Biossegurança em Laboratório de Parasitologia

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BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA
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BIOSSEGURANÇA 
	É um conjunto de medidas para a segurança, minimização e controle de riscos nas atividades de trabalho biotecnológico das diversas áreas das ciências da saúde e biológicas.
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 NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA DOS LABORATÓRIOS DE PARASITOLOGIA
Precauções primárias contra acidentes com objetos perfurocortantes, exposições cutâneas ou ingestão de material infeccioso.
Uso de equipamentos de contenção primária: protetor facial, jaleco e luvas além de disponibilidade de uso de barreiras secundárias: lavar as mãos e descontaminação de resíduos. 
 Nível 2 de Biossegurança (NB-2)- agentes de risco moderado, podendo ser manipulados em bancadas abertas (potencial de produção de aerossóis e gotejamento das culturas baixo). 
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 CLASSE DE RISCO DOS LABORATÓRIOS DE PARASITOLOGIA
 
 Classe de Risco II. Risco individual moderado e baixo risco coletivo ou comunitário.
Microorganismos que têm a probabilidade de causar doença nos homens e em animais, mas com o risco de propagação limitado; atualmente existem medidas de
prevenção e tratamento. 
Exemplos:
parasita (protozoário) - Leishmania sp, Plasmodium sp, Trypanosoma sp.
parasita (helminto) – Ancylostoma, Ascaris, Schistosoma, Trichuris, Wuchereria, Hymeolepis.
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PRODUTOS INDISPENSÁVEIS PARA LIMPEZA DE MATERIAL DE PARASITOLOGIA CLÍNICA:
- Sabonete e detergente.
- Desinfetante ou Solução de hipoclorito a 50%; Etanol 96% ou Fomaldeido a 1%
- Frasco para descarte de material, contendo desinfetante ou solução de hipoclorito a 50%; 
EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL (EPI)
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LUVAS
As luvas são usadas como barreira de proteção prevenindo contra contaminação das mãos ao manipular material contaminado, reduzindo a probabilidade de que microrganismos presentes nas mãos sejam transmitidos durante procedimentos.
 O uso de luvas não substitui a necessidade da LAVAGEM DAS MÃOS.
 Usar luvas de látex SEMPRE que houver CHANCE DE CONTATO com sangue, fluídos do corpo, dejetos, trabalho com microrganismos e animais de laboratório.
 Lavar instrumentos, roupas, superfícies de trabalho SEMPRE usando luvas.
 
 NÃO usar luvas fora da área de trabalho, NÃO abrir portas, NÃO atender telefone.
 NUNCA reutilizar as luvas, DESCARTÁ-LAS de forma segura.
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JALECO
Os jalecos são usados para fornecer uma barreira de proteção e reduzir a oportunidade de transmissão de microrganismos. Previnem a contaminação das roupas do pessoal, protegendo a pele da exposição a sangue e fluidos corpóreos, salpicos e derramamentos de material infectado.
 
