artigo-M__TODOS-DE-AMOSTRAGEM-DA-HERPETOFAUNA

Prévia do material em texto

1 - Graduando em Ciências Biológicas pelo Centro Universitário Metodista Izabela Hendrix. E-mail: 
pediniz2003@yahoo.com.br 
 
2 - Professor do Centro Universitário Metodista Izabela Hendrix – Campus Praça da Liberdade. Graduação em 
Zootecnia; Aperfeiçoamento em Ciências Biológicas; Mestrado em Ecologia, Conservação e Manejo da Vida 
Silvestre. E-mail: ricardo.latini@izabelahendrix.edu.br 
 
 
MÉTODOS DE AMOSTRAGEM DA HERPETOFAUNA: ALGUMAS DICAS E 
ORIENTAÇÕES PARA ESTUDANTES E PROFISSIONAIS COM POUCA OU 
NENHUMA EXPERIÊNCIA DE CAMPO. 
 
Pedro Costa Diniz¹ 
Ricardo Oliveira Latini² 
RESUMO 
Em pesquisas e muitos estudos de fauna são necessárias coletas de dados 
em campo para a geração de informações, sobretudo os diagnósticos de espécies. 
A definição e execução de métodos de amostragens da fauna são de extrema 
importância para a coleta de dados e para a geração de informações que visem à 
conservação de espécies e a minimização das ameaças à diversidade biológica. 
Muitos estudos, não apresentam resultados confiáveis, o que pode estar associado 
à baixa qualidade de profissionais disponíveis no mercado e uma grande demanda 
de trabalhos de campo. Outro fator que pode influenciar bastante, é a feitura de 
estudos e pesquisas totalmente relacionadas à inventário e monitoramento de fauna, 
sendo feita por profissionais que não se encaixam no perfil, mas que podem exercer 
a mesma função de um biólogo, tais como engenheiros florestais, engenheiros 
ambientais, zootecnistas, entre outros. Esse trabalho visa descrever alguns métodos 
de amostragem da herpetofauna, apresentando dicas e informações que contribuam 
com a execução de pesquisas em campo. Para isso foram realizadas pesquisas 
bibliográficas e compilados os métodos disponíveis nos artigos triados. Foram 
selecionados e descritos sete métodos de amostragem da herpetofauna. 
Inicialmente, foram apresentadas algumas informações gerais que dizem respeito à 
etapa prévia às atividades de campo e, em seguida, uma descrição dos métodos de 
amostragens geralmente utilizados para a realização de estudos da herpetofauna. É 
esperado que os resultados apresentados nesse estudo contribuam com o 
planejamento e execução de estudos da herpetofauna por profissionais e estudantes 
2 
 
pouco experientes e sirva como estímulo para o surgimento de outros estudos com 
abordagem semelhante abrangendo outros grupos temáticos. 
Palavras chave: Métodos de amostragem, metodologia, herpetofauna, 
ecologia, inventário de fauna. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
ABSTRACT 
In many research and fauna studies are necessary field data collection for the 
generation of information, especially the diagnosis of species. The definition and 
implementation of fauna sampling methods are extremely important to collect data 
and to generate information aimed at the conservation of species and minimizing 
threats to biological diversity. Many studies currently do not have reliable results, 
which may be associated with low quality professionals available in the market and a 
great demand for field work. Another factor that can greatly influence, is the making 
of studies and research related to fully inventory and fauna monitoring, being 
performed by professionals who do not fit the profile, but that can have the same 
function as a biologist such as environmental engineers, animal scientists, among 
others. This paper aims to describe some methods of sampling herpetofauna, with 
tips and information that contribute to the implementation of research in the field. For 
this, the methods available in the selected articles and compiled literature searches 
were conducted. They were selected and described seven methods of sampling 
herpetofauna. Initially, there were some general information concerning the previous 
stage to field activities and then a description of the methods of sampling often used 
to perform herpetological studies. It is expected that the results presented in this 
study contribute to the planning and execution of herpetological studies by 
professionals and inexperienced students and serve as a stimulus for the 
appearance of other studies with similar approach covering other thematic groups. 
 
Keywords: Sampling methods, methodology, herpetofauna, ecology, fauna 
inventory. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
1 INTRODUÇÃO 
A grande biodiversidade existente no Brasil faz com que este seja 
interpretado como um reservatório natural de espécies (AYRES et al., 2005, 
VALENTE et al., 2006), possuindo cerca de 200.000 espécies vegetais e animais já 
conhecidas (LEWINSOHN e PRADO, 2005). O crescimento da população humana, 
os avanços tecnológicos e a grande demanda de recursos naturais, no entanto, 
estão gerando vários impactos negativos nos sistemas naturais (GOUDIE, 1993), 
resultando na perda de espécies, sendo muitas ainda não catalogadas. 
Para contribuir com a minimização desses impactos e maximizar a 
preservação da diversidade biológica é importante que hajam profissionais 
capacitados e empenhados em realizar pesquisas científicas, incluindo as de campo, 
coletando dados e gerando informações (VASCONCELOS, 2006). Muitas dessas 
pesquisas provêm da observação de fatos e fenômenos e da elaboração de 
perguntas e hipóteses (HEYER et al., 1994), sendo também imprescindível a coleta 
e análise de dados (ou informações) para a obtenção de respostas às perguntas e 
aceitação ou não da hipótese (FRANCO, 1985). 
Em muitos estudos de fauna são necessárias coletas de dados em campo 
para a geração de informações e obtenção de resultados, sobretudo àqueles que 
necessitam do diagnóstico de espécies que ocorrem numa determinada região 
(HELLAWELL, 1991). Independente do tipo de estudo, a geração de resultados 
confiáveis e de qualidade está condicionada à realização do delineamento 
experimental adequado, à escolha e execução de métodos de amostragem 
apropriados, ao conhecimento prévio do grupo a ser estudado e à realização das 
devidas análises e interpretações dos dados (HEYER et al., 1994). 
A definição e execução de métodos de amostragens apropriados para realizar 
estudos de fauna são de extrema importância para a coleta de dados e, 
consequentemente, para a geração de informações que visem à conservação de 
espécies e a minimização das ameaças à diversidade biológica (BERNARDE, 2012). 
No entanto, muitos estudos carecem de qualidade e não apresentam 
resultados confiáveis, o que pode estar associado à baixa qualidade de muitos 
profissionais disponíveis no mercado e uma grande demanda de trabalhos de campo 
por parte das empresas de consultoria ambiental. Atualmente, os estudos não 
5 
 
