RELATORIO PRATICA - BRUNO

Prévia do material em texto

RELATÓRIO DE PRÁTICA 
BRUNO FERREIRA DE AZEVEDO 
MATRÍCULA 04114748 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
PREPARAÇÃO DE MATERIAIS E VIDRARIA PARA ESTERILIZAÇÃO POR CALOR 
SECO E ÚMIDO 
 
NOME: BRUNO FERREIRA DE AZEVEDO MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
A esterilização é um processo fundamental na área farmacêutica, utilizado para 
eliminar microrganismos presentes em materiais, instrumentos e vidrarias, essa etapa é 
indispensável para garantir a segurança e a eficácia de procedimentos laboratoriais e 
clínicos. Durante a prática, foram realizados os preparativos para a esterilização de 
diferentes materiais utilizando dois métodos principais: calor seco, realizado em estufa, e 
calor úmido, realizado em autoclave, cada método possui peculiaridades que determinam 
sua aplicação e cuidados específicos. 
A esterilização por calor seco baseia-se na exposição dos materiais ao ar quente em 
temperaturas entre 160°C e 180°C, por períodos que variam de 2 a 4 horas, dependendo 
da temperatura. Esse processo ocorre em estufas e elimina os microrganismos por 
oxidação e destruição de componentes celulares, é amplamente utilizado para esterilizar 
materiais termo resistentes, como vidrarias e instrumentos metálicos (Anvisa, 2019). 
A esterilização por calor úmido utiliza vapor saturado sob pressão em autoclaves, a 
temperaturas como 121°C (1 atm.) ou 134°C (2 atm.), por períodos de 15 a 30 minutos. O 
vapor penetra nas superfícies, desnatura proteínas microbianas e destrói microrganismos 
de maneira mais rápida e eficaz que o calor seco, sendo indicado para materiais não 
resistentes a altas temperaturas secas, como roupas cirúrgicas, líquidos e plásticos 
resistentes ao calor 
O processo de esterilização exige que os materiais sejam previamente limpos para 
remover resíduos que possam comprometer a eficácia do procedimento. Na autoclave, os 
itens devem ser acondicionados em embalagens adequadas, como papel kraft, papel grau 
cirúrgico ou tecidos específicos, que permitam a passagem do vapor. Durante o 
carregamento, é fundamental posicionar os materiais de modo a não bloquear os canais de 
circulação do vapor. Após a finalização do ciclo, é indispensável aguardar o resfriamento 
completo da câmara antes de abri-la, garantindo a segurança e evitando danos aos 
materiais por choque térmico ou queimaduras. 
Na estufa, os materiais devem estar completamente secos antes de serem inseridos, 
eles são organizados de modo a permitir a circulação do ar quente. Após o término do ciclo, 
é necessário esperar o resfriamento natural antes de manipular os itens, em ambos os 
métodos, é importante validar a esterilização com indicadores químicos e biológicos para 
assegurar sua eficácia (Anvisa, 2020). 
Os materiais devem ser embrulhados adequadamente antes da esterilização para 
evitar recontaminação após o processo. No caso do calor úmido, o embrulho permite a 
penetração do vapor e impede o contato direto com o ambiente externo. No calor seco, o 
embrulho protege os materiais de partículas contaminantes transportadas pelo ar e mantém 
a esterilidade durante o armazenamento, o uso correto do embrulho também facilita a 
organização e o transporte seguro dos itens esterilizados (Anvisa, 2019). 
 
 
 
