Histologia Clínica

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Programa de Educação 
Continuada a Distância 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Curso de 
Histologia Clínica 
 
 
 
 
 
Aluno: 
 
 
 
 
EAD - Educação a Distância 
 Parceria entre Portal Educação e Sites Associados 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Curso de 
Histologia Clínica 
 
 
 
 
 
MÓDULO I 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Atenção: O material deste módulo está disponível apenas como parâmetro de estudos para 
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mesmo. Os créditos do conteúdo aqui contido são dados aos seus respectivos autores 
descritos na bibliografia consultada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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SUMÁRIO 
I. MÉTODOS DE ESTUDO EM HISTOLOGIA ...................................................4 
A. Introdução à Histologia ...............................................................................4 
Histologia.........................................................................................................4 
Tecidos............................................................................................................4 
Origem embrionária dos tecidos......................................................................5 
Tecidos fundamentais .....................................................................................6 
B. Preparações histológicas para microscopia de luz ..................................9 
Protocolo .......................................................................................................10 
C. Introdução à Microscopia..........................................................................22 
Microscópio óptico composto ........................................................................22 
Outros tipos de microscópio ..........................................................................27 
D. Cultura de células e tecidos......................................................................33 
II. A CÉLULA....................................................................................................38 
A. Estruturas e organelas citoplasmáticas...................................................38 
Membrana plasmática ...................................................................................39 
Citoesqueleto.................................................................................................42 
Mitocôndrias ..................................................................................................45 
Ribossomos...................................................................................................47 
Retículo Endoplasmático...............................................................................48 
Aparelho de Golgi..........................................................................................49 
Lisossomos....................................................................................................51 
Proteassomos................................................................................................51 
Peroxissomos................................................................................................52 
B. Núcleo celular.............................................................................................53 
Envoltório nuclear..........................................................................................54 
Cromatina......................................................................................................54 
Nucléolo ........................................................................................................55 
Matriz nuclear ................................................................................................56 
 
 
 
 
 
 
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Módulo I 
I. Métodos de estudo em Histologia 
 
A. Introdução à Histologia 
 
Histologia 
 
É definida como sendo a ciência, parte da biologia, que estuda os tecidos do corpo, 
bem como estes se organizam para constituir os órgãos de um organismo vivo. O termo 
histologia, utilizado inicialmente por Mayer, em 1819, para descrever ‘texturas’ diferentes 
encontradas no corpo animal, derivou do termo ‘tecido’, criado pelo anatomista francês 
Bichat por volta de 1800. Mayer fez a conjunção do termo histos (tecido) e logos (estudo). 
 
Tecidos 
 
Os tecidos, conjuntos de células de mesma origem embrionária e funções gerais 
relacionadas, são constituídos por células e pela matriz extracelular. Diz-se de funções 
gerais relacionadas uma vez que as células de um tecido não executam as mesmas 
funções, mas elas estão intrinsecamente ligadas para possibilitar o funcionamento do tipo 
tecidual em questão. No tecido ósseo, por exemplo, os osteócitos são células cuja função 
é contribuir na manutenção da matriz óssea, enquanto os osteoclastos são responsáveis 
pela reabsorção óssea. 
A matriz extracelular é composta de diferentes tipos de moléculas que dão 
sustentação às células do tecido, além de possibilitar o transporte de substâncias e 
nutrientes para as células e a partir das mesmas. Outra função da matriz extracelular é 
realizada por moléculas da mesma que atuam como sinalizadores, sendo reconhecidos 
por receptores das células teciduais. A maioria desses receptores consiste de moléculas 
que cruzam a membrana plasmática celular e se conectam a outros componentes do 
citoplasma, transmitindo sinal recebido para o interior da célula. Desse modo, estabelece-
se um mecanismo de feedback (ou retroalimentação), uma vez que são as células que 
sintetizam as substâncias da matriz, mas também sofrem regulação por essas moléculas. 
 
 
 
 
 
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A maioria dos órgãos que constituem os sistemas de um organismo são compostos 
por uma combinação bem ordenada de diferentes tipos teciduais, e é a combinação e 
organização desses tecidos que viabiliza o funcionamento adequado do organismo como 
um todo. 
 
Origem embrionária dos tecidos 
 
Quando os gametas masculino (espermatozóide) e feminino (óvulo), ambos 
haplóides (apresentando a metade do número de cromossomos de uma célula somática 
da espécie), encontram-se em ambiente propício – o útero ou artificialmente, em meio de 
cultura – ocorre a fecundação. As duas células após a fecundação formam uma nova 
célula, o ovo ou zigoto, que é uma célula diplóide (como o mesmo número de 
cromossomos de qualquer célula somática da espécie). Uma vez que é formado o zigoto, 
ele passa a sofrer sucessivas mitoses, processo denominado de clivagem. Uma célula 
forma duas, as duas formam quatro, as quatro formam oito, e assim por diante. E por 
volta do sétimo dia (na maioria dos animais domésticos) pós-fecundação o que se vê é 
um amontoado de células envoltas por uma membrana translúcida. Cada célula é 
chamada de blastômero, sendo cada uma delas, células totipotentes, ou seja, que ainda 
não se diferenciaram e com a potencialidade de originar qualquer uma das células do 
corpo animal, e a membrana envoltória é chamada de zona pelúcida. Este estágio do 
embrião é chamado de mórula. Os blastômerossintetizam um líquido rico em ácido 
hialurônico que vai se acumulando dentro do embrião e por volta do oitavo/nono dia 
forma-se uma pequena cavidade no interior do embrião, a blastocele. Neste momento o 
embrião passa a se chamar de blástula ou blastocisto. Posteriormente, a cavidade 
aumenta e pela expansão interna do embrião a mórula é rompida (blastocisto eclodido). 
Esta massa celular começa a se dobrar para dentro de si mesma e aí forma-se uma 
cavidade central chamada de gastrocele, e neste momento forma-se a gástrula. Nesta 
fase é possível identificar os dois primeiros tecidos embrionários – ectoderme e 
endoderme. O ectoderme é folheto embrionário externo e o endoderme o folheto 
embrionário interno. Um pouco depois, a partir do endoderme forma-se o folheto médio, o 
mesoderma. A partir daí começa haver diferenciação celular e formação dos tecidos 
 
 
 
 
 
animais. Do ectoderme, por exemplo, formam-se o tecido nervoso e alguns epitélios de 
revestimento; já do mesoderma origina-se a maioria dos tecidos conjuntivos e 
musculares; o endoderma dá origem a alguns epitélios de revestimento. 
Os tecidos embrionários, dessa forma, são três, a saber: ectoderme, mesoderme e 
endoderme, e deles se formam todos os tecidos do corpo animal. 
 
A B 
 Figura A – Desenvolvimento embrionário do ouriço do mar Lytechinus variegatus. A: 
óvulo; B: ovo fecundado; C: Início da primeira clivagem; D: estágio de 2 células; E – F: 
estágio de 4 células; G: estágio de 8 células; H: estágio de mórula; I: blástula – 
http://www.usp.br/cbm/artigos/ourico/fecundacao.html 
Figura B – Esquema do desenvolvimento embrionário – 
http://www.sparknotes.com/testprep/books/sat2/biology/chapter9section1.rhtml 
 
Tecidos fundamentais 
 
São reconhecidos quatro tipos fundamentais de tecidos: tecido epitelial, tecido 
conjuntivo, tecido muscular, e tecido nervoso. Estes, por sua vez, podem ser subdivididos 
em categorias de acordo com critérios variados, abaixo listados. 
 
Classificação geral dos tecidos 
1. Tecido epitelial 
a. Tecido epitelial de revestimento 
i. Quanto ao número de camadas: 
1. Simples 
2. Pseudoestratificado 
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3. Estratificado 
ii. Quanto à forma das células superficiais: 
1. Pavimentoso 
2. Cúbico 
3. Cilíndrico ou prismático 
b. Tecido epitelial glandular 
i. Quanto à complexidade dos ductos 
1. Simples 
2. Composta 
ii. Quanto à forma da parte secretora 
1. Tubular 
a. Reta 
b. Enovelada 
c. Ramificada 
2. Acinar ou alveolar 
3. Túbulo-acinar 
 
2. Tecido conjuntivo 
a. Tecido conjuntivo propriamente dito de propriedades gerais 
i. Tecido conjuntivo frouxo 
ii. Tecido conjuntivo denso 
1. Modelado 
2. Não-modelado 
b. Tecido conjuntivo propriamente dito de propriedades especiais 
i. Elástico 
ii. Mucoso 
iii. Pigmentado 
iv. Reticular 
1. Linfóide 
2. Mielóide 
v. Adiposo 
 
 
 
 
 
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1. Branco 
2. Pardo 
c. Tecido conjuntivo de sustentação 
1. Cartilaginoso 
a. Hialino 
b. Elástico 
c. Fibroso 
2. Ósseo 
a. Compacto 
b. Esponjoso 
3. Cimento e dentina 
d. Tecido conjuntivo de transporte 
i. Sangue 
ii. Linfa 
 
3. Tecido muscular 
a. Tecido muscular estriado esquelético 
b. Tecido muscular estriado cardíaco 
c. Tecido muscular liso 
 
4. Tecido Nervoso 
a. Tecido nervoso propriamente dito 
b. Neuroglia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
B. Preparações histológicas para microscopia de luz 
 
Na histologia, diferentes métodos de estudos podem ser utilizados, variando do 
estudo dos tecidos in vivo, como a cultura de células e tecidos, até aqueles que utilizam 
os tecidos mortos. O método mais utilizado são os preparados histológicos permanente, 
ou lâminas histológicas. Estas, por sua vez, para que possam ser adequadamente 
observadas e analisadas, tornam necessário o uso de equipamentos como o microscópio. 
A microscopia de luz é ainda a mais utilizada, de modo que a seguir, descrevemos as 
etapas de produção de uma lâmina histológica para microscópio óptico. 
 
