Métodos e Técnicas de Estudo em Oceanografia

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Métodos e Técnicas de Estudo em Oceanografia – 2100107
Oceanografia biológica
Prof. Mario Katsuragawa
Objetivo: Apresentar noções básicas sobre métodos e instrumentos de estudos
quali-quantitativos do plâncton, do nécton de regiões costeiras, pelágicas e mar
profundo, e do bentos das regiões entre-marés e fundos submersos.
1- Definições:
Basicamente, o estudo dos organismos marinhos pode ser classificado
em dois tipos:
- Pesquisa qualitativa – essencialmente voltada para o estudo do indivíduo
(anatomia, fisiologia, bioquímica etc.). Neste caso não há necessidade de
grande precisão do sistema de amostragem.
- Pesquisa quantitativa – orientada mais para o estudo da população
(distribuição, abundância etc.) que do indivíduo. A base destas pesquisas é a
obtenção de uma amostra efetivamente representativa da população em estudo.
Neste caso a metodologia de coleta é de fundamental importância.
Etapas da pesquisa biológica: coleta de dados ⇒ processamento ⇒
análise estatística ⇒ tomada de decisão.
Antes da fase de coleta é preciso fazer um planejamento detalhado com os
objetivos definidos e as hipóteses de trabalho.
- Amostragem – processo para efetuar coleta de uma parte representativa da
população, com o propósito de se obter uma estimativa compreensiva acerca da
natureza desta população.
2- Plano de amostragem
É necessário um planejamento detalhado antes da expedição, para
melhorar o rendimento durante as coletas, minimizar erros de amostragem e
diminuir o custo (diminuir o tempo de cruzeiro sem diminuir as atividades).
- cruzeiro oceanográfico ===> custo muito elevado
- N/Oc."Prof.W.Besnard"
- custo operacional = US$3.700,00/dia
- navio parado = R$4.000,00/dia
 - alimentação p/ 22 trip.+ 15 pesq. = R$1.354,00/dia. 
 - combustível = 4.100 l óleo diesel/dia + óleo lubrificante
 - seguro do navio = R$60.000,00/ano 
- no porto===> energia elétrica + água = aprox. R$1.200,00/mês
- uma docagem/3,5 anos = R$340.000,00 (ultima docagem)
 
- Barcos pequenos (Veliger) = 30 litros de combustível/hora
 gasto diário em viagem = R$800,00
2.1) Etapas de um planejamento de amostragem
1- Antes de tudo é necessário estabelecer os objetivos da viagem,
definindo os tipos de dados a serem coletados (dados físicos e químicos,
fitoplâncton e produção primária, zooplâncton e ictioplâncton, peixes adultos
considerando diferentes metodologias para pelágicos e demersais, bentos) e a
metodologia de coleta empregada (p.e. garrafas, redes de plâncton, dragas,
etc.). Dependendo da embarcação é melhor dividir em etapas (levando-se em
consideração a capacidade em termos de pessoal embarcado e a autonomia do
barco). Definir também o número e a periodicidade da coleta.
2- Fazer o plano de cruzeiro (Survey design), com a previsão da duração
da viagem. Consiste em fazer o planejamento da derrota do cruzeiro,
procurando-se adequá-lo aos objetivos estabelecidos e buscando obter uma
amostra representativa dos organismos em estudo. Em linhas gerais, os itens do
planejamento são: 1- Definição da área geográfica a ser coberta, 2- Decisão
sobre a estratégia de amostragem e o tipo de derrota, 3- Fazer um mapa
plotando as posições das estações oceanográficas ou locais dos arrastos a
serem realizados, 4- Cálculo do tempo de cruzeiro, levando em consideração
todas as atividades planejadas. Um cruzeiro oceanográfico sempre está sujeito
a uma série de imprevistos, o que pode levar a um atraso na execução dos
trabalhos. Portanto, é conveniente acrescentar um tempo extra (cerca de 20%
do período) no cruzeiro. 5- Fazer a estimativa dos recursos necessários e o
custo de cada cruzeiro. 
3- Listagem dos equipamentos e materiais em geral. O cruzeiro
oceanográfico envolve uma logística, muitas vezes complexa e dispendiosa, de
modo que, quando se sai do porto, não é possível retornar para pegar um
determinado material esquecido. Daí a necessidade de se fazer uma listagem
completa de equipamentos e materiais diversos a serem utilizados no cruzeiro,
que deve ser conferido, antes do embarque.
