Manual de anestesia regional (2)

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<p>ANESTESIA REGIONAL EN ANIMALES DE COMPAÑÍA Anatomía para bloqueos guiados por ecografía y neuroestimulación Pablo E. Otero G Diego A. Portela 15° 60° Más de 50 años INTER-Médica Editorial Formando profesionales</p><p>Edición en español legalmente autorizada por los editores y protegida en todos los países. Todos los derechos reservados. Esta publi- cación no se podrá reproducir, almacenar en sistemas de recuperación, transmitir en forma alguna, por medio mecánico, electrónico, fotocopiador, grabador, CD Rom u otro, ni en su totalidad ni en parte, sin autorización escrita del editor. El infractor puede incurrir en responsabilidad penal y civil. Su infracción se halla penada por las leyes 11.723 y 25.446. Queda hecho el depósito que previene la ley 11.723 ISBN 978-950-555-454-6 NOTA La medicina veterinaria es un campo en cambio constante. Se deben seguir las precauciones de seguridad convencionales, pero a medida que las nuevas investigaciones y la experiencia clínica expanden nuestros conocimientos, puede ser necesario o apropia- do implementar cambios en la terapéutica y la farmacoterapia. Se aconseja a los lectores comprobar la información más actualiza- da del producto provista por el fabricante de cada fármaco que se va a administrar para verificar la dosis recomendada, el método y la duración de la administración y las Es responsabilidad del profesional que prescribe, confiando en su experiencia y el conocimiento sobre el paciente, determinar las dosificaciones y el mejor tratamiento para cada caso. Ni el editor ni el autor asumen ninguna responsabilidad debido a lesiones o daños a personas a la propiedad derivados de esta publicación. ©2017 - by Editorial Inter-Médica S.A.I.C.I. 917 - Piso 1° "A" - C1113AAC Ciudad Autónoma de Buenos Aires - República Argentina Tels.: (54-11) 4961-7249 - 4961-9234 - 4962-3145 FAX: (54-11) 4961-5572 E-mail: E-mail: Otero, Pablo E. Manual de anestesia regional en animales de compañía : anatomía para bloqueos guiados por ecografía y neuroestimulación / Pablo E. Otero ; Diego A. Portela. - la ed - Ciudad Autónoma de Buenos Aires : Inter-Médica, 2017. 436 p. ; 28 20 cm. ISBN 978-950-555-454-6 1. Medicina Veterinaria. 2. Anestesia. 3. Perros. I. Portela, Diego A. II. Título CDD 636.0887 Impreso en GALT S.A. Impreso en Argentina - Printed in Argentina Este libro se terminó de imprimir en mayo de 2017. Tirada: 3000 ejemplares.</p><p>Otero & Portela Dedicatoria Para Haydée, mi de toda la vida, quien con su amor, ética y honestidad me sostiene y alienta. Para nuestras hijas Julia y María de quienes hemos aprendido el significado de la palabra orgullo. Pablo E. Otero A Marta y a mi familia por acompañarme y apoyarme incondi- cionalmente en el emocionante viaje de la vida. Diego A. Portela iii</p><p>Otero & Portela Autores Prof. Dr. Pablo Ezequiel Otero, MV, PhD Profesor a cargo de la Cátedra de Anestesiología y Algiología, Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad de Buenos Aires, Argentina. Doctor por la Universidad de Buenos Aires, Argentina. Doctor por la Universidad Complutense de Madrid, España. potero@fvet.uba.ar Diego A. Portela, MV, PhD Instructor en Anestesiología, Hospital Universitario para Animales, Departamento de Ciencias Clínicas, Facultad de Medicina Veternaria, Universidad Cornell, Ithaca, New York, Estados Unidos. Doctor en Medicina Veterinaria por la Universidad de Pisa, Italia. diegoportcla@me.com Coautor Santiago Ezequiel Fuensalida, MV Docente de la Cátedra de Anestesiología y Algiología, Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad de Buenos Aires Argentina. V</p><p>Otero & Portela Prólogo La medicina enfrenta en la actualidad nuevos paradigmas. Muchos de los axiomas con los que hemos edificado la pirá- mide del conocimiento están siendo discutidos y, en muchos casos, modificados. Aunque la fusión entre la medicina y la tecnología viene cosechando frutos desde hace décadas, en los últimos años ha generado una verdadera revolución cuyo impacto llegó a la medicina veterinaria. La anestesiología, en particular, es un beneficiario directo de esta relación, lo que ha posibilitado la incorporación de métodos de diagnóstico y monitorización nunca antes imaginados. El capítulo de la anes- tesia regional no queda al margen de las innovaciones. La incorporación de nuevas herramientas como la neuroestimulación y, especialmente, la ecografía de alta resolución ha permitido ensayar nuevos abordajes y dar solución a un sinmúmero de escenarios terapéuticos. El material que presentamos fue específicamente trabajado para esta obra. Casi la totalidad de las imágenes que expo- nemos fueron realizadas en las instalaciones del Laboratorio de la Cátedra de Anestesiología y Algiología de la Facultad de Ciencias Veterinarias de la Universidad de Buenos Aires, luego de obtener las correspondientes autorizaciones, con animales que fueron tratados de acuerdo con las normas éticas vigentes. De la misma manera, dejamos constancia de que las imágenes obtenidas de animales en tratamiento fueron realizadas con el consentimiento de sus respectivos propietarios. Es nuestra intención que este trabajo ayude a nuestros lectores a incorporar esta nueva metodología a la rutina de trabajo. Esperamos también que las nuevas generaciones encuentren en esta obra un estímulo para crecer y ahondar en el apasio- nante mundo de la anestesia veterinaria. Pablo E. Otero & Diego A. Portela vii</p><p>Otero & Portela Contenido Sección 1 Anestesia regional. Consideraciones generales 1 Pablo E. Otero, Paulo R. Klaumann y Diego A. Portela Capítulo 1 Bloqueos nerviosos 3 2 Neurolocalización 13 Capítulo 3 Agujas para bloqueos nerviosos periféricos y centrales 37 Sección 2 Bloqueo de los nervios del miembro torácico en el perro ....47 Pablo E. Otero, Santiago E. Fuensalida y Diego A. Portela Capítulo 4 Introducción 49 Capítulo 5 Bloqueo paravertebral del plexo braquial 53 Capítulo 6 Bloqueo subescalénico del plexo braquial 71 Capítulo 7 Bloqueo del plexo braquial mediante abordaje axilar 77 Capítulo 8 Bloqueo distal del plexo axilar (RUMM-proximal) 90 9 Bloqueo distal del plexo axilar (RUMM-distal) 102 Capítulo 10 Bloqueo distal del miembro torácico (RUM-proximal) 118 11 Bloqueo de las ramificaciones de los nervios intercostobraquiales II y III 131 Sección 3 Bloqueo de los nervios del miembro pélvico en el perro 135 Diego A. Portela, Santiago E. Fuensalida y Pablo E. Otero 12 Introducción 137 Capítulo 13 Bloqueo paravertebral del nervio femoral 142 14 Bloqueo del nervio femoral mediante abordaje lateral preiliaco 147 Capítulo 15 Bloqueo del complejo nervioso femoral-safeno mediante abordaje inguinal 157 16 Bloqueo de los nervios safeno y articular medial mediante abordaje medial proximal y distal 166 Capítulo 17 Bloqueo del tronco lumbosacro mediante abordaje parasacro 178 Capítulo 18 Bloqueo del nervio (ciático) 187 19 Bloqueo distal de los nervios tibial y peroneo común en la fosa poplitea 197 20 Bloqueo del nervio obturador 204 Capítulo 21 Bloqueo del nervio femoral cutáneo lateral 209 22 Bloqueo selectivo del nervio femoral cutáneo caudal 213 Capítulo 23 Bloqueo del nervio genitofemoral 216 ix</p><p>Anestesia regional Sección 4 Bloqueo de los nervios de tórax y abdomen 219 Diego A. Portela, Santiago E. Fuensalida y Pablo E. Otero Capítulo 24 Bloqueo de los nervios espinales de tórax y abdomen 221 Capítulo 25 Bloqueo paravertebral torácico 224 26 Bloqueo de los nervios intercostales 236 Capítulo 27 Bloqueo del plano del erector espinal 242 28 Bloqueo de los nervios de la pared abdominal en el plano del músculo transverso abdominal 248 Capítulo 29 Bloqueo del cuadrado lumbar 255 Capítulo 30 Anestesia local por tumescencia 262 Sección 5 | Bloqueos neuroaxiales 267 Pablo Otero, Santiago E. Fuensalida y Diego A. Portela Capítulo 31 Bloqueo neuroaxial 269 Capítulo 32 Abordaje del espacio epidural 273 Capítulo 33 Abordaje del espacio subaracnoideo 298 Sección 6 Bloqueo de los nervios de cara, ojo y conducto auditivo 307 Paulo R. Klaumann, Angela Brigante, Diego A. Portela y Pablo E. Otero Capítulo 34 Bloqueo de los nervios del cráneo 309 Capítulo 35 Bloqueo de la región maxilar 313 36 Bloqueo del nervio infraorbitario 319 37 Bloqueo de la región mandibular 324 38 Bloqueo del nervio trigémino mediante abordaje temporal 330 Capítulo 39 Bloqueos oftálmicos 334 Capítulo 40 Anestesia del globo ocular. Bloqueo extraconal 340 Capítulo 41 Anestesia del Bloqueo intraconal 347 Capítulo 42 Bloqueo de la región auricular 355 Sección 7 Atlas de bloqueos regionales en otras especies 363 Santiago E. Fuensalida, Andrea S. Zaccagnini, Diego A. Portela y Pablo E. Otero Capítulo 43 Bloqueos regionales en el gato 365 Capítulo 44 Bloqueos regionales en el conejo 395</p><p>Anestesia regional. Consideraciones generales Pablo E. Otero, Paulo R. Klaumann y Diego A. Portela MENU</p><p>1 Bloqueos nerviosos 1 Bloqueos nerviosos Introducción Desde que fueron empleados por primera vez hacia finales del siglo XIX, los anestésicos locales han ido ganando cada vez más aceptación tanto como componentes de protocolos anestésicos como en el tratamiento del dolor. Los nuevos compuestos de mayor duración y selectividad y escasa toxicidad encuentran un sinnúmero de indicaciones en las diferentes especies animales. La capacidad de interrumpir la conducción de un tronco nervioso en algún punto de su recorrido permite desensibilizar la zona inervada por éste y aliviar el dolor, independientemente de la causa que lo haya provocado. Para ejecutar un bloqueo nervioso, se requiere un correcto conocimiento de los puntos anatómicos de referencia y del manejo de las herramientas utilizadas para su ejecución. Un acabado manejo de las diferentes técnicas de bloqueos, tanto periféricos como centrales, permitirá al anestesiólogo tratar el dolor cuando esté presente y aportar analgesia durante el período transoperatorio en pacientes quirúrgicos. Además, se debe tener presente el lugar que los anestésicos locales tienen en los esquemas de analgesia multimodal. Como en todos los casos, el conocimiento integral de los principios farmacológicos de los fármacos a emplear y una determinación precisa de los objetivos terapéuticos permitirán inclinarse por la mejor opción. Manejo del paciente previo al bloqueo nervioso La valoración del paciente no dista mucho de la que se lleva a cabo antes de una anestesia general. Las condiciones físicas del animal, así como la repercusión que la patología subyacente tenga sobre el estado sanitario, se deben sopesar correcta- mente, evaluando si existe algún condicionamiento para la realización de la técnica planeada. Siempre, aun en el más insignificante de los eventos, se debe contar con el equipo y los materiales necesarios para con- trarrestar eventuales efectos adversos o complicaciones. Es preciso enfatizar que, en la ejecución de un bloqueo nervioso, la instilación del anestésico local es el comienzo y no el final de la anestesia y que el paciente