alcançam um padrão de qualidade que era corriqueiro há poucos anos atrás, visto 
que hoje vários alunos que acabaram de sair da graduação, ainda carentes de 
trabalhos de campo e/ou experiência com vegetais ou animais in situ, aceitam a 
demanda e executam trabalhos de consultoria sem muita fidelidade e idoneidade 
(VASCONCELOS, 2006). 
Diante desse cenário, a compilação e apresentação de métodos úteis para a 
realização de amostragem da fauna em campo, etapa imprescindível para a coleta 
de dados na maioria dos trabalhos de consultoria ambiental, deve representar uma 
boa contribuição para reduzir esses tipos de problemas. Independente do grupo 
temático a ser estudado, as pesquisas de campo devem seguir um padrão rigoroso 
nas suas diferentes etapas para se obter um resultado final satisfatório 
(MAGNUSSON et al., 2005). 
No caso de herpetofauna, a etapa de coleta de dados e informações em 
campo pode apresentar uma grande importância paraas pesquisas desse grupo, 
devido à carência de estudos publicados, quando comparados com os demais 
grupos (BERNARDE e GOMES, 2012). Apesar da extrema importância nas 
comunidades naturais, a herpetofauna tende a ser relegada a um segundo plano em 
estudos ambientais devido, sobretudo, ao desconhecimento da importância do grupo 
pela sociedade e a falta de pesquisas e modelos amostrais antecedentes que 
subsidiem tais estudos (GIBBONS, 1988). Muitos ainda apresentam repúdio ou 
mesmo receio de se estudar um grupo de animais representado por algumas 
espécies venenosas, peçonhentas e/ou que causam asco em algumas pessoas. 
A herpetofauna é formada por um grupo proeminente em quase todas as 
comunidades terrestres. No Brasil, atualmente existem catalogados 946 táxons de 
anfíbios e 744 de répteis (SEGALLA et al., 2012; BÉRNILS e COSTA, 2012). Dentre 
as espécies brasileiras incluídas nas listas nacional (MMA, 2008) e internacional 
(IUCN, 2013) de ameaça de extinção, pelo menos 90 constam como “Deficientes em 
Dados” (DD) (SILVANO e SEGALLA, 2005). Isso reflete a falta de informações sobre 
o grupo em todo o país e reforça a necessidade da continuidade da realização de 
estudos e a importância da compilação e apresentação de métodos de amostragem 
da herpetofauna de maneira a maximizar a qualidade dos seus resultados. 
6 
 
Esse trabalho visa, portanto, descrever alguns métodos de amostragem da 
herpetofauna, apresentando dicas e informações que contribuam com a execução 
de pesquisas em campo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
2. METODOLOGIA 
Para a elaboração do estudo foram realizadas pesquisas bibliográficas nos 
sites da empresa Google (http://scholar.google.com.br/), o Google Acadêmico, no 
Scientific Eletronic Library (http://scielo.br/), conhecido como Scielo, e na biblioteca 
virtual da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (Capes), o 
Portal de Periódicos da Capes (http://www.periodicos.capes.gov.br/). Essas buscas 
tiveram o intuito de obter artigos que pudessem dar um embasamento teórico ao 
tema abordado. 
Durante a realização das buscas bibliográficas foram utilizadas combinações 
dos descritores herpetofauna, metodologias de campo, estudos, amostragem, 
pesquisa, rigor e biologia. 
Foram selecionados os artigos de âmbito nacional e internacional, porém com 
foco maior nos nacionais. Aqueles que apresentaram o resumo relacionado ao tema 
aqui apresentado foram previamente selecionados. Em seguida, os mesmos foram 
selecionados conforme a relação dos seus objetivos e conteúdo da introdução com 
os objetivos desse estudo. Além dos trabalhos selecionados, foram consideradas as 
experiências de campo do autor para complementar a descrição das etapas de 
organização dos equipamentos prévia à execução dos procedimentos metodológicos 
de coletas de dados primários da herpetofauna. 
 Inicialmente, foram descritas as etapas de organização dos equipamentos 
que devem ser selecionados e levados a campo, incluindo os itens de segurança e 
os cuidados que devem ser tomados antes do trabalho prático e, em seguida, as 
informações sobre os métodos de amostragem. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
8 
 
3. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
Cerca de 60 artigos no total foram utilizados como referência para elaboração 
do presente estudo, sobretudo, para a descrição dos métodos de amostragem. 
Inicialmente, foram apresentadas algumas informações gerais que dizem respeito à 
etapa prévia às atividades de campo e, em seguida, as informações referentes aos 
tipos de metodologias geralmente utilizadas para a realização de estudos da 
herpetofauna. 
Assumindo que em alguns estudos seja necessária a captura e coleta de 
espécimes, o primeiro passo prévio à realização das atividades de campo é a 
solicitação da licença emitida pelo órgão ambiental responsável. A Autorização de 
Captura Coleta e Transporte de Material Biológico (ACCTMB) deve ser solicitada 
com antecedência e o pesquisador deve ter consigo sempre uma cópia. Os 
procedimentos para solicitação dessa autorização no estado de Minas Gerais estão 
disponíveis no site do ICMBio. Além disso, é imprescindível que o trabalho seja 
planejado previamente à coleta de dados. Sugere-se que após a elaboração da 
pergunta e da hipótese, seja realizado o delineamento experimental da pesquisa 
anteriormente às atividades de amostragem em campo. O delineamento 
experimental é o processo de planejamento e condução da pesquisa que possibilita 
a coleta de dados analisáveis, usando processos metodológicos apropriados, que 
conduzam a conclusões válidas e objetivas (PANOSSO e MALHEIROS, 2007). 
Após essa etapa, o pesquisador deve preparar e separar o material que será 
utilizado em campo. Entre esses materiais, é importante considerar os 
Equipamentos de Proteção Individual (EPI’s), que consistem basicamente nos 
apetrechos que os pesquisadores devem utilizar no campo, como perneiras, botas, 
luvas de raspa de couro ou de vaqueta, galochas, óculos de proteção, protetor solar, 
repelente e um kit de primeiros socorros. Esses equipamentos são importantes para 
manter a segurança do pesquisador em campo (MTE, 2011). 
Também é recomendável a separação dos apetrechos de manuseio e coleta 
de espécimes, como gancho, pinção, luva de raspa, caixa de contenção para 
serpentes e sacos de coleta; e também os equipamentos eletrônicos, como 
lanternas de mão e de cabeça, pilhas e/ou baterias sobressalentes, máquina 
fotográfica, rádios de comunicação e aparelho de GPS (Global Positioning System). 
Esse último, no entanto, de nada servirá se o pesquisador não souber operar. Além 
9 
 
