RELATORIO PRATICA - THAYNEA

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RELATÓRIO DE PRÁTICA 
THAYNEA FERNANDA DA COSTA DUTRA 
MATRÍCULA 04114748 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
PREPARAÇÃO DE MATERIAIS E VIDRARIA PARA ESTERILIZAÇÃO POR CALOR 
SECO E ÚMIDO 
 
NOME: THAYNEA FERNANDA DA COSTA DUTRA MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
A esterilização é um processo fundamental em laboratórios de microbiologia, uma 
vez que garante a eliminação completa de microrganismos, incluindo esporos bacterianos, 
esse procedimento é indispensável para garantir a confiabilidade dos experimentos e a 
segurança dos operadores, prevenindo contaminações cruzadas. Na prática realizada, foi 
abordada a preparação de materiais e vidrarias para esterilização utilizando calor seco e 
úmido. Além disso, discutiu-se a importância da validação desses métodos e dos cuidados 
necessários para um processo eficaz. 
Os dois métodos térmicos de esterilização têm mecanismos de ação diferentes, o 
calor seco atua por oxidação e desnaturação de componentes celulares, sendo indicado 
para materiais que não suportam umidade, como vitrais, metais e óleos, esse processo é 
realizado em estufas com temperaturas entre 160°C e 180°C, com tempo variando de 1 a 
2 horas, dependendo do tipo e do volume do material. Por outro lado, a esterilização por 
calor úmido utiliza vapor d'água saturado sob pressão em autoclaves. A temperatura média 
é de 121°C por 15 minutos (1 atm.), sendo mais rápida e eficaz devido à capacidade do 
vapor de penetrar nos materiais e transferir calor para os microrganismos, levando à 
coagulação de proteínas celulares (Jawetz; Melnick; Adellberg, 2014). 
A preparação dos materiais é crucial para o sucesso do processo, na esterilização 
por calor úmido, os itens foram organizados na autoclave, permitindo a circulação do vapor 
ao redor de todos os materiais. As vitrines foram cobertas com papel de grau cirúrgico ou 
envoltas em pano, garantindo que o vapor penetrasse significativamente. Após o ciclo, 
aguardou - se a liberação da pressão para evitar acidentes e permitir uma secagem 
completa dos materiais antes de fazê-los. Na esterilização por calor seco, os materiais 
foram previamente limpos e secos, condicionados em estufa a uma temperatura de 180°C 
por 2 horas. Após o término, foi necessário esperar o resfriamento gradual para evitar 
choques térmicos, o que poderia comprometer a integridade dos vidros (Anvisa, 2020). 
O embrulho dos materiais desempenha um papel essencial na proteção contra 
contaminações, sem calor úmido, o papel de grau cirúrgico permite a passagem de vapor 
durante o processo, mas impede que microrganismos do ambiente externo entrem em 
contato com os materiais após a esterilização. Já sem calor seco, o embrulho ajuda a 
proteger as vidraças contra partículas e resíduos durante o armazenamento, preservando 
a esterilidade até o momento do uso. Assim, a correta acondicionamento é necessária para 
garantir a eficácia do processo de esterilização e a segurança microbiológica do material. 
Durante a preparação das pipetas para esterilização, foi utilizada uma rolha de 
algodão em cada uma delas, o algodão atua como uma barreira física que impede a entrada 
de partículas contaminantes antes e após a esterilização. Além disso, no caso de calor 
úmido, ele permite a passagem do vapor para o interior das pipetas, garantindo a 
esterilização de sua superfície interna, esse detalhe é particularmente relevante em 
materiais laboratoriais usados para manipulação de líquidos estereoscópicos. 
 