debe ser secundado por su anestesiólogo siempre que sea necesario. Una vez realizado el bloqueo, el manejo depende de si el animal permanecerá sedado o recibirá una anestesia general. Cuando se interviene al paciente sin el complemento de una anestesia general, las condiciones de manejo deben atender los siguientes puntos: Todo paciente debe contar con una vía permeable, fijada de tal forma que no se la pueda quitar en caso de movimientos. Tanto el inicio de las maniobras como la preparación del paciente, se deben demorar hasta que el bloqueo se haya instalado. IMPORTANTE El no respetar el período de latencia del anestésico local elegido es una de las causas más frecuentes de fracaso de la técnica. Se deben evitar los ruidos y los movimientos bruscos dentro del quirófano. El paciente debe permanecer cómodo durante la intervención. Una mesa acolchada, un ambiente templado y posiciones 3</p><p>Anestesia regional Otero & Portela poco exigentes son necesarios para garantizar este objetivo. Centrar las luces en el campo quirúrgico y atenuar las gene- rales suele colaborar para mantener al animal calmado (fig. 1-1). Para atenuar la respuesta a los ruidos, es recomendable colocar torundas de algodón en los conductos auditivos. Si se presenta dolor como consecuencia de un bloqueo insuficiente, el paciente debe ser tratado de inmediato con agentes analgésicos. Los opioides suelen ser los más indicados. El fentanilo (2-5 IV) solo o en combinación con (0,25-0,5 IV) suele ser efectivo en estos casos. Si se considera necesario provocar la inconsciencia, se puede añadir propofol por vía IV al protocolo. En caso de que el paciente se excite por razones ajenas al dolor, se pueden agregar anestésicos a bajas dosis para promover la inconsciencia y sortear el inconveniente. Monitorización del paciente anestesiado La monitorización es la clave de una anestesia segura. Un celoso cuidado de las funciones vitales, la profundidad anes- tésica y el funcionamiento del equipo utilizado debe ser implementado desde el inicio del procedimiento. Si bien es cierto que existen numerosos y modernos instrumentos de medición, ninguno de ellos puede, ni debe, reemplazar a la minuciosa y permanente "custodia" del paciente. El animal debe estar acompañado por personal idóneo durante el tiempo que se encuentre bajo el efecto de las drogas anestésicas. Todos los parámetros deben ser evaluados antes de comenzar la anestesia, para poder ponderar los cambios que acompa- nen a los fármacos empleados. Los hallazgos deben ser asentados en fichas especialmente diseñadas, en momentos prefija- dos, a fin de obtener un registro constante de lo que acontece durante la anestesia. La evolución de los parámetros monitorizados permite determinar el grado de depresión del animal y el impacto que en él tienen las diferentes combinaciones anestésicas. Es fundamental relacionar los hallazgos que se desvían de los objetivos planteados para cada caso y actuar en consecuencia. Asimismo, es indispensable contar con la infraestructura y los medicamentos necesarios para asistir al paciente en caso de emergencia. Personal especializado en anestesiología debe estar siempre al lado del animal para evitar demoras innecesarias. Los fármacos a emplear ante la aparición de signos de intoxicación deben estar disponibles y al alcance de la mano. Anestésicos locales La mayoría de los anestésicos locales son aminas terciarias, insolubles en agua. En general, son formulados como clorhi- dratos para que se los pueda solubilizar y utilizar clínicamente. Los componentes de este grupo varían en su liposolubilidad, pKa y afinidad por las proteínas. La liposolubilidad es el primer determinante de la potencia del fármaco. Cuanto mayor es la liposolubilidad, mayores son la potencia y la toxicidad sistémica. La afinidad por las proteínas se relaciona con la duración de la acción de los com- puestos: aquellos con mayor afinidad permanecen más tiempo unidos a las lipoproteínas del nervio bloqueado (tabla 1-1). La presencia de un grupo amina en la estructura de los anestésicos locales convierte a éstos en bases débiles, lo que sig- nifica que cuando se encuentran en solución están en parte como base libre no ionizada y en parte como catión ionizado (ácido conjugado). El pKa constituye el pH al cual una mitad del compuesto está en forma ionizada y la otra mitad en forma no ionizada. Hay que recordar que la porción representada por la fracción no ionizada del anestésico es la principal responsable de la difusión a través de la vaina y la membrana plasmática del axón. Esto determina el período de latencia de cada compuesto y, por supuesto, se encuentra altamente influenciado por el pH del medio en el que se instila la droga. Cuanto menor es el pKa del anestésico local, menor es su período de latencia. Influencia del pH sobre la farmacocinética de los anestésicos locales La biodisponibilidad celular de los anestésicos locales es muy influenciada por el pH del medio en el que se instilan. Las soluciones habitualmente empleadas se acidifican a un pH que oscila entre 4 y 6, para aumentar la estabilidad de las drogas que contienen. En estas condiciones, la fracción ionizada (no difusible) del anestésico local se encuentra incrementada y, por lo tanto, el período de latencia tiende a prolongarse. Este fenómeno se acentúa cuando se suma epinefrina a la formulación, ya que para evitar su oxidación, la solución se acidifica aun más. La acidosis tisular extracelular del medio en el que se instila el anestésico local, como la existente en estados de infla- mación o infección, reduce su eficacia debido a la disminución de su biodisponibilidad La acidificación del medio secundaria a la administración prolongada de estos compuestos reduce su efectividad. La infusión epidural continua, por ejemplo, puede requerir un aumento del volumen o la concentración para mantener su efecto analgésico. 4</p><p>1 Bloqueos nerviosos Figura 1-1: Intervención quirúrgica de un animal sedado e insensibilizado con un bloqueo nervioso periférico. Tabla 1-1: Período de latencia y duración de acción de los anestésicos locales Droga de latencia (min) Duración del bloqueo mixto (hs) Duración del bloqueo sensitivo (hs) 2% 10-20 1,5% 10-20 2-3 3-5 0,5% 15-30 5-8 6-18 0,5% 15-30 4-8 5-12 0,75% 10-15 5-10 6-24 10-15 5-8 6-18 A IMPORTANTE En las mezclas de anestésicos locales, el pH de la nueva solución altera la efectividad de los distintos componentes al cambiar la relación entre las fracciones ionizada y no ionizada de cada uno de ellos. Por esta razón, se sugiere no combinar los anestésicos locales en una misma jeringa. 5</p><p>Anestesia regional Otero & Portela COMENTARIO Cuando se emplea un anestésico local en una hembra preñada, el feto, cuyo medio interno es más ácido, se comporta como una trampa de iones que enlentece el retorno del fármaco hacia el seno materno. Esto se conoce como "atrapamiento fetal" de fármacos y ocurre con todos los agentes ionizados. Cuanto más cercano se encuentra el pKa del fármaco al pH fisiológico, menos cantidad de fármaco queda atrapado en el ambiente fetal. El índice fetomaterno para la lidocaína oscila en- tre 0,5 y 0,7 y para la entre 0,3 y 0,4. Esto se debe tener presente sobre todo cuando se decide realizar un bloqueo nervioso central (anestesia epidural) durante una operación cesárea con fetos deprimidos, ya que los anestésicos locales promueven un marcado efecto depresor sobre el SNC del neonato. Mecanismo de acción de los anestésicos locales Los anestésicos locales causan un bloqueo reversible de la conducción nerviosa. La propagación del impulso a través del nervio involucra una fase de despolarización, que es seguida por una fase de repolarización. Ambas son el producto de cambios en el gradiente eléctrico de la membrana celular del nervio, principalmente gobernado por los iones sodio y potasio (fig. 1-2). Los anestésicos locales bloquean la generación y la conducción del impulso nervioso, impidiendo el ingreso de so- dio al interior de la fibra nerviosa, mediante la inhibición de los canales iónicos. Para ejercer su efecto, estos fármacos deben atravesar la membrana celular de la fibra nerviosa e ingresar al axoplasma. Una vez en el interior de la célula nerviosa, el agente anestésico se ioniza y, de esta manera, adquiere su conformación activa. La fracción ionizada es la que se une a un sitio hidrofílico del canal de sodio, ubicado en el espesor de la membrana celular (fig. 1-3). COMENTARIO La estimulación adecuada y repetida de la fibra nerviosa incrementa la afinidad del anestésico por su sitio de unión en el receptor. El canal de sodio se puede encontrar cerrado, abierto o inactivo (fig. 1-4). Para que el fármaco acceda al sitio de unión, el receptor se debe abrir y, por esta razón, la estimulación nerviosa aumenta la posibilidad de que el anestésico acceda a su sitio de acción. Bloqueo diferencial de las fibras nerviosas El epineuro es una vaina fibrosa que rodea el contingente de fibras nerviosas que conforman un nervio mixto. Estas últimas se encuentran separadas entre sí por el perineuro. Los vasos que irrigan la fibra nerviosa discurren por el tejido perineural. Las características histológicas de la fibra nerviosa (tabla 1-2) determinan su sensibilidad al bloqueo ejercido por el anes- tésico local. Los pequeños axones mielinizados de las fibras Ay (fibras motoras) y AS (fibras sensitivas) son los más sensibles a los anestésicos locales. Les siguen las fibras de mayor calibre, altamente mielinizadas, como las fibras Aa y AB, y finalmente las fibras C, pequeñas fibras no mielinizadas. Las fibras mielinizadas presentan una doble capa lipídica que las aisla del espacio intersticial. Los nódulos de Ranvier (NR) son el lugar en el que estas fibras están en contacto con el intersticio y por donde el anestésico local accede al axoplasma. Los canales de sodio se concentran en los NR de los axones mielinizados y a lo largo de todo el axoplasma de las fibras amielínicas. Se sabe que, en el caso de las fibras mielinizadas, se requiere bloquear al menos tres NR consecutivos para interrumpir más del 84% de la conductancia al sodio, o sea, la generación y el traslado del potencial de acción. Como la distancia internodal varía con el grosor de la fibra nerviosa, las de menor diámetro son bloqueadas antes y con menor cantidad (concentración volumen) de anestésico. Esto es lo que se conoce como bloqueo nervioso diferencial y su utilidad clínica es sumamente importante, ya que permite promover bloqueos sensitivos que comprometen poco O nada a la función motora. La bupivacaína y la ropivacaína expresan bien esta propiedad. 6</p><p>1 Bloqueos nerviosos K + Na Figura 1-2: Movilización de iones a través de los canales de sodio de la membrana celular y generación del potencial de acción. 