Parasitologia: Reinos e Fases de Vida dos Parasitas

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Gabriel Carvalho
Parasitologia
Reinos de interesse para parasitologia 
Animália: 
Protozoa: 
Fungi:
Platae:
Monera:
Reinos de interesse parasitológico.
Reino protozoa
Protozoários
Eucariontes
Unicelulares
Reino Animália
Helmintos (vermes)
Eucariontes
Pluricelulares
Fases da vida dos parasitas
Fases da vida de um protozoário : 
Cisto: É a morfologia de resistência do parasita no qual ele fica inativo porém sobrevive em ambiente hostil.
Trofozoíto: É a morfologia ativa do parasito no qual esta se reproduzindo e se alimentando, entretanto é a morfologia mais sensível. 
O Que irá determinar a fase da vida do parasita protozoário é local onde ele se encontra, se o local for seu habitat ele estará em forma de Trofozoíto; se estiver em ambiente hostil estará na forma de cisto. Ele “troca de forma ao trocar de ambiente”. 
Fases da vida dos parasitas
Fases da vida de um Helminto : 
O que determina a fase da vida de um parasito helminto é o tempo e não o local, o helminto na morfologia adulto depositam seus ovos que irão eclodir e liberar as larvas que irão crescer e se tornar vermes adultos que depositarão ovos.
Verme adulto: Esta em fase adulta, se reproduzindo e liberando ovos.
Larva: Estado jovem do verme, ainda não alcançou a fase adulto.
Ovos: Contém as larvas.
Microscopia...
Microscopia...
Passo a passo para usar o microscópio:
Abaixar toda luminosidade do aparelho antes de liga-lo.
Ligar o microscópio.
Aumentar toda luminosidade.
A partir dai, deixar a luminosidade no máximo e justar a quantidade de luz necessária através do diafragma do condensador.
Começar a análise com a objetiva no 4x
Para focar em menos de 5 minutos: Colocar a mesa no máximo e com auxilio charriot ir baixando até aparecer a imagem, após ter aparecido ajustar com o micrometro.
A partir dai, ao trocar de objetiva só mexer no micrometro.
Nunca mexer no macrometro depois de focado.
Só mexer no macrometro quando estiver na objetiva de 4x.
Ao terminar de usar, colocar na objetiva de 4x, descer a mesa usando o macrometro e retirar a lamina. 
Pode-se ajustar a altura do condensador para um melhor contraste.
Parasitas protozoários 
Giardia lamblia 
 
Entamoeba hystolytica 
Esta sendo visto os dois parasitos juntos pois estes compartilham de um mesmo mecanismo.
Ambos Trofozoíto dos dois parasitos são encontrados no seu habitat, no caso o intestino, ao cair nas fezes, local onde não é seu habitat, para continuar vivos se transformam em cistos. 
Cisto de Entamoeba 
Cisto Giárdia 
Trof . de Entamoeba
Trofozoíto de Giárdia 
Parasitas protozoários 
Giardia lamblia 
Entamoeba Hystolytica
Em ambas as parasitoses a infecção ocorre através da ingesta de Cistos e cistos são eliminados pelas fezes. O individuo infectado comeu “cocô”.
Parasitas protozoários 
Giardia lamblia.
 
Entamoeba hystolytica.
Diagnóstico: São analisadas as fezes em busca de Cistos (da Entamoeba hystolytica ou da Giardia lamblia). 
As vezes podem ser encontradas trofozoítos, porém somente em fezes diarreicas pois como o transito intestinal estava rápido não houve tempo para o parasito passar de trofozoíto para cisto ao “cair” nas fezes.
Parasitas protozoários 
Trichomonas vaginalis
Trichomonas vaginalis: Parasito que possui uma única morfologia (trofozoíto) devido seu mecanismo de infecção, ele é transmitido do sistema urogenital de uma pessoa para o sistema urogenital de outra pessoa, portanto são habitats “semelhantes”.
Diagnóstico: É analisada secreções genitais em busca de trofozoítos de Trichomonas vaginalis. 
Trofozoíto de Trichomonas vaginalis
Leishmania braziliensis:
Parasito causador de leishmaniose, possui 3 morfologias: promastigota (econtrada na saliva do vetor e na corrente sanguínea), amastigota (forma de reprodução, encontrado dentro de células de defesa) e paramastigota (morfologia encontrado no vetor).
Vetor: Lutzomia sp.
Parasitas protozoários 
Leishmania sp. Promastigota 
Leishmania sp. Amastigota
Parasitas protozoários 
Leishmania braziliensis:
Diagnóstico: A morfologia de interesse para diagnóstico é a amastigota (no interior de células) que serão pesquisadas em raspados de lesões cutâneas. 
Após causar a lise das células de defesa, a amastigota permanecem amastigotas e são fagocitadas.
Parasitas protozoários 
Tripanossoma cruzi:
Protozoário causador da doença de chagas. possui 3 morfologias: Tripomastigota (encontrada nas fezes do vetor e livre na corrente sanguínea da pessoa infectada); Amastigota (Morfologia de reprodução, é encontrado dentro de células de defesa e dentro de cardiomiócitos); Epimastigota (forma de reprodução dentro do vetor).
Tripanossoma cruzi: Tripomastigota 
Tripanossoma cruzi: Amastigota 
Parasitas protozoários 
Tripanossoma cruzi:
As tripomastigotas ao invadir as células se transformam em amastigotas, se multiplicam até rompe-las, ao romper o parasito vai para corrente sanguínea e volta a ser tripomastigotas até invadir novas células.
Vetor:Triatoma infestans “barbeiro” 
Parasitas protozoários 
Tripanossoma cruzi:
Diagnóstico: o diagnóstico do tripanossoma cruzi/ pode ocorrer em fase clinica pelo médico através da observação de sintomas como sinal de romanã e chagma de inoculação (são sinais muito característicos da doença de chagas) , arritmia e etc... Em fase laboratorial pode ser analisado esfregaços sanguíneos visando a busca de tripomastigotas livre no sangue. Portanto no quesito exame parasitológico, a morfologia de interesse é a tripomastigota. 
Parasitas protozoários 
Plasmodium sp.
Parasito responsável por causar a malária, possuem 3 espécies distintas: Plasmodium vivax, Plasmodium malareae e Plasmodium falciparum (sendo este o espécime mais patogenico, é responsavel pela febre terçã). 
É transmitida via vetorial através do Anopheles sp. 
Possui 10 morfologias diferentes, sendo elas:
1- Esporozoitos: É a morfologia encontrada na saliva do vetor, portando é morfologia de infecção. É encontrada na corrente sanguínea do homem (cerca de até 30 minutos após picada), após isso, o parasito vai para o fígado.
