ROTEIRO PRATICAS padrão

Prévia do material em texto

Farmacobotânica		 Profa. Dra. Nina C. B. Silva
	
	
	FFP600 FARMACOBOTÂNICA
	
	ROTEIRO DAS AULAS PRÁTICAS
	Turma B - segunda-feira
Alunos:
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Professora: Nina C. B. Silva.
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INSTRUÇÕES GERAIS DA DISCIPLINA E DO LABORATÓRIO
 A postura de um profissional começa em sala de aula e por conta disso temos algumas instruções para o bom andamento da nossa disciplina e para seu crescimento profissional.
Objetivando o bom andamento da disciplina, os alunos devem chegar pontualmente no horário da aula. A tolerância de atraso para as aulas teóricas e práticas será de 10 minutos após o ingresso do professor na sala de aula. Após esse período será considerada falta na primeira aula, no caso das aulas teóricas, ou os mesmos serão impedidos de participar da aula prática. Lembre-se que a cada 10 minutos perdidos de aula em um dia se constitui em aproximadamente quatro horas e meia de aula perdida em um semestre;
Seja educado desligando os equipamentos eletrônicos com fones de ouvido, celular etc. antes de entrar na sala de aula;
A melhor produtividade do aprendizado em sala de aula se dá quando existe o respeito e o espírito coletivo no local de estudo. Portanto, manter a tranqüilidade em sala de aula se traduz em grande contribuição e maturidade para com o professor e seus colegas para o seu aprendizado.
AULAS PRÁTICAS
	Além de todas as instruções anteriores, para o melhor aproveitamento das aulas práticas, os seguintes procedimentos são recomendados:
Leia cuidadosamente os procedimentos antes de iniciar as atividades práticas. Em alguns casos haverá necessidade de preencher previamente itens do relatório (introdução, por exemplo) ou será necessário levar algum material de apoio (bibliografia, plantas frescas etc) para a aula. Caso a não aquisição deste material necessária empeça o desenvolvimento da prática, o grupo deverá ausentar-se do laboratório. 
Estude a teoria e observe bem as figuras nas aulas teóricas antes das aulas práticas. Se possível, sempre tenha um livro com figuras dos assuntos a serem estudados. 
Anotar todos os detalhes pertinentes à atividade prática, desde a explicação do professor até as observações peculiares de cada corte. 
Utilize o material necessário, evitando desperdícios e danos. 
Ao final da aula deixar a bancada do laboratório perfeitamente limpa e os microscópios limpos, cobertos, desligados. 
Colocar lâminas e lamínulas sujas em local apropriado — Elas deverão estar limpas para serem utilizadas nas próximas aulas. 
Participe ativamente de todos os procedimentos práticos, para que ao final, você adquira habilidade prática em farmacobotânica. 
REDAÇÃO DO RELATÓRIO
Em uma aula prática são realizadas diversas atividades. Para cada uma das atividades deverá ser redigido um relatório específico encontrado ao final da descrição da prática.
Quando houver consulta prévia à literatura científica, bem como as bases de dados na internet, estas deverão obrigatoriamente ser citadas (referências).
Os Relatórios serão recolhidos pelo professor em data (s) previamente definida(s) para atribuição das notas. 
Critérios para avaliação:
Correta identificação das estruturas visualizadas;
Domínio do conteúdo, utilização de termos técnicos; capacidade de abstração e articulação teoria/prática;
Presença, organização e clareza dos desenhos de todas as práticas executadas;
Correta utilização da grafia dos nomes científicos.
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MODELOS PARA PREENCHIMENTO DO RELATÓRIO
Objetivo Geral: quando solicitado, deverá apresentar o objetivo principal a ser alcançado durante a aula; 
Objetivos específicos: quais os objetivos a serem alcançados pela atividade, especificamente;
Resultados: Neste item devem constar apenas dados obtidos na aula, preferencialmente expressos em quadro ou figura (desenhos, esquemas). Todas as observações devem ser incluídas neste item.
No caso de cortes histológicos, o desenho ou esquema dos mesmos devem ser efetuados dentro de campos delimitados:
		_Corte transversal da folha de A. brasiliana 
	_ep – epiderme; ps – parênquima paliçádico
	pi – parênquima lacunoso_______________
 Os esquemas feitos durante a aula refletem se o aluno compreendeu a organização das estruturas de maneira consistente. Os desenhos devem ser simples e levar em consideração a forma do objeto e as proporções dos componentes dos cortes. Fotos obtidas durante as práticas podem ser utilizadas em substituição aos desenhos desde que permitam boa visualização. Outro aspecto importante é a inclusão de legendas, para que se possa reconhecer as estruturas desenhadas. Dois tipos de desenho podem ser empregados nas aulas práticas:
a. Desenho detalhado: Tem o objetivo de representar a estrutura da maneira mais próxima ao material observado. Deve ser incluído o maior número possível de detalhes.
b. Desenho esquemático: Fornece uma ideia global de forma simplificada do material em estudo. Leva em consideração a forma e a proporção dos diferentes componentes. Para este tipo de desenho, emprega-se usualmente a convenção de Metcalfe & Chalk para a representação de tecidos da seguinte maneira:
Os espécimes observados à olho nu podem ser representados livremente.
Todos os resultados devem ser identificados (nome dos tecidos, partes vegetais, nome da planta, etapa do experimento)
1ª PRÁTICA – NOMENCLATURA BOTÂNICA
1 – IDENTIFICAÇÃO DA NOMENCLATURA BOTÂNICA EM EMBALAGENS DE PRODUTOS CONTENDO PLANTAS 
Objetivo: Verificar a presença da nomenclatura científica das plantas nos diferentes produtos comercializados e avaliar a aplicação das regras do código internacional de nomenclatura botânica.
Material: embalagens de drogas vegetais, fitoterápicos, fitofármacos ou alimentos trazidos pelos alunos ou fornecidos pelo professor. 
Procedimento:
Observe a embalagem dos produtos e localize o nome científico da (s) planta (s) contida (s) no produto
Verifique se as regras de nomenclatura botânica estão sendo aplicadas
Resultados:
PRODUTO 1
Nome comercial do produto___________________________________________________________
Apresenta o (s) nome (s) científico (s) ? ( ) NÃO	( ) SIM. ___________________________
Está seguindo as regras de nomenclatura botânica ( ) SIM			( ) NÃO
Qual (s) o (s) erro (s) observado (s)?
