4,5)P2 
causa a dissociação de RAB7 e seus efetores promotores de 
fusão associados, incluindo PLEKHM136. Além disso, níveis 
reduzidos de PI4P na membrana lisossômica levam à tubulação37, 
o que provavelmente dificultaria a fusão. Eventualmente, PI4P é 
convertido em PI(4,5)P2 , mas isso ocorre estritamente após a 
fusão38,39 , pois seu aparecimento prematuro libera fatores 
promotores de fusão da membrana lisossômica36 , além de inibir 
a atividade de TRPML139,40. O aparecimento de PI(4,5)P2 é uma 
das etapas pelas quais o autolisossomo passa para regenerar os 
lisossomos, um processo denominado reforma autofágica do 
lisossomo (ALR; descrito posteriormente)41.
permanece desconhecido.
A eficiência da fusão autofagossoma-lisossoma também é 
sensível aos tipos e níveis de fosfatidilinositol (PI) fosfatos 
específicos nas membranas autofagossômicas e lisossômicas. 
Até agora mostrados como importantes são a redução de 
PI(3,5)P2, produção de PI4P e supressão do aparecimento de 
PI(4,5)P2 em uma ou ambas as membranas. O PI(3,5)P2 compete 
com a actina pela ligação à cortactina nos lisossomos e, assim, 
evita a formação de filamentos de actina estáveis, o que é crucial 
para uma fusão eficiente.
não possuem domínios transmembranares e devem ser 
modificados com palmitoil e farnesil para se associarem a 
membranas24. YKT6 também é recrutado para amadurecer 
somes autofagos24, mas o mecanismo desta regulação temporal
para incorporação no complexo SNARE. VAMP7 é favorecido 
quando VAMP7B está ligado a DIPK2A30. Quando formado, o 
feixe STX17-SNAP29-VAMP7 deve ser estabilizado por EPG516 
e ATG14L31. O complexo SNARE contendo YKT6 é menos bem 
estudado. Além dos estudos moleculares e genéticos, informações 
estruturais em ambos os complexos SNARE autofagossomo-
lisossomo fornecerão informações valiosas sobre a regulação da 
fusão autofagossomo-lisossomo.
Enquanto a depleção aguda da atividade de STX17 por 
tratamento com siRNA12 ou inibição por drogas23 suprime o fluxo 
autofágico, a deficiência crônica de STX17 tem pouco efeito24. 
Esse achado levou à descoberta de um segundo SNARE 
autofagossomal, YKT624, cuja atividade pode compensar a 
deficiência de STX17. Em células de mamíferos, R-SNARE YKT6 
forma um complexo com Qa-SNARE STX7 e Qbc SNARE 
SNAP29 (o homólogo 14A foi identificado em Dro sophila, no 
qual YKT6 pode substituirVAMP7 para formar um complexo com 
Syx17 (o homólogo Drosophila de STX17) e SNAP2925. Em 
levedura, YKT6 é o único SNARE26,27 autofagossomal. Ao 
contrário de STX17, YKT6 não
A região C-terminal contendo os 
domínios transmembrana é suficiente para o direcionamento 
autofagossomal preciso e, portanto, pode conter uma sequência 
de aminoácidos que pode detectar mudanças no OAM durante a 
formação do autofagossomo12. Alternativamente, o tempo de 
recrutamento de STX17 pode ser reforçado por outras proteínas. 
Foi relatado que ULK1 quando livre da fosforilação de Ser-423 
recruta STX17 para autofagossomos, onde STX17 se liga 
preferencialmente a SNAP29, resultando na dissociação de 
ULK121. STX17 também foi relatado para se ligar diretamente à 
proteína autofagossômica, LC322. No entanto, análises adicionais 
devem ser realizadas para confirmar se o momento estrito de 
recrutamento de STX17 pode ser estabelecido por esses métodos 
de recrutamento. Um inibidor altamente eficaz do recrutamento de 
STX17 que não suprime a maturação do autofagossomo foi 
relatado23, mas seu modo de ação é desconhecido.
A fusão de lisossomos com fagóforos esféricos, mas não 
fechados, foi observada em células com fechamento autop 
hagossomo defeituoso resultante de uma deficiência nas proteínas 
de conjugação ATG20 ou na subunidade ESCRT-III CHMP2A42,43. 
A degradação do IAM é consideravelmente retardada nessas 
células20, o que causaria a interrupção do fluxo autofágico e a 
depleção fútil do pool lisossômico. Além disso, deixar as enzimas 
lisossômicas no espaço intermembrana dos autolisossomos corre 
o risco de danificá-los.
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.