do treinamento prévio referente à utilização desse equipamento, é importante mantê-
lo sempre funcionando para marcar a rota percorrida pelo pesquisador. Além de 
garantir a segurança do posicionamento geográfico do pesquisador em campo, esse 
aparelho é imprescindível para registrar as coordenadas geográficas dos pontos (ou 
trechos) amostrais (RODRIGUES, 1990). 
Além dos equipamentos eletrônicos, é importante que os integrantes da 
equipe de campo levem água e comidas excedentes ao necessário para sua 
manutenção em campo e utilização, caso as atividades se estendam além do 
planejado ou ocorra algum imprevisto. 
Já no campo, é importante que os pesquisadores se atentem aos riscos 
presentes na área de trabalho, visto que no período noturno várias espécies, 
incluindo de grandes mamíferos, estão ativas e saem para caçar (CHIARELLO, 
2013). 
Para realizar os estudos herpetofaunísticos é fundamental a utilização de 
métodos de amostragem, que auxiliam no encontro, registro e captura de anfíbios e 
répteis (BERNARDE, 2012). A grande maioria dos anfíbios anuros é relativamente 
fácil de ser registrada, por terem uma atividade de vocalização bem marcante 
durante o período reprodutivo em seu habitat, próximo ou em corpos d´água (brejos, 
poças temporárias, riachos, lagos, entre outras (DUELLMAN e TRUEB, 1994; 
POUGH et al., 2003). Já os répteis, como as serpentes, são mais difíceis de serem 
registrados, dificultando a realização dos estudos em questão (FITCH, 1987). 
As atividades de amostragens realizadas em campo contribuem para 
obtenção de dados e para a geração de várias informações, como aquelas 
referentes à riqueza de espécies, à abundância de indivíduos, ao tipo e à frequência 
de utilização de habitat’s e as atividades reprodutivas (BERNARDE, 2012), que 
servem para fundamentar os estudos herpetofaunísticos. 
Para a realização dessas atividades de amostragens da herpetofauna são 
utilizados vários métodos, sendo algunsaplicados para os três grupos (serpentes, 
lagartos e anuros), como as armadilhas de interceptação e queda, e outros 
específicos para somente um grupo, como o registro auditivo em transecto, utilizado 
somente para anuros. 
Entre os procedimentos metodológicos mais utilizados para a realização de 
amostragens da herpetofauna no Brasil e no mundo, destacam-se as i) Armadilhas 
10 
 
de Interceptação e Queda, ii) Busca Ativa, iii) Procura Visual Limitada por Tempo, iv) 
Registro Auditivo em Transectos, v) Amostragem em Sítios Reprodutivos ou Procura 
de Anfíbios Anuros em seus Ambientes de Reprodução, vi) Coleta por Terceiros e 
viii) Encontros Ocasionais. 
Para os métodos citados, os que compreendem esforço amostral, o esforço 
deve ser calculado multiplicando-se o número total de horas em que a metodologia 
foi aplicada pelo número de profissionais envolvidos na realização da atividade. 
Já para as metodologias que utilizam armadilhas, como a armadilha de 
interceptação e queda, o esforço deve ser medido por número de baldes x número 
de horas. 
Buscando contribuir com estudantes e profissionais do ramo com pouca ou 
nenhuma experiência de campo, a seguir está apresentada uma breve descrição 
dos métodos de amostragens da herpetofauna que podem ser utilizados nos 
trabalhos de campo, juntamente com algumas dicas e orientações. 
 
3.1 Armadilhas De Interceptação E Queda “Pitfall Traps” 
Estas armadilhas consistem em um conjunto de baldes, tambores ou algum 
recipiente que possa ser enterrado na terra com a entrada aberta (“boca” do balde) e 
sem tampa. Geralmente, cada unidade amostral possui cinco baldes, sendo três em 
linha e dois periféricos dispostos no formato de “Y”, interligados por cercas de lona 
direcionadas, utilizadas para guiar os animais até o balde (Figura 1A, 1B e 1C). 
A eficiência desta armadilha depende da sua construção e montagem. 
Segundo Campbell e Christman (1982), uma das vantagens do método é a captura 
de animais que raramente são amostrados através dos métodos tradicionais que 
envolvem procura visual. 
O emprego desse método é mais indicado para amostragens realizadas por 
período de tempo extenso (CECHIN e MARTINS, 2000), visto a necessidade de 
grande tempo de trabalho, de logística adequada e do grande esforço da equipe. 
Devido a facilidade da padronização do esforço amostral (número de baldes/dia), é 
considerado um bom método para se comparar riqueza de espécies entre diferentes 
habitats (BERNARDE, 2012). 
11 
 
Normalmente, a conferência das armadilhas é feita a cada 24 horas, no 
período da manhã, principalmente se os recipientes enterrados estiverem sobre a 
luz solar, o que pode levar a morte do animal que ali permanecer durante um longo 
período. Em alguns casos recomenda-se a vistoria das armadilhas mais de uma vez 
ao dia para que os animais capturados não fiquem muito tempo expostos a 
predadores e sejam predados (CECHIN e MARTINS, 2000). 
Em locais com muita água, onde o fundo do balde possa conter uma poça, é 
recomendado colocar pequenos pedaços de isopor (FRANCO et al., 2002) para que 
os indivíduos que caiam na armadilha possam utilizá-lo para se manter flutuando até 
a chegada do pesquisador. 
A 
 
Fonte: Pedro Diniz 
B 
 
Fonte: Pedro Diniz 
C 
 
Fonte: Google imagens 
 
Figura 1: Estrutura de Armadilhas de Interceptação e Queda sendo montadas (A), montadas (B) e 
seu esquema básico (C). 
 
