Apostila de qualidade ambiental

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1 
 
 
Departamento de Recursos Hídricos e Saneamento 
Núcleo de Engenharia Ambiental e Sanitária 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MANUAL DE ANÁLISES 
LABORATORIAIS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2019 
2 
 
ÍNDICE 
 
PROCEDIMENTO HABITUAL DE SEGURANÇA APLICADO AOS LABORATÓRIOS DA 
ENGENHARIA AMBIENTAL E SANITÁRIA....................................................................................... 
 
3 
PRINCIPAIS VIDRARIAS UTILIZADAS.............................................................................................. . 4 
FÓRMULAS IMPORTANTES................................................................................................................. 7 
TABELA PERIÓDICA............................................................................................................. ................. 8 
UNIDADES DE MEDIDAS.......................................................................................................... ............ 9 
CONCEITOS BÁSICOS DE MEDIÇÃO.................................................................................................. 10 
REQUISITOS PARA PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS...................................................................... 12 
RECIPIENTE DE COLETA ..................................................................................................................... 13 
LAVAGEM DE RECIPIENTES....................................................................................................... ........ 13 
LOCAL E FORMA DE COLETA...................................................................................................... ....... 13 
PH – CONCENTRAÇÃO DO ÍON HIDROGÊNIO................................................................................. 15 
CONDUTIVIDADE................................................................................................................ .................. 16 
TURBIDEZ................................................................................................................................. ............... 17 
COR………................................................................................................................................................
.. 
18 
ACIDEZ....................................................................................................................... ...............................
. 
20 
ALCALIDADE TOTAL......................................................................................................................... .... 23 
ALCALINIDADE RIPLEY E ÁCIDOS VOLÁTEIS.............................................................................. .. 27 
DUREZA………........................................................................................................................................
.. 
29 
SÓLIDOS TOTAIS, FIXOS E VOLÁTEIS.................................................................................. ........;.... 32 
OXIGÊNIO DISSOLVIDO (OD)..................................................................................................... ......... 36 
DEMANDA BIOQUÍMICA DE OXIGÊNIO (DBO)............................................................................... 40 
DQO MÉTODO COLORIMÉTRICO..................................................................................................... ... 44 
DQO MÉTODO TITULOMÉTRICO........................................................................................................ 45 
NITROGÊNIO TOTAL (ORGÂNICO + AMONIACAL) - MÉTODO KJELDHAL.............................. 48 
NITRATO (Standard Methods)........................................................................................................... ...... 52 
NITRATO (Método de Yang)………………………………………………………………………….. 54 
NITRITO....................................................................................... ............................................................. 46 
FÓSFORO TOTAL ............................................................................................. .................................... 57 
FOSFATO...................................................................................................................... .............................
.......... 
60 
CLORETOS............................................................................... .................................................................
......... 
61 
FERRO TOTAL.................................................................................................................. ....................... 64 
MANGANÊS..................................................................................................................... .........................
..... 
68 
COMPOSTOS FENÓLICOS…………………………………………………………………………….. 71 
AGENTES TENSOATIVOS (DETERGENTES).........................................................………………… 74 
COLIFORMES TOTAIS E FECAIS.......................................................................................................... 76 
ÓLEOS E GRAXAS................................................................................................................................. .. 83 
CLOROFICA a.................................................................................................................. ......................... 84 
BIBLIOGRAFIA…………………………………………………………………………………………
.…… 
86 
PADRONIZAÇÃO DE SOLUÇÕES……………………………………………………….…………… 89 
CONVERSAO DE NORMALIDADE PARA MOLARIDADE……...............………………………… 92 
CÁLCULO DO EQUIVALENTE GRAMA.............................................................................................. 93 
 
3 
 
PROCEDIMENTO HABITUAL DE SEGURANÇA APLICADO AOS 
LABORATÓRIOS DA ENGENHARIA AMBIENTAL E SANITÁRIA 
 
 Use sempre óculos de segurança e avental (jaleco), de preferência de algodão, 
longo e de mangas longas. 
 Não use saias, bermudas ou calçados abertos. Pessoas que tenham cabelos 
longos devem prendê-los. 
 Não trabalhe sozinho, principalmente fora do horário de expediente. 
 Não fume, coma ou beba nos laboratórios. Lave bem as mãos antes de deixar o 
recinto. 
 Ao ser designado para trabalhar em um determinado horário, é imprescindível o 
conhecimento da localização dos acessórios de segurança. 
 Antes de usar reagentes que não conheça, consulte a bibliografia adequada e 
informe-se sobre como manuseá-los e descartá-los. 
 Não retorne reagentes aos frascos originais, mesmo que não tenha sido usado, e 
evite circular com eles pelo laboratório. 
 Não use nenhum equipamento sem que tenha sido treinado ou autorizado a 
utilizar. 
 Certifique-se da voltagem, amperagem e potência tensão dos equipamentos antes 
de conectá-los a rede elétrica. Quando não estiver em uso, os aparelhos devem 
permanecer, além de desligados, desconectados da tomada. 
 Use sempre luvas de isolamento térmico ao manipular material quente. 
 Nunca pipete líquidos com a boca; use bulbos de borrachas (peras) ou trompas 
de vácuo. 
 Cada resíduo gerado deve ser descartado nos frascos apropriados rotulados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
PRINCIPAIS VIDRARIAS UTILIZADAS 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
6 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
FÓRMULAS IMPORTANTES 
 
 
TIPO DE 
CONCENTRAÇÃO 
FÓRMULA UNIDADE 
Concentração Comum 
 
 
g/mL 
Molaridade 
 
 e 
 
mol/L 
Número De Mol 
 
 
mol 
Título 
 ou 
 
adimensional 
Percentual 
 
 
 
% 
Concentração, título e 
densidade 
 
 
 
g/mL 
Densidade, Concentração E 
Títulog/mL 
Fração Molar 
 
 
adimensional 
Normalidade 
 
 
N 
Equivalente-grama 
 
 
g 
Diluição 
 
- 
Mistura de solução de 
mesmo soluto 
 
 
 
- 
Mistura de solução de 
solutos diferentes 
 
 
 
- 
8 
 
 
 
 
 
 
9 
 
 
UNIDADES DE MEDIDAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
CONCEITOS BÁSICOS DE MEDIÇÃO 
 
 
O resultado de uma análise química é função direta do cuidado, da manipulação 
e da correta aplicação da metodologia analítica, no qual pequenos descuidos podem 
significar grandes erros, sobretudo, em determinação de parâmetros em amostras com 
concentração da ordem de miligrama por litro. 
Dessa forma, é necessário o preparo técnico para se proceder a uma análise, e o 
uso de equipamentos e vidrarias apropriadas e em boas condições. 
Uma das mais comuns fontes de erros encontra-se no preparo ou na manipulação 
das vidrarias volumétricas empregadas nas análises, são erros primários, que, uma vez 
evitados, podem significar um aumento do grau de confiabilidade do resultado. Entre os 
procedimentos que auxiliam a evitar esses tipos de erros, pode-se citar: 
 
• Temperatura: a capacidade de uma vidraria volumétrica varia com a temperatura, 
logo, deve-se utilizá-las sempre em temperaturas próximas à aferição. Da mesma forma, 
a densidade do líquido também varia com a temperatura, portanto, deve-se utilizá-los 
somente em temperatura ambiente; 
 
• Limpeza da vidraria: presença de material gorduroso pode aumentar o erro na leitura 
devido a má formação do menisco, além do que, tal “sujeira” pode servir como 
interferente, alterando o valor do resultado da análise. 
 
• Ajuste do menisco: deve-se tomar muito cuidado com o erro de paralaxe: o menisco 
deve estar posiciona de maneira que sua parte inferior tangencie horizontalmente a parte 
superior da linha do líquido, tendo a linha da visão no mesmo plano. 
 
 
• Ajuste da capacidade volumétrica: tanto em provetas, balões volumétricos ou 
buretas, deve-se tomar os cuidados mencionados nos itens anteriores, à fim de se evitar 
a ocorrência de desvios no resultado final. 
 
• Pipetas volumétricas e graduadas: deve-se utilizar uma pêra para sucção, devendo-
se passar alguns milímetros acima da linha de graduação final, em seguida, deve-se 
secar a ponta da pipeta com papel higiênico, e ajustar o menisco. Feito isso, pode-se 
transferir o volume para outro frasco. Existem dois tipos de pipetas: 
 Pipetas volumétricas de sopro: possuem dois traços horizontais na porção 
superior, e no momento da transferência do líquido pipetado para outro frasco, deve-se 
“expulsar” o volume restante que permanece na ponta da pipeta, uma vez que ele, nesse 
tipo de pipeta, é considerado parte integrante do volume total pipetado; para tanto, deve-
se utilizar a pêra de sucção para “soprar” esse volume para o frasco. 
Pipetas volumétricas comuns: apresentam apenas um traço horizontal na porção 
superior, deve ser desconsiderado o volume restante na ponta da pipeta a final do 
escoamento, ou seja, não deve-se “soprar” esse volume para o frasco; para tanto, deve-
11 
 
se apenas encostar a ponta da pipeta até o término do escoamento e permanecer por 
alguns segundos após esse momento. 
 
• Limpeza da vidraria: toda a aparelhagem de vidro ou de plástico empregada na 
análise ou na preparação de reagentes deverá ser perfeitamente limpa, livre de 
substâncias estranhas ao processo, caso contrário, os resultados não ofereceram uma boa 
confiabilidade. Para tanto, existem várias técnicas de limpeza de vidrarias, às quais se 
destacam: 
 
 Detergentes: Após a lavagem da vidraria com o detergente, é essencial que se 
enxague com água em abundância para se remover os resquícios do detergente, e em 
seguida, enxaguar com água destilada. 
 
 Solução de ácido nítrico 1:1: trata-se de uma solução indicada para a limpeza de 
vidrarias impregnadas pela análise de metais, ou no preparo de frascos para coleta de 
amostras para análise de metais. 
 
Preparo da solução de lavagem: 
1. Deve-se misturar 500ml de ácido nítrico 500ml de água destilada 
2. Acondicionar em frasco devidamente rotulado. 
Observações: cada material deverá ter sua análise adequada à análise para qual será 
destinado; deixar a vidraria em molho por muito tempo em solução ácida de lavagem 
pode danificar as marcas de identificação e graduação originais de fábrica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12 
 
REQUISITOS PARA PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS 
 
 
É de fundamental importância respeitar os procedimentos e prazos para a 
preservação de amostras, para garantir a qualidade dos resultados analíticos. Os 
requisitos para os parâmetros analisados mais frequentemente estão listados a seguir (do 
Standard Methods). 
 
Parâmetro Frasco1 
Volume 
mínimo de 
amostra em 
mL 
Forma de Preservação
2 
Tempo de 
armazenagem máximo 
recomendado / 
permitido 
Alcalinidade P, V(B) 200 Refrigerar 24 h / 14 d 
DBO P, V 1000 Refrigerar 6 h / 48 h 
DQO P, G 100 
H2SO4 até pH < 2 e 
refrigerar 
7 d / 28 d 
Cloretos P, V 50 Nenhuma 28 d 
Clorofila P, V 500 30 d no escuro 30 d 
Cor P, V 500 Refrigerar 48 h / 48 h 
Condutividade P, V 500 Refrigerar 28 d / 28 d 
Dureza, Ca, Mg P, V 100 HNO3 até pH < 2 6 meses / 6 meses 
Fosfato V(A) 100 
Fosfato dissolvido – 
filtrar imediatamente; 
refrigerar 
48 h 
Fósfoto total V(A) 100 
H2SO4 até pH < 2 e 
refrigerar 
28d 
Metais 
(Fe, Mn, Na) 
P(A), 
V(A) 
500 
Metal dissolvido – 
filtrar imediatamente; 
HNO3 até pH < 2 
6 meses / 6 meses 
Kjeldahl Total P, V 500 
H2SO4 até pH < 2 e 
refrigerar 
7 d / 28 d 
Nitrato + Nitrito P, V 200 
H2SO4 até pH < 2 e 
refrigerar 
48 h / 48 h 
Oxigênio 
dissolvido 
DBO, 
V 
300 Analisar imediatamente 8 h / 8 h 
pH P, V 50 Analisar imediatamente 2 h 
Sólidos P, V 
200 
 
Refrigerar 7 d 
Sólidos 
sedimentáveis 
 1000 
Turbidez P, V 100 Refrigerar no escuro 24 h / 48 h 
1
Frasco: P – plástico (polietileno ou equivalente); V – vidro; P(A) ou V(A) – enxaguado 
com HNO3 50%; V(B) – borossilicato. 
2
 Refrigerar = estocar a 4 ºC, no escuro 
 
13 
 
RECIPIENTE DE COLETA 
 
 Vidro: pode ser de borossilicato ou outro tipo de vidro quimicamente inerte, com 
tampa esmerilhada, à prova de vazamento. Devem ser usados, em alguns casos frascos 
de vidro âmbar; 
 Plástico: pode ser de polietileno, polipropil eno ou policarbonato (ABNT, 1987). 
 
LAVAGEM DE RECIPIENTES 
 
 Lavar e escovar o frasco e a tampa com detergente neutro e escovar o frasco 
internamente; 
 Enxaguar o frasco e a tampa três vezes com água de torneira; 
 Em análise microbiológica os frascos devem ser limpos e esterilizados (estufa 170  
10ºC por, no mínimo, 1 h); 
 Enxaguar o frasco e a tampa três vezes com água destilada e/ou deionizada; 
 Deixar os frascos e as tampas invertidos para escoar a água (ABNT, 1987). 
 
 
LOCAL E FORMA DE COLETA 
 
 2 a 3 litros são suficientes para a maioria das análises físicas e químicas; 
 As amostras podem ser coletadas no meio do riacho a uma profundidade média. 
 No momento da coleta enxaguar o recipiente de 2-3 vezes na água a ser coletada 
(exceto para análise de óleos e gorduras); 
 Mergulhar o recipiente de boca para baixo e virá-lo lentamente no sentido contra-
corrente (ABNT, 1987). 
 
 
Forma de coleta 
 
 Deve-se evitar amostragem em: 
 Locais de estagnação; 
 Margens internas de curvas; 
 Áreas de refluxo; Zonas de mistura do efluente com o corpo d’água receptor. 
 
14 
 
 
Zona de mistura Curva interna de rio 
 
 Para coleta de amostras em registros e torneiras, deixar a água escoar pela tubulação 
por pelo menos 2 a 3 minutos antes da coleta; 
 Coleta em lagos e represas devem ser planejadas de forma a representar toda área 
alagada e a diferentes profundidades (ABNT, 1987). 
 
 
 
 
Planejamento de coleta de amostras em lagos e reservatórios. 
Fonte: ABNT, 1987. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
15 
 
pH – CONCENTRAÇÃO DO ÍON HIDROGÊNIO 
(Standard Methods 4500H
+ 
B p.4-87 20ªed) 
 
A determinação do pH está associada à acidez ou à alcalinidade da água. A 
concentração de íons de hidrogênio em solução é calculada pela Equação 1.1. 
 
 pH = log {1/ [H
+
]} (1.1) 
 
Os valores de pH variam em uma escala de 0 a 14, sendo o intervalo de 0 a 7 
referente a pH ácido e o intervalo de 7 a 14 referente a pH básico. Essa variação está 
associada à quantidade de íons hidrogênio presente na água. Quando o pH=7, a 
solução/amostra é neutra. O conhecimento do potencial hidrogênio de uma água permite 
o monitoramento do poder de corrosão, da quantidade de reagentes necessário à 
coagulação, do crescimento de microorganismos, do processo de desinfecção, que tem a 
finalidade de reduzir o nível de microorganismos e se a água em relação ao pH se 
enquadra dentro das legislações pertinentes. 
De acordo com a legislação federal (Resolução nº 357 do CONAMA, de março 
de 2005), que permitem moderados afastamentos do valor de pH = 7,0, tomado como 
referência, o valor de pH é também um resultado importante para a composição dos 
chamados “índices de qualidade de águas”. Os critérios de proteção à vida aquática 
fixam o pH entre 6 e 9 para Ministério da Saúde esses valores são de 6,0 e 9,5, esses 
valore são recomendados para o abastecimento público segundo a Portaria 518/2004 do 
Ministério da Saúde. 
 
Materiais e reagentes 
 
 Peagâmetro 
 Béquer de 100 mL 
 Água destilada 
 Papel absorvente 
 Soluções de tampões-padrão (pH 4, 7 e 10) 
 
Procedimento 
 
O peagâmetro é o equipamento laboratorial mais utilizado para se determinar o 
valor do pH. Esse aparelho é calibrado por meio de soluções padrões, feitas pelo 
laboratorista e, deve ser manuseado de acordo com as instruções de cada fabricante. 
 Ligue o aparelho e deixe-o em aquecimento por 20 minutos. 
 Calibre-o de acordo instruções de cada fabricante. 
 Fazer a leitura das amostras, sempre lavando o eletrodo com água destilada e 
enxugando-o com papel absorvente, após a medida de pH de cada amostra. 
 
 
Referencias bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
16 
 
CONDUTIVIDADE 
(Standard Methods 2510B p.2-46 20ªed) 
 
Condutividade é a medida da habilidade de uma solução aquosa de transportar 
corrente elétrica, dependendo das quantidades, características e concentrações dos íons 
presentes e da temperatura. 
Condutivímetro: aparelho usado para medir condutividade. 
O método proposto é baseado na medição direta da condutividade da amostra. O 
impulso elétrico é gerado pelo condutivímetro, transmitido para a célula de 
condutividade, e retorna ao aparelho. A diferença entre o potencial gerado e o recebido 
será processada e o valor informado como condutividade. 
 
Materiais 
 
 Béquer 
 Condutivímetro 
 Papel absorvente 
 Água destilada 
 
Procedimentos 
 
 Ligar o aparelho no botão liga/desliga e deixá-lo por 10 minutos para estabilizar. 
 Calibrar o aparelho. 
 Após terminar a calibração, introduzir o eletrodo dentro do líquido a ser medido. 
 Anotar o valor da condutividade do líquido indicado. 
 Lavar o eletrodo com água deionizada e secar com papel absorvente macio. 
 
Obs.: Na troca de amostra para uma posterior leitura, deve-se lavar o eletrodo com água 
destilada para evitar contaminações. Terminado o procedimento lava-se o eletrodo 
novamente, secando-o com o papel absorvente antes de guardar o aparelho. A unidade 
de leitura é µS/cm (microsiemens/cm). 
 
Obs. Para se determinar a Salinidade da amostra, basta multiplicar o valor encontrado 
na condutividade por: 
 
Condutividade em μS cm-1 x 0,64 mg L-1 
Condutividade em mS cm
-1
 x 0,40 mg L
-1 
 
Preparo de reagentes 
 
Solução padrão KCl 0,01M (1412 µS cm
-1
) = Dissolver 745,6 mg KCl anidro em água 
deionizada e diluir a 1000 ml em balão volumétrico a 25
o
C. 
 
 
Referencias bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
17 
 
TURBIDEZ 
(Método nefelométrico 2130B- Standard Methods p.2-9 20ªed) 
 
A turbidez representa o grau de interferência da passagem da luz através da água 
conferindo-a uma aparência turva. Os constituintes responsáveis são os sólidos 
suspensos originados de partículas de rochas, argila, silte, materiais orgânicos 
provenientes do lixo, despejos domésticos e/ou industriais, erosão, algas e outros 
microrganismos. Esse parâmetro pode trazer inconvenientes sanitários diretos e é 
esteticamente desagradável na água potável. Os sólidos suspensos podem servir de 
abrigo para microrganismos patogênicos (diminuindo a eficiência da desinfecção). O 
excesso de turbidez pode prejudicar a fotossíntese em mananciais. 
A determinação da turbidez pelo método nefelométrico é adotado nas atividades 
de controle de poluição de água e de verificação do parâmetro físico nas águas 
consideradas potáveis. O método é baseado na comparação da intensidade de luz 
espalhada pela amostra em condições definidas, com intensidade da luz espalhada por 
uma suspensão considerada padrão. Quanto maior a intensidade da luz espalhada maior 
será turbidez da amostra analisada. O turbidímetro é o aparelho utilizado para a leitura, 
este aparelho é constituído de um nefelômetro, sendo a turbidez expressa em unidades 
nefelométricas de turbidez (UNT). 
As amostras para análise de turbidez devem ser coletadas em frascos de plástico 
ou vidro. Recomenda-se que as análises sejam realizadas num período máximo de 24 
horas, as amostras devem ser guardadas no escuro. 
 
Material 
 
 Turbidímetro 
 Tubo para amostra, de vidro incolor 
 Papel absorvente 
 Água destilada 
 
Procedimento 
 
 Calibrar o aparelho. 
 Colocar a amostra a ser analisada no tubo, evitando a formação de bolhas, até quase 
o gargalo. Fechar o tubo e limpá-lo com papel absorvente macio. 
 Inserir o tubo na câmara e fechá-la. 
 Fazer a leitura e anotar o valor em UNT. 
 