Macroautofagia: reforma autofágica do 
lisossomo
aceitam que são exportados dos lisossomos através de 
inúmeros transportadores na membrana lisossômica e 
reutilizados pela célula40. A atividade da maioria dos 
transportadores varia de acordo com a voltagem da membrana 
ou níveis de prótons intralisossomais40, o que os tornaria 
dependentes da atividade da V-ATPase. Isso é sugerido pelo 
achado de que a inibição da V-ATPase resultou no acúmulo 
de aminoácidos não essenciais de um estudo sobre 
metabolômica lisossômica53. No entanto, o mesmo estudo 
também mostrou que a inibição da V-ATPase não afetou o 
efluxo da maioria dos aminoácidos essenciais, que, em vez 
disso, foi regulado pela atividade de mTORC1 de maneira 
dependente de SLC38A953. Portanto, o efluxo catabólico dos 
lisossomos pode estar sujeito a vários mecanismos regulatórios 
que não são baseados apenas nas propriedades da membrana 
lisossômica. Esses mecanismos ainda são pouco claros, 
especialmente no que diz respeito à saída de lipídeos. NPC1, 
NPC254 e LIMP255 foram identificados como transportadores 
de colesterol do lúmen lisossômico para a membrana 
lisossômica, mas pouco se sabe sobre o transporte de outros 
produtos lipídicos. Conforme indicado por estudos recentes, os 
lipídios podem ser transferidos das membranas lisossômicas 
para outras membranas organelares por meio de locais de 
contato com a membrana56. A saída de lipídios deve ser 
rigorosamente regulada para evitar que a membrana 
lisossômica perca lipídios essenciais para sua função. Uma 
vez que a liberação de catabólitos do lisossomo é essencial 
para a adaptação da célula à inanição, novas investigações 
devem ser conduzidas, principalmente para catabólitos além de aminoácidos e colesterol, para obter uma compreensão completa desse processo.
As enzimas lisossômicas obtêm acesso aos substratos 
autofágicos após a degradação do IAM (Fig. 1a). Mais de 60 
hidrolases lisossômicas2 trabalham em uníssono para digerir 
o material sequestrado, variando de ácidos nucleicos 
a bactérias1. Essas enzimas têm pH ácido ótimo47, tornando 
sua função dependente da acidificação eficiente dos 
autolisossomos. A acidificação lisossômica deficiente é 
frequentemente atribuída como a causa da autofagia 
prejudicada em doenças que aparentemente não estão 
relacionadas às proteínas da autofagia48–50. Reacidificar 
lisossomos por tratamento com nanopartículas ácidas48, 
drogas51 ou por inibição de mTOR52 demonstrou restaurar o 
fluxo autofágico, destacando a importância da função enzimática ideal.
a membrana e vazando para o citoplasma. As muitas camadas 
de regulação estabelecidas no recrutamento SNARE, na 
formação do complexo SNARE e na composição lipídica 
garantem que a fusão autofagossomo-lisossomo ocorra apenas 
quando for a hora certa.
Além da biogênese lisossomal, a célula reabastece seus 
estoques de lisossomos pela reforma autofágica do lisossomo 
(ALR), um processo pelo qual os lisossomos são regenerados 
a partir de autolisossomos durante a fome prolongada e outras 
circunstâncias de depleção de lisossomos57,58. Sem ALR, a 
célula luta para se adaptar à fome e se torna mais suscetível à 
morte celular57.
ALR começa com a reativação de mTORC110,57, iniciada 
por feedback negativo baseado em cálcio lisossômico59, bem 
como aumento dos níveis de aminoácidos no citosol60,61 e 
nos lisossomos62. A ligação entre a reativação do mTORC1 
e o início do ALR não é conhecida, mas pode ser a fosforilação 
do UVRAG pelo mTOR reativado.
Durante a macroautofagia prolongada, a fusão autofagossomo-
lisossoma persistente resulta na incorporação da maioria dos 
lisossomos, se não todos, nos autolisossomas10.
A(s) lipase(s) IAM de mamífero não identificada(s) pode(m) 
funcionar de forma semelhante. Em ambos os organismos, a 
membrana externa (membrana vacuolar em levedura e OAM 
em células de mamíferos) é poupada da degradação, apesar 
de ser exposta à(s) enzima(s) que degrada(m) o IAM. O 
mecanismo que permite a resistência é desconhecido. Uma 
hipótese é que o folheto interno do OAM carece de substratos 
para a lipase, que é o mecanismo proposto para a membrana 
vacuolar da levedura contra a atividade de Atg1546. Outra 
hipótese é que o OAM herda propriedades de proteção de 
membrana da membrana lisossômica após a fusão. Isso é 
corroborado pela observação de LAMP1, uma proteína da 
membrana lisossômica, presente no IAM de fagóforos em 
células com depleção de CHMP2A42. Como mencionado 
anteriormente, o IAM dos fagóforos não é facilmente degradado 
mesmo após a exposição às enzimas lisossômicas20. No 
entanto, o mecanismo de resistência enzimática é 
provavelmente mais complexo, uma vez que o IAM dos 
fagóforos pode eventualmente ser degradado, o que se 
especula ocorrer após o fechamento autofagossomal20. O 
ato de separar a membrana do fagóforo no IAM e OAM durante 
o fechamento autofagossomal pode conferir diferentes 
propriedades às membranas, incluindo a capacidade de resistir 
à degradação.