 São de uso constante nos laboratórios.
  Devem sempre ser de mangas longas, confeccionados em algodão ou fibra sintética (não inflamável). 
 Uso de jaleco é PERMITIDO somente nas ÁREAS DE TRABALHO. NUNCA EM REFEITÓRIOS, ESCRITÓRIOS, BIBLIOTECAS, ÔNIBUS, ETC.
  Jalecos NUNCA devem ser colocados no armário 
onde são guardados objetos pessoais.
 Devem ser descontaminados antes de serem lavados.
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NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA
devem ser usadas luvas e uma cobertura protetora ou avental quando se manipulam fezes ou outras amostras;
 as mão devem ser lavadas com sabão desinfetante ao entrar no laboratório e após a retirada das luvas;
 as vestes de laboratório jamais devem ser usadas fora dele;
  nada deve ser levado à boca quando se está no laboratório;
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NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA
 evitar tocar o rosto com as mãos, e não colocar objetos de uso pessoal, como óculos ou livros, sobre a bancada de trabalho;
 deve-se tomar cuidado para deixar toda a área de trabalho limpa e desimpedida. A bancada de trabalho deve ser limpa com desinfetante ou uma solução de hipoclorito a 50% antes e depois do trabalho;
 todos os materiais contaminados devem ser imediatamente colocados em desinfetante ou recipiente adequado para descarte;
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MANUSEIO DAS AMOSTRAS
Amostras de Fezes
 Evitar o contato com a pele;
 Após o exame do material colocar a amostra em solução desinfetante e posteriormente recipiente de descarte.
Lâminas utilizadas em exames microscópicos
 Descartar em recipiente com solução de hipoclorito ou em recipiente para descarte se não puder ser limpa para reutilização.
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MANUSEIO DAS AMOSTRAS
Amostras de Sangue
 Evitar derrubar sangue na pele ou nas mucosas;
 Cubra qualquer machucado com curativo impenetrável;
 Não pipetar com a boca;
 Agulhas ou lancetas usadas devem ser descartadas em recipiente que possa ser incinerado;
 Não deixar lancetas e agulhas jogadas sobre a superfície de trabalho
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DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DE FEZES
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EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES - EPF
Objetivo
Diagnosticar os parasitos intestinais do homem (e animais) através da pesquisa das diferentes formas parasitárias: 
Helmintos – ovos e/ou larvas
Protozoários – trofozoitos, cistos ou oocistos.
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IDENTIFICAÇÃO SEGURA E CORRETA DE UM PARASITO:
 Critérios morfológicos – 
			 	Coleta bem-feita e 
 			Boa preservação das amostras fecais.
Material fecal inadequadamente colhido, velho ou mal preservado - pequeno valor diagnóstico
 Exame macroscópico das fezes deve sempre preceder ao exame microscópico.
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COLETA DE MATERIAL: 
Qualquer evacuação do dia.
Colher: diretamente no frasco ou 
	 urinol, jornal ou papel limpo e transferi-lo
FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE:
Tipo de recipiente: limpo e seco, boca larga, 100ml, vedação hermética (impede o derrame e preserva a umidade). 
Volume: exames macro e microscópico satisfatórios – enviar ao laboratório todo o bolo fecal – ou 20 a 30g – diferentes técnicas.
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Cuidados
Drogas e compostos químicos: 
Antibóticos Tetraciclinas- flora intestinal normal - diminuição ou ausência temporária de organismos nas fezes - parasitas alimentam-se de bactérias intestinais - intervalo de 2 a 3 semanas após a administração.
Bário ou bismuto (contraste radiológico sulfato de bário) - ação abrasiva - destruição de trofozoítos. Somente após 7 a 10 dias
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Informações necessárias:
- Nome do paciente. 
- Número de identificação. 
- Nome do médico.
- Data e horário da coleta.
- Requisição médica – sintomas clínicos e procedimento laboratorial.
*OBS Amostras fecais de pacientes imunodeprimidos (AIDS) - protegidos por um invólucro de plástico e identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo.
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FICHA DE IDENTIFICAÇAO
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. Números de amostras:
*Qualidade de amostra. 
*Análise realizada. 
*Gravidade da parasitose.
 AMOSTRAS MÚLTIPLAS:
Em amostras múltiplas a possibilidade de encontrar parasitas aumenta, em razão: 
A . da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos.
B . dos estágios dos protozoários.
C . das limitações das técnicas de diagnósticos.
D. da intermitência da passagem de certos parasitas.
 Ex: - A. lumbricoides, Ancilostomídeos e T. trichiura emitem ovos com certa continuidade – detectados diariamente nas fezes.
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Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos de G. lamblia: intermitência de passagem com intervalos de 2 a 8 dias. 
* antes de iniciar o tratamento: coleta de 3 amostras – 2 evacuações normais e 3ª , depois da administração de um laxante. 
* após o tratamento:
Para protozoários: coletar 3 amostras de 3 a 4 semanas após o tratamento.
Para helmintos: controle 1 a 2 semanas após o tratamento. Para tênias: novo exame após 5 a 6 semanas. 
Procedimento ideal: Coletar, em dias separados, uma série de 3 amostras em 10 dias ou uma série de 6 amostras, em dias alternados, dentro de 14 dias. 
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FEZES EMITIDAS ATRAVÉS DE LAXANTES
Objetivo: Fezes liquefeitas (administração de laxantes) – estabelecer e confirmar diagnóstico de amebíase, giardíase e estrongiloidíase. 
Indicação: (solicitação médica) – série de exames negativos – pesquisa-se ovos, larvas, cistos e trofozoítas.
Laxantes indicados: laxantessalinos: fosfato de sódio e sulfato de sódio – menos danos morfológicos aos parasitas. 
Procedimento: Fezes induzidas por laxantes – coletar todo o bolo fecal – envio imediato ao laboratório; caso contrário – uma fração da amostra em APV (álcool polivinílico). 
Prática do uso de laxantes: Indicada para clínicas e hospitais onde as amostras fecais são recebidas pelo laboratório imediatamente após a coleta. 
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ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS:
Amostras líquidas: 30 minutos após a evacuação.
Amostras pastosas: examinar uma hora após a evacuação.
Não sendo possível observar a orientação: o material deverá ser preservado. 
Amostras pastosas: 24 h após evacuação.
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MÉTODOS DE PRESERVAÇÃO
Objetivo: Preservar a morfologia dos protozoários e prevenir um contínuo desenvolvimento de alguns ovos e larvas de helmintos.
Tipos de Preservação:
*Temporária: refrigeração (3–5°C) em recipientes hermeticamente fechados - evita o dessecamento - ovos , larvas e cistos viáveis vários dias. 
Exceção: larvas de S. stercoralis e dos ancilostomídeos poderão sofrer alterações morfológicas. 
* Permanentes: (trofozoitas , cistos, ovos e larvas).
fixadores: solução de formaldeído 5 ou 10% (formalina), MIF (mertiolato-iodo-formaldeído), SAF (acetato de sódio-ácido acético-formaldeído), álcool polivinílico (APV).
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Métodos de Preservação mais comuns :
1 – Frio: as fezes são mantidas em geladeira ou em caixas contendo gelo e serragem. Enquanto a temperatura permanecer baixa (5 a 10ºC) não haverá putrefação. As fezes podem vir a ser examinadas em até 2 ou 3 dias após a sua emissão.
2 – Formol a 10%, MIF, SAF 
Homogeneizar as fezes em solução de formol a 10%, MIF ou SAF (colocar as fezes num vidro de boca larga e adicionar o dobro do volume em formol, homogeneizando). Os cistos, ovos ou larvas permanecem conservados por mais de um mês.
OBS: Qualquer conservador é usado na proporção de 2 a 3 partes para uma parte de fezes. 
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3 – MIF (Mertiolato ou Mercúrio-cromo + Iodo = Formol).
SOLUÇÃO 
água destilada..........................................250 ml
sol. de mercúrio-cromo a 1 500..............250 ml
formol 10% ............................................. 25 ml
glicerina ................................................... 5 ml
4 – SAF (Sódio + Ácido Acético + Formol):
acetato de sódio .......................................1,5 g
ácido acétido ...........................................2,9 g
formol 40% .............................................4,0 ml
água destilada ........................................92,5 ml
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PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS: 
Material fecal varia quanto a sua consistência e é classificada em: 
Fezes formadas. Pastosas. Líquidas (diarréia).
Estágios morfológicos x consistência das fezes: 
Trofozoítas de protozoários – fezes líquidas, pastosas ou nas mucossanguinoletas.
Cistos de protozoários – fezes formadas. 
Ovos e larvas de helmintos – todos os tipos de amostras fecais.
EXAME MACROSCÓPICO: Amostras não preservadas 
Determinar: consistência, odor, cor, presença ou ausência de sangue, muco, proglotes e vermes adultos. 
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Realização do exame macroscópico: 
Simples observação: Examinar e revolver com bastão de vidro todo o material fecal evacuado – anotar as características, coletar vermes adultos ou proglotes de tênias desejadas. 
Tamisação: Emulsionar as fezes com água. Coar a emulsão através de peneira metálica - pia - com jato fraco de água corrente. 
vantagens: demonstração e coleta de vermes adultos (pequenos helmintos), proglotes e escólices.
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EXAME MICROSCÓPICO:
Método Direto: esfregaços a fresco – mais fácil e usado na rotina do laboratório- permite visualizar: protozoários (trofozoítas e cistos) e helmintos (ovos, larvas e pequenos adultos). 
Técnicas de Concentração: melhores resultados. 
 Aumenta o número de cistos, oocistos , ovos e larvas;
 Elimina a maioria de detritos fecais;
 facilita a identificação (organismos inalterados)
 Tipos: Sedimentação
 Flutuação
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TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO:
Princípio: Os organismos são sedimentados pela gravidade ou centrifugação. Os cistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos são suspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico.
Objetivos: Aumento do número de ovos larvas ou cistos, e a separação das gorduras da maioria dos detritos.
Desvantagens: Grande quantidade de detritos fecais no sedimento – identificação dos parasitas mais difícil.
 