2- Criptozoitos: Encontrado no figado. O parasita necessita ir até o fígado (onde se torna criptozoitos) para que ele consiga se tornar merozoitos ( morfologia capaz de invadir células).
3- Trofozoíto tecidual:
4- Esquizonte tecidual:
Ambos são encontrados no fígado. O esquizonte faz esquizogonia (tipo de multiplicação) e rompe os hepatócitos e se torna merozoitos.
Plasmodium sp.
5- Merozoitos: Morfologia encontrada na corrente sanguínea e que é capaz de invadir células (eritrócitos).
6- Trofozoíto jovem:
7- Trofozoíto Maduro:
8- Esquizonte:
9- Gametócitos: Encontrado nas hemácias e é a morfologia de reprodução no vetor.
10-Hipnozoito: Forma latente encontrado no fígado. 
Parasitas protozoários 
Essas 3 morfologias são encontradas nos eritrócitos.
Parasitas protozoários 
Plasmodium sp.
Para o diagnóstico só é interessante essas 3 morfologias:
 
Trofozoíto jovem; 
Trofozoíto maduro;
Esquizonte;
Plasmodium sp.
Parasitas protozoários 
Plasmodium sp. Equizonte.
Plasmodium sp. Trofozoíto Jovem.
Plasmodium sp. Trofozoíto Maduro.
Parasitas protozoários 
Plasmodium sp.
FEBRE TERÇÃ X FREBRE QUARTÃ
A questão da febre terçã e febre quartã esta relacionado com a velocidade de rompimento das hemácias por ação de esquizogonia dos esquizonte. Toda vez que há o rompimento das hemácias ocorre a liberação de pirogenio que induz a febre, portanto quanto menor for o intervalo de febre, significa que há uma maior ruptura de hemácias em um menor intervalo de tempo.
Febre terçã: Plasmodium falciparum. Febre a cada 48 horas. 
Febre quartã: Plasmodium vivax e Plasmodium malareae. Febre a cada 36-72 horas. 
A pior febre é a terçã pois significa que há uma maior ruptura de hemácias em um menor intervalo de tempo.
Plasmodium sp.
Diagnóstico: O diagnóstico é feito através de analise deesfregaço sanguíneo com o objetivo de achar Trofozoítos jovem e maduros e esquizontes.
Parasitas protozoários 
Parasitas protozoários 
Toxiplasma gondii
Parasito causador da TOXOPLASMOSE. possui 3 morfologias: taquizoitos que são encontrado em secreções, possui grande capacidade de invasão, além disso se reproduz muito rápido, entretanto é muito sensível. Caracteriza fase aguda da infecção; bradizoitos é uma morfologia que se reproduz lentamente porém é resistente, é encontrado em tecidos (carne, até mesmo na de humanos). Caracteriza fase crônica; Oócistos é a morfologia encontrada nas fezes de gato, é a morfologia infectante.
Toxiplasma gondii: Taquizoitos (forma de banana).
Parasitas protozoários 
Toxiplasma gondii
A pessoa se infecta pela a ingesta de alimentos contento oocistos proveniente da fezes do felino ou através da ingesta de carne contendo bradizoitos.
Raramente a pessoa é infectada com taquizoitos, pois este é muito sensível e não sobreviveria ao ácido estomacal (ácido clorídrico - HCL)
Taquizoitos Invade tecidos Bradizoitos (se reproduz lentamente) 
Toxiplasma gondii
Os sintomas mais característicos da toxoplasmose é as diversas complicações oculares causada pela presença de bradizoitos no tecido conjuntival.
Durante a gravidez, a mãe, quando infectada pela primeira vez, pode transmitir para o feto através da placenta (Taquizoitos – Secreções).
Diagnóstico: O Diagnóstico ocorre por métodos imunológicos pesquisando anticorpos IgG e IgM anti Toxoplasma gondii.
Parasitas protozoários 
Parasitas Helmintos
Schistossoma mansoni
Parasito platelminto (verme achatado) causador da esquistossomose. possui 6 morfologias e há a participação de um hospedeiro intermediário (Biomphalaria sp.).
Larvas e vermes adultos: São encontrados no sistema porta hepático (homem).
Ovos: São encontrados nas fezes de pessoas infectadas. Dentro dos ovos há os miracídios. 
Miracídios: Morfologia que penetra nas partes moles no Biomphalaria sp.
Cercarias: Liberadas pelo biomphalaria sp. Penetra na pele de pessoas que entram em rios/lagos contaminados.
Esporocisto: Localizado no biomphalaria sp. Região onde são produzidas as cercarias.
Esquistossômulo: Ocorre logo após infeccção. Morfologia entre cercaria e larva.
Schistossoma mansoni
Parasitas Helmintos
Sintomas: Sintomas intestinas, hepatomegalia, ascite, esplenomegalia. 
O parasito depositam seus ovos no sistema mesentérico que por suas vez faz com que os ovos saiam nas fezes.
O habitat do parasito é o sistema porta hepático do humano.
Parasitas Helmintos
Schistossoma mansoni
Diagnóstico: O diagnóstico para schistossoma monsoni ocorre através do exame parasitológico de fezes. Procura-se Ovos.
Espiculo 
Schistossoma mansoni: Ovo 
Parasitas Helmintos
Ascaris lumbricoides
Parasito causador da ascaridíase. Possui somente duas morfologias: Ovos (L1, L2 E L3) e Vermes (fêmeas e machos).
O Ovo L2 contêm a larva rabditoide e o ovo L3 contêm a larva filarióide. O individuo só se infecta pelo ovo L3. 
Vermes:
Macho: 20-30 Centímetros e possui espiculo
Fêmea: 30- 40 Centímetros 
Ovos: São eliminados pelas fezes, e além disso é a morfologia de infecção também.
Parasitas Helmintos
Ascaris lumbricoides
O habitat do parasito é o intestino delgado, porém ele pode migrar por exemplo para os pulmões. Os sintomas são: Constipação, dor abdominal, diarreia, pneumonia e etc...
Ascaris lumbricoides
Diagnóstico: O diagnóstico ocorre através do exame parasitológico de fezes em busca de ovos.
Parasitas Helmintos
Parasitas Helmintos
Taenia solium 
Taenia sagiata
Taenia solium: Pode causar teníase (difícil). Possui grande potencial de causar cisticercose.
Taenia sagiata: Só causa Teniase.
Além da capacidade de causar doenças diferentes, quais outras diferenças existente entre Taenia saginata e Taenia solium ? 
Taenia solium: Possui ganchos e 4 ventosas (Coroa)
Taenia sagiata: Só possui as 4 ventosas (não possui coroa) 
Parasitas Helmintos
Taenia solium 
Taenia sagiata
Os proglotes são as regiões da Taenia onde estão os ovos. Esses ovos por sua vez pode ser eliminados pelas fezes juntamente com as proglotes ou livres.