7</p><p>Anestesia regional Otero & Portela B + H+ BH+ Figura 1-3: Los anestésicos loca- les (en amarillo) pasan a través Na de la membrana celular en su forma no-ionizada (liposoluble). En el axoplasma, se ionizan y blo- quean el canal de sodio. BH Figura 1-4: El canal de sodio en sus diferentes estados: cerrado (A), abierto (B) e inactivo (C). Sólo el canal activo (abierto) es blo- A B queado por el anestésico local. Tabla 1-2: Homologías entre los sistemas de clasificación de fibras Sistema Sistema Velocidad de electrofisiológico histológico (um) conducción (m/seg) Función Grupo Aa Grupo la Propiocepción, cinestesia Grupo lb 12 a 21 40 a 120 Grupo AB Grupo 6 a 11 25 a 39 Tacto, presión, propiocepción Grupo Ay 1 4 5 a 25 Tono muscular Grupo AS Grupo III 4 a 24 Nocicepción, frio, tacto 1 5 Grupo B 3 a 16 Fibras autónomas preganglionares Grupo C Grupo IV 0,25 a 0,9 <2,5 Nocicepción, temperatura, tacto fibras simpáticas posganglionares 8</p><p>1 Bloqueos nerviosos Componentes del grupo, presentaciones y formas farmacéuticas A continuación se detallan las presentaciones de los anestésicos locales más empleados en la clínica de pequeños animales. Lidocaina La lidocaína es uno de los compuestos más utilizados del grupo. Se expende en soluciones al 1 y 2% sola o con el agregado de epinefrina, en gel al 2%, en aerosol al 10%, en solución al 4% y en crema al 5%; esta última es una mezcla eutética con prilocaína para anestesia tópica. La lidocaína se puede emplear en forma tópica o infiltrativa, para anestesia regional IV y para bloqueos nerviosos periféricos y centrales. Por vía IV se usa como antiarrítmico y analgésico tanto en procedimientos anestésicos como en el tratamiento del dolor crónico. La lidocaína ejerce su efecto de manera rápida e intensa. Su alta liposolubilidad le permite acceder al sitio de acción en todo tipo de fibra nerviosa. La duración de su acción oscila entre 40-60 minutos y se puede prolongar hasta 90 o 120 mi- nutos mediante el agregado de vasoconstrictores locales, como adrenalina. Esta última retarda la absorción del anestésico y aumenta el tiempo del bloqueo nervioso. La es metabolizada principalmente en el hígado. IMPORTANTE La dosis máxima recomendada es de 6 mg/kg en caninos y 3 mg/kg en felinos. La dosis necesaria para desencadenar convulsiones es de 22 6,7 mg/kg (IV rápida) en caninos y 11,7 4,6 mg/ kg (IV rápida) en felinos. Bupivacaina La bupivacaína se presenta como una mezcla racémica equimolar de los enantiómeros R(+) y S(-) en frascos am- pollas y ampollas de polipropileno a concentraciones del 0,25 y 0,5%, sola o con epinefrina, y en ampollas como solución hiperbárica al 0,5% para el bloqueo subaracnoideo. La aplicación tópica de bupivacaína no es efectiva. Se emplea para anestesia por infiltración y para bloqueos nerviosos centrales y periféricos. La toxicidad de la bupivacaína se expresa en especial sobre el aparato cardiovascular. IMPORTANTE La dosis máxima recomendada es de 2 mg/kg en caninos y felinos. Una dosis de 5 + 2,2 mg/kg (IV rápida) en caninos y de 3,8 + 1 mg/kg (IV rápida) en felinos puede desencadenar convulsiones. Levobupivacaina La levobupivacaína es el enantiómero S(-) de la bupivacaína. Se expende en ampollas de polipropileno como solución isotónica al 0,25, 0,5 y Se emplea en forma similar a la bupivacaína. Ropivacaina La ropivacaína se presenta en ampollas de polipropileno de 10 y 20 ml al 0,2, 0,5 y 0,75% y en bolsas de polipropileno para administración continua de 100 y 200 ml al 0,2% sin conservantes. La aplicación tópica de ropivacaína no es efectiva. Se emplea para anestesia por infiltración y para bloqueos nerviosos centrales y periféricos. IMPORTANTE La dosis máxima recomendada en caninos es de 3 mg/kg. En felinos, no debe superar los 2 mg/kg. Mepivacaina Se expende como solución isotónica al 1 y 2% y como solución hiperbárica al 4%. La aplicación tópica de mepivacaína no es efectiva. Se emplea para anestesia por infiltración y para bloqueos nerviosos centrales y periféricos. Comparada con la es menos irritante y tiene mayor margen terapéutico. Dosis convulsivante: 29 mg/kg IV. 9</p><p>Anestesia regional Otero & Portela IMPORTANTE La dosis máxima recomendada es de 6 mg/kg en caninos y 3 mg/kg en felinos. Adyuvantes Se expende en soluciones de 100 y 500 La dexmedetomidina se emplea como adyuvante del anestésico local, a razón de 1 de solución a inyectar. La adición de dexmedetomidina al anestésico local podría incrementar la duración del bloqueo nervioso. Ketamina La ketamina afecta la generación del potencial de acción de las fibras nerviosas al bloquear los canales de sodio y potasio. Se emplea como adyuvante del anestésico local, a razón de 0,25 mg/ml de solución a inyectar. La adición de ketamina al anestésico local incrementa la duración del bloqueo nervioso. Bicarbonato de sodio La alcalinización de las soluciones a emplear mediante el agregado de bicarbonato de sodio antes de la inyección, eleva el pH, lo que disminuye el período de latencia y aumenta la intensidad del bloqueo. Esto es consecuencia del incremento de la fracción difusible de la droga. Este procedimiento reduce, además, la irritación tisular y el consecuente malestar que provoca la inyección de soluciones ácidas. Volumen de bicarbonato de sodio empleado para alcalinizar una solución de anestésico local (tabla 1-3). 1 mEq por cada 10 ml de 0,5-1 mEq por cada 10 ml de 0,1 mEq por cada 10 ml de Tabla 1-3: pH de las formulaciones de anestésicos locales antes y depués del agregado de bicarbonato de sodio Anestésico pH sin pH con mEq de agregado 1% 7,64 (0,04) 1 mEq/10 ml 1% + epi 3,68 (0,50) (0,05) 1 mEq/10 ml Lidocaína 2% 5,49 (0,01) 7,12 (0,05) 1 mEq/10 ml 2% + epi 3,62 (0,08) 6,33 (0,03) 1 mEq/10 ml 0,5% 5,16 (0,01) (0,02) 0,1 mEq/10 ml Bupivacaína 0,5% + epi 3,39 (0,02) 5,85 0,1 mEq/10 ml Bupivacaína 0,25% + epi 3,96 (0,02) 7,16 (0,04) 0,1 mEq/10 ml Ropivacaína 0,2% 5,28 (0,01) 7,03 0,05 mEq/10 ml 0,5% 5,26 (0,01) 6,30 0,05 mEq/10 ml Media (error estándar). : Se forma precipitado (turbidez). 10</p><p>1 Bloqueos nerviosos Adrenalina El agregado de adrenalina, a razón de 0,5 aumenta la duración y retarda la absorción de los anestésicos lo- cales. Las soluciones anestésicas formuladas con vasoconstrictores no deben ser empleadas en bloqueos de apéndices terminales ni en la anestesia regional intravenosa. La adrenalina también se utiliza para detectar la administración intravenosa accidental de la solución anestésica. Toxicidad de los anestésicos locales La aparición de signos de intoxicación aguda, luego de la administración de los anestésicos locales, se puede deber al empleo de una dosis excesiva o una inyección IV inadvertida. El manejo de estos eventos exige un diagnostico precoz, la definición de objetivos terapéuticos concretos y una pronta intervención. La toxicidad de los anestésicos locales se expresa principalmente a nivel del SNC, mediante depre- sión del sensorio y finalmente convulsiones, y del aparato cardiovascular, mediante episodios de hipotensión severa, hipocontractilidad del miocardio, arritmias cardíacas variadas y asistolia. Debido a su constitución química estos compuestos pueden desencadenar reacciones de hipersensibilidad en animales sensibilizados y la formación de meta- hemoglobina en animales susceptibles. La metahemoglobinemia es más frecuente en felinos. IMPORTANTE Los fármacos indicados para tratar la intoxicación aguda por sobredosis de anestésicos locales incluyen: Atropina. Adrenalina. Fenilefrina. Propofol. Azul de metileno al 1%. Emulsión de lípidos al Signos clínicos Nistagmo. Temblores musculares. Convulsiones. Alteraciones electrocardiográficas (cambios en la duración del complejo QRS, bradicardia, contracciones ventriculares prematuras, fibrilación ventricular). Prevención Supervisar al paciente antes y durante la inyección del anestésico local. Evaluar ECG, presión arterial y No superar la dosis máxima recomendada. Emplear la dosis mínima en animales adultos, cardiópatas e hipoproteinémicos. Aspirar luego de la administración del primer y el segundo tercio del volumen a inyectar. Inyectar lentamente (<0,3 ml/segundo). Evitar la inyección si se registra resistencia en el émbolo de la jeringa. Evitar la inyección si se advierte dolor durante la inyección. Usar soluciones con epinefrina (5 como marcador farmacológico de inyección IV, cuando se inyecten altos volúmenes. Tener un plan para actuar en caso de intoxicación (chequear disponibilidad de fármacos, adjudicar roles al personal, cálculo previo de dosis). Tener siempre a disposición una emulsión lipídica al Considerar la instauración precoz de infusión de lípidos para prevenir toxicidad cardíaca. 11</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Tratamiento Administrar oxígeno al Proteger la vía aérea y ventilar a presión positiva. Administrar emulsión Carga: 1 mg/kg; repetir cada 5 minutos. Infusión: 0,25 ml/kg/minuto. Controlar convulsiones: Midazolam: 0,2 mg/kg IV. Diazepam: 0,25-0,5 mg/kg IV. Propofol: comenzar con 1 mg/kg y titular hasta efecto). Expandir el volumen plasmático con soluciones electrolíticas, en los animales que responden a la fluidoterapia. En caso de vasoplejía, administrar vasopresores: Vasopresina: infusión a razón de 0,03 UI/kg/hora. Fenilefrina: bolo de carga de 1-5 IV; infusión IV a razón de 0,5-1 Noradrenalina: infusión IV a razón de 0,1-0,5 En caso de hipocontractilidad cardíaca, administrar inotrópicos: Dobutamina: infusión a razón de 2 ug/kg/minuto. Dopamina: infusión a razón de 2-10 En caso de bradiarritmia, administrar anticolinérgicos: Atropina: 0,02-0,04 mg/kg IV. Glicopirrolato: 0,005-0,01 mg/kg. En caso de arritmia ventricular, Amiodarona: 5 mg/kg IV; repetir dosis de 2,5 mg/kg IV a intervalos de 3-5 minutos. Iniciar masaje cardíaco externo en caso de hipotensión severa (PAM <45 mm Hg), bradicardia extrema o taquicardia ventricular. Si fuese necesaria, desfibrilación (0,5 J/kg). En caso de metahemoglobinemia, Azul de metileno 1 mg/kg IV. Evitar la administración Bloqueantes de los canales de calcio. Bretilio. Fenitoína. Aparición de signos de toxicidad NISTAGMO SUSPENDER CONTROLAR OBNUBILACIÓN administración del AL ECG EMULSIÓN LIPÍDICA PA TEMBLOR MUSCULAR Asegurar la SpO, carga: 1 mg/kg repetir cada 5 min Administrar O2 100% CONVULSIÓN infusión: 0,25 ml/kg/min ALTERACIONES DEL ECG INFUNDIR EMULSIÓN DE LIPIDOS Mantener la al menos por 30 min Midazolam 0,2 mg/kg CONVULSIONES Diazepam 0,25-0,5 mg/kg Propofol 1 mg/kg y titular hasta efecto ASISTOLIA RCP ARRITMIAS CARDÍACAS Amiodarona 5 mg/kg HIPOTENSIÓN Vasopresina 0,03 Ul/kg/h Figura 1-5: Pasos a seguir en caso de intoxicación con anestésicos-locales (AL). 