PROTOCOLO DE COLETA

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SOCIEDADE EDUCACIONAL LEONARDO DA VINCI S/S LTDA
FACULDADE METROPOLITANA DE BLUMENAU – FAMEBLU
Campus I: Rua Dr. Pedro Zimmermann, 385 – Salto do Norte - Fone (47) 3321.9000
Campus II: Rua Engenheiro Udo Deeke, 531 – Salto do Norte - Fone (47) 3221.9595
Profa. MSc. Sílvia Saldanha Corrêa – Disciplina: Práticas em Saúde 
 
PROTOCOLO DE ATIVIDADE PRÁTICA – COLETAS LABORATORIAIS
Objetivos:
Conhecer a rotina do laboratório de análises clínicas.
Capacitar e aproximar o acadêmico as técnicas de coleta de sangue, urina, fezes e outros tipos de amostras biológicas.
Aplicar as regras básicas de biossegurança com materiais biológicos e perfuro cortantes (descartes de resíduos).
1 PRINCÍPIOS BÁSICOS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO CLÍNICO
Normas de conduta
a) Nunca pipete com a boca, nem mesmo água destilada. Use dispositivos de pipetagem
mecânica;
b) Não coma, beba, fume, masque chiclete ou utilize cosméticos no laboratório;
c) Evite o hábito de levar as mãos à boca, nariz, olhos, rosto ou cabelo, no laboratório;
d) Lave as mãos antes de iniciar o trabalho e após a manipulação de agentes químicos, material infeccioso, mesmo que tenha usado luvas de proteção, bem como antes de deixar o laboratório;
e) Objetos de uso pessoal não devem ser guardados no laboratório;
f) Utilize jalecos ou outro tipo de uniforme protetor, de algodão, apenas dentro do laboratório. Não utilize essa roupa em outros recintos;
g) Não devem ser utilizadas sandálias ou sapatos abertos no laboratório;
h) Utilize luvas quando manusear material biológico e infeccioso;
i) Não devem ser usados joias ou outros adornos nas mãos, porque podem impedir uma boa limpeza das mesmas;
j) 10. Mantenha a porta do laboratório fechada. Restrinja e controle o acesso do mesmo;
k) Não mantenha plantas, bolsas, roupas ou qualquer outro objeto não relacionado com o trabalho dentro do laboratório;
l) Qualquer pessoa com corte recente, com lesão na pele ou com ferida aberta (mesmo uma extração de dente), devem abster-se de trabalhar com patógenos humanos;
m) Descontamine todas as superfícies de trabalho diariamente e quando houver respingos ou derramamentos;
n) Coloque todo o material com contaminação biológica em recipientes com tampa e a prova de vazamento, antes de descarta-los no lixo contaminado;
o) Descontamine por autoclavação ou por desinfecção química, todo o material com contaminação biológica que entrou em contato com vidrarias, equipamentos de laboratório, etc.;
p) Descontamine todo equipamento antes de qualquer serviço de manutenção;
q) Seringas com agulhas e vidrarias quebradas ao serem descartadas devem ser depositadas em recipientes rígidos (descarpack), a prova de vazamento e embalados como lixo perfurocortante e patológico;
r) Saiba a localização do extintor de incêndio. Saiba como usá-los;
s) Zele pela limpeza e manutenção de seu laboratório, cumprindo o programa de limpeza e manutenção estabelecido para cada área, equipamento e superfície;
t) Todo novo funcionário ou estagiário deve ter treinamento e orientação específica sobre BOAS PRÁTICAS LABORATORIAIS e PRINCÍPIOS DE BIOSSEGURANÇA aplicados ao trabalho que irá desenvolver;
u) Qualquer acidente deve ser imediatamente comunicado ao professor/monitor e ao responsável pelos laboratórios;
v) Fique atento a qualquer alteração no seu quadro de saúde e dos funcionários sob sua responsabilidade, tais como: gripes, alergias, diarreias, dores de cabeça, enxaquecas, tonturas, mal estar em geral, etc. e notifique imediatamente o responsável pelo laboratório.
RECOMENDAÇÕES E ORIENTAÇÕES
Cada acadêmico é responsável pelo seu EPI´s (Equipamento de Proteção Individual)
EPI´s : Jaleco, mácara, luvas, óculos e gorro.
Orientações: evite uso de jóias (anéis, brincos longos e acessórios); mantenha os cabelos presos (até mesmo com uso de tic tac); ter caneta marcadora de vidro; sapatos totalmente fechados; caneta e caderneta para possíveis anotações.
Uso dos EPI´S
Luvas
1. As luvas são usadas como barreira de proteção, prevenindo contra contaminação das mãos ao manipular material contaminado, reduzindo a probabilidade de que microrganismos presentes nas mãos sejam transmitidos durante procedimentos. O uso de luvas não substitui a necessidade da lavagem das mãos porque elas podem ter pequenos orifícios inaparentes ou danificar-se durante o uso, podendo contaminar as mãos quando removidas.
2. Usar luvas de látex sempre que houver chance de contato com sangue, fluídos do corpo, dejetos, e trabalho com microrganismos e parasitas.
3. Lavar instrumentos, roupas, superfícies de trabalho sempre usando luvas. Não usar luvas fora da área de trabalho, não abrir portas, não atender telefone. Luvas (de borracha) usadas para limpeza devem permanecer 12 horas em solução de Hipoclorito de Sódio a 0,1%. Verificar a integridade das luvas após a desinfecção.
4. Nunca reutilizar as luvas descartáveis. Descartá-las de forma segura no lixo contaminado.
Jaleco
1. Os vários tipos de jalecos são usados para fornecer uma barreira de proteção e reduzir a oportunidade de transmissão de microrganismos. Previnem a contaminação das roupas do pessoal, protegendo a pele da exposição a sangue e fluidos corpóreos, salpicos e derramamentos de material infectado.
2. São de uso constante nos laboratórios e constituem uma proteção para o profissional.
Devem sempre ser de mangas longas, confeccionados em algodão ou fibra sintética (não inflamável).
3. O uso de jaleco é permitido somente nas áreas de trabalho. Nunca em refeitórios, escritórios, bibliotecas, ônibus, etc.
4. Jalecos nunca devem ser colocados no armário onde são guardados objetos pessoais.
Devem ser descontaminados antes de serem lavados.
Óculos de Proteção Facial
1. Protege contra salpicos, borrifos, gotas, impacto, etc.
Máscara (tecido, fibra sintética descartável)
1. Proteção contra inalação de gases, pó, etc.
1.3 Uso dos EPC’s 
Dispositivos de pipetagem – Nunca usar a boca para pipetar, porque além do risco de aspiração, torna mais fácil a inalação de aerossóis. Utilizar um dos vários tipos de bulbos, pêra ou pipetadores. 
Extintores de incêndios: equipamento que combate o fogo é colocado no corredor do laboratório. 
Lava olhos: tem o objetivo de livrar os olhos de contaminantes. 
Chuveiro de segurança: são aqueles especificamente projetados para fornecer um fluxo de água abundante e de baixa pressão, suficiente para remover do corpo humano qualquer tipo de contaminante ou calor, sem causar agravamento de possíveis lesões. Saída de emergência: facilitar o acesso para fora do laboratório no caso de incêndios ou acidente com gazes explosivos ou tóxicos. 