 
Resumo das etapas de preparação de material histológico que serão estudadas nesta 
seção. http://www.icb.ufmg.br/mor/biocelch/metodos_estudo/metodos.html 
 
 
 
 
 
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Protocolo 
 
COLETA DA AMOSTRA 
 
A etapa inicial do processo de preparação de uma lâmina histológica consiste na 
coleta da amostra de tecido a ser analisado, e isto pode ser feito de diferentes maneiras: 
 
• Biópsia cirúrgica, em que a obtenção da amostra de tecido ou órgão se dá 
através de uma incisão cirúrgica; 
• Biópsia endoscópica, usada para órgãos ocos (estômago, intestino, etc) 
através de endoscopia; 
• Biópsia por agulha, na qual a amostra tecidual (cilindro) é obtida pela punção 
do órgão (fígado, pulmão), sem que seja necessário abrir a cavidade natural; 
• Cirurgias amplas, realizadas quando a amostra corresponde a peças grandes 
(ex. tumores) ou órgãos (ex. mama, útero) 
• Necrópsia, que trata-se do procedimento utilizado para estudo anatômico de 
órgãos ou tecidos, no animal morto. 
 
A B 
Figura A – Diferentes lâminas e bisturis que podem ser utilizados para a coleta da 
amostra tecidual. 
Figura B – Fragmento de tecido, já coletado – http://www.pathus.com.br/rotina.asp 
 
As peças grandes (cirúrgicas) ou de autópsia, devem ser previamente clivadas 
para reduzir sua espessura, permitindo a penetração fácil do fixador. 
 
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FIXAÇÃO 
 
O princípio fundamental de uma boa preparação histológica é a fixação, que deve 
ser completa e adequada. Os principais objetivos da fixação são: 
 
• Inibir ou interromper a autólise tecidual; 
• Coagular ou endurecer o tecido e tornar difusíveis as substâncias insolúveis; 
• Proteger, através do endurecimento, os tecidos moles no manuseio e 
procedimentos técnicos posteriores; 
• Preservar os vários componentes celulares e tissulares; 
• Melhorar a diferenciação ótica dos tecidos; 
• Facilitar a subseqüente coloração. 
 
Assim sendo, o objetivo central desta etapa inicial do processamento do material 
histológica visa preservar sua estrutura de forma mais próxima o possível daquela 
encontrada no tecido vivo, evitando ao máximo as distorções e possíveis perdas de 
materiais. Estes dois fenômenos, quando não são propriamente evitados, podem formar 
artefatos no corte do material. 
O processo de fixação, em histologia, é quase exclusivamente químico, onde 
substâncias (fixadores) são utilizadas com a principal função de insolubilizar as proteínas 
dos tecidos. Poderia ser também um processo físico, como por aquecimento ou 
resfriamento, mas não é de nosso interesse aqui detalharmosestes casos. Os fixadores 
podem atuar como agentes desnaturantes ou como estabilizadores, formando pontes com 
as moléculas vizinhas. Deste modo, a solução isotônica tamponada de aldeído fórmico ou 
formaldeído a 4% consiste no fixador mais utilizado para a microscopia de luz, sendo 
conhecido como fixador universal. Juntamente com o aldeído glutárico (ou glutaraldeído), 
este utilizado principalmente para a microscopia eletrônica, o formaldeído reage com 
grupamentos amina (NH2), mas a química completa destas reações de fixação ainda não 
está bem elucidada. 
 
 
 
 
 
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Para evitar a ocorrência de artefatos no preparo do material, devem-se seguir os 
dois princípios básicos abaixo, tentando garantir que a fixação seja realizada de maneira 
eficiente: 
 
• O material coletado deve ser imerso o mais rapidamente possível na solução 
fixadora; 
• O volume de fixador deverá ser no mínimo 10 vezes maior que o volume da 
amostra tecidual coletada. 
 
 Objetivando se conseguir um fixador ideal para cada tipo de tecido, os histologistas 
costumam elaborar diversas misturas fixadoras como, por exemplo, o líquido de Bouin 
(formaldeído, ácido acético e ácido pícrico). 
O tempo de fixação varia de acordo com o tamanho da peça, constituição do 
tecido, poder de fixação do fixador, objetivos a pesquisar e temperatura ambiente. No 
entanto, de forma geral, caso o fragmento tenha uma espessura de cerca de 4 mm, o 
tempo mínimo de fixação é de doze horas. 
 No caso de fragmentos ósseos ou tecidos com áreas de calcificação, deve-se além 
de fixá-los, proceder à descalcificação ou desmineralização, que consiste na remoção dos 
sais de cálcio que se encontram depositados nos tecidos orgânicos sem alteração da sua 
estrutura celular, de modo a permitir que os cortes sejam realizados no micrótomo. Esta 
etapa é importante, porque as navalhas utilizadas na etapa de microtomia, como a 
navalha de aço, para os blocos de parafina, e a navalha de vidro, para os blocos de resina 
acrílica, são bastante delicadas, e perdem o corte facilmente. Assim, os ossos ou outros 
materiais calcificados devem ser cortados em pequenos pedaços (cerca de 4mm) com 
serra adequada, antes da fixação. Depois de completada a fixação, o fragmento deve ser 
imerso na solução descalcificadora. Geralmente são empregados como agentes 
descalcificadores os ácidos nítrico, fórmico, tricloacético, clorídrico, pícrico e 
sulfossalicílico. Não existe uma solução descalcificadora ideal. O ácido usado deve ser 
completamente removido do tecido depois de terminada a descalcificação, por meio de 
lavagem abundante e cuidadosa em água corrente ou álcool, de acordo com o agente 
 
 
 
 
 
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descalcificador empregado. Os tempos de lavagem devem ser verificados de acordo com 
o protocolo utilizado. 
Com a finalidade de permitir que a luz do microscópio atravesse o material, cortes 
muito delgados de tecido têm que ser feitos, de espessura de micrômetros. Infelizmente, 
embora o processo de fixação endureça o tecido, o material não se torna suficientemente 
firme ou coeso para sozinho permitir cortes delgados perfeitos. Para que esse grau de 
firmeza seja atingido, o tecido deve ser completamente impregnado com algum meio de 
sustentação que manterá juntas as células e as estruturas intercelulares. Os materiais de 
sustentação usados são denominados materiais de inclusão. 
Certos materiais de inclusão, como a gelatina, são solúveis em água, e assim os 
tecidos não precisam ser desidratados antes do uso. No entanto, os materiais mais 
comumente usados são substâncias semelhantes à parafina, que não são miscíveis com 
água. Quando estes materiais de inclusão forem utilizados os tecidos obrigatoriamente 
deverão ser desidratados antes da inclusão. Resinas acrílicas (plásticas) também são 
utilizadas como meios de inclusão, mas aqui abordaremos principalmente o uso da 
parafina. 
 
DESIDRATAÇÃO 
 
Antes que um material de inclusão, tal como a parafina, possa penetrar no tecido 
seu conteúdo em água deve ser removido. A desidratação é levada a efeito imergindo o 
bloco de tecido em concentrações crescentes de álcool etílico. O álcool é o agente mais 
comumente utilizado neste processo, sendo empregado numa série crescente (70% - 
80% - 90% - 100%) para se evitar a retração pronunciada do tecido ocasionando lesões 
estruturais da célula de caráter irreversível. O álcool tem a vantagem de endurecer mais o 
tecido. O volume de álcool deverá ser 10 a 20 vezes maior que o volume da peça. A 
eficiência da desidratação depende da relação entre a quantidade de álcool e o número 
de banhos empregados que devem ser suficientes. 
Os álcoois etílico, butílico, metílico e isopropílico, a acetona, o éter, o clorofórmio 
ou o óxido propileno são exemplos de substâncias que podem ser usadas como agentes 
desidratantes. O álcool etílico é o mais utilizado em técnica de rotina. 
 
