Reatores para Processos Enzimáticos

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Reatores para processos enzimáticos 
Utilização das enzimas a nível industrial 
As enzimas são produtos biotecnológicos com longa história de produção industrial, cuja 
aplicação se expandiu graças à tecnologia de DNA recombinante. São utilizadas em diversas 
áreas como sensores, indústria farmacêutica, remoção de poluentes, conversão de biomassa e 
nas indústrias alimentar e têxtil. 
Na indústria farmacêutica as enzimas revelam um papel importante devido à sua capacidade de 
reconhecer isómeros quirais e reagir apenas com um em misturas quirais. Além disso, o uso de 
enzimas de organismos extremófilos, adaptados a condições extremas, tem registado 
significativos avanços nos últimos anos. 
Organismos extremófilos: seres vivos que sobrevivem em condições ambientais extremas de 
temperatura, pressão, salinidade ou acidez (pH). 
 
Extremoenzimas 
Tipo Características de 
crescimento Enzimas Aplicações 
Termófilos 
Temperatura >80°C 
(Hipertermófilos) e 60-
80°C (Termófilos) 
Proteases, Glicósido 
hidrolases (amilases, 
pullulanase, 
glucanases, celulases, 
xilanases) 
Detergentes, hidrólise 
de alimentos e rações, 
panificação, 
fabricação de cerveja 
Psicrofílicos Temperatura 9 (Alcalifílicos) e pH 
plantas. 
Fatores críticos para a manipulação 
→ Tecido apropriado – escolhido de acordo com o objetivo final. 
→ Meio de crescimento – adequado com fonte de energia e sais orgânicos necessários ao 
crescimento das células (líquidos ou semi-sólidos). 
→ Condições de assepsia – bactérias e fungos conseguem crescer muito mais rapidamente 
que as células vegetais ou animais, e rapidamente dominam a cultura. 
Assepsia – eliminar qualquer tipo de organismo que possa contaminar o espaço de 
trabalho. 
Cultura de tecidos 
→ Reguladores de crescimento – substâncias que controlam o crescimento e a 
diferenciação das células durante a cultura (vegetais – auxinas e citoquininas; animais - 
ainda não está desenvolvido normalmente usa-se soro) 
→ Subcultura frequente – transferir as células para novos frascos de cultura regularmente, 
para garantir a nutrição de nutrientes e acumulação de metabolitos tóxicos. 
 
Micropropagação (Cultura) de Tecido Vegetal 
1. Seleção do tecido vegetal a partir de uma “planta mãe” saudável. O tecido deve ser 
esterilizado para remover contaminantes microbianos. 
2. Inserção do tecido no meio de cultura que deve conter os nutrientes necessários ao seu 
desenvolvimento e divisão celular. Cada espécie de planta necessita de um determinado 
meio que é estabelecido por tentativa-erro. 
3. Multiplicação: o tecido vegetal dá origem ao callus (massa de células) que é manipulado 
através da variação da concentração de açúcar e razão das concentrações de auxina 
(baixa) e citoquina (elevada). Os callus subdividem-se várias vezes dando origem aos 
rebentos. 
4. Formação de raízes: os rebentos são transferidos para um novo meio com uma razão 
auxina/citoquinina mais elevada. 
5. Os rebentos já com raízes são colocados em recipientes com terra e vão perdendo 
humidade gradualmente  necessário que os tecidos jovens não possuam uma camada 
cerosa que impeça a perda de humidade. 
Vantagens da cultura em tecidos vegetais: 
→ Uma única planta pode ser multiplicada em menos de um ano  propagação rápida de 
culturas para comercialização. 
→ Utilização de tecidos raramente destrói a “planta mãe”, protegendo plantas raras ou em 
vias de extinção. 
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→ Uma linha de cultura de tecido vegetal pode ser utilizado continuamente durante 1 ano. 
→ Podem ser obtidas plantas menos suscetíveis a determinadas doenças. 
→ Podem ser estabelecidos bancos de tecido vegetal congelados para maior tempo de 
utilização. 
→ Mais fáceis de transportar (forma mais comum de envio de plantas para exportação). 
→ Permite seleções mais rápidas para o melhoramento de culturas. 
→ Tecidos apresentam menos variabilidade que as próprias sementes. 
 