4- Escolha da equipe. A montagem de uma boa equipe de trabalho a
bordo é fundamental para o bom andamento de um cruzeiro oceanográfico. O
ideal é que cada participante embarque com uma função definida, sendo que, a
bordo, as atividades consistam principalmente em execução de atividades, e o
mínimo possível em discussões metodológicas. Uma reunião prévia para definir
as funções é importante. 
2.2) Tipos de plano de amostragem
As medições de dados biológicos podem ser tomadas de três diferentes
formas:
 a) através de pontos (ex.: estações oceanográficas)
 
 
 b) através de linhas (ex: prospecção hidroacústica, registro
de termossalinógrafo, registrador contínuo de Hardy)
 c) através de quadrados (ex: praia, costão)
2.3) Métodos para decidir sobre a localização dos pontos, linhas ou
quadrados de amostragem:
a) Amostragem ao acaso simples (simple random sample)
 A amostragem ao acaso é selecionada desenhando-se primeiro uma
grade sobre a área desejada e, em seguida, numerando-se as linhas da grade. A
posição de cada ponto de amostragem é determinada escolhendo-se dois
números ao acaso, o primeiro para fixar a posição da ordenada (eixo norte-sul),
e a segunda para fixar a posição da abscissa (eixo leste-oeste). O cruzamento
das duas coordenadas representa o ponto de amostragem. Vai se repetindo o
processo até que se estabeleça um número suficiente de pontos.
Embora todas as partes da área de estudo tenham chances iguais e
independentes de receber um ponto de amostragem, este método sempre
apresenta uma cobertura desigual sobre a área, o que pode ser desvantajoso
quando há interesse pela variação espacial.
b) Amostragem sistemática ou em grade (sistematic sampling)
Neste caso, o ponto inicial é escolhido aleatoriamente e todos os demais
são determinados por um intervalo fixo. Isto dá uma cobertura uniforme da área.
Por outro lado, o padrão de amostragem regular pode levar a vícios de
amostragem, pela sobreposição com a periodicidade na população.
c) Amostragem ao acaso estratificado ou agregado ("stratified random
sampling")
A área é dividida em estratos ou sub-áreas e, dentro destes, os pontos são
determinados ao acaso. Por exemplo, no caso de amostragem no porão de um
barco de pesca.
Quando já existe investigação preliminar e já se conhece a distribuição,
pode-se agregar a investigação em locais que interessam mais. ===> Diminui o
custo e aumenta a precisão da pesquisa.
d) Amostragem em rota ("route sampling")
Esta estratégia de amostragem serve para estudos exploratórios, quando se
quer varrer grandes áreas em pouco tempo, porém apresenta menor precisão,
com resultados mais grosseiros. Por exemplo, caso da primeira viagem ao Brasil
c/ o navio de pesquisa "Toko-maru". 
Em cada caso deve ser utilizada uma metodologia diferente. Para o
estudo de recursos pesqueiros demersais, Macket (1973) classifica em 4 tipos:
 
TIPO
Característica da distribuição Tipo de amostragem necessária 
1 Distribuição por toda a área de
investigação e a frequência de
ocorrência razoável para toda a área.
Amostragem geral para toda a área.
Amostragem sistemática ou amostragem ao
acaso, com relativamente poucos pontos de
amostragem.
2 Distribuição por toda a área, mas
com baixa frequência de ocorrência. 
Amostragem por toda a área, porém com maior
frequência de estações.
3 Distribuição esporádica, mas com
razoável frequência de ocorrência.
Ausência em algumas subáreas, mas
altamente concentradoem outras.
(grande parte dos animais marinhos)
Amostragem estratificada com intensidades
variáveis de amostragem de acordo com as
diferentes subáreas. 
4 Distribuição esporádica e com pouca
abundância.
Amostragem estratificada para toda a área de
ocorrência.
Como estratificar a área de investigação:
1- escolher as espécies mais importantes com as quais queremos definir
a distribuição.
2- obter carta geográfica mais detalhada da área de estudo.
3- coletar informações preliminares sobre a distribuição da espécie
através de informações científicas e de pescadores.
4- coletar informações oceanográficas da região.
5- utilizando informações obtidas nos itens 2, 3 e 4, determinar a área de
maior concentração.
6- eliminar a área onde não há ocorrência da espécie.
7- estratificar a área de estudo de acordo com a densidade da espécie.
2.4) Periodicidade de amostragem
É difícil obter medidas representativas de uma variável que muda com o
tempo. Muitas variáveis ambientais flutuam regularmente ou quase regularmente
no tempo.
Caso exista um ciclo ou periodicidade na variável que está sendo medida,
corremos o risco de que uma observação por um período mais curto do que o
ciclo completo revele apenas parte da variável que está ocorrendo. Isto
representa uma tendência, isto é, um aumento ou diminuição nos valores dos
dados.