A rolha de algodão utilizada em pipetas desempenha um papel crucial na 
manutenção da esterilidade interna, durante a esterilização, ela evita a entrada de 
partículas contaminantes e permite que o calor ou vapor penetre sem comprometer a 
segurança do material. Além disso, a rolha de algodão protege o material durante o 
armazenamento e o uso, minimizando o risco de contaminação em experimentos que 
exigem precisão e assepsia (Anvisa, 2019). 
A fita de autoclave é um indicador químico que muda de cor quando exposta às 
condições de temperatura e pressão necessárias para a esterilização, esse recurso visual 
é uma forma simples e rápida de verificar se o processo ocorreu. A ampola com Geobacillus 
stearothermophilus é um indicador biológico utilizado para validar a eficiência da 
esterilização em autoclaves. Esse microrganismo, altamente resistente ao calor, garante 
que o ciclo foi suficiente para destruir mesmo os patógenos mais resistentes, assegurando 
a qualidade do processo (Anvisa, 2020). 
A prática em questão destacou a importância do preparo adequado dos materiais 
para esterilização e o conhecimento dos métodos mais adequados para cada tipo de 
material, a utilização de indicadores químicos e biológicos reforça a segurança do processo, 
garantindo a eliminação total de microrganismos, a aplicação rigorosa das técnicas 
aprendidas é essencial para a manutenção de padrões de qualidade e segurança em 
ambientes farmacêuticos e laboratoriais. 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. MANUAL DE LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE SUPERFÍCIES. 2020. Disponível em: . Acessado 
em: 10 Dezembro 2024 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 10 Dezembro 2024 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
TESTE DE ESTERILIDADE 
 
NOME: BRUNO FERREIRA DE AZEVEDO MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
O teste de esterilidade é uma análise essencial no controle de qualidade de produtos 
farmacêuticos e outros materiais que exigem condições estéreis, como medicamentos 
injetáveis, soluções oftálmicas e dispositivos médicos, este teste tem como objetivo 
assegurar a ausência de microrganismos viáveis, sendo realizado em conformidade com 
regulamentações como a Farmacopeia Brasileira, produtos estéreis são utilizados em 
procedimentos médicos e terapêuticos críticos, nos quais qualquer contaminação 
microbiológica pode resultar em sérios riscos à saúde do paciente. 
Os meios Caldo Tioglicolato (TIO) e Caldo Caseína-soja (TSB) são selecionados por 
sua capacidade de suportar o crescimento de microrganismos específicos. O TIO, incubado 
entre 30°C e 35°C, é ideal para bactérias anaeróbias e facultativas, enquanto o TSB, 
mantido a 20°C-25°C, favorece o desenvolvimento de fungos e bactérias aeróbias. Essas 
condições simulam ambientes que maximizam a probabilidade de detecção de qualquer 
contaminação microbiana, garantindo resultados confiáveis no teste de esterilidade 
(Pelczar, et. al, 1997). 
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
 
 
Para garantir a esterilidade durante o teste, o procedimento é realizado em uma 
Capela de Fluxo Laminar, que oferece um ambiente controlado livre de partículas 
contaminantes. Antes do início, a superfície da capela deve ser desinfetada com álcool 
70%, e o fluxo de ar deve ser ativado por pelo menos 30 minutos para estabilizar o 
ambiente, além disso, os materiais e equipamentos necessários devem ser dispostos 
dentro da capela de forma organizada, evitando movimentos excessivos que possam gerar 
turbulência e comprometer a esterilidade (SBPC, 2015). 
O procedimento para a transferência do medicamento começa com a assepsia 
externa das ampolas, realizada com álcool 70% e compressas estéreis, com auxílio de uma 
pipeta ou seringa estéril, uma alíquota do conteúdo da ampola é transferida para os tubos 
de ensaio contendo os meios TIO e TSB. Durante todo o processo, é imprescindível evitar 
contato direto com as superfícies e utilizar técnicas assépticas rigorosas para prevenir 
contaminações acidentais (SBPC, 2015). 
A adição de controles positivo e negativo é fundamental para a validação do teste. 
O controle positivo consiste em adicionar uma cepa conhecida de microrganismo aos meios 
de cultura para verificar sua capacidade de suportar o crescimento microbiano,por outro 
lado, o controle negativo utiliza meios de cultura e reagentes sem qualquer amostra 
adicionada, assegurando que o sistema permaneça estéril e livre de contaminação durante 
o experimento. Esses controles aumentam a confiabilidade e a precisão do teste de 
esterilidade (Anvisa, 2019). 
O teste de esterilidade é um procedimento complexo e indispensável para garantir a 
qualidade e segurança de produtos críticos na área da saúde, ele combina rigor técnico 
com controle ambiental para detectar qualquer presença microbiana. A utilização de meios 
de cultura apropriados, controles positivo e negativo, e a execução em ambiente estéril 
proporcionam resultados confiáveis, assegurando que os produtos atendam aos padrões 
regulatórios e às expectativas de segurança dos usuários. 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 10 Dezembro 2024 
PELCZAR, M. J. J.; CHAN, E. C. S.; KRIEG, N. R.; DIANE, D.; MERNA, F. Microbiologia: Conceitos e Aplicações. 2ª edição. São 
Paulo: Pearson Education do Brasil, 1997. Disponível em: . Acessado em: 10 
Dezembro 2024 
SBPC – Sociedade Brasileira de Patologia Clínica. Boas Práticas em Microbiologia Clinica. 1º Edição. 2015. Disponível em: . Acessado em: 10 Dezembro 2024 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
CONTAGEM MICROBIANA EM PRODUTOS FARMACÊUTICOS NÃO-ESTEREIS 
 