12</p><p>2 Neurolocalización 2 Neurolocalización Localización de nervios periféricos La correcta determinación de la ubicación de los nervios periféricos es uno de los principales desafíos que presenta la anestesia regional. Entre los métodos más usados en la actualidad para asistir y guiar la ejecución de los diferentes bloqueos nerviosos, se destacan la neuroestimulación eléctrica y la ecografía. La neuroestimulación eléctrica emplea un dispositivo para emitir una corriente eléctrica de características espe- cificas, capaz de despolarizar los nervios periféricos y generar respuestas fácilmente reconocibles. Este dispositivo se conoce como neuroestimulador (NE) La ecografía o (US) permite generar una imagen de las diferentes estructuras anatómicas dentro de las cuales se encuentra nuestro objetivo: él o los nervios periféricos. Neuroestimulación eléctrica. El neuroestimulador La aplicación de una corriente eléctrica determinada sobre un tronco nervioso promueve la despolarización de las células nerviosas y la consecuente generación de un potencial de acción. Cuando la corriente eléctrica se descarga sobre fibras afe- rentes, el estímulo viaja hacia la médula espinal. En cambio, cuando se estimulan fibras eferentes, se produce la respuesta del órgano efector. Así, dependiendo de la repuesta obtenida, se puede inferir la ubicación del nervio estimulado. Este procedimiento se denomina neurolocalización eléctrica. La neurolocalización fue incorporada a la práctica de la anestesia regional como una herramienta destinada a reducir de manera significativa la subjetividad a la hora de practicar inyecciones perineurales y, al mismo tiempo, ayudar a abordar nervios de difícil IMPORTANTE Es importante enfatizar que el empleo del NE no descarta de manera definitiva las posibles inyecciones intravasculares lesiones Bases teóricas de la neurolocalización eléctrica Los nervios periféricos mixtos están compuestos por miles de fibras nerviosas sensitivas, motoras y autonómicas, agru- padas en bandas neurales (fig. 2-1). Cuando un impulso eléctrico de intensidad y duración adecuadas alcanza un tronco nervioso, produce la despolarización del axón y genera un potencial de acción que se transmite rápidamente a lo largo del tronco nervioso. Si el nervio estimulado contiene fibras motoras, ese potencial de acción producirá la contracción del músculo efector. Si el nervio estimulado contiene fibras sensitivas, su despolarización causará una sensación de parestesia en la zona anatómica inervada por el tronco Estos principios son el fundamento de la utilización de la neuroes- timulación en la localización nerviosa. 13</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Epineuro Endoneuro Perineuro Mielina Figura 2-1: Esquema de un ner- vio periférico. Fibra aferente Fibra referente Terminación sensitiva Terminación motora Características de las fibras nerviosas periféricas Las fibras nerviosas que componen los nervios periféricos pueden ser clasificadas según su diámetro, función, velocidad de conducción y grado de mielinización (tabla 2-1). El umbral de estimulación eléctrica de una fibra nerviosa está determinado por su reobase y cronaxia. La reobase se de- fine como la mínima intensidad de corriente continua, aplicada durante un tiempo adecuado, que se necesita para excitar una célula nerviosa. La duración del estímulo eléctrico necesaria para estimular esa célula nerviosa, con una intensidad de corriente del doble de su reobase, se conoce como cronaxia. La cronaxia es un índice de excitabilidad de las fibras nervio- sas. Cuanto mayor es el diámetro de la fibra nerviosa, menor es su cronaxia. Por lo tanto, con corrientes eléctricas <0,15 ms de duración sólo se produce la despolarización de fibras motoras (fibras de grueso calibre), mientras que para estimular fibras sensitivas (de bajo calibre) se precisan estímulos de mayor duración (0,3 ms). Así, el empleo de una corriente eléctrica <0,150 ms sólo despolariza las fibras motoras de los nervios mixtos, evitando molestias y dolor durante la aplicación de la corriente estimulante. Neuroestimulador de nervios periféricos El NE de nervios periféricos es un generador de corriente monofásica que se conecta a un electrodo, el cual sirve a su vez como aguja de inyección (fig. La onda de corriente monofásica rectangular producida por este dispositivo no debe sufrir deformaciones cuando la impedancia (resistencia al flujo de corriente eléctrica) cambia debido a la distinta composi- ción de los tejidos perineurales (fig. 2-3). Tabla 2-1 Fibra Función Cronaxia Velocidad de conducción Diámetro Mielinizacion Aa Motora 0,05-0,1 ms 40-120 (m/seg) 12-21 um Mielinizadas AB Tacto, presión 25-39 (m/seg) 6-11 um Mielinizadas Ay Tacto 15-30 (m/seg) 3-6 um Mielinizadas Dolor, temperatura 0,150 ms 4-24 (m/seg) 1-5 um Poco mielinizadas B Sistema nervoso 3-16 (m/seg) <5 um No mielinizadas simpático C Sistema nervioso 0,4 ms <2,5 (m/seg) 0,25-0,9 um No mielinizadas simpático, dolor, temperatura 14</p><p>2 Neurolocalización Intensidad (mA) 0.50 Duración (ms) (Hz) 0.00 Stimuplex HNS 12 1.0 mA Tiempo (ms) BRAUN 0,05 0,30 ms 1 Hz Figura 2-2: NE de nervios periféricos Stimuplex Figura 2-3: Características de la corriente eléctrica emitida por un NE de nervios HNS 12 (B.Braun, Melsungen, Alemania). periféricos. Así, la intensidad de corriente se mantiene constante siguiendo la ley de Omhs, la cual postula que donde I es la intensidad de la corriente estimulante, medida en miliamperes (mA), V es la diferencia de potencial (voltaje) entre los dos polos del NE, medida en milivoltios (mV) y R es la resistencia al pasaje de la corriente eléctrica, medida en omhs. La resistencia que los diferentes tejidos oponen al paso de la corriente eléctrica se conoce como impedancia eléctrica y toma el lugar de R en la fórmula de Omhs. De lo expuesto se desprende que para cada intensidad de corriente estimulante aplicada a la aguja, el NE debe ajustar automáticamente la diferencia de potencial (V) en función de la impedancia del tejido para que la intensidad de corriente estimulante no sufra Esta característica determina la calidad del NE y se debe considerar antes de su elección. El NE se conecta a través de un polo positivo (ánodo) a la piel del paciente y a través de un polo negativo (cátodo) a la aguja de punción (fig. 2-4). Como se explica más adelante, las agujas utilizadas para la neuroestimulación están completamente aisladas de la corriente eléctrica, excepto en su punta. Una vez que el circuito eléctrico se cierra (cuando la aguja toca la piel), la corriente fluye desde el cátodo a través de los tejidos y troncos nerviosos hacia el ánodo. La intensidad de corriente necesaria para provocar la despolarización del nervio periférico depende, entonces, de la distancia entre la punta de la aguja y el nervio. Cuanto menor es tal distancia, menor es la corriente necesaria para obtener la respuesta motora, y viceversa. El NE permite ajustar las características de la corriente estimulante (véase la fig. 2-3). Rango de intensidad de corriente estimulante: 0,3 a 2 mA. La intensidad es mayor al inicio del proceso y se disminuye a medida que la punta de la aguja se aproxima al nervio buscado. Rango de duración del estímulo: 0,1 a 0,3 ms. Se recomienda una duración del estímulo de 0,100 ms para disminuir el grado de activación de fibras sensitivas y evitar molestias durante el procedimiento. Frecuencia del estímulo: 2 Hz (2 estímulos por segundo). Se recomienda emplear frecuencias de estimulación de 1 Hz para los bloqueos guiados por ecografía a fin de evitar movimientos durante el escaneo de la imagen, así como también en los animales con fracturas inestables, en los que las contracciones musculares pueden agravar la lesión. IMPORTANTE Si la respuesta muscular se obtiene con una corriente estimulante mA, es probable que la punta de la aguja se encuentre dentro del tejido nervioso y, por lo tanto, la aguja debe ser retirada. 15</p><p>Anestesia regional Otero & Portela 5 0.10 MS 0.50 2 Hz Stimuplex 12 mA ms Hz BRAUN Figura 2-4: NE con sus dos conectores: el ánodo (rojo) y el cátodo (negro). Agujas para neuroestimulación de nervios periféricos Las agujas empleadas en neurolocalización reciben el nombre de agujas unipolares o agujas aisladas. Operan simul- táncamente como electrodo estimulante y aguja de inyección. Estas agujas se encuentran completamente aisladas de la corriente eléctrica, excepto en una pequeña porción de la punta o todo su bisel (fig. 2-5). La carga eléctrica en ese pequeño punto no aislado de la aguja aumenta la precisión de la localización nerviosa, por eso su utilización es fundamental durante la ejecución de la técnica de neurolocalización (fig. 2-6). COMENTARIO Las agujas pueden tener un bisel de o 30° o una punta roma (punta de lápiz). Los autores recomiendan utilizar agujas con bisel de 30°, ya que conservan el poder de corte, pero ocasionan menor trauma en caso de contacto con un nervio. De la misma manera, su escaso poder de corte disminuye el riesgo de punción vascular. En los pequeños animales, generalmente se utilizan agujas de calibre 21G y 2,5 a 10 cm de largo, según la profundidad del nervio a bloquear y el tamaño del animal (véase el cap. 3). Las agujas cuentan con dos puertos, uno se conecta a través de un cable al NE (cátodo) y el otro a la jeringa. Para evitar movimientos durante la instilación, la aguja dispone de una línea de extensión (véase la fig. 2-5). Existen agujas que reciben un tratamiento especial para aumentar su ecogenicidad y mejorar la visualización eco- gráfica de su punta; su empleo es ideal cuando se combinan las técnicas de localización nerviosa (neuroestimulación y ecografía). Uso clínico del neuroestimulador de nervios periféricos El ajuste y el uso del NE dependen de si el bloqueo se efectúa con asistencia de la ecografía o sin ella. 16</p><p>2 Neurolocalización Figura 2-5: Aguja para neurolocalización La imagen muestra el puerto Luer-Lock para acoplar la jeringa y el conector al cátodo del NE. El detalle muestra la punta de la aguja. mA Figura 2-6: El esquema muestra aguja NO aislada la intensidad de corriente nece- saria para estimular el nervio, 6 según las características de la aguja empleada: 1) aguja no ais- lada; 2), aguja con bisel sin aislar; 3), aguja libre de aislamiento sólo 1 en su punta. distancia al -10 0 +10 mA aguja aislada 6 1 distancia al (mm) -10 0 +10 17</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Técnica guiada por Reconocer los puntos de referencia anatómicos para el bloqueo y la función de los músculos efectores del nervio que se Posicionar al paciente en función del bloqueo que se desea realizar y preparar el área de punción. Conectar el polo positivo (cátodo) a la piel del paciente mediante un parche adhesivo para ECG o un conector de alcohol de tipo gel desea localizar. cocodrilo (fig. 2-7). Si se usa el segundo, se debe asegurar el buen contacto eléctrico mediante el uso o conductor. Se recomienda el uso de guantes estériles para empuñar la aguja y realizar el bloqueo. Conectar la jeringa, con el volumen de anestésico local calculado más la alícuota que requiera la línea de extensión, y purgar el sistema para eliminar el aire de su interior. Punzar la piel, encender el NE y ajustar: Duración del estimulo: 0,1 ms. Frecuencia: 2 Hz. Utilizar 1 Hz en los pacientes con fracturas inestables. Intensidad de la corriente estimulante: 1,5 mA para nervios profundos (más de 5 cm) y 1 mA para nervios superficiales. Comprobar la integridad del circuito eléctrico. Cuando la punta de la aguja toma contacto con la piel, el circuito eléctrico se cierra y el NE puede entregar la corriente preestablecida. En caso de mal contacto circuito abierto, el NE efectuará un sonido de alarma. Dirigir la aguja hacia el nervio a localizar siguiendo los puntos de referencia anatómicos hasta encontrar la respuesta Una vez obtenida la respuesta muscular deseada, reducir gradualmente la corriente estimulante y con delicados movi- muscular mientos avanzar la aguja hacia el nervio, tratando de mantener la respuesta muscular. Evitar los movimientos bruscos de la aguja entre estímulos sucesivos. Cuando la respuesta muscular deseada se obtiene con una intensidad de corriente comprendida entre 0,3 y 0,5 mA, la aguja se encuentra lo suficientemente cerca del nervio para efectuar la inyección del anestésico local. Antes de inyectar es necesario comprobar que no haya respuesta muscular con una corriente estimulante <0,3 mA. Si se observa respuesta muscular con 0,3 mA, la aguja se debe retirar ligeramente hasta la desaparición del mioclono. 