O estabelecimento de uma frequência de observação dentro de um
período de tempo depende fortemente da natureza da investigação. Por
exemplo, medidas da temperatura do mar a cada hora fornecem informações
úteis para o estudo de pequenos vórtices na circulação oceânica, mas é um
detalhe desnecessário para o pesquisador interessado em relacionar a captura
de peixes com a temperatura do oceano em escala mundial.
 A frequência de amostragem é difícil de ser estabelecida sem um estudo
piloto. As amostragens, quer seja no tempo ou em área, podem ser do tipo ao
acaso ou sistemático, sendo que o sistemático é mais comum.
O tipo sistemático pode as vezes, registrar a mesma parte de um ciclo e
perder partes importantes da variação dos dados. Este é um tipo de vício
chamado "aliasing".
(figura de Krebs, 1989)
2.5) Erros de amostragem.
Os resultados de um reconhecimento de grupos de organismos podem
estar viciados por dois tipos de erros: acidental ou sistemático. Os erros
acidentais ocorrem devido a variações entre lances. A precisão neste caso pode
ser melhorado aumentando-se o número de lances ou concentrando-se a
amostragem em zonas onde ocorre grande densidade de organismos
(amostragem estratificada).
No entanto às vezes, mesmo com o número muito grande de lances e,
portanto, com alto grau de precisão, as estimativas obtidas podem ser diferentes
dos valores reais. Neste caso, mesmo se repetidos muitas vezes, os resultados
serão sempre muito similares, mas sempre diferentes do real, pois o sistema
está viciado por um erro sistemático. Os erros sistemáticos podem ser devidos a
vários fatores, tais como o emprego de um tipo equivocado de arte de
amostragem, variações diurnas no comportamento dos organismos.
Dois termos, precisão e exatidão das estimativas são definidos do ponto
de vista estatístico. Exatidão refere-se ao tamanho do desvio da estimativa da
investigação, em relação à estimativa real. Precisão refere-se ao tamanho dos
desvios da média estimada, calculada a partir de aplicações repetidas de um
mesmo procedimento de amostragem.
(figura de Krebs, 1989)
A exatidão é influenciada pelos vícios introduzidos através de erros de
medida ou da inacessibilidade de certa parte da população (seletividade da
rede). A precisão é influenciada pelo número de amostras, a forma como a
amostra é tratada e a maneira como os dados são analisados.
Pode-se dizer que nenhum método ou aparelho de amostragem é 100%
perfeito. Todos apresentam problemas e muitas vezes não é possível corrigi-las.
É necessário, entretanto, pelo menos saber da sua existência e levá-las em
consideração no momento da interpretação dos resultados.
3- Amostragem do plâncton marinho.
O termo plâncton, originário do grego “plágchton” (errante), é muito
genérico e inclui várias classes de organismos, desde virus até alguns
vertebrados. Este conjunto de organismos apresenta em comum a capacidade
limitada de locomoção, o que faz com que dependam, em grande parte, dos
movimentos da água para se deslocarem no ambiente aquático.
CLASSES DE TAMANHO
Nome das classes Femtoplâncton
(0,02-0,2 m)
Picoplâncton
(0,2-2,0 m)
Nanoplâncton
(2.0-20 m)
Microplâncton
(20-200 m)
Mesoplâncton
(0,2-20 mm)
Macroplâncton
(2-20 cm)
Megaplâncton
(20-200 cm)
Viroplâncton ___________
Bacterioplâncton __________
Micoplâncton _____________
Fitoplâncton ____________________________________________
Protozooplâncton _________________________________________
Metazooplâncton _________________________________________
Esquema de classificação dos organismos planctônicos por categoria de tamanho
(adaptado de Nibakken, 1997).
A amostragem do plâncton em geral consiste em separar os seres vivos
planctônicos do meio líquido onde se encontram. Tal operação depende de dois
fatores: a) a concentração (ou densidade) da população planctônica dentro da
massa de água considerada, que condiciona o tamanho do volume da amostra;
e b) as dimensões dos indivíduos que formam a população, que condicionam as
modalidades práticas da separação (sedimentação, centrifugação, filtros mais
finos ou mais grossos, separação visual).
3.1) Métodos de estimativa da biomassa do fitoplâncton e da produtividade
primária
Estudo qualitativo
Uma amostra é obtida com rede de fitoplâncton e fixada. O fixador mais
comum é o formol 10%, mas o lugol também é utilizado pelo fato de preservar
melhor os flagelados. A contagem de células pode ser feita através de um
microscópio.