 
 
 
 
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DIAFANIZAÇÃO 
 
A impregnação do tecido com meio de inclusão ainda não é possível nesse estágio, 
porque as substâncias semelhantes à parafina usadas para a inclusão não se misturam 
com o álcool. O tecido deve ser, portanto, imerso em um produto químico em que ambos 
o álcool e parafina sejam solúveis. Assim, a diafanização consiste na infiltração do tecido 
por um solvente da parafina que seja ao mesmo tempo desalcolizante. A parafina não se 
mistura com água e nem com álcool, de modo que ambos devem ser completamente 
removidos para que a parafina possa penetrar eficientemente no tecido. O xilol é 
comumente utilizado para esta finalidade. Tal substância é muitas vezes chamado de 
agente clarificador, porque torna o tecido semi-translúcido, quase transparente. Entre os 
reagentes mais utilizados na fase de diafanização podemos citar ainda o toluol, 
clorofórmio, óleo de cedro, benzol e salicilato de metila. 
A quantidade de xilol (substância mais empregada) utilizada deve ser 10 a 20 
vezes o volume da peça, e a duração da clarificação varia de acordo com as dimensões e 
a constituição do material, além da temperatura ambiente. 
 
INCLUSÃO OU EMBEBIÇÃO 
 
A finalidade da impregnação é a total penetração da parafina nos vazios deixados 
pela água e gordura, que antes estavam presentes no tecido. Para tal, é necessário, 
primeiramente, eliminar completamente o xilol contido no material. Este processo serve, 
assim, para preparar o material para os cortes, removendo o clarificante e fornecendo a 
sustentação necessária para que sejam realizados os cortes no micrótomo. 
 O tecido é passado em duas trocas de parafina para assegurar a substituição de 
todo o agente clarificador pela parafina. Emprega-se a parafina a uma temperatura de 56 
a 60 ºC (parafina fundida), de modo que a temperatura alta também possibilita que o 
solvente utilizado na diafanização evapore. O bloco de tecido permanecerá imerso na 
parafina fundida (em estufa) durante o tempo necessário para a completa impregnação. 
Posteriormente serão retirados da estufa e deixados à temperatura ambiente até que a 
 
 
 
 
 
parafina endureça, após o que o bloco de parafina com o tecido será retirado da forma e 
conduzido ao corte. Podem-se citar ainda como agentes de impregnação: celoidina, goma 
arábica, resinasplásticas (para microscopia de luz e eletrônica), polietilenoglicol, parafina 
esterificada e carbovax. 
 
A B 
Figura A – Suportes para a confecção de diferentes formatos de blocos de parafina 
Figura B – Blocos de parafina já endurecidos contendo os fragmentos de tecido. 
http://www.pathus.com.br/rotina.asp 
 
MICROTOMIA 
 
Para se obter cortes do material incluído em parafina ou congelado, é necessário 
um instrumento especial: o micrótomo. As funções dos micrótomos variam de acordo com 
o fabricante, mas o equipamento tem como fundamento duas peças principais: o suporte 
ou mandril (onde é fixada a peça a cortar) e a navalha, que realiza os cortes. O suporte é 
sempre encaixado a um parafuso micrométrico ou a uma espiral metálica que o faz 
adiantar segundo seu eixo, em medida conhecida e que pode ser regulada à vontade. 
Esta medida tem como unidade o micrômetro (µm), que corresponde à milésima parte do 
milímetro. Normalmente um micrótomo faz cortes cuja espessura varia de 1 a 50 
micrômetros, mas a espessura mais utilizada em microscopia óptica é de 1 (para cortes 
seqüenciais) a 5 micrômetros (quando não há necessidade de se aproveitar todos os 
cortes). 
Existem vários tipos de micrótomos, a saber: rotativo, tipo Minot, criomicrótomo (de 
congelamento) e aquele destinado a trabalhos de microscopia eletrônica. 
 
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A 
B 
Figura A – Micrótomo, e suas partes principais indicadas (Junqueira & Carneiro, 2004). 
Figura B – Utilização do micrótomo. Na figura, pode-se observar a retirada de um corte da 
navalha de aço – http://www.kochinst.com.br/produt/mic.html
 
COLAGEM DO CORTE À LAMINA 
 
As fitas de cortes de parafina são estiradas cuidadosamente e os cortes individuais 
são separados por um bisturi. Na superfície de uma lâmina de vidro é feito um ponto de 
aderência (com albumina de ovo, por exemplo) e o corte de parafina é colocado em 
banho-maria (água morna a fria – o excesso de calor pode levar o corte a se ‘desfazer’) 
de forma que as dobras provocadas pelo corte no tecido desapareçam. Após o que o 
corte é “pescado” com a lâmina, na qual se adere. 
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Figuras A e B – Fita de cortes sendo retirada na navalha, e em seguida estirada em banho-maria morno 
http://www.dnr.state.md.us/fisheries/oxford/research/orp/procedures.html 
Figura C – Corte sendo ‘pescado’ 
http://www.conganat.org/9congreso/trabajo.asp?id_trabajo=768&tipo=3 
 
COLORAÇÃO 
 
Como a maioria dos tecidos é incolor, para que seja possível observá-los ao 
microscópio de luz, é necessário que sejam empregados corantes. Diferentes técnicas 
que não somente evidenciam os componentes teciduas, mas também os distinguem entre 
si. As técnicas de colorações, de um modo geral, se efetuam por processos físico-
químicos ou puramente físicos e variam conforme a modalidade, ação, caráter, grau de 
ação, tempo, número de corantes e a cromatização. 
Antes que o corte seja corado, a parafina em que ele foi incluído deve ser removida 
(desparafinização). O corte, que já foi aderido à lâmina de vidro por ‘pescagem’ em 
banho-maria, é banhado no xilol para dissolver a parafina. Devido ao fato de muitos 
corantes serem solúveis em água, torna-se necessário remover o xilol do tecido e 
substituí-lo por água (hidratação). O corte é imerso em uma série de concentrações 
decrescentes de álcool etílico (álcool mais concentrado → álcool menos concentrado), até 
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que esteja hidratado. Depois que o corte estiver hidratado, procede-se à coloração 
propriamente dita. 
De acordo com o número de cores conferidas às estruturas teciduais pelas 
colorações simples (um único corante) ou combinadas (que usam mais de um corante), 
estas recebem a denominação de colorações monocrômicas (uma cor), bicrômicas (duas 
cores), tricrômicas (três cores) ou ainda policrômicas (mais de três cores). 
A maioria dos corantes se comporta como substâncias ácidas ou básicas, 
formando sais (ligações eletrostáticas) com radicais ionizados que estejam presentes nos 
componentes teciduais. Seguindo este princípio, os componentes teciduais que se coram 
melhor com corantes básicos, são denominados basófilos, e os que se coram com 
corantes ácidos, por sua vez, denominam-se acidófilos. Os constituintes celulares que 
reagem com os corantes básicos o fazem principalmente por meio de ácidos nucléicos, 
glicoproteínas ácidas e glicosaminoglicanas. Já os corantes básicos reagem 
principalmente com proteínas citoplasmáticas, grânulos citoplasmáticos, mitocôndrias e 
colágeno. 
Para se colorir convenientemente a célula, deve-se recorrer a um método de 
coloração sucessiva do núcleo e do citoplasma. A combinação mais comum de corantes 
usada em histologia e histopatologia é a hematoxilina e eosina (HE). A hematoxilina é um 
corante natural obtido das cascas de pau campeche. Ela não é realmente um corante e 
deve ser oxidada em hemateína a fim de tornar-se um corante. Ademais, o corante que 
resulta (hematoxilina-hemateína) não tem afinidade para os tecidos. Deve ser usado um 
mordente, como o alumínio ou o ferro, juntamente com a mistura de hematoxilina antes 
que ela possa corar os tecidos. A mistura cora em azul-púrpura. A eosina é um corante 
sintético e produz uma coloração avermelhada. 
 
