1 - Parasitologia

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Parasitologia – Prof.ª Lívia 
Aula 1 – Parasitologia 
 Helmintos 
* Toxocara canis 
- Nematóide de ID, vermes esbranquiçados (não se alimenta de sangue e sim de restos de alimentos digeridos), infecção por ingestão do ovo contendo a L3. Apresentam aproximadamente 10 cm de comprimento. 
 
Obs: o ovo possui uma casca espessa que ajuda a resistir ao ambiente. 
* Parascaris equorum → equinos Ascarídeos de ID 
* Toxocara vitulorum → bovinos - possuem ovos com 3 camadas 
* Ascaris suum → suínos 
* Sinais clínicos da toxocaríase 
- o verme adulto no intestino causa distensão abdominal (por conta da ascite que é decorrente da hipoproteinemia, pode ser hidrotorax e nos bovinos é visto pp na barbela), obstrução quando com muita infestação (tomar cuidado com a dose administrada de vermífugo) e dificulta a absorção de nutrientes. 
- Vermes inteiros são eliminados pelas fezes e por vômitos 
- Morte de filhotes em alguns dias pós-nascimento por conta da transmissão transplacentária e transmámaria 
Obs: Parascaris equorum e Toxocara vitulorum não são transmitidos transplacentário por conta de a placenta ser do tipo epiteliocoreal que não permite a passagem de verme. 
- quando o animal estiver muito infestado faz desverminação com dose menor e repete após 3 dias 
- essa larva faz ciclo de loss, portanto quando o SI do animal está alto, ela fica em hipobióse nas musculaturas. Quando SI cai ela sai e continua o seu ciclo. 
- é uma zoonose: somente o Toxocara canis causa a larva migrans visceral, acontece quando o homem ingere o ovo contendo a L3. É ruim quando a larva se aloja em órgão vitais como no olho. 
ID → corrente sanguínea → migração para órgãos (ciclo errático). 
 * Ancylostoma caninum 
- Nematóide de ID, hematófagos! 
- Ancylostoma braziliense - Tem ovo alongado 
- A. caninum cães e gatos 
- A. Tubaeforme → específico de gatos 
- A. bunostomum → bovino, família trichostrongilideos
- Ciclo de loss, transmitido transmamário e transplacentária
e através do meio ambiente 
* Sinais clínicos da ancilostomíase 
- causa perda de sangue, má absorção e digestão levando a anemia 
- Hemorragia (eles possuem dentes)
- Perda de peso (má absorção de nutrientes)
* Zoonose
Larva migrans cutânea é causada por Ancylostoma braziliense 
* Prevenção 
Educação sanitária, vermifugação dos cães e destinação correta das fezes. 
* Trichuris vulpis 
- Nematóide de IG, parasitam cães e raposas
- Infecções baixas são assintomáticas 
- Conhecido como verme chicote, são hematófagos, causam hematoquesia. 
- Infecção se dá por ingestão do ovo com L1 
- Não faz ciclo de loss, não é transmitido transplacentário e nem transmamário. 
- Ovo bioperculado, tipo bandeja. 
* Dipylidium caninum 
- Cestódeo de ID
- HD: cães, gatos, raposas e humanos 
- HI: pulgas (Ctenoceophalides felis) e piolho (Thichodectes canis) ovos liberados em capsula 
- Proglotes são soltas causando prurido anal 
* Oxyuris equi 
- Nematóide de IG dos equinos, as fêmeas depositam os ovos na porção final do reto com uma gosma que causa prurido intenso. 
-Para diagnóstico é feito exames de O.P.G. e fita gomada. 
* Outros cestódeos 
-Moniezia – Ruminantes 
- Anoplocephala – equino 
- Taenia solium – HI: suíno HD: homem 
- Taenia saginata – HI: bovinos saúde pública 
- Echinococcus – HI: cães pp (não implica na saúde pública 
 HD: pequenos ruminantes e humanos (pulmão e fígado) 
	Cisto hidático: causa hidatidose (se romper o homem pode morrer de choque anafilático) 
Obs: o homem só desenvolve o cisticerco da T. solium 
* Ciclo comum de todos 
OVO → LARVA → VERME ADULTO → TENÍASE 
HD: ingere a larva por consumo de carne crua com a presença da larva 
- Cisticercose: ingestão de ovo em frutas e verduras contaminadas 
 