 
TURBIDEZ (UNT) = A X F 
 
A = leitura da amostra e F = Fator da diluição 
 
 
Referencias bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
18 
 
COR 
(Standard Methods 2120C p.2-3 20ªed) 
 
Os constituintes responsáveis pela coloração da água são os sólidos dissolvidos 
que originam da decomposição da matéria orgânica (vegetais, ácidos húmicos e 
fúlvicos), o ferro e o manganês e outros provenientes da constituição das rochas e ainda 
de resíduos industriais e agroindustriais, de depósitos de lixo e de esgotos domésticos. 
Esse parâmetro quando anormal pode diminuir a confiabilidade dos 
consumidores. Além disso, a água contendo a matéria orgânica dissolvida pode gerar 
produtos potencialmente cancerígenos (trihalometanos, ex.: clorofórmio) e podem 
apresentar toxidez e ainda doenças de veiculação hídrica. 
A cor natural da água se deve a uma variedade grande de substâncias e,portanto, 
tem-se adotado um padrão arbitrário para sua quantificação. A mistura de cloroplatinato 
de potássio (K2PtCl6) e cloreto de cobalto (CoCl2) resulta numa solução de cor parecida 
com a produzida pelas substâncias naturais dissolvidas na água. A cor produzida por 1 
mg L
-1
 Pt, na forma de K2PtCl6, é definida como uma unidade de cor, ou unidade Hazen 
(UH). A tonalidade da cor é, tipicamente, ajustada pela adição de CoCl2. De uma 
solução padrão estoque de 500 UH, prepara-se uma série de diluições, em tubos iguais 
(conhecidos como tubos Nessler). A cor das amostras pode ser quantificada por 
comparação visual com esses padrões de trabalho. 
Para análises de rotina, costuma-se utilizar um sistema proprietário de discos de 
cor padronizados para a comparação visual. É importante padronizar os discos contra a 
solução de Pt, uma vez que os mesmos podem sofrer alterações de cor com o tempo. 
Para um trabalho mais preciso, a cor pode ser lida em espectrofotômetro, a 465 nm. 
 
Materiais e reagentes 
 
 Aparelho de comparação visual ou espectrofotômetro a 380nm 
 Tubos tipo Nessler ou cubetas de vidro 
 Papel absorvente 
 Centrífuga ou conjunto de filtração à vácuo 
 Solução padrão de cloroplatinato de potássio / cloreto de cobalto 
 Ácido sulfúrico 
 Hidróxido de sódio 
 
Procedimento 
 
 Medir o pH da amostra. Para fins de pesquisa, ajustar o pH a 7,6 pela adição de ácido 
sulfúrico (H2SO4) ou hidróxido de sódio (NaOH), em concentração suficiente para 
evitar um aumento de mais de 3% no volume da amostra. 
 
Comparação espectrofotométrica 
 
Curva de calibração - Para a comparação espectrofotométrica, preparar uma série de 
diluições em balões volumétricos, conforme segue (sugestão): 
 
 
 
 
 
19 
 
Cor (UH) Volume (mL) solução padrão (500 UH) Volume H2O (mL) 
25 2,5 47,5 
50 5,0 45,0 
100 10,0 40,0 
250 25,0 25,0 
500 50,0 0 
 
 Zerar o espectrofotômetro, ajustado a 38nm ou a 465nm com água destilada 
(branco). 
 Transferir uma alíquota de cada padrão para a cubeta de vidro limpa. Verificar a 
ausência de bolhas de ar e ler a absorbância a 380 nm ou 465nm. 
 Construir a curva de calibração de concentração dos padrões de cor versus 380 nm 
ou 465nm. 
 Encher a cubeta com as amostras, evitando a introdução de bolhas de ar. Ler e 
converter a cor, por interpolação da curva padrão. 
 Reportar resultados de cor em números integrais, com a precisão a seguir: 
 
UH Precisão, unidades 
1-50 1 
51-100 5 
101-250 10 
251-500 20 
 
Obs.: Deve-se distinguir entre cor aparente e cor verdadeira. No valor da cor aparente 
pode estar incluída uma parcela devido à turbidez da própria água. Quando esta é 
removida por centrifugação ou filtração, obtém-se a cor verdadeira. 
 
 
 
 
 
Para cor verdadeira 
 
Obs.: Centrifugar ou filtrar a amostra, ler a absorbância em espectrofotômetro e obter a 
cor verdadeira pela equação ajustada à curva padrão. 
 
Preparo de reagentes 
Solução padrão (500 UC ou UH) – Dissolver 1,246 g K2PtCl6 (equivalente a 500 mg Pt) 
e 1,00 g CoCl2.6H2O (equivalente a 250 mg Co) em água destilada e 100 ml de ácido 
clorídrico (HCl) concentrado e diluir até 1000 ml com água destilada. Esta solução 
padrão estoque contém 500 unidades de cor (UH). Proteger os padrões contra 
evaporação e contaminação quando não estão sendo utilizados. 
 
Referências bibliográficas 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
20 
 
ACIDEZ 
(Standard Methods 2310B p.2-24 20ªed) 
 
Acidez total representa o teor de dióxido de carbono livre, de ácidos minerais, de 
ácidos orgânicos e sais de ácidos fortes, os quais na hidrólise produzem íons de 
hidrogênio para a solução. 
Águas naturais, em geral, têm uma reação alcalina, porém, acidez não é 
necessariamente indesejável. A importância na determinação da acidez se prende ao fato 
de que sua variação brusca pode caracterizar o lançamento de algum resíduo industrial. 
Como já citado, a maioria das águas é considerada alcalina, embora possa conter 
gás carbônico, ou seja, a água pode apresentar ao mesmo tempo acidez e alcalinidade. 
O gás carbônico será o responsável pela acidez das águas naturais. Já a acidez 
mineral e acidez orgânica são resultantes de resíduos industriais. A acidez apresenta 
como inconveniente a corrosividade, em função deste fato, ressalta-se que uma água 
utilizada na indústria deve apresentar um pH acima de 8,3, pois acima deste pH não 
existe mais gás carbônico, reduzindo sua agressividade. 
 
 
Materiais e reagentes 
 
 Erlenmeyers 100 mL 
 Provetas graduadas de 50 mL 
 Béqueres de 50 mL 
 Pisseta 
 Suporte de bureta 
 Funil 
 Hidróxido de sódio 0,01M padronizado 
 Biftalato de potássio (para padronização) 
 Fenolftaleína 
 
Padronização do NaOH 0,01M 
 
 Pese cuidadosamente uma massa de aproximadamente 0,04g do padrão primário 
(ftalato ácido de potássio, massa molar: 204,21 g/mol) previamente seco em estuda por 
2h a 120°C. 
 Anote o valor desta massa. 
 Usando um erlenmeyer dissolva essa massa em 20,0 mL de água destilada (medidos 
em pipeta). Adicione à solução de ftalato ácido de potássio 3 gotas do indicador 
fenolftaleína. 
 Titule com a solução a ser padronizada (NaOH).Quando o indicador mudar de cor, 
cesse a adição da base e anote o novo valor correspondente à nova posição do menisco. 
Neste ponto o número de mols do ftalato ácido de potássio será igual a número de mols 
de NaOH. Com isto, calcule a concentração exata da solução de NaOH. 
 
Obs.: Se a amostra for clorada, remover o cloro residual pela adição de 0,10 mL (duas 
gotas da solução de tiossulfato de sódio 0,1 M para cada 100 mL de amostra). 
 
 
µBiftalato. = m Bif 
21 
 
 MM Bif. VBif 
 
Onde: 
m Bif = massa exata pesada de biftalato 
VBif = volume usado para padronização = 20mL 
MM Bif = Massa molar do biftalato = 204.2g mol
-1
 
 
µNaOH. = µBiftalato.VBiftalato 
 VNaOH 
 
Onde: 
VNaOH = Volume de NaOH utilizado na titulação. 
 µ NaOH.= Molaridade do NaOH 
µ Biftalato = Molaridade do biftalato 
V = volume (mL). 
 
 
Procedimento 
 
 Colocar no erlenmeyer (de 100 mL) 50 mL da amostra da amostra, medidos em uma 
proveta. 
 Adicionar 2 a 3 gotas de fenolftaleína. 
 Titular com hidróxido de sódio 0,01M padronizado até viragem ao róseo, permanente 
por 30 segundos no mínimo. 
 Se a amostra ficar rósea ao adicionar a fenolftaleína sua acidez é nula. 
 
 
Cálculo 
 
Acidez (mgCaCO3)/ L = Mc x Vt(mL) x 50 x 1000 
 V amostra 
 
 
M = Molaridade do hidróxido de sódio padronizado 
V = Volume de NaOH gasto na titulação (mL) 
Vamostra = volume de amostra (mL) 
50 = equivalente grama CaCO3. 
1000 = Para obter resultados em mg. 
 
Obs.: Para normalidade a fórmula é a mesma 
 
 
Reações envolvidas 
 
Dissociação do gás Carbônico em água 
 
CO2(g) + H2O(l) → H2CO3(aq) ↔ H
+
(aq) + HCO3
1-
(aq) 
 
 
22 
 
Reação do ácido carbônico com NaOH 
 
H
+
(aq) + HCO3
1-
(aq) + Na
+ 
+ OH
- 
 → Na+ (aq) + HCO3
1-
(aq) + H2O(l) 
 
 
Reação do bicarbonato de sódio com NaOH 
 
Na
+
 (aq) + HCO3
1-
(aq) + Na
+ 
+ OH
-
 → Na
+
 (aq) + CO3
2-
(aq) + H2O(l) 
 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Hidróxido de sódio 0,01M = Dissolver 0,4 g de hidróxido de sódio PA, em 1000 mL de 
água destilada. 
 
Ftalato ácido de potássio (204,21 g mol
-1
) = Deve ser seco em estufa na 120°C por 2h, 
depois pesar 0,04g.Solução indicadora de fenolftaleína = Dissolver 1 g de fenoftaleína em 60 ml de etanol e 
diluir até 100 ml com água destilada. 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
23 
 
ALCALINIDADE TOTAL 
(Método titulométrico adaptado 2320B- Standard Methods p.2-26 20ªed) 
 
A alcalinidade da água é representada pela presença de íons hidróxido, 
carbonato e bicarbonato. A importância do conhecimento das concentrações destes íons 
permite a definição de dosagens de agentes floculantes, fornece informações sobre as 
características corrosivas ou incrustantes da água analisada. 
Todos os íons causadores da alcalinidade têm características básica, sendo 
assim, reagem quimicamente com soluções ácidas, ocorrendo a reação de neutralização. 
Para determinação final da reação de neutralização iremos utilizar um indicador. 
Na analise de alcalinidade utilizaremos dois indicadores, com pontos de viragem em 
função das diversas formas de alcalinidade. 
pH > 9,4 → hidróxido e carbonatos 
8,3 < pH < 9,4 → carbonatos e bicarbonatos 
4,4 < pH < 8,4 → apenas bicarbonatos 
Para quantificação dos íons OH
-
 e CO3
2-
, o indicador mais utilizado é a 
fenolftaleína, sua faixa de pH de atuação é de 8,3 a 9,8, em pH menor que 8,3, não 
apresenta coloração (incolor) enquanto acima de 8,3 assume a cor rosa. 
Na quantificação dos íons HCO3
-
, podem ser utilizados os seguintes indicadores: 
Metilorange: faixa de pH de atuação varia de 3,1 a 4,6, acima de 3,1 apresenta 
coloração vermelha e abaixo de 3,1 assume a cor laranja. 
Vermelho de metila: faixa de pH de atuação varia de 4,4 a 6,2, acima de 4,4 apresenta 
coloração amarela e abaixo de 4,4 assume a cor vermelha. 
Indicador misto: constituído de vermelho de metila e de verde de bromocresol, 
solubilizados em álcool etílico ou isopropílico, que passa da cor azul a cor salmão. 
Os indicadores quando adicionados à amostra apresentam colorações que 
indicam a presença ou não de um ou mais tipos de alcalinidade. 
Ao adicionarmos fenolftaleína à amostra, surgindo uma coloração rosa, significa 
a possibilidade da presença de hidróxido, ou carbonato, ou hidróxido/carbonato 
simultaneamente na amostra de água. A alcalinidade à fenolftaleína será quantificada 
utilizando um ácido de concentração conhecida, que adicionado quantitativamente à 
amostra neutralizará a alcalinidade presente, mudando a cor de rosa para incolor. 
Se após a adição de fenolftaleína a amostra se mantiver incolor, afirmamos que a 
alcalinidade à fenolftaleína é igual a zero. 
Após o teste de alcalinidade a fenolftaleína, iremos testar a presença de 
alcalinidade ao metilorange, caso a amostra tome a coloração laranja ou avermelhada a 
alcalinidade é zero. Se a amostra apresentar coloração amarela, iremos avaliar a 
alcalinidade ao metilorange com o mesmo ácido utilizado na quantificação da 
alcalinidade à fenolftaleína. 
Ao se iniciar a adição de solução ácida, irá ocorrer primeiro a reação com o íon 
mais básico e a seguir com os mais fracos. 
Caso se deseje expressar os resultados segundo os íons básicos causadores da 
alcalinidade, utilize, nos cálculos, a seguinte tabela: 
 
 
 
 
 
 
 
24 
 
Resultado da 
titulação 
ALCALINIDADE 
Hidróxidos Carbonato Bicarbonato 
F = 0 0 0 T 
F < 1/2xT 0 2xF T – 2xF 
F = 1/2xT 0 2xF 0 
F > 1/2xT 2F – T 2(T - F) 0 
F = T T 0 0 
Obs.: F = Volume gasto na titulação da alcalinidade à fenolftaleína 
M1 = Volume gasto na titulação da alcalinidade à metilorange; T = Volume total = F + 
M1 
 
 
Materiais e reagentes 
 
 Erlenmeyers de 250 mL 
 Provetas de 100 mL 
 Bureta de 25 mL ou 50 mL 
 Suporte de bureta 
 Funil 
 Béquer de 50 mL 
 Tubo de ensaio 
 Ácido sulfúrico 0,01M padronizado 
 Solução indicadora de fenolftaleína 
 Solução indicadora de metilorange ou vermelho de metila 
 Solução de tiossulfato de sódio 0,1M 
 
 
Padronização de H2SO4 0,01M 
 
 Utilizando como padrão secundário a solução de NaOH padronizada (ver acidez) 
faça a padronização da solução de ácido. 
 Transfira 10,0 mL da solução do ácido para o erlenmeyer, utilizando uma pipeta 
volumétrica. 
 Complete o volume da bureta com a solução NaOH padronizada. 
 Adicione 3 gotas de fenolftaleína no erlenmeyer e proceda à titulação do mesmo 
modo que na titulação com ftalato ácido de potássio anterior. 
 
 
 
µH2SO4. = µNaOH.VNaOH 
 2V H2SO4 
Onde: 
µH2SO4 = Molaridade exata do H2SO4 . 
µNaOH = Molaridade exata do NaOH padronizado. 
V H2SO4= Volume de H2SO4 utizado na titulação 
VNaOH = Volume de NaOH gasto na titulação 
 
 
25 
 
Procedimento 
 
 Adicione 100 mL da amostra a ser analisada em um erlenmeyer de 250 mL e junte 
aproximadamente 3 gotas de fenolftaleína. 
 Faça uma prova em branco, colocando em outro erlenmeyer 100 mL de água 
destilada e aproximadamente 3 gotas de fenolftaleína. 
 Caso a primeira amostra se tornar rósea, titule-a com ácido sulfúrico 0,01M 
padronizado, até o descoramento do indicador. Anote o volume gasto de ácido com 
“F”. 
 Adicione a cada frasco 3 gotas de metilorange. À prova em branco adicione 1 gota de 
ácido 0,1M (esta adquirirá uma cor vermelho-laranja, que servirá como padrão). 
 Se a amostra se tornar amarela, prossiga a titulação com o ácido 0,01M, até que a cor 
da mesma se iguale à da prova em branco. Anote o volume gasto de ácido com “M1”. 
 
Obs.: Se a amostra for clorada, remover o cloro residual pela adição de 0,10 mL 
(duas gotas da solução de tiossulfato de sódio 0,1 M para cada 100 mL de amostra). 
 
 
Denomine o volume total de ácido sulfúrico 0,01M usado de “T” (volume gasto 
de ácido 0,01M com a titulação usando a fenolftaleína + volume gasto na titulação do 
metilorange). 
 
 
Cálculo 
 
Alcalinidade (mgCaCO3)/ L = µ x Vt(mL) x 100 x 1000 
 V amostra 
 
 
Onde 
 
 Vt = V1+ V2 = volume total de solução 0,01M de H2SO4 consumido nas titulações. 
 V1 = volume em mL de solução 0,01M de H2SO4 necessário à titulação da água, usando fenolftaleína como 
indicador. 
 V2 = volume em mL de solução 0,01M de H2SO4 necessário à titulação da água, usando metilorange como 
indicador. 
 µ = Molaridade do ácido sulfúrico corrigido pela padronização ou usar na fórmula MxFc (Molaridade vezes o 
fator de correção) 
 Vt = Volume de ácido gasto na titulação (mL) 
 Vamostra = volume de amostra (mL) 
 100 = se refere ao eqivalente grama do CaCO3 . 
 1000 = Para obter resultados em mg. 
 
 
 
Se usar em normalidade: 
 
 
Alcalinidade (mgCaCO3)/ L = Nc x Vt(mL) x 50 x 1000 
 V amostra 
 
 
 Vt = V1+ V2 = volume total de solução 0,005N de H2SO4 consumido nas titulações. 
26 
 
 V1 = volume em mL de solução 0,005N de H2SO4 necessário à titulação da água, usando fenolftaleína como 
indicador. 
 V2 = volume em mL de solução 0,005N de H2SO4 necessário à titulação da água, usando metilorange como 
indicador. 
 Nc = Molaridade do ácido sulfúrico corrigido pela padronização ou usar na fórmula MxFc (Normalidade vezes o 
fator de correção) 
 Vt = Volume de ácido gasto na titulação (mL) 
 Vamostra = volume de amostra (mL) 
 50 = se refere ao eqivalente grama do CaCO3 
 1000 = Para obter resultados em mg. 
 
 
 
Reações envolvidas 
 
 
Ácido das águas minerais forma-se na reação do gás carbônico com a água: 
 
Reação do bicarbonatode sódio com H2SO4 
2Na
+
 (aq) + 2HCO3
1-
(aq) + 2H
+ 
+ SO4
2-
 →Na2SO4(aq) + 2CO2(g) + 2H2O(l) 
 
Reação do carbonato de sódio com H2SO4 
2Na
+
 (aq) + CO3
2-
(aq) + 2H
+ 
+ SO4
2-
 →Na2SO4(aq) + CO2(g) + H2O(l) 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
 
Ácido sulfúrico (H2SO4) 0,05M
 
= Colocar cerca de 500 ml de água destilada em balão 
volumétrico de 1000 ml. Deixar cair de uma pipeta, gota a gota, 2,8ml de ácido 
sulfúrico (H2SO4) concentrado. Resfriar, completar o volume e homogeneizar. 
 
Ácido sulfúrico (H2SO4) 0,01M (lembre-se de padronizar – ver seção padronização de 
soluções) = Transferir 200 ml da solução de H2SO4 0,05M
 
para um balão volumétrico 
de 1000 ml e completar o volume com água destilada. 
 
Solução indicadora de fenolftaleína = Dissolver 1 g de fenoftaleína em 60 ml de etanol e 
diluir até 100 ml com água destilada. 
 
Indicador metilorange = Pesar 0,100 gramas de metilorange e dissolver em 200 ml de 
água destilada. 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
 
 
 
 
27 
 
ALCALINIDADE DE RIPLEY E ÁCIDOS VOLÁTEIS 
(Ripley et al., 1986 e Chernicharo, 1997) 
 
Materiais e reagentes 
 
 Béqueres 
 Bureta de 25 mL 
 Suporte de bureta 
 Funil 
 Papel de filtro 
 Ácido sulfúrico 0,05M padronizado (ver Seção de padronização) 
 Hidróxido de sódio 0,05M padronizado (ver Seção de padronização) 
 Phmtetro 
 Chapa de aquecimento 
 
 
 
ALCALINIDADE 
 
1. Filtrar a amostra com o auxílio de um funil e papel de filtro. 
2. Medir 50 mL da amostra e colocar em um béquer. 
3. Medir e anotar o pH. 
4. Caso o pH estiver acima de 5.75, titular sob agitação magnética com ácido sulfúrico 
0,05M até pH 5,75 (manter o eletrodo na amostra quanto titula, próximo a parede do 
béquer para evitar que o mesmo se quebre). 
5. Anotar o volume gasto de H2SO4 entre pH da amostra e pH 5.75 (V1). 
6. Continuar titulando até pH 4,30. 
7. Anotar o volume gasto de H2SO4 entre pH 5.75 e pH 4,30 (V2). 
 
 
 
Alcalinidade parcial = V1. MH2SO4 .100x1000 (mg L
-1
, como CaCO3) 
V amostra 
 
 
Alcalinidade intermediária = V2. MH2SO4 .100x1000 (mg L
-1
, como CaCO3) 
V amostra 
 
VT = V1 + V2 
 
Alcalinidade total = VT. MH2SO4 .100x 1000 (mg L
-1
, como CaCO3) 
V amostra 
 
 
Alcalinidade a bicarbonato = Atotal -0.71 .Aácidos voláteis (mg L
-1
, como CaCO3) 
 
 
 
 
 
28 
 
ACIDEZ 
 
 
8. Continuar titulando até pH < 3. 
9. Aquecer a amostra na chapa aquecedora até 90ºC por 3 minutos até que comece a 
borbulhar, antes de ferver. 
10. Esfriar a temperatura ambiente 
11. Titular com NaOH 0,05M até pH 4. 
12. Continue titulando até pH 7 
13. Anotar o volume gasto de NaOH entre pH 4 e pH 7 (V3) 
 
 
 
Alcalinidade a ácidos voláteis = V3. MNaOH .60000 (mg L
-1
, como HAc) 
 V amostra 
 
 
Obs: O valor 60000 é o equivalente grama do HAc (ácido acético) em mg L
-1
. 
 
 
Cálculos dos ácidos voláteis 
 
Caso 1 = Alcalinidade a ácidos voláteis (como HAc) > 180 mg L
-1
. 
Ácidos voláteis = alcalinidade a ácidos voláteis x 1,50 
 
Caso 2 = Alcalinidade a ácidos voláteis (como HAc) < 180 mg L
-1
. 
Ácidos voláteis = alcalinidade a ácidos voláteis x 1,00 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Ácido sulfúrico 0,05M = Colocar cerca de 500 ml de água destilada em balão 
volumétrico de 1000 ml. Deixar cair de uma pipeta, gota a gota, 2,8ml de ácido 
sulfúrico (H2SO4) concentrado. Resfriar, completar o volume e homogeneizar. 
 Hidróxido de sódio 0,05M = Dissolver 2g de NaOh em água destilada e diluir a 1L em 
um balão volumétrico. 
 