Macroautofagia/autofagia: degradação da membrana 
autofagossômica interna e dos substratos autofágicos A 
degradação 
dentro dos autolisossomas começa com o rompimento do 
IAM (Fig. 1a). No vacúolo da levedura de brotamento, a Atg15foi identificada como a enzima responsável pela degradação 
do IAM (ou seja, a membrana dos corpos autofágicos no 
vacúolo)44,45. Um estudo in vitro descobriu que a Atg15 é 
uma fosfolipase que prefere a fosfatidilserina46.
O destino dos catabólitos gerados a partir da degradação de 
substratos autofágicos é pouco compreendido. é amplamente
O máximo de
O UVRAG fosforilado ativa a classe III PI 3-quinase VPS34 
para gerar PI3P em autolisossomos, cujos níveis podem 
determinar a taxa de tubulação57. A PI3P também está 
implicada no recrutamento de espastizina e espatacsina, duas 
proteínas de função desconhecida, mas relatadas como 
essenciais para a formação de túbulos autolisossomais63. RAB7
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A formação de túbulos requer a conversão de PI4P auto 
lisossomal em PI(4,5)P2 pelas PI4P 5-quinases, PIP5K1A e 
PIP5K1B. A clatrina se liga ao PI(4,5)P2 via AP2 e organiza o 
PI(4,5)P2 em grupos na membrana autolisossomal41. Os 
túbulos são gerados pela proteína motora cinesina KIF5B41,65 
que se liga aos aglomerados PI(4,5)P2 e presumivelmente 
puxa a membrana autolisossomal enquanto se afasta nos 
microtúbulos65. A tubulação é facilitada pela formação de 
actina mediada por WHAMM no centro do autolisossomo e na 
base dos túbulos66. Não está claro o que impede que o 
núcleo autolisossomo se mova com KIF5B; pode ser mantido 
no lugar por actina66 ou por uma força contrária à base de 
dineína, já que foi relatado que o equilíbrio entre o movimento 
impulsionado pela dineína e o impulsionado pela cinesina é 
importante para a tubulação34,67,68. Este equilíbrio é 
proposto para ser mantido pelo canal lisossômico de Ca2+ 
TRPML1, que também tem sido implicado na cisão dos 
túbulos34.
O mTORC1 suprime a macroautofagia pela fosforilação de 
ULK1 e ATG13 do complexo de iniciação da autofagia, 
impedindo sua ativação71,72. A 
ativação do mTORC1 é regulada pelos níveis de nutrientes 
no citosol e no lisossomo71,72. Os níveis de nutrientes 
citosólicos são detectados por sensores de proteína que 
informam as conformações Rag e Ragulator e, por sua vez, 
determinam se mTORC1 é recrutado para lisossomos para 
ativação71,72. Uma queda nos níveis de nutrientes desliga o 
mecanismo de recrutamento de mTORC1, resultando na 
inativação de mTORC1. A autofagia é iniciada e os lisossomos 
começam a receber um grande número de macromoléculas. 
Dentro dos lisossomos, algumas macromoléculas podem 
desencadear sinalizações que promovam o fluxo autofágico, 
como o DNA mitocondrial e sua indução da sinalização 
TLR939. As macromoléculas são gradativamente quebradas 
em seus constituintes, como os aminoácidos que seriam utilizados na síntese de proteínas essenciais.
também deve ser removido dos autolisossomos antes que a 
ALR possa ocorrer10. O RAB7 reforça a associação 
lisossômica à dineína para localização perinuclear, o que 
facilita a fusão autofagossomo-lisossomo64. Após a fusão, 
os autolisossomos podem dispensar a dineína e, em vez 
disso, associar-se à cinesina, que impulsiona a tubulação 
autolisossomal.
A inativação induzida por fome de mTORC1 é um dos 
principais indutores de autofagia (exceto talvez para CMA). 