 
Para confirmar a eficácia da esterilização por calor úmido, foram utilizados dois 
métodos de controle: uma fita indicadora e uma ampola com Geobacillus 
stearothermophilus. A fita de autoclave, posicionada externamente ao pacote de materiais, 
muda de cor para atingir a temperatura e pressão adequadas, funcionando como um 
indicador rápido. Já uma ampola contendo G. stearothermophilus, uma bactéria termo 
resistente, foi colocada junto aos materiais, após o processo, a ampola foi incubada para 
verificar se houve crescimento bacteriano. A ausência de crescimento confirma que as 
condições do ciclo foram eficazes para destruir esporos, validando o processo, esses 
controles são cruciais, especialmente em laboratórios que lidam com microrganismos 
patogênicos. 
A aula prática evidenciou a importância dos métodos de esterilização e dos cuidados 
envolvidos em cada etapa do processo. O calor seco é mais indicado para materiais que 
não toleram umidade, enquanto o calor úmido é mais eficiente para eliminar 
microrganismos em geral, além disso, a proteção dos materiais com papel adequado e o 
uso de barreiras como o algodão são medidas simples, mas indispensáveis, para garantir 
a esterilidade. Por fim, a validação do processo com indicadores físicos e biológicos garante 
que a esterilização foi realizada corretamente, promovendo a segurança microbiológica e a 
confiabilidade dos procedimentos laboratoriais. 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. MANUAL DE LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE SUPERFÍCIES. Disponível em: . Acessado 
em: 09 Dezembro 2024 
JAWETZ, E.; MELNICK, J. L.; ADDELLBERG, E. Microbiologia Médica – 26° Edição, São Paulo – 2014. Disponível em: . Acessado em: 09 Dezembro 2024 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
TESTE DE ESTERILIDADE 
 
NOME: THAYNEA FERNANDA DA COSTA DUTRA MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
O teste de esterilidade é uma análise essencial na indústria farmacêutica, com o 
objetivo de garantir que os produtos utilizados em procedimentos médicos, como soluções 
injetáveis e dispositivos estéreis, estejam livres de organismos viáveis que possam 
comprometer a saúde dos pacientes. A esterilidade é definida como a total ausência de 
microrganismos viáveis, sendo uma condição imprescindível para produtos como 
medicamentos injetáveis, implantes e cateteres, entre outros (Pelczar; Chan; Krieg, 1996). 
O teste de esterilidade é regulado por órgãos como a Anvisa e a Farmacopeia Brasileira, 
que exigem que esses testes sejam realizados com rigor para assegurar a segurança e a 
eficácia dos produtos. 
O teste de esterilidade envolve o cultivo do produto a ser testado em meios de cultura 
específicos, como o Caldo Tioglicolato (TIO) e o Caldo Caseína-Soja (TSB), em condições 
controladas de temperatura. O TIO, que favorece o crescimento de microrganismos 
anaeróbicos, é incubado a 30-35°C, enquanto o TSB, que suporta o crescimento de 
microrganismos aeróbicos, é incubado a 20-25°C. A incubação em temperaturas 
diferenciadas permite que se detectem microrganismos de diferentes naturezas, 
aumentando a sensibilidade do teste e a precisão dos resultados (Tortora; Funke; Case, 
2017). Esse procedimento tem como objetivo garantir que o produto esteja livre de 
contaminantes, independentemente do tipo de microrganismo. 
A realização do teste de esterilidade deve ser feita em condições rigorosas, 
especialmente dentro de uma Capela de Fluxo Laminar, a capela proporciona um ambiente 
estéril e controlado, minimizando o risco de contaminação do ambiente ou dos materiais 
durante o procedimento, para garantir a eficácia do teste, é fundamental preparar a capela 
antes de iniciar, o que inclui a limpeza com álcool 70% ou outro desinfetante adequado, a 
esterilização de todos os materiais a serem utilizados (como tubos de ensaio, pinças e 
frascos) e o controle adequado do fluxo de ar laminar para evitar a entrada de partículas 
contaminantes no ambiente(Pelczar; Chan; Krieg, 1996). Esses passos são essenciais 
para a garantia de que o ambiente onde o teste será realizado esteja livre de 
microrganismos, assegurando que o teste seja válido e os resultados precisos. 
O procedimento para a transferência do medicamento das ampolas para os tubos 
contendo os meios de cultura deve ser realizado com extrema cautela, inicialmente, as 
ampolas devem ser desinfectadas externamente com álcool 70%. A seguir, o lacre da 
ampola é rompido com o auxílio de uma pinça esterilizada, e o conteúdo é transferido para 
os tubos de ensaio utilizando seringas ou pipetas estéreis. Todo o processo deve ser feito 
dentro da capela de fluxo laminar para evitar a introdução de microrganismos do ambiente 
durante a transferência do medicamento, a precisão e a asepsia durante esse procedimento 
são cruciais para a obtenção de resultados confiáveis (Tortora; Funke; Case, 2017). 
Além da amostra do produto a ser testado, é imprescindível incluir controles positivo 
e negativo durante o teste de esterilidade, o controle positivo consiste na inoculação 
intencional de um microrganismo específico em um dos tubos de ensaio, de modo a 
confirmar que o meio de cultura é capaz de suportar o crescimento microbiano, já o controle 
negativo é utilizado para verificar a ausência de contaminação no próprio material e meios 
 