 
12 
 
3.2 Busca Ativa 
A busca ativa consiste em procurar em todos os microambientes possíveis 
onde possam ocorrer anuros, lagartos e serpentes (HEYER et al., 1994). É desejável 
que a busca seja feita em ocos de árvores, serrapilheira, ao redor de brejos e poças 
temporárias, buracos e tocas no chão, debaixo de rochas, entre raízes, cupinzeiros e 
todos os estratos vegetativos (MARTINS e OLIVEIRA, 1998). 
As serpentes podem ser encontradas tanto durante o dia como a noite, visto 
que existem espécies de hábito noturno e diurno, tal como alguns anuros, porém a 
grande maioria dos anfíbios tem hábito noturno, exceto os lagartos que são 
geralmente diurnos (HEYER et al., 1994; MENIN et al., 2008). Diante isso, a busca 
ativa deve ser feita durante os períodos diurnos e noturnos, preferencialmente nos 
períodos da manhã, fim de tarde e noite. 
Alguns microambientes podem ser mais favoráveis para o encontro de 
determinadas espécimes da herpetofauna dependendo do tipo de vegetação e clima 
da área estudada. Estudos compravam que 30,6% a 56,8% dos anfíbios e répteis 
frequentam cupinzeiros (MOREIRA et al., 2009). 
Em áreas de restinga e Mata Atlântica, é muito comum a presença de 
bromélias, que podem e costumam ser ocupadas por anfíbios anuros em busca de 
um local para reprodução ou mesmo um abrigo (PEIXOTO, 1995; TEIXEIRA et al., 
1997; ETEROVICK, 1999; SCHNEIDER e TEIXEIRA, 2001; TEIXEIRA e RÖDER, 
2007; LANGONE et al., 2008;). 
Por último, na hipótese de utilização desse procedimento nos estudos de 
herpetofauna, é importante que sejam registradas e descritas na metodologia dos 
estudos informações referentes ao número de pessoas, ao comprimento do trecho 
percorrido e ao número de horas trabalhadas pela equipe. Isso possibilitará a 
quantificação do esforço amostral empregado no estudo e a realização de possíveis 
futuras comparações temporais e espaciais de dados. 
 
3.3 Procura Visual Limitada por Tempo 
A procura visual limitada por tempo se resume, basicamente, a considerar um 
transecto (linha traçada em um terreno, a qual contabilizará a área ou a distância em 
que será estudada) em que o pesquisador se deslocará lentamente à procura dos 
13 
 
animais que serão estudados, no caso anfíbios ou répteis que estejam visualmente 
expostos. De maneira análoga ao método anterior, também se deve registrar na 
metodologia dos trabalhos o número de pessoas participantes, e o número de horas 
trabalhadas pela equipe. Além disso, todos os micros habitats devem ser procurados 
e pesquisados, no entanto, não se deve remexer o ambiente, como na busca ativa. 
O transecto sempre pode ser realizado por dois pesquisadores que, por 
exemplo, checam cada um uma margem da trilha. Para uma melhor varredura da 
área trabalhada, aconselha-se que a mesma seja percorrida lentamente, levando, 
normalmente, cerca de três horas para se percorrer 400m (BERNARDE e ABE, 
2006; MARTINS e OLIVEIRA, 1998; HARTMANN et al., 2009). 
 
3.4 Registro Auditivo em Transectos 
Para tal método ser bem empregado deve- se, preferencialmente, anterior ao 
estudo, fazer um levantamento sobre quais animais existem na área a ser estudada 
e conhecer os tipos de vocalizações dos mesmos ou ao menos da maioria 
(BERNARDE, 2012). No site Amphibia Web (http://www.amphibiaweb.org) podem 
ser encontrados algumas vocalizações e existem também alguns guias sonoros no 
mercado, como Straneck et al. (1993); Haddad et al. (2005); Toledo et al. (2007). 
Através de um transecto ou uma trilha, é feito o deslocamento a pé e são 
registradas as espécies que estão vocalizando. Quando não for possível identificar a 
espécie que está vocalizando, deve-se, caso possível, coletar o animal e gravar sua 
vocalização. 
Para emprego desse método, também é recomendável registrar as variáveis 
importantes para os cálculos de esforços amostrais (número de pessoas na equipe, 
comprimento da trilha e tempo trabalhado). 
 
3.5 Amostragem em Sítios Reprodutivos ou Procura de Anfíbios Anuros em 
seus Ambientes de Reprodução 
Este tipo de amostragem pode ser um dos métodos de maior sucesso 
amostral, pois foca as áreas de reprodução dos anuros, onde os mesmos vocalizam 
e, normalmente, são facilmente encontrados (BERNARDE, 2012). De maneira geral, 
consistenuma varredura em ambientes como lagos, brejos, poças, riachos, rios, 
14 
 
poças temporárias, ou qualquer outro corpo d´água em que o animal possa 
reproduzir (MORAES, et al. 2007). 
Em todos os métodos de amostragem, é de suma importância descrever o 
esforço amostral empregado, nesse caso a quantidade de horas e pessoas na 
equipe, e também a forma como ele foi realizado para se obter uma base de dados 
confiável (BERNARDE, 2012). 
A maioria dos anfíbios anuros no Brasil apresenta hábitos noturnos e 
aquáticos e somente vocalizam neste período reprodutivo e neste tipo ambiente. No 
entanto, alguns gêneros apresentam hábitos diurnos (HEYER et al., 1990; HATANO 
et al., 2002; LIMA et al., 2006; LINGNAU e BASTOS, 2007) e, portanto, esse método 
de amostragem deve ser realizado tanto no período diurno, quanto no período 
noturno, principalmente no início da manhã e fim da tarde. 
Outro fator que deve ser considerado é a utilização dos corpos d’água para a 
reprodução da maioria dos anfíbios anuros, embora algumas espécies endêmicas da 
Amazônia hoje já reproduzem em outros locais, até mesmo longe de qualquer fonte 
de água (HÖDL, 1990; MAGNUSSON e HERO, 1991). Estes anfíbios não 
necessitam de um ambiente aquático para reproduzir e conseguem carregar os 
filhotes no próprio dorso até pequenas fontes de água após o nascimento. 
 