Referências bibliográficas 
 
RIPLEY, L.E.; BOYLE, W.; CONVERSE J. Improved alkalimetric monitoring for anaerobic digestion of 
high strength wastes. Journal of Water Pollution Control Federation, v.58: p.406-411, 1986. 
 
CHERNICHARO, C.A.L. Princípios do tratamento biológico de águas residuárias; reatores anaeróbios. 1. 
ed. Belo Horizonte: Departamento de Engenharia Sanitária e Ambiental, UFMG, 1997. v. 5. 
 
DILALLO, R., ALBERTSON O. E. Volatile Acids by Direct Titration. Journal of Water Pollution 
Control Federation, v. 33, n. 4, p. 356-365, 1961. 
JENKINS, S.R.; et al. Measuring anaerobic sludge digestion and growth by a simple alkalimetric titration. 
Journal of Water Pollution Control Federation, v.55, p.448, 1983. 
 
 
29 
 
DUREZA 
(Método do EDTA 2340C- Standard Methods p.2-37 20ªed) 
 
A dureza é provocada pela presença de sais de cálcio e magnésio. Não apresenta 
importância sanitária, mas o uso de uma água com excesso destes íons leva a nível 
industrial a problemas de incrustações, corrosão e a perda de eficiência na transmissão 
de calor em caldeiras e em sistemas de refrigeração. 
De acordo com os teores de sais de cálcio e magnésio, expressos em mg / L de 
CaCO3, a água pode ser classificada em: 
 
Água mole Até 50 mg/L 
Água moderadamente dura De 50 a 150 mg/L 
Água dura De 150 a 300 mg/L 
Água muito dura Acima de 300 mg/L 
 
Para o EDTA reagir com o íon metálico os íons de hidrogênio ligados aos grupos 
carboxilatos devem ser removidos. Em soluções fortemente básicas esses hidrogênios 
são removidos por reação com o íon hidróxido. Em soluções mais ácidas os íons 
metálicos devem ser capazes de deslocar os íons hidrogênio. Uma vez que os íons 
metálicos diferem significativamente na sua habilidade para deslocar esses íons, a 
acidez da solução pode ser usada para “regular” a reatividade do EDTA com os íons 
metálicos. Por exemplo, muitos íons metálicos reagem quantitativamente com uma 
quantidade estequiométrica de EDTA em pH 10, mas apenas poucos, como o Fe
3+
 e o 
Hg2
2+
, também reagem quantitativamente em pH 2. 
 Normalmente, as soluções a serem tituladas com EDTA são tamponadas de 
modo que o pH permaneça constante mesmo com a liberação de íons hidrogênio à 
medida que o complexo vai sendo formado. O pH é normalmente ajustado no valor 
mais baixo que torna possível a complexação. Em valores altos de pH muitos íons 
metálicos tendem a hidrolisar e até mesmo a precipitar como hidróxidos. Em muitas 
titulações a concentração do cátion é mantida tão baixa quanto 0,01M a 0,001M para 
diminuir as chances de precipitação. 
Outras vezes, para minimizar esse problema, são adicionados agentes 
complexantes auxiliares que reagem com o íon metálico evitando a sua precipitação 
quando o meio se tornar básico. O complexo formado deve ter estabilidade 
intermediária entre o hidróxido metálico e o complexo metal EDTA. Dessa forma, ele 
se formará preferencialmente ao hidróxido, mas o íon metálico será liberado à medida 
que o EDTA for sendo adicionado. A amônia é especialmente usada para esse propósito 
porque forma complexos solúveis com a maioria dos metais de transição e quando 
misturada com o seu ácido conjugado o íon amônio forma um tampão básico. 
 Alguns cátions podem ser determinados por titulação direta com solução padrão 
de EDTA usando indicadores metalocrômicos. Aqueles que formam complexos 
“fracos” como o Ca2+ e o Mg2+ devem ser titulados em solução básica com Erio T, 
Calmagita ou Arsenazo I. O tampão amônia/cloreto de amônio, de pH 9 a 10, é usado 
para metais que formam complexos com a amônia. Alguns cátions podem ser 
determinados por titulação direta mesmo quando não há o indicador adequado. Por 
exemplo, os indicadores para cálcio não são tão satisfatórios como para o magnésio. 
O titulante, em pH 10, é uma mistura de MgY
2-
 e Y
4-
. À medida que o titulante 
vaisendo adicionado à solução contendo Ca
2+
 ocorrerá a formação do complexo mais 
estável CaY
2-
 e a liberação do íon Mg
2+
 que por sua vez reage com o indicador para 
formar o complexo vermelho MgIn
-
. No ponto final da titulação uma quantidade 
30 
 
adicional do titulante converte o complexo MgI nem MgY
2-
 e o indicador retoma a 
forma livre azul. (Skoog et al., 2008). 
 
Reação de complexação com EDTA para determinação de dureza: 
 
C CH2
N
CH2C
C C N
H2C
H2C C
C
HO OH
OH
O
O O
HO
O
H H
H H
C CH2
N
CH2C
C C N
H2C
H2C C
C
HO O
-
O-
O
O O
HO
O
H H
H H
Solução
Tampão
pH-10
 
 
 
 
Material e reagentes 
 
 Erlenmeyers de 250 mL 
 Provetas de 100 mL 
 Bureta de 25 mL ou 50 mL 
 Suporte de bureta 
 Funil 
 Béqueres de 50 ou 100 mL 
 Pipetas volumétricas de 50 mL 
 Pisseta 
 Solução do sal dissódico do EDTA 0,01M padronizada 
 Solução Tampão (pH = 10 ± 0,1) ou Hidróxido de amônio R 
 Indicador Negro de Eriocromo 
 
Procedimentos 
 
 Meça 100 mL da amostra de água e transfira para um erlenmeyer de 250 mL. 
 Adicione 1 mL de solução tampão ou 1 mL de Hidróxido de amônio R. 
 Adicione duas gotas de indicador negro de eriocromo ou uma ponta de espátula, 
agite até completa dissolução. 
 Titule lentamente com a solução do sal dissódico de EDTA 0,01M padronizado, até 
que a cor vermelha desapareça e surja a cor azul. 
 
Obs.: Tenha cuidado de adicionar as últimas gotas do titulante em intervalos de 3 a 5 
segundos. A titulação não deve demorar mais que 5 minutos, a partir do momento que 
se adiciona a solução tampão. 
 
Cálculos 
 
Dureza (mg CaCO3/L) = M .V(mL)x100x1000 
 Vamostra 
Onde: 
M = Molaridade do EDTA 
31 
 
Vamostra = Volume da amostra 
V = volume gasto de EDTA na titulação de determinado volume de amostra, descontando-se o volume 
gasto na prova em branco (titulação com EDTA da água desionizada utilizada na determinação, segundo 
o mesmo procedimento utilizado com a amostra). 
100 = representa o peso molecular do CaCO3 . 
1000 = para expressar em miligramas. 
 
Preparo dos reagentes 
 
Solução de EDTA (Na2-EDTA) 0,01M, padronizada = Pesar 3,723 g de sal dissódico do 
ácido etilenodiaminotetracético (Na2H2C10H12O8N2.2H2O), p.a., dissolver em água 
destilada, transferir para um balão volumétrico de 1000 ml e completar o volume até a 
marca de aferição. 
 
Solução tampão cloreto de amônio/hidróxido de amônio (NH4Cl/NH4OH) (pH 10 ± 0,1) 
= Dissolver 16,9g de cloreto de amônio (NH4Cl) em 143 ml de hidróxido de amônio 
concentrado (NH4OH). Adicionar 1,179g de Na2EDTA e 0,780 g de sulfato de 
magnésio (MgSO4.7H2O) [ou 0,644 g de cloreto de magnésio (MgCl2.6H2O)] e diluir a 
250 ml com água destilada. Guardar, preferencialmente, em frasco de polietileno, bem 
fechado para impedir perda de NH3 e entrada de CO2. Descartar o tampão se a adição de 
1-2 ml à amostra não eleva o pH a 10,0 ,0,1. A solução é estável por 30 dias quando 
em frasco frequentemente aberto. 
 
Indicador negro de eriocromo ou Eriocromo black = Misturar 0,5g de negro de 
eriocromo com 100 g de NaCl. Guardar em frasco bem fechado. Indicador deteriorado 
apresenta mudança de cor imprópria na titulação. 
 
Padronização EDTA= Em erlenmeyer de 250 ml, diluir 20 ml de solução padrão de 
cálcio a 50 ml com água destilada e adicionar 1-2 ml da solução tampão NH4Cl/NH4OH 
para ajustar o pH a 10,0  0,1. Adicionar 0,05 g do indicador negro de eriocromo. 
Titular com a solução de EDTA a ser padronizada, gota a gota e com agitação, até 
desaparecer a última coloração avermelhada e aparecer a cor azul, indicadora do ponto 
final. As últimas gotas devem ser adicionadas em intervalos de 3-5 segundos. Guardar 
em frasco de polietileno, e repadronizar periodicamente. 
 FC = Molaridade encontrada Molaridade = 0,01 mol l
-1
 x FC 
 Molaridade teórica 
 
Solução padrão de cálcio (CaCO3 0,01M) = Pesar 1g CaCO3 anidro, em pó, padrão, e 
transferir para um erlenmeyer de 250 ml. Adicionar aos poucos, com auxílio de um 
funil, HCl 1:1 até dissolver todo o CaCO3. Adicionar 200 ml de água destilada e ferver 
por alguns minutos para eliminar CO2. Esfriar, adicionar algumas gotas de vermelho de 
metila, e ajustar à cor laranja intermediária, pela adição de NH4OH 3M
 
ou HCl 1:1. 
Transferir toda a mistura para um balão de 1000 ml, e completar até a marca com água 
destilada. 1,00 ml = 1,00 mg CaCO3. 
Solução de hidróxido de amônio (NH4OH 3M)= Diluir 11,6 ml de hidróxido de amônio 
em água destilada completando o volume para 100 ml em um balão volumétrico. 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
32 
 
SÓLIDOS TOTAIS, FIXOS E VOLÁTEIS 
(Standard Methods 2540 p.2-54 a 2-59 20ªed) 
 
Sólidos referem-se à matéria em suspensão ou dissolvido em água ou esgoto. 
Sólidos podem afetar água ou negativamente a qualidade do efluente num certo número 
de maneiras. Águas com elevado teor de sólidos dissolvidos em geral são de qualidade 
inferior e pode induzir uma reação desfavorável no sistema fisiológico consumidor 
transiente. Por estas razões, um limite de 500 mg/L de sólidos dissolvidos é desejável 
para beber água. 
Altamente águas mineralizadas, também não são adequadas para muitas 
aplicações industriais. Água rica em sólidos em suspensão pode ser esteticamente 
satisfatória para propósitos tais como banho. Análises sólidas são importantes para o 
controlo biológico de águas residuais e físicas processos de tratamento e de avaliação do 
cumprimento agência reguladora de águas residuais de efluentes limitações. 
Após determinadas atividades, pode permanecer substâncias na água, que são 
denominados sólidos, para CETESB, 2001, sólidos nas águas correspondem a toda 
matéria que permanece como resíduo, após evaporação, secagem ou calcinação da 
amostra a uma temperatura pré-estabelecida durante um tempo fixado. Em linhas gerais, 
as operações de secagem, calcinação e filtração são as que definem as diversas frações 
de sólidos presentes na água (sólidos totais, em suspensão, dissolvidos, fixos e voláteis). 
Para a portaria n.º 518 do Ministério da saúde, a água potável deve estar em 
conformidade com o padrão aceito, que para os sólidos totais não deve ultrapassar a 
concentração de 1000 mg/L. Já para a resolução do CONAMA nº. 20, o valor não deve 
ultrapassar 500 mg/L. 
O objetivo desta prática é determinar o teor de sólidos sedimentáveis em uma 
amostra de água pelo método gravimétrico que consiste na utilização da massa de um 
determinado produto para calcular a quantidade de massa total resultante, após a 
filtração, evaporação e a calcinação. 
 
Princípio do método: Uma amostra homogênea é evaporada em um cadinho 
previamente pesado e seca até peso constante a uma temperatura de 103 a 105ºC. A 
amostra deve ser filtrada em filtro seco e pesado, com poro de diâmetro ≤ 1,2 µm, antes 
da evaporação. Neste caso, o material retido no filtro é seco a 103 a 105ºC, enquanto o 
material filtrado é evaporado e seco a 180ºC, para determinar os sólidos em suspensão e 
dissolvidos, respectivamente. Qualquer uma das amostras acima (sólidos totais, em 
suspensão ou dissolvidos) mencionadas pode ser depois calcinada a 550ºC, resfriada e 
pesada para determinar os sólidos fixos, e por diferença, os sólidos voláteis. Sólidos 
sedimentáveis são quantificados como o volume que ocupam, após sedimentação por 1 
h em vidraria específica,o cone Imhoff. 
 
Coleta e preservação da amostra 
 
As amostras podem ser coletadas em frascos de vidro ou de polietileno (verificar 
se o material em suspensão não adere às paredes do frasco). As amostras devem ser 
mantidas a 4°C para evitar decomposição microbiológica dos sólidos até a análise. As 
análises devem ser realizadas, dentro de 24 horas, preferencialmente. Nunca guardar 
amostras para análise por mais de sete dias. As amostras devem ser analisadas a 
temperatura ambiente. 
 
Material e equipamentos 
33 
 
 Sistema de filtração a vácuo 
 Balança analítica 
 Cadinhos de porcelana com capacidade de 25 mL 
 Cone Imhoff 
 Dessecador provido de dessecante com indicador de umidade 
 Filtros de fibra de vidro 
 Provetas de 100 ml 
 Pipetas de 10 ml 
 Mufla a 550ºC 
 Estufa de secagem 
 
Procedimento 
 
Preparo dos cadinhos (De acordo com o Standard) 
 
 Numerar os cadinhos (com lápis) na parte debaixo. Isso é importante para se saber 
qual amostra esta em qual cadinho. 
 Análise de sólidos totais* = deve-se levar os cadinhos à estufa (103 a 105ºC) por 1h. 
 Análise de sólidos voláteis* = deve-se levar os cadinhos à mufla a 550ºC por 1h. 
 Análise de sólidos dissolvidos* = deve-se levar os filtros à estufa a180 ºC por 1h. 
 Retirar da estufa/mufla e colocar em um dessecador. 
 Após esfriar cuidadosamente pese os cadinhos/filtros usando sempre pinça (não 
coloque a mãe, pois interfere no resultado) 
* Ou pode-se deixar na estufa de um dia para o outro como estamos fazendo. 
 
Sólidos totais (ST) 
 
 Transferir 20 mL da amostra bem homogeneizada para um cadinho pesado 
previamente. Se necessário, adicionar alíquotas sucessivas da amostra ao mesmo 
cadinho após a evaporação. Levar o cadinho até a estufa a 103-105ºC e secar até peso 
constante (por volta de 24h). 
 Deixar esfriar no dessecador e logo após realizar a pesagem. 
 
 
Cálculo 
 
V
PP
ST 12


 
Onde: 
P1 = peso seco do cadinho (mg) V = Volume de amostra (L) 
ST = Sólidos totais (mg.L-1) P2 = peso seco do resíduo + cadinho (mg) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 mL da amostra 
Estufa 105°C até peso constante 
Cadinho 
34 
 
Sólidos em suspensão totais (SST) 
 
 Transferir 20 mL da amostra homogeneizada para o aparelho de filtração, provido de 
filtro de fibra de vidro, previamente seco e pesado, e filtrar a vácuo. 
 Após completar a filtração, transferir o filtro de fibra de vidro para um cadinho seco 
e secar em estufa a 103-105ºC até peso constante (por volta de 24h). 
 Deixar esfriar no dessecador e logo após realizar a pesagem. 
 
Cálculo 
 
V
PP
SST 12


 
Onde: 
P1 = peso seco do filtro (mg) 
P2 = peso seco do resíduo + filtro (mg) 
V = Volume de amostra (L) 
SST = Sólidos totais (mg.L-1) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Sólidos dissolvidos totais (SDT) 
 
 Transferir o filtrado total, obtido na etapa anterior, para um cadinho previamente 
seco e pesado. Levar para estufa a 180±2ºC até peso constante. 
 Deixar esfriar no dessecador e logo após realizar a pesagem. 
 
Cálculo 
 
V
PP
SDT 12


 
Onde: 
P1 = peso seco do cadinho (mg) 
P2 = peso seco do resíduo + cadinho (mg) 
V = Volume de amostra (L) 
SDT = Sólidos totais (mg L
-1
) 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 mL da amostra 
Estufa 105°C por 24h 
Transferir para o cadinho 
Filtrar na fibra de vidro 
rada
 50mL da Amostra 
Filtrado da etapa anterior 
Estufa 180°C até peso constante 
Cadinho 
35 
 
Resíduos das etapas anteriores 
Pesar após atingir temperatura 
ambiente 
Deixar resfriar no dessecador 
Mufla 550C, por 15 a 20 min. 
OBS: Os sólidos dissolvidos podem ser determinados por diferença entre os sólidos 
totais e em suspensão: 
SDT (mg L
-1
)
 
= ST – SST 
 
 
 Sólidos fixos (SF) e voláteis (SV) 
 
 Calcinar o resíduo gerado na análise de sólidos totais, em suspensão ou dissolvido, a 
50ºC, por 15 a 20 min. 
 Deixar o cadinho resfriar em dessecador. 
 Pesar assim que atingir a temperatura ambiente. 
 
 
Cálculo 
 
V
PP
STF 12


 
 
Onde 
P1 = peso seco do resíduo + cadinho antes da calcinação (mg) 
P2 = peso seco do resíduo + cadinho após a calcinação (mg) 
V = Volume de amostra (L) 
STF = Sólidos totais (mg L
-1
) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Por diferença, Sólidos totais voláteis (STV) = ST – STF 
 
 
Sólidos sedimentáveis 
 
 Utilize um cone de Inhoff, encha com a amostra previamente homogeneizada até a 
marca de 1 Litro. Deixe em repouso por 45 minutos. Passe um bastão de vidro pelas 
paredes do cone, e aguarde mais 15 minutos. Faça a leitura diretamente na escala do 
cone de Inhoff. 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
36 
 
OXIGÊNIO DISSOLVIDO (método Winkler modificado pela azida) 
 (Método azida 4500-O C - Standard Methods p.4-131 20ªed) 
 
 
A quantificação de OD pelo método de Winkler, ou método iodométrico é 
baseado na adição de uma solução de manganês reduzido (Mn
2+
) seguida de uma 
solução contendo uma base (OH
-
), íons iodeto (I
-
) e azida (N3
-
), o que resulta na 
produção de um hidróxido gelatinoso de manganês II. 
 
Mn
2+
 + 2OH
-
  Mn(OH)2 (precipitado branco) 
 
A presença do precipitado branco no frasco evidencia a ausência de OD. No 
entanto, se presente, o oxigênio dissolvido oxida rapidamente uma quantidade 
equivalente do precipitado de hidróxido de manganês para uma valência mais elevada 
(Mn
4+
). 
Mn
2+
 + 2OH
-
 + ½O2  MnO2 (precipitado marrom) + H2O 
 
Com a adição de ácido sulfúrico o manganês é agora reduzido e os íons iodeto 
oxidados, levando à liberação de iodo (I2) na mesma proporção da concentração inicial 
de OD. 
MnO2 + 2I
-
 + 4H
+
  Mn2+ + I2 + 2H2O 
 
O iodo é então titulado com uma solução padronizada de tiossulfato de sódio, 
formando tetrationato de sódio. 
2Na2S2O3 + I2  Na2S4O6 + 2NaI 
 
Existem também eletrodos seletivos de membrana para a quantificação de OD. 
Esses são muito úteis para determinação in situ de OD. Eles são calibrados pela 
determinação de OD em amostras que já foram analisados pelo método Winkler. 
 
Materiais e Reagentes 
 
 Proveta 100 ml 
 Béquer de 100, 500 ml 
 Frascos de DBO 
 Pipeta volumétrica de 100 ml 
 Erlenmeyer de 250 ml 
 Pipeta graduada de 2, 5, 10 ml 
 Bureta de 10 ou 25 ml 
 Solução alcalina de iodeto-azida 
 Solução de sulfato manganoso 
 Solução de amido 
 Solução de tiossulfato de sódio (Na2S2O3) 0,0125M, padronizada 
 Solução tampão fosfato 
 Ácido sulfúrico concentrado 
 Solução de cloreto de cálcio (CaCl2) 
 Solução de cloreto férrico (FeCl3) 
 Solução de sulfato de magnésio (MgSO4) 
Procedimentos 
37 
 
 
1. Transferir a amostra para o frasco Winkler, evitando agitar e a formar bolhas; 
2. Adicionar 2 ml de sulfato manganoso; 
3. Adicionar 2 ml de solução alcalina de iodeto azida; 
4. Feche o frasco, misture por inversão: 
 a. Havendo a formação de uma suspensão leitosa, não há oxigênio dissolvido para 
ser determinado na amostra; 
 b. Havendo a formação de um precipitado de cor marrom, dar continuidade a análise 
(ver tópico 5). 
 
* As etapas de 1 a 4 devem ser, preferencialmente, realizadas em campo com a 
amostragem direta no frasco Winkler,evitando ao máximo a presença de bolhas. 
 
5. Em laboratório, adicionar ao frasco 2 ml de H2SO4 ao frasco Winkler, (manuseie 
cuidadosamente, com o uso de EPIs – jaleco, luvas e óculos de proteção); evitando ao 
máximo a presença de bolhas. 
6. Fechar o frasco e misturar por inversão novamente até que o precipitado seja 
totalmente dissolvido. 
7. Transferir exatamente 100 mL da solução em um erlenmeyer de 250 mL e titular com 
solução Na2S2O3 0,0125M padronizada, de amarelo palha até incolor. 
 