 
de cultura, ou seja, para garantir que os tubos de ensaio, as ferramentas e os meios de 
cultura não estavam contaminados durante a preparação. A inclusão de ambos os controles 
é uma prática fundamental, pois assegura que o teste está sendo realizado de maneira 
adequada e que qualquer falha nos resultados pode ser atribuída ao processo de 
esterilização ou ao produto em questão. 
Em conclusão, o teste de esterilidade é uma ferramenta indispensável para garantir 
que os produtos farmacêuticos estejam livres de microrganismos nocivos à saúde humana. 
A realização desse teste exige a observância de boas práticas laboratoriais, como a 
utilização de capelas de fluxo laminar, a correta incubação em diferentes temperaturas, a 
execução precisa dos procedimentos de transferência do medicamento e a inclusão dos 
controles positivo e negativo. Essas etapas são essenciais para validar o processo de 
esterilização e garantir a segurança dos pacientes que utilizam os produtos testados. 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 09 Dezembro 2024 
ANVISA. MANUAL DE LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE SUPERFÍCIES. Disponível em: . Acessado 
em: 09 Dezembro 2024 
PELCZAR, M. J.; CHAN, E. C. S.; KRIEG, N. R. Microbiologia: Conceitos e Aplicações. São Paulo - 1996. 
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12ª ed. Porto Alegre: Artmed, 2017. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
CONTAGEM MICROBIANA EM PRODUTOS FARMACÊUTICOS NÃO-ESTEREIS 
 
NOME: THAYNEA FERNANDA DA COSTA DUTRA MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
Produtos farmacêuticos não-esteris são aqueles que, embora não estejam livres de 
microrganismos, têm um nível controlado de contaminantes microbiológicos para garantir 
que sejam seguros para o uso humano, exemplos incluem medicamentos orais, cremes e 
pomadas, que não necessitam de esterilidade, mas devem atender a critérios 
microbiológicos para garantir a eficácia e segurança. A realização do controle de qualidade 
microbiológico é fundamental para verificar se esses produtos atendem aos limites de 
contaminação estabelecidos, assegurando a conformidade com as normas regulatórias e a 
segurança dos consumidores (Anvisa, 2019). 
Durante o processo de controle microbiológico de produtos farmacêuticos não-
esteris, são utilizados diferentes meios de cultura para a detecção de microrganismos. O 
meio mais comum é o Ágar Nutriente, que suporta o crescimento de uma variedade de 
microrganismos, incluindo bactérias e fungos. Além disso, utiliza-se o Caldo Tioglicolato 
para o cultivo de microrganismos anaeróbicos e o Ágar Sabouraud para fungos. As 
condições de incubação variam de acordo com o tipo de microrganismo que se deseja 
cultivar. A incubação em 30-35°C favorece o crescimento de bactérias, enquanto a 
incubação a 20-25°C é ideal para fungos (Pelczar, Chan & Krieg, 1996). O uso de diferentes 
meios e condições de incubação permite uma análise mais abrangente da microbiota 
presente nos produtos e a detecção de uma variedade de patógenos. 
A realização de diluições seriadas (1:10, 1:100 e 1:1000) é um procedimento 
essencial na contagem microbiológica, permitindo que se consiga isolar e contar unidades 
formadoras de colônias (UFC) de maneira precisa. O objetivo principal dessas diluições é 
reduzir a concentração dos microrganismos presentes na amostra para que, em uma 
determinada quantidade de placa, as colônias possam ser contadas de forma individual e 
eficiente. Esse procedimento também auxilia na obtenção de resultados dentro da faixa de 
contagem, que normalmente deve ser entre 30 e 300 UFC por placa, conforme as normas 
da Farmacopeia Brasileira. 
A contagem de unidades formadoras de colônias (UFC) é realizada após o cultivo 
das amostras diluídas em meios de cultura. Após a incubação, as placas são observadas 
para identificar as colônias formadas, cada colônia resulta de uma única célula bacteriana 
ou de um grupo de células provenientes de um único microrganismo, e a contagem das 
colônias permite determinar a carga microbiana total presente na amostra. A contagem 
deve ser realizada com cuidado, utilizando técnicas que garantam a precisão, como o uso 
de uma lupa estereoscópica e o método de contagem manual ou automatizada (Tortora, 
Funke & Case, 2017). 
A legislação brasileira, por meio da Farmacopeia Brasileira define limites específicos 
para a contaminação microbiana em produtos farmacêuticos não-esteris, dependendo do 
tipo de produto. Por exemplo, cremes e pomadas não podem conter mais do que 100 UFC 
por grama ou mililitro, enquanto medicamentos orais têm limites diferentes, com base na 
forma e no tipo de administração, esses limites são estabelecidos para garantir que os 
produtos não apresentem riscos à saúde do consumidor, o resultado obtido na contagem 
 