3.6 Coleta por Terceiros 
Um método interessante e muito utilizado por pesquisadores e biólogos de 
consultoria, é o de coleta por terceiros que consiste em ter um contato prévio com 
moradores das redondezas de onde será feito o estudo. É fornecido a eles um 
recipiente tampado com solução formalina (15 ou 20%), para que eles guardem os 
animais que acharem ou que costuma matar, principalmente serpentes (FRANCO et 
al., 2000). 
Os moradores são visitados com frequência e caso haja algum animal os 
recipientes são recolhidos e 
os dados anotados. É de suma importância passar ao morador alguns dados 
e mostrar para eles a importância de tais estudos e principalmente dos animais na 
natureza, enfatizando a preservação da fauna. 
Cabe ressaltar que os dados obtidos através deste método de amostragem, 
apenas serão utilizados para composição de uma lista qualitativa de espécies, uma 
15 
 
vez que não é possível determinar unidades amostrais e, portanto, utilizar 
estimadores quantitativos (ex: riqueza e diversidade de espécies). 
 
3.7 Encontros ocasionais 
Alguns encontros ocasionais podem e comumente acontecem durante uma 
pesquisa de campo e também devem ser utilizados como método de amostragem. 
No entanto, assim como a Coleta por Terceiros, os dados provenientes do emprego 
desse método serão utilizados apenas para compor uma lista qualitativa de espécies 
na área estudada. 
Os espécimes são encontrados ocasionalmente durante outras atividades 
realizadas pelos pesquisadores, que não sejam de amostragem, como durante o 
reconhecimento da área a ser amostrada (ver MARTINS e OLIVEIRA, 1999; 
BERNARDE e ABE, 2006; SAWAYA et al., 2008). 
Todos os procedimentos metodológicos aqui descritos são utilizados para a 
realização de estudos da herpetofauna e já tiveram sua eficácia comprovada. No 
entanto, para que as amostragens tendam a representar a real composição e 
riqueza de espécies ocorrente numa determinada região, mais de um método deve 
ser sempre empregado (CECHIN e MARTINS, 2000; GARDNER et al., 2007; 
MACEDO et al., 2008; RIBEIRO-JÚNIOR et al., 2008). 
Alguns métodos tem uma especificidade maior para registrar algumas 
espécies e acabam não registrando outras. No caso do pitfall, por exemplo, anfíbios 
e répteis com hábitos arborícolas e subaquáticos dificilmente serão capturados 
(CECHIN e MARTINS, 2000; MACEDO et al., 2008). 
Além dos registros de espécies, muitos estudos necessitam de coletas de 
espécimes e, portanto, devem seguir alguns procedimentos para que a captura, o 
sacrifício e a fixação dos espécimes coletados sejam realizadas de maneira correta. 
A maioria dos anuros pode ser capturada com as mãos, salvo algumas 
exceções. Para os que expelem secreções tóxicas pelo manuseio, é recomendado 
que as mãos não toquem os olhos, boca, ou qualquer outra mucosa e ferimentos e 
que sejam lavadas logo após a captura. Algumas rãs, como a Leptodactylus 
labyrinthicus (rã pimenta), pode causar espirros e algum desconforto ao serem 
manuseadas, assim como algumas pererecas do gênero Trachycephalus, que 
podem causar irritação e reações alérgicas (DUELLMAN, 1956; JANZEN, 1962) e 
16 
 
também as conhecidas como pererecas verdes, Phyllomedusa sp. e os 
dendrobatídeos (pequenos sapos da família Dendrobatidae, com uma pele rica em 
alcaloides, e que os torna venenosos). 
No caso de o pesquisador querer usar luvas de látex para manuseio dos 
mesmos, não há qualquer problema, apenas levando em consideração que o 
manuseio pode ser menos preciso e as luvas não podem conter talco ou qualquer 
produto químico. 
Lagartos e serpentes não peçonhentas podem ser capturados manualmente, 
porém deve-se lembrar sempre que ambos podem morder, inclusive anuros 
(BERNARDE, 2012). As serpentes opistóglifas, ou não peçonhentas, que desferem 
mordidas devem ser capturadas preferencialmente com luvas de raspa, pois podem 
facilmente machucar um adulto e a ferida pode infeccionar se não for bem tratada. 
No caso das peçonhentas, mesmo com a luva de raspa, o perigo da peçonha 
atravessar a luva e perfurar a pele é grande, portanto deve ser evitado ao máximo 
(MARTINS e OLIVEIRA, 1998). 
Alguns instrumentos são muito usados para captura destes animais, como o 
gancho (Figura 2A), que é ótimo para se usar no manuseio de serpentes 
peçonhentas, pois mantém uma boa distância do animal, e o pinção (Figura 2B), 
também muito utilizado e confere uma segurança para o manuseador. Com ele se 
pode capturar animais sobre a vegetação, em cima de árvores e é o mais 
recomendado em termos de segurança e manuseio. Já o estilingue e a arma de ar 
comprimido são utilizados apenas para lagartos mais ágeis, mas devem ser evitados 
(FRANCO et al., 2002). 
A 
 
B 
 
Figura 2: Gancho (A) e pinção (B), instrumentos usados para captura de serpentes peçonhentas. 
17 
 