Parasitas Helmintos
Taenia solium 
Taenia sagiata 
Ciclo da teníase
O Animal se alimenta de vegetais contaminados por fezes humanas contendo Ovos, que nos animas se transforma em cysticercus que ficam na carne. O Humano se contamina ao ingerir carne contendo o cysticercus.
Taenia solium 
Ciclo da Cisticercose
Parasitas Helmintos
A cisticercose ocorre pelo a ingesta exclusivamente de ovos de taenia solium que fora liberados por humanos. Os ovos eclodem e as larvas vão para os tecidos, principalmente o neurológico.
Parasitas Helmintos
Taenia solium 
Taenia sagiata 
Os principais sintomas de teniase são: Dor abdominal, diarreia, constipação e perda de peso. 
Os principais sintomas da cisticercose são: convulsões, cefaleia, desmaio e ETC...
Diagnóstico para teníase: exame parasitológico de fezes visualizando Ovos, Proglotes e Escolex. Os ovos de Taenia solium e saginata são idênticos. Portanto não da para diferenciar a espécie pelos ovos (laudar colocando “presença de ovos de Taenia sp.). Só é possível diferenciar espécie verificando o Escolex.
Diagnóstico para cisticercose: Exame de imagem (calcificações) e imunológico. 
Parasitas Helmintos
Taenia solium 
Taenia sagiata 
Taenia sp.: Ovos 
Taenia sp.: Proglotes
Parasitas Helmintos
Enterobius vermiculares
Parasito responsável por causar enterobiose/oxiurose. Possui 2 morfologias: de Ovo e verme (macho 0,5 - centímetros e fêmea de 1,0 – Centímetros). 
Seu habitat é o intestino grosso e a pessoa se infecta pela ingesta de ovos.
O Macho e Fêmea realizam reprodução sexuada onde há a morte o macho logo após o coito.
Parasitas Helmintos
Enterobius vermiculares
A fêmea prenha, no período noturno migra para região perianal e lá ela libera seus ovos.
Sintomas: Prurido anal (principalmente noturno), Fissura anal e irritação.
Parasitas Helmintos
Enterobius vermiculares
Diagnóstico: Não se faz exame parasitológico de fezes pois os ovos não são depositados no intestino grosso/fezes mas sim fora do intestino, na região perianal. Se faz necessário um Swab Anal da região para analisar a presença de ovos ou do parasita propriamente dito.
Enterobius vermiculares: ovo
Enterobius vermiculares: Verme
Parasitas Helmintos
Hymenolepis nana
Parasito conhecido como Taenia anã causador da himenolepíase. Há a infecção através de ingesta de alimentos contendo ovos.
Diagnóstico: ocorre através da exame parasitológico de fezes em busca de Ovos (ovos bem redondos).
Hymenolepis nana: Ovo
Parasitas Helmintos
Trichuris trichiura
Parasito causador da tricuriase. A infecção se da pela a ingesta de alimentos/água contaminado por ovos que contenha a larva infectante. Seus ovos são bem característicos pois possuem oberculações (“portinhas” para o parasito sair).
Diagnóstico: ocorre através de exame parasitológico de fezes em busca de ovos.
Wuchereria bancrofti
Parasito responsável por causar elefantíase/filariose devido a obstrução dos vasos linfáticos pelas larvas. A infecção ocorre através da transmissão de larvas L3 durante a hematofagia da mosca Crysomya (mosca varejeira).
Parasitas Helmintos
Após o acasalamento dos vermes machos e fêmeas, a fêmea pari diversas microfilárias (formas embrionárias de vermes adultos) que ganham a corrente sanguínea.
Diagnóstico: Esfregaço sanguíneo analisando microfilárias.
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Ancylostoma duodenale
 
Parasitas Helmintos
Parasito responsável por causar ancilostomíase. A infecção se da pela penetração das larvas filarioides na pele. 
Diagnóstico: Ocorre através de exame parasitológico de fezes visando achar ovos. 
Mas o melhor diagnóstico seria ocorreria através das larvas pois os ovos do Ancylostoma duodenale são parecidos com o do strongyloides stercoralis e vice-versa.
Strongyloides stercoralisParasitas Helmintos
Diagnóstico: Ocorre através de exame parasitológico de fezes visando achar ovos. 
Mas o melhor diagnóstico ocorreria através das larvas pois os ovos do strongyloides stercoralis são parecidos com o do Ancylostoma duodenale e vice-versa.
Parasito causador da estrongiloidíase, a infecção se da pela penetração de larvas filarioides pela pele, geralmente por contato com solo contaminada por fezes humanas. 
Parasitas Helmintos
Strongyloides stercoralis
Ancylostoma duodenale
Parasitas Helmintos
Strongyloides stercoralis
Ancylostoma duodenale
Vestíbulo bucal é curto
Primórdio genital visível
Vestíbulo bucal é longo
Primórdio genital não visível
Larva com esôfago liso é dito que é uma larva filarioide, e larva com esôfago fragmentado é dito larva rabditoide. 
Parasitas Emergentes e Oportunistas 
Parasitos emergentes: São aqueles que não possuíam relevância médica para os seres humanos entretanto passou a ter relevância.
Ex: Babesia bovis e Cyclospora cayetamensis
Parasitos oportunistas: São aqueles parasitos que possuem alto potencial de causar a doença em pessoas imunodeprimidas, entretanto, geralmente em imunocompetentes a presença do parasito é assintomático.
Ex: Isospora belli e Cryptosporidium parvum
 
Parasitas Emergentes e Oportunistas 
Cryptosporidium parvum
Parasito responsável por causar criptosporidiose. (em 1992 houve um surto de criptosporidiose nos Estados Unidos da América). 
1 - Oocistos: Morfologia esférica de paredes grossas e resistente. É a morfologia de infeção (oocistos esporulados – aqueles que possuem 4 Esporozoítos em seu interior) que são preferencialmente encontrado em água.
2 - Esporozoitos: Morfologia com a capacidade de invasão. Invadi as células do intestino delgado e ficam alojados nas microvilosidades intestinais, dando origem aos Trofozoítos. 
3 - Trofozoítos: Os trofozoítos dão origem aos Merozoitos 1.
4 - Merozoitos 1 : Os merozoitos 1 se reproduzem de forma assexuada e invadem novas células se tornando merozoitos 2. 
Parasitas Emergentes e Oportunistas 
5 - Merozoitos 2: A partir do segundo ciclo de reprodução assexuada dos merozoitos 2, originam-se os gametas.
6 - Gametas: Os gametas realizam reprodução sexuada dando origem ao oocistos, que pode ter uns de paredes finas ou grossas. O de parede fina permanece no organismo causando reinfecção enquanto os de paredes grossas (Oócistos Esporulados) saem nas fezes.