Capelas biológicas: Equipamento imprescindível onde se manuseia produtos químicos ou particulados, amostras biológicas que podem apresentar microorganismos infectantes. As capelas ajudam a proteger o operador, a amostra e o meio ambiente, pois possuem filtros que purificam o ar que é lançado para o interior ou para fora do laboratório. 
Descartes para materiais perfurocortantes: devem ter paredes firmes e rígidas, geralmente são feitos de papelão, com revestimento interno que não permita vazamento ou perfurações. Após o uso, são recolhidos e devem ser incinerados para destruir os matériais contaminantes. Cuidados com materiais perfuro-cortantes: Os matérias perfurocortantes são seringas, agulhas, escalpes, ampolas, vidros de um modo em geral ou, qualquer material pontiagudo ou que contenham fios de corte capazes de causar perfurações ou cortes. 
Recomendações especificas devem ser seguidas durante a realização de procedimentos que envolvam a manipulação de material perfurocortante. 
a) Máxima atenção durante a realização dos procedimentos; 
b) Jamais utilizar os dedos como anteparo durante a realização de procedimentos que envolvam materiais perfurocortantes; 
c) As agulhas não devem ser reencapadas, entortadas, quebradasou retiradas da seringa com as mãos;
d) Não utilizar agulhas para fixar papéis; 
e) Todo material perfuro-cortante (agulhas, seringas, scalp, laminas de bisturi, vidrarias, entre outros), mesmo que esterilizados, devem ser desprezados em recipientes resistentes à perfuração e com tampa;
f) Os recipientes específicos para descarte de materiais não devem ser preenchidos acima do limite de 2/3 de sua capacidade total e devem ser colocados sempre próximos do local onde é realizado o procedimento.
ATENÇÃO !!
Não usar cabelo solto, quando for longo.
Jamais pipetar com a boca solventes ou reagentes voláteis, tóxicos ou que apresentem qualquer risco para a segurança. Usar sempre um pipetador.
Evitar a exposição a gases, vapores e aerossóis. Utilizar sempre uma capela ou fluxo para manusear estes materiais.
Lavar as mãos ao final dos procedimentos de laboratório e remover todo o equipamento de proteção incluindo luvas e aventais. 
Nunca consumir alimentos e bebidas no laboratório. A separação de alimentos e bebidas dos locais contendo materiais tóxicos, de risco ou potencialmente contaminados pode minimizar os riscos de ingestão acidental desses materiais. Consumir alimentos e bebidas apenas nas áreas designadas para esta finalidade. 
Não guardar alimentos e utensílios utilizados para a alimentação nos laboratórios onde se manuseiam materiais tóxicos e perigosos. 
Não utilizar os fornos de micro-ondas ou as estufas dos laboratórios para aquecer alimentos.
2 GESTÃO DE RESÍDUOS
Procedimento de descarte para pérfurocortantes
1. Os resíduos perfurocortantes devem ser descartados em recipientes de paredes rígidas, com tampa - DESCARPACK. Estes recipientes devem estar localizados tão próximo quanto possíveis da área de uso dos materiais. Não devem ser manipulados diretamente com a mão, devem ser removidos através de meios mecânicos como vassoura e pá, utilizando equipamentos de segurança como luvas para realizar este procedimento.
2. Os recipientes devem ser identificados com etiquetas, contendo informações sobre o laboratório de origem, técnico responsável pelo descarte e data do descarte.
3. A agulha e a seringa devem ser ambos descartados no descarpack após o uso.
4. O descarte final é de responsabilidade de empresa terceirizada
3 CONCEITOS DE LIMPEZA
Limpeza: é a remoção, por meio mecânico e/ou físico, da sujidade depositada nas superfícies inertes, que constitui suporte físico e nutritivo para os microorganismos. O processo deve ser realizado com água, detergente e ação mecânica e/ou manual. Deve preceder os processos de desinfecção e esterilização. 
Desinfecção: é o processo de eliminação e destruição de microorganismos, patogênicos ou não, em sua forma vegetativa, que estejam presentes nos artigos e em superfícies inertes, mediante a aplicação de agentes físicos e químicos em uma superfície previamente limpa. Tais agentes são chamados de desinfetantes ou germicidas, sendo estes capazes de destruir ou inativar tais microrganismos. Objetivo da desinfecção é o de evitar a propagação dos focos de infecção de um paciente para outro.
Áreas Críticas – são áreas que oferecem maiores risco de transmissão de infecções, ou seja, áreas que realizam um grande número de procedimentos possuindo ou não pacientes com alto risco de comprometimento imunológico. Exemplos: Centros Cirúrgicos, Central de Material, Clínicas ou Consultórios, Laboratórios onde são manipulados espécimes clínicos. 
Áreas Semicríticas – são áreas onde o risco de transmissão de infecções é menor. Apesar de serem freqüentadas por pacientes, estes não requerem cuidados de alta complexidade ou isolamento. Exemplos: sala de triagem e/ou sala de espera. 
Áreas Não-Criticas – são áreas não ocupadas por pacientes. Exemplos: áreas administrativas.
ATENÇÃO: Limpeza da Bancada de Trabalho
a) Deve ser feita com álcool a 70% no início e no término das atividades ou sempre que houver necessidade; b) Quando houver derramamento de material biológico, limpar imediatamente com solução de hipoclorito a 2% em preparação diária.
Lavagens das Mãos: A lavagem das mãos é, sem dúvida, a rotina mais simples, mais eficaz, e de maior importância na prevenção e controle da disseminação de infecções, devendo ser praticada por toda equipe, sempre ao iniciar e ao terminar uma tarefa. 
Quando lavar as mãos: 
No início e no fim do turno de trabalho. 
Antes de preparar medicação.
 Antes e após o uso de luvas.
 Ao utilizar o banheiro.
 Antes e depois de contato com pacientes.
Depois de manusear material contaminado, mesmo quando as luvas tenham sido usadas. 
Antes e depois de manusear cateteres vasculares, sonda vesical, tubo oro-traqueal e outros dispositivos.
 Após o contato direto com secreções e matéria orgânica. 
 Após o contato com superfícies e artigos contaminados. 
 Entre os diversos procedimentos realizados no mesmo paciente. 
 Quando as mãos forem contaminadas, em caso de acidente. 
 Após coçar ou assuar nariz, pentear os cabelos, cobrir a boca para espirrar, manusear dinheiro. 
 Antes de comer, beber, manusear alimentos e fumar. 
 Após manusear quaisquer resíduos. 
 Ao término de cada tarefa. 
 Ao término da jornada de trabalho. 
Técnicas de lavagem das mãos: 
1. Retirar anéis, pulseiras e relógio. 
2. Abrir a torneira e molhar as mãos sem se encostar à pia. 
3. Colocar nas mãos aproximadamente 3 a 5 ml de sabão. O sabão deve ser, de preferência, líquido e hipoalergênico. 
4. Ensaboar as mãos e friccioná-las por aproximadamente 15 segundos. 
5. Friccionar a palma, o dorso das mãos com movimentos circulares, espaços interdigitais, articulações, polegar e extremidades dos dedos (o uso de escovas deverá ser feito com atenção). 
6. Os antebraços devem ser lavados cuidadosamente, também por 15 segundos. 