 Protozoários 
* Giardia duodenalis 
(G. intestinales, G. lamblia, G. entérica): Animais e homem 
- Vários genótipos ou espécies 
- Localização: ID 
- Infecção gastrintestinal, danos nas células epiteliais 
- Atrofia das vilosidades intestinais com redução da absorção
- Os trofozoítos se multiplicam na luz do intestino 
* Sinais clínicos 
- Esfoliação acelerada 
- Decréscimo no tempo de trânsito 
- Síndrome da má absorção (depois que cicatriza a região das vilosidades não retornas, ficando atrofiada) 
- Sinais intermitentes de dor por conta da multiplicação (extracelular na base das vilosidades) 
- Fezes pastosas ou diarreicas, com presença ou não de sangue vai depender da gravidade da intoxicação 
- Êmese
* Transmissão 
- Está ligada com água contaminada e ambiente contaminado 
* Eimeria (coccídeo) 
- ID / G de bovinos, caprinos e suínos
- Acomete animais jovens e animais confinados (por conta do estresse que baixa o sistema imune) 
- Multiplicação intracelular 
- Ambientes confinados ajudam na esporulação do oocisto que se torna mais resistente ao ambiente (UR e T°C) 
- Acomete gado de leite (ambiente propicia a Eimeria), acomete os bezerros e causa diarreia (curso).
 Ectoparasitas 
 Pulgas 
- Ação irritativa, ação inflamatória, exanguinação: ação espoliadora na fase adulta
- Vetores de bioagentes: Yersinia pestis (peste bubônica); Rickettsia mooseri (tifo murino). 
- HI: Dipylidium caninum 
* Ctenocephalides 
* Tunga penetrans
Causa o bicho de pé
 Carrapatos 
- Classificação taxonômica 
	* Família Ixodidae: carrapatos duros (maior interesse veterinário) 
	- Cópula sob o hospedeiro 
	- postura de milhares de ovos no ambiente e morte da fêmea (quenógena) 
	- Estágios ativos: repasto sanguíneo antes da muda e postura 
	- Hábitos nidícolas e de tocaia 
	- afetado: condições climáticas 
	
* Família Argasidae: carrpatos moles (menor interesse veterinário) 
* Importância 
Danos diretos (irritação, espoliação/lesão, tóxica); indiretos (transmissão de bioagentes, custos no controle, lesão no couro); 
* Rhipicephalus microplus 
- Carrapatos do boi
- Hosp. Primário: bovino (equinos, ovinos, caprinos, bubalinos e cervídeos). 
- Ciclo monóxeno 
- Alta especificidade parasitária 
- Importância: Vetor de patógenos, espoliação sangue e lesões ao couro dos animais 
* Rhipicephalus sanguineus 
- Carrapato marrom do cão ou carrapato vermelho do cão 
- Hosp. Primário: cão, gato e canídeos silvestres 
- Ciclo trioxeno 
- Alta especificidade parasitária 
- Vetor de patógenos: Rickettsia conorri, Babesia canis, Ehrlichia canis, Rickettsia rickettsii. 
- Hábitos nidícolas
- Localização: membros anteriores, espaço interdigitais e orelhas 
* Amblyomma sculptum 
- Carrapato estrela, vermelhinho, micuim 
- Hosp. Primário: equinos, capivaras e antas 
-Hábitos de tocaia e ciclo trioxeno 
- Baixa especificidade parasitária
-Picada dolorosa 
- Vetor de bioagentes: Rickettsia rickettsii 
* Dermacentor nitens 
- Carrapato orelha cavalo 
- Hosp. Primários: equídeos (cavalos, mulas e asnos) 
- Localização: pavilhão auricular, divertículo nasala e região perianal 
- Alta infestação: infecções secundárias e miíases 
- Monoxeno 
- Vetor da Babesia caballi 
 Métodos coproparasitológico utilizados para diagnóstico 
Coleta de amostras para exames 
-Coletar pela manhã, ampola retal, não coletar do solo, coletar em saco plástico e identifica-lo visivelmente e corretamente e refrigeradas. 
É importante que a refrigeração seja adequada para evitar a aceleração da eclosão de ovos embrionados. 
Coleta em rebanhos: Ocorrência de parasitose no rebanho: coletar todos os animais (poucos animais), coletar 10%
Exame fecal direto 
- Objetivo: pesquisa de protozoários, ovos e larvas de helmintos 
- Princípio: exame microscópico qualitativo direto 
- Método: - Colocar uma pequena quantidade de fezes em uma lâmina de microscopia 
	 - Colocar uma gota de solução fisiológica nas fezes e misturar com espátula ou bastão 
	 - Cobrir com uma lamínula -> suspensão deve ter espessura fina parapermitir a passagem da luz 
	 -Inspecionar a lâmina em movimentos de ida e volta 
Vantagens: rápido de preparar, permite visualizar trofozoítos de Giardia, indicado para exame de fezes diarreicas, com sangue e muco. 
Desvantagem: não pode ser usado para resultados quantitativos, o método é relativamente insensível e depende do número de ovos da amostra ser alto, a presença de muitos debris pode tornar difícil a observação e identificação os ovos/cistos, areia, sementes e outros debris fecais podem dificultar a deposição adequada da lamínula. 
Concentração por flutuação 
Definição: teste qualitativo -> detecta ovos de nematoides e oocistos de protozoários, útil para ensaios preliminares visando identificar que grupos de parasitas estão presentes em uma amostra. 
Príncipio: flutuação. Solução empregada é elevada densidade e sendo os ovos e oocistos de menor densidade, tendem a subir, aderindo à superfície inferior da lâmina.
Método: colocar uma quantidade de fezes (2-5g) em frasco, quando para pequenos ruminantes 2g e quando grandes ruminantes 4 g. 
-Adicionar a solução de flutuação (10 – 20 ml) em com o auxílio de uma espátula homogeneizar. 
- Após a homogeneização transferir a suspensão de fezes para outro frasco coando o material através de uma peneira, coador ou gaze. 
- transferir a suspensão para um tubo de ensaio e completar o volume com a solução de flutuação. 
- Depositar uma lâmina sobre o menisco do líquido 
-Aguardar cerca de 15 a 30 minuto para ocorrer a flutuação 
- Retirar a lâmina com cuidado e sobre esta depositar uma lamínula (pode-se adicionar lugol) 
- Observar a lâmina ao microscópio 
Líquidos de flutuação 
- Solução saturada de sal (NaCl): Técnica de Willis 
	-gravidade especifica: 1,18 – 1,20 
	- pode distorcer a morfologia (trofozoítos de protozoários) 
	- Identificação Ancylostoma spp., Toxocara sp., cistos de Cytoisospora canis e C. felis 
- Solução saturada de açúcar (sacarose) – solução de Sheater 
	- gravidade específica: 1,20 
	- Não afeta a viabilidade de ovos 
- Método de Faust e cols. (1939)
 Solução de sulfato de zinco (ZnSO4)
	-Gravidade específica: 1,18 
	-Escolha padrão para flutuação fecal (cistos de Giardia e ovos de Trichuris)
	-Necessita etapa de centrifugação 
- Técnica de Willis 
Vantagens: 
-técnica flutua os ovos mais comuns de helmintos e oocistos de coccídios
- soluções empregadas são baratas 
-há poucos debris para dificultar a visão dos parasitas 
-aumenta a sensibilidade diagnóstica 
Desvantagens: 
- a técnica não flutua ovos de trematóides 
- distorce a morfologia de cistos de Giardia 
- Não aplicável em amostras de fezes contendo gordura 
-Método de Faust 
Vantagens: 
- técnica recomendada para a maioria dos exames de fezes 
- flutua a maior parte de ovos de helmintos 
- melhor método para cistos de protozoários, especialmente Giardia e para ovos de Trichuris 
Desvantagens: 
-não flutua ovos de alguns trematóides 
-Não aplicável em amostras de fezes contendo gordura 
- Sedimentação espontânea - Hoffmann
Objetivo: Identificação genérica de ovos e larvas de nematóides e trematóides gastrintestinais
Princípio: teste qualitativo para a detecção de ovos e larvas de helmintos. É uma técnica útil para ensaios preliminares visando identificar que grupos de parasitas estão presentes em uma amostra
Vantagem: recuperar ovos e larvas das fezes, sobretudo ovos pesados de trematóides e de espirurídeos, os quais não sedimentam mesmo quando se emprega a técnica de flutuação em sal
Materiais: 2 a 3 g de fezes, copo de plástico, cálice cônico, peneira ou coador, gaze, bastão de vidro ou palito de sorvete, pipetas pasteur com pêra de borracha e 1 litro de água. 
Contagem de ovos por gramas de fezes 
 