Sintomas: Alterações no epitélio gastrointestinal, evacuação aquosa (3-10 evacuações por dia por cerca de 30 dias) e Óbito.
Oócisto Esporulado 
Os Oócistos de paredes finas se desfazem liberando os esporozoítos que invadem as microvilosidades causando reinfecção. 
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Parasitas Emergentes e Oportunistas 
Diagnóstico: É realizado um exame parasitológico de fezes utilizando o método de concentração. É utilizado um método de coloração permanente (Kinyoun) a base de fucsina, portanto o Oócistos coram-se de rosa. Pode-se utilizar a objetiva de 100x, obviamente, com óleo de imersão (isso é possível devido a coloração ser permanente).
 As vezes pode-se laudar “Oócistos fantasmas”. O médico quando entra com alguma medicação eficaz contra o parasito, há a ruptura de suas membranas portanto o corante não cora. Todavia isto é um bom prognóstico que mostra que o medicamento esta sendo eficaz.
 Pode-se congelar a amostra de fezes somente no caso se for testar ELISA para Criptosporidiose. Exceção. 
Parasitas Emergentes e Oportunistas 
Diagnóstico: Procura-se Oócistos. Laudar do seguinte jeito: Presença de Oócistos de Cryptosporidium sp.
Cryptosporidium sp: Oócsitos.
Tratamento: O tratamento ocorre através de hidratação com eletrólitos e através da administração de nitazoxanida (Único fármaco eficaz contra Cryptosporidium sp). 
Parasitas Emergentes e Oportunistas 
Cyclospora cayetemensis
Parasito responsável ciclosporose, doença muito semelhante a criptosporidiose. O Cyclospora cayetemensis tem como habitat as células intestinais. 
Sintomas: Os sintomas são os mesmos causados pelo Cryptosporidium sp. (criptosporidiose) porém de uma forma mais branda. Além disso, o ciclo é basicamente o mesmo, o que difere é que no Cyclospora cayetemensis os oócistos que saem pelas fezes não são esporulados (não-esporulados)
Parasitas Emergentes e Oportunistas 
Cyclospora cayetemensis
Diagnóstico: O Diagnóstico se da por exame parasitológico de fezes por método de concentração. Utiliza-se método de coloração kinyoun (fucsina) visando a identificação de oócistos não esporulado de Cyclospora cayetemensis, Oócistos esses que possuem cera de 8-10 Nanômetros, possui grânulos e aparência “enrugada”. 
Tratamento: O Tratamento ocorre através de hidratação(hidroeletrólitica) e através dos fármacos: Trimetropim + Sulfametoxazol.
 
Cyclospora cayetemensis: Oócisto não esporulado
Parasitas Emergentes e Oportunistas 
Isospora belli
Parasito causador da isosporose em pacientes imunodeprimidos.
Oócisto: O Oócistos nas fezes são imaturos, só passam a ser maduros quando ficam exposto ao ambiente por algum período. O humano se infecta com os Oócistos maduros que possuem em seu interior 8 esporocistos e dentro de cada esporocisto há 4 esporozoítos.
Não causa alta reinfecção e seu habitat é o duodeno (intestino delgado). 
Sintomas: semelhantes ao do Cyclospora cayetemensis, e há também Esteatorréia (gordura nas fezes).
Isospora belli
O individuo se infecta com oócisto maduros. se utiliza o método de concentração e coloração kinyoun. 
Tratamento: Trimetropim + Sulfametoxazol
Diagnóstico: Visa identificar Oócistos imaturos. 
Parasitas Emergentes e Oportunistas 
Isospora belli: Oócisto imaturo.
Parasitas Intestinais
Cistos de Entamoeba coli:
Os cistos medem entre 15 a 25 μm, são esféricos e possuem de 1 a 8 núcleos com cariossoma excêntrico. Quando presentes, os corpos cromatóides possuem extremidades afiladas . O Citoplasma de aspecto granular, podendo apresentar vacúolos de glicogênio 
Parasitas Intestinais
Trofozoitos de Entamoeba coli:
Em geral mede entre 20 e 30 μm. Possui um núcleo com cariossoma grande e excêntrico, grânulos de cromatina distribuídos irregularmente na parte interna da cariotéca, citoplasma granuloso contendo bactérias ingeridas 
Não apresentam diferença entre endoplasma e ectoplasma 
Movimentam-se lentamente em amostras frescas 
Parasitas Intestinais
Cistos de Entamoeba histolytica e Entamoeba dispar:
Contêm um, dois ou quatro núcleos, que são esférico. Possui cromatina regular e homogênea com cariossoma central, podendo apresentar corpos cromatóides com extremidades arredondadas 
Lugol
Tricrômio
Parasitas Intestinais
Trofozoitos de Entamoeba histolytica:
Núcleo com cariossoma central. O citoplasma geralmente contendo hemácias com diferença entre endoplasma e ectoplasma. 
Os trofozoitos emitem pseudópodes finos e apresentam movimentação ativa e progressiva em material a fresco 
Lugol
Tricrômio
Hematoxilina férrica
Parasitas Intestinais
Cisto imaturo de Entamoeba histolytica:
Parasitas Intestinais
Cistos de Iodamoeba Butschilli:
É um cisto esférico, medindo de 5 a 20μm Núcleo com membrana espessa e cariossoma grande e central Vacúolo de glicogênio grande. 
Parasitas Intestinais
Formas granulares e vacuolares de Blastocystis hominis:
Vacuolar: 4 a 15 μm de diâmetro, com grande vacúolo central Granular: 10 a 60μm, apresenta grânulos 
Parasitas Intestinais
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Cistos e trofozoitos de Balantadium coli:
Cistos: Ovais ou esféricos.
Trofozoítos: Coberto por cílios, contendo macronucleo (forma de feijão) e micronúcleo (esférico).
Cisto
Trofozoito
Parasitas Intestinais
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Oocisto esporulado de Isospora belli:
Oocistos de coloração avermelhado. elíptico contendo em seu interior dois esporocistos com quatro esporozoítos (oocisto maduro).
Oocisto esporulado
Oocisto não esporulado
Parasitas Intestinais
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Ovos de H.Diminuta:
Ovais-esféricos, medem aproximadamente 70μmx 60μm, sem filamentos polares 
Parasitas Intestinais
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Coleta e Preservação 
O material quando bem coletado garante cerca de 50% de um bom resultado.
O exame parasitológico de fezes (EPF) tem como objetivo avaliar a presença de parasitos que habitam o Trato Gastrointestinal. E esse exame ocorre em duas etapas principais: 
Exame macroscópico: Permite verificar a consistência das fezes, presença de elementos estranhos como sangue ou muco, além de poder avaliar a presença de vermes ou de partes deles.