NOME: BRUNO FERREIRA DE AZEVEDO MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
Produtos farmacêuticos não-estéreis, como pomadas, xaropes e comprimidos, são 
formulados para não requerer esterilidade completa, mas precisam atender a limites 
rigorosos de carga microbiana estabelecidos por regulamentações, como a Farmacopeia 
Brasileira, o controle microbiológico é crucial para garantir que a presença de 
microrganismos esteja dentro dos padrões, evitando possíveis riscos à saúde do 
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
 
 
consumidor, como infecções ou degradação do produto. Na prática, realizamos a contagem 
microbiana para verificar se o produto testado atendia aos requisitos de qualidade. 
Durante a prática, utilizamos três meios de cultura principais: Ágar Nutriente, Ágar 
Sabouraud Dextrose e Ágar MacConkey. O Ágar Nutriente foi empregado para bactérias 
aeróbias mesófilas, incubado entre 30°C e 35°C; o Ágar Sabouraud Dextrose, usado para 
fungos e leveduras, foi incubado entre 20°C e 25°C; e o Ágar MacConkey, destinado a 
bactérias Gram-negativas, também foi incubado a 30°C-35°C. Cada meio foi escolhido com 
base na sua especificidade para diferentes tipos de microrganismos. Na prática, 
preparamos as placas com os meios selecionados e distribuímos alíquotas das amostras 
diluídas, garantindo que as condições de incubação fossem ideais para o crescimento 
microbiano (SBPC, 2015). 
Realizamos diluições seriadas em escala 1:10, 1:100 e 1:1000 para diminuir a 
concentração de microrganismos na amostra original. Isso permitiu obter colônias isoladas, 
facilitando a contagem de Unidades Formadoras de Colônias (UFC). Durante o 
experimento, as diluições foram preparadas utilizando soluções salinas estéreis e 
transferidas para as placas de cultura. Esse processo é essencial para garantir precisão na 
contagem e evitar sobreposição de colônias que poderiam comprometer a análise dos 
resultados (SBPC, 2015). 
Após a incubação, as placas foram retiradas das estufas e analisadas. Contamos as 
colônias visíveis manualmente, utilizando marcadores para registrar cada uma. Cada 
colônia foi considerada como originada de uma célula viável. O número total de UFC foi 
calculado multiplicando-se o número de colônias pela diluição correspondente. No 
experimento, observamos variações na quantidade de colônias entre diferentes diluições, 
demonstrando a eficácia do método. 
Os resultados foram comparados com os valores de referência estabelecidos pela 
Farmacopeia Brasileira. Por exemplo, produtos não-estéreis como cremes devem 
apresentar menos de 100 UFC/g para bactérias aeróbias mesófilas e menos de 10 UFC/g 
para fungos e leveduras. Durante a prática, verificamos se o produto testado atendia a 
esses critérios, considerando possíveis desvios como contaminações externas durante a 
manipulação (Anvisa, 2019). 
A prática de contagem microbiana nos permitiu aplicar conhecimentos teóricos sobre 
controle de qualidade microbiológico em produtos não-estéreis. O uso de diferentes meios 
de cultura, diluições seriadas e técnicas de incubação demonstrou a importância de seguir 
protocolos rigorosos para assegurar a precisão dos resultados, além disso, a 
contextualização com os padrões regulatórios reforçou a relevância desse procedimento 
para a garantia da segurança e eficácia dos produtos farmacêuticos. 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 10 Dezembro 2024 
SBPC – Sociedade Brasileira de Patologia Clínica. Boas Práticas em Microbiologia Clinica. 1º Edição. 2015. Disponível em: . Acessado em: 10 Dezembro 2024 
 