0.00 - Figura 2-7: Posición del electrodo positivo del NE. Parche adhesivo (izq.); conector de tipo cocodrilo (der.). 18</p><p>2 Neurolocalización A IMPORTANTE La ausencia de respuesta motora con corrientes mA NO descarta una posición intraneural de la punta de la aguja, mientras que una respuesta muscular obtenida con una intensidad de corriente <0,3 mA indica que la punta de la aguja se encuentra en una posición intraneural (intrafascicular). Comprobar la posición extravascular de la aguja mediante aspiración. Comenzar a inyectar el volumen calculado de anestésico local. En caso de notar resistencia a la inyección, se debe detener la maniobra de inmediato, retirar ligeramente la aguja y probar de nuevo. La alta resistencia a la inyección puede indicar una punción intraneural, lo cual puede producir neuropraxis iatrogénica. Existen dispositivos que se conectan entre la jeringa y el tubo extensor de la aguja, los cuales miden la presión durante la inyección y ayudan a detectar inyecciones intraneurales (fig. 2-8). COMENTARIO Otra manera de monitorizar la presión durante la inyección es mediante la compresión de una burbuja de aire. Al llenar la jeringa se deja un volumen de aire, el cual debe quedar siempre en contacto con el émbolo durante la Si el volumen de la burbuja se comprime un 50% o más al inyectar, significa que la presión de inyección supera la permitida (fig. 2-9). El comienzo de la inyección producirá la desaparición inmediata de la respuesta muscular. Este efecto se debe a que las soluciones anestésicas conducen bien la electricidad y provocan un cortocircuito, que dispersa la carga eléctrica e imposibilita la despolarización del nervio. Inyectar lentamente la totalidad del volumen de anestésico local calculado. La inyección no debe generar respuesta nociceptiva en el paciente (aumento de la frecuencia cardíaca o respiratoria o la pre- sión arterial). Si lo hace, se debe interrumpir la aplicación y retirar ligeramente la aguja, antes de volver a inyectar. Luego de efectuar la inyección, hay que vigilar atentamente al paciente para detectar de manera precoz cualquier poten- cial efecto adverso del anestésico local. 0.00 Figura 2-8: Control de la presión durante la inyección mediante un dispositivo en línea (BSmart, Concert Medical, EE.UU.). 19</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Figura 2-9: Burbuja de aire de 1 ml en el interior de una jeringa. Una reducción de su volumen del 50% indica una presión inadecuada para la inyección. Nótese en la imagen de la derecha cómo la compresión del 50% del volumen de la burbuja de aire coincide con la indicación de sobrepresión del dispositivo BSmart. A IMPORTANTE En algunos casos, puede ocurrir la estimulación directa de la fibras musculares, la cual producirá mo- vimientos inespecíficos. Esto generalmente sucede con corrientes estimulantes altas (>1 mA) y no se debe confundir con estimulación nerviosa. Se debe colocar la aguja en el lugar correcto y garantizar la estimulación del nervio que se desea bloquear mediante una clara contracción de su músculo efector. Técnica combinada: y ecografia Posicionar el paciente en función del bloqueo que se desea realizar y preparar el área para su exploración ecográfica y posterior punción. Conectar el polo positivo (cátodo) a la piel del paciente mediante un parche adhesivo para ECG o un conector de tipo cocodrilo (véase la fig. 2-5). Se recomienda el uso de guantes estériles para empuñar la aguja y realizar el bloqueo. Conectar la jeringa con el volumen de anestésico local al tubo extensor y purgar la línea para eliminar el aire contenido en éste. Encender el NE y ajustar: Duración del estimulo: 0,1 ms. Frecuencia: 1 Hz para reducir el número de contracciones. Corriente estimulante: 0,3 mA. Comprobar la integridad del circuito eléctrico. Determinar el punto de ingreso de la aguja según el bloqueo a efectuar e introducirla bajo visualización ecográfica directa. 20</p><p>2 Neurolocalización A medida que la punta de la aguja se acerca al tronco nervioso aparecen las contracciones del músculo efector. Si los movimientos musculares impiden obtener la imagen deseada, se puede reducir la corriente estimulante a 0 mA hasta que la punta de la aguja esté en la posición deseada. Una vez que la punta de la aguja se encuentra inmediatamente adyacente al nervio, se certifica la identidad de éste me- diante un incremento gradual de la corriente estimulante. Hay que tener en cuenta que, en algunos casos, no es posible obtener una respuesta motora, incluso con corrientes estimulantes >1 mA. Por lo tanto, si la punta de la aguja se halla en el lugar deseado, se desaconseja moverla con insistencia en busca de la respuesta muscular deseada. La presencia de respuestas musculares con corrientes estimulantes <0,3 mA indica posición intraneural. Se debe retirar ligeramente la aguja hasta eliminar el Comprobar la posición extravascular de la aguja. Inyectar lentamente el volumen de anestésico local calculado, buscando distribuirlo en la circunferencia del nervio (fig. 2-10). Nervio 235518 2016Jan12 10:23 Res Nrv S MB L50 74% MI 1.0 TIS Figura 2-10: La ecografía mues- 0.1 tra un nervio periférico rodeado 88 por el anestésico local. Medición de la impedancia eléctrica de los tejidos Algunos NE ofrecen la opción de medir la impedancia de los tejidos una vez que el circuito eléctrico se cierra. Si el cir- cuito se abriese (por desconexión de uno de los polos), la impedancia sería infinita y el NE avisaría con una alarma la falla del sistema. Algunos estudios realizados con animales han demostrado que la medición de la impedancia podría detectar una punción intravascular o intraneural. Cuando la punta de la aguja entra en un tejido nervioso, la impedancia eléctrica se duplica y pasa de los 10-15 a los 20-25 kohms. De esta manera, un aumento súbito y significativo de la impedancia podría estar indicando que la punta de la aguja se encuentra dentro del tejido nervioso. COMENTARIO La soluciones de dextrosa al 5% conducen muy mal la electricidad y, al ser inyectadas, aumentan la impedancia de manera significativa. Por lo tanto, la ausencia de cambios en la impedancia luego de inyectar una solución de dextrosa al 5% podría ser indicativa de una inyección intravascular. Nueroestimulación eléctrica secuencial La mayoría de los NE emiten uno o dos estímulos de corta duración por segundo. Esto se debe a que los impulsos de corta duración permiten una localización de alta precisión cuando la aguja se encuentra próxima al tronco nervio- so. Sin embargo, si la respuesta muscular se pierde durante el movimiento de la aguja, su relocalización puede resultar 21</p><p>Anestesia regional Otero & Portela engorrosa. Para resolver este problema, el NE Stimuplex HNS 12 (B.Braun, Melsungen, Alemania) incorporó la tec- nología de neuroestimulación eléctrica secuencial (SENSe, por su sigla en inglés). Ésta agrega un impulso de mayor duración, luego de los dos impulsos clásicos de 0,1 ms, generando así una frecuencia estimulante de 3 Hz. El tercer impulso, al ser más prolongado, entrega una mayor carga eléctrica a los tejidos, pero mantiene la capacidad de despo- larizar el nervio aun cuando la punta de la aguja se encuentre relativamente lejos del objetivo. Así, una frecuencia del mioclono de 1 Hz (el producido por el tercer estímulo) indica que la punta de la aguja, aunque bien direccionada, no está cerca del nervio. A medida que la aguja se aproxima al nervio, los impulsos de corta duración comienzan a des- polarizarlo a una frecuencia de 3 Hz. La ventaja de esta tecnología es que aporta información incluso cuando la aguja se encuentra lejos del nervio. De manera adicional, la SENSe reduce la necesidad de efectuar continuos reajustes de la corriente estimulante durante las maniobras de neurolocalización. Imagen ecográfica Para lograr una imagen ecográfica que permita distinguir las diferentes estructuras anatómicas de la región escaneada y ejecutar una adecuada técnica de anestesia regional se debe adquirir habilidad en el manejo de los transductores y el ecó- grafo utilizados. Existen una serie de detalles que ayudan a optimizar la obtención de esa imagen y convertir al ecógrafo en un asistente en la ejecución del bloqueo nervioso. A continuación se describen de manera escueta los principios básicos a considerar para obtener una adecuada imagen ecográfica y guiar la aguja hasta el sitio deseado. Transductores El transductor determina las características de la ventana acústica lograda. Los distintos tipos de transductores se diferen- cian básicamente por su forma y por el rango de frecuencia a la que emiten el haz de ultrasonido. Transductores lineales. Poseen una superficie de apoyo plana y una forma rectangular. Realizan un corte paralelo a su eje y operan con altas frecuencias, normalmente entre 6 y 18 MHz. Se encuentran disponibles transductores lineales de 20, 35 y 40 mm de ancho (fig. 2-11). Son los indicados para realizar la mayoría de los bloqueos de nervios periféricos. Transductores convexos. Poseen una forma curva y permiten obtener una imagen en forma de abanico, que se ensancha a medida que aumenta la profundidad del campo. Esto genera una imagen panorámica, que permite realizar un reconocimiento anatómico amplio. Se encuentran disponibles transductores micro y que operan con bajas frecuencias, comprendidas en general entre 2 y 8 MHz (fig. 2-12). Son ideales para visualizar las estructuras ubicadas a más de 5 cm de profundidad, como el espacio paravertebral o el canal espinal en animales de gran porte. Frecuencia. El rango de frecuencia a la que es emitido el haz de ultrasonido determina la profundidad y la resolución de la imagen que se obtiene. Como regla general, a mayor frecuencia, menor penetración y mayor resolución de las estructuras próximas a la emi- sión de las ondas de ultrasonido. Los transductores lineales operan con altas frecuencias y, por lo tanto, generan imágenes de alta resolución. Con frecuencias MHz se obtienen imágenes de alta resolución, pero sólo a 2-3 cm de profundidad. La resolución de la imagen se va reduciendo a medida que aumenta la profundidad de los objetivos a evaluar (fig. 2-13). Los transductores convexos operan con bajas frecuencias y, por ende, generan imágenes de menor resolución. Con frecuencias de 5-8 MHz se logra divisar objetivos ubicados a una profundidad de 4 a 10 cm. Cuando se emplean sondas convexas, la ventana acústica que se genera de los tejidos próximos al transductor es muy estrecha y de baja resolución (fig. 2-14). 