Quando a célula possui níveis suficientes de nutrientes, 
mTORC1 é recrutado para os lisossomos por um complexo 
composto por Rag-GTPases. O complexo Rag, por sua vez, 
está ligado à membrana lisossômica por meio de outro 
complexo multisubunidade chamado Ragulator, que interage 
com a V-ATPase lisossômica e o transportador de aminoácidos 
SLC38A971,72. Tanto o complexo Rag quanto o Ragulator 
devem estar em suas conformações 'ativas'71,72 e localizados 
em microdomínios livres de RAB7 na membrana lisossômica73 
para recrutar mTORC1. Quando na membrana lisossômica, 
mTORC1 é ativado por Rheb ligado a GTP. ativado
Embora a ativação lisossômica induzida pela fome seja 
atribuída principalmente à inibição do mTORC1, certos 
achados indicam que as proteínas de autofagia também 
podem ser necessárias. Um estudo sobre a relação entre 
lisossomos e autofagia descobriu que os lisossomos em 
células sem ATG5 ou ATG7 (membros do sistema de 
conjugação ATG) falharam em acidificar e não mostraram 
aumento na atividade enzimática em resposta à fome ou 
inibição de mTORC1, apesar da atividade de TFEB não ser 
afetada81. Consistente com isso é a descoberta de que a fome induzida por aminoácidos
Se os níveis intracelulares de nutrientes permanecerem 
baixos, o mTORC1 ficará inativo novamente e o ciclo 
continuará até que a fome seja resolvida.
Ativação lisossômica durante a autofagia O fluxo 
autofágico durante a fome é sustentado pela atividade 
lisossômica elevada. A inativação induzida pela fome de 
mTORC1 remove sua supressão no TFEB, que então se 
transloca para o núcleo, onde regula positivamente a 
transcrição de genes lisossômicos e autofágicos, apoiando a 
produção de lisossomos e somas autofágicas5–7 . Os 
lisossomos se associam à dineína em vez da cinesina para se 
mover para a região perinuclear, onde ocorre a maior parte da 
fusão autofagossomo-lisossomo64. Os lisossomos 
perinucleares são mais ácidos76-79, o que aumenta a função 
enzimática80 para degradar eficientemente a autofagia
No entanto, o efluxo de aminoácidos durante a fome requer a 
reativação de mTORC153, que é alcançada pela interação 
lisossomal V-ATPase fortalecedora Ragulator-Rag em resposta 
ao aumento nos níveis de aminoácidos intralisossomais e 
permitindo o recrutamento lisossômico de mTORC162. O 
efluxo de aminoácidos é amplificado quando a arginina livre 
no citosol e no lúmen lisossômico ativa o SLC38A9, um 
transportador de aminoácidos e outro regulador positivo da 
atividade do mTORC174,75. A reativação do mTORC1 
também inicia a ALR, reabastecendo o pool lisossômico (10; consulte a seção anterior).
Durante a tubulação, o movimento do conteúdo luminal 
lisossômico é restrito para evitar que entrem nos túbulos e 
possam romper a membrana57. Isso é obtido por um 
mecanismo não identificado dependente de níveis ótimos de 
PI4P37 e PI3P57. Os túbulos autolisossomais são 
eventualmente cortados pela GTPase Dynamin 2 (Dyn2) 
alimentada pela hidrólise do GTP69. Em células com depleção 
de Dyn2, foram observados túbulos densos de elétrons que 
se estendem dos autolisossomos69, sugerindo que as enzimas 
lisossômicas são apenas fracamente retidas no núcleo 
autolisossomal. Os novos lisossomos derivados dos túbulos 
cortados eventualmente se tornam ácidos e capazes de 
hidrólise10, talvez por fusão transitória com endossomos 
tardios ou lisossomos maduros70.
substratos.
Regulação da autofagia pelos lisossomos
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A maquinaria da autofagia é recrutada principalmente pela 
ubiquitinação de lisossomos danificados89,90. Danos na 
membrana expõem o glicocálice oculto, que recruta galectinas 
(Gals). Entre eles está o Gal-3, que atrai a E3 ligase TRIM16 
para o lúmen dos lisossomos danificados. O TRIM16 então 
medeia a ubiquitinaçãodos lisossomos danificados (os alvos 
reais ainda não foram identificados) e também recruta fatores 
autofágicos a montante, ULK1, Beclin1 e ATG16L191. Outra 
E3 ligase envolvida na lisofagia foi identificada como o 
complexo SKP1-CUL1-F-box protein 27 (SCFFBXO27) 
ubiquitina ligase88, que pode se ligar diretamente ao glicocálix 
exposto e associar-se à membrana danificada via FBXO27 
miristoilado.
Quando a membrana lisossômica é rompida, a função 
lisossômica é perdida. Além disso, o conteúdo lisossômico é 
liberado no citoplasma, resultando em dano aos componentes 
citoplasmáticos e, por fim, morte celular83.