 
 
 
 
 
 
Hematoxilina – eosina (tumor benigno do terço superior da vagina de uma mulher de 63 anos) 
http://www.conganat.org/7congreso/trabajo.asp?id_trabajo=295 
 
Nas células coradas com HE, os ácidos nucléicos presentes no núcleo são corados 
pela hematoxilina, corante básico, dando ao núcleo um tom azul-arroxeado. A eosina, por 
sua vez, um corante ácido, é atraída pelos elementos básicos das proteínas do 
citoplasma da célula, corando-os de róseo a vermelho. 
Certos corantes reagem com os componentes do tecido e os coram com uma cor 
diferente da cor da solução corante. A propriedade de mudança de cor do corante chama-
se metracromasia. Os corantes azul-de-metileno, azul-de-toluidina e tionina são exemplos 
de corantes simples que exibem metacromasia. Nos corantes azuis, a cor muda para 
vermelho. A coloração dos mastócitos com o azul-de-metileno constitui um bom exemplo. 
Os grânulos do citoplasma coram-se em vermelho-púrpura, enquanto que o resto do 
tecido fica azul. A causa da metacromasia não é totalmente compreendida, porém tem 
sido sugerido que é devido à polimerização das moléculas do corante, por meio de reação 
com enzimas ou outras moléculas teciduais. Julga-se que a presença de macromoléculas 
com radicais eletronegativos no tecido facilita a polimerização e provoca a mudança de 
cor. 
 
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Desparafinização, hidratação e coloração – 
http://www.dnr.state.md.us/fisheries/oxford/research/orp/procedures.html
 
MONTAGEM DA LÂMINA 
 
Depois que o corte tiver sido corado com a solução apropriada, ele é desidratado 
novamente, sendo banhado em concentraçõescrescentes de álcool. Objetiva-se com 
esta nova etapa de desidratação aumentar a sobrevida do preparado histológico. 
Finalmente o corte é banhado em xilol antes de ser montado em um meio solúvel 
em xilol, que é o meio de montagem. Para os cortes de parafina, utiliza-se o Bálsamo do 
Canadá. Para resinas acrílicas, usam-se outros meios de montagem, como o Entellan®. 
Uma gota do meio de montagem é colocada sobre o corte ou na lamínula de vidro, e esta 
é posicionada sobre o corte de forma delicada, de tal modo que o meio de montagem 
cubra completamente o corte. Depois a lamínula é comprimida com firmeza (tomando 
cuidado para não quebrá-la, pois a lamínula é bastante delicada) sobre o corte e o meio 
de montagem se espalha formando uma delgada película entre a lâmina e a lamínula. 
Observar se houve formação de bolhas no meio de montagem. Para retirar possíveis 
bolhas, basta tentar pressionar mais um pouco a lamínula sobre o corte e o meio de 
montagem. Após algumas horas, a lamínula estará firmemente aderida à lâmina de vidro, 
pela estabilização do meio de montagem. 
 
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 D 
 Ilustração da montagem de uma lâmina 
Figuras A, B, C – http://nationaldiagnostics.com/article_info.php/articles_id/107 
Figura D – http://www.dnr.state.md.us/fisheries/oxford/research/orp/procedures.html
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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C. Introdução à Microscopia 
 
O estudo da histologia depende da utilização da microscopia. Utilizando-se 
microscópio de luz é que as preparações histológicas já coradas podem ser analisadas, 
de modo que o aluno de histologia deve obrigatoriamente conhecer os fundamentos 
básicos da microscopia. Assim sendo, tornam-se necessários a descrição mais detalhada 
de um microscópio óptico (utilizado em nossos estudos) e o estudo de alguns conceitos 
ligados à microscopia óptica. Por fim, a descrição de outros tipos de microscópicos, além 
do microscópio óptico, será também abordada. 
 
Microscópio óptico composto 
 
Um microscópio de luz (óptico) pode ser simples ou composto, sendo que o 
microscópio simples possui uma única lente e só fornece uma imagem moderadamente 
aumentada do objeto que se está estudando, e o microscópio composto consiste de um 
conjunto de lentes capaz de fornecer um aumento muito maior. O espécime a ser 
observado será analisado graças à iluminação que o atravessará. 
O microscópio óptico é composto de partes mecânicas e ópticas. A parte mecânica 
é o ‘suporte’ do microscópio, e consiste de uma base, cuja função é estabilizar o 
microscópio, uma coluna ou canhão que se estende da base para cima, dando 
sustentação às lentes, e uma platina, na qual é colocado o objeto a ser examinado. As 
partes ópticas de interesse encontram-se presas à coluna, acima e abaixo da platina, 
sendo compostas pelas lentes oculares (podem estar presenter uma ou duas oculares) e 
objetivas, condensador e espelho. Em muitos microscópios, o espelho e a lâmpada estão 
alojados, com segurança, na base do instrumento. 
As partes do microscópio ótico composto encontram-se ilustradas abaixo, e suas 
funções serão descritas de modo a facilitar o entendimento do estudante quanto ao 
funcionamento do equipamento utilizado 
 
 
 
 
 
 
Microscópios de uma e duas oculares – http://www.prof2000.pt/users/biologia/const_mic.htm 
 
A ocular consiste de uma combinação de lentes que estão embutidas na 
extremidade superior do tubo do microscópio. O valor gravado tal como 12,5 x indica o 
aumento da ocular. As objetivas (pode haver três, quatro ou cinco) são uma combinação 
de lentes presas à extremidade inferior do tubo do microscópio. O valor gravado tal como 
10x, indica o aumento da objetiva. Uma objetiva 10x usada em combinação com uma 
ocular 12,5x dá um aumento total de 125x. As diferentes objetivas atarraxam-se ao 
revólver, que por sua vez está preso à extremidade inferior do tubo do microscópio. 
Troca-se uma objetiva por outra pela rotação do revólver, de modo que quando uma 
objetiva substitui a anterior. 
O condensador é uma combinação de lentes situada abaixo da platina, cuja função 
consiste em projetar um cone de luz sobre o objeto que está sendo observado. O 
condensador pode ser levantado ou abaixado por um mecanismo de cremalheira, de 
modo que a luz pode ser focalizada mais ou menos intensamente sobre o objeto. A 
passagem de raios marginais no condensador é impedida pelo diafragma – íris. O 
diafragma também regula a quantidade de luz que sai do condensador e atinge o objeto, 
podendo ter sua abertura aumentada ou reduzida por meio de controle manual. 
O espelho que está situado abaixo do condensador reflete os raios luminosos 
emanados da fonte de luz. Situado entre o espelho e o condensador existe um porta-
filtros móvel. 
 
 
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Funcionamento do microscópio de luz 
 
A lâmina de vidro contendo o fragmento de tecido a ser analisado deve ser 
posicionada sobre a platina do microscópio, possibilitando que o objeto seja posicionado 
sob a objetiva, manualmente ou usando-se a platina mecânica. Antes de posicionar a 
lâmina sobre a platina, o estudante deve se certificar de que a platina esteja na posição 
mais baixa o possível, fazendo com que a distância inicial entre a lâmina e as objetivas 
seja máxima. Para que o foco correto do objeto seja alcançado, a platina deverá ser 
elevada lentamente, com o uso dos botões macro e micrométricos laterais do 
microscópio, ou ainda levantando-se ou abaixando-se o tubo do microscópio, ao qual 
estão atarraxados a ocular e as objetivas. Os raios luminosos são defletidos e convergem 
para o objeto. Então passam através das lentes da ocular e são novamente defletidos. 
Emergindo da ocular, os raios luminosos são dirigidos para a pupila do olho, após o que 
eles incidem sobre a retina. Se o olho está em repouso, como na visão a longa distância, 
deve-se obter uma clara imagem do objeto quando a objetiva estiver no foco exato. 
 
Esquema do aumento e inversão da imagem,no microscópio óptico(Modificado de Junqueira & Carneiro, 
2004). 
 
Um microscópio óptico composto é, assim, um sistema de aumento em dois 
estágios. Primeiro, o objeto é aumentado e também invertido pelas lentes da objetiva, 
sofrendo um segundo aumento pelo conjunto de lentes da ocular, sem que ocorra, 
durante esta etapa, no entanto, inversão da imagem projetada. O aumento total é o 
produto dos aumentos da objetiva pelo da ocular. Um microscópio composto produz uma 
imagem de cabeça para baixo e invertida lateralmente. A inversão é facilmente 
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demonstrada: se o espécie é movido para um lado, a imagem move-se na mesma direção 
(horizontal ou vertical), mas em sentidocontrário. 
 