Exame microscópico: Avalia a presença de Ovos ou larvas de helmintos; cistos, trofozoítos e Oócistos de protozoários.
O exame pode ocorrer de modo quantitativo, que avalia a quantidade de parasitos nas fezes para avaliar a intensidade do parasitismo e pode ocorrer de forma qualitativa, que indica somente se há ou não parasitas.
Coleta e Preservação 
Orientações gerais 
Deve-se utilizar um frasco coletor para o acondicionamento da amostra, esse frasco deve ser indicado ao paciente. Podendo ser um frasco com conservante (fornecido pelo laboratório) ou pode ser um frasco de coleta universal (disponível nas farmácias). 
No frasco deve conter: Nome do paciente, Data e local da coleta (Escrito a lápis para não borrar).
Quantidade de fezes: No caso de frascos universais completando a metade do frasco já é o suficiente. Frasco com conservante, deve ser coletado as fezes em uma proporção de 1:3 (2 pás de coleta), e nesse caso deve-se homogeneizar.
 
Orientações gerais para coleta
Transferir as fezes para o frasco coletor: Forrar o vaso sanitário com um saco plástico e defecar normalmente, ao final, transferir a porção de fezes com a pá para o devido frasco. Pode-se defecar diretamente no frasco também. Em casos de fezes diarreicas deve-se evacuar em baldes plásticos (certifique que não há resquício algum de substancias químicas no mesmo) e realizar a transferência para o devido frasco.
Qual parte das fezes devem ser transferidas ? A parte que deve ser transferida para o frasco coletor deve ser a parte com características anormais, como: Cor anormal, presença de sangue e muco.
Estruturas anatômicas macroscópicas (vermes) devem ser armazenados em frascos separados com álcool.
Pode-se deixar a pá coletora junto com as fezes no frasco.
Coleta e Preservação 
Coleta e Preservação 
Orientações gerais para coleta 
Orientar o paciente a armazenar o frasco de maneira isolada em geladeira (embrulhar com papel alumínio se possível para uma maior discrição).
Usar laxante somente se solicitado pelo médico.
O recomendável é coletar as fezes 3 dias alternados em frascos diferentes pois os parasitos podem sair de forma intermitente. 
O Tempo de entrega do material depende da suspeita clinica.
Coleta e Preservação 
Conservantes. Tem como objetivo reduzir a ação de microrganismos decompositores, preservando assim a morfologia do parasito, tornando-o reconhecível. 
Há 2 tipos de conservantes. conservante físicos e conservantes químicos. 
Conservante químico: Formol, MIF, SAF, PVA, PAF e Schaudinn. Os conservantes químicos matam os decompositores.
Conservante físico: Refrigeração 4-8 ºC, tem como objetivo reduzir o metabolismo do microrganismos decompositores. (são esses que decompõe matéria orgânica juntamente com o parasito. 
Nos casos dos frascos com conservantes, deve-se informar o paciente sobre os efeitos tóxicos do contato com conservante. Antes da coleta armazenar o frasco no alto, fora de luz e umidade, após a coleta, enquanto não se encaminha o frasco ao laboratório, manter em local com as mesmas condições citadas acima. 
Coleta e Preservação 
Conservantes.
Formol: Formol 5-10 % PA (para analise, que é diluído em solução fisiológica) é muito volátil e tóxico porém não altera as estruturas do parasito. Aumenta a densidade do parasito consequentemente ele sedimenta muito mais rápido o que inviabiliza técnicas de concentração por flutuação, entretanto, é indicado em técnicas de concentração por sedimentação. 
 O Formol não interfere com corantes como Fucsina e lugol, todavia, não é recomendável outros corantes além desses em casos de amostras conservadas por formol.
Se o objetivo é encontrar trofozoítos não se recomenda o formol.
Coprotest: Possui formol como agente conservador, o coprotest é coletor e conservador ao mesmo tempo, portanto necessita de uma técnica especifica para analise.
Coleta e Preservação 
Conservantes.
MIF: O MIF (Metiolat, Iodo, Formol) além de conservante, atua como corante (IODO). O MIF não vem totalmente pronto no frasco, é necessário realizar a mistura do Metiolat com o Formol e Iodo no ato de entrega do frasco ao paciente. Esses elementos não vem misturados visando a não precipitação do conservante (desvantagem).
SAF: O SAF (ácido acético, acetato de sódio, formol) é muito utilizado (é o 2º mais utilizado; o 1º mais utilizado é o formol), tem alta eficácia para preservação de trofozoítos, além disso, usa-se muito o SAF se o corante a ser utilizado for o Hematoxilina Férrica (corante excelente para detectar trofozoítos) pois não há interferência.
Coleta e Preservação 
Conservantes.
Schaudinn: É tóxico pois há a presença de cloreto de mercúrio, em contrapartida é o melhor de todos no quesito, conservação de trofozoítos. 
PVA: O PVA (Álcool polivinilico), comumente é utilizado juntamente com o Schaudinn e é bom para fixar na lamina.
PAF: O PAF (álcool, formol, fenol) é extremamente tóxico.
O Schaudinn, PVA e PAF são os mais tóxicos dos conservantes. Sendo os melhores conservantes o SAF e o Formol.
Em uma técnica de concentração por flutuação, a primeira opção, por não poder usar o formol (ele aumenta a densidade do parasito, fazendo com que ele se sedimente) recomenda-se o conservante físico, entretanto, uma segunda opção seria o conservante químico SAF.
Corantes
Corantes:
Os corantes são substancias utilizadas para evidenciar as estruturas do parasito ou então destacar parasito propriamente dito.
Há duas técnicas de coloração: Corantes temporários e corantes permanentes.
Corantes permanentes: Em corantes permanentes pode-se utilizar óleo de imersão juntamente com a objetiva de 100X, além de garantir uma maior qualidade de coloração, gerando vantagem. Entretanto, temos como desvantagem na utilização de corantes permanentes o custo elevado e o processo que é mais demorado.
Hematoxilina Férrica: Corante muito utilizado para protozoários intestinais. (desbota as hemácias dentro do parasito. Exemplo: Entamoeba hystolytica ).
Tricrômio: Corante muito utilizado também para protozoários intestinais, porém as hemácias dentro do parasito ficam escuras. A técnica de coloração do Tricrômio é mais fácil do que a da hematoxilina férrica. 
Corantes
Corantes:
Corantes permanentes: 
 Kinyoun: Muito utilizado para identificar oócistos. O oócisto ficam vermelho fúcsia e quando há esporozoítos em seu interior, estes marcam-se de forma escura. O fundo pode ficar esverdeado-azulado. 
Corantes Temporários:
Lugol.
