MIP_algodoeiro_2013

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Manejo Integrado de Pragas 
 do Algodoeiro no Brasil 
 
Raul Porfírio de Almeida 
Carlos Alberto Domingues 
Francisco de Sousa Ramalho 
Embrapa Algodão 
 
INTRODUÇÃO 
 
 A cultura do algodão é de grande expressão sócio-econômica para os setores 
primário e secundário do Brasil. Todavia, as pragas constituem-se um dos fatores 
limitantes para sua exploração, caso não sejam tomadas medidas eficientes de 
controle. 
 As medidas com que se procura envolver a utilização simultânea de diferentes 
técnicas de redução populacional objetivando manter os artrópodos em uma condição 
de “não praga”, de forma econômica e harmoniosa com o ambiente referem-se ao 
que é conhecido por “Manejo Integrado de Pragas - MIP”. Na cultura do algodão, o 
MIP constituiu-se, durante muito tempo, em verdadeiro desafio para os 
entomologistas brasileiros em razão do grande volume de inseticidas aplicados nas 
práticas convencionais. Entretanto, foi na década de 1970 que surgiram as primeiras 
pesquisas desenvolvidas na área de manejo de pragas no Brasil, evidenciando-se a 
Embrapa Algodão em Campina Grande, PB como precussora nesta linha de estudo. 
Batista (1990), além da Embrapa Algodão, citou a participação da equipe de 
entomologistas da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias da UNESP, 
Jaboticabal, SP. 
 A situação atual da cotonicultura nacional exige um alto nível de conhecimentos 
pelos cotonicultores, de modo que os seus lucros ou prejuízos, em cada ano agrícola 
dependem principalmente da sua eficiência na luta contra as pragas e preservação do 
meio ambiente. 
 O futuro dos programas de manejo integrado de pragas, frente às oportunidades 
de expansão de estratégias de controle como o biológico, o desenvolvimento de 
algodão transgênico, entre outras alternativas de controle, leva a crer na menor 
dependência do uso de produtos químicos, tornando o agroecossistema algodoeiro 
ecologicamente viável (Frisbie & Adkisson, 1985; Frisbie et al., 1989; King & 
Coleman, 1989; Castro, 1992; King & Phillips, 1993; Luttrell et al., 1994). Por outro 
lado, tem-se observado uma redução no mercado de novos princípios ativos de 
inseticidas sintéticos. De acordo com Berenbaum (1989) durante o período de 1961 a 
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1970, 16 novos princípos ativos foram produzidos e segundo Simmonds et al. 
(1992), nos últimos 10 anos, apenas quatro outros foram sintetizados. 
 No Brasil, os esforços de pesquisadores e extensionistas no desenvolvimento e 
implementação do MIP-Algodão, têm promovido significativas mudanças na 
abordagem da artropodofauna algodoeira, havendo muito a se atingir no século que 
se inicia. Entretanto, informações adicionais, sobre o potencial de reguladores de 
crescimento de insetos, parasitóides, predadores, inseticidas biológicos, práticas 
culturais, controle climático e engenharia genética, são necessárias (Ramalho, 1994). 
 Dentre as pragas que atacam o algodoeiro no Brasil, destacam-se: broca 
(Eutinobothrus brasiliensis), percevejo castanho (Scaptocoris castanea), lagarta rosca 
(Agrotis ipsilon), tripes (Frankliniella spp., Thrips tabaci; Hercothrips spp), pulgões 
(Aphis gossypii e Myzus persicae), moscas branca (Bemisia argentifolii), broca da 
haste (Conotrachelus denieri), curuquerê (Alabama argillacea), besouro amarelo 
(Costalimaita ferruginea), bicudo (Anthonomus grandis), lagarta-das-maçãs (Heliothis 
virescens), lagarta rosada (Pectinophora gossypiella), ácaros (Tetranychus urticae, 
Tetranychus ludeni, Polyphagotarsonemus latus), percevejos (Horcias nobilellus e 
Dysdercus spp.) e mosquito (Gargaphia torresi). Para controlar essas pragas, o 
agricultor geralmente utiliza-se das aplicações de inseticidas químicos de forma 
inadequada, ocasionando danos ao meio ambiente e à saúde do agricultor. No 
entanto, pode-se reduzir o efeito negativo desses inseticidas, através da utilização do 
Manejo Integrado de Pragas (MIP), o qual é constituído de várias estratégias de 
controle. Todavia, para o sucesso no emprego dessas estratégias é necessário que se 
façam amostragens para determinação dos níveis de controle das pragas e de ação 
dos inimigos naturais, visando otimizar a utilização de inseticidas. 
 