______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
PRODUTO 2
Nome comercial do produto___________________________________________________________
Apresenta o (s) nome (s) científico (s) ? ( ) NÃO	( ) SIM. ___________________________
Está seguindo as regras de nomenclatura botânica ( ) SIM			( ) NÃO
Qual (s) o (s) erro (s) observado (s)?
_____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
PRODUTO 3
Nome comercial do produto___________________________________________________________
Apresenta o (s) nome (s) científico (s) ? ( ) NÃO	( ) SIM. ___________________________
Está seguindo as regras de nomenclatura botânica ( ) SIM			( ) NÃO
Qual (s) o (s) erro (s) observado (s)?
______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________2ª AULA – INCLUSÕES CELULARES E TESTES HISTOQUÍMICOS
Objetivo geral: Identificar algumas das estruturas características das células vegetais bem como a presença de inclusões celulares através de testes histoquímicos. 
1 – TESTE HISTOQUÍMICO PARA IDENTIFICAÇÃO DE ÓLEOS E GORDURAS VEGETAIS:
Material: conta gotas (2), vidro de relógio pequeno (2); lâmina (1), lamínula (1); agulha (1); papel absorvente, água destilada, reagente SUDAN III, secção transversal da folha de laranja (Citrus spp). 
Procedimento: 
1 – Observe a lâmina recebida com a secção transversal do eucalipto e procure identificar os cloroplastos no interior das células, a parede celulósica e suas diferentes espessuras, o formato das células. Procure próximo à epiderme as glândulas secretoras de óleo e a cutícula; 
2. – Pingue algumas gotas do SUDAN num dos vidros de relógio e cubra com o outro; 
3 – Retire a lâmina do microscópio, com cuidado abra a lamínula e utilizando a agulha transfira rapidamente a secção da folha para o vidro de relógio contendo SUDAN; cubra novamente com e aguarde cerca de 20 minutos;
4 – Transfira o material novamente a lâmina já com 2 gotas de água destilada. Cubra com a lamínula e leve ao microscópio;
5 - Observe o material e verifique se o teste foi positivo. O SUDAN deverá corar de vermelho/ alaranjado as substâncias gordurosas presentes na folha. Desenhe o material, identificando a localização das substâncias/ estruturas coradas.
 Aumento:________________
Descrição:___________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
2 – TESTE HISTOQUÍMICO PARA IDENTIFICAÇÃO DE SUBSTÂNCIAS FENÓLICAS:
Material: agulha (2); pincel (1); vidro de relógio pequeno (1), conta gotas (2), lâmina (2), lamínula (2); água destilada, Cloreto férrico 10%, secções transversais de folha de Goiaba (Psidium guajava L.)
Procedimento: 
1 – Selecionar os cortes à mão de livre do material fresco e colocá-los em água destilada;
2 – Transferir os cortes numa lâmina e pingar, com o auxílio de conta-gotas, uma gota do reagente cloreto férrico sobre eles;
3 – Montá-los entre lâmina e lamínula, aguardando de 1 a 2 minutos;
4 – Pingar uma gota de água ou glicerina 50% na borda da lamínula e retirar o reagente com papel de filtro;
5 – Observe o material e verifique se o teste foi positivo. O cloreto férrico deverá corar de negro azulado/ verde escuro as substâncias fenólicas presentes na folha. Desenhe o material, identificando a localização das substâncias/ estruturas coradas.
Aumento:________________
Descrição:____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
3 – TESTE HISTOQUÍMICO PARA IDENTIFICAÇÃO DE CRISTAIS:
Material: pequenos pedaços de papel de filtro; solução de ácido sulfúrico 10%, ácido acético 100%; conta gotas (2), lâmina contendo secções transversais das folhas de Figueira (Ficus spp.) e de maracujá (Passiflora edulis Sims).
Procedimento: 
1 – Com auxílio do microscópio observe as lâminas contendo o material vegetal e as células que formam o órgão; Observe a presença de cloroplastos, a parede celulósica e suas diferentes espessuras, o formato das células; localize no interior das células os cristais (drusas/ráfides ou cistólitos) e faça desenhos representando-os; 
2 – Após identificar a localização dos cristais, sem alterar o campo de visualização e sem retirar a lâmina do microscópio, na lâmina com a folha de comigo-ninguém-pode, substitua a água por H2SO4 10%. Para tanto, encostar cuidadosamente a tira de papel de filtro em um dos lados da lamínula e, com auxílio de um conta-gotas, adicionar o reagente no lado oposto da lamínula. CUIDADO PARA NÃO DEIXAR CAIR ÁCIDO NO MICROSCÓPIO. Observar os cristais imediatamente e após 5, 10 e 30 minutos. 
3 – Na lâmina com folha de Figueira, proceder a substituição da água por ácido acético como descrito anteriormente, observando a lâmina ao microscópio enquanto ocorre a substituição (se necessário peça auxílio para um colega fazer a adição do ácido enquanto outro observa). Observar a dissolução dos cristais com a formação de bolhas.
Amostra:_______________Aumento:___________Origem:______________Descrição:________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Amostra:_______________Aumento:___________Origem:______________Descrição:_______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Questões: 
1) Com a aplicação deste teste histoquímico, o que você pode afirmar sobre a natureza química dos cristais observados? 
2) Descreva a reação química que ocorre entre o cristal de carbonato de cálcio e o ácido acético. 
4 – IDENTIFICAÇÃO DE AMILOS:
Objetivo específico:____________________________________________________________________________
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Material: palito de dente (2), vidro de relógio pequeno (2), conta gotas, lâmina (2), lamínula (2); água destilada, duas amostras de diferentes amilos;
Procedimento: 
1 – Separe e identifique uma lâmina para cada amostra a ser analisada (Amostra A e B) 
2 – Com a ponta do palito, transferir PEQUENA quantidade da amostra a ser analisada para a lâmina; Cuidado para não misturar as amostras nem usar um mesmo palito para a transferência; 
3 – Pingar 1-2 gotas de água destilada sobre a lâmina com a amostra e misturar com auxílio do palito; 
4 – Cobrir com a lamínula e observar ao microscópio: 
 a) Forma do grão (poliédrico, arredondado, lenticular, redondo, oval, dedal, triangular etc.);
 b) Quanto ao hilo: 
 c) Presença ou ausência de estrias na superfície;
 d) Agregação: simples ou composto;
5 – Com auxílio da literatura identifique a origem vegetal dos grãos (milho, batata, arroz, araruta etc...).