 Estudo quantitativo
Para estimar o “standing stock” ou biomassa, que é dada em número de
células por volume de água, a amostra é obtida com garrafas, com a contagem
feita em microscópio invertido. 
A biomassa do fitoplâncton pode também ser estimada através da
determinação da quantidade de clorofila-a na água do mar. A clorofila-a está
presente em todas as espécies de fitoplâncton e é facilmente medida. Filtra-se
uma amostra de volume conhecido e a quantidade do pigmento pode ser medida
por absorbância com um aparelho chamado espectrofotômetro, ou fluorescência
pelo uso de um fluorímetro. A biomassa pode ser expressa como uma
quantidade de clorofia-a por volume de água.
As medidas de standing stock ou biomassa são medidas instantâneas.
Mas para a ecologia, é mais interessante conhecer a taxa na qual o material
vegetal é produzido, ou seja, a produtividade primária. 
O método mais utilizado para estimar a produtividade primária é o
conhecido por método do 14C, que consiste no seguinte procedimento: Uma
pequena quantidade de bicarbonato radioativo é adicionada à amostra de água
contendo fitoplâncton, que é incubado por um certo tempo, em laboratório ou no
próprio ambiente. O material é então filtrado e a radioatividade é medida por um
aparelho especial chamado cintilador. A produtividade é expressa em
quantidade (mg) de carbono fixado como matéria orgânica nova, por volume de
água (m-3) por unidade de tempo (h-1). O valor varia entre 0 até cerca de 80 mg C
m-3 h-1. 
A coleta de água é geralmente feita com garrafas especiais (Van Dorn,
Niskin), que fornece água para determinar a Produtividade Primária, Clorofila,
Fitoplâncton Total, podendo-se ainda aproveitar o restante da água para servir
como amostra de nutrientes. 
Os níveis de profundidade são escolhidos baseando-se na penetração da
luz. Para isso usa-se um fotômetro ou o disco de Secchi,e através de uma
tabela (que relaciona a profundidade com a intensidade luminosa) são obtidas as
profundidades para as coletas dos diferentes níveis da camada eufótica (desde a
superfície, com 100% de luz, até uma profundidade onde a luz tenha sido
atenuada para 1%). 
Esquema geral dos procedimentos para a determinação das profundidades de coleta
e coleta de material para produção primária e clorofila. (figura fornecida pelo Prof.
Clóvis Teixeira, 1985)
3.2) Coleta de zooplâncton
Existem vários equipamentos de amostragem do zooplâncton descritos na
literatura, tais como garrafas, bombas de sucção e redes de plâncton, dentre os
quais a última tem sido a mais comumente utilizada. 
As garrafas, como visto para estudos de produção primária, são
fundamentais para um estudo quantitativo. Mas para o zooplâncton o método
pode ser pouco eficiente, dependendo da densidade dos organismos. A
quantidade de água coletada pela garrafa, por maior que seja, será sempre
menor que a quantidade amostrada por bombas e redes. Por outro lado, como
se conhece exatamente o volume da água coletada pela garrafa, é possível
obter uma amostra quantitativa importante, em casos de organismos
zooplanctônicos das faixas do nano e microplâncton. 
Um outro método descrito para coletar zooplâncton é a bomba de sucção.
Um tubo flexível (ou uma mangueira longa) é abaixado na coluna de água e uma
bomba, que pode estar localizada no convés ou na extremidade do tubo, é
responsável pelo bombeamento da água para o convés, onde é devidamente
filtrada e quantificada. Por este método é possível obter uma amostra
quantitativa, de um certo ponto ou de uma faixa da coluna de água. Além disso,
pode-se ao mesmo tempo obter os dados físico-quimicos da água. Mas
apresentam várias desvantagens, entre as quais podemos citar a limitação do
alcance do tubo, restrito a cerca de 100 m, danos físicos aos organismos mais
delicados. 
Preparação de um conjunto
de garrafas de Niskin na
rosette, para a coleta de
água
Coleta de zooplâncton utilizando-se garrafas (acima) e bomba de sucção (abaixo).
(figuras de Omori & Ikeda, 1984)
Redes de plâncton
As redes de plâncton, apesar dos vários problemas de amostragem,
constituem os meios mais rápidos e mais comumente utilizados para a coleta de
organismos planctônicos da faixa do meso e macroplâncton. Uma rede simples
consiste basicamente de três partes: a boca, geralmente circular, feita de metal
ou outro material rígido; uma parte cônica constituída de panagem de rede feita
de material resistente, principalmente nylon; e um copo coletor de plástico ou
metal fixado no final da rede. 