Células em suspensão 
 
Reatores 
Diferenças entre células vegetais e microrganismos e as implicações para o projeto de 
biorreatores 
Diferenças Implicações para o projeto de biorreatores 
Taxa de respiração mais baixa Requer taxas de transferência de O₂ mais baixas 
Mais sensíveis ao cisalhamento Operação em condições de baixo cisalhamento 
Células frequentemente crescem como 
agregados ou aglomerados 
Limitações de transferência de massa que 
restringem a disponibilidade de nutrientes para 
células dentro do agregado 
O grau de agregação pode ser importante 
para o metabolismo secundário 
Pode haver um tamanho de agregado ideal para a 
síntese de produtos 
Compostos voláteis podem ser 
importantes para o metabolismo celular 
(ex.: CO₂ ou etileno) 
Necessário borbulhar misturas de gases 
 
Vantagens: 
→ Operação contínua facilitada 
→ Altas concentrações celulares 
→ Reutilização de células pode levar a maior eficiência 
→ Células podem ser protegidas contra cisalhamento 
→ Uma vez imobilizadas, o crescimento lento e a instabilidade de linhagem das células 
vegetais deixam de ser problemas 
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→ O meio pode ser facilmente trocado, o que seria importante para processos que 
requerem uma série de meios para produção ótima 
→ A remoção contínua de metabólitos inibitórios pode melhorar o metabolismo celular 
geral ou revelar vias bioquímicas mascaradas 
→ Pode ser possível explorar melhor as relações biológicas entre agregação, diferenciação 
morfológica e produção de metabólitos secundários 
 
Potenciais problemas: 
→ Procedimentos assépticos de imobilização em larga escala precisam ser desenvolvidos 
→ Limitações na transferência de massa podem afetar significativamente o metabolismo 
celular (positiva e negativamente) 
→ Os produtos devem ser produzidos por células não em crescimento 
→ Os produtos devem ser libertados pela célula para o meio 
→ A experiência no aumento de escala de sistemas de células imobilizadas é limitada 
 
Cultura em órgão 
Vantagens: 
→ A capacidade biossintética frequentemente volta após a organogênese. 
→ O espectro de produtos para sabores e fragrâncias volta ao da planta original. 
→ A secreção de produtos é aumentada em muitos casos (particularmente em culturas de 
raízes). 
→ A estabilidade genética em condições de crescimento é significativamente melhorada 
em comparação com culturas de calos ou em suspensão. 
→ Autoimobilização; proporciona uma mistura mais ideal de tipos de células. 
Desvantagem: 
→ As taxas de crescimento podem ser mais baixas do que nas culturas em suspensão em 
alguns casos. 
→ Reatores eficientes e escaláveis para tecidos organizados precisam ser desenvolvidos. 
→ O controlo das condições microambientais é frequentemente mais difícil. 
 
Cultura em Tecido Animal 
Origem da cultura de tecido animal: 
→ Diretamente de um espécimen – são recolhidos diretamente de um organismo vivo. 
→ Banco de tecidos crio-preservados – bancos de tecidos que armazenam células ou 
tecidos congelados a temperaturas extremamente baixas. 
Desenvolvimento do tecido: 
→ Meio de crescimento específico - meio nutritivo apropriado, que fornece nutrientes, 
vitaminas, hormonas e fatores de crescimento necessários para o desenvolvimento 
celular. 
→ Condições assépticas – manter o ambiente livre de contaminações. 
Requisitos para o crescimento ótimo: controlo das condições (T, pH e composição dos gases). 
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→ Células humanas: T = 37 ºC e 5% de CO2 
 
Características do cultivo 
→ Maiores dificuldades de cultivo 
→ Produtividades mais baixas 
→ Obtenção de proteínas com conformação correta 
→ Modificações pós-tradução 
→ Células mais complexas e sensíveis 
→ Condições de cultura e reatores muito específicos 
→ Parte constituinte de um órgão ou tecido onde proliferam e se diferenciam 
→ Células eucarióticas com dimensões de cerca de 30 μm e formas bastante variáveis 
→ Sem parede celular rígida que confira resistência a variações de osmolaridade, tensões 
de corte resultantes de agitação, danos causados pelo colapso de bolhas resultantes de 
arejamento 
→ Necessitam de uma superfície de adesão hidrófila para se desenvolverem 
 