Cálculos 
 
mg L
-1
 O2= V(Na2S2O3) x µ(Na2S2O3) x 8000 
 Vamostra 
 
OD (mg L
-1
 O2) = mL Na2S2O3 gastos na titulação, isto é, 1 mL Na2S2O3 0,0125M
 
= 1 mg L
-1
 
OD quando se titula uma alíquota de 100 mL da amostra. 
Onde: 
V(Na2S2O3) = Volume do tiossulfato gasto na titulação. 
µ(Na2S2O3) = Molaridade do tiossulfato usado na titulação (lembre-se de padronizá-lo). 
Vamostra = volume da amostra utilizado = 100 mL 
8000 = equivalente grama do O2 x 1000 mL/L 
 
Se: 
Vamostra = 100 mL 
µ(Na2S2O3) = 0,0125M (Verificar realizando a padronização, se for diferente o resultado varia) 
 
 
mg L
-1
 O2= V(Na2S2O3) x 0,0125 x 8000 
 100 
 
mg L
-1
 O2= V(Na2S2O3) 
 
Ou seja, 1 mL Na2S2O3 0,0125M
 
= 1 mg L
-1
 OD quando se titula uma alíquota de 100 
mL da amostra. 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Solução alcalina de iodeto-azida 
38 
 
*Amostras saturadas ou insaturadas = Dissolver 500 g de NaOH (ou 700g de KOH) e 
135 g de NaI (ou 150 g de KI) em água destilada e completar o volume para 1 l. 
Adicionar 10 g de azida sódica (NaN3) dissolvidos em 40 ml de água destilada. Esta 
solução não deve ficar colorida na presença de amido quando diluída e acidificada. 
(Mais usada) 
Amostras supersaturadas = Dissolver 10 g de NaN3 em 500 ml de água destilada. 
Adicionar 480 g de NaOH e 750 g de NaI e agitar até dissolvidos. A solução ficará 
turva, devido à presença de carbonato de sódio (Na2CO3), mas essa turbidez não 
interferirá na análise. Não acidificar esta solução para evitar possível formação de 
gases tóxicos. 
 
Solução de sulfato manganoso = Dissolver 480 g de de sulfato manganoso tetraidratado 
p.a. (MnSO4.4H2O) ou 400 g de sulfato manganoso biidratado p.a. (MnSO4.2H2O) ou 
364 g de de sulfato manganoso monoidratado p.a. (MnSO4.H2O) em água destilada, 
filtrar e completar o volume para 1 l. Esta solução não deve ficar colorida quando 
misturada com uma solução acidificada de KI. É necessário filtrar a solução! 
 
Solução de amido = Dissolver 2 g de amido solúvel e 0,2 g de ácido salicílico 
(conservante) em 100 ml de água destilada quente. 
 
Solução padrão de bi-iodato de potássio (KH(IO3)2) 0,00125M = Dissolver 0,4107 g de 
KH(IO3)2 em água destilada e diluir a 1 litro. 
 
Solução de tiossulfato de sódio (Na2S2O3) 0,0125M = Dissolver 3,10 g de 
Na2S2O3.5H2O em água destilada. Adicionar 1,5 ml de NaOH 6M ou 0,4 g de NaOH 
sólido e completar o volume para 1 litro. 
 
Padronização 1: 
 
Dissolver aproximadamente 2g de iodeto de potássio (KI), livre de iodato, em 150 
ml de água destilada em um erlenmeyer. Adicionar 1 ml de H2SO4 3M 
 
ou 
algumas gotas de H2SO4 concentrado e 20 ml da solução padrão de bi-iodato de 
potássio (KH(IO3)2). Diluir a 200 ml e titular com solução de tiossulfato de sódio 
0,0125M usando solução de amido como indicador. 
 
Molaridade de Na2S2O3, mol l
-1
 = 0,0125 x FC 
 
FC = Concentração encontrada 
 Concentração teórica 
 
 
Padronização 2: 
 
Na falta do biodato de potássio o tiossulfato pode ser titulado com solução 
0,0125M de bicromato de potássio (K2Cr2O7). 
 Preparo da solução: Dissolver 1,226g de K2Cr2O7 seco a 105ºC por duas horas em 
estufa. Logo após diluir para 1L em um balão volumétrico. Colocar essa solução 
no escuro por 5 min, tomar 20 mL e diluir a 400mL com água destilada e proceda 
como anteriormente. 
 
39 
 
Solução tampão fosfato = Dissolver 8,5 g de de fosfato monobásico de potássio p.a. 
(KH2PO4), 21,75 g de de fosfato dibásico de potássio p.a. (K2HPO4), 33,4 g de fosfato 
dibásico de sódio heptaidratado p.a (Na2HPO4.7H2O) e 1,7 g de cloreto de amônio 
(NH4Cl) em, aproximadamente, 500 ml de água destilada e completar o volume para 1 
litro. O pH deve ser 7,2 sem ajuste. Descartar a solução se apresentar sinais de 
crescimento biológico. 
 
Solução de ácido sulfúrico 0,5M = Adicionar lentamente, sob agitação, 28 ml de H2SO4 
concentrado a 500 ml de água destilada e completar o volume para 1L. 
 
Solução de hidróxido de sódio 1M = Dissolver 40 g de NaOH em água destilada e 
completar o volume para 1L. 
 
Solução de cloreto de cálcio (CaCl2) = Dissolver 27,5 g de CaCl2 em água destilada e 
completar o volume para 1L. 
 
Solução de cloreto férrico (FeCl3) = Dissolver 0,25 g de FeCl3.6H2O em água destilada 
e completar o volume para 1L. 
 
Solução de sulfato de magnésio (MgSO4) = Dissolver 22,5 g de MgSO4.7H2O em água 
destilada e completar o volume para 1L. 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
40 
 
DEMANDA BIOQUÍMICA DE OXIGÊNIO – (DBO5
20ºC
) 
(Standard Methods 5210B p.5-3 20ªed) 
 
 
Também conhecida pela sigla DBO, a demanda bioquímica de oxigênio 
corresponde à quantidade de oxigênio necessária para ocorrer a oxidação da matéria 
orgânica biodegradável sob condições aeróbicas. Essa unidade de medida avalia a 
quantidade de oxigênio dissolvido (OD) em miligramas (mg), equivalente à quantidade 
que será consumida pelos organismos aeróbicos ao degradarem a matéria orgânica. 
O processo ocorre da seguinte forma: inicialmente os microorganismos utilizam 
o oxigênio dissolvido (OD) para transformar o carbono em CO2 e depois para 
transformar os compostos nitrogenados em nitratos (NO
3-
) e nitritos (NO
2-
). Essas 
transformações são essenciais na determinação da DBO, que se divide em demanda 
carbonácea (presença de CO2) e demanda nitrogenada (nitratos e nitritos). 
O valor da DBO é usado para estimar a carga orgânica dos efluentes e dos 
recursos hídricos, e com esses valores é possível calcular qual a necessidade de aeração 
(oxigenação) para degradar essa matéria orgânica nas Estações de Tratamento de Esgoto 
(ETE’s). 
A análise de DBO consiste em incubar as amostras em frascos especialmente 
utilizados para a DBO, à temperatura de 20 ±1 ºC no escuro por um período de cinco 
dias. No início e ao final do quinto dia mede-se a concentração de oxigênio dissolvido 
(OD) presente na amostra e obtém-se por diferença, a demanda requerida pelos 
microrganismos para a oxidação da matéria orgânica presente na amostra. 
 
Coleta e preservação da amostra 
 
A preservação pode ser realizada através de refrigeração da amostra a 4 ºC, mas o 
prazo para a realização da análise de DBO é de 24 horas. 
 
 
Materiais e Reagentes 
 
 Bomba de ar comprimido 
 Estufa incubadora para DBO 
 Proveta 100 ml 
 Béquer de 100, 500 ml 
 Frascos de DBO 
 Pipeta volumétrica de 100 ml 
 Erlenmeyer de 250 ml 
 Pipeta graduada de 2, 5, 10 ml 
 Bureta de 10 ou 25 ml 
 Solução alcalina de iodeto-azida 
 Solução de sulfato manganoso 
 Solução de amido 
 Solução de tiossulfato de sódio (Na2S2O3) 0,0125M, padronizada 
 Solução tampão fosfato 
 Ácido sulfúrico concentrado 
 Solução de cloreto de cálcio (CaCl2) 
41 
 
 Solução de cloreto férrico (FeCl3) 
 Solução de sulfatode magnésio (MgSO4) 
 
Procedimentos 
 
Diluição 
 
 Diante do desconhecimento do teor de matéria orgânica presente em uma amostra, 
deve-se levar em consideração a sua natureza tendo em vista que uma diluição 
inadequada da amostra pode provocar um consumo total de oxigênio antes do quinto dia 
e no outro extremo, de uma diluição exagerada pode não ocorrer qualquer consumo de 
OD. Em ambos os casos o teste será inválido. Desta forma é recomendável que, na 
medida do possível, reúnam-se informações prévias sobre o teor e a natureza da matéria 
orgânica presente na amostra. 
 Deve-se trabalhar com diluições que ao final do quinto dia garantam no frasco um 
residual de oxigênio dissolvido de no mínimo 2 mg L
-1
. Na ausência de qualquer outro 
indicativo, as diluições no Quadro 1 servem como referência. É recomendável preparar 
três diluições diferentes de amostras desconhecidas. 
 
Quadro 1. Diluições de amostras sugeridas para análise de DBO de diferentes tipos de 
amostras 
 
Tipo de Efluente mL de amostra (em frasco de 300 ml) 
Esgoto bruto 0,3 – 3 
Esgoto sedimentado 3 – 15 
Esgoto tratado 15 – 75 
Rios ou lagoas poluídas 75 – 150 
 
 
Água de Diluição 
 
 As diluições devem ser feitas com água de diluição, preparada em volume 
determinado pelo número de amostras, diluições e réplicas a serem analisadas. 
 Utilizando um compressor de ar comprimido, sature com ar a água destilada de 
maneira a obter um elevado teor de oxigênio dissolvido, por cerca de trinta minutos. 
 Para cada litro de água, adicionar 1 mL das seguintes soluções: CaCl2, FeCl3, MgSO4 
e solução tampão fosfato. 
 Deve-se esperar 30 min após o término da aeração antes de se utilizar a água de 
diluição. 
 
Obs: 
 Para cada amostra devem-se realizar duas leituras de oxigênio dissolvido (OD), 
sendo uma no primeiro dia (OD0), e outra após o período de cinco dias em estufa 
incubadora a 20±1 ºC (OD5). As análises devem ser realizadas em duplicata. Portanto, 
será necessário preparar quatro frascos para cada diluição de cada amostra (dois para 
OD0 e dois para OD5). 
 Deve-se ter cuidado de se evitar a formação de bolhas de ar durante o manuseio da 
amostra e água de diluição na hora de encher os frascos e durante a execução da análise. 
42 
 
 Por ser um bioensaio, o resultado da determinação de DBO sofre fortemente a 
influência da presença de substâncias tóxicas ou de um inóculo bacteriano de baixa 
atividade. Portanto é aconselhável verificar a qualidade da água de diluição, do inoculo 
de microrganismos e da técnica analítica periodicamente. 
 
 
OD0 
 Pegue dois frascos de Winkler (duplicata). 
 Adicione a amostra de acordo com o Quadro 1. 
 Complete o frasco com a água de diluição preparada anteriormente. 
 Ao frasco contendo a amostra e a água de diluição, adicionar 2 mL da solução de 
sulfato manganoso utilizando uma pipeta graduada. Da mesma forma, adicionar 2 
mL da solução de iodeto e azida. 
 Fechar o frasco com o cuidado de não deixar bolhas de ar em seu interior, e agitar 
por meio de inversões sucessivas. Deixar o precipitado sedimentar até 
aproximadamente metade do frasco. Caso o precipitado tenha uma coloração 
esbranquiçada a análise é finalizada, pois não existe oxigênio dissolvido na amostra. 
 Caso o precipitado apresente uma coloração marrom, após a precipitação adicionar 2 
mL de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) e agitar até a sua completa dissolução. 
 Pipetar exatamente 100 mL (com pipeta volumétrica) da solução em um erlenmeyer 
de 250 mL e titular com solução Na2S2O3 0,0125M padronizada, de amarelo palha 
até incolor. 
OD5 
 
 Pegue dois frascos de Winkler (duplicata). 
 Adicione a amostra de acordo com o Quadro 1. 
 Complete o frasco com a água de diluição preparada anteriormente. 
 Leve a incubadora BOD durante 5 dias a 20±1 ºC. 
 Após os 5 dias retire da BOD e em seguida: 
 Adicionar ao frasco 2 mL da solução de sulfato manganoso utilizando uma pipeta 
graduada. Da mesma forma, adicionar 2 mL da solução de iodeto e azida. 
 Fechar o frasco com o cuidado de não deixar bolhas de ar em seu interior, e agitar 
por meio de inversões sucessivas. Deixar o precipitado sedimentar até 
aproximadamente metade do frasco. Caso o precipitado tenha uma coloração 
esbranquiçada, a análise é finalizada, pois não existe oxigênio dissolvido na amostra. 
 Caso o precipitado apresente uma coloração marrom, após a precipitação adicionar 2 
mL de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) e agitar até a sua completa dissolução. 
 Pipetar exatamente 100 mL (com pipeta volumétrica) da solução em um erlenmeyer 
de 250 mL e titular com solução Na2S2O3 0,0125M padronizada, de amarelo palha 
até incolor. 
 
 
Cálculos 
 
DBO, mg L
-1
 = (OD0 – OD5) 
 P 
 
OD (mg L
-1
 O2) = mL Na2S2O3 gastos na titulação, isto é, 1 mL Na2S2O3 0,0125M
 
= 1 
mg L
-1
 OD quando se titula uma alíquota de 100 mL da amostra. 
43 
 
Onde: 
OD0 = OD da amostra diluída imediatamente após seu preparo, mg L
-1
 
OD5 = OD da amostra diluída após incubação por cinco dias a 20 ºC, mg L
-1
 
P = fração decimal da amostra utilizada 
 
Se por acaso houver algum imprevisto na avaliação do OD dentro de 5 dias, por 
exemplo, antecipando-se ou atravessando-se a avaliação do OD, pode-se utilizar a 
seguinte tabela para correção do cálculo da DBO: 
 
- 3 dias valor da DBO encontrado × 1,360 
- 4 dias valor da DBO encontrado × 1,133 
- 5 dias valor da DBO encontrado × 1,000 
- 6 dias valor da DBO encontrado × 0,907 
- 7 dias valor da DBO encontrado × 0,850 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Ver seção do oxigênio dissolvido (página X) 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
44 
 
DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO (DQO) – MÉTODO COLORIMÉTRICO 
(Standard Methods 5220D p.5-17 20ªed) 
 
 
A DQO se baseia no fato de alguns compostos orgânicos serem oxidados por 
agentes químicos oxidantes considerados fortes, como por exemplo, o K2Cr2O7 
(dicromato de potássio) em meio ácido, sendo o resultado final desta oxidação o dióxido 
de carbono e água. É a quantidade de O2 necessária para a oxidação da matéria orgânica 
através de um agente químico. 
Nesta técnica podem ser utilizadas várias substancias químicas como oxidantes, o 
importante é que para um mesmo estudo seja empregado o mesmo oxidante e os 
mesmos procedimentos, porque a proporção da matéria orgânica a ser oxidada depende 
do oxidante, da estrutura dos compostos orgânicos presentes na amostra e do processo 
de manipulação dos reagentes e dos equipamentos. 
Como já citado, o processo se baseia na oxidação de matéria orgânica por uma 
mistura em ebulição de ácido crômico e acido sulfúrico (bicromato de potássio em meio 
ácido). 
O excesso de bicromato é titulado com sulfato ferroso amoniacal usando o 
“ferroin” (complexo ferroso de orto-fenantrolina). 
Segundo alguns autores, para esgotos domésticos brutos, a relação DQO/DBO5 se 
enquadra na faixa de 1,7 a 2,4. Com relação aos esgotos industriais, a relação varia 
numa faixa mais ampla, e desta relação, tiram-se algumas conclusões sobre a 
biodegradabilidade dos despejos. 
A relação DQO/DBO5, permite ainda, definir qual o processo de tratamento a ser 
realizado: 
 
Relação DQO/DBO5 baixa: a fração biodegradável é elevada, o que indica a utilização 
de tratamento biológico. 
 
Relação DQO/DBO5 elevada: a fração inerte, ou seja, não biodegradável é alta; se a 
fraçãonão biodegradável, não for importante em termos de poluição do corpo hídrico 
receptor, indica-se um tratamento biológico; caso a fração não biodegradável, seja 
importante em termos de poluição, indica-se o tratamento físico-químico. 
 
Materiais e Reagentes 
 
Tubos 
Pipetas volumétricas de 2 e 5 mL 
Pera 
Béqueres 
Bloco digestor 
Solução padrão de hidrogeno-ftalato de potássio (1500ppm) 
Solução digestora (ácido sulfúrico/dicromato de potássio/sulfato de mercúrio) 
Solução catalítica (ácido sulfúrico/sulfato de prata) 
Papel absorvente 
 
Procedimento 
 
 Homogeneizar a amostra e com auxílio de uma pipeta transferir 2,5 mL para o tubo 
de ensaio. 
45 
 
 Fazer uma prova em branco usando o mesmo volume (2,5 mL) de água destilada. 
 Adicionar 1,5 mL da solução digestora e cuidadosamente adicionar 3,5mL da 
solução catalítica (ácido sulfúrico/sulfato de prata). 
 Tampar o tubo. Gire cuidadosamente para homogeneizar e limpe-o externamente 
com papel macio e absorvente. 
 Inserir o tubo no bloco digestor mantendo a 150ºC por aproximadamente 2 horas. 
 Resfriar o tubo a temperatura ambiente e esperar a sedimentação de possíveis 
sólidos. Efetuar leitura em espectrofotômetro a 600 nm e calcular a concentração a 
partir da equação da curva de calibração. 
 
 
Preparação da curva de calibração 
 
Preparar no mínimo 5 padrões à partir da solução de hidrogeno-ftalato de 
potássio de acordo com a tabela a seguir, seguindo os mesmos passos requerido no 
procedimento com as mostras. Plotar o gráfico concentração versus absorbância. 
 
Concentração 
mL de solução 
padrão 
mL de H2O 
Solução 
digestora 
(mL) 
Solução 
catalítica 
(mL) 
0 0,0 2,5 1,2 2,8 
120 0,2 2,3 1,2 2,8 
240 0,4 2,1 1,2 2,8 
360 0,6 1,9 1,2 2,8 
480 0,8 1,7 1,2 2,8 
600 1,0 1,5 1,2 2,8 
720 1,2 1,3 1,2 2,8 
840 1,4 1,1 1,2 2,8 
960 1,6 0,9 1,2 2,8 
 
Preparo dos reagentes 
Solução padrão de ftalato ácido de potássio (Sal de Ácido Ftálico, Biftalato de Potássio, 
Ftalato Ácido de Potássio, Ácido 1,2-benzenodicarboxílico) (1500 mg l
-1
 DQO) = 
Dissolver 0,6375 g ftalato ácido de potássio, previamente seco à 120 ºC por uma hora, e 
diluir em um balão volumétrico de 500 ml. A solução é estável por 3 meses quando 
refrigerada, desde que não se observe crescimento biológico. (1 mg desta solução = 
1,176 mg DQO). 
Solução digestora = A aproximadamente 500 ml de água destilada, adicionar 10,216g 
de dicromato de potássio (K2Cr2O7), previamente seco à 103º C por duas horas; 167 ml 
de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) e 33,3 g de sulfato de mercúrio (HgSO4). 
Dissolver, resfriar a temperatura ambiente e diluir a 1000 ml em balão volumétrico. 
Solução catalítica (ácido sulfúrico / sulfato de prata) = Adicionar 10,12 g de sulfato de 
prata (Ag2SO4) a 1000 ml de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4). Deixar em repouso 
por 2 dias para total dissolução do Ag2SO4. 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
46 
 
DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO (DQO) – MÉTODO REFLUXO 
FECHADO TITULOMÉTRICO 
(Standard Methods 5220C p.5-15 20ª ed) 
 
 
Materiais e Reagentes 
 
 Tubos de ensaio 
 Pipetas volumétricas de 2 e 5 mL 
 Pera 
 Béqueres 
 Bloco digestor 
 Solução digestora (dicromato de potássio 0,0167M) 
 Solução catalítica (ácido sulfúrico/sulfato de prata) 
 Ferroína 
 Sulfato ferroso amoniacal 0,025M 
 
Procedimento 
 
Digestão 
 
 Homogeneizar a amostra e com auxílio de uma pipeta transferir 2,5 mL para o tubo 
de ensaio. 
 Fazer uma prova em branco usando o mesmo volume (2,5 mL) de água destilada. 
 Adicionar 1,5 mL da solução digestora (dicromato de potássio 0,0167M) e 
cuidadosamente adicionar 3,5 mL da solução catalítica (ácido sulfúrico/sulfato de 
prata). 
 Tampar o tubo. Gire cuidadosamente para homogeneizar e limpe-o externamente 
com papel macio e absorvente. 
 Inserir o tubo no bloco digestor mantendo a 150ºC por aproximadamente 2 horas. 
 Resfriar o tubo a temperatura ambiente. 
 
Titulação 
 
 Transferir o conteúdo do tubo para um erlenmeyer. 
 Adicionar 1 a 2 gotas de ferroína. 
 Titular com solução de sulfato ferroso amoniacal padronizado*. O ponto final da 
titulação é a mudança de coloração de verde-azulado para marrom-avermelhado. Não 
considerar o reaparecimento da coloração verde-azulada se esta ocorrer dentro de alguns 
minutos. 
 