Existem redes dos mais diversos formatos, sendo que a mais simples
possui a forma cônica, com a parte superior mais larga da rede presa a um aro
que, por sua vez é atado, através de tirantes, a um cabo que é manipulado do
barco. Outro tipo de rede tradicionalmente usado é o conhecido por cilíndrico-
cônico, por possuir uma panagem com parte anterior cilíndrica além da cônica. O
tamanho e a forma da panagem varia de acordo com os vários modelos
existentes. A boca de rede mais simples apresenta forma circular de diâmetros
diversos, mas outras formas como quadrada ou retangular são observadas.
Alguns modelos possuem um sistema de fechamento ou fechamento-abertura-
fechamento, que servem para amostragens estratificadas na coluna de água. 
Três tipos básicos de arrasto são conhecidos: a horizontal, que pode ser
em superfície ou em meia-água; vertical, amostrando a coluna de água em
níveis diversos de profundidade; e oblíquo, no sentido superfície – fundo –
superfície. No caso do arrasto vertical a embarcação deve estar parada, e a
velocidade do guincho deve ser em torno de 1m/seg., enquanto que os arrastos
horizontal e oblíquo são feitos com a embarcação em movimento, sendo
importante o controle da velocidade do barco. 
O tamanho da malhagem das redes para zooplâncton varia grandemente,
mas geralmente entre cerca de 50m até 500m. Quando se deseja coletar
organismos menores é desejável utilizar redes de malhas mais finas, mas se o
objetivo for o de capturar organismos grandes como os de macrozooplâncton,
geralmente usa-se malhas mais grossas. 
As redes de plâncton apresentam vários problemas de amostragem que
devem ser considerados. Costuma-se classificar estes problemas em três tipos:
1- Fuga de organismos da boca da rede (net avoidance) que depende do tipo do
aparelho, velocidade do arrasto, hora do dia, bem como da capacidade visual e
de fuga do organismo; 2- Seletividade (escapement), que ocorre devido ao
escape dos organismos através da malhagem da rede e pode ocorrer de duas
formas: escape passivo dependendo do tipo de organismos, da velocidade da
rede etc., e escape ativo dependendo do tamanho, forma, plasticidade e
comportamento dos organismos, além da natureza e tecelagem do material de
que é fabricada a rede; 3- Entupimento ou colmatação (clogging) que consiste
na variação da eficiência de filtração devido a vários fatores como o tipo de rede,
abertura da malha, tempo de arrasto, concentração de organismos, etc.
Utilizando-se um fluxômetro na boca da rede é possível a obtenção de
amostragens quantitativas.
Algumas recomendações para o planejamento de coleta do zooplâncton:
Quando os estudos são mais qualitativos, como na investigação da
riqueza, distribuição, flutuação sazonal, é conveniente realizar uma amostragem
preliminar para determinar o local mais representativo. Preferencialmente, deve-
se utilizar o mesmo processo de amostragem em todas as viagens. Seria
conveniente um conhecimento um conhecimento prévio sobre os fatores físico-
químicos da área de coleta. Quando se quer coletar um número maior de
espécies é necessário utilizar maior variedade de equipamentos de coleta, com
diferentes capacidades. Para coletar organismos com tendência a agregação, ou
aqueles de ocorrência rara, é melhor aumentar o volume de água filtrada
aumentando a distância de arrasto, do que aumentar o tamanho do
equipamento.
Em caso de estudos quantitativos, é importante se obter uma amostra
que seja representativa da população. Podem ocorrer variações devido ao
crescimento, reprodução, mortalidade e migração dos organismos, bem como
devido a advecção e distribuição agregada (heterogeneidade espacial na
densidade e composição). No caso de amostragens feitas a intervalos regulares
durante o período de um dia ou mais, pode ocorrer a influência do ritmo
comportamental diário ou lunar dos organismos. É conveniente fazer uma
amostragem piloto em várias localidades e profundidades, a fim de obter
materiais para estimativas da composição e variabilidade específica. O ideal é
testar vários métodos de amostragem com diferentes tipos de aparelhos para
escolher o melhor método para o caso em estudo. Para distinguir os efeitos das
fontes de variação, a divisão da área total em estratos pode ser um
procedimento útil. 
Uma vez coletado o plâncton deve ser fixado o mais rápido possível. A
substância fixadora mais amplamente utilizada é a solução de formaldeído,
diluído a 4% (formol 10%), tamponado com tetraborato de sódio. 