ARTRÓPODOS-PRAGA 
 
 No Brasil, estima-se que a entomofauna associada à cultura do algodão inclua 
cerca de 259 espécies de insetos (Silva et al. 1968), das quais 12 são consideradas 
pragas importantes juntamente com 3 espécies de ácaros fitófagos (Gallo et al. 
1988). 
 Levantamentos da artrópodofauna algodoeira indicam que o número de espécies 
encontradas nesta cultura pode variar de poucas centenas a mais de milhares. A 
grande maioria destas espécies é predadora e parasitóide de espécies fitófagas. 
Estima-se que o número de artrópodos-praga varia de 20 a 60, mas danos 
http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Algodao/AlgodaoIrrigado/figurapraga1.htm
http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Algodao/AlgodaoIrrigado/figurapraga4.htm
http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Algodao/AlgodaoIrrigado/figurapraga3.htm
http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Algodao/AlgodaoIrrigado/figurapraga6.htm
http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Algodao/AlgodaoIrrigado/figurapraga7.htm
http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Algodao/AlgodaoIrrigado/figurapraga10.htm
http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Algodao/AlgodaoIrrigado/figurapraga11.htm
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significantivos são causados por 5 a 10 pragas-chave em muitos sistemas produtivos 
(Bachelor & Bradley, 1989). 
 Atualmente, foram relatadas cinco espécies de insetos associados ao 
algodoeiro: a mosca branca que foi observada causando surtos no Paraná e São Paulo 
(Costa et al., 1973) e mais tarde citada por Lourenção & Nagai (1994) e Lourenção 
(1997). A broca da haste relatada por DeGrande (1992) e Santos (1997). O ataque 
de Spodoptera frugiperda em vários Estados do Brasil (PRANCHA I-A) e a ocorrência 
da cochonilha Phenacoccus solenopsis Tinsley (Hemiptera: Pseudococcidae), a qual 
tem se destacado por apresentar alto nível de infestação em alguns municípios dos 
estados da Bahia, Paraíba e Ceará (PRANCHA I-B, C e D). Nas últimas duas safras da 
região oeste do estado da Bahia, têm sido relatados ataques severos de lagartas do 
gênero Helicoverpa spp., nas culturas do milho, soja e algodão. Isto se deve ao fato 
de que o empresário agrícola não maneja adequadamente o sistema, favorecendo a 
ocorrência de outras pragas. De tal maneira que o crescimento populacional de 
lagartas de Helicoverpa spp. e consequentes prejuízos observados a produção de 
milho, soja e algodão tem sido ocasionado por um processo cumulativo de práticas de 
cultivo inadequadas caracterizadas pelo plantio sucessivo e contiguo de poucas 
espécies vegetais que são plantas hospedeiras de diversos lepidópteros-praga, 
especialmente aquelas pertencentes ao gênero Helicoverpa. 
 