 
 
 
 
 
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
CONTROLE MICROBIOLÓGICO AMBIENTAL 
 
NOME: BRUNO FERREIRA DE AZEVEDO MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
O controle microbiológico ambiental é um conjunto de práticas que visa avaliar a 
qualidade microbiológica de superfícies, equipamentos e ar em ambientes controlados, como 
laboratórios e indústrias farmacêuticas, a análise é essencial para identificar e prevenir fontes 
de contaminação, garantindo a segurança dos produtos manipulados e a saúde dos 
operadores. Essa prática é especialmente importante em locais de produção de 
medicamentos e cosméticos, onde a contaminação pode comprometer a eficácia do produto 
e a conformidade com normas regulatórias, como as Boas Práticas de Fabricação (BPF). 
Na prática, utilizamos placas de Ágar Nutriente e as expusemos ao ambiente por 
períodos variados (5, 10, 15 e 20 minutos). Observamos que quanto maior o tempo de 
exposição, maior foi o número de colônias bacterianas formadas, isso ocorre porque o tempo 
prolongado aumenta a probabilidade de partículas em suspensão no ar contendo 
microrganismos sedimentarem nas placas, essa abordagem permite avaliar a carga 
microbiana presente no ambiente ao longo de diferentes intervalos de tempo (Anvisa, 2019). 
Para analisar o tecido do jaleco, realizamos a técnica de swab, esfregando um 
cotonete estéril sobre a superfície e inoculando-o em placas de Ágar, já para a bancada de 
trabalho, utilizamos a técnica de contato direto, pressionando a superfície de uma placa de 
Ágar RODAC contra a bancada. A técnica de swab é mais versátil, permitindo a análise de 
superfícies irregulares, mas pode apresentar menor sensibilidade. A técnica de contato 
direto, por sua vez, é mais precisa em superfícies planas, mas limitada a áreas pequenas e 
uniformes. 
As placas foram incubadas em estufa a 30°C-35°C por 24 a 48 horas para bactérias 
aeróbias mesófilas. Após a incubação, analisamos o número de colônias formadas e as 
características morfológicas, como cor, forma e tamanho, para identificação preliminar dos 
microrganismos. Os resultados foram comparados com os limites estabelecidos em normas 
de controle ambiental para determinar se o ambiente estava dentro dos padrões aceitáveis 
de contaminação. 
Durante a prática, as placas expostas por mais tempo apresentaram maior densidade 
de colônias,indicando uma alta carga microbiana no ar do ambiente. Na análise do jaleco, 
identificamos bactérias comuns de microbiota humana, sugerindo contaminação cruzada 
devido ao uso inadequado do equipamento de proteção individual (EPI). Já a bancada 
apresentou menor contaminação, possivelmente devido à higienização realizada antes do 
início da prática. 
A aula prática demonstrou a importância do controle microbiológico ambiental para 
monitorar a qualidade de ambientes laboratoriais, os métodos utilizados permitiram identificar 
pontos críticos de contaminação, reforçando a necessidade de higienização adequada, uso 
correto de EPIs e manutenção de condições controladas no ambiente de trabalho. Esses 
dados são fundamentais para implementar ações corretivas que garantam a conformidade 
com padrões de segurança microbiológica. 
 
 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 10 Dezembro 2024 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS: CONTROLE DE QUALIDADE MICROBIOLÓGICO 
CONTROLE MICROBIOLÓGICO AMBIENTAL 
 
NOME: BRUNO FERREIRA DE AZEVEDO MATRÍCULA: 04114748 
CURSO: FARMÁCIA POLO: MARABÁ 
PROFESSOR(A) ORIENTADOR(A): LUIZA CAROLINA FRANCA OPRETZKA 
 