7. Enxaguar as mãos e antebraços em água corrente abundante, retirando totalmente o resíduo do sabão. 
8. Enxugar as mãos com papel toalha. 
9. Fechar a torneira acionando o pedal, com ajuda do cotovelo ou sem nenhum toque, caso a torneira for fotoelétrica. O importante é evitar o toque da torneira com as mãos. 
Cuidados: O uso de luvas não exclui a lavagem das mãos. Deve-se manter líquidos anti-sépticos para uso, caso não exista lavatório no local. Tem-se comprovado que a contagem de microrganismos sob as unhas e quando se está usando anéis, relógios e pulseiras são mais altos. Portanto, deve-se manter unhas curtas e remover todas as jóias ou acessórios presentes nas mãos e pulsos antes da lavagem das mãos. Realize a lavagem das mãos a cada paciente. Deve-se evitar lesionar as mãos. Caso as luvas sejam rasgadas ou puncionadas durante quaisquer procedimentos, elas devem ser removidas imediatamente, e as mãos devem ser lavadas cuidadosamente. Profissionais com lesões nas mãos ou dermatites devem abster-se, até o desaparecimento dessas lesões, de cuidar de pacientes e de manipular instrumentos, aparelhos ou quaisquer materiais potencialmente contaminados.
ORIENTAÇÕES AOS USUÁRIOS – ETAPA PRÉ ANALÍTICA
Controle de Qualidade
O resultado de um exame laboratorial confiável e de qualidade depende do preparo do paciente, da colheita do material e do manuseio e armazenamento da amostra colhida. O controle de qualidade é o conjunto de atividades planejadas e sistemáticas do laboratório para garantir que os seus serviços atendam ao requisito de qualidade. A garantia de qualidade engloba os processos pré-analíticos, analíticos e pós-analíticos. Portanto, o seu objetivo é assegurar resultados laboratoriais corretos que satisfaçam as necessidades do cliente ou paciente. Para se obter a qualidade nos exames realizados, é preciso que se faça uma padronização dos processos envolvidos desde a solicitação médica dos exames até a liberação do laudo. Portanto, a padronização em laboratório clinico tem a finalidade de prevenir, detectar, identificar e corrigir erros ou variações que possam ocorrer em todas as fases da realização dos testes. Padronização dos processos pré-analíticos: Os fatores pré-analíticos são difíceis de monitorare controlar porque grande parte deles pode ocorrer fora do laboratório. 
1. Identificação: é muito importante que o paciente, a solicitação de exames e as amostra sejam devidamente identificadas: nome do paciente, data e hora da coleta, tipo de material (soro, plasma, sangue total, urina, fezes, secreção vaginal, escarro, etc.
2. Preparação do paciente: todos os profissionais do laboratório devem saber da importância da correta preparação do paciente e saber como ela pode afetar os resultados. Na preparação dos pacientes para a realização do exame deve-se observar alguns fatores como: necessidade de jejum, estado nutricional, uso de álcool; estresse, fumo, exercícios físicos, postura (sentado, deitado, em pé). 
3. Coleta da amostra: na coleta da amostra é importante que os profissionais tenham conhecimentos necessários dos erros e variações que podem ocorrer antes, durante e após a obtenção da mesma. Variações devido à obtenção, preparação e armazenamento da amostra: identificação incorreta do paciente, troca do material, contaminação da amostra, erro por hemólise, estase prolongada, homogeneização, centrifugação, conservação inadequada, erro no emprego de anticoagulantes, etc. Erros potenciais na etapa pré-analítica Erros na solicitação dos exames: escrita ilegível, interpretação errada do exame, erro na identificação do paciente, falta de orientação por parte do médico ou do laboratório para determinados exames.
Erros na coleta da amostra: 
Identificação errada do paciente, troca das amostras.
Paciente não preparado corretamente: falta de jejum, horário da coleta incorreto, tempo de coleta de amostra de urina incorreto.
Uso de anticoagulante errado.
Volume da amostra inadequado para o exame.
Hemólise e lipemia intensas.
Estase prolongada.
Transporte e armazenamento da amostra incorreto.
Contaminação de tubos, frascos e tampas. 
Padronização dos processos analíticos. As diversas variáveis analíticas na realização de um exame laboratorial devem ser muito bem controladas para assegurar que os resultados sejam precisos e exatos. 1- Confiabilidade: precisão, exatidão, sensibilidade, especificidade, linearidade 2- Praticidade: volume e tipo de amostra, duração do ensaio, necessidade de equipamentos, segurança pessoal 3- Outras variáveis: qualidade da água, limpeza de vidrarias 4- Calibração dos dispositivos de medição e ensaio: pipetas e vidrarias, equipamentos.
Erros potenciais na etapa analítica. Erros potenciais na etapa analítica
Troca de amostras.
Erros de pipetagem; pipetas não aferidas, molhadas, volume incorreto.
Vidraria e recipientes mal lavados.
Presença de interferências das amostras: medicamentos, lipemia, hemólise, icterícia.
Temperatura ambiente e da reação não adequadas.
Erros nos cálculos das diluições, nas unidades, na concentração.
Padronização na etapa pós-analítica
Os processos pós-analíticos consistem nas etapas executadas após a realização do exame. Incluem:
Cálculo dos resultados
Analise de consistência dos resultados
Liberação dos laudos
Armazenamento de material ou amostra do paciente
Transmissão e arquivamento dos resultados
Consultoria técnica
A direção do laboratório é responsável por assegurar que os laudos sejam entregues ao usuário adequado.
Os laudos devem ser legíveis e sem rasuras de transcrição. Os dados dos laudos são confidenciais, devendo-se respeitar a privacidade do paciente e manter sigilo sobre os resultados.
Os resultados devem ser liberados em prazos especificados e expressos preferencialmente nas unidade do sistema internacional de medidas (mg/ l; g/l; mg/cm ³; etc.).
No laboratório devem permanecer copias ou arquivos de laudos para posterior recuperação.
Conteúdo de um laudo
Do laboratório clinico: nome, endereço completo, número do registro no conselho profissional, responsável técnico com seu registro no conselho profissional.
Do paciente: nome, número de registro do laboratório
Do medico solicitante: nome, numero do registro do conselho profissional
Do material ou amostra do paciente: tipo, data, hora da coleta ou do recebimento, quando aplicável
Do resultado do exame: nome do analito, resultado, unidade, nome do método, intervalos de referencia, data da liberação
Do responsável técnico: nome, número do registro profissional, assinatura
Erros potenciais na etapa pós-analítica
Identificação errada do paciente
Transcrição de dados incorreta
Resultado ilegível
Unidades erradas
Não identificação de substancias interferentes
Erros na interpretação dos resultados
Acondicionamento para transporte de amostras