 
microbiológica deve ser comparado com esses valores de referência para determinar se o 
produto está adequado para comercialização e uso. 
Em conclusão, o controle microbiológico de produtos farmacêuticos não-esteris é 
essencial para garantir a segurança e qualidade dos produtos que não necessitam de 
esterilidade, mas que ainda assim devem ser livres de níveis excessivos de contaminantes. 
A contagem microbiológica, utilizando diferentes meios de cultura e condições de 
incubação, diluições seriadas e a contagem de UFC, é um processo meticuloso que 
assegura a conformidade dos produtos com os padrões de qualidade estabelecidos pela 
legislação. 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 09 Dezembro 2024 
PELCZAR, M. J.; CHAN, E. C. S.; KRIEG, N. R. Microbiologia: Conceitos e Aplicações. São Paulo - 1996. 
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12ª ed. Porto Alegre: Artmed, 2017. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
CONTROLE MICROBIOLÓGICO AMBIENTAL 
 
NOME: THAYNEA FERNANDA DA COSTA DUTRA MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁPROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
O controle microbiológico ambiental é uma prática fundamental para garantir que 
ambientes, como laboratórios, hospitais, indústrias farmacêuticas e outros locais que 
manipulam produtos estéreis, estejam livres de contaminantes microbiológicos, a principal 
finalidade dessa técnica é monitorar a qualidade do ambiente e prevenir contaminações 
cruzadas que possam comprometer os processos ou a saúde dos pacientes. 
O controle microbiológico ambiental busca identificar, quantificar e controlar a 
presença de microrganismos, como bactérias, fungos e vírus, que possam ser prejudiciais. 
Isso é crucial para a manutenção de padrões de segurança e eficácia em processos 
sensíveis, como a produção de medicamentos e o atendimento médico (Pelczar, Chan & 
Krieg, 1996; Tortora, Funke & Case, 2017). 
Durante a análise microbiológica ambiental, o tempo de exposição das placas de 
Ágar ao ambiente (5, 10, 15 e 20 minutos) pode influenciar diretamente o crescimento 
bacteriano observado, quanto maior o tempo de exposição, maior será a quantidade de 
microrganismos capturados pela placa, o que pode resultar em um crescimento bacteriano 
mais evidente, este efeito é particularmente importante em ambientes onde a contaminação 
pode ocorrer de forma constante, e a duração da exposição pode refletir o nível de risco 
associado à manipulação de produtos ou à presença de fontes de contaminação. Controlar 
o tempo de exposição também permite comparar ambientes sob diferentes condições de 
limpeza e controle (Pelczar, Chan & Krieg, 1996). 
A análise do tecido do jaleco e da bancada de trabalho segue metodologias distintas, 
cada uma com suas vantagens e desvantagens, a análise do tecido do jaleco é geralmente 
realizada com o uso de swabs ou a impressão direta do tecido em meios de cultura, esta 
técnica é útil para verificar a presença de microrganismos provenientes do contato direto 
do profissional com o ambiente, a desvantagem dessa técnica é que ela pode não 
representar de forma precisa a carga microbiana do ambiente, pois depende da quantidade 
de contaminação no próprio jaleco. 
Já a análise da bancada de trabalho utiliza placas de Ágar diretamente expostas ao 
ambiente ou swabs, e pode fornecer um diagnóstico mais direto da qualidade 
microbiológica da superfície. No entanto, essa técnica pode ser influenciada por fatores 
como a limpeza inadequada ou a presença de contaminantes em áreas específicas da 
bancada. 
As condições de incubação das placas utilizadas nas análises microbiológicas 
ambientais são cruciais para o sucesso do experimento, normalmente, as placas de Ágar 
são incubadas em temperaturas que variam de 25°C a 37°C, dependendo do tipo de 
microrganismo que se espera identificar. A incubação a 37°C favorece o crescimento de 
bactérias mesófilas, comuns em ambientes de manipulação de alimentos e produtos 
farmacêuticos, enquanto a incubação a 25°C pode ser mais apropriada para fungos e 
bactérias psicotróficas. Após a incubação, os resultados devem ser avaliados observando 
o número de unidades formadoras de colônias (UFC) presentes nas placas. A quantidade 
de colônias pode indicar o nível de contaminação do ambiente, e a diversidade de 
 