A lisofagia é o envolvimento de lisossomos danificados por 
autofagossomos com o objetivo de limitar a propagação do dano 
(Fig. 2). É empregado quando o reparo mediado por ESCRT, a 
primeira linha de defesa, prova ser
insuficiente84,85. Embora ainda faltem evidências diretas, a 
lisofagia provavelmente tem como alvo os lisossomos 
gravemente danificados, cujas membranas não atuam mais 
como barreiras contra a livre circulação de proteínas e outros 
materiais. Isso é indicado por observações de proteínas 
promotoras de autofagia e modificações no lado luminal da 
membrana lisossômica e que tais proteínas (por exemplo, 
ubiquitina ligases86–88) aparecem em lisossomos danificados 
após o recrutamento de ESCRT84,85.
SCFFBXO27 ubiquitina proteínas SNARE e proteínas de 
membrana lisossômica88. As células deficientes em E3 ligase 
apresentaram ubiquitinação e lisofagia prejudicadas88,91, 
mas ainda apresentavam ubiquitinação residual que pode ter 
sido produzida pela outra E3 ligase ou outra E3 não identificada
Controle de qualidade dos lisossomos por lisofagia 
Apesar de ser fortificada com o glicocálix, uma camada de 
5 a 12 nm de resíduos de açúcar no lado luminal de suas 
proteínas de membrana82, a membrana lisossômica 
permanece suscetível a danos por vários estressores, como 
medicamentos mediados/relacionados a doenças 
lisossomotropismo, perda de proteínas estabilizadoras e agentes infecciosos aprisionados83.
A montagem da V-ATPase é independente da atividade do 
mTORC174, sugerindo que a ativação lisossômica, pelo menos 
em termos de acidificação, não é regulada pela atividade do 
mTORC1 e pode estar ligada à formação de autofagossomos. 
No entanto, a acidificação dos lisossomos em células normais 
não foi observada após o início da autofagia independente 
de mTORC1 pelo tratamento com trealose81. Além disso, um 
estudo separado observou a acidificação dos lisossomos em 
células deficientes em ATG5 carentes de aminoácidos e 
soro77. O efeito da formação do autofagossomo na função 
lisossômica deve ser mais investigado.
Fig. 2 Mecanismos de recrutamento da maquinaria de autofagia para lisossomos danificados. Danos extensos à membrana lisossômica permitem que 
proteínas citosólicas passem livremente, incluindo galectinas de ligação a glicanos e ubiquitina ligases. Os lisossomos danificados são fortemente ubiquitinados, 
o que é realizado por enzimas de ubiquitilação, como UBE2QL1 (uma enzima E2), TRIM16 (uma E3 ligase) e SCFFBOX27 (uma E3 ligase). As cadeias de 
ubiquitina ligadas a K48 são removidas pelo complexo p97-YOD1-UBXD1-PLAA para enfatizar a presença de cadeias ligadas a K63, que são preferidas pela 
maquinaria da autofagia. Adaptadores de autofagia se ligam diretamente a galectinas (por exemplo, NDP52) ou a ubiquitina (por exemplo, p62, OPTN, 
TAX1BP1). Eles então recrutam a maquinaria da autofagia, incluindo o complexo de iniciação, e servem para promover a formação do autofagossomo 
especificamente ao redor do lisossomo danificado.
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ligas. O último é mais provável, pois ambas as ligases E3 não 
funcionaram a jusante de UBE2QL1, que foi identificado como 
uma ligase E2 mediadora de lisofagia86.
Os substratos de CMA são entregues aos lisossomos por 
HSC70, uma chaperona citosólica. HSC70 se liga a cinco aminoácidos
Embora o fator de autofagia a montante ATG16L1 possa 
reconhecer diretamente a ubiquitina90, a maquinaria da autofagia 
é recrutada principalmente pela ligação dos receptores de 
autofagia à ubiquitina. p6286–90, NDP5293, TAX1BP186 e 
OPTN94 são receptores de autofagia que possuem domínios de 
ligação à ubiquitina95 e conhecidos por localizar lisossomos danificados.
Autofagia mediada por chaperonas A 
autofagia mediada por chaperonas (CMA) é a translocação 
direta de substratos proteicos do citosol para o lúmen lisossômico 
mediada por LAMP2A100, uma das três variantes de splicing do 
gene LAMP2101. A geração de camundongos com deficiência 
hepática específica de LAMP2A revelou que o CMA é importante 
para o metabolismo hepático102 e o aumento da atividade do 
CMA foi observado em resposta a uma variedade de condições, 
como fome, hipóxia e estresse oxidativo103.
Embora seja geralmente aceito que a taxa de CMA é regulada 
pelos níveis de LAMP2A e sua eficiência de multimerização103, 
a sinalização a montante permanece pouco clara. Ao contrário de 
outros processos de autofagia, o mTORC1 não regula o CMA111. 
mTORC2, no entanto, influencia a taxa de multimerização 
LAMP2A ativando Akt, que então fosforila GFAP, impedindo-o 
de estabilizar complexos LAMP2A107. Durante o jejum prolongado, 
Akt é inativado pela fosfatase PHLPP1, levando a níveis mais 
altos de GFAP que podem se associar aos complexos LAMP2A112. 