BROCA-DA-RAIZ - Eutinobothrus brasiliensis (Hambleton) (Coleoptera: Curculionidae) 
 
 O inseto adulto é um besouro com cerca de 3 a 5 mm de comprimento e 
coloração creme logo após sua emergência, tornando-se, em seguida, de cor preta. 
Tem o hábito de perfurar o caule na altura do coleto alimentando-se de folhas antes 
do acasalamento. Faz a postura à noite, no colo da planta, rente ao solo. Os ovos 
apresentam coloração variável entre o creme-esbranquiçado ao amarelo, formato 
oval, arredondado nas extremidades e variável no tamanho, apresentando diâmetro 
de 0,45mm; as larvas apresentam coloração variável entre o branco, amarelo e até o 
pardo, medindo aproximadamente 7mm de comprimento (PRANCHA I – E). 
 O ciclo biológico da broca é de 83 dias (ovo: 11 dias à 21oC; larva: 58 dias à 
23oC; pupa: 15 dias à 22oC). A longevidade varia de 100 a 200 dias, 
respectivamente, para fêmeas e machos. O período de pré-oviposição varia entre 6 a 
7 dias à 25oC. Cada fêmea oviposita em média 1 ovo/dia, com produçãomédia de 
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160 ovos/fêmea. A razão sexual é de 0,51 (Hambleton, 1937). Podem ocorrer até 
quatro gerações anuais. 
 As plantas atacadas murcham, ficando as folhas avermelhadas e pendentes 
(PRANCHA I–F); quando arrancadas mostram as raízes deformadas com nós ou 
calosidades e partes mortas, podendo se encontrar no seu interior, a broca 
(PRANCHA II-A), cujas larvas abrem galerias entre a casca e o lenho em todas as 
direções, às vezes circundando completamente a planta, provocando murcha e morte. 
Quando não há morte ocorre hipertrofia, necrose dos tecidos e um enfraquecimento 
geral da planta. Ataques severos são notados em solos úmidos, observando-se morte 
de plantas jovens com 20 a 25 cm de altura. 
 O período crítico compreende desde a germinação até o aparecimento da 
primeira flor; o tratamento preventivo de sementes, em áreas de reconhecida 
ocorrência deve ser empregado, principalmente por não se ter estabelecido o nível de 
controle para esta praga; cujo ataque só é detectado, após o dano ter sido realizado. 
 
PERCEVEJO CASTANHO - Scaptocoris castanea Perty, 1839 (Heteroptera, Cydnidae) 
 
 O inseto adulto mede cerca de 8 mm de comprimento, de coloração castanho 
claro. Apresenta as pernas anteriores fossoriais e tíbias medianas com área dorsal 
achatada e glabra. Os ovos são colocados isoladamente no solo próximo as raízes das 
plantas e apresentam coloração branca e formato oval; as ninfas apresentam 
coloração branca. 
 Atacam as raízes das plantas, sugam a seiva, provocando amarelecimento 
seguido de secamento. 
 
LAGARTA ROSCA - Agrotis ipsilon (Hufnagel, 1767) (Lepidoptera, Noctuidae) 
 
 O inseto adulto é uma mariposa de aproximadamente 20 mm de comprimento e 
30-35 mm de envergadura, que apresenta as asas anteriores escuras, de coloração 
cinza ou marrom mosqueado, enquanto as posteriores são claras e semi-
transparentes. As lagartas apresentam coloração variável entre o cinza até o marrom 
e, quando completamente desenvolvidas, podem atingir 50 mm de comprimento 
(PRANCHA II-B). São facilmente reconhecidas por apresentarem o hábito de se 
enroscarem quando tocadas. A oviposição geralmente é efetuada nas folhas ou no 
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caule, mas pode ser feita em fendas do solo, separadamente ou em pequenos grupos; 
uma fêmea coloca em média 1.000 ovos. 
 O ciclo biológico da lagarta rosca varia de 34 a 64 dias (ovo: 4; larva: 20-40 e 
pupa: 10-20). Uma fêmea pode colocar até 1.260 ovos; período de pré-oviposição: 
três dias (Zucchi et al., 1993). 
 Os danos são provocados pelas larvas do inseto nas plantas jovens; podem 
alimentar-se do caule, das folhas e das raízes; o dano mais significativo ocorre no 
caule, na região acima do colo, chegando a seccioná-lo, ocasionando, em alguns 
casos, diminuição do número de plantas por hectare. 
 O período crítico compreende desde a emergência das plântulas até o 
aparecimento do primeiro botão floral. 
 