 
microrganismos identificados pode fornecer informações sobre a eficácia das práticas de 
controle microbiológico adotadas (Pelczar, Chan & Krieg, 1996). 
A interpretação dos resultados deve ser feita de acordo com os critérios 
estabelecidos pela regulamentação local ou normas de boas práticas laboratoriais. Por 
exemplo, em um ambiente de produção farmacêutica, a quantidade de colônias detectadas 
deve estar dentro dos limites definidos pela Farmacopeia Brasileira, que especifica os níveis 
máximos de contaminação microbiológica para ambientes controlados. A análise do 
número de UFC nas placas também permite que sejam realizadas correções nos processos 
de limpeza ou na melhoria do controle de qualidade ambiental, com a implementação de 
medidas preventivas para minimizar riscos à saúde ou à produção (Anvisa, 2019). 
Em resumo, o controle microbiológico ambiental é uma ferramenta vital para garantir 
ambientes seguros em diversas áreas de atuação, como laboratórios e indústrias 
farmacêuticas. O tempo de exposição das placas, a escolha entre diferentes técnicas de 
análise e as condições de incubação das amostras são fatores determinantes para a 
eficácia do controle microbiológico. A avaliação dos resultados é essencial para identificar 
falhas no controle ambiental e para melhorar as práticas de prevenção de contaminação. 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 09 Dezembro 2024 
PELCZAR, M. J.; CHAN, E. C. S.; KRIEG, N. R. Microbiologia: Conceitos e Aplicações. São Paulo - 1996. 
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12ª ed. Porto Alegre: Artmed, 2017. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
CONTROLE MICROBIOLÓGICO AMBIENTAL 
 