Superfícies de adesão 
Quando cultivamos células animais em laboratório, a maioria delas precisa de uma superfície 
para se fixar e crescer. Essa adesão é essencial para que as células mantenham sua forma 
(morfologia) e suas funções. Essa superfície imita o ambiente 
natural das células, que no organismo seria a matriz extracelular. 
→ Utilizam-se materiais como vidro (pirex), plástico 
(poliestireno ou teflon) e metais (aço inoxidável ou 
titânio). 
→ Tanto as células quanto as superfícies geralmente têm 
carga negativa, o que naturalmente causaria uma 
repulsão. Para facilitar a adesão usa-se Glicoproteínas 
que imitam componentes da matriz extracelular e 
"conectam" as células à superfície, promovendo uma 
adesão mais eficiente, ou catiões divalentes que 
neutralizam a carga negativa, permitindo a aproximação. 
Metabolismo – crescimento muito lento comparado com os microrganismos, apresentando 
tempos de duplicação de 10 a 50 h, com implicações ao nível da produtividade dos processos. 
→ Necessitam de fonte de carbono e energia (normalmente glucose); 
→ Não utilizam fontes de azoto inorgânicas, por isso a maioria dos meios de cultura incluemum excesso de glutamina, de modo a proporcionar uma fonte de azoto preferencial e a 
evitar que alguns dos aminoácidos presentes no meio se esgotem. 
Protocolo de cultura: 
→ Densidades celulares iniciais: [5 x 104; 2 x 105] células/mL / [5 x 103; 2 x 104] células/cm2 
→ A maioria das células animais são mortais, podendo apenas dividir-se um número de 
vezes limitado, antes de morrer. 
→ Normalmente apenas formam uma monocamada. 
→ No entanto, algumas linhas celulares, são imortais, dividindo-se infinitamente. 
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Meios de cultura – deve suportar a propagação in vitro e manutenção das células, fornecendo 
os nutrientes necessários e assegurando o pH fisiológico. O meio de cultura típico contém 
glucose, glutamina, aminoácidos essenciais, vitaminas, sais minerais e soro animal (5 a 20%). 
Soro animal: assegura a estimulação do crescimento celular por ação de hormonas e fatores de 
crescimento. Promove a adesão celular através de proteínas como a fibronectina ou o colagénio. 
Desvantagem: custo elevado; forte potencial de contaminação; introdução de variabilidade no 
processo; dificuldades na separação/purificação; presença de espuma. 
 
Cinética de crescimento 
A velocidade de crescimento das células animais depende do tipo de células, da composição do 
meio e das condições de operação. O crescimento segue uma curva exponencial semelhante à 
observada para o crescimento microbiano, seguindo-se a fase estacionária e a fase de morte 
celular. 
Condições ótimas de crescimento das células animais: 
→ T = 37 ºC – células humanas e animais de sangue quente 
→ pH entre 7,3 e 7,4 
→ Ar humidificado a 95 % (evitar a perda de volume de meio de cultura por evaporação) com 
5% de CO2 para controlo do pH através do sistema de tampão bicarbonato. 
Oxigénio: necessário para assegurar as necessidades respiratórias da cultura. Evitar o 
arejamento vigoroso que pode levar a tensões de corte elevadas. A quantidade de oxigénio varia 
com o tipo de célula, mas normalmente deve estar entre 30 e 70% de saturação - necessidade 
inferior às das células vegetais ou microbianas. 
→ Coeficiente de transferência de oxigénio: KLa = [5; 25] h-1 
→ V frasco de cultura não ocupado  10:1 V oxigénio que se difunde 
Em escala mais elevada são necessários sistemas mais eficientes para fornecer oxigénio: 
→ Bolhas pequenas: Injeção de bolhas de ar/oxigênio por dispersores específicos. 
→ Membranas submersas: Difusão de oxigênio por membranas gasosas dentro do reator. 
→ Membranas externas: Circulação do meio através de membranas oxigenadoras fora do 
reator. 
→ Aumento da pressão: Elevação da pressão parcial de oxigênio na fase gasosa ou no 
interior do reator. 
Produto: pode ou não estar associado ao crescimento. A concentração de produto é baixa, na 
ordem dos µg/mL. 
Razão para as baixas produções: cinética de crescimento lenta; morte celular. 
Aumentar a produção: manipulação genética (genes que inibam a morte celular); otimização de 
processos (remoção dos metabolitos para reduzir efeitos tóxicos). 
Aplicações principais 
→ Produção de proteínas de estrutura complexa 
→ Produção de proteínas biologicamente ativas com baixa imunogenicidade (terapêuticas 
e vacinas) 
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→ Ensaios in vitro em testes a novos fármacos e terapias celulares 
→ Crescimento de vírus – necessitam de células hospedeiras vivas 
→ Produção de anticorpos monoclonais para diagnóstico e investigação 
→ Estudo de processos celulares 
→ Análise e modificação genética 
 