TRIPES - Thrips spp., Frankliniella spp., Thrips tabaci (Lindeman); Hercothrips spp. 
(Thysanoptera: Thripidae) 
 
 Os adultos são pequenos insetos com cerca de 1-2 mm de comprimento, de 
coloração geralmente preta e asas franjadas; as fêmeas são maiores e em maior 
número que os machos; a coloração das formas imaturas em geral é branca ou 
levemente amarelada, sendo as espécies dificilmente diferenciadas uma das outras. 
 De acordo com Nakano et al. (1981), o ciclo biológico do tripes é de 14 dias 
(ovo: 5 dias; ninfa: 5 dias e pupa: 4 dias). A longevidade dos adultos varia de 14 a 
21 dias; número de ovos/fêmea: 20 a 100 e número médio de ovos/fêmea/dia: 14. 
 Atacam as plantas jovens, provocando o encarquilhamento e espessamento das 
folhas do ponteiro, acompanhado de enfezamento da planta. 
 O período crítico compreende desde a emergência das plântulas até os primeiros 
20 dias após a germinação e o controle deve ser realizado quando forem detectados 
70% de plantas com sintomas de ataque do tripes no ponteiro. 
 
PULGÕES - Aphis gossypii Glover; Myzus persicae (Sulzer) (Hemiptera: Aphididae) 
 
 Os adultos e as ninfas (PRANCHA II–C) são pequenos insetos providos ou não 
de asas, com cerca de 1-3 mm de comprimento, formato de pera e coloração variável 
do amarelo claro ao verde-escuro. 
 O período ninfal varia entre 5 a 6 dias, durante o qual são verificados quatro 
ínstares. Os períodos reprodutivo e pós-reprodutivo variam, respectivamente, de 15 a 
 6 
23 dias e 3 a 4 dias (Khalifa & Sharaf El-Din, 1964; Passlow & Roubicek, 1967; 
Vendramin & Nakano, 1981). A reprodução ocorre por partenogênese telítoca 
(Bergamin, 1954; Campos, 1960; Vendramin & Nakano, 1981), em que cada fêmea 
dar origem de 2 a 4 ninfas/dia, com uma média de 46 a 48 ninfas/fêmea (Hassanein 
et al., 1971; Vendramin & Nakano, 1981). 
 Os danos caracterizam-se pelo encarquilhamento ou encrespamento das folhas 
(PRANCHA II-D) que ficam com os bordos voltados para baixo; a face superior das 
folhas adquire aspecto brilhante, devido à deposição de substâncias açucaradas 
excretadas pelo inseto. Essa substância açucarada é vulgarmente denominada 
“mela”; no período de abertura dos capulhos os danos implicam na redução da 
qualidade da fibra. Alta temperatura e tempo nublado favorecem o aparecimento do 
pulgão do algodoeiro. Os pulgões são ainda importantes vetores das fitoviroses 
conhecidas como Vermelhão e o Mosaico das Nervuras forma Ribeirão Bonito. Em 
regiões de reconhecida ocorrência, sugere-se evitar o plantio de cultivares 
suscetíveis. 
 O período crítico compreende desde a emergência das plântulas até o 
aparecimento dos primeiros capulhos. O controle dessa praga deve ser realizado, ao 
se detectar, a presença de colônia de pulgões ( 5 insetos) no ponteiro, em pelo 
menos 70% das plantas amostradas. 
 
MOSCAS BRANCA - Bemisia argentifolii Bellows & Perring, Bemisia tabaci 
(Gennadius, 1889) (Homoptera, Aleyrodidae) 
 