*Padronização 
 
Observação: A padronização deverá ser feita toda vez que realizar a análise! 
 Adicionar a um erlenmeyer 5 mL de água destilada. 
 Adicionar 2,5 mL da solução digestora (dicromato de potássio 0,0167M). 
 Adicionar 1 a 2 gotas de ferroína. 
 Titular com solução de sulfato ferroso amoniacal 0,025M. 
 Calcular a molaridade exata atráves da fórmula: 
47 
 
µ = V1 x 0,025 x 4 
 V2 
 
 Onde: 
 µ = molaridade de solução de sulfato ferroso amoniacal exata. 
 V1 = volume da solução de dicromato de potássio em mL. 
 V2 = volume de sulfato ferroso amoniacal usado na titulação em mL. 
 
Obs.: A molaridade original é de 0,1M, por isso na fórmula temos que multiplicar 0,025 
por 4. Verá que o V2 será 4 vezes maior que V1. 
 
 
Cálculo 
 
DQO mg O2 L
-1 
= (A-B) x µ(Sulfato) x 8000 
 V (amostra) 
 
Onde: 
 A = Volume de sulfato ferroso amoniacal usado no branco em mL. 
 B = Volume de sulfato ferroso amoniacal usado na amostra em mL. 
 µ(Sulfato) = Molaridade do sulfato ferroso amoniacal 
 8000 = equivalente grama do O2 x 1000 mL L
-1
. 
 V = Volume da amostra em mL. 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Ferroína: Dissolver 1,485g de 1,10-fenantrolina monoidratada e 695mg de sulfato 
ferroso heptaidratado (FeSO4.7H2O) e diluir para 100mL. 
 
Dicromato de potássio 0,0167M = Dissolver em 0,5L de água destilada 4,903 g de 
dicromato de potássio (K2Cr2O7) previamente seco em estufa por 2 horas a 105°C. 
Adicionar 167mL de ácido súlfurico concentrada (H2SO4)e 33,3 g de sulfato de 
mércúrio II (HgSO4). Dissolver e deixe esfriar. Após, complete o volume para 1L em 
um balão volumétrico. 
 
Solução catalítica (ácido sulfúrico / sulfato de prata) = Adicionar 10,12 g de sulfato de 
prata (Ag2SO4) a 1000 ml de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4). Deixar em repouso 
por 2 dias para total dissolução do Ag2SO4. 
 
Solução de sulfato ferroso amoniacal 0,025M = Dissolver em água destilada 9,8g de 
sulfato ferroso amoniacal hexaidratado (Fe9NH4)2(SO4)26H2O). Adicionar 5mL de ácido 
sulfúrico concentrado. Completar em um balão de 1L com água destilada. Padronizar 
essa solução diariamente com solução de dicromato de potássio 0,0167M, como 
descrito na metodologia. 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
48 
 
NITROGÊNIO TOTAL (ORGÂNICO + AMONIACAL) 
(Método Micro-Kjedahl, adaptado de Kjeldhal, 1883 citado por Vogel, 1992) 
 
 
 
O nitrogênio é o nutriente inorgânico requerido em maiores concentrações para o 
crescimento dos microrganismos. Em águas naturais, esse nutriente é limitado, pois a 
presença em excesso poderá causar eutrofização, aumentando o crescimento de algas, 
mudando a coloração dos corpos d’água para azulada/esverdeada, provocando 
toxicidade de peixes e diminuição da quantidade de oxigênio dissolvido. As análises 
para a determinação do nitrogênio são feitas para assegurar qualidade da água, evitando 
assim que haja danos à flora e a fauna aquática. Ainda são utilizadaspara 
monitoramento de despejos oriundos de estações de tratamento de esgotos domésticos, 
industriais e agroindustriais. 
Pode ser encontrado nas águas nas formas de nitrogênio orgânico, amoniacal, 
nitrito e nitrato. As duas primeiras chamam-se formas reduzidas e as duas últimas, 
formas oxidadas. Pode-se associar a idade da poluição com a relação entre as formas de 
nitrogênio, ou seja, se for coletada uma amostra de água de um rio poluído e as análises 
demonstrarem predominância das formas reduzidas significa que o foco de poluição se 
encontra próximo; se prevalecer nitrito e nitrato, ao contrário, significa que as descargas 
de esgotos se encontram distantes. Nas zonas de autodepuração natural em rios, 
distinguem-se as presenças de nitrogênio orgânico na zona de degradação, a primeira 
zona de poluição que se forma após o lançamento do esgoto, amoniacal na zona de 
decomposição ativa, na qual se localiza o ponto de concentração mínima de oxigênio 
dissolvido nas águas, nitrito na zona de recuperação e nitrato na zona de águas limpas. 
Nitrogênio orgânico: é o resultado da diferença entre nitrogênio Kjeldahl e 
amônia livre. Pode ser determinado diretamente, por remoção preliminar da amônia da 
amostra antes da digestão. 
Nitrogênio total Kjeldahl: é o resultado da soma da amônia livre e do nitrogênio 
orgânico. Pode ser determinado diretamente, sem remoção preliminar da amônia da 
amostra antes da digestão. 
A determinação do nitrogênio total (NT) proposta por Kjeldahl em 1883, ainda é 
muito usada por ser uma técnica confiável, com rotinas bem estabelecidas e ao longo do 
tempo permaneceu praticamente a mesma com poucas modificações (Vogel, 1992). Esta 
técnica possibilita a determinação indireta de proteínas em várias amostras biológicas, 
assim como o nitrogênio em plantas para a avaliação do estado nutricional (Yasuhara e 
Nokihara, 2001; Nogueira e Souza, 2005). 
 O método é baseado na decomposição da matéria orgânica através da digestão 
da amostra a 400o C com ácido sulfúrico concentrado, em presença de sulfato de cobre 
como catalisador que acelera a oxidação da matéria orgânica. O nitrogênio presente na 
solução ácida resultante é determinado por destilação por arraste de vapor, seguida de 
titulação com ácido diluído (Nogueira e Souza, 2005). 
As reações químicas que se passam durante o processo da determinação dos 
compostos nitrogenados podem ser assim resumidas (Silva, 1990): 
Durante a digestão, o carbono contido na matéria orgânica é oxidado e o dióxido 
de carbono (CO2) se desprende. Durante o processo da digestão a solução passa de uma 
coloração escura (preto) para um verde claro (Figura 1B). Além dos agrupamentos 
protéicos, existe o nitrogênio sob a forma de amina, amida e nitrila, que é transformado 
em amônia (NH3) a qual reage com o H2SO4, formando o sulfato de amônio 
49 
 
((NH4)2SO4) conforme mostrado nas reações durante a digestão, e esse ao esfriar forma 
cristais. 
Após a digestão inicia-se o processo de destilação que pode ser feita por 
aquecimento direto ou por arraste de vapor. O sulfato de amônio é tratado com 
hidróxido de sódio (NaOH), em excesso, ocorrendo a liberação de amônia.. Ao 
adicionar o hidróxido de sódio, deve-se utilizar algumas gotas de solução indicadora, no 
destilador, para garantir um ligeiro excesso de base. A amônia que desprende na reação 
é coletada num frasco contendo ácido bórico (H3BO3) com o indicador, previamente 
adaptado ao conjunto da destilação. Considera-se terminado o processo, quando toda a 
amônia já se desprendeu. A solução contendo ácido bórico com o indicador que no 
início apresentava coloração rósea adquire a cor azulada à medida que vai se formando 
o borato de amônio (NH4H2BO3). 
Por fim, a última etapa do processo corresponde a titulação. O borato de amônio 
é titulado com uma solução padrão de ácido sulfúrico de molaridade conhecida até a 
viragem do indicador de azul para rosa. 
 
 
Materiais e reagentes utilizados para digestão amostra 
 
 Tubo de ensaio 
 Erlenmeyer (125 mL) 
 Pipeta graduada 
 Mistura catalisadora (sulfato de cobre/sulfato de potássio 1:1) 
 Ácido sulfúrico concentrado 
 Hidróxido de sódio 40% 
 Ácido bórico/Solução indicadora mista 
 Ácido sulfúrico 0,01M padronizado 
 Água destilada 
 
Procedimento 
 
Diluição 
 
 Tomar um volume adequado de amostra em um béquer de 100 mL, de acordo 
com a Tabela a seguir e diluir a amostra para 50 mL com água destilada (ABNT, 1997). 
Nitrogênio orgânico na amostra mg L
-1 
Volume da amostra (mL) 
4 – 40 50 
8 – 80 25 
20 – 200 10 
40 – 400 5 
 
 No caso de lodos, pesar uma quantidade de material úmido equivalente a 0,2 
mg/L a 2,0 mg/L de nitrogênio orgânico e transferir quantitativamente para um béquer 
de 1000 mL, com auxílio de pequenas porções de água destilada, não excedendo o 
volume final de 50 mL. Determinar separadamente a porcentagem de umidade do lodo 
(ABNT, 1997). 
 
Digestão 
 
50 
 
 Pipetar 5 mL da amostra e colocar no tubo de ensaio, em seguida adicionar 0,5g da 
mistura catalisadora e 2,5mL de ácido sulfúrico concentrado. 
 Caso a mistura se prenda na parede do balão, lavar com água destilada. 
 Colocar os tubos no digestor iniciando com a temperatura de 100ºC durante 45mim. 
 Após, aumentar para 170ºC durante 30 min. 
 Aumente novamente a temperatura para 250ºC por 45min. 
 Caso não houver a mudança de cor aumente para 370ºC e deixe até a mudança de cor 
(deve ficar verde claro/azul). É importante que a temperatura nunca ultrapasse 400ºC. 
 
Destilação 
 
 Espere esfriar, complete com 20 mL de água destilada e ajuste ao destilador. 
 No outro lado do destilador, coloque um erlenmeyer de 125mL com 3 mL de solução 
de ácido bórico. 
 Adicionar 15mL de NaOH no copo dosador e coletar o vapor até chegar a 
aproximadamente 15mL. 
 
Titulação 
 
 Titular a solução de 15 mL destilado com ácido sulfúrico 0,01M padronizado. 
 Anotar o volume gasto. 
 
Obs: para o branco, colocar as mesmas quantidades e, em vez da amostra, água 
destilada, realizando todo o processo da mesma forma. 
 
Cálculo 
 
Nitrogênio (mg L
-1
) = (V1 –V2)xMxFx14x1000 
 V3 
 
 
V1= Volume gasto na titulação da amostra (mL). 
V2= Volume gasto na titulação do branco (mL). 
V3= Volume de amostra digerida (5mL nesta metodologia). 
M= Molaridade do ácido sulfúrico (0,01M). 
F= Fator de correção na padronização da solução de ácido sulfúrico 0,01M. 
 
Na determinação da proteína bruta, multiplica-se o valor do nitrogênio total 
encontrado pelo método de Kjeldahl por um fator que converte o nitrogênio em 
proteína. Convencionalmente, em amostras de alimentos para animais: plantas 
forrageiras, rações concentradas, entre outros materiais, a proteína bruta (PB) é expressa 
pelo fator 6,25, considerando que a maioria das proteínas contém nas suas moléculas 
aproximadamente 16% de nitrogênio. A expressão abaixo é utilizada para determinar a 
proteína bruta: 
 
PB = NT x FN 
 
Onde: 
PB: teor de proteína bruta na amostra, em percentagem; 
FN: 6,25. 
51 
 
 Expressa-se o resultado corrigido, tendo-se como base de correção a matéria 
seca a 105
o
C. Deve se fazer testes em branco com o objetivo de eliminar a interferência 
e contaminação dos reagentes. 
 
Preparo dos reagentes 
 
Preparar todos os reagentes em água destilada ou deionizada, livre de amônia. 
 
Mistura catalisadora: (sulfato de cobre 1:1 Sulfato de potássio). Ex: 5g de Sulfato de 
cobre para 5g de Sulfato de potássio). Deixar o sulfato de cobre na estufa por 2h a 
105ºC. 
 
Soluçãoindicadora mista = Dissolver 200 mg vermelha de metila em 100 ml etanol 
95%. Dissolver 100 mg de azul de metileno em 50 ml etanol 95%. Combinar as 
soluções. Preparar mensalmente. 
 
Solução de ácido bórico / Solução indicadora mista = Dissolver 20 g H3BO3 em água e 
adicionar 10 ml da solução indicadora mista. Preparar mensalmente. 
 
Solução de ácido sulfúrico 0,01M = Com o auxílio de uma pipeta pegar 0,54mL de 
ácido sulfúrico concentrado e diluir para 1L em um balão volumétrico. (lembre-se de 
padronizar – ver seção padronização de soluções). 
 
Solução de hidróxido de sódio 40% = dissolver 400g de hidróxido de sódio p.a. (NaOH) 
em água destilada e diluir a 1000 mL. 
 
Referências bibliográficas 
 
VOGEL, A. I. Análise Química Quantitativa. Tradução: Horácio Macedo. 5 ed. Rio de 
Janeiro: Guanabara Koogan S. A., 1992. 712p. 
 
GALVANI, F.; GAERTNER, E. Adequação da metodologia Kjeldahl para 
determinação de nitrogênio total e proteína bruta (Circular Técnica 63). Corumbá: 
Embrapa Pantanal, 2006. 9p. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
52 
 
NITRATO 
(Standard Methods 4500-NO3
-
 p.4-115 20ªed) 
 
 
Esta técnica deverá ser usada somente para amostras que contém baixa matéria 
orgânica, ou seja, água não contaminada e potável. A curva de calibração segue a lei de 
Beer até 11 mg N/L. 
 
Material e reagentes 
 
 Pipetas de 1 e de 25 mL 
 Béquer 
 Funil 
 Papel de filtro 
 Ácido clorídrico 1M 
 Solução padrão de KNO3 
 Espectrofotômetro 
 
 
Preparo da curva de calibração 
 
 A partir desta solução estoque de KNO3 prepare uma solução intermediária (10 mg 
L
-1 
N): 100 mL da solução estoque em 1L de água destilada. Cada mL terá 0,01 mg N 
(NO3
-
) Preserve com 2 mL de CHCl3/L. Esta solução é estável por 6 meses. 
 Preparar os padrões de NO3
- 
de acordo com o valor esperado. Na Tabela temos um 
exemplo de curva. 
 
mg NO3
- 
L-
1
 Volume da solução intermediária 
10 mg N (NO3
-
) 
0 0 
1 5 
2 10 
3 15 
4 20 
5 25 
6 30 
7 35 
*.Completar com água destilada para balões de 50 mL 
 
Procedimento 
 
 Filtrar a amostra (se necessário) com o auxílio de um funil e papel de filtro. 
 Meça 25 mL de amostra. 
 Adicione 0,5 mL de HCl 1M. 
 Misture bem. 
 Leia em espectrofotômetro a 220nm para obter a leitura do NO3
-
 e em 275nm 
para determinar interferentes devido a material orgânico dissolvido. 
 
Cálculo 
53 
 
 Para as mostras e para os padrões subtraia duas vezes a absorbância lida a 275nm da 
leitura a 220nm para obter a absorbância devido ao NO3
-
. Construir uma curva padrão 
plotando absorbância contra a concentração de NO3
-. 
Usando a absorbância da amostra 
corrigida, obtenha a concentração da amostra diretamente da curva padrão. Note: se a 
leitura correta for maior que 10% da leitura em 220 nm, não use este método 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Solução padrão de KNO3 (100 mg L
-1 
N) = Dissolver 0,7218g KNO3 (previamente seco 
em estufa a 105°C por 24.h), em 1L de água destilada. Essa solução terá para 1mL = 
0,1mg N (NO3
-
). Preserve com 2 mL de CHCl3/L. Esta solução é estável por 6 meses. 
 
Ácido clorídrico HCl 1M = Diluir 8,4 mL de ácido clorídrico concentrado em 80 mL de 
água destilada e completar o balão para 100 mL. 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
54 
 
NITRATO 
(Método de Yang et al. (1998) citado em Matos, 2012)) 
 
 
Material e reagentes 
 
 Tubos de ensaio 
 Pipetas de 1 e 5 mL 
 Pera 
 Béquer 
 Funil 
 Papel de filtro 
 Solução TRI (deve ser preparada a cada ensaio) 
 Hidróxido de sódio 40% (NaOH) 
 Ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) 
 Espectrofotômetro 
 
 
Procedimento 
 
 Adicionar em um tubo de ensaio 1 mL de amostra. 
 Adicionar 0,5 ml da solução TRI. 
 Levar a estufa de um dia para o outro ou até secar totalmente o líquido. 
 Obs.: para o branco adicionar somente 0,5mL da solução TRI. 
 Após seco: 
 Adicionar 1 mL de ácido sulfúrico concentrado. 
 Adicionar 5 ml de água destilada. 
 Espere esfriar. 
 Adicionar 5 mL de hidróxido de sódio 40% e esperar esfriar. 
 Ler no espectrofotômetro a 410nm. 
 
Preparação da curva 
 
A partir da solução estoque, preparar padrões. Na tabela temos um exemplo: 
mg NO3
- 
L-
1
 Volume da solução padrão 
 50 mg N (NO3
-
) 
1 0,5 
2 1,0 
3 1,5 
4 2,0 
5 2,5 
6 3,0 
7 3,5 
8 4,0 
9 4,5 
10 5,0 
*.Completar com água destilada para balões de 25 mL 
55 
 
 Repetir todo procedimento, porém no lugar da amostra adicionar 1 ml de cada 
padrão. 
 Ler no espectrofotômetro a 410nm. 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Solução TRI = Pesar 0.02g de NaOH e diluir em 25mL de água destilada. Adicionar 0.5 
g de salicilato de sódio, 0.01g de cloreto de sódio e 0.05 g de sulfamato de amônio. 
Transferir para um balão volumétrico de 50mL e completar o volume com água 
destilada. Guardar na geladeira. 
Obs: procedimento para até 100 amostras! Se necessário mais, aumente 
proporcionalmente os reagentes. 
 
Solução padrão estoque de 50 mg L
-1
(N-NO3) = Dissolver 0,3607g de KNO3 
(previamente seco em estufa a 105°C por 24h), em 1L de água destilada. Preserve com 
2 mL de CHCl3/L. Esta solução é estável por 6 meses. 
 
Solução de hidróxido de sódio NaOH 40% = Em um béquer de 2L, dissolver 400g de 
NaOH em aproximadamente 500mL de água destilada. Manter constante agitação. 
Espere esfriar, transfira para um balão de 1L e complete com água destilada. 
 
Ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) 
 
 
Referências bibliográficas 
 
YANG, J.E; KIM, J.J; SKOGLEY, E.O; SCHASS, P.E. A simple spectrophotometric 
determination of nitrate in water, resin, and soil extracts. Soil Science Society of America 
Journal, v.62, p.108-115, 1998. 
 
MATOS, A.T. Qualidade do meio físico - Práticas de laboratório. Viçosa: Imprensa 
Universitária, UFV, 2012. 150p. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
56 
 
NITRITO 
(Standard Methods 4500-NO2
- 
p. 4-114 20ªed) 
 
 
Materiais e reagentes 
 
 Béqueres ou erlenmeyers. 
 Pipeta de 10mL 
 Funil 
 Papel de filtro 
 Reagente colorimétrico para nitrito 
 Espectrofotômetro 
 
Curva 
 
 A partir da solução estoque, preparar diferentes padrões de acordo com o resultado 
esperado para cada tipo de amostra. Use balões de 50 mL. 
 Passar os 50 mL do padrão para um béquer. 
 Adicionar 2 mL do reagente colorimétrico. 
 Homogeneizar a solução. 
 Aguardar 10 minutos. 
 Ler no espectrofotômetro em 543nm. 
Obs.: Se for usar de 25 mL lembre-se de adicionar somente 1 mL da solução 
colorimétrica. 
 
Procedimento 
 
 Filtrar a amostra com o auxílio de um funil e papel de filtro. 
 Para diluição lembre-se que o valor total sempre deverá ser de 25 ml (coloque a 
amostra e complete até 25 mL com água destilada) 
 Branco: 25 ml de água destilada. 
 Adicionar 1 mL do reagente colorimétrico. 
 Homogeneizar a solução e aguardar 10 minutos. 
 Ler no espectrofotômetro em 543nm. 
 
Preparo dos reagentes 
 
Reagente colorimétrico = Em um béquer de 1L adicionar 800 mL de água destilada. 
Adicionar 100 mL de ácido fosfórico 85% e 10g de sufanilamida.Mexer até dissolver 
completamente. Adicionar 1g de N(1-naftiletilenodiamina) e mexer até completa 
dissolução. Completar o volume com água destilada até 1L. Guardar em frasco âmbar e 
em local refrigerado. 
 
Solução estoque de NaNO2 (50 mg L
-1
 N
 
) = 0,075g de NaNO2 para 1L de solução. 
Preserve esta solução com 1 mL de CHCl3. 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
57 
 
FÓSFORO TOTAL 
(Método ácido ascórbico modificado 4500-P E - Standard Methods p.4-146 20ªed) 
(Adaptado da metodologia fósforo Matos, 2012) 
 
 
Nas águas o fósforo é encontrado nas formas de ortofosfatos, polifosfatos e 
fósforo orgânico. Em geral, esse elemento é responsável pelo crescimento de algas, mas, 
em grandes concentrações pode causar a eutrofização, ou seja, fertilização. 
O fósforo é um nutriente essencial no crescimento de microrganismos 
responsáveis pela estabilização da matéria orgânica. 
Como o fósforo pode ocorrer combinado com a matéria orgânica, faz-se 
necessária uma digestão ácida da amostra para que todas as formas de fósforo possam 
ser convertidas a ortofosfatos. A adição de molibdato de amônio em meio ácido 
promove a formação do complexo molibdofosfato que é então reduzido pela adição de 
cloreto estanoso, dando origem ao intensamente colorido azul de molibdênio, que é 
quantificado em espectrofotômetro a 690 nm. 
 