22</p><p>2 Neurolocalización 2.7 AS Figura 2-11: Evaluación ecográfica con un transductor lineal. El recuadro muestra la imagen que genera en la pantalla del ecógrafo. Figura 2-12: Transductor microconvexo. El recuadro muestra la imagen que genera en la pantalla del ecógrafo. 23</p><p>Anestesia regional Otero & Portela zona de alta resolución Figura 2-13: Ventana acústica de 5 cm de profundidad registra- da con un transductor lineal. En ella se observan las zonas de alta resolución (próximas al transduc- tor) y de baja resolución (alejadas del transductor). de baja TL 4.9 kg 2017Ene26 09 Res N S MB zona de bajo resolución Figura 2-14: Ventana acústica de 6 cm de profundidad registrada con un transductor En ella se observan las zonas de baja resolución (próxima al trans- de alta resolución ductor) y alta resolución (alejada del transductor). Res Act IMPORTANTE Para garantizar una imagen de buena calidad se debe procurar un adecuado acople entre la superficie del transductor y la piel. Esto se logra generando una interfase libre de aire mediante el empleo de gel neutro alcohol. Ganancia. El control de la ganancia se emplea para amplificar la energía de las ondas que retornan al transductor. Esto optimiza la escala de grises y permite delinear mejor las estructuras (fig. 2-15). La ganancia controla el brillo y el contraste de la señal ya recibida, regulando el balance entre el blanco y el negro.</p><p>2 Neurolocalización 1 3 Figura 2-15: Las ecografías mues- tran una misma ventana con baja (1), mediana (2) y alta (3) ganancia. 2 Este control no cambia el contraste relativo, ya que éste depende de la ecogenicidad absoluta y relativa de las estructuras escaneadas. Existen ecógrafos que permiten regular la ganancia a diferentes profundidades del plano de exploración. Como el sonido tiende a atenuarse en los planos más profundos, estos equipos disponen de un mecanismo para compensar esa atenuación. Esto puede ser útil para diferenciar estructuras ubicadas a diferentes profundidades. Profundidad. Inicialmente, el control de la profundidad se emplea para lograr una imagen amplia del área a escanear con el fin de detectar las referencias anatómicas y las estructuras que deben ser resguardadas durante la ejecución del bloqueo. Una vez hecho el reconocimiento, el área de interés se posiciona a una profundidad tal que el objetivo quede centrado en la franja correspondiente al segundo tercio del total del área escaneada (fig. 2-16). Foco. Algunos equipos cuentan con un control del foco que permite mejorar la calidad de la imagen a un cierto nivel. El foco se debe ubicar justo por debajo de la zona de interés. Identificación de las estructuras anatómicas: cómo optimizar el abordaje guiado por ecografía Para realizar un estudio ecográfico es indispensable un conocimiento previo de la anatomía de la zona a explorar y las características ecográficas de las diferentes estructuras. Comenzar el estudio con el posicionamiento del transductor sobre regiones anatómicas conocidas ayuda en la identificación de las estructuras y el procesado de la imagen. Durante la exploración, el transductor puede efectuar cuatro movimientos: deslizamiento, inclinación, rotación y compresión. Cada uno de ellos permite dirigir el haz de ultrasonido con la orientación necesaria para resaltar el contorno del objetivo y su contraste respecto de las estructuras vecinas. Antes de comenzar la evaluación ecográfica, se debe confirmar la orientación del transductor y la relación que guarda con la imagen obtenida. En el ángulo superior izquierdo de la pantalla, aparece un símbolo que coincide con una marca palpa- 25</p><p>Anestesia regional Otero & Portela 2016Ago08 1 2 Figura 2-16: Visión amplia de la zona anatómica (1) y detalle de las estructuras de interés (2). ble en uno de los extremos del transductor. Cuando éste se encuentra en posición, es recomendable determinar los cuatro puntos cardinales (visión tridimensional) y encontrar su correspondencia en la imagen reflejada en la pantalla (visión bidimensional) (fig. 2-17). La imagen tiene un eje largo, en el que se visualizan las estructuras escaneadas en un corte longitudinal, y un eje corto, en el que se distinguen las estructuras escaneadas en el corte transversal. La orientación del transductor se define en función de su relación con los planos anatómicos (cortes sagital, para- sagital, transversal, etc.) y su movimiento, tomando como referencia la estructura anatómica de interés (fig. 2-18). IMPORTANTE Una vez lograda una buena definición del objetivo (nervio, arteria, vena) en el eje corto de la imagen, el transductor debe quedar en su posición. El movimiento del transductor en busca de la aguja nos alejará del objetivo y dificultará el bloqueo la punción vascular. Movimientos del transductor Deslizamiento: se emplea para ubicar la región en la que mejor se divisa el objetivo. Deslizamiento longitudinal: el transductor se desplaza en un plano longitudinal al eje corto del objetivo (fig. 2-19). Deslizamiento transversal: el transductor se desplaza en un plano transversal al eje corto del objetivo (fig. 2-20). Inclinación: sutil movimiento del transductor en su eje largo para mejorar la visualización de una estructura. El propósito de este movimiento es que las ondas que atraviesen la estructura de interés tengan una orientación tan perpendicular como sea posible (fig. 2-21). Cuanto más se aproxima a los la incidencia del haz de ultrasonido respecto del objeto, mayor es la intensidad de reflexión de las ondas y más nítida y detallada es la imagen. Los cambios que experimenta la reflexión del haz de ultra- sonido a medida que logra el corte perpendicular se conocen como (fig. 2-22). Rotación: consiste en realizar un giro de pasando de un eje corto a un eje largo del objeto escaneado (fig. 2-23). Se utiliza para visualizar un corte longitudinal de un nervio o un vaso sanguíneo (fig. 2-24). Compresión: sutil presión sobre uno de los lados del transductor (fig.2-25). Se emplea para direccionar la energía a una región ubicada en un plano no perpendicular al transductor. La presión debe ser leve para evitar perder el contacto con la piel. Si el movimiento de compresión no permite visualizar la zona deseada sin perder contacto con la piel, se debe cambiar el transductor por uno más de forma diferente (fig. 2-26). 26</p><p>2 Neurolocalización MEDIAL-LATERAL Figura 2-17: Orientación del transductor sobre la superficie corporal (visión tridimensional) y su correspondencia en la imagen reflejada en la pantalla (visión bidimensional). 0.48 HNS A Figura 2-18: Orientación del transductor considerando su relación con el plano anatómico. 27</p><p>Anestesia regional Otero & Portela NF Figura 2-19: Posicionamiento del transductor mediante un movi- miento de deslizamiento longitudinal. NF 1. Figura 2-20: Posicionamiento del transductor mediante un movi- Figura 2-22: Imágenes ecográficas del nervio femoral (NF), que miento de deslizamiento transversal. demuestran el fenómeno de anisotropia. Figura 2-21: Leve inclinación del transductor para alinearse de Figura 2-23: Posicionamiento del transductor mediante un movi- manera perpendicular al blanco y mejorar la imagen. miento de rotación. 28</p><p>2 Neurolocalización Canine FCV 2013Nov11 FCV Res MB MI TIS 0.1 No 3.3 1 2 Figura 2-24: Imágenes ecográficas que muestran el nervio ciático (NC) en un corte transversal (1) y un corte longitudinal (2). Res S ME Acopie deficiente 22 Figura 2-26: Luego de dirigir el haz de ultrasonido hacia el objeti- Figura 2-25: Posicionamiento del transductor mediante un movi- mediante un movimiento de compresión sobre uno de los lados miento de compresión sobre uno de los del transductor, se produce un desacople entre este último y la piel. Ecogenicidad y artefactos La imagen que se obtiene cuando las ondas de ultrasonido atraviesan una estructura depende de la impedancia acústica y la capacidad para atenuarla. Cada tejido posee, dependiendo de su composición celular, una ecogenicidad distintiva. Durante la exploración pueden ocurrir ciertos artefactos que contribuyen a diferenciar estructuras percibir su localización. Ecogenicidad: la intensidad con la que la energía emitida por el haz de ultrasonido retorna al transductor determina el brillo y la tonalidad de las estructuras que se observan en la pantalla. Esto genera diferentes patrones de ecogenicidad y permite distinguir las estructuras. Un patrón se considera ecogénico cuando la reflexión del haz de ultrasonido genera una imagen en tonos de gris o blanco. Cuando su ecogenicidad relativa es menor que la de las estructuras circundantes se clasifica como hipoecoico (imagen oscura en la pantalla). En cambio, cuando su ecogenicidad relativa es mayor que la de las estructuras circundantes se clasifica como hiperecoico (imagen clara en la pantalla). Los objetos con muy escasa capacidad de atenuación, en los que las ondas de ultrasonido se transmiten sin reflejarse o no llegan, se conside- ran anecoicos (fig. 2-27). Artefactos: se definen como ecos en la imagen que no se corresponden con las estructuras exploradas. 29</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Piton Birmana 71 kg 2014Jul23 14:40 Res Ner S MB HFL Vientre muscular (hipoecoico) I Corte longitudinal de las fibras musculares 19% Fascia muscular MI (hiperecoica) 0.7 TIS Carilla articular 129 (hiperecoica) I Saco dural (hipoecoico) Sombra (anecoica) 4 Figura 2-27: Ventana acústica de un corte longitudinal de la columna vertebral de una Pitón birmana. En ella se observan estructuras con diferente ecogenicidad relativa: hiperecoicas, hipoecoicas y anecoicas. Sombra acústica. Cuando la impedancia acústica de una estructura es muy elevada y las ondas de ultrasonido no pueden atravesarla o sólo lo hacen de manera muy atenuada, se genera un espacio al que no llega el haz de ultrasonido. Esta zona "oscura" se define como sombra acústica. El ejemplo más típico es el que se produce al escanear un hueso. Éste se observa siempre como una estructura hiperecoica acompañada por su sobra acústica por distal (fig. 2-28). IMPORTANTE La importancia clínica de una sombra acústica es que ella impide visualizar estructuras. Es un punto ciego y, por lo tanto, restringe el paso de la aguja. Refuerzo acústico. Cuando las ondas de ultrasonido pasan a través de una estructura cuya capacidad para atenuarlas es menor que la de las estructuras adyacentes, aquellas ubicadas inmediatamente detrás reciben las ondas con una mayor energía y al reflejarse en el transductor producen una imagen distorsionada de la realidad. Este artefacto se observa típicamente cuando se escanean vasos sanguíneos (fig. 2-29). Cuando las ondas de ultrasonido topan de manera perpendicular con una estructura con gran capacidad de atenuación, tien- den "rebotar" entre ésta y el transductor. Esto genera una serie de ecos que se visualizan como líneas paralelas a la estructura. Este artefacto se observa al interponer la aguja entre el transductor y las ondas que éste emite y se emplea como un aliado a la hora de ubicarla y guiarla hacia el objetivo (fig. 2-30). 