NOME: THAYNEA FERNANDA DA COSTA DUTRA MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
As Boas Práticas de Laboratório referem-se a um conjunto de normas e 
procedimentos que garantem que as atividades realizadas em laboratórios sejam conduzidas 
de forma segura, eficiente e conforme a legislação vigente. No Brasil, a ANVISA (Agência 
Nacional de Vigilância Sanitária) regulamenta essas práticas, especialmente no contexto de 
ambientes controlados, como os laboratórios de microbiologia, visando assegurar a 
qualidade dos resultados, a integridade dos dados e a proteção do profissional e do meio 
ambiente. Além disso, essas práticas buscam a conformidade com as normativas 
internacionais, como as estabelecidas pela Organização Mundial da Saúde (OMS), para 
garantir a segurança no manuseio de microrganismos e substâncias biológicas (Anvisa, 
2019; ABNT, 2018). 
Em um laboratório de microbiologia, a segurança é um aspecto essencial para evitar 
a contaminação, a exposição a agentes patogênicos e acidentes com materiais biológicos. 
Alguns dos principais cuidados incluem o uso de Equipamentos de Proteção Individual 
(EPIs), como luvas, aventais, óculos de proteção e máscaras. Além disso, é fundamental a 
adoção de técnicas assépticas durante a manipulação de amostras para evitar a 
contaminação cruzada, a realização de práticas adequadas de descarte de materiais 
perfurocortantes e resíduos biológicos, como agulhas e vidrarias, é outro cuidado crucial. A 
ventilação adequada dos espaços, o uso de capelas de exaustão e a desinfecção constante 
das superfícies também são procedimentos necessários para manter a segurança dentro do 
laboratório (Anvisa, 2019). 
As técnicas de distribuição asséptica são procedimentos fundamentais para evitar a 
contaminação das amostras e ambientes de trabalho, durante a prática de controle 
microbiológico ambiental, uma das principais técnicas utilizadas é a exposição de placas de 
Ágar ao ambiente para a coleta de microrganismos. Esse procedimento é realizado com o 
auxílio de pinças estéreis ou, em alguns casos, diretamente com as mãos desinfectadas, 
para garantir que as placas permaneçam livres de contaminantes externos antes de serem 
incubadas. Além disso, o uso de swabs estéreis para coletar amostras de superfícies, como 
bancadas e equipamentos, é essencial para realizar a análise microbiológica de áreas 
específicas. O uso dessas ferramentas permite um controle mais rigoroso da qualidade 
ambiental (Tortora, Funke & Case, 2017). 
Os principais materiais e equipamentos utilizados durante a prática de controle 
microbiológico ambiental incluem placas de Petri, meios de cultura, como Ágar Nutriente e 
Ágar Sabouraud, bico de Bunsen,pinças estéreis, swabs, e capela de fluxo laminar. As 
placas de Petri são utilizadas para o cultivo de microrganismos, proporcionando uma 
superfície adequada para o crescimento das colônias. Os meios de cultura, como o Ágar 
Sabouraud, são escolhidos dependendo dos microrganismos que se deseja detectar, como 
fungos. O bico de Bunsen é utilizado para a esterilização de instrumentos e para a criação 
de um ambiente estéril durante a manipulação. A capela de fluxo laminar, por sua vez, é um 
equipamento fundamental para a proteção do operador e do ambiente contra a 
contaminação, criando uma área de trabalho asséptica ao fornecer um fluxo de ar estéril 
(Pelczar, Chan & Krieg, 1996; Anvisa, 2019). 
 
 
Em relação à análise microbiológica das superfícies do laboratório, a coleta de 
amostras pode ser feita de duas formas: utilizando swabs, que são esfregados diretamente 
nas superfícies a serem analisadas, ou expondo as placas de Ágar diretamente ao ambiente 
por diferentes períodos de tempo (5, 10, 15 e 20 minutos). Esse tipo de análise permite 
identificar a carga microbiana presente em diferentes áreas do laboratório. Após a coleta, as 
amostras são incubadas em condições específicas, com a temperatura variando entre 25°C 
e 37°C, dependendo do tipo de microrganismo a ser detectado. Durante a incubação, é 
importante monitorar o crescimento das colônias de microrganismos, que indicam o nível de 
contaminação do ambiente (Tortora, Funke & Case, 2017). 
Por fim, a avaliação dos resultados obtidos na prática de controle microbiológico 
ambiental deve ser feita considerando as normativas vigentes e as melhores práticas para 
ambientes controlados, a comparação dos números de colônias formadas nas placas 
expostas ao ambiente com os valores de referência definidos pela legislação é essencial 
para garantir que o ambiente esteja adequado para a manipulação de produtos 
farmacêuticos ou biológicos. Caso os níveis de contaminação estejam acima dos limites 
estabelecidos, medidas corretivas, como a revisão das práticas de desinfecção ou a 
mudança nos protocolos de segurança, podem ser necessárias para melhorar a qualidade 
do ambiente (Anvisa, 2019). 
REFERÊNCIAS 
ABNT. NBR ISSO 14698-1: Controle Microbiológico de Ambientes e Equipamentos. Rio de Janeiro, 2018. Disponível em: . Acessado em: 09 Dezembro 2024 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 09 Dezembro 2024 
ANVISA. MANUAL DE LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE SUPERFÍCIES. Disponível em: . Acessado 
em: 09 Dezembro 2024 
PELCZAR, M. J.; CHAN, E. C. S.; KRIEG, N. R. Microbiologia: Conceitos e Aplicações. São Paulo - 1996. 
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12ª ed. Porto Alegre: Artmed, 2017. 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://www/
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
	REFERÊNCIAS
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