 Resultados::
Amostra A 	Aumento:____________ Origem_________________
Descrição (Forma do grão): ________________________________
Hilo: Imperceptível ( ) Visível ( )	
			 Excêntrico ( )	Central ( )
			 Forma:________________________________
Estrias: Imperceptível ( ) Visível ( )	
Agregação:______________________________________________ 
 
Amostra B 	Aumento:____________ Origem_________________
Descrição (Forma do grão): ________________________________
Hilo: Imperceptível ( ) Visível ( )	
			 Excêntrico ( )	Central ( )
			 Forma:________________________________
Estrias: Imperceptível ( ) Visível ( )	
Agregação:______________________________________________ 
5 – TESTE HISTOQUÍMICO PARA IDENTIFICAÇÃO DE AMILO EM DROGAS VEGETAIS/ FITOTERÁPICOS
Material: palito de dente (2), vidro de relógio pequeno (2), conta gotas (2), lâmina (4), lamínula (4); água destilada, reagente lugol, medicamentos em cápsula (2 amostras).
Procedimento: 
1 –Separe e identifique duas lâminas de vidro para cada medicamento a ser analisado; 
2 – Com a ponta do palito, transferir PEQUENA quantidade da amostra para um par de lâminas (repetir o procedimento para cada amostra a ser analisada, sempre utilizandopalitos diferentes) 
3 – Em uma das lâminas de cada amostra pingar 1 gota de lugol e misturar com auxílio do palito e observar o resultado; 
4 –Se houver resultado positivo, repita o procedimento 2 e 3 substituindo o lugol por água destilada. 
5 –Leve ao microscópio e, baseado nas características morfológicas do grão, identifique a origem vegetal do amilo contida nos medicamentos.
Resultados::
Tabela 1:_________________________________________________________________________
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	Amostra
	Resultado
	Origem do amilo
	EXEMPLO
	Positivo
	Fécula de araruta
	
	
	
	
	
	
Explique, com suas palavras, como pode-se identificar um resultado positivo para presença de amilos com teste do lugol. Há alguma outra inclusão celular que também pode ser identificada com este teste? Neste caso, como diferenciá-la do resultado proporcionado pelo lugol para o amilo? 
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DESCRIÇÃO DOS AMIDOS E FÉCULAS MAIS COMUNS (Adaptado de Oliveira et al., 1998)
Fécula de Araruta (Maranta arundinacea L.). Os grãos de féculas são ovóides e elipsóides, fusiformes, obtuso-triangulares. Raramente esféricos, apresentando algumas protuberâncias laterais. O hilo está situado quase sempre na extremidade mais larga do grão; é único, às vezes duplo, pontuado linear ou com sulcos pequenos em numero de dois, imitando asa de um pássaro. Apresentam estrias excêntricas, não muito acentuadas. Formam cruz perfeita à luz polarizada.
Fig. 1 - Fécula de araruta.
Fécula de Falsa Araruta (Maranta ruiziana Koem). Os grãos da fécula muito se assemelham aos da mandioca. Os grãos são menores, arredondados, esféricos, truncados, triangulares, trapezóides e de contorno geométrico bem marcado como cristais, o que falta na mandioca. As estrias não são muito acentuadas e o hilo é pontuado, ocupando a parte central do grão. Medem de 10 a 25 micra, chegando alguns a atingir 30 micra. À luz polarizada mostram cruz bem perceptível.
Fig. 2 - Fécula de falsa araruta.
Amido de Milho (Zea mays L.). É um dos amidos mais utilizados na confecção de medicamentos e na indústria de alimentos e, por estes motivos, fabricados industrialmente em larga escala. Sensivelmente poliédricos quando provenientes da parte externa da semente, os grãos apresentam os lados ligeiramente abaulados. Os da zona central branca são quase esféricos e bem menores. O hilo é pontuado, emitindo prolongamentos curtos em forma de estrela. Suas estrias raramente são visíveis. Não se apresentam agrupados em grãos compostos. Medem, geralmente, 30 micra. À luz polarizada apresentam cruz bem visível, tanto em campo escuro, como em campo claro.
Fig. 3 - Amido de milho.
Fécula de Batata (Solanum tuberosum L.). A fécula e constituída por grãos elipsóides, ovais, piriformes, arredondados, denteados e truncados. O hilo é pontuado e se implanta na extremidade mais estreita do grão. O sistema estriado e excêntrico, sendo notadas, alternadamente, camadas mais e menos profundas. Os grãos arredondados são menores, de 6 a 15 micra, e aparecem algumas vezes agrupados em dois ou mais elementos. Os grãos ovóides são maiores, variam de 40 a 70 micra, podendo alcançar ate 100 micra. A luz polarizada mostram uma cruz negra muito distinta.
Fig. 4 – Fécula de batata.
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3ª PRÁTICA – OBTENÇÃO DE CORTES À MÃO LIVRE
INTRODUÇÃO: O estudo interno das estruturas dos vegetais é feito observando-se os cortes finos de tecido vegetal em microscópio óptico. Normalmente utiliza-se o material vegetal coletado a fresco, com a possibilidade de utilização de material herborizado, após sua hidratação. Para a conservação do material vegetal são utilizadas soluções fixadoras, que promovem a morte das células e sua preservação estrutural em estado próximo do material fresco. As principais substâncias fixadoras são formol, álcool, iodo, bicromato de potássio e os ácidos: acético, pícrico crômico e ósmico. A escolha do uso de soluções depende dos objetivos do trabalho a ser realizado. Atenção para evitar o contato das soluções fixadoras com a pele, pois a maioria das substâncias citadas é tóxica. 
 Para que a luz possa atravessar o tecido a ser estudado, os cortes feitos devem ser suficientemente finos e transparentes, possibilitando a observação das estruturas vegetais. Utiliza-se regularmente o micrótomo para obtenção de cortes finos, mas para realização dos cortes neste equipamento, o material vegetal deve estar devidamente desidratado e incluído em um suporte (mais comum: parafina). Podemos também realizar cortes à mão livre, com auxilio de um suporte (isopor, pecíolo de embaúba, medula do caule de sabugueiro, cenoura) e de uma lâmina de barbear. Os suportes devem ter dimensão aproximada de 3 cm; devem sofrer uma ranhura para que se possa incluir, sem folgas, a peça a ser cortada (Figura 1).
 Figura 1: Preparo do suporte para obtenção de cortes à mão livre.