Diferença entre cultura de células animais e vegetais 
→ Linhas de células animais apresentam um número limitado de utilizações pois degradam 
mais facilmente. 
→ Para se manterem viáveis células animais necessitam de sub-cultivos. 
→ Composição dos meios para células vegetais mais bem definida que para células 
animais. 
→ Tecidos animais necessitam de mais cuidados na manipulação e após a utilização têm 
de ser inativados com lixivia, seguida de incineração. 
 
Tecidos Animais – Reatores 
 
Tipos de reator: tanque agitado; reator de leito fixo; reator de leito fluidizado; air-lift; reator de 
membranas (fibras ocas e matriz cerâmica). 
Sistemas de cultura à escala laboratorial 
 
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Cultura de tecidos animais em larga escala 
Dificuldade: assegurar as condições fisiológicas para o crescimento celular, especialmente ao 
nível da oxigenação do meio, remoção de metabolitos tóxicos e da satisfação das necessidades 
nutritivas da cultura. 
Necessária uma homogeneização eficiente no interior do reator com uma gama de velocidades 
de agitação limitada devido à fragilidade das células. 
Apesar da cultura em suspensão ser o método por excelência para aumento de capacidade, 
a cultura em monocamada (células aderentes) apresenta algumas vantagens: 
→ Facilidade na renovação do meio de cultura e possibilidade de lavagem das células antes 
da adição de meio fresco; 
→ Simplicidade de aplicação de técnicas de perfusão; 
→ Produção mais eficiente de um determinado produto por parte de muitas linhas celulares 
quando ligadas a um substrato. 
Desvantagens: 
→ Aumento de escala mais complexo; 
→ Maior necessidade de espaço de disposição do equipamento; 
→ Dificuldade na monitorização do crescimento, devido a dificuldades de amostragem e 
contagem; 
→ Maior dificuldade na medição e controlo de parâmetros como o pH e oxigénio dissolvido 
e na garantia da homogeneidade do sistema. 
sucesso do aumento de escala de cultura de células animais: utilizar técnicas de imobilização 
celular e/ou perfusão (renovação do meio de cultura com retenção das células no Interior do 
reator) para aumentar as densidades celulares de 50 a 100 vezes: 
→ microcarriers, 
→ microencapsulação 
→ imobilização por retenção em sistemas de membranas. 
 
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Reatores de elevada densidade celular 
Sistemas biológicos projetados para suportar uma cultura com grande concentração de células 
vivas num pequeno volume. 
Vantagens em relação aos sistemas convencionais 
1. Velocidades de fermentação elevadas, que resultam numa maior produtividade; 
2. Operar a taxas de diluição superiores à taxa de wash-out 
3. Reutilização de biomassa 
4. Facilidade na recuperação do produto de fermentação  ↓ custos de separação 
5. Maior estabilidade ao longo do tempo  ↓ risco de contaminação 
6. ↓ volume de reator  ↓ investimento inicial 
Exemplo: obtenção de elevadas concentrações de Escherichia coli a partir de glucose ou glicerol, evitando 
a formação de ácido acético. 
 
Possíveis problemas em reatores com elevada densidade celular 
1. Fornecimento de oxigénio insuficiente  necessário misturar oxigénio puro com ar 
(aumento do custo do processo e mais riscos); 
2. Aumento das necessidades nutricionais (C, N, P)  ↑ quantidades de nutrientes  
problemas com inibição, solubilidade (limite das concentrações), pressão osmótica, etc. 
 contornado através da alimentação continua ou intermitente 
3. Aumento de produtos secundários  controlado através da alimentação continua ou 
intermitente ou processos de remoção continua 
4. Condições de stress celular  microrganismos agregam em vez de crescer através da 
produção de exopolímeros 
 
Aumentar a quantidade de biomassa – engenharia genética 
1. Modificar vias metabólicas secundárias de forma a impedir a formação do produto 
secundário (apagar ou acrescentar - permitem a utilização dos produtos secundários 
inibitórios); 
2. Atuar ao nível da resposta ao stress, impedindo que as células agreguem. 
 