Quanto ao sacrifício, é considerada uma atividade delicada no que se trata de 
Conselho de Ética e legislação. A eutanásia animal é um procedimento, na maioria 
das vezes, realizada apenas por veterinários treinados. 
Os animais representantes da herpetofauna tem um sistema nervoso bastante 
primitivo e com os métodos utilizados atualmente são alcançados ótimos resultados, 
praticamente, sem sofrimento para o animal (HEYER et al., 1994). Para os anfíbios, 
a pomada de xilocaína (lidocaína) é a mais indicada. Pode ser comprada em 
qualquer farmácia e é muito fácil de ser aplicada. Aplicar uma quantidade 
proporcional ao tamanho do animal sobre os dedos e ir massageando o mesmo com 
a pomada, principalmente na parte ventral do espécime (BERNARDE, 2012). 
Para répteis como lagartos e serpentes, pode ser utilizada uma câmara de 
éter (ver HEYER et al., 1994; e FRANCO et al., 2002). 
Já para fixação, após o sacrifício, os animais de pequeno e médio porte, 
devem ser condicionados em bandejas planas e primeiramente devem ser 
colocados na posição anatômica que se deseja fixar (FRANCO et al., 2002). Devem-
se cobrir os mesmos com um papel filtro ou similar e despejar solução de formalina a 
10% sobre eles. Em animais de grande porte, o que deve ser feito é injetar com uma 
seringa a mesma solução formalina a 10% nas cavidades corpóreas dos mesmos, 
se possível fixa-los também em bandejas, senão sobre mesas e/ou superfícies 
planas. 
Após a fixação dos espécimes desta maneira em uma bandejaou superfície 
plana, deve-se repetir o procedimento de despejar um pouco de formol a 10% em 
cima deles, em cima do papel filtro e esperar fixar aproximadamente por 48 horas. 
Feito isso, os espécimes devem ser lavados em água corrente, conservados 
em recipientes com álcool a 70%, transportados e tombados por instituições que 
tenham coleções científico-zoológicas. 
Muitas coleções científicas têm um grande acervo de animais e os 
pesquisadores contribuem para isso. É muito importante que os espécimes 
coletados, tenham as devidas informações para que sejam depositados em coleções 
zoológicas, como o nome do coletor, data da coleta, nome da espécie (se possível) 
e localidade com suas coordenadas geográficas. Algumas outras informações 
podem ser inseridas para uma melhor identificação e uso do espécime por outros 
18 
 
pesquisadores, tais como o substrato que o animal foi capturado, o horário, 
condições climáticas e alguma observação pertinente. 
Além disso, é interessante fazer um acervo fotográfico para ser enviado 
juntamente com os espécimes, visto que os anfíbios, normalmente, perdem sua 
coloração após serem fixados (BERNARDE, 2012), o que às vezes dificulta na 
identificação do mesmo se ele não foi identificado antes de ser tombado na 
instituição da coleção zoológica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
4 CONSIDERAÇÕES FINAIS 
Os resultados desse estudo servirão para a melhoria da qualidade dos 
trabalhos executados em campo por estudantes e pesquisadores com pouca 
experiência sobre a temática. O seguimento das orientações metodológicas 
descritas contribuirá com o aumento de capturas ou registros de espécies de répteis 
e anfíbios, a melhoria da representatividade da riqueza e composição de espécies 
ocorrentes na área de trabalho, as comparações espaciais e temporais dos dados 
coletados e a realização de estudos mais aprofundados. 
Para dar continuidade ao trabalho aqui descrito, sugere-se a elaboração de 
um guia ilustrado, com linguagem simplificada e dicas acerca de procedimentos 
metodológicos para amostragem da herpetofauna e de outros grupos temáticos, 
como a mastofauna, avifauna, ictiofauna e entomofauna. Esses tipos de estudos, se 
divulgados entre estudantes e profissionais sem experiência, poderão contribuir com 
o aumento da qualidade dos diagnósticos de fauna demandados, sobretudo, pelas 
empresas de consultoria. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
5 REFERÊNCIAS 
AYRES, J.M.; FONSECA, G.A.B. da; RYLANDS, A.B.; QUEIROZ, H.L.; PINTO, L.P.; 
MASTERSON, D. & CAVALCANTI, R.B.; 2005. Os corredores ecológicos das 
florestas tropicais do Brasil. Sociedade Civil Mamirauá. Belém, PA. 256p. 
 
BERNARDE, P. S. 2012. Ecologia e métodos de amostragem de Répteis 
Squamata. Pp. 189-201 In: SILVA, F.P.C.; GOMES-SILVA, D.A.P.; MELO, J.S. & 
NASCIMENTO, V.M.L. (Orgs.).Coletânea de textos - Manejo e Monitoramento de 
Fauna Silvestre em Florestas Tropicais. VIII Congresso Internacional Sobre Manejo 
de Fauna Silvestre na Amazônia e América Latina, Rio Branco, AC. 
 
BERNARDE, P.S. & ABE, A.S. 2006. A snake community at Espigão do Oeste, 
Rondônia, Southwestern Amazon, Brazil. South Am. J. Herpetol. 1(2):102-113. 
 
BERNARDE, P. S. & GOMES, J. O. 2012. Serpentes peçonhentas e ofidismo em 
Cruzeiro do Sul, Alto Juruá, Estado do Acre, Brasil. Acta Amazonica 42(1):65-72 
 
BÉRNILS, R.S. e H.C. COSTA. 2012. Brazilian reptiles: List of species. Version 
2012.1. Electronic document accessible at http://www.sbherpetologia.org.br/. 
Sociedade Brasileira de Herpetologia. 
 
CAMPBELL, H.W.; CHRISTMAN, S.P. 1982. Field techniques for herpetofaunal 
community analysis. In N. J. Scott Jr. (ed.), Herpetological Communities, p.93-200. 
Wildl. Res. Rept.13, US. Fish and Widl. Serv. Washington, DC. 1982. 
 
CECHIN, S.Z. & MARTINS, M. 2000. Eficiência de armadilhas de queda (pitfall 
traps) em amostragens de anfíbios e répteis no Brasil. Rev. Bras. Zool. 17:729-
740. 
 
CHIARELLO, A.G.; AGUIAR, L.M.S.; CERQUEIRA, R.; MELO, F.R.; RODRIGUES, 
F.H.G.; SILVA, V.M.F. 2008. Mamíferos. In: A.B.M. MACHADO; G.M. DRUMMOND; 
A.P. PAGLIA (eds.), Livro Vermelho da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. 
Belo Horizonte, Ministério do Meio Ambiente, Fundação Biodiversitas, p. 680-890. 
 
DUELLMAN, W. E. 1956. The frogs of the hylid genus Phrynohyas Fitzinger, 
1843. Miscellaneous Publications. Museum of Zoology, University of Michigan 96: 1–
47. 
 
DUELLMAN, W.E. 1994. The biology of an equatorial herpetofauna in 
Amazonian Equador. Univ. Kansas Mus. Nat. Hist. Misc. Publ. 65:1-352 
 
DUELLMAN, W.E. AND L. TRUEB. 1994. Biology of Amphibians. Baltimore: The 
Johns Hopkins University Press. 670 p. 
 
ETEROVICK, P.C. 1999. Use and sharing of calling and retreat sites 
by Phyllodytes luteolus in modified environment. J. Herpetol., St. Louis, 33(1):17-
22. 
21 
 
 
FITCH, H. S. 1987. Collecting and life-history techniques. pp. 143-164. In: 
Snakes, Ecology and Evolutionary Biology. R.A. Seigel; J.T. Collins and S.S. Novak, 
(eds.). New York. MacMillan. 
 