Aumento, Definição, Limite de Resolução e Profundidade de Foco 
 
A grandeza (aumento) consiste no aumento do tamanho da imagem comparada 
com o objeto. O aumento total de um microscópio composto, como anteriormente 
explicado, é igual ao grau de aumento da imagem produzido pelas lentes objetivas 
multiplicado pelo aumento dado pelas lentes da ocular. Deve-se usar sempre uma 
objetiva de menor aumento quando se começar o exame de um preparado; isto permitirá 
ao estudante observar um campo mais amplo inicialmente, para depois identificar a área 
de interesse mais específica do material sob análise. 
A definição é a nitidez da imagem quando o sistema de lente foi corretamente 
ajustado. A imagem borrada geralmente significa que as lentes foram incorretamente 
ajustadas ou que elas estão sujas. Outra ocorrência comum é colocar inadvertidamente a 
lâmina de vidro na platina com o lado errado para cima. 
Limite de resolução é a capacidade máxima de um sistema óptico de separar 
detalhes. Pode ser conceituado como a distância mínima que deve existir entre dois 
pontos para que estes apareçam individualizados. Por exemplo: duas partículas 
separadas por 0,3 micrômetros aparecerão individualizadas quando examinadas num 
sistema cujo limite de resolução é de 0,2 micrômetros. Mas, se forem examinadas num 
sistema com limite resolutivo de 0,5 micrômetros, aparecerão fundidas, como se fossem 
uma só partícula, de maior tamanho. O limite de resolução das melhores lentes utilizadas 
nos microscópios ópticos comuns é de 0,2 micrômetros. 
Portanto, o que determina a riqueza de detalhes da imagem fornecida por um 
sistema óptico é seu limite de resolução e não seu poder de aumentar de tamanho os 
objetos, propriamente. A capacidade de aumento só possui valor prático se for 
acompanhada de um aumento paralelo do poder resolutivo. O limite resolutivo depende 
essencialmente da objetiva. A ocular apenas aumenta de tamanho a imagem projetada no 
seu plano de foco pela objetiva. 
 
 
 
 
 
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Uma das características mais importantes de uma objetiva é a sua abertura 
numérica, pois o limite resolutivo depende principalmente desta e do comprimento de luz 
utilizada. A abertura numérica vem gravada nas objetivas e sua determinação cabe ao 
fabricante das lentes. Ela é igual ao menor índice de refração (n) interposto entre o corte e 
a lente objetiva, multiplicado pelo seno do semi-ângulo de abertura (u). Teremos então: 
Abertura Numérica (AN) = n x seno de u. 
Já o Limite de Resolução da objetiva é dado pela fórmula: 
 
LR = K x Y , 
 AN 
 
onde K é uma constante estimada em 0,61 e Y o comprimento de onda. Geralmente 
toma-se o comprimento da onda da faixa verde-amarelo (0,55 micrômetros) para o cálculo 
do limite resolutivo, por ser o olho humano mais sensível a essas cores do que a 
quaisquer outras. Então, substituindo-se as letras pelos seus respectivos valores, temos: 
 
LR = 0,61 x 0,55
 AN 
 
A análise da fórmula mostra que o limite de resolução é diretamente proporcional 
ao comprimento de onda e inversamente proporcional à abertura numérica da objetiva. 
O exemplo a seguir nos dará a exata compreensão da importância da abertura 
numérica e também que a utilização de oculares de grane aumento não traz qualquer 
vantagem. Admitamos as duas seguintes combinações de lentes: A – uma objetiva de 
10x, cuja abertura numérica é de 0,15, em associação a uma lente ocular de aumento de 
20x resultará em um aumento total do objeto de 200 vezes (200x); B – já uma objetiva de 
40x, cuja abertura numérica seja 0,65, em associação a uma lente ocular de capacidade 
de aumento de 20x irá produzir igual aumento de 200x. 
Fazendo-se os cálculos, pode-se verificar que, no exemplo A, o limite de resolução 
será de 2,2 micrômetros, enquanto que no exemplo B será muito mais rica em detalhes, 
pois o seu limite de resolução é de 0,5 micrômetros. 
 
 
 
 
 
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Por último, mas não menos importante, a profundidade de foco é a propriedade da 
lente de revelar estruturas que estão relacionadas uma às outras, mas que se encontra 
em diferentes níveis no espécime. A profundidade do foco diminui à medida que o poder 
de aumento e abertura numérica aumentam. 
 
 
Outros tipos de microscópio 
 
Microscópio de contraste de fase 
 
Espécimes biológicos que não tenham sido corados, em geral, se apresentam 
transparentes, o que torna sua observação difícil ao microscópio óptico comum, já que o 
detalhamento da imagem fica prejudicado pela proximidade das densidades ópticas e 
índices de refração das diferentes partes do tecido. 
O microscópio de contraste de fase é um instrumento que converte diferenças do 
índice de refração que não podem ser vistas, em diferenças de intensidade que se tornem 
visíveis. As ondas de luz que atravessam os componentes celulares de densidades 
ópticas diferentes assim o farão em diferentes velocidades. Desse modo, as ondas 
luminosas que atravessam núcleos, mitocôndrias e inclusões celulares emergirão em 
tempos diferentes e em fases diversas, de um elemento em relação ao outro. Há também 
a microscopia de fase diferencial (microscopia de Nomarsky), capaz de produzir imagens 
que se apresentam aparentemente tridimensionais durante a observação do espécime. 
Este tipo de microscópio também pode ser denominado microscópio de diferença 
interferencial de contraste segundo Nomarski. 
Mais adiante, encontram-se duas fotos nas quais se torna notável a diferença entra 
a observação da mesma imagem no microscópio óptico convencional e no microscópio de 
contraste de fase. 
 
 
 
 
 
 
Esquema do trajeto de luz em um microscópio de contraste de fase – 
http://ciencia.hsw.uol.com.br/microscopios-de-luz.htm
 
Existem aberturas especiais em placas que absorvem e mudam as fases situadas 
dentro do condensador e das lentes objetivas do microscópio de contraste de fase que 
convertem diferenças de fases em intensidade diferentes. O microscópio de fase é 
particularmente útil no estudo dos tecidos não-corados e de células vivas. 
 
A B 
Mesma imagem observada no microscópio de luz convencional (A), e no microscópio de contraste de fase 
(B) – Modificado de Junqueira & Carneiro (2004). 
 
Microscópio de polarização 
 
A polarização é um fenômeno que ocorre quando a luz passa através de certas 
substâncias, tais como os cristais, e é dividida, de modo que emergem dois raios 
luminosos derivados de um só. Essas substâncias têm dois índices de refração que são 
chamados de birrefringentes. No microscópio de polarização, a luz é polarizada embaixo 
da platina do microscópio, por um prisma de quartzo Nicol chamado polarizador. A luz 
polarizada passa, então, através do espécime. Um segundo prisma, denominado 
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analisador, está localizado perto da ocular, dentro do tubo do microscópio. Quando a 
posição dos prismas analisador e polarizador é ajustada, de modo que os feixes 
luminosos tenham um trajeto paralelo, uma imagem normal pode ser vista através da 
ocular. Se o analisador é, então, girado de modo que o seu eixo fique em ângulo reto com 
o polarizador, nenhuma luz alcança a ocular e nada pode ser visto. Colocando-se um 
objeto amorfo (nãorefringente) na platina do microscópio, com os prismas na mesma 
posição em ângulo reto, nada será visto, porque os raios de luz não foram divididos pelo 
objeto. Porém, se for colocado um objeto cristalino ou birrefringente na platina, uma 
imagem luminosa aparecerá em fundo escuro. Assim, a fim de que materiais biológicos 
alterem a direção da luz polarizada e sejam visualizados com luz polarizada, sua estrutura 
submicroscópica deve ser de moléculas assimétricas orientadas. Fibras musculares, 
fibras de tecido conjuntivo e gotículas de gordura exibem birrefringência e têm sido 
estudadas intensivamente com microscópio de luz polarizada. 
 
 
Fragmento de mesentério de rato corado com picro-sirius, observado sob microscopia de polarização. 
Fibras colágenas birrefringentes em amarelo. Médio aumento (Modificado de Junqueira e Carneiro, 2004). 
 
Microscópio de fluorescência 
 
Neste tipo de microscópio, a luz ultravioleta é usada para iluminar o espécime. 
Certas substâncias biológicas permitem luz visível quando absorvem luz ultravioleta e diz-
se que existe fluorescência. A imagem observada aparenta ser auto-luminosa. A 
fluorescência pode ser obtida a partir de compostos que ocorrem naturalmente, tais como 
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a vitamina A. Corantes fluorescentes também podem ser introduzidos no espécime, onde 
podem combinar-se compostos determinados ou ser acoplados a anticorpos específicos. 
 