Principais tipos de reator – reatores de recirculação celular, membrana e células 
imobilizadas. 
CSTR com recirculação de biomassa 
Permitem manter uma concentração elevada de células. 
Utilizam técnicas de separação como centrifugação, 
filtração ou sedimentação para recircular células ao reator. 
O reator passa a ter 2 correntes de entrada. 
Razão de recirculação: Fator de concentração: 
𝛼 =
𝐹𝑟
𝐹
 , 0 1 
 
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Balanço mássico às células viáveis (estado estacionário,morte desprezável e alimentação 
estéril) 
𝛼𝐹𝐶𝑋1 − 𝐹(𝛼 + 1)𝑋1 + 𝑟𝑋𝑉 = 0 ⟺ 𝝁 = 𝑫[𝟏 + 𝜶(𝟏 − 𝑪)] 
Como 𝐶 > 1 ⟹ 𝛼 (1 − 𝐶)percorrida no interior da 
matriz até à célula 
𝑆𝑏 - concentração de substrato fora 
da matriz 
→ 𝐷𝑎 ≫ 1  a difusão domina  processo + lento 
→ 𝐷𝑎 ≪ 1  a bioconversão domina – ideal num reator. 
Resolução das limitações difusionais: 
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→ Externas (entre o fluido e a matriz)  aumentar a velocidade de agitação; 
→ Internas (no interior dos poros da matriz)  redução da dimensão das partículas ou 
aumento da dimensão dos poros. 
 
Configuração de reator: 
→ Normalmente como a matriz é frágil utilizam-se reatores com agitação mais suave 
como leitos empacotados, leitos fluidizados ou reatores air-lift; 
→ Tanques perfeitamente agitados apenas se utilizam quando a matriz é suficientemente 
forte para uma operação longa. 
→ Se a recirculação de meio nos reatores de leito empacotado ou fluidizado for rápida, a 
sua descrição pode ser aproximada a um CSTR. Se for lenta, aproxima-se a um CPFR. 
Leito empacotado Leito fluidizado 
 
 
 
PFR 
Considerando que o substrato antes de ser consumido tem de se transferir para o interior do poro 
da matriz e fazendo o balanço mássico chega-se a: 
𝐹𝑖𝑆|𝑧 − 𝐹𝑖𝑆|𝑧+Δz − 𝑁𝑆𝑎𝐴Δ𝑧 = 0 
Onde, 
𝑁𝑆 = 𝜂𝑇𝑟𝑆
𝑉𝑃
𝐴𝑃
 
 
𝑁𝑆 - fluxo de substrato do meio para as células no 
interior da partícula 
𝑎 - razão entre a área superficial e o volume da matriz 
de imobilização 
𝜂𝑇 - fator de efetividade total 
𝑉𝑃 𝐴𝑃⁄ - comprimento característico da partícula de 
imobilização 
Nos sistemas de células imobilizadas, o crescimento deve ser o mais reduzido possível. O 
processo pode assemelhar-se a um processo enzimático com: 
𝑟𝑆 = −
𝑟𝑆𝑚á𝑥
𝑆
𝐾𝑆 + 𝑆
 
Integrando a equação de balanço e substituindo 𝑟𝑆: 
𝐾𝑆 ln
𝑆𝑖
𝑆0
+ (𝑆𝑖 − 𝑆0) =
𝜂𝑇𝑟𝑆𝑚á𝑥
𝑉𝑃𝑎𝐴
𝐹𝐴𝑃
𝐿 
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CSTR 
Biomassa 
Considerando que há crescimento celular e que as células que crescem são libertadas da matriz 
ficando em suspensão, mantendo-se constante a concentração de células imobilizadas (Xim), a 
morte celular é desprezável, alimentação estéril e estado estacionário: 
−𝐹0𝑋0 + 𝜇𝑋0𝑉 − 𝜂𝑇𝜇𝑋𝑖𝑚V = 0 
Daqui resulta: 
𝐷 = 𝜇 (1 +
𝜂𝑇𝑋𝑖𝑚
𝑋0
) 
Se não existirem células imobilizadas, 𝐷 = 𝜇. 
 