 Em tal inclusão deve-se observar atentamente a orientação do corte que se quer obter As orientações dos cortes são: 
A) TRANSVERSAL - faz-se perpendicularmente ao maior eixo do órgão (Figura 2A); 
B) LONGITUDINAL – feito paralelamente ao maior eixo do órgão. Quando o órgão cilíndrico, o corte longitudinal pode ser tangencial (tangente ao raio do cilindro), ou radial (passando pelo diâmetro ou raio) (Figura 2B); 
C) PARADÉRMICO – Também é um corte longitudinal radial sendo utilizado para estudo dos tecidos de revestimento, especialmente em folhas. O corte é superficial e paralelo à superfície do órgão (Figura 3). 
Figura 2: Diferentes planos de corte em órgão cilíndrico. A- plano transversal; B – Plano longitudinal.
 Figura 3: Obtenção de cortes paradérmicos. 
 A obtenção de cortes à mão livre é um processo rápido e que permite análise imediata das estruturas. 
Dependendo do objetivo do estudo, os cortes poderão ser observados com ou sem coloração. Os corantes reagem com substâncias específicas o que destaca as estruturas observadas. Para que os cortes sejam corados é necessário antes remover os pigmentos contidos nas células através de soluções que promovam seu clareamento.
Clareamento do material
O clareamento dos cortes é feito utilizando solução de hipoclorito de sódio comercial ou cloral hidratado. O transporte dos cortes para a solução de hipoclorito deve ser feito com o auxílio de estilete e não com pincel, para não danificar suas cerdas. Após a descoloração do material deve-se transferir os cortes para outro recipiente com água destilada e enxaguar abundantemente. Os cortes devem ser passados para uma solução de ácido acético diluído, com o objetivo de corrigir o pH para que não haja interferência na eficácia do corante, enxaguando em água em seguida.
Coloração dos tecidos
O uso de corantes é necessário para evidenciar as estruturas celulares, resultando em maior facilidade para observação. Alguns reagentes são empregados para a definição do tipo de substância encontrada em alguns tipos de células. O corante que será mais utilizado em nossas aulas é o safrablau. Trata-se de uma solução composta por dois tipos de corantes (dupla coloração): o azul de astra, que cora paredes celulósicas emazul, e a safranina, que cora paredes lignificadas, suberificadas e cutinizadas em vermelho.
Objetivo geral: Aprender a técnica e praticar para obtenção de cortes à mão livre em diferentes orientações (transversal, longitudinal e paradérmico), preparações histológicas e esquematizar as estruturas observadas no microscópio.
1 – OBTENÇÃO DE CORTES A MÃO LIVRE PARA O ESTUDO DE PLANTAS MEDICINAIS E DROGAS VEGETAIS 
Material: gilete (2), pincel (1), estilete (agulha) (2), suporte de isopor ou cenoura, placa de Petri pequena (1), vidro de relógio pequeno (10), conta gotas (1); água sanitária 50%, água acética, glicerina 50%, corante safrablau, lâmina (3), lamínula (3), água destilada; papel absorvente, tiras de papel de filtro.
Procedimento: 
Escolha uma folha para preparação das seguintes secções:
Transversal na região da nervura central, ao nível do terço mediano do limbo 
Paradérmico de uma das faces (inferior ou superior) do limbo
Transversal do pecíolo (ou caule, em alguns casos)
Para obtenção dos cortes à mão livre deve: 
Retirar um fragmento de aproximadamente 1 cm X 1,5 cm, em se tratando do limbo ou 1 a 2 cm para estruturas cilíndricas da espécie a ser estudada. Caso o material seja muito frágil (folhas, por exemplo) inclua em suporte; 
Tomar o suporte e cortar pedaços de 2 - 3 cm, seccionados parcialmente em sentido longitudinal; inclua o material a ser estudado no suporte, observando o sentido do corte a ser obtido (veja figura 1);
É conveniente manter úmida a superfície a cortar, colocando uma gota de água sobre o material;
Faça cortes bem finos, passando a lâmina de aço paralelamente ao suporte e segurando o conjunto conforme a figura 4;
Figura 4: Posicionamento correto para obtenção de cortes à mão livre
Com o auxílio de um pincel, recolher os cortes em vidro de relógio com água destilada. É fundamental colocar os corte imediatamente na água destilada para evitar o ressecamento dos tecidos; 
Para obtenção montagem das lâminas e observação ao microscópio: 
Selecione os cortes mais finos e, com auxílio de um estilete (agulha) coloque-os em vidro de relógio contendo a solução de hipoclorito de sódio até perderem completamente sua coloração;
Transfira o material para outro vidro de relógio contendo água destilada e lave por 30 segundos;
Transfira os cortes para outro vidro de relógio contendo solução de ácido acético (5 ou 10%) e aguarde 30 segundos;
Enxágüe novamente durante 1 minuto com água destilada;
Transfira os corte para um vidro de relógio contendo algumas gotas de safrablau durante 20-30 segundos; lave abundantemente em água;
Transfira os cortes com o pincel para uma lâmina contendo uma gota de glicerina 50% ou água; Cubra com lamínula, evitando a formação de bolhas.
Observe ao microscópio. Identifique os tecidos primários e faça um desenho detalhado dos mesmos
Resultados:
Espécie:________________________________________
Secção:_____________________________Aumento:________________Descrição:________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Espécie:________________________________________
Secção:_____________________________Aumento:________________Descrição:________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Espécie:________________________________________
Secção:_____________________________Aumento:________________Descrição:________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
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4ª PRÁTICA – OBSERVAÇÃO DE TECIDOS VEGETAIS
Objetivo geral:________________________________________________________________________________
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OBSERVAÇÃO DE ESCLEREÍDEOS
Material: chá verde (Thea sinensis L.) triturado, pêra (Pyrus communis L.) macerada, espátula (2), agulha (2), água destilada, lâmina (2), lamínula (2), glicerina 50%, floroglucinol e papel absorvente.
Procedimento:
1 – Retire uma pequena amostra, do material a ser analisado e coloque sobre a lâmina
2 – Pingue algumas gotas de floroglucinol e, com auxílio de uma espátula, misture até que esteja homogêneo;
3 – Cubra com a lamínula e observe ao microscópio
Resultados:
Espécie:________________________________________
Aumento:________________Descrição:_________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Espécie:________________________________________
Aumento:________________Descrição:_________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
2– OBSERVAÇÃO DE TECIDOS EM DIFERENTES ÓRGÃOS E ESPÉCIES VEGETAIS
Material: lâminas contendo cortes histológicos fornecidas pelo professor
Procedimento: 
1 – Observe as lâminas ao microscópio, escolhendo o melhor aumento para observação
2 – Faça desenhos detalhados de todos os cortes observados, não esquecendo de identificar os diferentes.