PO4
3-
 + 12(NH4)2MoO4 + 24H
+
  (NH4)3PO4.12MoO3 + 21NH4
+
 + 12 H2O 
 
(NH4)3PO4.12MoO3 + Sn
2+
  [azul de molibdênio] + Sn4+ 
 
A concentração mínima detectada pelo método colorimétrico utilizando cloreto 
estanoso é de 0,003 mg P l
-1
. 
 
Coleta e preservação da amostra 
 
A amostra deve ser coletada e armazenada em frasco de vidro, previamente 
lavado com HCl 10%. A conservação pode ser feita pela da diminuição do pH para 
abaixo de 2 usando H2SO4 e refrigerando. O prazo máximo recomendado para a 
execução da análise é de 28 dias. 
 
Material e reagentes utilizados 
 
 Pipetas volumétricas. 
 Proveta 50mL. 
 Balão de 50mL. 
 Espectrofotômetro (725nm) 
 Bloco digestor. 
 Ácido nítrico conc. (HNO3) 
 Ácido sulfúrico conc. (H2SO4) 
 Solução trabalho/725 
 
Obs.: Toda vidraria que entrar em contato direto com a amostra deverá ser lavada com 
HCl 20% e enxaguada várias vezes com água destilada. Não se deve usar detergente 
para a lavagem da vidraria destinada a análise de fósforo. 
 
Procedimento 
 
 Selecionar o volume de amostra em função da concentração de fósforo esperada 
conforme segue: 
58 
 
mg l
-1
 P Volume da amostra (ml) 
0,2 - 1,5 100 
1,5 - 3,0 50 
3,0 – 6,0 25 
6,0 – 15 10 
15 – 30 5* 
*Mais usado. 
 
 Pipetar o volume de amostra de acordo com a tabela acima e colocar no tubo micro 
Kjeldhal. Adicionar 2,5 mL de ácido nítrico e 0,5 mL de ácido sulfúrico. 
 Levar ao digestor a 100ºC por 1h e logo após aumentar para 200ºC até reduzir o 
volume e ocorrer fumaça branca. 
 Após esfriar, transferir para um balão de 50 mL e completar com água destilada. 
 Preparar solução trabalho: pesar 0,2g de ácido ascórbico, transferir para um balão de 
100 mL e completar o volume com água destilada. Pipetar 25 mL da solução 725 (ver 
no anexo modo de preparo) no ácido ascórbico preparado (essa é solução trabalho). 
 Transferir 5 mL da amostra já digerida e diluída para o tubo de ensaio e adicionar 5 
mL da solução trabalho. 
 Realizar a leitura em espectrofotômetro a 725nm e substituir o valor de absorbância 
na equação de calibração. 
 
Curva padrão 
 
 Pesar 4,3943g de KH2PO4 e secar em estufa. Transferir para um balão de 1L e 
completar o volume com água destilada (esta solução terá 1000mg L
-1
 de P). 
 Fazer a diluição da solução preparada acima: Pipetar 10 mL da solução KH2PO4 
preparada em balão de 1L e completar com água destilada (esta solução terá 10 
mg L
-1 
de P). 
 Pipetar 5mL de cada balão em um tubo de ensaio e adicionar 5mL da solução 
trabalho e realizar a leitura em espectrofotômetro a 725nm. 
 Ajustar a curva de calibração e obter a equação para os valores de absorbância 
em x e concentração de fósforo (mg L
-1
) em y. 
 Obs.: Realizar as diluições de acordo com a quantidade esperada de P. 
 Exemplo: 
Pipetar 5 mL (solução de 10mg) em balão de 50mL = 1 mg 
Pipetar 10 mL (solução de 10mg) em balão de 50mL = 2 mg 
Pipetar 20 mL (solução de 10mg) em balão de 50mL = 4 mg 
Pipetar 40 mL (solução de 10mg) em balão de 50mL = 8 mg. 
Pipetar 1 mL (solução de 1000mg) em balão de 50mL = 20 mg 
Pipetar 0,5 mL (solução de 1000mg) em balão de 50mL = 10 mg 
 ...completar com água destilada e homogeneizar (diluições). 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Solução de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4). 
 
Solução de ácido nítrico concentrado (HNO3). 
 
59 
 
KH2PO4: para fazer a curva. Metodologia descrita na página da prática. 
 
Solução 725: Pesar 1g de sub-bicarbonato de bismuto. Adicionar 139mL de ácido 
sulfúrico concentrado em um balão de 1L. Dissolver 20g de molibdato de amônio m 
água destilada e adicionar ao balão completando-a. O frasco de reserva deve ser âmbar. 
 
Solução trabalho: Pesar 0,2g de ácido ascórbico e dissolver em 100mL de água 
destilada. Pipetar 25 mL da solução 725 e juntar a essa solução de ácido ascórbico. 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
MATOS, A.T. Qualidade do meio físico - Práticas de laboratório. Viçosa: Imprensa 
Universitária, UFV, 2012. 150p. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
60 
 
FOSFATO 
(Método ácido ascórbico modificado 4500-P E - Standard Methods p.4-146 20ªed) 
(Adaptado da metodologia Fósforo Matos, 2012) 
 
 
Material e reagentes 
 
 Pipetas volumétricas. 
 Proveta 50mL. 
 Funil e papel de filtro 
 Balões volumétricos de 50 e 100 mL. 
 Solução trabalho/725 
 Espectrofotômetro (725nm) 
Obs.: Toda vidraria que entrar em contato direto com a amostra deverá ser lavada com 
HCl 10% e enxaguada várias vezes com água destilada. 
 
Procedimento 
 
 Filtrar a amostra com auxílio de um funil e papel de filtro. 
 Pipetar 5 mL de amostra já filtrada para um tubo de ensaio* (no caso da curva ter 
sido feita no tubo) 
 Preparar solução trabalho: pesar 0,2g de ácido ascórbico, transferir para um balão de 
100 mL e completar o volume com água destilada. Pipetar 25 mL da solução 725 (ver 
no anexo modo de preparo = do fósforo) no ácido ascórbico preparado (essa é solução 
trabalho). 
 Adicionar 5 mL da solução trabalho. 
 Realizar a leitura em espectrofotômetro a 725nm e substituir o valor de absorbância 
na equação de calibração. 
 
Curva padrão 
 
 Pesar 4,3943g de KH2PO4 e secar em estufa. Transferir para um balão de 1L e 
completar o volume com água destilada (esta solução terá 1000mg L
-1
 de P). 
 Fazer a diluição da solução preparada acima: Pipetar 10 mL da solução KH2PO4 
preparada em balão de 1L e completar com água destilada (esta solução terá 10 mg 
L
-1 
de P). 
 Pipetar 5mL de cada balão em um tubo de ensaio e adicionar 5mL da solução 
trabalho e realizar a leitura em espectrofotômetro a 725nm. 
 Ajustar a curva de calibração e obter a equação para os valores de absorbância em x 
e concentração de fósforo (mg L
-1
) em y. 
 Obs.: Realizar as diluições de acordo com a quantidade esperada de P. 
 Exemplo: 
 Pipetar5,10, 20, 40 mL (solução de 10mg) em balão de 50mL = 1, 2 ,4 e 8 mg 
 Pipetar 0,5 mL (solução de 1000mg) em balão de 50mL = 10 mg 
 
Preparo dos reagentes = Ver seção do fósforo (página 58) 
 
Referências Bibliográficas -= Ver seção do fósforo (página 58) 
 
61 
 
CLORETOS 
(Método argentométrico 4500-Cl
-
 B - Standard Methods p.4-67 20ªed) 
 
 
 Métodos disponíveis para a determinação de cloretos incluem as titulações 
argentométrica, potenciométrica e com nitrato de mercúrio. Os cloretos podem ser 
determinados também por cromatografia de íons. Existem também analisadores 
automáticos que utilizam um método colorimétrico em que o íon mercúrico contido no 
titulante, tiocianeto de mercúrio, forma um complexo estável com cloreto. Isso libera o 
tiocianeto, que reage com o íon férrico para formar o tiocianeto de ferro, um composto 
intensamente colorido. 
O método Mohr consiste na titulação da amostra com nitrato de prata (AgNO3), 
na presença do indicador cromato de potássio (K2CrO4). A reação entre o AgNO3 e o 
cloreto presente na amostra leva à formação do precipitado cloreto de prata (AgCl): 
 
Ag
+
 + Cl
-
  AgCl(s) 
 
Não havendo mais cloreto, o AgNO3 passa a reagir com K2CrO4 (cor amarela) 
formando o precipitado cromato de prata (Ag2CrO4), indicando o ponto final da 
titulação: 
 
2Ag
+
 + CrO4
2-
  Ag2CrO4(s) cor avermelhada 
 
Deve-se realizar uma prova em branco para corrigir possíveis erros na 
determinação do ponto de viragem, devido à possível contaminação da água destilada 
usada para a lavagem das vidrarias e preparo de reagentes. 
As substâncias normalmente encontradas em águas potáveis não causam 
interferência. Brometo, iodeto e cianeto são quantificados como cloreto. O nitrato de 
prata reage preferencialmente com os sulfetos presentes na amostra, formando um 
precipitado preto (Ag2S): 
2AgNO3 + H2S  Ag2S + 2HNO3 
2AgNO3 + Na2S  Ag2S + 2NaNO3 
 
Utiliza-se o H2O2, que reage com os sulfetos em meio básico, para eliminar esta 
interferência: 
2H2O2 + H2S + 4OH
-
  H2SO4 + 4H2O 
2H2O2 + Na2S + 4OH
-
  Na2SO4 + 4H2O 
 
Os produtos dessa reação se dissolvem no meio e estabilizam a reação. 
Posteriormente, faz-se necessária a correção do pH do meio, que deve estar entre 6,5 e 
10,5. 
Em meio ácido, o cromato de potássio reagirá com o H
+
 presente na amostra e 
dará origem ao cromato ácido que não atua como indicador: 
 
CrO4
2-
 + H
+
  (HCrO4)
- 
 
Em meio básico a prata reagirá preferencialmente com o OH
-
 presente na 
amostra e dará origem ao hidróxido de prata de acordo com a reação: 
 
Ag
+
 + OH
-
  AgOH 
62 
 
 
Quando a amostra apresentar cor e turbidez, podendo interferir de modo a não se 
conseguir detectar o ponto de viragem, adiciona-se uma suspensão de Al(OH)3, que é 
removido por de filtração. 
O ortofosfato em concentração maior que 25 mg l
-1
 precipita como fosfato de 
prata. Ferro em concentração maior que 10 mg l
-1
 pode mascarar o ponto final da 
titulação. 
 
Materiais e reagentes 
 
 Erlenmeyer (125 mL) 
 Indicador cromato de potássio 
 Nitrato de prata (0,0141M) 
 Bureta (50 mL) 
 Padrão de NaCl 
 Suspensão de hidróxido de alumínio 
 NaOH 
 H2SO4 
 
Padronização 
 
 Diluir 10 mL da solução padrão de cloreto de sódio a 50 mL com água deionizada; 
 Ajustar o pH entre 7 e 10 com solução de ácido sulfúrico ou hidróxido de sódio; 
 Adicionar 1 mL da solução indicadora de cromato de potássio; 
 Titular com solução padrão de nitrato de prata até o aparecimento de coloração 
vermelho-tijolo (característica do ponto final da titulação). 
 Calcular a molaridade através de: 
 
M2 = M1 x V1 
 V2 
M1= Molaridade do NaCl 0,141M 
V1= Volume de NaCl (10 mL) 
M2= Molaridade real do nitrato de prata - AgNO3 
V2= Volume de nitrato de prata gasto na titulação 
 
Procedimento 
 
 Use 50 mL de amostra, ou uma porção diluída de 50 mL de amostra. 
 Se sulfeto, sulfito ou tiossulfato estiverem presentes, adicionar 0,5 mL de H2O2 e 
misture durante 1 minuto. 
 Se a amostra apresentar alta turbidez, adicione 1,5 mL da suspensão de hidróxido e 
alumínio. 
 Titular as amostras que estejam entre o pH 7 a 10. Se precisar, corrija o pH 
utilizando NaOH ou H2SO4. 
 Adicionar 1 mL de cromato de potássio e mistura-se bem. A solução ficará amarela. 
 Titular com nitrato de prata 0,0141M até a solução apresentar uma coloração 
vermelo-tijolo. Anotar o volume gasto para titular a solução (V1). 
 
Cálculo 
63 
 
Quantidade de cloretos (Cl
- 
mg L
-1
) = (Va-Vb) x M2 x 35450* 
 mL da amostra 
 
Va= mL de solução de nitrato de prata gastos para titular a amostra 
Vb= mL de solução de nitrato de prata gastos para titular a prova em branco 
M2= molaridade da solução de nitrato de prata. 
*equivalente grama , expressar em mg/L 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Solução de nitrato de prata (AgNO3) 0,0141M, padronizada = Dissolver 2,395g de 
AgNO3 em água destilada e diluir a 1000 ml. 
 
Solução padrão de cloreto de sódio (NaCl) 0,0141M = Dissolver 824,0 mg NaCl, 
previamente seco a 140ºC durante 2h, em água destilada e diluir a 1000 ml. Um ml da 
solução padrão = 500 µg Cl
-
. 
 
Solução indicadora de cromato de potássio = Dissolver 50 g K2CrO4 em água destilada. 
Adicionar AgNO3 até formar um precipitado vermelho. Deixar em repouso por 12 h, 
filtrar e diluir a 1000 ml com água destilada. 
 
Suspensão de hidróxido de alumínio = Dissolver 125 g de AlK(SO4)2.12H2O ou 
AlNH4(SO4)2.12H2O) em 1L de água destilada. Aqueça a 60° C e adicione 55 mL de 
NH4OH vagarosamente (dentro da capela) com agitação. Deixe descansar por 1h, 
transfira para um béquer grande e lave o precipitado por adições sucessivas, através da 
mistura e decantação com água destilada, até ficar livre de cloreto. Após esfriar, 
complete o volume para 1L em um balão volumétrico. 
 
Peróxido de hidrogênio (H2O2) 30% 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
64 
 
FERRO TOTAL 
(Método da Fenantrolina 3500-Fe B - Standard Methods p.3-76 20ªed) 
 
 
 O ferro em excesso, pode causar sabor e odor na água, mas nesse estágio, o 
consumidor já terá uma evidência de contaminação, pois haverá uma modificação 
visível na coloração da água. O excesso de ferro na água pode causar sérios prejuízos, 
como manchas em roupas claras, em louças sanitárias entre outros. Esta norma 
prescreve o método colorimétrico do ferro/tiocianato para a determinação de ferro total, 
ferro solúvel, ferro férrico e ferro ferroso em amostras de águas naturais, águas minerais 
e de mesa, de abastecimento, residuárias domésticas e industriais. 
O ferro presente em solução é reduzido previamente com cloridrato de 
hidroxilamina em meio de ácido clorídrico. Em seguida é reagido com solução de 1,10-
fenantrolina em pH 3,2-3,3. Três moléculas de fenantrolina formam quelato com cada 
cátion de ferro II produzindo um complexo laranja avermelhado. A cor da solução 
obedece a Lei de lambert-Beer em 510 nm. A intensidade da cor da solução é 
independente do pH no intervalo de 3 à 9. Entre pH 2,9 e 3,5 o desenvolvimento da cor 
é bastante rápido e a cor dos padrões são estáveis por 6 meses. São interferentes na 
análise: oxidantes fortes, cianeto, nitrito, fosfatos, cromo,zinco em concentrações 10 
vezes superior a concentração de ferro, cobalto e cobre em excesso de 5 mg/L , níquel 
em excesso de 2 mg/L. Bismuto, cádmio mercúrio, molibdato e prata são precipitados 
com ortofenantrolina. 
Concentração mínima detectável: 10 g/L de Ferro com cubeta de 5 cm. Um 
branco deve ser realizado em paralelo com as amostras e padrões para zeragem do 
espectrofotômetro uma vez que os reagentes apresentam pequenas concentrações de 
ferro. 
Este método é aplicado somente a análise de ferro ferroso. Ele não determina a 
quantidade de ferro férrico presente na amostra. O reagente cloridrato de hidroxilamnia 
é utilizado para reduzir o ferro férrico se presente para ferro ferroso. 
 
Limpeza e preparo de materiais 
 
Lavar as rolhas, toda a vidraria e os frascos de coleta em água corrente; Lavar 
com solução a 5% (v/v) de detergente neutro específico para laboratório e enxaguar bem 
em água corrente; Lavar as paredes internas da vidraria e as rolhas com ácido clorídrico 
1+1 e enxaguar em água corrente; Enxaguar com água deionizada pelo menos por 5 
vezes. Nota: No caso de limpeza com escovação, não usar instrumentos metálicos a fim 
de evitar possíveis contaminações. 
 
Materiais e reagentes 
 
 Chapa aquecedora 
 Proveta (50 mL) 
 Balões volumétricos de 100mL 
 Erlenmeyers de 125 e 250mL 
 Pipetas volumétricas 0,5, 1, 2,5 e 50mL 
 UV-Vis 
 Água destilada 
 Solução padrão de ferro 
65 
 
 Ácido clorídrico, HCl, concentrado, p.a 
 Solução de fenantrolina 
 Solução redutora de cloridrato de hidroxilamina 
 Solução tampão de acetato de amônio 
 Solução de permanganato de potássio KMO4 0,1 
 
Construção da curva-padrão (Solução-estoque de ferro) 
 
 Adicionar lentamente 20 mL de ácido sulfúrico concentrado p.a., H2SO4, a 100 mL 
de água destilada e dissolver 0,7022 g de sulfato ferroso amoniacal hexaidratado p.a 
(NH4)2Fe(SO4)26H2O. Esta solução terá 100 mg de Fe. 
 Após total dissolução, adicionar gotas de solução de permanganato de potássio 0,1 M 
até que persista uma leve coloração rósea. 
 Diluir até 1L com água destilada. 
 Preparar soluções de várias concentrações de ferro, fazendo diluições da solução-
padrão em balões volumétricos conforme o valor esperado de ferro. A Tabela 1 tem um 
exemplo de curva. 
 
Para água de poços, lagoas, etc 
Concentração de Fe 
(mg/L) 
mL de solução (padrão) e completar a 100 mL 
com água destilada 
0,0 0,0 
0,1 0,1 
0,2 0,2 
0,4 0,4 
0,8 0,8 
1 1 
Para esgoto 
Concentração de Fe 
(mg/L) 
mL de solução (padrão) e completar a 100 mL 
com água destilada 
1 1 
2 2 
4 4 
8 8 
10 10 
15 15 
20 20 
510nm 
Obs.: A validade destes padrões é de 1 dia. 
 
 Transferir 50 mL dos padrões para balão de 100 mL. 
 Adicionar 2 mL de HCl 37% 
 Adicionar 1 mL da solução redutora de hidroxilamina 
 Esperar 10 minutos. 
 Adicionar 10 mL da solução tampão de acetato de amônio 
 Adicionar 4 mL da solução de ortofenantrolina 
 Agitar bem, completar o volume para 100 mL com água. 
 Aguardar 10 minutos para o desenvolvimento da cor. 
66 
 
 Ler as absorbâncias em 510 nm com cubeta de vidro de 1 cm. Fazer uma amostra de 
branco nas mesmas condições e descontar o valor de sua absorbância da dos padrões 
 Fazer a plotagem da concentração de ferro versus a absorbância em 510 nm para 
obter a equação da calibração. 
 
Ferro total (análise da amostra) 
 
 Pipetar volumetricamente 50 mL de amostra e transferir para um erlenmeyer de 250 
mL. 
 Adicionar 2 mL de ácido clorídrico concentrado p.a.. 
 Adicionar 1 mL de reativo de hidroxilamina. 
 Aquecer até a ebulição. Para assegurar a total dissolução do ferro, manter a ebulição 
até que o volume seja reduzido a 15 mL - 20 mL. 
 Esfriar até temperatura ambiente em seguida transferir para um balão volumétrico de 
100 mL. 
 Adicionar 10 mL de solução tampão de acetato de amônio. 
 Adicionar 4 mL da solução de ortofenantrolina. 
 Agitar bem, completar o volume para 100 mL com água destilada. 
 Aguardar 10 minutos para o desenvolvimento da cor. 
 Fazer a leitura da intensidade de cor entre 5 min a 10 min, sem exposição a luz solar, 
a 510 nm. 
Obs.: Fazer uma amostra de branco nas mesmas condições e descontar o valor de sua 
absorbância nas amostras analisadas. 
 
 
Ferro II 
 
 Pipetar 50 mL da amostra para balão volumétrico de 100 mL. 
 Adicionar 10 mL da solução tampão de acetato de amônio 
 Adicionar 4 mL da solução de ortofenantrolina 
 Agitar bem, completar o volume para 100 mL com água destilada. 
 Aguardar 10 minutos para o desenvolvimento da cor. 
 Ler a absorbância em 510 nm com cubeta de vidro de 1 cm e calcular o valor da 
concentração de ferro na curva de calibração obtida com os padrões 
 Fazer uma amostra de branco nas mesmas condições e descontar o valor de sua 
absorbância nas amostras analisadas. 
 
Ferro III 
 
 Analisar o ferro total. 
 Analisar o ferro II 
 A concentração de Ferro III é obtida subtraindo o Ferro II da concentração de 
Ferro total. 
 
mg/L Fe III = mg/L Ferro Total - mg/L Ferro II 
Preparo dos reagentes 
67 
 
 
Reativo de hidroxilamina = Dissolver 10 g de cloridrato de hidroxilamina, p.a., 
NH2OH.HCl, em 100 mL de água destilada. Conservar a solução sob refrigeração. 
 
Solução de permanganato de potássio KMO4 0,1 M = Dissolver 0,32 g de permanganato 
de potássio p.a., KMO4, em 100 mL de água destilada. Aquecer levemente para melhor 
dissolução. 
 