30</p><p>2 Neurolocalización Tamandua 10.5 kg FCV-UBA 2014Abr03 14:42 Res Ner S MB HFL 58% MI TIS Costilla 1 Pleura parietal SOMBRA ACUSTICA 2.2 Figura 2-28: Ventana acústica de un corte transversal de la parrilla costal de un oso hormiguero amazónico (Tamandua tetradactyla). Se distingue la sombra acústica que se genera por detrás de las costillas. La flecha verde marca el sitio de punción para el bloqueo del nervio intercostal. Ecogenicidad de los tejidos Imagen ecográfica de los nervios periféricos. En un corte transversal, los nervios periféricos presentan mayor ecogenicidad relativa cuando se los compara con los tejidos circundantes. En general, el paso del haz de ultrasonido a través del epineuro genera un contraste entre éste y los nerviosos que rodea. Por esta razón, los nervios periféricos suelen visualizarse con contorno hiperecoico y centro hipoecoico. Aquellos de gran calibre son representados por una imagen granular (de tipo "panal de abeja") que refleja su constitución en En un corte longitudinal, los nervios se visualizan limitados por bandas de mayor ecogenicidad (el epineuro) y finas líneas internas (los nerviosos) de menor ecogenicidad relativa (véase la fig. 2-24). Imagen ecográfica de los músculos. La visualización del tejido muscular guarda un patrón constante. Los vientres musculares se observan rodeados por una imagen más ecogénica, la cual representa el tejido conectivo. La trama interna depende de si las fibras musculares se cortan de manera longitudinal o transversal (véase la fig. 2-27). Imagen ecográfica de los huesos. Debido a la impedancia del tejido óseo y su capacidad de atenuación, sólo se puede visualizar la superficie del hueso que primero contacta con el haz de ultrasonido. Por lo tanto, al escanear una superficie ósea se observan una línea hi- perecoica, que representa la superficie del hueso más próxima al transductor, y una sombra acústica distal, que impide la visualización de las estructuras ubicadas por detrás (véase la fig. 2-28). Imagen ecográfica de los vasos sanguíneos. Tanto las arterias como las venas son fáciles de reconocer. Debido a su escasa capacidad de atenuación, las ondas de ultrasoni- do las atraviesan, generando imágenes hipoecoicas. En un corte transversal, las arterias se pueden ver pulsando. Al comprimir el tejido con el transductor, las venas colapsan, mientras que las arterias conservan su estructura circular (fig. 2-31). 31</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Vaso Vaso Figura 2-29: Artefacto de refuer- acústico posterior a los vasos femorales. Refuerzo acústico Res Ner S MB HFL MI aguja 0.7 TIS Figura 2-30: Artefacto de reverberación. REVERBERACION 1.5 09 39 Vas Gen HFL S MB A M TIS V 0.1 199 1 2</p><p>2 Neurolocalización COMENTARIO A menudo, hacia distal de las estructuras que contienen líquido se puede observar un artefacto de refuerzo acústico (véase la fig. 2-29). Imagen ecográfica de las fascias. La imagen ecográfica de las fascias depende de su espesor y su capacidad de atenuación de las ondas de ultrasonido. Su ecogenicidad relativa permite visualizarlas como estructuras hiperecoicas, cuando se las compara con los vientres muscu- lares o el tejido areolar que rodea los paquetes vasculonerviosos (fig. 2-32). IMPORTANTE El reconocimiento de las fascias es de suma importancia en la ejecución de un bloqueo nervioso periférico. Casi la totalidad de los nervios periféricos a los que se accede con las técnicas de anestesia regional están rodeados por fascia y ésta debe ser perforada para poder cumplir con el objetivo de depositar la droga sobre el epineuro del nervio en cuestión. La ecografía como guía del bloqueo El uso de la ecografía permite guiar la aguja en tiempo real hasta que su punta queda inmediatamente adyacente al nervio elegido. Debido al escaso espesor del corte que realiza el haz del ultrasonido (1 mm), es necesario ejecutar técnicas que permitan alinear la aguja con las ondas, para visualizarla en el sitio y el momento adecuados. Visualización de la aguja. Cuanto más paralela es la dirección de la aguja con respecto al transductor, más nítida es su imagen (fig. 2-33). Esto se debe a que las ondas reflejadas no alcanzan a retornar al transductor (fig. Cuando no se puede mantener una dirección paralela al transductor, lo ideal es buscar un acceso que permita llegar al objetivo con un ángulo no mayor a los 30° (fig. 2-35). Abordaje "en plano". Consiste en interponer la aguja, y en especial su punta, en el plano por el cual el haz del ultrasonido atraviesa los teji- dos. Debido al estrecho corte que genera del haz, es frecuente perder la imagen completa de la aguja. En estos casos, se debe redireccionar la aguja sin perder de vista el objetivo (fig. 2-36). 15 Ventral Cd Cr -15 Figura 2-32: Ecogenicidad relati- va de la fascia braquial. Nótese el FASCIA contraste que se genera entre la fascia y el resto de las estructuras presentes en la ventana acústica. Dorsal 33</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Figura 2-33: Reflexión de las on- das de ultrasonido cuando éstas impactan en un objeto con gran poder de atenuación en un ángu- lo de En la ecografía, una ex- celente visualización de la aguja. 90 Figura 2-34: Reflexión de las on- das de ultrasonido cuando éstas impactan en un objeto con gran poder de atenuación en un án- gulo de En la ecografía, una pobre visualización de la aguja. Figura 2-35: Reflexión de las on- das de ultrasonido cuando éstas impactan en un objeto con gran poder de atenuación en un án- gulo de 30°. En la ecografía, una buena visualización de la aguja. 34</p><p>2 Neurolocalización 1 2 Figura 2-36: Abordaje "en plano" con buena (1) y mala (2) alineación de la aguja. A IMPORTANTE El abordaje "en plano" es el más empleado durante la realización de los bloqueos periféricos. La posibilidad de mantener la visualización de la aguja en toda su extensión y durante todo su trayecto permite resguardar las estructuras adyacentes al objetivo. Abordaje "fuera de plano". Consiste en insertar la aguja de forma perpendicular al haz de ultrasonido. Con esta técnica sólo se puede visualizar la punta de la aguja. Cuando ésta se interpone al haz de ultrasonido, se la ve como un punto hiperecoico (fig. 2-37). Este abordaje conlleva el riesgo de punción no deseada de las estructuras adyacentes al Para garantizar un acceso directo al objetivo, se sugiere posicionar el transductor de manera que quede en el centro de la imagen. Luego, se mide la distancia entre la piel y el objetivo (nervio, vaso) y, a una distancia similar, se inserta la aguja en un ángulo de Así, se construye un triángulo isósceles cuya hipotenusa es la aguja (fig. 2-38). IMPORTANTE Cuando se practica un abordaje "fuera de plano", se debe prestar mucha atención a la primera vez que se observa el punto hiperecoico, que representa la punta de la aguja. Para confirmar que efectivamente se trata de la punta y no de la lámina de la aguja, se sugiere efectuar un movimiento de inclinación. Así, cuando el transductor se inclina hacia la lámina de la aguja, el haz se aleja de su punta y el signo ecográfico desaparece (fig. 2-39). 35</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Figura 2-37: Abordaje "fuera de En el recuadro, la imagen del punto hiperecoico, que representa la punta de la aguja. Figura 2-38: Esquematización de las medidas a tomar para realizar un abordaje "fuera de plano" La aguja ingresa en un ángulo de 45°, a una distancia similar a la existente entre la piel y el objetivo. Así, se un triangu- lo isósceles, cuya hipotenusa es la aguja 2 cm 45 2 cm nervio 1 2 Figura 2-39: Abordaje "fuera de plano". 1) El punto hiperecoico que aparece en el recuadro representa la punta de la aguja. 2) Cuando el transductor se inclina hacia la lámina de la aguja, el haz se aleja de su punta y el signo ecográfico desaparece. 36</p><p>3 Agujas para bloqueos nerviosos periféricos y centrales 3 Agujas para bloqueos nerviosos periféricos y centrales Introducción Los primeros relatos acerca de la utilización de agujas de acupuntura en medicina datan del año 5000 a.c. Las primeras agujas empleadas en anestesia regional fueron disenadas por Corning, un neurólogo estadounidense, quien en 1885 realizó de manera accidental el primer bloqueo subaracnoideo con cocaína en un perro. Entre los siglos XIX y XXI, se desarrollaron diversos modelos de agujas técnicas de los cuales sólo algunos están disponibles en la actualidad. En medicina veterinaria, el uso de agujas en la rutina de la anestesia regional aún es deficiente. Esto puede ser producto tanto de la actitud conservadora de muchos servicios de anestesiología como de la constante necesidad de reducir los costos en nuestro medio. Sin embargo, la vertiginosa evolución de este capítulo de la anestesia, por un lado, y la accesibilidad de los materiales necesarios, por el otro, hacen inexcusable su empleo rutinario en nuestro medio de trabajo. Son numerosos los modelos de agujas disponibles y aprobados para la realización de bloqueos tanto centrales como periféricos, ya sea guia- dos por referencias anatómicas por neuroestimulación eléctrica y/o ecografía. COMENTARIO Aunque no existe un documento o manual que disponga el uso obligatorio de agujas para la reali- zación de bloqueos nerviosos en medicina veterinaria, los autores recomiendan enérgicamente su utilización, pues aumentan de manera significativa la eficacia y la seguridad de las técnicas en las que se emplean, además de ser más confortables para el animal. IMPORTANTE La aguja es un instrumento básico e imprescindible para la realización de cualquier bloqueo anestésico. Características generales Las agujas pueden ser descartables o esterilizarse mediante óxido de etileno. Muchas de ellas poseen un mandril que les provee mayor resistencia y, al mismo tiempo, evita las biopsias tisulares durante su introducción. Como norma general, tanto el modelo como el tamaño deben ser escogidos con la finalidad de evitar deformidades durante la instrumentación del bloqueo, minimizar lesiones en los tejidos y facilitar el drenaje de líquido cefalorraquídeo (si la aguja fuese usada para un bloqueo central) o la inyección del anestésico. La elección de la aguja más apta para un bloqueo se realiza en función de dos medidas básicas: el calibre y la longitud. Para clasificar el calibre se emplea la unidad gauge (G), una medida usada originalmente en Estados Unidos para la cla- sificación de alambres. El calibre es inversamente proporcional al diámetro de la aguja; así, una aguja de calibre 27G posee un