Rede bongo – utilizado como equipamento padrão para a coleta de ovos e
larvas de peixes. (figuras de Smith & Richardson, 1977)
Esquemas de funcionamento da rede de fechamento para arrastos
verticais, e rede Motoda (MTD) para realizar amostragem estratificada
horizontal. (figura de Omori & Ikeda, 1984)
c)
a)
Redes para arrasto estratificado horizontal: a, b) Rede Mult Plankton Sampler
(MPS), c) Rede rectangular mid-water trawl (RMT) (figura de Omori & Ikeda,
1984)
b)
Sediment traps 
Estesaparelhos consistem num tipo de armadilha, geralmente colocada
na coluna de água, para coletar os materiais particulados biogênicos (desde
fezes até pedaços de organismos) ou inorgânicos que caem das águas
superficiais para camadas mais profundas. Servem para estimar o fluxo vertical
no oceano, de uma variedade de componentes químicos e biogênicos, bem
como elucidar a natureza qualitativa desses componentes. Os aparelhos podem
ser instalados na coluna de água, tanto fundeados, como em deriva; as
amostras podem ser coletadas no decorrer de um período de tempo.
 
Flotation 
 
Sediment Trap 
Mooring Wire 
 
Multiple Traps
 
Acoustic Release 
Anchor Assembly 
 
 
 
 
 
 
 
 
Backup Flotation
 
 
 
(figura do site www.pangaea.de/Projects/JGOFS/Methods/ cap. 24 – Sedment trap)
4- Metodologia de estudo e coleta do nécton
A palavra nécton é originária do grego “nektós”, “que nada”. Os
organismos do nécton diferem dos planctônicos pela mobilidade. Estes
organismos podem nadar com os próprios meios e com capacidade suficiente
para torná-los independentes dos movimentos de água e aptos a realizarem
migrações em larga escala. Comparando-se com o plâncton e o bentos, o
nécton não constitui um grupo muito diverso e, considerando a totalidade dos
organismos, corresponde a apenas cerca de 0,1% da biomassa viva nos
oceanos. Mas, devido ao tamanho e a visibilidade, para nós o nécton é o grupo
mais familiar dentre os vários componentes da comunidade biológica marinha.
Embora alguns mamíferos, répteis, aves e até alguns invertebrados (moluscos
cefalópodes – lulas e sépias), sejam considerados nectônicos, os peixes
constituem o grupo mais abundante e, portanto, são os mais estudados.
Em parte devido à exploração da pesca e à necessidade em se obter
informações acerca dos estoques, vários métodos foram desenvolvidos desde o
início do século passado, tanto para os estudos biológicos das espécies, como
para estudos relacionados com a dinâmica de populações, identificação dos
estoques, estimativa de abundância, etc. Essas pesquisas constituem vastos
campos de estudo, com inúmeras metodologias de coleta e análise específicas.
Nos estudos biológicos os seguintes aspectos são considerados:
genética, sistemática, taxonomia, eletroforese, análise cromossômica, histologia,
bioenergética, fisiologia, toxicologia aquática, reprodução, comportamento,
autoecologia e ecologia de comunidades. 
Em termos de estudos ecológicos, podemos considerar a autoecologia
que inclui a distribuição, abundância e migração das espécies, enquanto que a
ecologia de comunidades inclui a diversidade, a interação entre as espécies e
a análise da trama trófica. 
Para os estudos relacionados com a dinâmica de população, são
importantes os seguintes parâmetros: crescimento e determinação de idade,
mortalidade (natural e por pesca) e recrutamento. Dinâmica de população pode
ser definido como sendo o estudo de uma população como uma unidade vivente,
em termos de balanço do que entra e o que sai desta população. A entrada se
dá através do crescimento somático e recrutamento de novos indivíduos para a
população, enquanto que a saída se refere à perda devido a mortalidade que
pode ser natural ou por pesca.
Outro dado importante a ser obtido é a estimativa de abundância ou
biomassa da população. Essa estimativa é feita através de modelos
matemáticos que requerem, além das informações sobre os processos
biológicos, dados sobre o esforço de pesca e sobre o desembarque. Através
deles pode-se fazer previsões sobre o desempenho da captura e o impacto de
mudanças no esforço de pesca (no de barcos, tipo de redes, etc.) visando
principalmente subsidiar as medidas de gerenciamento no sentido de conservar
os estoques pesqueiros.