Técnicas de sedimentação mais usadas: - 
 Lutz, Hoffman, Pons & Janer (HPJ); 
 Ritchie (formalina – éter); - Blagg (MIF).
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TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO:
Princípio: Baseado na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos de protozoários e o material fecal, organismos flutuam na superfície dos reagentes (reagentes de alta densidade) .
Vantagens: formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritos fecais e a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em pequeno número no bolo fecal.
- Desvantagens: Alta densidade dos reagentes – alteração na parede dos ovos e dos cistos – dificulta a identificação.
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 Técnicas de flutuação mais usadas: - solução saturada de NaCl (WILLIS); - sulfato de zinco (Faust) 
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MÉTODOS QUALITATIVOS X QUANTITATIVOS
Métodos qualitativos - demonstra a presença das formas parasitárias, sem, entretanto quantificá-las. 
Métodos quantitativos - contagem dos ovos nas fezes, avalia a intensidade do parasitismo. 
Ex: o Kato-katz - levantamentos epidemiológicos de Esquistossomose.
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EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Paciente _________________________________________ Data _______
Médico ___________________________________________N0 _________
“Positivo”
Ovos de Ascaris lumbricoides
Lavas de Strongyloides tercoralis
Cistos de Giardia lamblia
RESULTADO
“Negativo”
Não foram vistos ovos, larvas e cistos de parasitos
Observação: a técnica usada não é indicada para a pesquisa de ovos de Enterobius vermicuralis
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