A fosfatase para GFAP, se houver, não foi identificada. Como os 
níveis de mTORC2 e Akt nos lisossomos ativos de CMA durante 
a fome prolongada permanecem relativamente estáveis, a 
formação do complexo de translocação depende principalmente 
do recrutamento de PHLPP1 para o lisossomo112. O sinal para 
recrutamento de PHLPP1 e como o CMA é ativado somente após 
jejum prolongado são duas das muitas questões não respondidas 
sobre a regulação do CMA.
A lisofagia é suportada pela inativação de mTORC1, a ativação 
de TFEB resultante e ativação de AMPK, que são mediadas por 
galectinas99. Gal-8 interage com a maquinaria de sinalização 
Ragulator-Rag para causar dissociação de mTORC1 e 
subsequente inativação, enquanto Gal-9 recruta TAK1, que ativa 
AMPK por fosforilação99. A AMPK ativada então fosforila ULK1 
e ATG13 do complexo de iniciação da autofagia, aumentando a 
atividade autofágica e, assim, a depuração dos lisossomos99.
motivo longo, KFERQ ou uma variação do qual, no substrato CMA 
e traz para LAMP2A na membrana lisossômica (Fig. 1b). Tanto a 
HSC70 quanto o substrato CMA se associam à região citosólica 
de LAMP2A, desencadeando a formação do complexo multimérico 
LAMP2A104,105 . Ainda não foi determinado exatamente como 
a multimerização de LAMP2A, uma proteína transmembrana de 
passagem única, resulta em um poro transmembrana. A 
multimerização só pode ocorrer em regiões pobres em colesterol 
da membrana lisossômica106 e o complexo resultante deve ser 
estabilizado por outra proteína de membrana lisossômica, 
GFAP107, e HSP90104luminal antes que possa translocar 
substratos CMA. O canal de translocação do complexo é largo 
apenas o suficiente para acomodar proteínas que foram 
desdobradas por HSC70 e várias outras chaperonas no 
citosol108,109. A translocação é assistida por HSC70 no lúmen 
lisossômico110. Depois que o substrato atinge o lúmen 
lisossômico, o HSC70 citosólico livre de substrato na superfície 
da membrana lisossômica dispersa o complexo LAMP2A104. 
Uma vez que LAMP2A é o fator definidor de CMA103, uma 
caracterização completa dessa proteína, incluindo estudos 
estruturais de LAMP2A completo e do complexo de translocação, 
forneceria um avanço significativo para a compreensão atual de 
CMA.
Trabalhos recentes lançaram uma nova luz sobre o papel dos 
receptores de autofagia. Descobriu-se que o NDP52 é capaz de 
interagir com as subunidades do complexo de iniciação da 
autofagia, FIP20096 e ULK197, e a quinase de ligação ao TANK 
1 (TBK1)96,97 e, assim, inicializar especificamente a formação 
do autofagossomo em torno dos lisossomos danificados. p62 
também pode recrutar FIP200 para condensados de ubiquitina e 
provavelmente faz o mesmo durante a lisofagia98.
RN/DNautofagia RN/
DNautofagia (RDA) refere-se à via autofágica pela qual os 
ácidos nucléicos são absorvidos diretamente pelos lisossomos 
para degradação (Fig. 1c). Sua descoberta começou com a 
constatação de que LAMP2C era capaz de ligar RNA e 
DNA113,114. Posteriormente, foi demonstrado que os lisossomos 
isolados poderiam absorver ácidos nucleicos e que os lisossomos 
deficientes em LAMP2 eram menos eficientes em fazê- lo113,114. 
Embora LAMP2B também possa se ligar a ácidos nucleicos113,115, 
sua afinidade por ácidos nucleicos é muito mais fraca
O UBE2QL1 entra no lúmen dos lisossomos danificados por um 
mecanismo desconhecido e medeia principalmente a ubiquitinação 
ligada ao K48 das extremidades luminais das proteínas da 
membrana lisossômica86. A atividade UBE2QL1 é importante 
para o recrutamento dos receptores de autofagia, p62 e TAX1BP1 
e p9786. Este último faz parte de um complexo com YOD1, 
UBXD1 e PLAA, que remove a ubiquitina ligada a K48 e, assim, 
enfatiza a presença de ubiquitina ligada a K63, que é preferida 
pela máquina de autofagia ry87,92 . O perfil dos substratos de 
ubiquitinação em lisossomos danificados e os tipos de ligação de 
ubiquitina utilizados na lisofagia ainda não estão claros.
Os receptores de autofagia se ligam aos substratos autofágicos e 
LC3 no fagóforo ao mesmo tempo, encorajando o fagóforo a se 
expandir em torno dos substratos autofágicos95.