FRANCO, M. L. P. B. Porque o conflito entre as tendências metodológicas não é 
falso. Cadernos de Pesquisa. São Paulo: n. 66, ago/1985. 
 
FRANCO, F. L.; SKUK S.; G. O.; PORTO, M. and MARQUES, O. A. V. 2002. 
Répteis na Estação Veracruz (Porto Seguro, Bahia). Estação Veracruz - 
Publicação Técnico-Científica 3. Veracel Celulose. Rio de Janeiro, RJ. 
 
GARDNER, T.A., BARLOW, J. & PERES C.A. 2007. Paradox, presumption and 
pitfalls in conservation biology: the importance of habitat change for 
amphibians and reptiles. Biol. Conserv. 138: 166-179. 
 
GIBBONS, J.W. 1988. The management of amphibians, reptiles and small 
mammals in North America: the need for an environmental attitude adjustment. 
In: Management of Amphibians, Reptiles, and Small Mammals in North America. 
United States Forest Service General Technical Report RM-166, p. 4–10. Szaro, 
R.C., Severson, K.E., Patton, R., Eds., Colorado, USA, Ft. Collins. 
 
GOUDIE, A.S. 1993. Encyclopedia of Global Change. Oxford University Press. 
 
HARTMANN, P.A., HARTMANN, M.T. & MARTINS, M. 2009b. Ecology of a snake 
assemblage in the Atlantic Forest of Southeastern Brazil. Pap. Avulsos Zool. 
49(27):343-360 
 
HADDAD, C. F. B. 2005. Anfíbios. Pp. 61-63. In A. B. M. Machado, C. S. Martins, 
and G. M. Drumond (ed.), Lista da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. Belo 
Horizonte, Fundação Biodiversitas. 
 
HATANO, F. H.; ROCHA, C. F. D. & VAN SLUYS, M. 2002. Environmental factors 
affecting calling activity of a tropical diurnal frog (Hylodes phyllodes: 
Leptodactylidae). Journal of Herpetolology 36(2):314-318. 
 
HELLAWELL, J.M. 1991. Development of rationale for monitoring. Pg. 1-14 in 
Goldsmith, B. (ed.) Monitoring for Conservation and Ecology. Chapman and Hall, 
London. 
 
HEYER, W.R.; DONNELLY, M.A.; McDIARMID, R.W.; HAYEK, L.C. e FOSTER, M.S. 
1994. Measuring ands monitoring biological diversity. Standard methods for 
Amphibians. Smithsonian Institution Press, Washington. 
 
HÖDL, W. 1977. Call differences and calling site segregation in anuran species 
from Central Amazonian floating meadows. Oecologia (Berl.) 28, 351-363. 
 
22 
 
IBAMA, Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis. 
2003. Instrução Normativa nº. 3 de 27 de maio de 2003. Lista das Espécies da 
Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. Brasília, IBAMA. 
 
ICMBio, Instituto Chico Mendes De Conservação Da Biodiversidade. 
 
IUCN 2013. IUCN Red List of Threatened Species. Versão 2013.2. Acesso em: 25 
de Maio de 2015 <www.iucnredlist.org> 
 
JANZEN, D.H. 1962. Injury caused by toxic secretions of Phrynohyas spilomma 
Cope. Copeia 1962, 651.LANGONE, J.A., SEGALLA, M.V.; BORNSCHEIN, M.R. & DE SÁ, R. O. 2008. New 
reproductive mode in the genus Melanophryniscus Gallardo, 1961 (Anura: 
Bufonidae) with description of a new species from the State of Parana South 
American. Journal of Herpetology 3:1–9. 
 
LEWINSOHN, T.M. & PRADO, P.I.; 2005. How many species are there in Brazil? 
Conservation Biology 19(3): 619-624. 
 
LIMA, N.R.E., SILVA, M.L., AND VIELLIARD, J. (2006) Representação 
documentária e comunicação sonora animal: o caso do Tucuxi Sotalia 
fluviatilis na Baía de Marapanim, PA, Brasil. Cadernos da Pós-Graduação, v. 3, n. 
3, p. 207-218. 
 
LINGNAU, R., BASTOS, R. P. Vocalizations of the Brazilian torrent frog Hylodes 
heyeri (Anura: Hylodidae): repertoire and influence of air temperature on 
advertisement call variation. Journal of Natural History. , v.41, p.1227 - 1235, 
2007. 
 
MACEDO, L.C., BERNARDE, P.S. & ABE, A.S. 2008. Lagartos 
(Squamata:Lacertilia) em áreas de floresta e de pastagem em Espigão do 
Oeste, Rondônia, sudoeste da Amazônia, Brasil. Biota Neotrop. 8(1): 
http://www.biotaneotropica.org.br/v8n1/pt/fullpaper?bn01108012008 (acesso em 
13/04/2015). 
 
MAGNUSSON, W.E. & Hero, JM. 1991. Predation and the evolution of complex 
oviposition behaviour in Amazon rainforest frogs. Oecologia, 86:310-318. 
 
MAGNUSSON, W.E.; LIMA, A.P.; LUIZÃO, R.; LUIZÃO, F.; COSTA, F.R.C.; 
CASTILHO, C.V. E KINUPP, V.F. RAPELD: uma modificação do método de 
Gentry para inventários de biodiversidade em sítios para pesquisa ecológica 
de longa duração. Biota Neotrop. Jul/Dez 2005, vol. 5, no. 2. 3Urban, D.L. 2005. 
Modeling ecological processes across scales. Ecology 86(8):1996-2006 
 
MARTINS, M. & OLIVEIRA, M.E. 1999. Natural history of snakes in forests of the 
Manaus region, Central Amazonia, Brazil. Herpetol. Nat. Hist. 6(2):78-150 
 
23 
 
Ministério do Trabalho e Emprego. Secretaria de Inspeção do Trabalho. 
Departamento de Segurança e Saúde no Trabalho. Manual de auxílio na 
interpretação e aplicação da norma regulamentadora n.35 – EPI’s NR-35 
comentada. Brasília: SIT/DSST, 2012. 
 