Resultados:
Espécie:______________________________
Orgão:______________________Aumento:__________________________Descrição:___________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Espécie:______________________________
Orgão:______________________Aumento:__________________________Descrição:______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Espécie:______________________________
Orgão:______________________Aumento:__________________________Descrição:______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
5ª PRÁTICA – FARMACODIAGNOSE DE DROGAS CONSTITUÍDAS DE 
CAULES E RAÍZES.
Introdução: A identificação de drogas vegetais, independente do órgão da qual são constituídas, três caracterizações são importantes: organoléptica, macroscópica e microscópica.
A análise organoléptica trata de características que impressionam os órgãos dos sentidos, como cor, odor, sabor e textura.
O exame macroscópico refere-se ao seu aspecto externo, sua morfologia e tamanho.Em geral, esta análise é realizada a olho nu ou com auxílio de lupa. Muitas vezes é prejudicada quando a droga encontra-se fragmentado ou pulverizado. A droga padrão ou a sua descrição oficial, encontra na respectiva monografia na Farmacopéia Brasileira ou outros compêndios indicados oficialmente, são absolutamente indispensáveis para a realização de um diagnóstico conclusivo e correto. 
	O exame microscópico vegetal muitas vezes é necessário para que se possa fazer a identificação definitiva da droga em questão, como complementação ao estudo macromorfológico. Exige conhecimentos básicos de anatomia vegetal. Neste sentido, além de verificar as estruturas histológicas, de um modo geral, deve-se procurar elementos anatômicos que permitam caracterizar o material e assim a droga possa ter a sua identidade confirmada.
Bibliografia necessária: Fundamentos de Farmacognosia. OLIVEIRA, S.; AKISUE, G.; Farmacopéia Brasileira, 4 e 5ª edições; Farmacognosia. COSTA, A.F. vol. 1-4.
1– Observação da constituição anatômica de caules e raízes
Material: lâminas contendo secção transversal da cana-do-brejo (Costus spicatus ) e Hortelã (Mentha sp) e de raízes de Agrião (Nasturtium officinale R. Br) 
Procedimento: 
1 – Observe as lâminas ao microscópio, escolhendo o melhor aumento para observação;
2 – Faça desenhos detalhados, não se esquecendo de identificar os diferentes tecidos.
Resultados:
Espécie:__________________________Aumento:____________________
Orgão:___________________ Estágio de Crescimento:_________________ Descrição:___________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
 Espécie:__________________________Aumento:____________________
Órgão:___________________ Estágio de Crescimento:_________________ Descrição:___________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
 Espécie:__________________________Aumento:____________________
Órgão:___________________ Estágio de Crescimento:_________________ Descrição:___________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
2- OBSERVAÇÃO MACROMORFOLÓGICA DE CASCA DO CAULE DE DROGAS VEGETAIS
Material: Cascas de Cáscara-sagrada (Rhamnus purshiana D.C.) e de Canela-do-ceilão (Cinnamomum verum J. Presl)
Procedimentos: 
Verificar as características organolépticas;
Observar e descrever as seguintes características farmacobotânicas:
Forma: encurvada; semi-canular; canular simples; canular dupla; achatada;
Superfície externa: rugas, esfoliada; manchas; liso; fendas; cicatrizes, protuberâncias;
Fraturas: completa; incompleta; fibrosa; lisa
Espessura
Levar o material à lupa e observar a presença de pontos refringentes;
Esquematizar as principais estruturas observadas em cada uma das amostras, descrevendo as características acima.
CARACTERÍSTICAS MACROMORFOLÓGICAS
3- OBSERVAÇÃO MICROMORFOLÓGICA DA CASCA DO CAULE DE DROGAS REDUZIDAS A PÓ
Material: Lâminas contendo pó de cáscara-sagrada e da canela-do-ceilão;
Procedimento:
1) Colocar no almofariz uma amostra da droga a ser analisada e reduzir o material à pó; 
2) Clarificar (Diafanizar) o material da seguinte forma: 
 a. Separar e identificar um tubo de ensaio e adicionar aproximadamente 1 mL de água sanitária; 
 b. Com auxílio da espátula transferir uma fração do pó para o tubo e completar com água sanitária até preencher 1/3 do tubo. Agitar para homogeneizar; 
 c. Com auxílio da pinça de madeira, levar o tubo à chama da lamparina, agitando sempre, até entrar em ebulição branda; manter o material em ebulição até as partículas em suspensão perderem a cor. Durante todo processo, manter a abertura do tubo voltada para o lado oposto ao operador e nunca apontá-la para algum colega; 
 d. Filtrar a mistura com auxílio do funil e papel de filtro, recolhendo o líquido em outro tubo de ensaio; 
 e. Lavar o tubo com água destilada e filtrar novamente para retirar todo o material; 
 f. Retirar o papel de filtro do funil e abri-lo sobre uma Placa de Petri; 
 g. O resíduo retido no papel de filtro deverá ser utilizado na análise. 
3) Com auxílio da monografia da droga, Identificar a presença de elementos anatômicos característicos; 
4) Para cáscara-sagrada identificar: bainha cristalífera provida de cristais prismáticos; grãos de amido; 
5) Para canela-do-ceilão: fibras, esclereídeos e grãos de amido; 
6) Esquematizar as principais estruturas observadas 
CARACTERÍSTICAS MICROMORFOLÓGICAS
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DESCRIÇÃO FARMACOPÉICA DA DROGA (Farmacopéia Brasileira, 4ª edição)
CÁSCARA SAGRADA - Rhamni purshiani cortex - Rhamnus purshiana D.C. - RHAMNACEAE
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS. Possui odor característico, levemente aromático, sabor amargo, nauseante e persistente.
DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA
Esta casca apresenta-se em fragmentos pIanos ou recurvados, sem se mostrarem completarnente enrolados, de comprimento e largura variáveis e medindo de 1 a 5 mm de espessura. Sua superfície externa é constituída por um súber quase liso, de cor branco-acizentada; e as vezes lenticulas com muitas alongadas transversalmente: os fragmentos dos ramos mais idosos mostram-se, porém, bastante rugosos e, freqüentemente com líquens foliáceos e eventualmente, com restos de musgo. 0 súber, que é pouco aderente, descobre, ao destacar-se, o parênquima cortical, de cor castanho-amarelada ou castanho-escuro, finamente estriado no sentido longitudinal. A superfície interna é de cor pardo-arroxeada, pardo-avermelhada ou parda.
DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ
 
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DESCRIÇÃO FARMACOPÉICA DA DROGA (Farmacopéia Brasileira, 5ª edição)
CANELA-DO-CEILAO - Cinnamomi cortex- Cinnamomum verum J. Presl - LAURACEAE
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS. droga apresenta aroma característico de aldeído cinâmico e sabor picante e adocicado.
DESCRIÇÃO MACROSCÓPICAO material desidratado apresenta o tecido enrolado sobre si mesmo formando tubos, com cerca de até 30,0 cm de comprimento e 0,2 mm a 0,4 mm de espessura. A superfície exposta, referente à periderme, é lisa ou com estrias longitudinais levemente mais escuras, podendo ou não ser paralelas e com ondulações que podem ser regulares. A coloração superficial é parda não homogênea. A coloração do floema secundário é castanho escura a quase vinácea.
DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ
O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São característicos: coloração castanha; abundantes grãos de amido, isolados e/ou agrupados; células parenquimáticas isodiamétricas, contendo abundantes grãos de amido, assim como gotas lipídicas; escassos fragmentos de súber; grande quantidade de cristais de oxalato de cálcio de forma prismática e/ou acicular, de ápices truncados; numerosas fibras de 600 μm de comprimento, em média, e 35 μm de largura, em média, com paredes espessas, lúmen estreito, isoladas ou associadas a fragmentos de parênquima; esclereídes colunares e abundantes células pétreas, isoladas e/ou agrupadas, dissociadas ou no interior de fragmentos de tecido parenquimático.
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6ª AULA – FARMACODIAGNOSE DE DROGAS CONSTITUÍDAS DE FOLHAS 
INTRODUÇÃO: A identificação de drogas constituídas de folhas deve ser iniciada com o exame macromorfológico, baseado na descrição que se encontra na respectiva monografia na Farmacopéia Brasileira ou outros compêndios indicados oficialmente. No exame anatômico da folha devemos evidenciar, por exemplo, cutícula, parênquima, mesófilo, epiderme (superior e inferior), elementos anexos à epiderme (pêlos, estômatos), inclusões celulares, esclereídeos, ductos secretores, etc. Quando a análise é feita em drogas reduzidas à pó deve-se procurar elementos histológicos isolados, característicos de folhas, tais como estômatos, tricomas, fragmentos de epiderme, inclusões celulares, células de parênquima.
Objetivo geral:________________________________________________________________________________
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Bibliografia necessária: Fundamentos de Farmacognosia. OLIVEIRA, S.; AKISUE, G.; Farmacopéia Brasileira, 4 e 5ª edição
1- ESTUDO MACROMORFOLOGICO DE FOLHAS 
Material: folhas diversas fornecidas pelo professor; lupa, régua ou paquímetro; placa de Petri grande ou média (2).
Procedimentos: 
Verificar as características organolépticas;
Observar e descrever as seguintes características botânicas:
Folha completa ou incompleta (de que tipo)
Pecíolo: comprimento, inserção
LIMBO:
comprimento e largura
forma 
recorte 
bordos (margem) 
padrão de nervação
forma do ápice
forma da base
superfície
consistência
Levar o material à lupa e observar a presença de pêlos e pontos translúcidos;
No espaço reservado ao final do roteiro, esquematizar as principais estruturas observadas em cada uma das amostras.
2– OBSERVAÇÃO DA CONSTITUIÇÃO ANATÔMICA DE FOLHAS
Material: lâminas contendo secção transversal de Espinheira Santa (Maytenus ilicifolia Reid.) e Boldo-do-chile (Peumus boldus Molina)
Procedimento: 
 Observe as lâminas ao microscópio, escolhendo o melhor aumento para observação;
 Classifique o mesófilo e identifique todos os elementos anatômicos observados tais como feixes vasculares, tricomas, cutícula, epiderme, presença de inclusões celulares;
Faça desenhos detalhados no espaço reservado ao final do roteiro, não se esquecendo de identificar os diferentes tecidos.
3 – ANÁLISE DE DROGAS PULVERIZADAS
Material : glicerina 50%, lâmina (2); lamínula (2); almofariz e pistilo (1); tubo de ensaio (2); funil (1); pinça de madeira (1); lamparina (1); espátula de aço (1); hipoclorito de sódio 2% ou água sanitária; papel de filtro para filtração (1); água destilada, sachês de chá de boldo-do-chile e espinheira-santa
Procedimento:
Colocar no almofariz uma amostra da droga a ser analisada e reduzir o material à pó;
Clarificar (Diafanizar) o material da seguinte forma:
Separar e identificar um tubo de ensaio e adicionar aproximadamente 1 mL de água sanitária;
Com auxílio da espátula transferir uma fração do pó para o tubo e completar com água sanitária até preencher 1/3 do tubo. Agitar para homogeneizar;
Com auxílio da pinça de madeira, levar o tubo à chama da lamparina, agitando sempre, até entrar em ebulição branda; manter o material em ebulição até as partículas em suspensão perderem a cor. Durante todo processo, manter a abertura do tubo voltada para o lado oposto ao operador e nunca apontá-la para algum colega;
Filtrar a mistura com auxílio do funil e papel de filtro, recolhendo o líquido em outro tubo de ensaio;
Lavar o tubo com água destilada e filtrar novamente para retirar todo o material;
Retirar o papel de filtro do funil e abri-lo sobre uma Placa de Petri;
O resíduo retido no papel de filtro deverá ser utilizado na análise.
Identificar a presença de elementos anatômicos característicos, descritos na monografia específica;
Faça desenho esquemáticos das estruturas observadas utilizando para isso o espaço ao final do roteiro. Descreva APENAS as estruturas observadas pelo grupo
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DESCRIÇÃO FARMACOPÉICA DA DROGA (Farmacopéia Brasileira, 5ª edição)
BOLDO-DO-CHILE – boldus folium- Peumus boldus Molina – MONIMIACEAE
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS. A droga apresenta odor aromático característico, canforáceo e levemente acre, que se acentua com o esmagamento. Sabor amargo e um tanto acre.