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do que LAMP2C113-115. O LAMP2C foi assim nomeado o 
primeiro receptor RDA113,114 .
Embora os endossomos isolados de células depletadas de VPS4 
(e, portanto, incapazes de eMI) mal contenham substratos típicos 
de microautofagia (ciclofilina, GAPDH e
A privação de nutrientes induz a microautofagia de porções do 
núcleo via junções núcleo-vacúolo131 e gotículas lipídicas132. O 
RE é captado durante o estresse de RE133. Estudos com 
leveduras também determinaram que a microautofagia é mediada 
pela maquinaria ESCRT134 e regulada pela atividade TORC1135. 
A importância da disponibilidade de GTP, fluidez de membrana e 
potencial de membrana também foi descoberta, apontando para 
a existência de fatores não identificados136.
O eMI de mamíferos 
também pode estar sujeito à regulação mediada por mTORC1, 
pois pode ser fortemente induzido pelo tratamento com 
rapamicina9 Como o eMI de mamíferos, as proteínas do sistema 
de conjugação ATG não estão envolvidas no eMI de 
Drosophila8,137 . Investigações posteriores revelaram que 
ATG1 e ATG13, componentes do complexo de iniciação da 
macroautofagia, são essenciais para Drosophila eMI8, o que 
sugere que eMI e macroautofagia são regulados pelos mesmos 
fatores a montante. Outra indicação de cross-talk entre eMI e 
macroautofagia vem da descoberta de que os receptores de 
macroautofagia são rapidamente degradados por eMI durante as 
primeiras horas de inanição em células de mamíferos142. O 
eMI foi postulado como a principal via de microautofagia8,137, 
mas a possibilidade de uma via de microautofagia baseada em 
lisossomos ainda não pode ser descartada.
de acordo com a condição da célula. Peroxissomos foram 
eliminados por microautofagia em leveduras quando o metanol é 
substituído por glicose como fonte de energia129,130.
.
Embora a regulação do eMI de mamíferos ainda seja 
desconhecida, algumas dicas podem ser derivadas de achados 
obtidos de estudos com Drosophila8 . Drosophila eMI pode ser 
induzida por inanição de uma maneira que envolve a inativação 
de TOR (homóloga a mTOR)8 .
A relevância fisiológica da RDA pode envolver a degradação 
de ácidos nucléicos indesejados (por exemplo, DNA viral e DNA 
mitocondrial), conforme indicado pelo aumento das taxas de 
mortalidade experimentadas por camundongos com deficiência 
de SIDT2 após a infecção viral121. No entanto, esse mesmo 
estudo relatou um acúmulo de RNA nos lisossomos e que a 
função do SIDT2 é exportar o RNA dos lisossomos para o 
citosol121. Além disso, vários estudos caracterizando 
camundongos nocaute para SIDT2 relataram defeitos na secreção 
de insulina123,124, metabolismo lipídico hepático125,126 e fluxo 
autofágico127, que não parecem envolver a degradação do ácido 
nucleico, mas devem ser investigados para esclarecer o papel 
fisiológico da RDA.
Em contraste com a configuração do lisossomo em células de 
mamíferos, as células de levedura normalmente têm um grande 
'lisossomo' degradativo, chamado vacúolo, cujo tamanho torna a 
microautofagia mais fácil de observar e estudos com células de 
levedura produziram várias descobertas críticas revelando o 
escopo da microautofagia. Verificou-se que proteínas e organelas 
são alvo de microautofagia vacuolar e os substratos diferem
(Fig. 1d). No entanto, eMI não requer LAMP2A nem desdobramento 
de substrato137. Como o LAMP2A é encontrado apenas nos 
genomas de mamíferos e aves, o eMI pode ter surgido em outros 
organismos para eliminar proteínas contendo KFERQ8 . Como 
a formação do corpo multivesicular e a microautofagia vacuolar 
na levedura, a invaginação da membrana no eMI é executada 
pela maquinaria ESCRT137 e parcialmente HSC70138 , que 
pode deformar a membrana após sua ligação à 
fosfatidilserina137,139 (Fig. 1d). Após serem incorporados em 
vesículas intraluminais, os substratos de eMI podem ser 
degradados dentro de endossomos ou lisossomos137. Eles 
podem até ser secretados para fora da célula140. Um processo 
semelhante também foi encontrado na levedura de fissão141.
Microautofagia A 
microautofagia refere-se ao processo pelo qual os lisossomas 
engolem diretamente o material citosólico por invaginações da 
membrana (Fig. 1d). Embora tenham se passado mais de 50 
anos desdeque foi descrita pela primeira vez128, pouco se sabe 
sobre a maquinaria molecular e a regulação da microautofagia 
em mamíferos. Isso se deve principalmente à dificuldade em 
observar invaginações de membrana nos pequenos lisossomos 
de células de mamíferos e também à falta de ensaios robustos 
para medir especificamente a taxa de microautofagia.