1 - Para transporte de curta distância
Para transporte rápido, de curta distância, os tubos com amostras (geralmente sangue total, soro ou plasma) podem vir em estantes e transportados em caixas térmicas.
2. Para transporte de longa distância
Quando as amostras de sangue total, soro, plasma e outras similares são procedentes de locais mais distantes, sugere-se o seguinte procedimento:
a) Colocar o(s) tubos(s) com as amostra(s), devidamente identificada(s) e etiquetado(s), em um saco plástico e fechar;
b) Colocar o saco com os tubos em pé, protegido com papel, dentro de uma garrafa plástica cortada (pode ser de álcool, água sanitária, refrigerante, etc);
c) Colocar uma fita adesiva por cima para fixar o saco com tubos na embalagem plástica;
d) Colocar dentro de uma caixa térmica;
e) Colocar o gelo reciclável dentro da caixa;
f) Colocar papel amassado por cima, de maneira que as amostras e o gelo não se batam;
g) Colocar as requisições correspondentes, devidamente preenchidas, dentro de um saco plástico;
h) Vedar bem o saco e fixa-lo na parte interna da tampa da caixa térmica;
i) Fechar e vedar bem a caixa;
j) Identificar com destinatário, remetente;
k) Enviar ao laboratório.
Gelo: o gelo deve ser preferencialmente reciclável, para não haver risco de perda da amostra.
Caixa Térmica: é a caixa para transporte de amostra que deve ser de polietileno ou similares (tipo geladeira portátil). Deve ser lavável, resistir a desinfecção e portar a identificação de “Infectante” ou “Risco Biológico, juntamente com o nome, telefone e endereço da pessoa que deve ser avisada em caso de acidente com a(s) amostra(s).
Coleta de amostras biológicas
As amostras utilizadas para análises laboratoriais são:
Sangue
Urina
Fezes
Líquor
Esperma
Secreção vaginal
Liquido sinovial
Saliva
Escarro
Lavado broncoalveolar
Jejum alimentar e dieta
A necessidade de jejum mínimo é definida baseada na literatura bibliográfica e normas vigentes e é estabelecida para a maioria dos exames laboratoriais, variando de acordo com as recomendações de cada exame. Por outro, as coletas de sangue devem ser evitadas após período muito prolongado de restrição alimentar – superior a 16 horas. Já em outros casos, como os exames de glicose e insulina, por exemplo, o jejum máximo permitido é de 14 horas. Em situações especiais, bem como para a população pediátrica, o jejum mínimo e o máximo devem ser avaliados de maneira pontual. O paciente deve seguir a dieta alimentar e hídrica habitual para coleta de exames de sangue, fezes e urina, exceto quando para realização de algum exame é exigida dieta específica, como é o caso da serotonina, catecolaminas, gordura fecal e pesquisa de mioglobina urinária, por exemplo.
Horário de coleta
A concentração de vários elementos varia em função do horário da coleta, devendo-se atentar para as orientações especificas de cada exame. De forma geral, a coleta deve ser realizada em estado basal, pela manhã, pois a maioria dos testes foi padronizada para realização nestas condições. As variações circadianas são importantes e podem ser principalmente diárias, ocorrendo, por exemplo, nas concentrações dos exames ferro, cortisol, ACTH, etc. As alterações hormonais típicas do ciclo menstrual também podem ser acompanhadas de variações em outras substâncias. Por exemplo, a concentração de aldosterona é mais elevada na fase pré-ovulatória do que na fase folicular. O horário da administração de medicamentos tambémdeve ser considerado na determinação de níveis terapêuticos para monitorização.
Medicamentos
O uso de medicamentos pode causar variações nos resultados de exames laboratoriais. No entanto sua suspensão ou alteração de esquema de dose deve ser orientada apenas pelo médico assistente. Caso não haja suspensão do medicamento, este deve ser relatado no ato do atendimento. Para os exames de monitoramento terapêutico, faz-se necessário seguir as orientações para cada exame em específico. A recomendação para a maioria dos exames é colher imediatamente antes da próxima administração do medicamento. A coleta de sangue, urina e fezes não deve ser realizada após a administração endovenosa ou oral de meios de contraste. Sugere-se coletar o material antes da administração ou aguardar 72 horas para realização dos exames. As interferências causadas por medicamentos ou drogas são decorrentes dos efeitos fisiológicos destes e de seus metabólitos. Estas interferências também podem ocorrer em função de alguma propriedade física ou química do medicamento ou droga que incida sobre o ensaio.
Atividade Física
A atividade física pode influenciar os resultados de acordo com a intensidade com que esta é praticada. As necessidades energéticas necessárias à execução da atividade, a perda de líquidos e a mobilização destes pelos diversos compartimentos corporais, além das alterações fisiológicas inerentes a um esforço físico excessivo, são os principais responsáveis pelas alterações. Imediatamente após exercício intenso ocorre elevações de lactato, amônia, creatinoquinase, aldolase, TGO, TGP, fósforo, fosfatase ácida, creatinina, ácido úrico, haptoglobina, transferrina, catecolaminas e contagem de leucócitos. Um decréscimo pode ser observado na dosagem de albumina, ferro e sódio.
Tabagismo
O tabagismo pode influenciar diretamente vários elementos. Os mais amplamente conhecidos são o aumento da concentração de hemoglobina, o aumento do número de hemácias e do volume corpuscular médio, Cortisol e Antígeno Carcinoembrionário (CEA). Já o colesterol HDL apresenta redução em sua concentração. Em exames como a dosagem de Carboxihemoglobina, a informação a respeito de o paciente ser ou não um tabagista é indispensável para a avaliação dos resultados.
Postura
A postura do paciente pode influenciar diretamente os resultados, pois um paciente na posição ereta durante determinado período possui um menor volume intravascular em relação ao paciente deitado. Assim, os elementos não filtráveis e de maior peso molecular tendem a aumentar sua concentração. O equilíbrio dos líquidos corporais após um período prolongado em determinada posição pode levar de 10 a 30 minutos.
ROTINA DO SETOR
Preparo da bancada com todo tipo de material necessário para o procedimento de coleta e tubos adequados. Os tubos apresentam-se com características peculiares de cada setor (exame).
	Os tubos para coagulação contêm em seu interior, solução tamponada de citrato trissódico. Tanto as concentrações de citrato 0,109 mol/l (3,2%) ou 0,129 mol/l (3,8%) estão disponíveis. A escolha da concentração varia mediante as políticas dos laboratórios. A hemodiluição consiste em 1 parte de citrato para 9 partes de sangue. Os tubos CTAD contêm além de solução tamponada de citrato, teofilina, adenosina e dipiridamol. Os tubos para coagulação VACUETTE® e tubos CTAD são utilizados para testes de coagulação.
	 