Artefatos
Artefatos: Os Artefatos são resíduos encontrados nas fezes responsáveis pela identificação incorreta de trofozoitos e cistos de protozoários bem como a identificação incorreta de ovos e larvas de helmintos. Essa identificação incorreta ocorre pois os artefatos (resíduos presentes nas fezes) se assemelham muito a parasitos, recebendo até mesmo o nome de Pseudoparasitos. Entre os artefatos estão: Grãos de pólen, leucócitos, eritrócitos, células vegetais, ácaros, proteínas e entre outros.
Artefatos
Artefatos:
Gordura.
Cristal de Charcot-Leyden: São produtos da desintegração de eosinófilos e basófilos, indicando processos alérgicos e ou infecções parasitarias 
Artefatos
Artefatos:
Células epiteliais. 
Artefatos
Artefatos:
Leucócitos: Quando presente quantificar em +, ++ ou +++
Artefatos
Artefatos:
Eritrócitos.
Algas.
Artefatos
Artefatos:
Leveduras: Quando presente identificarcomo leveduras ou pseudo-hifas e quantificar em +, ++ ou +++
Artefatos
Artefatos:
Fibras musculares:
Fibra muscular não digerida: A
Fibra muscular pouco digerida: B
Fibra muscular bem digerida: D
Artefatos
Artefatos:
Vegetais:
Tecido conjuntivo: A
Espiral de vaso vegetal: B
Célula pétrea (célula vegetal): D
Artefatos
Artefatos:
Vegetais:
Esporo vegetal: 1
Amido: 2
Cutícula vegetal: 3
Pelo vegetal: 4
Artefatos
Artefatos:
Esporo vegetal: 2
Anel vascular: 3
Grumo de sabão: 4
Esporo de fruto: 5
Ovo de Ascaris lumbricoides: 1 
Métodos para Exame parasitológico de fezes
Métodos 
Escolha do método: Vale salientar que não existe um método capaz de diagnosticar, ao mesmo tempo, todas as formas parasitárias. Sendo que alguns métodos são mais gerais, permitindo o diagnóstico de vários parasitos intestinais, outros são métodos específicos, indicados para um parasito em especial.
Métodos gerais: Método de Hoffman, Pons e Janer e o os métodos de centrifugação (MIFC, Ritchie e Coprotest).
Na maioria dos pedidos de exame parasitológico de fezes (EPF), a suspeita clínica não é relatada, e o exame é feito por um dos métodos gerais, acima citados. 
Quando é solicitada a pesquisa de um parasito que exige a execução de um método específico, deve ser realizado o método específico e método geral, afim de o Exame parasitológico de fezes ficará mais completo, pois será feita a pesquisa dos vários parasitos intestinais e não apenas daquele solicitado.
Métodos 
Escolha do método: A fim de obter mais qualidade no exame parasitológico de fezes devemos sempre saber que:
algumas espécies de parasitos só são evidenciadas por técnicas especiais; 
um exame isolado, onde o resultado é negativo, não deve ser conclusivo, sendo recomendável a sua repetição com outra amostra; 
a produção de cistos, ovos ou larvas não é uniforme ao longo do dia ou do ciclo do parasito, ou seja, ele pode “sair” pelas fezes de modo intermitente. 
Métodos 
Escolha do método: Muitas vezes o número de formas parasitárias eliminadas com as fezes é pequeno, havendo necessidade de recorrer a processos de enriquecimento para concentrá-las. Que podem ser técnicas de concentração por:
Espontânea ou por centrifugação
Flutuação ou sedimentação
Existem diversas técnicas semelhantes, baseadas no mesmo fundamento (concentração do parasita), com nome diferente.
Um método será mais ou menos utilizado na rotina do exame parasitológico de fezes, quando, além de permitir o diagnóstico de vários parasitos intestinais, é também de fácil execução e Barato.
Métodos 
Formas evolutivas de helmintos que são liberadas nas fezes:
Ovos:
Taenia solium
Taenia saginata
Hymenolepis nana
Schistosoma mansoni
Ascaris lumbricoides
Trichuris trichiura
Enterobius vermicularis
Ancylostoma duodenale
Larvas:
Strongyloides stercoralis
Vermes Adultos:
Ascaris lumbricoides
Taenia sp. (proglotes)
Enterobius vermicularis
Métodos 
Formas evolutivas de Protozoários que são liberadas nas fezes:
Cistos e trofozoitos
Giardia lamblia
Entamoeba histolytica
Entamoeba dispar
Entamoeba coli
Endolimax nana
Iodamoeba bütschlii
Blastocystis hominis
Métodos 
Método direto: O método direto é um procedimento simples que permite a visualização de trofozoítos vivos.
O material para o exame será obtida diretamente da amostra fecal, sem conservante. 
Pelo motivo do método direto utilizar pouco material, sem conservante e sem método de centrifugação, há a probabilidade de dar falso-negativo.
Métodos de concentração são melhores, pois quanto mais amostra, maior sensibilidade (capacidade o exame identificar o parasito). 
Métodos 
Método direto: O método direto deve ser realizado da seguinte maneira:
Recolhe-se uma porção bem pequena e coloca-se sobre a lâmina
Adiciona-se lugol.
Homogeiniza 
Coloca lamínula
Análise em microscópio em 10 e 40X.
Métodos 
Processos de concentração: Temos os métodos de concentração por:
Sedimentação espontânea: Método de Hoffman, também conhecido como método de Lutz. Permite o encontro de ovos e larvas de helmintos e de cistos de protozoários;
Sedimentação por centrifugação: Método de Blagg (também conhecido por método de MIFC), método de Ritchie, Coprotest. Usados para a pesquisa de ovos e larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoários;
Flutuação espontânea: método de Willis. Indicado para a pesquisa de ovos leves (principalmente ancilostomídeos);
Centrífugo-flutuação: é o teste de Faust. Usado para a pesquisa de cistos e alguns oocistos de protozoários, permitindo, também, o encontro de ovos leves.
Concentração de larvas de helmintos por migração ativa, devido ao hidrotropismo e termotropismo positivos: método de Baermann-Moraes e método de Rugai. Indicados para a pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis.
Métodos 
Método de Hoffman (conhecido como método de Lutz): O método de Hoffman é um método de concentração por sedimentação espontânea, que visa basicamente, isolar cistos de protozoários, e ovos ou larvas de helmintos. 
Procedimento:
1 - Colocar aproximadamente 2g de fezes em um bequer (pode ser substituído por copo plástico descartável), com cerca de 5mL de água, e triturar bem com bastão de vidro (ou "palito de sorvete").
2 - Acrescentar mais 20mL de água.