A abundância pode ser considerada em termos relativos ou absolutos. O
índice de abundância relativa mais utilizada é a Captura Por Unidade de Esforço
(CPUE). O princípio básico do uso desse índice é que as variações no CPUE
refletem as variações na abundância no estoque de peixes. Através da
observação das variações deste índice em diferentes profundidades, áreas ou
épocas, pode-se inferir sobre as mudanças na abundância absoluta do estoque
pesqueiro. A CPUE pode ser tomada de diversas formas, dependendo do tipo de
pescaria e das espécies capturadas. Alguns exemplos são: peso ou número de
indivíduos capturados por anzol por hora; por armadilha por dia; ou por hora de
arrasto.
A abundância absoluta refere-se ao número real de indivíduos do
estoque. Na maioria dos casos este valor é estimado através de métodos de
avaliação direta como o senso visual e, principalmente através de avaliação
indireta. Os principais métodos de avaliação indireta descritos são:
Levantamento hidroacústico; Marcação e recaptura; Método de análise de
dados estatísticos (captura e esforço); Estimativa do estoque desovante através
do ictioplâncton; Método da área varrida (Técnica da pesca exploratória).
As amostras de peixes para os estudos biológicos, assim como
informações sobre a estatística de pesca são geralmente obtidas de duas
formas: da pesca comercial (industrial ou artesanal) ou através de pesca
experimental realizada por pesquisadores. O primeiro tipo apresenta como
vantagem o baixo custo e a abundância de dados, porém as informações
fornecidas pelos pescadores são, as vezes, pouco confiáveis. Além disso, o
produto da pesca pode passar por uma seleção antes do desembarque. A
amostragem a partir de pescas experimentais são confiáveis e existe a
vantagem de se poder coletar conjuntamente outros dados importantes para o
estudo, como os dados hidrográficos. Mas o maior problema desta estratégia é o
custo da operação.
Os dados mais importantes obtidos da pesca são os dados estatísticos de
captura (quantidade, local, data etc.) e de esforço de pesca (tipo de aparelho,
número de lances etc.), bem como os dados biológicos (freqüência de
comprimento, peso, idade etc.).
As capturas são geralmente muito grandes para serem examinadas nas
suas totalidades, de modo que é necessário separar alguns indivíduos para
serem analisados, isto é, fazer subamostragens, o que exige um procedimento
cuidadoso e adequado para assegurar uma amostra representativa.
Todos os aparelhos usados para pesca apresentam um certo grau de
seletividade. Por exemplo, o tamanho do anzol vai determinar os tamanhos
mínimo e máximo dos peixes a serem fisgados. O tamanho da malha da rede vai
determinar o tamanho mínimo do peixe a ser capturado. 
a) b)
 c)
 d)
a) Rede de cerco do tipo traineira (purse seine) para a captura de peixes pelágicos.
(Royce,1996)
b) Pesca com espinhel (long line) em águas oceânicas, para a captura de peixes
pelágicos de grande porte. (King, 1997)
c) Rede de arrasto de fundo (otter trawl) para captura de peixes demersais (Jennings
et al., 2001).
d) Rede de espera de fundo (set net) para captura de peixes demersais (Jennings et
al., 2001).
Técnica hidroacústica para a
detecção de cardumes. Os cardumes
são detectados através do eco-sonda
(acima), e a forma com que os sinais
são registrados no eco-grama
(abaixo).
Método de marcação e recaptura:
- migração
- comportamento
- estimativas em estudos de populações (recrutamento, taxa de
exploração, taxa de sobrevivência, etc.
Aplicação de um método de estimativa de biomassa.
O Método da área varrida (Técnica da pesca exploratória) é um dos
métodos que tem sido utilizado para a estimativa de biomassa de peixes
demersais nos projetos doIOUSP. Desta forma apresentamos, a título de
exercício, este procedimento para ser aplicado com os dados a serem obtidos
em Ubatuba.
Procedimento: 
 - realizam-se arrastos de fundo com redes de porta
 - a partir desses resultados podemos calcular a quantidade de peixes por
área, ou seja, a biomassa.
 - A estimativa de biomassa é dada pela equação:
 B = Cw/v * (A/a), onde:
Cw = captura média em peso efetuada por arrasto
a = área varrida em uma unidade de esforço
Cw/v = captura por unidade de área (CPUA)
A = área total da viagem ou subárea
v = Vulnerabilidade = fração de biomassa, na trajetória da rede, que é
realmente capturada (proporção de peixes retidos)  difícil de ser estimada
devido a grande variação comportamental entre espécies. (valor escolhido entre
0,5 e 1,0)  1/v = fator de escapamento
a = t.V.h.x , onde:
t = tempo de arrasto
V = velocidade de arrasto
h = comprimento da tralha da boia (parte superior da boca)
x = fração da tralha de boia que é igual a largura da trajetória varrida
 pelo arrasto (0,4 ~ 0,6). Pauly (1980) sugere o valor de 0,5. 