A observação de que os lisossomos deficientes em LAMP2 
diminuíram, mas a atividade RDA restante113,114 levou à busca 
de outros receptores RDA. Isso levou à identificação de 
SIDT2116,117, um suposto transportador de RNA de fita dupla 
previamente relatado para localizar a lisosomes118. O SIDT2 é 
capaz de transportar ácidos nucleicos de forma independente 
através da membrana lisossomal116,117 ao contrário do 
LAMP2C, cuja incapacidade de multimerizar o torna incapaz de 
fazê- lo119. Portanto, o SIDT2 é considerado o mais importante 
dos dois116. O LAMP2C pode interagir com o SIDT2116, 
sugerindo que ele pode passar seu DNA ou RNA ligado ao SIDT2 
para entrega nos lisossomos, mas isso ainda não foi demonstrado. 
Além disso, ainda não se sabe se o SIDT2 exibe seletividade de 
substrato. Por outro lado, LAMP2C demonstrou preferir sequências 
ricas em guanina120. Estudos fora do campo da autofagia 
relataram que SIDT2 exporta RNA viral de lisossomos para o 
citoplasma121 e que possui atividade de transporte de íons de 
sódio122. Deve-se investigar se essas funções estão relacionadas 
ao RDA.
Na frente dos mamíferos, descobriu-se recentemente que a 
microautofagia ocorre nos endossomos137. Denominado 
microautofagia endossômica (eMI), os substratos são absorvidos 
aleatoriamente ou seletivamente nos endossomos. Os substratos 
eMI têm motivos KFERQ (semelhantes) e são entregues aos 
endossomos por HSC70, reminiscente de CMA (137; consulte a seção anterior)
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aldose), os lisossomos dessas células têm níveis aumentados 
das mesmas proteínas em comparação com os das células 
normais137. Em uma nota relacionada, GAPDH puncta ainda 
foi observado em células depletadas de LAMP2A e TSG101 
(um componente de ESCRT-I)143 e pode representar 
lisossomas. Embora a regulação positiva do CMA possa 
explicar a primeira observação e a macroautofagia para o 
segundo, eles também podem ser devidos aos lisossomos que 
engolem diretamente as proteínas para degradação, como 
visto em estudos anteriores, onde lisossomos isolados 
mostraram ser capazes de absorver material como partículas de Percoll144 e ferritina144 ,145.
As questões restantes incluem como ela é regulada, quais 
fatores estão envolvidos, se os substratos são absorvidos 
especificamente, se as proteínas de membrana são ativamente 
excluídas (o que foi demonstrado que ocorre para a V-ATPase 
na microautofagia de levedura146 e indicado pela baixa 
densidade de partículas de intravacuolar túbulos147), e a 
extensão de seu significado fisiológico.
Apesar do fato de o lisossomo ser essencial para a autofagia, 
ele tem sido relegado a um papel secundário ao autofagossomo 
em estudos de macroautofagia (a forma mais bem caracterizada 
de autofagia). A função lisossômica está intrinsecamente 
ligada à da autofagia: a disfunção autofágica é frequentemente 
causada por atividade lisossômica defeituosa, conforme 
exemplificado pelos fenótipos de doenças de armazenamento 
lisossômico148. E, no entanto, os defeitos lisossômicos 
relacionados à autofagia raramente são caracterizados em 
detalhes. A extensão da interdependência entre a maquinaria 
da autofagia e a ativação lisossômica durante a fome também não é clara.
Ainda há muito a aprender sobre microautofagia.
Mesmo as alterações que ocorrem na membrana lisossômica e 
no lúmen durante a autofagia foram apenas parcialmente 
descritas. Além disso, a microautofagia é um campo de pesquisa 
pouco explorado. É necessário aumentar os esforços para 
entender o lisossomo para obter uma imagem completa da 
autofagia.
Yim e Mizushima Cell Discovery (2020) 6:6 Página 9 de 12
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Agradecimentos 
Agradecemos a Hayashi Yamamoto e Jun-ichi Sakamaki por seus comentários sobre o 
manuscrito. Este trabalho foi financiado pela Exploratory Research for Advanced 
Technology (ERATO) (JPMJER1702 to NM) da Japan Science and Technology Agency (JST).
Conflito de interesses 
Os autores declaram não haver conflito de interesses.
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Nota do editor A 
Springer Nature permanece neutra em relação a reivindicações jurisdicionais em 
mapas publicados e afiliações institucionais.
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Recebido: 4 de outubro de 2019 Aceito: 30 de dezembro de 2019
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