Figura 1 – Aspectos macroscópicos e microscópicos em Peumus boldus Molina
A – aspecto geral de diferentes formas foliares: base foliar assimétrica (bfa); ápice foliar assimétrico (afa); ápice foliar acuminado (afc); pecíolo (pe); lâmina (l); ápice foliar retuso (aft); ápice foliar arredondado (afr). B – aspecto geral da face adaxial foliar: pedículo (pe); lâmina (l). C – aspecto geral da face abaxial foliar: bordo (bor). D – detalhe de porção da face abaxial da lâmina foliar, em vista frontal, mostrando parte da nervação da região da nervura principal até o bordo: bordo (bor); nervura secundária (ns); proeminência formada pela região basal do tricoma estrelado (pre); nervura principal (np).E – detalhe de porção da epiderme voltada para a face adaxial, na região do mesofilo, em vista frontal: campo primário de pontoação (cpp); célula fundamental da epiderme (cfe). F – detalhe de porção da epiderme voltada para a face abaxial, na região do mesofilo, em vista frontal: estômato (es); campo primário de pontoação (cpp); célula fundamental da epiderme (cfe). G – detalhe de porção da epiderme na região da nervura principal, voltada para a face adaxial, em vista frontal: campo primário de pontoação (cpp); célula fundamental da epiderme (cfe). H – detalhe de porção da epiderme na região da nervura principal, voltada para a face abaxial, em vista frontal: célula fundamental da epiderme (cfe); célula secretora (cse); idioblasto cristalífero (ic); campo primário de pontoação (cpp); porção basal de célula do tricoma partido (pbt); tricoma estrelado (tes).
A – detalhe de porção da lâmina foliar em secção transversal, junto à face adaxial, mostrando proeminência da região basal do tricoma estrelado: cloroplastídio (clo); gota lipídica (gl); campo primário de pontoação (cpp); cutícula (cu); face adaxial (ad); hipoderme (h); parênquima paliçádico (pp); epiderme (ep). B – detalhe de porção de tricoma estrelado em vista frontal. C – detalhe de tricoma estrelado em vista lateral: tricoma estrelado (tes); célula fundamental da epiderme (cfe). D – esquema parcial da região da nervura principal da lâmina foliar, em secção transversal, mostrando um único feixe vascular: face adaxial (ad); face abaxial (ab); endoderme (end); colênquima (co); feixe vascular (fv); xilema (x); cutícula (cu); hipoderme(h); parênquima paliçádico (pp); parênquima esponjoso (pe); epiderme (ep); fibras (fb); floema (f); procâmbio (prc). E – esquema parcial da região da nervura principal da lâmina foliar, em secção transversal, mostrando três feixes vasculares: face adaxial (ad); face abaxial (ab); hipoderme (h); feixe vascular (fv); parênquima paliçádico (pp); parênquima esponjoso (pe); endoderme (end); fibras (fb); colênquima (co); epiderme (ep); cutícula (cu); floema (f); procâmbio (prc); xilema (x). F – detalhe de porção da lâmina foliar, na região do mesofilo, em secção transversal, mostrando feixe vascular secundário: face adaxial (ad); face abaxial (ab); epiderme (ep); cutícula (cu); campo primário de pontoação (cpp); hipoderme (h); parênquima paliçádico (pp); fibras (fb); feixe vascular (fv); idioblasto cristalífero (ic); xilema (x); floema (f); grão de amido (ga); gota lipídica (gl); espaço intercelular (ei); célula com compostos fenólicos (ccf); parênquima esponjoso (pe); estômato (es); colênquima (co); cloroplastídio (clo); célula secretora (cse). G – detalhe do bordo na região mediana da lâmina foliar, em secção transversal: face adaxial (ad); face abaxial (ab); parênquima paliçádico (pp); agrupamento xilemático (ax); espaço intercelular (ei); cloroplastídio (clo); cutícula (cu); idioblasto cristalífero (ic); célula com compostos fenólicos (ccf); parênquima esponjoso (pe); grão de amido (ga); : gota lipídica (gl); epiderme (ep); fibras (fb); hipoderme (h). H – detalhe de porção da região mediana da lâmina foliar, em secção transversal, na região da nervura principal: face adaxial (ad); face abaxial (ab); grão de amido (ga); espaço intercelular (ei); xilema (x); gota lipídica (gl); cloroplastídio (clo); feixe vascular (fv); idioblasto cristalífero (ic); floema (f); colênquima (co); fibras (fb); pontoação (pto); célula com compostos fenólicos (ccf); célula secretora (cse); parênquima esponjoso (pe); parênquima paliçádico (pp); hipoderme (h); epiderme (ep); cutícula (cu).
DESCRIÇÃO FARMACOPÉICA DA DROGA (Farmacopéia Brasileira, 5ª edição)
ESPINHEIRA-SANTA- Mayteni folium-Maytenus ilicifolia Mart. ex Reissek – CELASTRACEAE 
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS: As folhas secas são inodoras, levemente amargas e adstringentes. 
Figura 1: Aspectos macroscópicos e microscópicos em Maytenus ilicifolia Mart. ex Reissek
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Figura 2: Aspectos microscópicos em Maytenus ilicifolia Mart. ex Reissek
RESULTADOS
CARACTERÍSTICAS MACROMORFOLÓGICAS Espinheira -santa
CARACTERÍSTICAS MICROMORFOLÓGICAS
Lâmina: ______________Espécie:______________________________
Aumento:________________________ Descrição:______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Lâmina: _________________ Espécie:______________________________
Aumento:________________________ Descrição:______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
CARACTERÍSTICAS MACROMORFOLÓGICAS Boldo-do-chile
CARACTERÍSTICAS MICROMORFOLÓGICAS
Lâmina: ________________ Espécie:______________________________
Aumento:________________________ Descrição:______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
Lâmina: _________________ Espécie:______________________________
Aumento:________________________ Descrição:______________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
7ª AULA – FARMACODIAGNOSE DE DROGAS CONSTITUÍDAS DE FLORES E FRUTOS
Objetivo geral:________________________________________________________________________________ 
_____________________________________________________________________________________________ 
Bibliografia necessária: Fundamentos de Farmacognosia. OLIVEIRA, S.; AKISUE, G.; Farmacopéia brasileira 2ª, 3ª e 5ª edições.
1 –CARACTERIZAÇÃO BOTÂNICA DE CALÊNDULA (Calendula officinalis L) 
Material: estilete (1), pinça de relojoeiro (1); placa de Petri ou vidro de relógio médio (2), lupa, calêndula. 