Esquema de uma rede de arrasto de porta (acima) e da área arrastada pelo aparelho.
(figura de Sparre & Venema, 1997)
5- Amostragem dos organismos bentônicos
Os organismos bentônicos podem ser coletados utilizando-se uma variedade de
aparelhos. A metodologia e a forma de utilização dos equipamentos dependem
de uma série de fatores, tais como o tipo de substrato, da profundidade local,
embarcação, etc. Alguns equipamentos são apropriados para realizar
amostragens quantitativas, enquanto que outras servem somente para
amostragem qualitativa. 
Em ambientes de costões e praias, devido às facilidades de acesso ao
local de amostragem, não há necessidade do emprego de equipamentos
sofisticados de coleta. Mas há a necessidade do estabelecimento prévio do
plano de coleta para prevenir eventuais erros ou vícios de amostragem. Dentre
os métodos adotados os mais conhecidos são: método do quadrado, fotografias,
amostragem sistemática em grade de amostragem.
Em ambientes submersos, ao contrário, há necessidade de utilização de
equipamentos, geralmente caros e sofisticados, tanto para alcançar os locais de
coleta como efetuar a coleta propriamente dita. 
Em águas mais rasas que 30 m, a observação direta, contagem e coleta
através do mergulho autônomo, constituem técnicas efetivas, que permitem ao
mergulhador fazer coleta em todos os tipos de substrato, assim como fazer uma
boa apreciação das condições naturais e distribuição dos organismos do
megabentos. Comumente utilizam-se também pequenas embarcações e
equipamentos de pequeno porte.
Em profundidades além do limite dos mergulhadores, a maioria das
informações sobre a ecologia do fundo marinho provém de inferências indiretas
baseadas em amostragens. As amostragens tornam-se praticamente
dependentes de aparelhos de coleta, sendo as mais tradicionais utilizadas para
bentos os pegadores-de-fundo (Petersen, Van-Veen), corers (corer hidráulico,
box corer), dragas, e redes de arrasto. A técnica da filmagem também é
utilizada. Principalmente em região da plataforma continental estes
equipamentos, embora longe do ideal, têm permitido a obtenção de grande
volume de amostras o que possibilitou um largo conhecimento sobre o bentos,
tanto do ponto de vista qualitativo como quantitativo. A eficiência destes
aparelhos vai diminuindo a medida que se vai aumentando a profundidade.
Muito pouco se conhece a respeito da vida nas zonas batial, abissal e hadal,
devido a problemas relacionadas ao acesso. Neste caso, têm-se recorrido ao
uso de submersíveis ou câmaras controladas para descer milhares de metros de
profundidade. Nas últimas décadas, com o avanço da engenharia oceânica e
robótica, têm sido desenvolvidos aparelhos, tanto tripulados como não tripulados
(Alvin, Keiko), capazes de alcançar grandes profundidades, de modo que
algumas comunidades de oceanos profundos, como as de fontes hidrotermais,
puderam ser descobertas. Essas metodologias porém são muito caras o que
limita as pesquisas do fundo marinho. Uma outra limitação é o fato de a vida
animal não ser muito abundante em muitas áreas do fundo marinho, portanto
seria desejável ter um grande número de amostras.
 O pegador e “box corer” são normalmente usados para amostrar a
comunidade do substrato mole. Estes equipamentos são adequados para
proceder uma amostragem quantitativa, sendo que os organismos podem ser
separados do sedimento através do peneiramento.
Corers hidráulicos para amostragem não perturbada também são usados,
mas devido ao tamanho da amostra, estes são mais adequados para o
meiobentos e microbentos.
As dragas são armações pesadas de metal que são arrastadas sobre o
assoalho marinho, enquanto os materiais vão sendo depositados num saco em
forma cônica, geralmente constituído por panagens de rede reforçadas. Estes
aparelhos não fornecem uma amostra quantitativa, mas permitem a coleta de
grande quantidade de material, o que é útil em casos de locais muito pobres,
como em oceanos profundos. As redes de arrasto de fundo, são comumente
utilizadas na pesca, mas como no caso da draga, podem ser úteis na
amostragem da epifauna, principalmente do megabentos.
Beam trawl – um tipo de rede de arrasto com uma vara rígida sustentando a abertura
da boca. Utilizado na pesca de peixes demersais, porém é util também para coleta do
megabentos. (figura de Jennings et al., 2001)
Draga com panagem de rede e armação de metal reforçado. (figura de Jennings et al.,
2001)
Esquema de funcionamento do box corer.
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