A B 
Figura A – Funcionamento de um microscópio de fluorescência. Figura B – Imunofluorescência com 
marcação para proteínas do citoesqueleto celular, em verde, e desmoplaquina (proteína do desmossomo), 
em laranja. 
 http://ciencia.hsw.uol.com.br/microscopios-de-luz.htm 
 
Microscópio Eletrônico de Transmissão 
 
O Microscópio Eletrônico de Transmissão (MET) difere do microscópio óptico pelo 
fato de usar feixe de elétrons em vez de um feixe visível de luz. Uma das grandes 
desvantagens do microscópio óptico é o longo comprimento da onda da luz que limita o 
poder de resolução máximo a cerca de 0,2 micrômetro. Uma corrente de elétrons tem um 
comprimento de onda muito curto e resoluções de 0,2 nanômetros podem ser obtidas com 
microscópios modernos. 
No microscópio eletrônico, os elétrons são emitidos por um filamento aquecido de 
tungstênio chamado catódio. Em virtude de os elétrons serem partículas carregadas que 
poderiam colidir com moléculas de ar e assim ser absorvidas e defletidas, todo sistema 
óptico do microscópio eletrônico deve operar no vácuo. O anódio é uma peça metálica 
com um pequeno furo no centro. Uma diferença de potencial entre e 40 e 100 KV entre o 
catódio e o anódio acelera os elétrons à medida que eles passam do catódio para o 
anódio. Atingindo o anódio, muitos elétrons passam através do furo do seu centro para 
formar um feixe. O feixe de elétrons passa através de uma série de lentes 
eletromagnéticas iguais às lentes de vidro do microscópio óptico. As lentes 
eletromagnéticas servem para focalizar o feixe de elétrons e a força do campo magnético 
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produzido pelas lentes pode ser mudada, alterando a quantidade de corrente que passa 
através dos espirais de fio das lentes. Dessa maneira, o condensador focaliza o feixe 
sobre o objeto. À medida que os elétrons abandonam o preparado, eles são focalizados 
na lente objetiva e se obtém uma imagem aumentada. A imagem é mais aumentada por 
uma ou duas lentes projetoras. Uma vez que os feixes de elétrons são invisíveis ao olho 
nu, a imagem é revelada fazendo com que os elétrons sejam projetados sobre uma tela 
fluorescente ou uma película fotográfica. 
Infelizmente, os feixes de elétrons possuem um poder de penetração muito fraco, 
de modo que tem que ser feitos cortes muito delgados do espécime (0,02 – 0,1 
micrômetros). Devido a sua pequena espessura, os cortes têm um contraste muito 
pequeno; assim eles precisam ser corados com metais pesados que absorvam elétrons 
(tais como o urânio e o chumbo) para aumentar o contraste. 
O poder de penetração dos elétrons é aumentado elevando-se a voltagem de 
aceleração. É possível agora, com voltagens de aceleração de um milhão de volts, usar 
cortes mais espessos (1 – 5 micrômetros) e, ao mesmo tempo, obter maior resolução. 
A B 
Figura A – Microscópio eletrônico de transmissão – 
http://www.ufmt.br/bionet/conteudos/01.09.04/transmissao.htm Figura B – Ultraestrutura de uma célula do 
fígado, obtida por microscopia eletrônica de transmissão – 
http://www.sci.sdsu.edu/emfacility/classchoices.html 
 
Microscópio Eletrônico de Varredura 
 
O Microscópio Eletrônico de Varredura (MEV) examina a superfície do tecido, de 
modo que o feixe de elétrons não atravessa o espécime. Um feixe eletrônico estreito é 
dirigido sobre a superfície do espécime, ‘varrendo-a’ de um lado para outro regularmente. 
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Quando o feixe atinge a superfície do espécime esta emite elétrons secundários. Os 
elétrons secundários são captados por detectores, os quais criam um sinal elétrico, que é 
projetado em uma tela de televisão. O feixe de varredura, atingindo a superfície, desloca-
se em sincronia com o feixe que produz a imagem no monitor. Desse modo, uma imagem 
tridimensional da superfície do espécime pode ser construída no vídeo. Podem obter-se 
micrografias fotografando a imagem. 
O tecido é preparado para o MEV primeiro fixando-o e depois por desidratação 
cuidadosa. A superfície do espécime é então revertida com uma delgada camada de 
metal, como o ouro, ouro-pálido, ou carbono, para ajudar a dispersão de elétrons. 
 
A B 
Figura A – Figura esquemática do funcionamento do microscópio eletrônico de varredura – 
http://fap01.if.usp.br/~lff/mev.html 
Figura B – Foto de microscopia de varredura das células do sangue – 
http://saude.hsw.uol.com.br/sangue-artificial.htm/printable 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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D. Cultura de células e tecidos 
 
No organismo vivo, suas células e tecidos encontram-se nutridas por substâncias 
presentes no plasma sangüíneo, e sofrem ainda a influência de, bem como interagem 
com células e tecidos vizinhos. Contudo, dadas as condições apropriadas, a maior parte 
das células animais podem viver, multiplicar-se e até mesmo expressar propriedades 
diferenciadas em uma placa ou garrafa de cultura de tecidos. As células podem ser 
observadas sob o microscópio ou analisadas bioquimicamente, e os efeitos da adição ou 
remoção de moléculas específicas, tais como hormônios ou fatores de crescimento 
podem ser explorados. Seus padrões de crescimento também podem ser analisados por 
meio de métodos morfométricos e análise de imagens. Além do mais, em uma cultura 
mista, as interações entre os vários tipos de células podem ser estudadas, e 
experimentos que muitas vezes não podem ser conduzidos com o uso de animais de 
laboratório, tornam-se exeqüíveis. Assim, os experimentos com células oriundas de 
cultura são ditos como tendo sido conduzidos in vitro, para contrastá-los com aqueles 
experimentos com organismos intactos, os quais são referidos como conduzidos in vivo.Figura A – Placa de cultura contendo células-tronco, sendo observadas sob microscópio de luz invertida - 
http://ciencia.hsw.uol.com.br/celulas-tronco4.htm ; Figura B - Garrafa de cultura de 25 cm2 – http://www.dw-
world.de/dw/article/0,2144,1438453,00.html ; Figura C – Cultura primária de células tronca mesenquimais da 
medula óssea (Aumento: 25x) – http://www.rbci.org.br/detalhe_artigo.asp?id=234. 
 
O início da prática de cultura de tecidos data de 1907, quando o pesquisados Ross 
Granville Harrison estabeleceu um experimento para solucionar uma contravérsia em 
relação ao crescimento de fibras nervosas. A hipótese examinada era conhecida como 
doutrina do neurônio, que estabelece que cada fibra nervosa é o produto de uma única 
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célula nervosa e não o produto da fusão de muitas células. Para testar esta controvérsia, 
pequenos pedaços da medula espinhal de embriões de sapo foram colocados sobre 
fluidos de tecido coagulado em uma câmara úmida e morna, e observados ao microscópio 
a intervalos regulares de tempo. Após um ou mais dias, células nervosas individuais 
puderam ser vistas alongando-se para dentro do coágulo. Assim a doutrina do neurônio 
foi confirmada, e as bases para a revolução da cultura de células foram assentadas. 
Os experimentos originais, em 1907, envolveram a cultura de fragmentos pequenos 
de tecidos, ou explantes. Atualmente, culturas são mais comumente feitas a partir de 
suspensão de células dissociadas de tecidos, como já descrito. Boa parte das células de 
tecidos não estão adaptadas para viverem em suspensão e necessitam de uma superfície 
sólida para crescerem e dividirem-se, que é agora usualmente a superfície plástica de 
uma placa de cultura de tecidos. Entretanto, as células variam em seus requerimentos, e 
algumas não crescerão ou se diferenciarão a menos que a placa seja coberta com 
componentes específicos da matriz extracelular, tais como colágeno ou laminina. Há, 
ainda, alguns tipos celulares que crescem e se desenvolvem em suspensão, como uma 
linhagem de tumor ascítico de camundongo, denominado tumor de Ehrlich, inicialmente 
obtido a partir de um tumor de mama de fêmeas de camundongo, tendo sido este 
transplantado, de modo a dar origem à forma ascítica (que se desenvolve na cavidade 
peritoneal). 
 