	 
	
	
	
	Tubos para Sorologia VACUETTE®. Os tubos para sorologia são revestidos internamente com partículas de sílica micronizada, as quais ativam a coagulação quando os tubos são gentilmente invertidos. Os tubos para sorologia com gel contêm uma barreira de gel presente no fundo do tubo. Este material possui densidade intermediária entre o sangue coagulado e o soro. Durante a centrifugação, a barreira de gel move-se para cima posicionando-se entre o soro e o coágulo, onde forma uma barreira estável, separando o soro dos outros componentes celulares. O soro pode ser utilizado diretamente do tubo de coleta, eliminado a necessidade de transferência para outro recipiente. Esta barreira permite a estabilização da maioria dos parâmetros no tubo primário, sob as condições de armazenamento recomendadas, por até 48 horas. Os tubos para sorologia com esferas contêm esferas de poliestireno, as quais estão presentes no fundo do tubo. As esferas possuem densidade intermediária entre o coágulo e o soro. Durante a centrifugação, as esferas movem-se para cima posicionando-se entre o soro e o coágulo.
	 
	 
	
	
	
	Tubos de Heparina VACUETTE® As paredes internas dos tubos são revestidas com heparina lítica, heparina amônica ou heparina sódica. O anticoagulante heparina ativa as antitrombinas, bloqueando assim a cascata de coagulação e produzindo uma amostra de sangue total com plasma, em contrapartida ao sangue coagulado mais soro. Tubos de plasma com heparina lítica com gel contêm uma barreira de gel no tubo. Este material possui densidade intermediária entre as células sangüíneas e o plasma. Durante a centrifugação, a barreira de gel move-se para cima fornecendo uma estável barreira e separando o plasma das células. O plasma pode ser utilizado diretamente do tubo de coleta, eliminando a necessidade de uma transferência manual para um outro recipiente. A barreira permite a estabilização da maioria dos parâmetros no tubo primário, sob as condições de armazenamento recomendadas por até 48 horas. Determinações de lítio não devem ser realizadas em tubos com heparina lítica, bem como determinações de amônia não devem ser realizadas em tubos com heparina amônica.
	 
	  
	
	
	
	Tubos  EDTA  VACUETTE® As paredes internas dos tubos são revestidas  com EDTA K2 ou EDTA K3. O tubo é também disponível com uma solução de EDTA 8%. O EDTA liga-se aos íons cálcio, bloqueando assim a cascata de coagulação. Os tubos  EDTA VACUETTE® podem ser utilizados diretamente em analisadores de amostras, sem serem abertos. Eritrócitos, leucócitos e trombócitos são estáveis em sangue total com EDTA por até 24 horas. O esfregaço sangüíneo deve ser feito dentro de 3 horas após a coleta do sangue. Os tubos  EDTA VACUETTE® são utilizados para análise de sangue total em laboratórios clínicos. Os tubos  EDTA K2 VACUETTE® são utilizados para análise de sangue total em diagnósticos moleculares. Os tubos EDTA K2/gel VACUETTE® são utilizados para analisar plasma em diagnósticos moleculares e detecção de carga viral. HIV e HCV são estáveis por até 72 horas em amostra não centrifugada, em temperatura ambiente (20-25°C). Entretanto, a centrifugação para os tubos EDTA K2/gel VACUETTE® deve ser feita dentro de 6 horas após a coleta do sangue para obtenção de melhores resultados. Em termos de estocagem a médio prazo (até 2 semanas) em tubos primários, é recomendada a temperatura de -20°C. Para longos períodos de estocagem (mais de 2 semanas) recomenda-se –70°C (ou temperaturas mais baixas), e a estocagem de alíquotas em recipientes criogênicos.
	 
	
 
	
	
	
	Tubos para Glicemia VACUETTE® Os tubos para glicemia são disponíveis com diferentes aditivos. Os tubos contêm um anticoagulante e um estabilizador, por exemplo, EDTA e fluoreto de sódio / oxalato de potássio e fluoreto de sódio / heparina sódica e fluoreto de sódio / heparina lítica e iodoacetato. Os tubos para glicemia VACUETTE® são indicados para análises de glicemia e lactato.
	 
	
	
	
	
	Tubos para Provas de Compatibilidade Cruzada VACUETTE® Os tubos para provas de compatibilidade cruzada VACUETTE® são disponíveis em duas versões diferentes. Um tipo de tubo contém ativador de coágulo e é utilizado para realização de testes de provas cruzadas com soro, enquanto o outro tipo contém EDTA e é utilizado na realização de testes com sangue total. O campo de aplicação é a prova de compatibilidade cruzada.
	
	
	
	
	
	Tubos para Tipagem Sangüínea VACUETTE® , são disponíveis com solução de ACD (ácido citrato dextrose) em duas formulações (ACD-A ou ACD-B) ou com solução de CPDA (citrato fosfato dextrose adenina). Ostubos para tipagem sangüínea VACUETTE® são utilizados para teste de tipagem sangüínea ou preservação celular.
	 
	 
	
	
	
	Tubos para Traços de Elementos VACUETTE® Os tubos para traços de elementos contêm heparina sódica ou ativador de coágulo e são utilizados para testar traços de elementos, como: Cu, Zn, Pb, etc.
	 
	  
	
	
	
	Tubos para VHS VACUETTE® Os tubos para VHS contêm solução tamponada de citrato trissódico 3,8% (0,129mol/l). A hemodiluição é de 1 parte de solução de citrato para 4 partes de sangue. Os tubos para VHS VACUETTE® são utilizados para coleta e transporte de sangue venoso para o teste de sedimentação. As análises de VHS referem-se ao método de Westergren.
	