3 - Filtrar a suspensão para um cálice cônico, por intermédio de uma tela metálica de náilon com cerca de 80 a 100 malhas por cm2 ou por intermédio de uma gaze cirúrgica dobrada em quatro (para filtrar e reter os resíduos maiores); os detritos retidos são lavados com mais 20mL de água, agitando-se constantemente com o bastão de vidro, devendo o líquido da lavagem ser recolhido no mesmo cálice.
4 - Completar o volume do cálice com água.
Métodos 
Método de Hoffman (conhecido como método de Lutz):
Procedimento:
5 - Deixar essa suspensão em repouso de 2 – 24 horas.
Bastão de vidro
Tela de náilon 
Pipeta
Cálice de Hoffman
Métodos 
Método de Hoffman (conhecido como método de Lutz): Após passar o tempo necessário para a sedimentação, deve ser coletado o sedimento. Existem duas técnicas para se colher o sedimento para exame:
Introduzir uma pipeta Pasteur com o bulbo pressionado até o sedimento contido no fundo do cálice, desapertar o bulbo da pipeta e deixar subir uma pequena porção do sedimento.
desprezar o liquido sobrenadante cuidadosamente, homogeneizar o sedimento e colher uma gota do mesmo (esse procedimento é melhor, pois a gota colhida é mais representativa do sedimento).
Colocar parte do sedimento numa lâmina com uma gota de lugol e homogenizar. 
O uso de lamínulas é facultativo. Examinar com as objetivas de 10x e 40x. Deve-se examinar, no mínimo, duas lâminas de cada amostra.
Métodos 
Método de Hoffman (conhecido como método de Lutz): O método de Hoffman é mais utilizado no quesito exame parasitológico de fezes. Possui vantagens como ser barato e ser sensível para cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos. Entretanto possui a desvantagem de ser um exame demorado (lembre-se, deve se aguardar cerca de 2 – 24 horas para a sedimentação), além disso, resta alguns resíduos o que pode atrapalhar a identificação do parasito (Pseudoparasitos).
Métodos 
Método de Ritchie: O método de Ritchie Baseia-se na sedimentação forçada pela centrifugação, que visa isolar, basicamente ovos e larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoários.
Procedimento:
1 - Em um béquer, diluir 5 gramas de amostra em 10 ml de água.
2 - Após diluir a amostra, transferir para um tubo cônico utilizando um funil filtrando a amostra passando-a pela gaze cirúrgica.
3 - Centrifugar a amostra em 1500 RMPs por 2 minutos (lembra-se de equilibrar a centrifuga).
4 - Após a centrifugação deve-se desprezar o sobrenadante e ressuspender o sedimento colocando mais 10 ml de água.
5 - Repetir o item 3 e 4 até que o sobrenadante esteja claro. 
6 - Após desprezar o ultimo sobrenadante (já claro), adicionar10 ml de formol a 10% e homogeneizar. Esperar de 10 – 20 minutos.
Métodos 
Método de Ritchie: 
Procedimento:
7 - após o descanso de 10 – 20 minutos. Adicionar 2 ml de Éter (desengordurar a amostra), agitar vigorosamente e centrifugar a 1500 RPM por 2 minutos.
8 - Após a centrifugação, desprezar o sobrenadante.
9 - colher a superfície do sedimento, colocar na lamina com uma gota de lugol. E analisar.
O método de Ritchie é um dos métodos mais recomendados, possui diversas vantagens como, é um exame de fácil e de rápida realização e é bastante sensível. Entretanto, tem a desvantagem de necessitar a centrífuga.
Métodos 
Método de Faust (conhecido como Centrífugo – flutuação): O método de Faust é indicado para pesquisa de cistos de protozoários, entretanto ovos leves de helmintos podem ser detectados algumas vezes
Procedimento:
1 - Diluir 10g de fezes em 20mL de água filtrada.
2 - Homogeneizar bem.
3 - Filtrar através de gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e transferir para um tubo de centrífuga.
4 - Centrifugar por um minuto a 2.500rpm.
5 - Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento em água (ou seja adicionar mais 10 ml de água).
6 - Repetir as operações 4 e 5 mais duas ou três vezes, até que o líquido sobrenadante fique claro.
Métodos 
Método de Faust (conhecido como Centrífugo–flutuação): Procedimento:
7 - Desprezar a água sobrenadante e ressuspender o sedimento com uma solução de sulfato de zinco a 33%, densidade de 1,18g/mL.
8 - Centrifugar novamente por um minuto a 2.500rpm.
9 - Os cistos e alguns oocistos de protozoários e os ovos leves, presentes na amostra fecal, estarão na película superficial. Recolher a película com alça de platina, colocar numa lâmina, acrescentar uma gota de lugol e cobrir com lamínula.
10 - Examinar com as objetivas de 10x e 40 x
Observação: O material deve ser examinado imediatamente, pois o contato com a solução de sulfato de zinco pode deformar as formas parasitárias, especialmente os cistos de protozoários.
Métodos 
Método de Willis: A técnica de Willis, visa, basicamente a pesquisa de ovos leves de helmintos, principalmente de ancilostomídeos.
Procedimento:
1 - Colocar 10g de fezes em um béquer. 
2 - Diluir as mesmas em solução saturada de açúcar ou sal (NaCl).	
3 - Completar o volume até a borda do frasco (formara um menisco positivo).
4 - Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato com o líquido.
5 - Deixar em repouso por cinco minutos.
6 - Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, voltando a parte molhada para cima.
7 - Levar ao microscópio e examinar com objetiva de 1ox e 40x. 
Métodos 
Método para demonstração de larvas de helmintos: O método para a demonstração de larvas de helmintos, serve, obviamente para a avaliação de larvas de helmintos se baseado no hidrotropismo e termotropismo das larvas.
 para a realização de métodos para demonstração de larvas de helmintos é necessário amostra de fezes frescas e sem uso de conservantes
A principal técnica utilizada para esse método é a do Baermann-Moraes.
Métodos 
Método de Baermann-Moraes: O método de baermann-Moraes é um método que detecta larvas vivas através do hidrotropismo e termotropismo positivo (ou seja, as larvas se desprendem das fezes e migram em direção a água quente). Usualmente é utilizado para detectar larvas de Strongyloides stercoralis, podendo também ser observada larvas de ancilostomídeos (Geohelmintos). 
Nesse método é importante redobrar os cuidados a fim de evitar contaminação no laboratório pois as larvas filarioides do Strongyloides stercoralis é capaz de penetrar pela pele.
Métodos 
Método de Baermann-Moraes:
Procedimento:
1 - Utilizar 8 a 10g de fezes.
2 - Colocar numa gaze dobrada em quatro ou em uma peneira.
3 - Colocar o material assim que preparado sobre um funil de vidro, contendo um tubo de borracha (Borracha de garrote) conectado a extremidade inferior de sua haste.
4 - Obliterar (deixar pressionada) o tubo de borracha com uma pinça de Hoffhan e adicionar, ao funil, água aquecida (45°C) em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes.