O controle microbiológico ambiental é fundamental para garantir a qualidade e a 
segurança dos produtos farmacêuticos e outros produtos de saúde manipulados em 
ambientes laboratoriais. As Boas Práticas de Laboratório (BPL) são um conjunto de normas 
e procedimentos que asseguram a confiabilidade dos testes microbiológicos e a segurança 
dos profissionais envolvidos. No Brasil, as BPL são regulamentadas pela RDC nº 17/2010 
da ANVISA, que estabelece diretrizes para laboratórios de controle microbiológico de 
produtos sujeitos à vigilância sanitária, como medicamentos e cosméticos. O cumprimento 
dessas normas visa minimizar os riscos de contaminação, melhorar a precisão dos 
resultados e garantir a rastreabilidade dos processos. Além disso, a adesão às BPL é 
essencial para a qualidade e segurança do trabalho realizado, garantindo que todos os 
procedimentos estejam alinhados às exigências legais e regulatórias (Anvisa, 2019). 
Durante a prática de controle microbiológico ambiental, é fundamental observar 
cuidados de segurança rigorosos. O uso de Equipamentos de Proteção Individual (EPIs) 
como jalecos, luvas, máscaras e óculos de proteção é indispensável para a proteção dos 
profissionais contra microrganismos patogênicos. A utilização de capelas de fluxo laminar é 
crucial, pois elas garantem a criação de um ambiente controlado onde o ar filtrado previne a 
contaminação das amostras e protege o manipulador. Além disso, é imprescindível realizar 
a desinfecção das superfícies com desinfetantes apropriados, como álcool 70%, e o descarte 
correto de materiais contaminados, como lâminas e pipetas, em recipientes próprios para 
resíduos biológicos (Pelczar, et. al, 1997). 
Na execução da prática de controle microbiológico ambiental, a distribuição asséptica 
das amostras é realizada com o auxílio de alças de inoculação estéreis e pipetas automáticas 
com ponteiras descartáveis. O uso dessas ferramentas, juntamente com a capela de fluxo 
laminar, permite que a manipulação seja feita sem risco de contaminação cruzada. A 
esterilização dos materiais, como placas de Petri e tubos de ensaio, é feita previamente por 
autoclave ou calor seco, garantindo que todos os equipamentos estejam livres de 
microrganismos antes do uso. Essa abordagem rigorosa de esterilização e o uso correto de 
materiais são essenciais para a obtenção de resultados microbiológicos precisos e seguros 
(Anvisa, 2019). 
Além disso, os principais materiais utilizados na prática incluem placas de Ágar 
Nutriente, que são preparadas para o cultivo de microrganismos, e meios de cultivo 
específicos, como o Ágar Sabouraud, quando se trabalha com fungos. As estufas de 
incubação são usadas para garantir que as placas permaneçam a temperaturas controladas 
(geralmente entre 30°C e 37°C), necessárias para o crescimento de microrganismos. O 
tempo de incubação e as condições de temperatura variam de acordo com o tipo de 
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
 
 
microrganismo que se deseja cultivar, sendo um fator crítico na observação do crescimento 
e na contagem de unidades formadoras de colônias (UFC) (Pelczar, et. al, 1997). 
Por fim, a prática de controle microbiológico ambiental mostrou-se eficiente para 
monitorar a carga microbiológica presente no ambiente de trabalho, permitindo a detecção 
precoce de fontes de contaminação. A contagem das unidades formadoras de colônias 
(UFC) foi realizada após o processo de incubação, com a contagem dos microrganismos que 
cresceram nas placas de Ágar. Os resultados obtidos foram comparados com os limites 
estabelecidos pelas normas de qualidade microbiológica, como os valores da Farmacopeia 
Brasileira e as recomendações da ANVISA, assegurando que o ambiente estivesse dentro 
dos parâmetros exigidos para garantir a qualidade e a segurança dos produtos manipulados 
no laboratório. 
 
REFERÊNCIAS 
ANVISA. FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6º Edição, 2019. Disponível em: . Acessado em: 10 Dezembro 2024 
PELCZAR, M. J. J.; CHAN, E. C. S.; KRIEG, N. R.; DIANE, D.; MERNA, F. Microbiologia: Conceitos e Aplicações. 2ª edição. São Paulo: 
Pearson Education do Brasil, 1997. Disponível em: . Acessado em: 10 
Dezembro 2024 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://www.gov.br/anvisa/pt-br/assuntos/farmacope
	REFERÊNCIAS
	REFERÊNCIAS
	REFERÊNCIAS
	REFERÊNCIAS
	REFERÊNCIAS