	
Para evitar a contaminação de amostras por metais ou anticoagulantes presentes nos tubos, sugere-se a seguinte ordem de coleta:
• Frasco de hemocultura/tubo para coleta de metais pesados
• Tubo com citrato
• Tubo de soro
• Tubo com heparina
• Tubo com EDTA
• Tubo com fluoreto de sódio
O frasco de hemocultura e o tubo para coleta de metais pesados sempre devem ser colhidos em primeiro lugar. Quando houver as duas solicitações em um mesmo pedido, realizar as duas coletas, em locais diferentes.
COLETA
Tipo de coleta (venosa, arterial, capilar)
O sangue é o líquido corporal mais frequentemente usado nas dosagens analíticas. Três procedimentos gerais são usados para se obter a amostra biológica: venopunção, punção arterial e punção capilar. A escolha da técnica a ser empregada e o local de coleta depende do exame solicitado, e em situações especiais, da condição do paciente.
A venopunção é mais empregada laboratorialmente pela facilidade do acesso ao local de coleta. Os valores de referência para os exames são validados de acordo com a técnica empregada. Por exemplo, os valores de referência dos exames de Triagem Neonatal são padronizados para a coleta capilar, não havendo correlação com amostras de sangue de outra origem.
Garroteamento é utilizado para facilitar o acesso venoso. Portanto o mesmo deve ser afrouxado assim que o colhedor visualizar o sangue fluindo no primeiro tubo de coleta ou seringa. Em condições especiais em que o acesso venoso é difícil, o garrote poderá permanecer comprimindo o braço do paciente. Neste caso, observar se não há restrição quanto ao garroteamento prolongado para o exame solicitado.
ERROS
Homogeneização das amostras deve ocorrer imediatamente após a coleta e é indicada para os tubos com anticoagulante e ativador do coágulo. Esta deve ser realizada por inversão lenta de 5 a 8 vezes. Após a homogeneização, manter os tubos colhidos sempre na posição vertical.
Coágulo e Fibrina
A presença de coágulo muitas vezes decorre da homogeneização inadequada das amostras colhidas com anticoagulante, ou em função da quantidade insuficiente deste. A presença de fibrina é consequência de um insuficiente tempo de retração do coágulo, cujo prazo ideal varia de um mínimo de 30 minutos a um tempo máximo de 2 horas. O tempo ideal para que haja a retração de coágulo varia de acordo com a presença ou não de ativadores de coagulação e gel separador.
Hemólise
 A hemólise é provocada, na maior parte das vezes, pelo rompimento das hemácias durante o procedimento de coleta, homogeneização vigorosa, contato de hemácias com gelo, contato com álcool, etc. Confere uma cor avermelhada à amostra em medida proporcional ao volume de hemácias rompidas. Uma hemólise discreta pode ter pouco efeito sobre a maioria dos exames, mas pode ser incompatível com a execução de alguns outros, tais como potássio e ferritina. É importante mencionar que alguns exames são muito sensíveis à hemólise, de tal forma que a interferência pode ocorrer mesmo em níveis de hemólise não perceptíveis visualmente, como é o caso da insulina. Hemólise de grau moderado a acentuado pode provocar alterações relevantes em diversos exames. A hemólise significativa causa aumento na atividade plasmática da aldolase, TGO, fosfatase alcalina, dehidrogenase láctica e nas dosagens de potássio, magnésio e fosfato.
Lipemia é a dispersão de lipídeos na amostra, formada basicamente por quilomícrons e cuja concentração torna a amostra proporcionalmente turva. A intensidade da turbidez também é dependente do tipo de lipoproteína predominante. A interferência pode ser principalmente óptica, como no caso de equipamentos que utilizam a transmissão ou absorção de luz como princípio. No entanto a heterogeneidade da amostra, que se acentua em proporção ao aumento de lipídeos, pode interferir na dosagem de vários elementos, conforme se aspire maior fração aquosa ou lipêmica. Pode ocorrer também uma concentração dos elementos na fase aquosa em função de uma fase lipídica relevante.
TÉCNICA PARA A COLETA SANGUÍNEA
Coleta de sangue venoso
É o sangue que circula da periferia para o centro do sistema circulatório, que é o coração. É conseguido pela punção venosa que fornece quantidade apreciável de sangue usado nos exames hematológicos e bioquímicos.
Locais de punção: fossa cúbita (dobra do cotovelo), dorso da mão e dorso do pé.
Figura 1:Veias da fossa cúbital indicadas para venopunção.
Procedimento:
- Preparar a seringa, agulha, algodão e o tubo apropriado.
- Colocar o braço do paciente no suporte
- Garrotear o braço quatro dedos acima da fossa antecubital
- Sentir com as digitais a veia do paciente
- Introduzir a agulha com o bisel voltado pra baixo
- Retirar a quantidade de sangue desejado
- Desgarrotear o braço e retirar a agulha
- Pressionado o algodão para o estancamento do sangue
- Importante não deixar o paciente dobrar o braço.
- Retirar a seringa e colocar o sangue no tubo de maneira que escorra pelas paredes do tubo, para evitar a hemólise.
- Homogeneizar.
Coleta de sangue capilar
É conseguido pela punção no calcanhar em crianças, na margem livre do lóbulo da orelha e na face palmar do dedo da mão.
Procedimento:
- Fazer assepsia do local com álcool;
- Esperar secar e introduzir no local da punção uma lanceta (descartável e estéril);
- Permitir o escoamento livre do sangue e não espremer para que não haja diluição do sangue com a linfa (liquido tissular) e sempre desprezar a primeira gota, pois contendo liquido tissular e material exógeno;
- Realizar a coleta com tubo capilar com ou sem anticoagulante apenas tocando na gota de sangue;
- Pressionar o local da punção com um pedaço de algodão embebido com álcool até cessar o sangramento.
Coleta de sangue á vácuo
O sistema de coleta a vácuo consiste de uma agulha, um adaptador tubo-agulha e o tubo de coleta.
Os tubos de coleta com vácuo são produzidos para determinados volumes de sangue, que é determinado pelo tamanho do tubo e seu vácuo. Tubos com várias capacidades estão disponíveis desde 2 mL até acima de 20 mL.
Muitos tubos de coleta com vácuo contêm aditivos ou anticoagulantes utilizados para coletar amostras para diferentes análises. A cor da tampa do tubo de coleta é codificada para definir se existe algum aditivo ou anticoagulante ou não. As cores usadas em geral são:
- Tampa vermelha: Sem anticoagulantes é utilizado na coleta de sangue para a obtenção de soro para bioquímica e sorologia.
- Lavanda: Adicionado de anticoagulante EDTA sódico ou potássio. Obtém-se sangue total para a hematologia.
- Azul: Adicionado de anticoagulante citrato de sódio para obtenção de plasma para provas de coagulação
- Verde: Adicionado de heparina para a obtenção de plasma para testes bioquímicos.
- Cinza: Adicionado fluoreto de potássio (inibe a glicólise) para a obtenção de plasma para a determinação da glicose.
Procedimento:
- Preparar a o suporte para tubos a vácuo com o tubo apropriado.
- Fazer a assepsia unidirecionalmente do local desejado utilizado um algodão emedecido com álcool 70%.
- Colocar o garrote com força moderada a uma distância de mais ou menos 4 dedos da fossa antecubital.
- Introduzir a agulha na veia desejada utilizando o suporte de tubo a vácuo
- Introduzir o tubo a vácuo, quando atingir a quantidade desejada, retiraro tubo a vácuo do suporte, soltar o garrote assim que o sangue começar a entrar no tubo a vácuo do suporte.
- Quando atingir a quantidade desejada, retirar o tubo a vácuo do suporte, e em seguida retirar a agulha e colocar um algodão seco no local puncionado, pressionando levemente e evitando dobrar o braço.
- Tampar a agulha retirando-a do suporte e descartá-la.
REFORÇANDO - ANTICOAGULANTES - São substâncias que evitam a coagulação do sangue.
Os tubos estão disponíveis em uma variedade de tipos e tamanhos. Os tubos podem ser estéreis ou não. As tampas coloridas demonstram claramente qual o anticoagulante contido no tubo, ou se não há anticoagulante.