 
Meio de cultura DMEM (Dulbecco’s Modified Medium), Soro Fetal Bovino (FBS) usado para completar o 
conteúdo protéico e hormonal necessário para o crescimento das células, e antibiótico para evitar o 
crescimento de contaminantes - http://nhri.pcking.net/Source/DMEM.htm 
 
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Culturas preparadas diretamente de tecidos de um organismo, com ou sem um 
passo inicial de fracionamento das células, são chamadas culturas primárias. Na maioria 
dos casos, células em culturas primárias podem ser retiradas da placa de cultura e 
usadas para formar um número razoável de culturas secundárias, as quais podem ser 
repetidamente subcultivadas desta forma, por semanas ou meses. Tais células 
apresentam freqüentemente muitas propriedades diferenciadas que remetem ao tecido 
original: fibroblastos continuam a secretar colágeno; células de melanoma continuam a 
secretar melanina no meio de cultura; células derivadas de músculo esquelético 
embrionário fusionam-se para formar fibras musculares gigantes, que contraem 
espontaneamente na placa de cultura; células nervosas lançam axônios que são 
eletricamente excitáveis e fazem sinapse com outra célula nervosa; e células epiteliais 
formam extensivas lâminas com muitas das propriedades de um epitélio intacto. Como 
tais fenômenos ocorrem em cultura, eles são acessíveis para estudar eventos que não 
são possíveis de serem estudados em organismos intactos. 
As células são cultivadas em meios de cultura ricos em nutrientes, que podem ser 
suplementados com soluções de soro fetal de bezerro, rica em proteínas, bem como 
soluções concentradas de aminoácidos específicos, fatores de crescimento que sejam 
indispensáveis para o crescimento da linhagem celular em questão, e antibióticos, a fim 
de se evitar a propagação de contaminantes, como vírus e bactérias. Estão disponíveis, 
atualmente, no mercado uma ampla variedade de meios de culturas, com composições 
conhecidas e diferenciadas, de modo a satisfazer a necessidade dos diferentes tipos 
celulares em estudo. 
As células devem ser cultivadas, desta forma, em meio estéril, com a utilização de 
capela de fluxo laminar (horizontal ou vertical) previamente esterilizadas (com o uso de 
luz ultravioleta) para impedir que contaminantes do ar entrem em contato com a cultura. 
As placas e garrafas de cultura devem ser mantidas em estufa, com controle de umidade 
e concentração de CO2. Deve-se ainda observar freqüentemente o próprio meio de 
cultura, uma vez que os meios utilizados atualmente apresentam indicadores de pH, que 
dão sinais de que o meio está saturado, e seus nutrientes já foram consumidos pelas 
células da cultura, havendo necessidade de troca do mesmo. 
 
 
 
 
 
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A maioria das células de vertebrados morre após um número finito de divisões em 
cultura. Células da pele humana, por exemplo, duram por vários meses em cultura, 
dividindo-se apenas 50 a 100 vezes antes de morrerem. Entretanto, ocasionalmente, 
algumas células em cultura sofrerão uma mudança genética que as tornem efetivamente 
imortais. Tais células se proliferarão indefinidamente e poderão ser propagadas como 
uma linhagem de células. As linhagens de células podem também ser preparadas a partir 
de células cancerígenas, mas elas diferem de várias formas daquelas preparadas a partir 
de células normais. Por exemplo, as linhagens de células cancerígenas freqüentemente 
crescem sem se fixarem a uma superfície, proliferam-se em densidades muito mais altas 
em placas de cultura. Propriedades semelhantes podem ser experimentalmente induzidas 
em células normais, transformando-as com um vírus indutor de tumor ou com uma 
substância química. As linhagens de células transformadas resultantes, de modo 
recíproco, podem freqüentemente causar tumores se injetadas em um animal suscetível. 
Tanto as linhagens de células transformadas quanto as de células não-transformadas são 
extremamente úteis na pesquisa celular, como fonte de grandes quantidades de células 
de um tipo uniforme, especialmente por poderem ser estocadas em nitrogênio líquido a -
196oC, por um período indefinido e continuarem viáveis, quando descongeladas. No 
entanto, é importante lembrar que as células, em ambos os tipos de linhagens celulares, 
quase sempre diferem de forma importante, de seus progenitores, nos tecidos das quais 
elas são originárias. 
Apesar de todas as células em uma linhagem celular serem bastante similares, 
elas freqüentemente não são idênticas. A uniformidade genética de uma linhagem de 
célula pode ser melhorada pela clonagem celular, em que uma única célula é isolada e se 
prolifera para formar uma colônia. Um clone é qualquer uma destas coleções de células, 
as quais são todas descendentes de uma única célula ancestral. Uma das utilidades mais 
importantes de clonagem celularé o isolamento de linhagens de células mutantes com 
defeitos em genes específicos. O estudo de células defectivas em uma determinada 
proteína revela, freqüentemente, um pouco da função desta proteína nas células normais. 
É possível, ainda, fusionar-se uma célula com outra para formar uma célula 
combinada, com dois núcleos separados, denominada um heterocarion. Tipicamente, 
uma suspensão de células é tratada com certos vírus inativados ou com polietileno glicol, 
 
 
 
 
 
sendo que ambos alteram a membrana plasmática das células, de tal forma que as induza 
a fusionarem-se. Heterocarions possibilitam uma maneira de se misturar os componentes 
de duas células distintas, para se estudar suas interações. O núcleo inerte de uma 
hemácia de galinha, por exemplo, é reativado para sintetizar RNA e, eventualmente, para 
replicar DNA, quando exposto ao citoplasma de uma célula de cultura de tecido por fusão. 
A primeira evidência direta de que as proteínas da membrana são capazes de 
movimentarem-se, no plano da membrana plasmática, veio de um experimento de fusão 
dentre células de camundongo e células humanas: apesar das proteínas de superfície das 
células de camundongo e humanas estarem inicialmente confinadas à sua própria metade 
da membrana plasmática do heterocario, elas rapidamente se difundem e se misturam 
sobre toda a superfície da célula. 
 
Esquema indicando a formação de heterocarion a partir da fusão de uma célula de camundongo e uma 
célula humana. Na figura, podemos identificar a fusão das membranas plasmáticas a partir do uso de 
anticorpos específicos contra proteínas específicas de cada um dos tipos celulares (Modificado de Alberts et 
al., 2002). 
 
Eventualmente, um heterocario prosseguirá até a mitose e produzirá uma célula 
híbrida, na qual os dois envelopes nucleares foram desmontados, permitindo que todos os 
cromossomos fiquem juntos em um mesmo núcleo. Apesar de tais células híbridas 
poderem ser clonadas para produzir linhagens de células híbridas, as células tendem a 
ser instáveis e perdem cromossomos. Por razões desconhecidas células híbridas de 
camundongos e humanas perdem predominantemente os cromossomos humanos. Estes 
cromossomos são perdidos aleatoriamente, produzindo uma variedade de linhagens de 
células híbridas de camundongo e humanas, cada uma das quais contém apenas um ou 
poucos cromossomos humanos. Este fenômeno tem sido aproveitado para mapear as 
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localizações de genes no genoma humano: apenas células híbridas contendo o 
cromossoma humano de número 11, por exemplo, sintetiza insulina humana, indicando 
que o gene que codifica insulina está localizado no cromossomo 11. As mesmas células 
híbridas são também utilizadas como uma fonte de DNA humano, para o preparo de 
bancos de DNA de cromossomos humanos, específicos. 
 
 
Experimento indicando a fusão de fibroblastos humanos e células tumorais de camundongos, dando origem 
a heterocarions. Com a utilização de meio seletivo, que permite somente o crescimento dos heterocarions, 
estes se proliferam e podem dar origem a células híbridas (Modificado de Alberts et al., 2002). 
 
II. A CÉLULA 
A. Estruturas e organelas citoplasmáticas 
 As células animais são ditas eucariontes, as quais apresentam dois grandes 
compartimentos morfologicamente distintos, o núcleo (individualizado por uma membrana, 
o envoltório nuclear) e o citoplasma. Nas células procariontes, que consistem das 
bactérias, o material genético não se encontra compartimentalizado. Nesta seção, as 
estruturas citoplasmáticas das células animais que constituem os tecidos serão 
enfatizadas e estudadas, dando seqüência ao estudo do núcleo, na próxima parte. 
 
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Esquema de uma célula animal 
http://allnatural.iespalomeras.net/encuesta/encuesta-ingles.html 
 
 O citoplasma celular é constituído pela matriz citoplasmática, ou o citossol, 
constituída de proteínas, metabólitos, íons e unidades monoméricas que darão origem, 
posteriormente, aos componentes do citoesqueleto, além das organelas, como os 
retículos, mitocôndrias, aparelho de Golgi, lisossomos e outros que serão descritos 
adiante. 
 
Membrana plasmática 
 
 O citoplasma possui um constituinte mais externo, a membrana plasmática, ou 
plasmalema, que será aqui abordada de forma separa das demais organelas para fins 
didáticos. 
 A membrana plasmática, com cerca de 7 a 10 nanômetros, tradicionalmente 
representa o limite externo da célula, mas esta afirmação não condiz com a realidade, 
uma vez que os meios extra e intracelulares, na verdade, apresentam continuidade, que 
se dá por meio de moléculas que se estendem através dos dois. As integrinas da 
membrana plasmática, por exemplo, se ligam a componentes do citoesqueleto no meio 
intracelular, e também a moléculas do meio extracelular, propiciando o trânsito de 
informações de uma região para a outra. 
 A membrana do citoplasma, quando observada sob microscópio eletrônico, 
apresenta um aspecto trilaminar, e isso está relacionado à sua constituição bioquímica. A 
membrana é uma bicamada lipídica, composta por duas camadas de moléculas de 
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fosfolipídios cujos grupamentos hidrofóbicos (ou não-polares) encontram-se voltados para 
o centro da bicamada, deixado voltados para as duas faces externas, os grupamentos 
polares (hidrofílicos). Quando a membrana plasmática é observada ao microscópio 
eletrônico de transmissão, o material sofre uma preparação com ósmio, e é este quem 
sofre deposição sobre esses grupamentos polares externos, dando origem ao aspecto 
trilaminar. 
 