Ácido clorídrico concentrado (HCl) 
 
 Solução tampão de acetato de amônio = Dissolver 250 g de acetato de amônio em um 
béquer de 2000 mL contendo 150 mL de água deionizada. Adicionar 700 mL de ácido 
acético glacial e dissolver o sal sob agitação. Transferir quantitativamente para um 
balão de 1000 mL e completar o volume com água deionizada. Preparar uma curva de 
calibração a cada nova solução tampão porque normalmente o acetato de amônio 
contém uma significativa quantidade de ferro. 
 
Solução de 1,10-fenantrolina a 0,1% (m/v) = Dissolver 1,00 g de 1,10 fenantrolina 
monohidratada em 100 mL de água deionizada sob agitação e aquecimento a 80°C. 
Descartar a solução se estiver escura. Não ferver. Adicionar 20 gotas de ácido clorídrico 
concentrado p.a. e transferir quantitativamente para um balão volumétrico de 1000 mL. 
Esperar esfriar e completar o volume com água deionizada. Obs.: Um mililitro deste 
reagente é suficiente para até 100 µg de ferro. 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
68 
 
MANGANÊS 
(Método persulfato 3500-Mn B - Standard Methods p.3-84 20ªed) 
 
 
O comportamento do manganês nas águas é muito semelhante ao do ferro em 
seus aspectos os mais diversos, sendo que a sua ocorrência é mais rara. O manganês 
desenvolve coloração negra na água, podendo se apresentar nos estados de oxidação 
Mn
+2
 (forma mais solúvel) e Mn
+4
 (forma menos solúvel). 
A concentração de manganês quando menor que 0,05 mg/L é desejável em 
mananciais, devido ao fato de não ocorrerem, nesta faixa de concentração, 
manifestações de manchas negras ou depósitos de seu óxido nos sistemas de 
abastecimento de água. O manganês constitui-se em padrão de potabilidade, tendo sido 
estabelecida a concentração limite de 0,1 mg/L na Portaria 518/2004 do Ministério da 
Saúde. 
No método colorimétrico, os compostos manganosos, Mn(II), são oxidados com 
perssulfato a permanganato na presença de prata,como catalisador: 
 
2Mn
2+
 + 5S2O8
2-
 + 8H2O  2MnO4 -+ 10SO4
2-
 + 16H
+ 
 
A cor resultante (lida a 525 nm) é estável para pelo menos 24 h, na presença de 
excesso de perssulfato e na ausência de matéria orgânica. 
 
Interferência 
A adição de 1 g de sulfato de mercúrio (HgSO4) em 50 ml de amostra elimina a 
interferência de baixas concentrações de cloretos (Cl
-
). Amostras contendo altas 
concentrações de Cl
-
 devem ser fervidas em HNO3. Para efluentes contendo matéria 
orgânica, deve-se realizar uma digestão preliminar com uma mistura dos ácidos nítrico e 
sulfúrico (HNO3 e H2SO4). Amostras expostas ao ar podem apresentar baixas 
concentrações devido à precipitação do MnO2. A re-dissolução do Mn pode ser feita 
pela adição de uma gota de peróxido de hidrogênio (H2O2 30%) à amostra após a adição 
do HgSO4. 
 
Preservação da amostra 
Deve-se determinar o Mn imediatamente após a coleta da amostra, para 
minimizar a oxidação do elemento a formas insolúveis. Se não for possível prosseguir 
com a análise imediatamente, o manganês total pode ser determinado se a amostra for 
acidificada a pH <2 com HNO3 na hora da coleta. 
 
Materiais e reagentes 
 Solução de ácido nítrico / ácido fosfórico / sulfato de mercúrio 
(HNO3/H2PO4/HgSO4) (Reagente especial) 
 Solução padrão de manganês, 50 mg l-1 
 Perssulfato de amônio [(NH4)2S2O8] sólido 
 Peróxido de hidrogênio (H2O2), 30% 
 Espectrofotômetro, a 525 nm , com cubeta de 1 ou 5 cm de largura 
 
Metodologia 
69 
 
 A uma alíquota apropriada da amostra em erlenmeyer de 250 ml, cujo volume 
dependerá da concentração de Mn esperada, adicionar 5 ml do reagente especial e 
uma gota de H2O2. Ajustar o volume a 90 ml, ou por evaporação ou por diluição 
com água destilada. Caso a amostra tenha sido mineralizada por meio da digestão 
ácida, para remoção de matéria orgânica ou cloretos, pipetar uma porção contendo 
0,05 a 2,0 mg Mn para um frasco de 250 ml. Adicionar água destilada até um 
volume total de 90 ml, se necessário. 
 Adicionar 1 g de (NH4)2S2O8, e levar à fervura por 1 min. Não aquecer em banho-
maria. Deixar resfriar (em água corrente), diluir a 100 ml com água livre de 
substâncias redutoras, misturar e ler a absorbância a 525 nm. 
 Preparar a curva padrão de Mn e determinar Mn nas amostras por interpolação da 
curva. O limite de detecção de Mn por colorimetria é de 210 g l-1 quando se usa 
uma cubeta de 1 cm e de 42 g l-1 em cubeta de 5 cm. 
 
Curva padrão 
 
• Preparar os padrões de manganês a partir da solução padrão em 100ml de volume 
final conforme indicado a seguir. (Utilizar água destilada como o branco). 
 
mg l
-1
 Mn 
ml da solução padrão Mn 
(50 mg l
-1
 Mn) 
ml água destilada 
0 0 100 
2,5 5 95 
5,0 10 90 
7,5 15 85 
10,0 20 80 
12,5 25 75 
15,0 30 70 
 
 
Correção por turbidez ou cor interferente mediante alvejamento da amostra. 
 
• Se a amostra apresentar turbidez ou cor interferente corrigir a leitura da absorbância 
conforme segue. 
• Evitar a filtração devido a possível retenção de permanganato no papel de filtro. 
• Assim que terminar a leitura da amostra, adicionar 0,05 ml H2O2 diretamente à 
amostra na cubeta. 
• Misturar e, assim que desaparecer a cor de permanganato e as bolhas na solução, 
refazer a leitura da absorbância da amostra. 
• Subtrair a absorbância da solução alvejada da absorbância inicial para obter a 
absorbância devida ao Mn. 
 
Preparo dos reagentes 
Solução de ácido nítrico / fosfórico / sulfato de mercúrio (reagente especial) = Dissolver 
75 g HgSO4 em 400 ml HNO3 concentrado e 200 ml H2O destilada. Adicionar 200 ml 
ácido fosfórico (H3PO4) 85% e 35 mg nitrato de prata (AgNO3). Diluir a solução após 
seu resfriamento a 1000 ml. 
 
70 
 
Permanganato de potássio 0,1 eq l
-1
 (KMnO4) = Dissolver 3,2 g KMnO4 em água 
destilada e completar para 1000 ml. Deixar várias semanas debaixo de luz solar, ou 
aquecer por várias horas e filtrar em cadinho de vidro e padronizar com oxalato de sódio 
(Na2C2O4). 
 
Padronização da solução padrão de KMnO4: Preparar vários corpos de prova de oxalato de 
sódio (Na2C2O4) com peso entre 100 e 200 mg em béqueres de 400 ml. Adicionar 100 ml de 
água destilada a cada béquer e agitar para dissolver o oxalato. Adicionar 10 ml H2SO4 50% e 
aquecer rapidamente a 90-95 
o
C. Titular rapidamente com a solução padrão de KMnO4, sob 
agitação até o aparecimento de uma cor rósea que persistir por pelo menos 1 min. Não deixar a 
temperatura cair abaixo de 85
 o
C. Se necessário, aquecer o conteúdo do béquer durante a 
titulação. 100 mg de Na2C2O4 consumirá aproximadamente 15 ml da solução padrão de KMnO4. 
Incluir a titulação do branco contendo apenas a H2O destilada e o H2SO4. Calcular o resultado 
médio de diversas titulações. 
 
Normalidade de KMnO4 = g Na2C2O4 , 
 (A-B) x 0,06701 
onde 
A = volume KMnO4 gasto na titulação de Na2C2O4, ml 
B = volume KMnO4 gasto na titulação do branco, ml 
0,060701 = Peq. Na2C2O4, g 
 
Solução padrão de manganês, 50 mg l
-1
 = Calcular o volume da solução de KMnO4 
necessário para preparar 1 l de solução de forma que 1,00 ml = 50,0 g Mn, conforme 
segue: 
ml KMnO4 = 4,55 
 normalidade KMnO4 
 
A este volume adicionar 2 a 3 ml de H2SO4 concentrado e gotejar bissulfito de sódio 
(NaHSO3) sob agitação até o desaparecimento da cor de permanganato. Ferver para 
remover o excesso de SO2. Após resfriar, diluir até 1000 ml com água destilada. 
Esta solução padrão pode ser diluída para aumentar a precisão da análise de 
amostras contendo baixas concentrações de Mn. 
 
Solução de nitrito de sódio (NaNO2) = Dissolver 5,0 g de NaNO2 em 95 ml de água 
destilada. 
 
Bissulfito de sódio (NaHSO3) = Dissolver 10g de NaHSO3 em 100 ml água destilada. 
 
Perssulfato de amônio [(NH4)2S2O8] sólido 
 
Peróxido de hidrogênio (H2O2), 30% 
 
Ácido nítrico (HNO3) conc. 
 
Ácido sulfúrico (H2SO4) conc. 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
71 
 
COMPOSTOS FENÓLICOS 
Método espectrofotométrico – Método oficial de análise da AOAC (1990) 
 
 Águas residuárias originadas de processos industriais, incluindo refinaria de óleos, 
usinas petroquímicas, fábricas de cerâmicas, aciarias, processos de conversão de carvão, 
indústrias de resinas fenólicas e indústrias farmacêuticas; e àquelas oriundas de 
processos agroindustriais, tais como as águas da lavagem e descascamento/despolpa dos 
frutos do cafeeiro e a vinhaça, possuem, em sua constituição, compostos fenólicos, 
requerendo, por isso, tratamento cuidadoso antes de serem lançadas em corpos hídricos 
receptores. Devido aos seus efeitos tóxicos, incluindo sua capacidade de transpassar 
membranas celulares e provocar coagulação do conteúdo citoplasmático, contaminantes 
fenólicos podem danificar células causando sérios problemas à saúde de seres humanos 
e ao ambiente. 
Os compostos fenólicos possuem em comum um anel aromático rodeado por um 
ou mais grupos hidroxila. Em águas residuárias do processamento de frutas e vegetais, 
são comumente encontrados nas formas de fenólicos simples, ácidos hidroxibenzóicos e 
hidroxicinâmicos, flavonóides, ligninas, taninos condensados. Em efluentes industriais 
pode-se encontrar: fenol, clorofenóis, bromofenóis, nitrofenóis, catecol, entre outros. 
De acordo com o CONAMA (2005), a concentração de fenóis totais, 
estabelecida como padrão de lançamento para qualquer tipo de efluente, é de 0,5 mg L
-1
,tendo o fenol (C6H5OH) como substância de referência e a metodologia da 4-
aminoantipirina. Na Portaria n
o
. 518 (2004) do Ministério da Saúde são estipuladas, em 
águas de abastecimento, concentrações máximas apenas para compostos derivados do 
fenol, tais como pentaclorofenol (9 μg L-1) e 2, 4, 6 triclorofenol (0,2 mg L-1). 
São vários os métodos empregados para determinação do conteúdo de 
compostos fenólicos, tanto quantitativa quanto qualitativamente. Dentre os 
quantitativos, são empregados os colorimétricos, destacam-se os métodos de 
determinação de fenóis totais, que utilizam os reagentes de Folin-Denis, Folin-
Ciocalteu, e a 4-aminoantipirina. Para análise qualitativa dos compostos fenólicos são 
empregadas a cromatografia liquida e a cromatografia gasosa. 
 
 
Materiais e reagentes 
 
 Funil 
 Papel de filtro 
 Béquer 
 Reagente Folin-Denis. 
 Solução saturada de carbonato de sódio. 
 Solução padrão de ácido tânico (100 mgL-1) ou Folin-Ciocalteu. 
 Espectrofotômetro 
 
 
Preparação da curva 
 
 Adicionar em tubos de ensaio, solução padrão de ácido tânico (ou fenol) (0; 0,1; 0,2; 
0,3; 0,4; 0,5; 0,6; 0,7; 0,8; 0,9; 1,0 mL, correspondendo as concentrações de 0; 1; 2; 3; 
4; 5; 6; 7; 8; 9 e 10 mg L
-1
). 
 Complete o volume para 8,5 mL de água destilada. 
72 
 
 Adicione 0,5 mL do reagente Folin-Denis e 1,0 mL de solução saturada de Na2CO3. 
 Misturar bem e após 30 minutos determinar a absorbância, em 760 nm, obtendo-se a 
curva-padrão com a absorbância em função de mg de ácido tânico por mL de amostra. 
 Se houver formação de precipitado (o que ocorre com frequência) repetir a análise. 
 
Metodologia 
 Filtre a amostra. 
 Em um béquer adicionar 8,5mL* da amostra. 
 Adicionar 0,5 mL do reagente Folin-Denis e 1,0 mL de solução saturada de Na2CO3. 
Obs.: *Na preparação das amostras, o volume utilizado (0-8,5 mL) vai depender da 
concentração de fenol na água e a essas, deve-se adicionar Folin-Denis e solução 
saturada de carbonato de sódio, completando-se o volume para 10 mL. 
 Misturar bem e após 30 minutos determinar a absorbância, em 760 nm. 
 Se houver formação de precipitado (o que ocorre com frequência) repetir a análise. 
 
 
Cálculos 
 
amV
C
tânicoácidodemgLfenóliCompostos
)10(
)(cos 1

 
 
 
C: concentração calculada com uso da curva Concentração como função da absorbância (mg L
-1
); 
Vam : volume de amostra (mL). 
 
 
Preparo dos reagentes 
 
Folin-Denis = Em 750 mL de água destilada adicionar 100 g de tungstato de sódio 
(Na2WO4.2H2O), 20 g de ácido fosfomolíbdico (H3[P(Mo3O10)4].H2O) e 50 mL de 
ácido fosfórico (H3PO4). Colocar em um refluxo por 2 horas, em seguida deixar esfriar e 
diluir para 1 L. 
 
Solução saturada de carbonato de sódio = Para cada 100 mL de água destilada, 
adicionar 35 g de Na2CO3 anidrido, dissolver a temperatura de 70-80ºC e deixar esfriar 
durante a noite. Semear um cristal de Na2CO3.10H2O na solução e após a cristalização 
filtrá-la em papel de filtro com fibra de vidro. 
 
Solução padrão de ácido tânico (100 mgL
-1
) = Dissolver 100 mg de ácido tânico (ou 
fenol) em 1 L de água destilada. Essa solução deve ser preparada no dia. 
 
O reagente de Folin-Denis pode ser substituído pelo reagente de Folin-Ciocalteu, 
e o ácido tânico pelo composto fenólico de interesse. 
 
Folin-Ciocalteu = Em 700 mL de água destilada adicionar 100 g de Tungstato de sódio 
(Na2WO4.2H2O), 25 g de molibdato de sódio (NaMoO4.2H2O), 100 mL de ácido 
clorídrico (HCl) e 50 mL de ácido fosfórico (H3PO4). Colocar em um refluxo por 12 
horas, em seguida deixar esfriar e adicionar 150 g de sulfato de lítio (Li2SO4.H2O), 50 
73 
 
mL de água destilada e algumas gotas de água de bromo. Aquecer em refluxo por 15 
min e após esfriar diluir para 1 L. 
 
Referências bibliográficas 
AOAC - Association of Official Analytical Chemists. Official methods of analyses of the 
Association of Official Analytical Chemists. 15. ed. Washington, 1990. 684p. 
 
CONAMA - CONSELHO NACIONAL DO MEIO AMBIENTE. Resolução nº 357 de 17 de 
março de 2005. 
 
MINISTÉRIO DA SAÚDE (2004). Portaria GM nº518 de 2004. 
 
Metodologia retirada de: ENG 420 - Tratamento de resíduos sólidos, líquidos e gasosos. 
Determinação de compostos fenólicos em águas residuárias. Universidade federal de 
Viçosa. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
74 
 
AGENTES TENSOATIVOS (DETERGENTES) 
(Metodologia modificada 5540C - Standard Methods p.5-47 20ªed) 
 
 
Os surfactantes são compostos que, como o nome indica, possuem atividade na 
superfície da interface entre duas fases, tais como ar-água [...] também são conhecidos 
como agentes tenso-ativos (SWISHER,1987). Exemplos desse grupo são LAS, DSS. Os 
surfactantes apresentam dois grupos em sua molécula: um hidrofóbico, apolar, e um 
hidrofílico, polar. A parte hidrofóbica pode apresentar afinidade tanto com gases, como 
por sólidos ou óleos, o que acarreta a geração de espumas e emulsões. 
Conforme Swisher (1987, p.32) a parte hidrofílica possui preferência pela água e 
pode conter grupos que se ionizam nesse solvente, chamados iônicos; o qual é 
subdividido em duas categorias: a primeira é a dos aniônicos, ou seja, que geram íons 
negativos quando em água, por exemplo, os sulfatos (R–O–SO3)
-
Na
+
 a segunda são a 
dos catiônicos, que originam grupos positivos em água. 
No experimento realizado foi utilizado o método MBAS (Substâncias Ativa são 
Azul de Metileno), pois nesse método o par azul de metileno/íon aniônico surfactante, 
devido a sua alta estabilidade em fase orgânica, permanece substancialmente no 
clorofórmio quando lavado com este, mesmo com presença de água (SWISHER, 1987, 
p. 64). 
 
Materiais e reagentes 
 
 Funis de separação de 500 mL 
 Proveta de 10 e 250 mL 
 Balões volumétricos de 25 mL 
 Pipetas graduadas ou volumétricas de 5, 10, 25, 50 e 100 mL 
 Suporte universal 
 Suporte para funil de separação 
 Água destilada 
 Kitassato 
 Funil de Buchner 
 Bureta de 25 mL 
 Béquer de 100 mL 
 Espectrofotômetro λ = 652 nm 
 Fenolftaleína 
 Solução padrão de LAS (DSS) 1 M 
 Clorofórmio 
 Solução de azul de metileno 
 Solução de hidróxido de sódio 1,0 M 
 Solução de H2SO4 0,5 mol/L 
 Solução de fenolftaleína (indicador) 
 Sulfato de sódio (Na2SO4) 
 
Preparação da curva de calibração e do branco 
 
Diluir 4, 10, 20 e 40 mL da solução padrão de LAS (DSS) 1 mg L
-1
 em balões 
volumétricos de 50 mL, resultando em soluções padrões de 0,04; 0,10; 0,20 e 0,40 
75 
 
mg/L, respectivamente. Preparar uma amostra em branco seguindo o mesmo método. 
As amostras foram preparadas pelo mesmo tratamento. 
 
Procedimento 
 
 Medir 25 mL da amostra em uma proveta, transferir essa alíquota para um funil de 
separação de 500 mL e adicionar 2 gotas de indicador fenolftaleína. 
 Adicionar 2 gotas da solução de NaOH 1M. Em seguida, acrescentar 2 gotas da 
solução de ácido sulfúrico 0,5M, tornando a solução incolor. 
 Adicionar 25 mL da solução de azul de metileno ao funil de separação e agitar até 
que a coloração azul fique uniforme na solução. Logo após, adicionar 10 mL de 
clorofórmio ao funil de separação e agitar vigorosamente. 
 Colocar os funis de separação no suporte e retirar suas tampas, para a separação de 
fases. 
 Feita a separação das fases, transferir a fase orgânica, clorofórmio, para um 
erlenmeyer de 500 mL contendo duas pontas de espátula de sulfato de sódio. 
 Repetir a extração por mais duas vezes, porém com 10 mL de clorofórmio; após 
separar afase do clorofórmio, transferir sempre para o mesmo erlenmeyer. 
 Ao completar todas as etapas descritas, filtrar a fase do clorofórmio com auxílio de 
um kitassato e funil de Büchner. 
 Transferir o filtrado para um balão volumétrico de 50 mL, completar com 
clorofórmio e fazer a leitura espectrofotométrica em um espectrofotômetro utilizando 
comprimento de onda de 652 nm em cubetas de 1 cm. 
 
Preparo de reagentes 
 
Azul de metileno = Dissolver 100 mg de azul de metileno em 100 mL de água. 
Transferir 30 ml para um frasco de 1000 mL adicionar 500 mL de água, 41 ml de 
H2SO4 3M, e 50g de NaH2PO4.H2O. Diluir a 1000 mL. 
 
Solução de NaOH 1M = Pesar 0,4g de NaOH, transferir para um balão volumétrico de 
100 mL e completar com água destilada. 
 
Solução de H2SO4 0,5M = Colocar cerca de 50 ml de água destilada em balão 
volumétrico de 100 ml. Deixar cair de uma pipeta, gota a gota, 2,8 ml de ácido sulfúrico 
(H2SO4) concentrado. Resfriar, completar o volume e homogeneizar. 
 
Solução indicadora de fenolftaleína = Dissolver 1 g de fenoftaleína em 60 ml de etanol e 
diluir até 100 ml com água destilada. 
 