	Cor da Tampa
	Anticoagulante
	Exemplos de Uso
	Vermelha
	Nenhum
	Exames que requerem soro. Ex: (bioquímica e sorologia.
	Lilás
	EDTA
	hematologia e Tipagem sanguinea.
	Azul Claro
	Citrato de Sódio
	Exames de coagulação (TAP, TTPa, Fibrinogênio)
	Cinza
	Fluoreto de Sódio
	Glicose (impede a glicólise)
	Verde
	Heparina
	Alguns exames especiais.
ANTICOAGULANTES
Como já foi citado antes, os anticoagulantes são substâncias usadas para prevenir a coagulação e retardar a deterioração do sangue. A escolha do anticoagulante e da sua quantidade é importante. Escolhido impropriamente interfere com as investigações bioquímicas como o EDTA potássico na dosagem do potássio e o oxalato de amônio na dosagem da uréia. O excesso de anticoagulante líquido dilui o sangue interferindo nas determinações quantitativas.
Alguns anticoagulantes se prestam melhor à hematologia pelas suas propriedades conservadoras da morfologia celular e dos componentes do plasma, especialmente os fatores da coagulação.
O EDTA apresenta propriedade conservadora das células sanguineas. Impede a aglutinação das plaquetas no sangue. Não deve ser usado para o tempo de protrombina e testes de função plaquetária. O EDTA impede a coagulação ao formar quelatos com o cálcio.
A Heparina inibe a formação de trombina, impedindo a conversão de fibrinogênio em fibrina. Não altera a morfologia e o tamanho celular.
O citrato de sódio é utilizado como anticoagulante nas transfusões de sangue e no estudo da coagulação quando em solução aquosa a 3,8% ( Atividade de protrombina, PTT e fibrinogênio).
Para as transfusões sanguíneas o citrato é combinado com outras substâncias formando o ACDF (ácido cítrico, citrato de sódio, dextrose e fosfato monossódico)
Confecção do esfregaço sanguíneo
A confecção de um bom esfregaço sangüíneo é indispensável a obtenção de corretos resultados e pode ser feita com sangue com anticoagulante ou sem anticoagulante. Considera-se como esfregaço erradamente confeccionado os curtos demais, os finos demais, os com parte de gota sanguínea deixada na cabeça sem estirar, os com paradas e recomeço e aqueles que não deixam margem lateral. As lâminas para o esfregaço devem estar perfeitamente limpas, sem gordura e polidas.
Técnica de Preparação de Esfregaço (Distendido)
a) Trabalhar sobre superfície plana e horizontal.
b) Colocar uma pequena gota de sangue na parte central da lâmina de vidro a 1,5 cm da extremidade fosca ou da etiqueta.
c) Colocar a Lâmina com a face para cima sobre a superfície plana.
d) Com a borda estreita da lâmina em contato com a gota de sangue, formando um ângulo de 50º, espalhar o sangue com um movimento rápido, para formar uma camada delgada de sangue sem atingir a extremidade da lâmina.
e) Deixar secar na mesma posição horizontal.
f) Usar etiqueta adesiva para identificação.
g) O sangue pode ser espalhado também da seguinte maneira: Retirar com a extremidade da própria lâmina espalhadora a gota de sangue. Colocar a extremidade que contém o sangue em contato com a parte central da lâmina em posição horizontal e antes que o sangue, por capilaridade, atinja as bordas laterais da lâmina espalhadora formando um ângulo de 50º, faz-se o deslocamento rápido para formar a camada fina de sangue sem atingir a extremidade da lâmina.
Figura 3 Esfregaço de sangue distendido Figura 4 frasco para transporte de amostras
Coleta de fezes – EPF (Exame parasitológico de fezes)
Finalidade: O exame de rotina de fezes compreende as análises macroscópicas, microscópicas e bioquímicas para a detecção precoce de sangramento gastrintestinal, distúrbios hepáticos e dos ductos biliares e síndromes de má absorção.
Pesquisa de helmintos e protozoários nas fezes.
Preparo do paciente:
Evacuar em recipiente limpo e seco e transferir uma porção das fezes recém emitidas para o frasco coletor, tendo o cuidado para não ultrapassar a metade do frasco.
Não utilizar laxantes ou supositório.
Material: Fezes em frasco coletor de polipropileno com tampa de rosca de aproximadamente 80 ml.
Interferentes: Contaminação com urina.
Observações: o paciente para evitar misturar fezes com urina ou contaminá-las com água usada para limpar banheiros, que podem conter desinfetantes químicos.
Armazenamento:
Conservar refrigerada
- Não congelar
- Material deverá ser colhido mesmo apresentando-se diarréico, muco, pus ou sangue.
Coleta de urina
É de fácil obtenção
Deve ser colhida em recipiente descartável limpo, seco e, no caso das uroculturas, também deve ser estéril.
O recipiente deve ser devidamente etiquetado com o nome do paciente, data e hora da coleta além da identificação comum utilizada para os demais exames.É importante lembrar que amostras não etiquetadas colocadas sobre suas respectivas requisições podem ser movidas facilmente e trocadas.
A amostra deve ser entregue imediatamente ao laboratório e analisada dentro de 1 hora. Caso isso não seja possível a amostra deve ser mantida refrigerada para prevenir a decomposição da urina e a proliferação bacteriana na amostra
A amostra não deve ser congelada, pois o congelamento destrói os elementos figurados e ocorre turvação ao descongelar.
Orientações específicas de coleta - Amostra de urina de jato médio
Sempre que possível, as amostras de urina devem ser colhidas pela manhã.
a) Como orientar pacientes do sexo feminino:
A paciente deve lavar bem as mãos com água e sabão neutro e secá-las com toalha de papel limpa e descartável. Deve despir-se em sala adequada, afastar os lábios vaginais e lavar bem a vulva e os lábios vaginais, usando chumaços de algodão e gazes estéreis em água morna com sabão, esfregando de frente para trás. Deve enxaguar bem com água morna e secar com gazes esterilizadas. Durante todo este processo a paciente deve manter os lábios vaginais separados, e não tocar a área limpa com os dedos. Urinar, desprezando a primeira parte do jato urinário. Colher cerca de 30ml (aproximadamente a metade do frasco) de urina em um recipiente estéril, fechando assim que a urina for colhida. Em seguida a amostra colhida, contida no recipiente fechado, deve ser entregue a pessoa responsável para ser encaminhada ao laboratório.
b) Como orientar pacientes do sexo masculino:
O paciente deve lavar bem as mãos. Afastar o prepúcio e desprezar no vaso uma pequena quantidade de urina. Sempre segurando para trás o prepúcio colher cerca de 30ml de urina no frasco estéril. Em seguida, a amostra colhida, contida no recipiente fechado, deve ser entregue a pessoa responsável para ser encaminhado ao laboratório.
TIPOS DE AMOSTRAS:
PRIMEIRA AMOSTRA DA MANHÃ (JATO MÉDIO): é a amostra ideal para o exame de rotina Urina tipo I.Também é essencial para evitar o resultado falso – negativos nos testes de gravidez. A primeira amostra da manhã é uma amostra concentrada, o que garante a detecção de substâncias que podem não estar presentes nas amostras aleatórias mais diluídas. Deve-se instruir o usuário para colher a amostra logo que se levantar e entregá-la ao laboratório o mais rápido possível.
AMOSTRA ALEATÓRIA: Esse tipo de coleta é útil nos exames de triagem, para detectar anormalidades bem evidentes. Contudo também pode produzir resultados errados, devido à ingestão de alimentos ou à atividade física realizada pouco antes da coleta da amostra.
AMOSTRA COLHIDA 2 HORAS APÓS A REFEIÇÃO:Orienta-se o paciente para urinar pouco antes de se alimentar e colher a urina 2 horas depois de comer. Este tipo de coleta é utilizado para controlar a terapia com insulina.
AMOSTRA DE 24 HORAS OU COM TEMPO MARCADO: Quando é necessário medir a quantidade exata de determinada substância química na urina e quando esta quantidade varia segundo as atividades do dia, como exercícios, refeições e metabolismo orgânico, é necessário a coleta de 24 horas. Para conseguir uma amostra precisamente cronometrada, é necessário iniciar o período de coleta com a bexiga vazia e terminá-la também com a bexiga vazia. Estas orientações aplicam-se para qualquer coleia com tempo determinado.