Substrato 
Considerando estado estacionário e que as células imobilizadas consomem o substrato da 
mesma forma que as células em suspensão, o balanço ao substrato é escrito como: 
𝐹𝑖𝑆𝑖 − 𝐹0𝑆0 −
𝜇𝑋0
(𝑌𝑋/𝑆)
𝑜𝑏𝑠
𝑉 −
𝜂𝑇𝜇𝑋𝑖𝑚
(𝑌𝑋/𝑆)
𝑜𝑏𝑠
V = 0 
Rearranjando e introduzindo a equação de Monod chega-se: 
𝜇𝑚𝑎𝑥𝑆0
𝐾𝑆 + 𝑆0
=
𝐷(𝑆𝑖 − 𝑆0)(𝑌𝑋/𝑆)
𝑜𝑏𝑠
(𝑆𝑖 − 𝑆0)(𝑌𝑋/𝑆)
𝑜𝑏𝑠
+ 𝜂𝑇𝑋𝑖𝑚
 
Comparação da conversão de substrato num CSTR em estado estacionário entre uma cultura em 
suspensão e imobilizada com e sem problemas difusionais: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Scale-up de bioprocessos 
Processo de aumentar a escala de produção biotecnológica de uma operação laboratorial para 
um nível industrial, mantendo a eficiência, produtividade e qualidade. 
Scale-up - o processo de dimensionamento, montagem e operação de um sistema de produção 
em larga escala (industrial), com base em experimentos e dados obtidos em escalas menores 
(laboratório ou planta piloto), a partir de conversões graduais. 
 
Objetivos: 
→ Obtenção do melhor biocatalisador 
→ Criar o melhor ambiente para o processo 
→ Garantir a distribuição mais homogénea dos nutrientes 
→ Purificar o produto da forma mais económica 
 
Etapas de um bioprocesso 
 
Numbering-up - consiste em aumentar o número de reatores menores para alcançar o volume 
total necessário em vez de usar um único reator maior. Alternativa ao scale-up. 
Baseia-se na natureza: unicelular  multicelular : folhas  árvore  floresta 
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Vantagens: não tem os problemas do scale-up como consumo de energia ou transferência de 
massa. 
Desvantagens: controlo de todas as unidades; reprodutibilidade; espaço ocupado; custo. 
 
Mitos do scale-up: 
→ É apenas um aumento de tamanho 
→ A tecnologia já está desenvolvida 
→ É um processo rápido 
Questões 
→ Que parâmetros podem ser mantidos 
e quais devem ser mudados? 
→ Como é que a mudança de 
parâmetros afeta o processo? 
- Fisiologia dos microrganismos? 
- Produtividade do processo? 
- Qualidade do produto? 
 
Particularidades do Scale-up 
→ Diversidade de reações que um microrganismo pode apresentar às mudanças de 
variáveis do processo, como fontes de carbono ou condições operacionais; 
→ Duas espécies distintas podem reagir de forma diferente ao mesmo processo; 
→ Necessária uma avaliação muito detalhada do processo de scale-up. 
 
Alterações durante o Scale-up 
→ Quantidade de nutrientes necessária – porque há ↑ V e ↑ concentração de biomassa; 
→ Tempo de processo – maior no reator e para obtenção do inóculo na preparação do reator; 
→ Preparação do reator – durante a construção, controlo e esterilização; 
→ Alimentação do reator e despejo do reator – volumes são maiores. 
 
Etapas de Scale-up 
1. Cultura em pequena escala: realizada em balões de capacidade ≤ 1 L, em incubadores 
com controlo de temperatura e velocidade de agitação. Os parâmetros de crescimento 
são determinados e otimizados. 
2. Cultura em escala laboratorial: reatores de 1-5 L, equipados com instrumentos de 
monitorização dos parâmetros. Implica alterações significativas ao nível da agitação e do 
controlo dos parâmetros operacionais. 
3. Cultura em escala piloto: reatores entre 50-1000 L, com geometria e condições 
semelhantes às utilizadas em escala laboratorial. São feitos cálculos detalhados de 
transferência de calor e massa, tempo de residência e estudo de viabilidade econômica. 
4. Cultura em escala industrial: reatores de grande porte > 1000 L, com serviços auxiliares 
testados em simultâneo (compressores, geradores de vapor, redes de monitoramento). 
Quanto maior a escala, maior é, normalmente, o afastamento do reator em relação ao 
comportamento ideal. 
 
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