MMA (MINISTÉRIO DO MEIO AMBIENTE). 2008. Lista Oficial das Espécies da 
Fauna Brasileira Ameaçadas de Extinção. Disponível em 
http://www.mma.gov.br/sitio. Acessado em: fevereiro de 2015. 
 
MORAES, R.A., SAWAYA, R.J. & BARRELLA, W. 2007. Composição e 
diversidade de anfíbios anuros em dois ambientes de Mata Atlântica no Parque 
Estadual Carlos Botelho, São Paulo, sudeste do Brasil. Biota Neotrop. 7(2):27-
36. 
 
MOREIRA, L.F.B., MACHADO, I.F., LACE, A.R.G.M. & MALTCHIK, L. 2008. Anuran 
amphibians dynamics in an intermitent pond in southern Brazil. Acta Limnol. 
Bras. 20:205-212. 
 
PANOSSO, A.; MALHEIROS, E. B. Tópicos Especiais - Análise de dados na 
Produção Animal. Apostila. Departamento de Ciências Exatas - FCAV/UNESP - 
Campus Jaboticabal. 
 
PEIXOTO, O.L. 1995. Associação de anuros a bromeliáceas na Mata Atlântica. 
Revista da Universidade Rural do Rio de Janeiro 17(2): 75-83. 
 
POUGH, F. H., JANIS, C. M. & HEISER, J. B. 2003. A vida dos vertebrados. 
Terceira Edição. Coord. Editorial: Ana Maria de Souza. São Paulo: Atheneu Editora. 
 
RIBEIRO-JÚNIOR, M.A.; T.A. GARDNER & T.C.S. ÁVILA-PIRES. 2008. Evaluating 
the effectiveness of herpetofaunal sampling techniques across a gradient of 
habitat change in a tropical forest landscape. Journal of Herpetology 42: 733-749. 
doi: 10.1670/07-097R3.1. 
 
RODRIGUES, M. 1990. Introdução ao Geoprocessamento. In: SIMPÓSIO 
BRASILEIRO DE GEOPROCESSAMENTO. São Paulo. Anais. São Paulo: 
Universidade de São Paulo, 1990, 1-26p. 
 
SAWAYA, R.J., MARQUES, O.A.V. & MARTINS, M.R.C. 2008. Composição e 
história natural das serpentes de Cerrado de Itirapina, São Paulo, sudeste do 
Brasil. Biota Neotrop. 8(2). 
 
SEGALLA, M.V., CARAMASCHI, U., CRUZ, C.A.G., GARCIA, P.C.A., GRANT, T., 
HADDAD, C.F.B., LANGONE, J. 2012. Brazilian amphibians – List of species. 
Accessible at http://www.sbherpetologia.org.br. Sociedade Brasileira de Herpetologia 
(Acesso em Maio de 2015). 
 
24 
 
SCHNEIDER, J. A. P. & TEIXEIRA, R. L. 2001. Relacionamento entre anfíbios 
anuros e bromélias da Restinga de Regência, Linhares, Espírito Santo, Brasil. 
Iheringia, Série Zool. 91: 41- 48. 
 
SILVA-SOARES, T., F. HEPP, P.N. COSTA, C. LUNA-DIAS, M.R. GOMES, A.M.P.T. 
CARVALHO-E-SILVA AND S.P. CARVALHO-E-SILVA. 2010. Anfíbios anuros da 
RPPN Campo Escoteiro Geraldo Hugo Nunes, Município de Guapimirim, Rio de 
Janeiro, Sudeste do Brasil. Biota Neotropica 10(2): 225-233. 
 
SILVANO, D. L. AND M. V. SEGALLA. 2005. Conservação de anfíbios no Brasil. 
Megadiversidade 1: 79-86. 
 
SILVEIRA, LUÍS FÁBIO .2010. Para que servem os inventários de fauna?. Estud. 
av. [online]. 2010, vol.24, n.68, pp. 173-207. ISSN 0103-4014. 
 
STRANECK, R., E. V. DE OLMEDO, AND G. R. CARRIZO. 1993. Catálogo de 
voces de anfibios argentinos / Catalogue of the voices of argentine 
amphibians. Buenos Aires: Literature of Latin America. 
 
TEIXEIRA, R.L., ZAMPROGNO, C., ALMEIDA, G.I., SCHINEIDER, J.A. 1997. 
Tópicos ecológicos de Phyllodytes luteolus (Amphibia, Hylidae) da restinga de 
Guriri, São Mateus-ES. Revista Brasileira de Biologia 57: 647-654. 
 
TEIXEIRA, R.L., MILI, P.S.M., RÖDDER, D. 2006. Ecology of anurans inhabiting 
bromeliads in a saxicolous habitat of southeastern Brazil. Salamandra 42(2/3): 
155-163. 
 
TEIXEIRA, R.L. & ROEDDER, D. 2007. Diet, foraging strategy and reproduction 
of Scinax argyreornatus (Miranda-Ribeiro, 1926) from a mountainous region of 
the Atlantic rainforest in southeastern Brazil. Herpetozoa 19: 161-173. 
 
TOLEDO, L. F., P. C. A. GARCIA, R. LINGNAU AND C. F. B. HADDAD. 2007. A 
new species of Sphaenorhynchus (Anura; Hylidae) from Brazil. Zootaxa 1658: 
57-68 
 
VALENTE, A.S.M.; GARCIA, P.O. & SALIMENA, F.R.G.; 2006. Zona da Mata 
Mineira: aspectos fitogeográficos e conservacionistas. In: Oliveira, AP.L. de P.; 
(org.) Arqueologia e patrimônio da Zona da Mata mineira: Juiz de Fora. Editar 
Editora Associada Ltda. Juiz de Fora. Pp. 79-92 
	1 INTRODUÇÃO
	2. METODOLOGIA
	3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
	3.1 Armadilhas De Interceptação E Queda “Pitfall Traps”
	3.2 Busca Ativa
	3.3 Procura Visual Limitada por Tempo
	3.4 Registro Auditivo em Transectos
	3.5 Amostragem em Sítios Reprodutivos ou Procura de Anfíbios Anuros em seus Ambientes de Reprodução
	3.6 Coleta por Terceiros
	3.7 Encontros ocasionais
	4 CONSIDERAÇÕES FINAIS
	5 REFERÊNCIAS