EXEMPLO DE COLETA DE AMOSTRA DE 24 HORAS:
1º dia -7 da manhã: o paciente urina e descarta a amostra. O paciente colhe toda a urina nas próximas 24 horas.
2º dia – 7 da manhã: o paciente urina e junta esta urina com aquela previamente colhida e envia ao laboratório todo o volume coletado.
Coleta pediátrica / urina com saco coletor
Realizar assepsia da região genital. Retirar o papel que recobre a parte adesiva e fixar o orifício do saco coletor na região genital em torno da uretra. Aguardar que a criança urine. Se a criança não urinar em um período de 30 minutos, repetir a higiene e trocar o saco coletor a cada 30 minutos. Assim que a criança urinar, retirar o saco coletor e fechá-lo, colando as bordas do orifício. Verificar se está vedado.
Enviar imediatamente ao laboratório sob refrigeração.
Colocar a identificação do usuário no saco coletor.
Coleta de líquor
Líquor é normalmente colhido por punção suboccipital ou lombar entre a terceira, quarta ou quinta vértebra. Embora não se trate de um procedimento complicado, requer certas precauções, que compreendem a medida da pressão intracraniana e o emprego de técnicas cuidadosas para evitar a infecção ou lesão no tecido neural.
As amostras devem ser colhidas em TRÊS tubos estéreis, marcados 1,2,3 na ordem em que são obtidos. O tubo 1 (UM) é usado para as análises bioquímicas e sorológicas: o tubo 2 é usado para a microbiologia: o tubo 3 é usado para a contagem celular, por apresentar menor probabilidade de conter células introduzidas acidentalmente pelo procedimento de punção espinhal
As amostras destinadas a testes bioquímicos, sorológicos e de hematologia são refrigeradas e as de microbiologia são mantidos à temperatura ambiente.
A coleta do liquor só poderá ser feita por um médico
Secreções Genitais
Coleta da secreção uretral masculina para exame a fresco
Solicitar ao paciente para retrair o prepúcio;
Limpar a secreção emergente com gaze estéril;
Certificar-se de que a uretra esteja reta;
Introduzir o swab cerca de 2 centímetros no canal uretral;
Gire o swab delicadamente de 8 a 10 vezes para absorver a secreção;
Retirar o swab, introduzir em um tubo com 1,0 ml de salina estéril e encaminhar para
O laboratório imediatamente.
Coleta de secreção vaginal para exame a fresco
Introduzir o espéculo;
Coletar a amostra do saco vaginal com auxílio de um swab;
Retirar o swab e introduzir em tubo de ensaio contendo 1,0 ml de salina estéril, previamente identificado;
Encaminhar ao laboratório imediatamente.
Coleta de esperma
MATERIAL: Esperma.
EXAMES: Espermograma, Cultura de esperma, Bacterioscopia
FORMA DE COLETA:  
Fazer abstinência sexual de no mínimo 3 dias e no máximo 5 dias, para posterior coleta de esperma.
A coleta deverá ser realizada pela manhã (entre 7:00 e 8:30 hs), de segunda a sexta-feira, de preferência no laboratório. Se não for possível, seguir rigorosamente o tempo de envio ao laboratório. Lavar o pênis com água e sabonete. Deve-se urinar previamente e depois coletar por masturbação, todo o volume de esperma de uma ejaculação, diretamente no frasco fornecido pelo laboratório. Não coletar o esperma em preservativo, pois o látex interfere com a viabilidade dos espermatozóides.
Anotar o horário da coleta e enviar o esperma ao laboratório no máximo 30 minutos após a coleta. O material deve ser protegido contra extremos de temperatura (menos de 20º C e mais de 40º C) durante o transporte até o laboratório. Comunicar ao laboratório se fez vasectomia e a quanto tempo.
A realização do espermograma tem como aplicações, principalmente, a avaliação das glândulas seminais, da fertilidade e monitoramento pós-vasectomia. Além de esclarecer infecções neste local.
Antes da coleta, realizar higiene das mãos e pênis;
A amostra deve ser coletada por masturbação em frascos limpo, de vidro ou plástico, de boca larga, fornecido, pelo laboratório;
Não utilizar métodos alternativos para obtenção do sêmen (em caso de coleta em casa) como, por exemplo, relação sexual interrompida (interrompe a relação quando vai ejacular e colhe o material);
Evitar perda do material durante a coleta. Fechar imediatamente o frasco após a coleta, para evitar alcalinização;
Recomendar ao paciente a não utilização de preservativos de látex durante a coleta;
É indispensável informar o horário da coleta;
O jejum não é obrigatório, exceto quando solicitado a dosagem de frutose, pois níveis elevados de glicosepodem interferir na dosagem.
Coleta de escarro
Colher, de preferência, a primeira amostra da manhã;
Orientar o paciente para enxaguar previamente várias vezes a boca com água para remover a flora bacteriana superficial dessa região e colher a amostra obtida após tosse profunda, diretamente em um frasco de boca larga;
Explicar ao paciente a diferença de uma amostra obtida após tosse profunda e saliva, para se obter um material de melhor qualidade;
Paciente incapaz de expectorar – colher escarro induzido após nebulização com solução fisiológica estéril de 3 a 10%.
Figura 2 pote para coleta de escarro
Coleta de sangue digital para exame gota espessa - Malária
a) Coletar sempre uma lâmina com duas gotas espessas e uma lâmina com esfregaço;
b) Não utilizar sangue com anticoagulante para preparação da lâmina.
c) Após secagem das lâminas, transportar em caixas ou frascos , com paredes rígidas e com ranhuras próprias para fixação das lâminas.
d) A solicitação do exame deve acompanhar os frascos de transporte.
Técnica de Coleta e Preparação da Gota Espessa
a) Trabalhar sobre superfície plana horizontal.
b) Preencher completamente os dados do paciente.
c) Usar duas lâminas, colocar uma lâmina sobre a superfície plana ou sobre o “padrão”, sendo o manuseio pelas extremidades sem tocar as superfícies. De preferência, a lâmina deve estar com etiqueta auto-adesiva para o registro da identificação ou usar lâmina com extremidade esmerilhada.
d) Limpar vigorosamente a pele do local de punção (parte lateral do segundo ou terceiro dedo esquerdo, lóbulo da orelha ou em lactentes o dedo grande do pé ou o calcanhar) com gaze ou algodão embebido em álcool e enxugar com gaze ou algodão.
e) Retirar o estilete do envoltório estéril, segurando-o com a mão direita. Mantendo firmemente o dedo a ser puncionado entre o polegar e o indicador da mão esquerda, puncionar o local de maneira firme e leve.
f) Remover a primeira gota de sangue com gaze ou algodão seco.
g) Comprimir o dedo suavemente (como uma “ordenha”) para obter outra gota de sangue esférica sobre a pele seca. Não tocar o ponto de saída do sangue.
h) Segurando a lâmina firmemente pelas bordas numa das extremidades contra o indicador (que está comprimindo o dedo do paciente) baixa-se lentamente a lâmina até tocar o alto da gota de sangue (sem entrar em contato com a
i) Colocar a lâmina com a face para cima na superfície de trabalho. Com o canto e os primeiros 5mm da borda longa da segunda lâmina, espalhar o sangue formando um retângulo de tamanho e espessura adequados. Tomar outra amostra, colocar ao lado da primeira e espalhar da mesma maneira. As gotas espessas devem ser localizadas na parte central da lâmina.
j) Em lugar da segunda gota espessa pode-se colocar uma gota de sangue e fazer um esfregaço (distendido ou extensão).
k) Limpar o local puncionado com gaze ou algodão secos, se necessário pressionar.
l) Secar abanandocom um pedaço de cartão, ar morno, caixa com lâmpada, estufa, ou sobre o próprio quebra-luz com suporte para secagem de lâminas recém-colhidas ou coradas.
m) Não é recomendável o registro do número da lâmina na própria amostra de sangue.
n) A melhor preparação para o diagnóstico de malária é obtida com amostra de sangue colhida diretamente por punção digital ou venosa sem anticoagulante. O sangue com anticoagulante fixa menos na lâmina de vidro, podendo ocorrer o desprendimento do sangue no ato da coloração pelo
Profa. MSc. Sílvia Saldanha Corrêa