Procedimentos: 
1. Avaliar a embalagem/ rotulagem das amostras (quando possuírem), conferindo: 
 a) nomenclatura científica 
 b) fornecedor, lote e validade 
2. Analisar as características organolépticas, conferindo com a descrição farmacopeica; 
3. Proceder a caracterização botânica macroscópica a olho nu e/ou com auxílio de lupa, classificando os seguintes itens: 
 a) Flor ou inflorescência (de que tipo?) 
 b) Pedunculada ou séssil 
 c) Classificação da(s) flor(es) com relação: 
 1) Sexo 
 2) Soldadura das pétalas/ sépalas 
 3) Tipo de corola 
4. Faça um esquema representativo da droga apontando as principais características.
DESCRIÇÃO FARMACOPÉICA DA DROGA (Farmacopéia Brasileira, 5ª edição)
CALÊNDULA Calendulae flos- Calendula officinalis L. – ASTERACEAE
A droga vegetal consiste de flores liguladas inteiras ou trituradas, acompanhadas de escassas flores tubulosas, separadas do receptáculo e das brácteas involucrais, secas. 
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS: A droga possui odor fraco e sabor levemente amargo. 
DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA: Flores dispostas em capítulos de 3 cm a 7 cm de diâmetro, envolvidas por um invólucro de duas séries de brácteas. As flores da periferia são liguladas, pistiladas, de 1,5 cm a 3,0 cm de comprimento e 0,5 cm a 0,7 cm de largura na porção mediana da lígula. Corolas amareladas ou alaranjadas, com o limbo tridentado, apresentando quatro ou cinco nervuras e tubo curto coberto de tricomas, ocasionalmente acompanhadas de um estilete filiforme e um estigma bífido. As flores do centro são escassas, tubulosas, pequenas, curtas, de aproximadamente 0,5 cm de comprimento, hermafroditas, amarelas ou alaranjadas, raro quase avermelhadas, com corola quinquedentada; anteras sagitadas e estilete indiviso.
2 –CARACTERIZAÇÃO BOTÂNICA DE CRAVO-DA-INDIA (Syzygium aromaticum L) 
Material: estilete (1), pinça de relojoeiro (1); gilete (1); placa de Petri ou vidro de relógio médio (2), lupa, cravo-da-índia. 
1. Analisar as características organolépticas, conferindo com a descrição oficial; 
2. Proceder a caracterização botânica macroscópica a olho nu e/ou com auxílio de lupa, classificando os seguintes itens: 
 a) Flor Pedunculada ou séssil 
 b) Número de peças do perianto 
 c) Sexo 
 d) Soldadura das pétalas/ sépalas 
3. Faça um esquema representativo da droga apontando as principais características. 
DESCRIÇÃO FARMACOPÉICA DA DROGA (Farmacopéia Brasileira, 4ª edição)
CRAVO-DA-INDIA Caryophilli flos- Syzygium aromaticum L. – MYRTACEAE
A droga vegetal é constituída pelos botõesflorais dessecados. 
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS A droga possui odor forte, aromático, condimentado e sabor aromático, ardente e característico de eugenol. Os botões florais dessecados exsudam óleo ao serem pressionados.
3 –IDENTIFICAÇÃO FARMACOBOTÂNICA DE ERVA-DOCE (Pimpinella anisum L.) E FUNCHO (Foeniculum vulgare Mill.)
Material: estilete (1); pinça de relojoeiro (1); lupa, régua ou paquímetro, Erva-doce (Pimpinella anisum L.), Erva-doce-brasileira ou funcho (Foeniculum vulgare Mill.).
Procedimentos: 
1 – Avaliar a embalagem/ rotulagem das amostras (quando possuírem), conferindo:
	a) nomenclatura científica
	b) fornecedor, lote e validade 
2 – Verificar as características organolépticas, conferindo com a descrição oficial;
3– Com o auxílio da lupa e da descrição oficial, identificar as amostras diferenciando a P. anisum do F. vulgare.
4 – Desenhar, esquematicamente, cada um dos frutos 
DESCRIÇÃO FARMACOPÉICA DA DROGA (Farmacopéia Brasileira, 5ª edição)
ANIS-DOCE - Anisi fructus- Pimpinella anisum L. — APIACEAE
A droga vegetal é constituída pelos frutos, que são diaquênios secos. 
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS: A droga apresenta odor agradável e sabor doce e anisado. 
DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA: O fruto (diaquênio) é ovóide ou piriforme, comprimido lateralmente, alargado na base e estreitado no ápice, o qual é coroado por um estilopódio espesso, com 2 estiletes curtos divergentes e reflexos, de cor castanho amarelada ou castanho-esverdeada, de 3,0 mm a 7,0 mm de comprimento e 2,0 mm a 3,0 mm de largura, provido de um pequeno fragmento do pedicelo, delgado, rígido e um tanto arqueado, que se prolonga entre os mericarpos de cada cremocarpo, pelo carpóforo (filamento central), filiforme e bifendido. Os aquênios, unidos pelo ápice na extremidade do carpóforo, apresentam uma face comissural plana e uma face dorsal convexa, esta última recoberta de tricomas simples e curtos, visíveis com lente. O fruto é percorrido longitudinalmente por 5 arestas primárias filiformes, retilíneas e lisas, 3 dorsais e 2 comissurais pouco salientes e de tom mais claro. Em secção transversal, os 2 aquênios mostram-se quase sempre unidos pelas suas faces comissurais.
DESCRIÇÃO DA DROGA (Akissue et al., 1998)
FUNCHO - Foeniculum vulgare Miller. — APIACEAE
A droga vegetal é constituída pelos frutos, que são diaquênios secos. 
CARACTERÍSTICAS ORGANOLÉPTICAS: A droga apresenta odor forte, semelhante ao anetol, com sabor doce e aromático. 
DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA: O fruto é oblongo, quase cilíndrico, as vezes ovóide, reto ou levemente arqueado, de 4,0 mm a 5,0 mm de comprimento e 2,0 mm a 4,0 mm de largura, glabro e de cor verde-acinzentada ou verde-pardacenta. No ápice apresenta estilopódio bifurcado. Os aquênios, geralmente unidos pelo ápice na extremidade do carpóforo, apresentam 5 arestas muito salientes, fortemente carenadas, das quais as duas marginais são um pouco mais desenvolvidas do que as outras.
B
Corte 
Longitudinal 
tangencial
Corte 
Longitudinal radial
Corte 
transversal
A
1 Fibras; 1a parte de um grupo de fibras
2 Esclereídeos
3 Grãos de amido
4 Súber (vista superior)
5 parênquima associado ao Floema e célula oleífera
6 Parte de um raio medulas com algumas células contendo cristais aciculares de oxalato de cálcio, associadas ao parênquima do floema (secção tangencial)
7 Cristais de Oxalato de Calcio
8 Parte de uma fibra em associação com parênquima floemático
9 parte de um grupo de fibras do periciclo 
10 Célula oleífera isolada
11 parte da periderme e córtex (secção transversal)
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