Métodos 
Método de Baermann-Moraes:
Procedimento:
5 - Deixar uma hora em repouso.
6 - Findo esse tempo, colher 5 a 7mL da água, em vidro de relógio ou em tubo cônico de centrifugação.
7 - Caso colha em tubo cônico Centrifugar a 1.000rpm por um minuto.
8 - Colher o sedimento, sem desprezar o liquido sobrenadante e examinar ao microscópio (10x). Caso se detecte a presença de larvas, essas deverão ser coradas com lugol e observadas com a objetiva de 40x, para identificação.
9 - Pode-se analisar diretamente caso decida coletar pelo vidro de relógio.
Métodos 
Método de Rugai: O método de rugai se baseia no de hidrotropismo e termotropismo visando a pesquisa de larvas presentes em fezes frescas. Basicamente de Strongyloides stercoralis e ancilostomídeos. O método de Rugai é diferente do método de Baermann-Moraes, entretanto, ambos possuem o mesmo objetivo, que é a pesquisa de Strongyloides stercoralis e ancilostomídeos, além do mais o método de Rugai é relativamente mais fácil.
Procedimento:
 1 - Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em uma gaze dobrada em quatro, fazendo uma pequena "trouxa".
 2 - Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada para baixo, num cálice de sedimentação, contendo água aquecida (45°C), em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes.
 3 - Deixar uma hora em repouso.
 
Métodos 
Método de Rugai: 
Procedimento:
 4 - Retirar cuidadosamente a trouxa
 5 - Colher o sedimento no fundo do cálice, com a ajuda de uma pipeta.
 6 - Examinar no microscópio, com a objetiva de 10x.
 7 - Corar as larvas com o lugol e observá-las com o maior aumento, para identificação.
 
Métodos 
Método de Kato-Katz: A técnica de Kato-Katz Permite a identificação e a quantificação por grama de fezes das infestacoes por alguns helmintos (Ascaris lumbricoides, Schistosoma mansoni, Trichuris trichura, Taenia sp, Enterobios vermiculares e Strongyloides stercoralis).
Procedimento:
 1 - Preparar uma solução de verde malaquita (essa solução tem a finalidade de conservar as fezes e clarificar as formas parasitárias), de acordo com a seguinte fórmula: Glicerina 100mL, Água destilada 100mL, Verde-malaquita a 3% 1 mL
 2 - Cortar papel celofane semipermeável em pedaços de 2,4cm por 3,0cm e deixá-los mergulhados na solução de verde malaquita por pelo menos 24 horas.
 3 - Colocar, sobre um papel higiênico, uma porção da amostra de fezes frescas sem conservantes.
 4 - Comprimir as fezes com um pedaço de tela metálica ou similar de náilon. Nesta malha passam ovos de helmintos e detritos menores do que eles.
Métodos 
Método de Kato-Katz: 
Procedimento:
 5 - Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e transferi-las, com o auxílio de um palito, para o orificio (6mm de diâmetro) de um cartão retangular de plástico, colocado sobre uma lâmina de microscopia.
 6 - Após encher completamente o orificio, retirar o cartão, cuidadosamente, deixando sobre a lâmina de vidro.
 7 - Cobrir as fezes com a lamínula de papel celofane embebida na solução de verde malaquita, inverter a lâmina, sobre uma folha de papel absorvente e comprimi-la.
 8 - Aguardar uma a duas horas e examinar ao microscópio, contando todos os ovos presentes na preparação.
 9 - O número de ovos encontrados no esfregaço fecal, multiplicado por 23, corresponderá ao número de ovos por grama de fezes (OPG).
 
Métodos 
Técnicas especificas: As técnicas especificas são solicitadas por médicos em situações em qual ele já levantou a hipótese de qual parasita esta associado ao paciente. Por exemplo, temos a técnica de Graham e a Tamisação.
Teste de Graham: O teste de Graham é utilizado na pesquisa de ovosde Enterobios vermicularis.
Procedimento:
 1 - Com auxílio de um tubo de ensaio, fazer pressão com uma fita gomada transparente (parte colante) sobre o ânus e região perianal.
 2 - Colar a fita em lâmina e observar ao microscópio.
 
Métodos 
Técnica de Tamisação: A técnica de tamisação consiste em colocar a amostra fecal em uma peneira metálica (tamis) e levála em uma pia utilizando um jato de água corrente. Este processo é utilizado para encontrar e diferenciar proglotes de Taenia solium e Taenia saginata. Ocasionalmente podem ser encontrados vermes adultos de Ascaris lumbricoides, Enterobios vermicularis e de ancilostomídeos.
O paciente deve coletar todo o material da evacuação e armazenar em um recipiente apropriado, no qual o laboratório irá indicar. Vale salientar que a amostra não devera estar submetida a nenhum tipo de conservante químico.
Após ser encontrada a proglote deverá ser feita uma técnica chamada de clarificação. A técnica de clarificação permite que seja visualizada o útero no interior da proglete, e através do útero é possível diferencia a Taenia solium da Taenia saginata. 
Métodos 
Técnica de Clarificação: São utilizados dois métodos para a clarificação, O do ácido acético glacial e o da tinta da China (nanquin).Em uma placa de Petri contendo ácido acético glacial, colocar as proglotes a serem identificadas deixando-as por 15 a 20 minutos. Após este tempo comprimi-las entre duas lâminas. E examinar em microscópio de luz.
O médico pede a tamisação para diferenciar as espécimes de taenias, tendo em vista que, se o individuo estiver com teníase causada por taenia solium, pode ser eliminados ovos de taenia pelas fezes, gerando um enorme potencial de infecção. E lembra-se a ingesta de ovos de Taenia Solium causa Cisticercose.
Métodos 
Laudo final: Reportar todos os parasitas encontrados sempre com os nomes científicos. E deve estar grifados, ou em itálico, ou em negrito. Deve-se também colocar o estágio de diagnóstico identificado
Exemplo:
Foram encontrados:
Ovos de Hymenolepis nana 
Ovos de Hymenolepis nana
Ovos de Hymenolepis nana 
Larvas de Strongyloides stercoralis
Larvas de Strongyloides stercoralis
Larvas de Strongyloides stercoralis
Métodos 
Laudo final: Reportar o método utilizado e Reportar número de amostras analisadas:
Exemplo: “resultado positivo ou negativo e na Obs. o nº de amostras”
Reportar parasitas que não foram diferenciados
Ex. cistos de Entamoeba histolytica /dispar
E para para ausência de parasitos, reportar:
Exemplo:
 “Negativo - Não foram visualizadas formas diagnósticas de parasitas”
Ou
 “Negativo - Não foram visualizadas formas diagnósticas de parasitas, na amostra enviada