 Os adultos são insetos com cerca de 1,5 mm de comprimento, de olhos 
vermelhos e antenas longas em relação ao tamanho da cabeça com dois pares de 
asas membranosas brancas; os ovos de formato elíptico medem cerca de 0,2 mm de 
comprimento e são de coloração branca, tornando-se marrom quando próximos a 
eclosão; as ninfas de primeiro ínstar locomovem-se vagarosamente, enquanto as de 
segundo e terceiro ínstares são imóveis como as pupas e podem ser erroneamente 
confundidas com algumas espécies de cochonilhas (PRANCHA II-E). 
 A duração média do ciclo biológico da Bemisia tabaci à 25oC é de 28 dias 
(Albergaria & Cividanes, 2002) . A longevidade de machos e fêmeas é de dois e oito 
dias, respectivamente. Número de gerações por ano: 11 a 15; capacidade 
reprodutiva: 100 a 300 ovos/ciclo (Brow & Bird, 1992). 
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 Os danos iniciais caracterizam-se pelo aparecimento de pequenas pontuações 
brancas e amareladas na face inferior das folhas devido a sucção da seiva pelas 
ninfas e adultos do inseto (PRANCHA II-F); na face superior das folhas surgem 
manchas cloróticas, que posteriormente, adquirem aspecto brilhante, devido à 
deposição de substâncias açucaradas excretadas pelo inseto; ataques severos 
provocam o definhamento das plantas e intensa formação do “mela”, seguida pela 
queda das folhas, dos botões e dos frutos. A ocorrência do “mela” coincidentemente 
com o período de abertura dos capulhos implicam na redução da qualidade da fibra. 
Serrano et al. (1993) relataram que os principais danos são provocados pela queda 
precoce das folhas e o manchamento das fibras, porém as maiores perdas são 
atribuídas a transmissão de vírus, podendo atingir até 100%. Segundo Passos 
(1977), o vírus do Mosaico Comum; causa redução no crescimento da planta, 
podendo ocorrer esterilidade parcial ou total. 
 
BROCA DA HASTE - Conotrachelus denieri (Coleoptera, Curculionidae) 
 
 Os adultos são pequenos besouros medindo cerca 0,5 mm de comprimento, 
coloração marrom avermelhada, apresentando manchas esbranquiçadas nos élitros.De acordo com Santos (1997), os ovos são colocados nos ponteiros das plantas 
e, após a eclosão, as larvas penetram na parte terminal do caule, produzindo galerias 
no sentido descendente. Em plântulas, o ataque poderá provocar a morte das 
mesmas. Quando o ataque ocorre a partir de 15 dias de idade das plantas, o 
crescimento é paralisado, os entrenós ficam curtos e ocorre superbrotamento. As 
maçãs também são atacadas por esse inseto principalmente aquelas localizadas na 
metade inferior das plantas. As larvas penetram nas maçãs pela base, destruindo as 
fibras e deixando intactas as sementes. 
 O período crítico não se encontra definido, entretanto, possivelmente, 
compreende desde a germinação até o aparecimento do primeiro capulho; em áreas 
onde já é conhecida sua ocorrência, sugere-se o controle preventivo através de 
tratamento de sementes. 
 
CURUQUERÊ - Alabama argillacea (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) 
 
 Os adultos são mariposas com cerca de 30 mm de envergadura, apresentando 
coloração marrom avermelhada, com duas manchas reniformes nas asas anteriores; 
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os ovos são de coloração azul-esverdeada, circulares e achatados, com 0,6 mm de 
diâmetro (PRANCHA III-A); as lagartas podem atingir 40 mm de comprimento e 
apresentam coloração variando do verde-amarelado ao verde-escuro ou quase preto, 
com duas listras longitudinais e cabeça de cor amarela com pontuações pretas 
(PRANCHA III-B); são facilmente reconhecidas por apresentarem o hábito de saltarem 
quando tocadas e se locomovem como “mede palmo”. As pupas têm formato 
reniforme, afiladas na parte posterior e de cor castanho-escuro. 
A duração média do ciclo biológico do curuquerê à 25oC é de 18 dias. O 
período de incubação é de 2 e 3 dias, respectivamente, à 25 e 30oC; O período larval 
varia de 18, 14, 8, e 9 dias, respectivamente, à 20, 25, 30 e 35oC; o período pré-
pupal à 20 oC é de 2 dias e o pupal varia de 18, 9, 6 e 6 dias, respectivamente, à 
20, 25, 30 e 35oC. A longevidade dos adultos é de 3 e 21 dias, respectivamente, à 
35 e 20oC, enquanto o número médio de ovos/fêmea é de 327 e 179, 
respectivamente, à 25 e 30oC. Podem ocorrer 2 a 7 gerações/ciclo do algodoeiro 
(Kasten Júnior & Parra, 1984; Parra et al., 1984). 
 Os danos são observados inicialmente nas folhas novas do ponteiro que se 
apresentam raspadas e, em seguida, as folhas medianas da planta, apresentam-se 
com perfurações irregulares (PRANCHA III-C); posteriormente, ocorre a desfolha 
generalizada, deixando a planta sem folhas. A sua ocorrência está associda a 
períodos de estiagem após precipitações pluviais. 
 O período crítico compreende desde a germinação das plântulas até o 
aparecimento do primeiro capulho; o nível de controle (NC) estabelecido é de 22 ou 
53% de plantas amostradas com a presença de lagartas maiores e menores que 15 
mm, respectivamente. 
 