Técnica de Gordon e Whitlock*, modificado: método quantitativo
- Utiliza uma câmara de contagem (McMaster) que permite examinar microscopicamente um volume conhecido de suspensão fecal
- Utiliza-se uma solução de flutuação para que os ovos ou cistos permaneçam aderidos à superfície superior, facilitando a contagem
- Indicado para fezes de animais de produção
-Pesar as fezes
Bovinos, equinos e suínos = 4g 
Ovinos e caprinos = 2g 
- Transferir a amostra para um recipiente 
- Coletar e adicionar a solução de NaCl -> 58 ml de solução NaCl para 2 g de fezes e 56 ml de solução NaCl para 4 g de fezes 
- homogeneizar a suspensão
-filtrar a suspensão 
-coletar amostra 
-colocar na câmara de McMaster 
	-Câmara para contagem de parasitas
-Possui duas células de contagem (altura de 0,15 cm e área de 1,0 cm2)
-Presença de linhas gravadas que delimitam as células de contagem
-Volume total de líquido em cada célula (área x profundidade = volume) é: 1,0 cm2 x 0,15 cm = 0,15 cm3
= 0,15 ml x 2 (duas células) = 0,30ml
- Aguardar o processo de flutuação (2 – 5 min) – a prof disse que só 2 minutos já da 
- examinar ao microscópico: objetivo de 10 x 
- contar o número de ovos dentro de cada retícula quadrada, ignorando os ovos presentes nas áreas externas 
- O valor de ovos contados nas duas células da câmara de McMaster será multiplicado pelo fator 50 ou 100, conforme quantidade de fezes 
Vantagens: não requer nenhum equipamento especializado, permite quantificar o número de parasitas eliminados pelo hospedeiro 
Desvantagens: A contagem pode ser demorada, especialmente se houver grande quantidade de debris, não aplicável em amostras de fezes contendo gordura e a contagem de OPG não é indicativo real do grau de infecção do hospedeiro.