Solução padrão de LAS (DSS) 
 
Clorofórmio (concentrado) 
 
Sulfato de sódio (Na2SO4-sólido) 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
76 
 
COLIFORMES TOTAIS E TERMOTOLERANTES 
(Standard Methods 9221B p.9-48 20ªed) 
 
 
Os conforme extraído da Portaria Nº. 518/GM, de 25 de março de 2004, os 
coliformes totais são bactérias do grupo coliforme, bacilos gram-negativos, aeróbios ou 
anaeróbios facultativos, não formadores de esporos, oxidase-negativos, capazes de 
desenvolver na presença de sais biliares ou agentes tensoativos que fermentam a lactose 
com produção de ácido, gás e aldeído a (35,0 ± 0,5) 
o
C em 24-48 horas, e que podem 
apresentar atividade da enzima ß -galactosidase. 
A maioria das bactérias do grupo coliforme pertence aos gêneros Escherichia, 
Citrobacter, Klebsiella e Enterobacter, embora vários outros gêneros e espécies 
pertençam ao grupo. Os coliformes termotolerantes fazem parte do subgrupo das 
bactérias do grupo coliforme que fermentam a lactose a (44,5 ± 0,2)
o 
C em 24 horas; 
tendo como principal representante a Escherichia coli, de origem exclusivamente fecal. 
A Escherichia Coli é uma bactéria do grupo coliforme que fermenta a lactose e manitol, 
com produção de ácido e gás a (44,5 ± 0,2) 
o
C em 24 horas, produz indol a partir do 
triptofano, oxidase negativa, não hidrolisa a uréia e apresenta atividade das enzimas ß 
galactosidase e ß glucoronidase, sendo considerada o mais específico indicador de 
contaminação fecal recente e de eventual presença de organismos patogênicos. 
 
Materiais e equipamentos 
 
 Balança 
 Agitador 
 Autoclave que permita a circulação do vapor ao redor do material a ser esterilizado. 
 Incubadora bacteriológica equipada com termostato para operar a 35°C± 0,5°C 
 Incubadora bacteriológica equipada com termostato para operar a 44,5°C± 0,2°C 
 Frasco para coleta de amostras: de vidro neutro ou plástico autoclavável atóxico 
 Pipeta de 5 mL ou pipeta automática 
 Tubos de Durham: de borossilicato ou vidro neutro, de 9mm de diâmetro e 45mm de 
comprimento 
 Tubos de ensaio: de borossilicato ou vidro neutro, de 15 ou 16mm de diâmetro x 
150mm de comprimento, e de 18 mm de diâmetro x 180mm de comprimento, com 
tampas frouxas 
 Bico de Bunsen ou similar 
 Estantes para colocação dos tubos de ensaio empregados na análise 
 Ponteiras autoclavadas 
 Pêra 
 Alça de Platina 
 Peptona 
 Meio de Cultura Caldo EC 
 Meio de cultura Lauril 
 Peptona 
 
Procedimento para determinação dos coliformes totais 
 
 Desinfetar a bancada, acender o bico de Bünsen, coletar 6 mL da amostra com uma 
pipeta, destinar 1 mL para a peptona e os outros 5 mL (se for realizado em 
77 
 
quintuplicata) para os 5 tubos de caldo lauril triptose/sulfato. Repita o procedimento 
mais três vezes a fim de obter três diluições (Figura 1) ou quantas diluições forem 
necessárias. 
 
 
 
Figura 1. Procedimento experimental de diluição* da amostra e inoculação em caldo lauril 
triptose. 
 
*Nota: A escolha da diluição deverá ser realizada pelo pesquisador a partir de ensaios 
prévios realizados com a amostra a fim de estabelecer a melhor diluição e/ou diluições a 
serem trabalhadas. 
 
 Incubar os tubos múltiplos a 35°C± 0,5°C por 48 horas e realizar a leitura. Os tubos 
que apresentarem produção de gás no tubo de Durham são positivos, os demais, 
negativos na fase presuntiva. De acordo com APHA (1998), após a fase presuntiva, 
deve-se realizar a fase confirmativa para coliformes totais, utilizando-se o caldo bile 
verde brilhante. Ou seja, todos os tubos positivos no caldo lauril, deverão ser replicados 
para o caldo bile verde brilhante e incubados a 35°C± 0,5°C por 48 horas onde a 
estimativa por NMP será realizada. 
 Após a leitura de coliformes totais (da fase presuntiva), desinfetar a bancada, acender 
o bico de Bunsen e esterilizar a alça de platina na chama, que deverá ficar avermelhada. 
Resfrie a alça no caldo EC e logo após coloque-a no tubo com o caldo lauril positivo e 
retorne ao EC (Figura 2). Repetir a operação para os próximos tubos de resultado 
78 
 
positivo. Incube a amostra a 44,5°C± 0,2°C por 24 horas e realize a leitura conforme 
realizado para coliformes totais. A interpretação dos resultados está detalhada no item 5. 
 
Figura 2. Procedimento experimental de repique dos caldos lauril positivos para o meio EC* 
 
*Nota: Pode-se utilizar em alternativa ao caldo EC, o caldo EC-MUG, que detecta a 
bactéria Escherichia coli, membro do grupo coliforme termotolerante. A Portaria 
2914/2011 do Ministério da Saúde estabelece que sejam realizadas análises 
microbiológicas na água para consumo humano do parâmetro Escherichia coli, a fim de 
verificar sua potabilidade. Ademais, deve-se realizar análise de coliformes totais na 
saída do tratamento, como indicador da eficiência do tratamento e de coliformes totais e 
E.coli no sistema de distribuição (reservatório e rede) a fim de verificar a integridade do 
sistema. 
 
 A Figura 3 resume os procedimentos que serão detalhados a seguir de acordo com 
APHA (1998). 
 
79 
 
 
 Figura 3. Adaptado e modificado de APHA (1998). 
 
 
Análise dos resultados 
 
Estimativa da densidade bacteriana 
 
 Para calcular a densidade de coliformes, calcule em termos do número mais provável 
(NMP). Os valores de NMP, para uma variedade de resultados, são apresentados na 
Tabela 1. Nessa tabela, estão incluídos os limites de confiança de 95% para cada valor 
de NMP determinado. Se os volumes de amostra utilizados forem àqueles encontrados 
nas tabelas, informe o valor correspondente ao número de resultados positivos e 
negativos na série como NMP/100 mL. A tabela 1 ilustra valores de NMP para 
combinações de resultados positivos e negativos quando cinco ensaios de 10 ml, cinco 
de 1,0 mL e cinco volumes de 0,1 mL são testados. 
 
 
80 
 
Tabela 1. Índice de NMP e limites de confiança de 95%, quando são inoculadas porções 
de 10 mL, 1mL e 0,1mL da amostra. 
 
 
Quando a série de diluições decimais é diferente daquela representada na tabela, 
selecione o valor de NMP da Tabela 1 para a combinação de tubos positivos e calcule 
de acordo com a seguinte fórmula: 
 
 
 
 
 
81 
 
 Valor do NMP (tabela) X 10 
 Maiorvolume inoculado para compor a amostra = NMP/100mL 
 
Quando mais de três diluições são usadas em uma série decimal de diluições, use 
os resultados de apenas três destes na composição do código. Para selecionar as três 
diluições a serem utilizadas na determinação do índice NMP, escolha a série de menor 
volume da amostra (maior diluição) em que todos os tubos apresentaram resultados 
positivos e as duas séries consecutivas contendo as diluições mais elevadas. Nos 
exemplos dado abaixo (Tabela 2), os resultados das diluições significativas são 
mostrados em negrito e sublinhados. O numerador representa os tubos positivos; o 
denominador, todos os tubos inoculados. 
 
Tabela 2. Exemplo para a composição do código quando são inoculados mais de 3 
séries. 
 
 
 
Se menos que três das diluições inoculadas apresentam resultados positivos, para 
a composição do código são selecionados os três maiores volumes da amostra que 
incluem as séries com resultados positivos (exemplo d da tabela 3). Se diluições 
maiores que as escolhidas para compor o código apresentarem tubos com resultados 
positivos, o numero correspondente a esses tubos é adicionado ao numero de tubos 
positivos da diluição mais alta escolhido para compor o código (exemplo e da tabela 3). 
Tabela 3. Exemplo para a composição do código quando são inoculados mais de 3 
séries e menos que três diluições apresentam resultados positivos. 
 
 
Quando se deseja resumir com um único valor de NMP os resultados de uma 
série de amostras, use a média geométrica ou a mediana. A tabela 1 mostra as 
combinações de tubos positivos mais prováveis. Se as combinações improváveis 
ocorrerem com uma frequência maior do que 1% é uma indicação de que a técnica está 
com defeito ou que os pressupostos estatísticos subjacentes à estimativa da NMP não 
estão sendo cumpridos. Embora as tabelas e os cálculos da MPN sejam descritos para 
82 
 
uso no teste de coliformes, eles são igualmente aplicáveis à determinação de NMP de 
outros organismos desde que os meios para teste estejam disponíveis. 
 
Preparo dos reagentes 
 
Caldo Lauril: Pesar 17,8g de lauril, adicionar 500 mL de água destilada e agitar por 10 
minutos em agitador magnético. 
Peptona: Pesar 0,5g de peptona e adicionar 500 mL de água destilada. 
Caldo EC: Pesar 18,5g de EC, adicionar 500 mL de água destilada e agitar com auxílio 
de agitador magnético. 
Obs.: 
 Colocar os tubos de durham invertidos nos tubos de ensaio contendo LAURIL e EC. 
E completar ambos com o caldo de forma a excedê-los em um dedo. 
 Os tubos contendo PEPTONA (9 mL) não precisam de tubos de durhan, são somente 
para diluição. 
 Tampar com algodão e cobrir com papel alumínio em potes de plástico. 
 Autoclavar por 15-30 min a 121º C e reservar em refrigerador. 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 
1998. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
83 
 
ÓLEOS E GRAXAS 
(Standard Methods 5520D p.5-38 20ªed) 
 
 
Materiais e reagentes 
 
 Erlenmeyer 
 Béquer 
 Proveta (200 mL) 
 Kitassato; 
 Bomba de vácuo 
 Papel de filtro 
 Funil de Büchner 
 Estufa 
 Balão fundo chato (250 mL) 
 Dessecador 
 Aparelho de Soxhlet 
 Hexano 
 Ácido clorídrico 50% 
 Celite 
 Água destilada 
 
Procedimento 
 
 Em um erlenmeyer colocar 100 mL da amostra, acidificar com 1 mL de ácido 
clorídrico 50% e misturar. Em um béquer, pesar 10g de sílica (celite) para cada 
erlenmeyer da amostra. 
 Ajustar o kitassato na bomba de vácuo, colocar o funil de Büchner e usar um papel 
de filtro com diâmetro suficiente para permitir a pressão negativa (vácuo). 
 Despejar o celite no funil e lavar com água destilada (em uma quantidade entre 200 e 
500 mL). Esperar até que a água seja totalmente filtrada no celite e quando acabar 
colocar a amostra acidificada e esperar filtrar. 
 Ao término da filtragem, enrolar o papel de filtro contendo o celite e a amostra, e 
colocá-lo em um cartucho feito de papel de filtro. Em seguida, levá-lo para a estufa 
dentro de um béquer e deixar por 12 horas a 103°C. 
 Em um balão de fundo chato (250 mL), colocar duas a três pérolas de vidro e deixá-
las na estufa por 30 minutos, para retirar toda a umidade. Retirar os balões da estufa e 
colocá-los no dessecador, após esfriar, anotar seus pesos (P1). 
 Retirar os cartuchos da estufa e colocá-los no aparelho de Soxhlet. Nos balões de 
fundo chato, colocar 180 ml de hexano e ajustá-los ao aparelho de Soxhlet. Em seguida, 
ligar o aquecimento e a água de resfriamento. Deixá-los em refluxo por, no mínimo, 
quatro horas. Após esse período, colocar o balão no aparelho para recuperar o hexano. 
 Quando recuperado, colocar o balão na estufa para secar por meia hora e, 
posteriormente colocá-lo dentro do dessecador para esfriar. Pesar e anotar os respectivos 
pesos (P2). 
 
Cálculos 
 
 
 
 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
 
 
 
84 
 
CLOROFILA a 
(Adaptado Standard Methods 10200H p.5-38 20ªed) 
 
Princípio do método 
 
Métodos disponíveis para a determinação de clorofila a em fitoplâncton são a 
espectrofotometria, a fluorometria e a cromatografia líquida de alto desempenho 
(CLAD). Por ser um método que requer apenas equipamentos relativamente simples, a 
análise por espectrofotometria está descrita aqui. Neste método, a clorofila a é extraída 
da biomassa e sua concentração determinada por espectrofotometria, após o ajuste dos 
resultados para minimizar a interferência devido a feoftina a, um produto de degradação 
da clorofila a. 
 
Coleta e preservação da amostra 
 
A amostra coletada em campo (frasco âmbar de vidro) deverá ser filtrada no 
mesmo dia (até 24 horas da coleta), sendo que o filtrado poderá ser congelado e 
analisado posteriormente, ou a análise ser processada no mesmo dia (filtragem no dia de 
coleta + 24 horas de decantação da amostra já preparada, mantida sob refrigeração). 
Deverá ser coletado 1L de amostra. 
 
Materiais e reagentes 
 
 Bomba de vácuo 
 Membranas de fibra de vidro (Whatman GF/F Ø 0,7µm) 
 Balança analítica (precisão ± 0,0001g) 
 Tubos para centrífuga graduados com tampa 
 Gral e pistilo de porcelana 
 Micropipeta (100 – 1000l) 
 Centrífuga 
 Espectrofotômetro UV-Vis 
 Pipetas volumétricas e graduadas 
 Cubeta de vidro 
 Solução saturada de carbonato de magnésio 
 Solução acetona 9:1 
 Solução HCl 0,1 mol/L 
 
5- METODOLOGIA 
 
Extração da clorofila a 
 
 Homogeneizar bem a amostra presente no frasco de coleta, pelo menos 10 vezes, 
fazendo movimento em forma de 8; 
 Após homogeneização da amostra, filtrar em membrana de fibra de vidro até a 
saturação da membrana e anotar o volume filtrado; 
85 
 
 Retirar o filtro e armazená-lo em envelope de papel laminado identificado. A 
membrana pode ser congelada por um período de até 60 dias. A análise para 
determinação pode ser prosseguida após a filtração ou posteriormente ao 
descongelamento da membrana; 
 Na sequência, a membrana dever ser colocada em um tubo de centrífuga graduado e, 
com auxílio de um bastão de vidro, macere o filtro até que a membrana se desmanche 
por completo, adicionando aos poucos os 10 ml da solução saturada de acetona; 
 Centrifugar a 4000rpm por 10min. Envolver os tubos, com papel laminado 
identificado (ausência de luminosidade) e manter as amostras armazenadassob 
refrigeração (4ºC) por um período de 24h; 
 Após este período proceder à leitura do sobrenadante em espectrofotômetro UV-Vis, 
de acordo com a seguinte ordem: 
 LEITURA 1: com a amostra simples, no comprimento de onda de 664nm e 750nm, 
para eliminar a interferência de outros compostos; 
 LEITURA 2: adicionar na mesma amostra, diretamente na cubeta, 300µl (6 gotas) de 
HCl 0,1 mol.L-1. Tampar a cubeta e misturar por inversão (1 vez). Após 3min da adição 
do HCl, realizar novamente a leitura para os comprimentos de onda de 665nm e 750nm; 
 
 
Cálculos 
 
Clorofila a (mg m
-3
 ) = 26,7x(664b– 665a) x V1 
V2 x L 
 
em que: 
 664b: subtração do sinal obtido em   664nm e   750nm 
665a : subtração do sinal obtido em   665nm e   750nm (densidade óptica após a acidificação) 
V1: volume do extrato (acetona, 10ml) 
V2: volume filtrado da amostra (L) 
L: caminho ótico da cubeta (1cm) 
 
Preparo dos reagentes 
 
Ácido clorídrico (HCl) 0,1 mol l
-1 
Adicionar 8,5ml de ácido clorídrico (HCl p.a) em, aproximadamente, 800ml de água 
destilada. Aferir para 1000 ml em balão volumétrico.
 
 
Solução saturada de carbonato de magnésio (MgCO3) 
Adicionar 1g de MgCO3 em um balão volumétrico de 100 mL e completar com água 
destilada. 
 
Solução aquosa de acetona (9:1) 
Misturar 90 mL de acetona com 10 mL da solução saturada de carbonato de magnésio 
(MgCO3) 
 
 
Referências bibliográficas 
 
APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20 Edition, 1998. 
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89 
 
PADRONIZAÇÃO DE SOLUÇÕES 
 
 
Um reagente cuja quantidade de matéria é exatamente conhecida chama-se de 
solução padrão. A concentração de uma solução padrão é obtida por dois modos: 
a) Preparando-se uma solução de volume exatamente conhecido, utilizando-se 
uma porção cuidadosamente pesada de um reagente puro – padrão primário (método 
direto). 
b) Determina-se qual o seu volume necessário para neutralizar uma quantidade 
de matéria exatamente conhecida (cuja massa foi cuidadosamente pesada) de um padrão 
primário (método indireto). 
No primeiro caso, obtém-se uma solução conhecida como solução padrão 
primária; no segundo caso, uma solução padrão secundária. 
 
Indicadores ácido-base e ponto de viragem: 
 
 
 
 
Lembre-se: 
 
m = n. MM 
 
Ex: Solução de 0,01g de NaOH. 
90 
 
MM = 40 g mol
-1
. 
m = 0,01.40 
m = 0,4 g para 1 litro de água destilada. 
 
 
Padronização H2SO4/HCl 0,01M 
 
Preparo do padrão NaOH 0,01M 
 
Preencha todo o volume da bureta com a solução previamente preparada de 0,01 
mol L
-1
 de NaOH, observando corretamente o menisco, pois a precisão no volume é 
fundamental. Pese cuidadosamente uma massa de aproximadamente 0,04g do padrão 
primário (ftalato ácido de potássio, massa molar: 204,21 g/mol). Anote o valor desta 
massa. Usando um frasco de Erlenmeyer dissolva essa massa em 20,0 mL de água 
destilada. Como é usado o método indireto para padronizar a base, note que não é 
necessário conhecer o volume desta solução de ftalato ácido de potássio, somente a 
massa do sal. Adicione à solução de ftalato ácido de potássio 3 gotas do indicador 
fenolftaleína. Antes de iniciar a titulação, anote o valor na escala de volume da bureta 
correspondente à posição do menisco (V0). Agitando-se a solução no de Erlenmeyer 
com um movimento circular constante, goteje lentamente a solução de base sobre a 
solução de ftalato, até que o indicador mude de cor. Tão logo o indicador mude de cor, 
cesse a adição da base e anote o novo valor correspondente à nova posição do menisco 
(Vf). A diferença entre V0 e Vf corresponde ao volume da solução de base gasto para 
reagir com a solução de ftalato ácido de potássio. Neste ponto o número de mols do 
ftalato ácido de potássio será igual a número de mols de NaOH. Com isto, calcule a 
concentração exata da solução de NaOH. 
 
MNaOH.VNaOH= MBiftalato.VBiftalato 
Onde: 
 M = concentração molar; 
V = volume (mL). 
FC = Molaridade encontrada 
 Molaridade teórica 
 
 
 
 
Padronização de HCl 0,01M 
 
Utilizando como padrão secundário a solução de NaOH padronizada 
anteriormente, faça a padronização da solução de ácido. Para isto, transfira 20,0 mL da 
solução do ácido para o frasco e erlenmeyer, utilizando uma pipeta volumétrica. 
Complete o volume da bureta com a solução padrão de NaOH. Adicione 3 gotas de 
fenolftaleína no erlenmeyer e proceda à titulação do mesmo modo que na titulação com 
ftalato ácido de potássio anterior. 
 
HCl + NaOH → NaCl + H2O 
 
MHCl.VHCl= MNaOH.VNaOH 
Onde: 
 M = concentração molar; 
91 
 
V = volume (mL). 
FC = Molaridade encontrada 
 Molaridade teórica 
 
 
 
Padronização de H2SO4 0,01M 
 
Utilizando como padrão secundário a solução de NaOH padronizada 
anteriormente, faça a padronização da solução de ácido. Para isto, transfira 10,0 mL da 
solução do ácido para o frasco e erlenmeyer, utilizando uma pipeta volumétrica. 
Complete o volume da bureta com a solução padrão de NaOH. Adicione 3 gotas de 
fenolftaleína no erlenmeyer e proceda à titulação do mesmo modo que na titulação com 
ftalato ácido de potássio anterior. 
 
 
2MH2SO4.V H2SO4= MNaOH.VNaOH 
Onde: 
 M = concentração molar; 
V = volume (mL). 
FC = Molaridade encontrada 
 Molaridade teórica 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
92 
 
CONVERSÃO DE NORMALIDADE PARA MOLARIDADE 
 
 
 
Relação entre normalidade (N) e molaridade (M ou mol L
-1
); 
 
 
Normalidade = Molaridade (M) x K 
 
Onde K, pode ser: 
 
 Ácidos: número de hidrogênios ionizáveis 
 Bases: número de hidróxidos 
 Sais: total de valência dos cátions ou ânions 
 Óxidos: total de valência do elemento combinado com o oxigênio 
 
Ex: 
 
H2SO4 1M 
N = M x K 
N = 1 x 2 
N = 2M 
 
NaOH 1M 
N = M x K 
N = 1 x 1 
N = M 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
93 
 
CÁLCULO DO EQUIVALENTE GRAMA 
 
 
 Para um ácido o equivalente é a massa molecular (MM) dividido pelo número de H+ 
ex: H2SO4 
E = MM/H+ 
E=98/2 = 49g 
 
 Para uma base o equivalente é a massa molecular (MM) dividido pelo número de OH- 
ex: Ca(OH)2 
E=MM/OH- 
E = 74/2 = 37g 
 
 Para um sal o equivalente é a massa molecular (MM) dividido pelos cátions 
ex: CaCO3 
E = 100/2 = 50g 
 
 Para um elemento o equivalente é a massa molecular (MM) dividido pelo nox 
ex: Al3+ 
E= 27/3 = 9g 
 
 HCl 
 
 E = 36,5 / 1 = 36,5 (massa molar do HCL / 1 H+ desse ácido) 
 
 H3PO4 
 
 E= 98 / 3 = 32,66 (massa molar do H3PO4 / 3H
+ desse ácido) 
 
 HNO3 
 
 E= 63 / 1 = 63 (massa molar do HNO3 / 1H
+ desse ácido)