 
Modelo do Mosaico Fluido para a membrana plasmática. 
http://kvhs.nbed.nb.ca/gallant/biology/biology.html 
 Além dos fosfolipídios, estão presentes outros tipos de gorduras nas membranas 
plasmáticas, como os glicolipídeos e o colesterol. A composição de cada metade da 
bicamada também pode variar, de modo que a constituição da face intracelular da 
membrana poderá ser diferente da face extracelular. Estão presentes na membrana 
plasmática, além dos lipídios, moléculas de proteínas, que podem se apresentar inseridas 
parcial (proteínas periféricas) ou totalmente (proteínas integrais) na bicamada. As 
proteínas periféricas se encontram fracamente associadas à membrana, já as proteínas 
integrais se apresentam diretamente incorporadas à estrutura da membrana, de modo 
que a remoção das primeiras pode ser facilmente realizada por meio de soluções salinas, 
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e para a remoção das outras proteínas, as integrais, é necessária a desestruturação 
completa da membrana, com o uso de detergentes. 
 
 
Estrutura química dos fosfolipídios da membrana. 
http://kvhs.nbed.nb.ca/gallant/biology/biology.html 
 
As proteínas que estão presentes na bicamada lipídica – sintetizadas no retículo 
endoplasmático, completadas no aparelho de Golgi e transportadas até a membrana por 
meio de vesículas – podem atuar como formadoras de poros funcionais, os quais irão 
possibilitar a passagem de pequenas moléculas e íons através da membrana, ou ainda 
como receptorescelulares, realizando a transmissão de sinais do meio externo para o 
meio interno da célula e vice-versa. As proteínas integrais de membrana podem 
atravessar completamente a membrana, sendo então denominadas proteínas 
transmembrana. As proteínas transmembrana podem atravessar a bicamada uma única 
vez (proteínas de passagem única), ou podem ainda sofrer dobras de modo que cruzam a 
membrana várias vezes (proteínas de passagem múltipla). 
 O posicionamento das proteínas da membrana depende das interações dos seus 
aminoácidos mais superficiais com os fosfolipídios da membrana, além do direcionamento 
realizado pelo próprio citoesqueleto da célula. A movimentação das moléculas 
constituintes da membrana plasmática é possível somente uma vez que a mesma é fluida, 
fato que deu origem ao modelo do mosaico fluido. 
 A membrana plasmática possui características que a tornam responsável pelo 
reconhecimento entre as células vizinhas, transmissão de sinais entre o meio intra e 
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extracelular, e transporte de substâncias para dentro e para fora da célula. Na face 
externa da membrana, por exemplo, encontra-se uma camada rica em carboidratos que 
possibilita o reconhecimento intercelular em um tecido, bem como a união das células. 
Estão presentes, ainda, proteínas que possibilitam o transporte de íons e pequenas 
moléculas, graças à formação de canais. Estes canais podem realizar o transporte de 
substâncias com ou sem gasto direto de energia, o que constitui os transportes ativo e 
passivo, respectivamente. Moléculas maiores, por sua vez, podem entrar ou sair da célula 
por meio de alterações morfológicas na membrana, com a movimentação do conteúdo 
sendo transportado de um lado para o outro da membrana por endocitose ou exocitose. 
Por fim, receptores de membrana são responsáveis pela captação de moléculas 
sinalizadoras, que estimulam ou inibem funções celulares internas, como a síntese de 
enzimas e outras substâncias. O aprofundamento dessas funções, no entanto, extrapola 
os objetivos deste curso. 
 
Citoesqueleto 
 
Os componentes principais do citoesqueleto celular são os microtúbulos, 
microfilamentos de actina e filamentos intermediários. Esses elementos se apresentam 
de forma integrada funcional e estruturalmente entre si e os outros componentes menos 
conhecidos do citoesqueleto a fim de realizar suas funções. 
Microtúbulos possuem em média 24 nm de diâmetro e suas proteínas apresentam 
estrutura quaternária. Os microtúbulos são constituídos por dímeros protéicos que se 
organizam em hélice, cada dímero formado por duas cadeias polipeptídicas de estruturas 
semelhantes, as tubulinas α e β, sendo que cada volta da hélice do microtúbulo apresenta 
13 dímeros. Microtúbulos são constituintes freqüentes dos citoplasmas das células, de 
cílios e flagelos e centríolos. 
 
 
 
 
 
 
 
Rede de microtúbulos em células fixadas em gel de colágeno. 
http://www.answers.com/topic/cytoskeleton?cat=technology 
 
Microfilamentos de actina são formados por duas cadeias em espiral de 
monômeros globosos de actina G associadas como dois colares de pérolas enrolados, 
formando estrutura quaternária fibrosa, a actina F. Os filamentos formados possuem 5-
7nm de diâmetro e são encontrados em todas as células, mas estão presentes em 
maiores quantidades nas células musculares. 
 
 
Microfilamentos de actina de fibroblastos de camundongo, corados com isotiocianato de 
fluoresceína. 
http://commons.wikimedia.org/wiki/Image:MEF_microfilaments.jpg 
 
Ambos os microtúbulos e os microfilamentos de actina são polarizados, ou seja, a 
extremidade ligada ao centrossomo é a extremidade -, e a outra extremidade, não ligada 
ao centrossomo é + e sofre polimerização e despolimerização. 
Filamentos intermediários apresentam diâmetro de cerca de 10nm, intermediário 
entre os microtúbulos e os microfilamentos de actina (daí essa denominação). Nas células 
são estáveis, e ao contrário dos outros, não são constituídos de monômeros precursores 
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que se agregam e se separam. Esta estabilidade indica atuação da sustentação celular. 
São formados pela agregação de proteínas fibrosas, cada uma delas formada por cadeias 
polipeptídicas enroladas em hélice, e podem ser de cinco tipos diferentes, de acordo com 
suas propriedades e o tipo de aminoácido constituinte. Os filamentos de citoqueratina 
estão presentes nas células epiteliais e em suas estruturas derivadas, como pêlos, unhas 
e chifres, podem ser formados por 20 tipos diferentes de queratina. Os filamentos de 
vimentina são os encontrados mais freqüentemente, presentes em fibroblastos e nas 
células de origem mesenquimal. Já os filamentos de desmina são encontrados em células 
musculares lisas e nas linhas Z das células musculares estriadas, que constituem os 
músculos estriados esqueléticos e cardíaco. Os filamentos de GFAP (glial fibrillary acidic 
protein) são constituintes das células da glia, principalmente dos astrócitos, e os 
neurofilamentos são encontrados nos próprios neurônios e seus prolongamentos. 
 
 
Microscopia de fluorescência com marcação para filamentos intermediários. 
http://www.answers.com/topic/cytoskeleton?cat=technology 
 
Nas células eucariotas, o citoesqueleto desempenha um papel mecânico, de 
suporte, mantendo a forma e tamanho celular e o padrão de organização do ambiente 
celular, a fim de permitir que a célula realize suas funções, além de ser responsável pelos 
movimentos celulares com contração, formação de pseudópodes e deslocamento 
intracelular de organelas, cromossomos (durante os processos de divisão celular), 
vesículas e grânulos diversos. Após a divisão celular, o citoesqueleto também é 
responsável pela separação da célula em divisão em duas. Além disso, ele sustenta a 
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membrana plasmática de forma a viabilizar que a célula agüente certos estresses sem se 
romper conforme seu ambiente se altera. 
O citoesqueleto também permite que algumas células móveis (como os fibroblastos 
e células do sangue), ciliadas ou flageladas (como os espermatozóides) se locomovam 
através do meio, constitui o sistema que realiza a contração muscular, e nos neurônios, a 
extensão de axônios e dendritos. Nas células vegetais, o citoesqueleto determina o 
crescimento da parede celular. 
O citoesqueleto também está envolvido na formação da lâmina nuclear, camada 
protéica interna ao envoltório nuclear que se desestrutura quando ocorre a divisão celular, 
permitindo a desestruturação também do próprio envoltório. 
A variedade de funções desempenhadas pelo citoesqueleto tem relação com a 
grande variedade de proteínas que o compõem. 
 
Mitocôndrias 
 
 As mitocôndrias são organelas membranosas, apresentando entre 0,5 a 1 µm de 
largura e até 10 µm de comprimento. São estruturas esféricas a alongadas que se 
apresentam distribuídas pelo citoplasma, concentrando-se nas regiões em que o gasto de