diámetro de 0,4 mm y una de calibre 18G, un diámetro de 1,3 mm. A cada calibre se le adjudica internacionalmente un color (tabla 3-1). La longitud se mide en pulgadas (") y cada pulgada equivale a 25 mm. 37</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Tabla 3-1: Código de colores y tamaños (gauge y pulgadas) y medidas en (mm) de las agujas técnicas Aguja Calibre (G) Diámetro (mm) Largo (") Largo (mm) 29 0,33 88 29 0,33 120 27 0,40 3 1/2 88 27 0,40 120 26 0,45 3 1/2 88 26 0,45 120 25 0,50 3 75 25 0,50 3 1/2 88 22 0,70 3 75 22 0,70 3 1/2 88 20 0,90 3 75 20 0,90 3 1/2 88 19 1,10 1 1/2 40 19 1,10 3 1/2 88 18 1,30 3 75 18 1,30 3 1/2 88 IMPORTANTE Está contraindicado el uso de agujas hipodérmicas para la realización de cualquier bloqueo nervioso, debido a que su bisel, diseñado para cortar todo lo que se interpone a su paso, incrementa de manera significativa el riesgo de lesion nerviosa iatrogénica y punción vascular. COMENTARIO Hay que tener en cuenta que, en la especificación de las agujas, la primera referencia corresponde al calibre y la segunda a su longitud. Así, una aguja de calibre 25G X 1" es una aguja de 0,5 mm de diámetro y 25 mm de longitud, mientras que una aguja de calibre 22G X 2" es más gruesa y larga (0,7 mm de diámetro y 50 mm de longitud). Características específicas Aguja espinal de Quincke El médico Heinrich I. Quincke desarrolló, en 1891, una aguja de punta cortante cuyo propósito original era el drenaje de líqui- do (LCR) en pacientes con hipertensión intracraneana. Esa aguja con bisel sirvió de referencia para innumerables desarrollos y es el modelo más empleado en la actualidad para las anestesias intratecales. Este tipo de bisel presenta unas facetas cortantes sólo en su extremo (fig. 3-1). El resto del bisel es romo, lo cual promueve la divulsión de los tejidos que atraviesa. Así, luego de retirar la aguja, las fibras de la duramadre se reacomodan cerrando el orificio de punción. Cuando se emplean agujas hipodérmicas, las fibras son totalmente seccionadas, lo cual deja orificios de mayor tamaño y consecuente pérdida de LCR. Estas agujas también pueden servir para ejecutar bloqueos periféricos; las de calibre 22G son las más utilizadas. 38</p><p>3 Agujas para bloqueos nerviosos periféricos y centrales Figura 3-1: Bisel de una aguja de Quincke. Las flechas indican el final de la porción cortante del bisel. Aguja espinal con punta de lápiz La aguja con punta de lápiz fue diseñada por los anestesiólogos James R. Hart y Rolland J. Whitacre, en 1951. Su punta remeda la de un lápiz con el orificio distal en uno de sus laterales. El inconveniente de este modelo es que el escaso calibre del orificio distal dificultaba el drenaje del LCR y la inyección del anestésico. En 1987, el médico alemán Jügen Sprotte le efectuó algunas modificaciones: mantuvo el diseño de la punta para evitar cortes en las fibras de la duramadre, pero un orificio lateral de contorno oval y mayor tamaño. Esto favoreció la salida de LCR y mejoró la dispersión de la solución anestésica inyectada. El principal problema de esta aguja es que, debido a la distancia entre la punta y el orificio, cada uno puede quedar alojado en compartimientos diferentes. Asimismo, por el tamaño del orificio, una de sus partes puede que- dar, por ejemplo, en el espacio subaracnoideo y la otra, en el espacio epidural (fig. 3-2). Las agujas con punta de lápiz son ampliamente utilizadas en la ejecución de bloqueos de conducción (de nervios periféricos), en particular cuando se trata de bloqueos de plexo. Esto se debe a la mayor sensibilidad que adquiere el operador al atravesar los diferentes planos tisulares y la mayor dificultad para atravesar los nervios. Aguja espinal de Huber La aguja espinal de Huber con bisel cortante fue desarrollada en 1993 por la empresa BBraun también para punción subaracnoidea. El bisel de esta aguja se caracteriza por tener dos líneas cortantes. En teoría, la parte más aguda de la aguja realiza el corte inicial en la duramadre y, enseguida, la segunda parte del bisel dilata el orifico sin aumentar la superfice de corte. Al ser más frágil, la punta podría fracturarse (fig. 3-3). Figura 3-2: Aguja con punta de lápiz. Las flechas indican el final de la porción cortante del bisel. 39</p><p>Anestesia regional Otero & Portela Figura 3-3: Aguja con bisel de Huber. Las flechas indican el final de la porción cortante del bisel. IMPORTANTE En medicina veterinaria, las agujas espinales también son empleadas para la ejecución de técnicas de anestesia regional guiadas por referencia anatómicas, como por ejemplo, el bloqueo de los nervios craneanos. En estos casos, el modelo más empleado es el de Quincke. COMENTARIO El kit básico de agujas de Quincke debe contener piezas de 25G X 1", 25G X 2", 22G X 22G X y Estas 5 medidas son adecuadas para realizar la mayoría de los abordajes, independientemente del tamaño del animal. Aguja epidural de Tuohy La aguja para abordaje epidural fue desarrollada en 1945 por el estadounidense Edward B. Tuohy. Este anestesiólogo ideó un aguja con bisel largo, poco cortante y curvado, de manera que el orificio quedase lateralizado. Los objetivos de este diseño eran evitar las biopsias tisulares y su posterior instilación en el espacio epidural, además de facilitar la introducción de catéteres en este espacio. La aguja de Tuohy posee marcas en su cuerpo que permiten controlar la profundidad a la cual es insertada (figs. 3-4 y 3-5). También es empleada en la ejecución de bloqueos periféricos, como por ejemplo, el boqueo paravertebral de los nervios espinales torácicos. Asimismo, es de elección para la colocación de catéteres para bloqueos periféricos continuos. Aguja epidural de Weiss En 1961, el anestesiólogo estadounidense Jess B. Weiss, un aficionado a la técnica de la gota pendiente, modificó la aguja de Tuohy para facilitar la ejecución de dicha técnica. Redujo el filo del bisel y colocó unas alas sobre el pabellón para facilitar la empuñadura de la aguja (véanse las figs. 3-4 y 3-5). COMENTARIO En la actualidad, la única diferencia entre las agujas de Weiss y las de Tuohy es la presencia de las alas. Estas agujas están disponibles en las siguientes medidas: 18G X 31/4", 20G X 2" o 31/4" y 22G X 2". Catéter epidural En algunas situaciones clínicas complejas, en las que existe la necesidad de un aporte analgésico prolongado, se debe contemplar la posibilidad de colocar un catéter en el espacio epidural. Los catéteres destinados a ocupar el espacio epidural están confeccionados a base de poliamida. Poseen marcaciones que en algunos modelos son radioopacas y ayudan a definir su posición. Los kits para cateterismo epidural vienen provistos de adaptadores para jeringas y filtros antibacterianos. 40</p><p>3 Agujas para bloqueos nerviosos periféricos y centrales Figura 3-4: Bisel de la aguja de Touhy. Las flechas marcan los bordes del bisel. B A Figura 3-5: Aguja epidural de Weiss (con alas; A) y aguja epi- dural de Tuohy (sin alas; B). Ob- sérvese el cuerpo graduado de ambas agujas. Los colores usados para definir el calibre son los mis- mos empleados en otros tipos de agujas. COMENTARIO El kit para cateterismo epidural contiene: jeringa de baja resistencia, catéter de calibre 20G o 24G, una aguja de Tuohy de calibre compatible con el catéter, introductor, filtro antebacteriano, conec- tor con adaptador Luer-Lock y material de sutura (fig. 3-6). IMPORTANTE La aguja por la que pasará el catéter debe tener un calibre al menos 2G mayor que el del catéter que se desee emplear. 41</p><p>Anestesia regional Otero & Portela 6 2 3 6 4 1 Figura 3-6: Kit para cateterismo epidural: conector (1), aguja de Tuohy (2), jeringa de baja resistencia (3), filtro antibacteriano (4), catéter (5) y adaptador (6). Aguja para neuroestimulación eléctrica La aguja para neuroestimulación eléctrica tiene algunas particularidades. Está dotada de un cable que se conecta al polo negativo (cátodo) del NE eléctrico mediante un conector universal (compatible entre diferentes modelos de NE) y una línea de extensión que se conecta a la jeringa que contiene la solución a instilar. Su cuerpo presenta marcas de graduación en centímetros para facilitar su manipulación y se encuentra revestido por un material aislante (en general, que sólo deja expuesta la punta (fig. 3-7). El objetivo de este aislamiento es evitar la dispersión de la corriente eléctrica durante la localización nerviosa (fig. 3-8). De este modo, la neurolocalización se puede realizar con una menor intensidad de corriente y es más precisa (véanse más detalles en el cap. 2). Existen en la actualidad dos variedades de aislamiento: el que deja libre la punta de la aguja y el de tipo "pin point". se presentan, respectivamente, en los modelos A y D. Otra característica importante de estas agujas es el ángulo del bisel, el cual puede ser de 15° y 30° (véase la fig. 3-7). Este último es el más recomendado. COMENTARIO El kit básico de agujas para neuroestimulación está compuesto por piezas de 1", 22G X 2" y Aguja sonovisible En la actualidad, existen agujas disenadas para una mejor visualización durante la ejecución del bloqueo guiado por eco- grafía. Éstas poseen las mismas cualidades que las empleadas para la neuroestimulación eléctrica, pero reflejan más el haz de ultrasonido B.Braun). Para lograr este objetivo, el cuerpo de estas agujas está provisto de pequeñas ranuras so- bre las que los haces de ultrasonido impactan de manera perpendicular, aun cuando el recorrido de la aguja no se mantenga paralelo al transductor. El material que las recubre garantiza un excelente deslizamiento, además del aislamiento (fig. 3-9). 42</p><p>3 Agujas para bloqueos nerviosos periféricos y centrales 4 3 2 1 Figura 3-7: Aguja para neuroestimulación: bisel de 15° 30° (1), cuerpo aislado con graduación en (2), línea de extensión (3) y cable de conexión al NE eléctrico Figura 3-8: Patrón de distribu- ción de la corriente eléctrica de una aguja no revestida con ma- terial aislante y una aguja con cuerpo aislado. NO aislada Aislada 43</p><p>Anestesia regional Otero & Portela 1 2 10cm 5 cm Figura 3-9: Imagen ecográfica de una aguja sonovisible (1) e ilustración del cuerpo de la aguja (2). Nótense las ranuras y las marcas de graduación. Cánula de Klein En la década de 1980, el médico estadounidense Jeffrey Klein desarrolló la técnica de lipoaspiración tumescente, que consiste en la infiltración de una solución a base de anestésicos locales, solución salina, bicarbonato de sodio y epinefrina. Para realizar la infiltración, unas cánulas de acero inoxidable con su extremo romo y numerosos forámenes laterales en su tercio distal, a través de los cuales se inyecta la solución tumescente. Los múltiples orificios favorecen la dispersión de la solución instilada, además de generar un accesible plano de clivaje, lo cual a su vez facilita la extracción de grandes masas de tejido (fig. 3-9). Figura 3-10: Cánula de Klein para realización de la técnica de anestesia por tumescencia. Nótense la punta de la cánula y sus orificios laterales. 44</p>