BESOURO AMARELO - Costalimaita ferruginea vulgata (Lefreve) (Coleoptera, 
Chrysomelidae). 
 
 Os adultos são besouros com cerca de 5 mm de comprimento, de coloração 
pardo-amarelada brilhante . É um inseto polífago e bastante ágil nesta fase; as larvas 
vivem no solo. 
 Atacam preferencialmente as folhas jovens; o dano característico é o 
rendilhamento decorrente de diversas perfurações no limbo foliar (PRANCHA III-D); 
ataques severos podem afetar o desenvolvimento das plantas. 
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 Os maiores danos são observados no período compreendido entre a emergência 
das plantas e o aparecimento das primeiras maçãs. 
 
ÁCARO RAJADO - Tetranychus urticae (Koch) (Acari: Tetranychidae) 
 
 São artrópodos minúsculos cujas formas ativas de desenvolvimento são de 
coloração esverdeada, apresentando duas manchas mais escuras no dorso, uma de 
cada lado; as fêmeas medem cerca de 0,5 mm de comprimento e possuem corpo 
ovalado; os machos são menores e têm as pernas mais longas em relação ao corpo 
que as fêmeas; formam colônias que recobrem com grande quantidade de teias, nas 
quais são colocados os ovos, que são esféricos e esbranquiçados. 
 O ciclo biológico do ácaro rajado à 24 a 26oC, 52 a 62% U.R. e fotofase de 14 
horas, em três cultivares de algodão apresenta duração média variando de 10 a 11 
dias (ovo: 5 dias; larva: 1 dia; larva quiescente: 1 dia; protoninfa: 1 dia; protoninfa 
quiescente: 1 dia; deutoninfa: 1 dia; deutoninfa quiescente: 1 dia); período de pré-
oviposição: 1 dia; oviposição: 16 dias; número de ovos/fêmea/dia: 5; número de 
ovos/fêmea: 80; longevidade: 5 dias; razão sexual: 2:1 (Silva & Parra,1983) 
 Os danos caracterizam-se inicialmente pelo aparecimento de pequenas manchas 
avermelhadas entre as nervuras, as quais coalescem tomando toda a folha que, 
posteriormente, cai. 
 O período crítico compreende desde o aparecimento dos botões florais até o 
primeiro capulho; níveis populacionais a partir de 40% (NC) de plantas com colônia, 
determinam o início do controle. 
 
ÁCARO VERMELHO - Tetranychus ludeni (Zacher) (Acari: Tetranychidae) 
 
 São artrópodos minúsculos cujas formas ativas apresentam coloração vermelha 
intensa (PRANCHA III-E). As fêmeas medem cerca de 0,43 mm de comprimento e 
têm corpo ovalado, sendo os machos menores, de forma afilada e com as pernas 
mais longas em relação ao corpo que as fêmeas; localizam-se na parte inferior das 
folhas, onde formam colônias que recobrem com grande quantidade de teias, nas 
quais são colocados os ovos, arredondados e de coloração vermelha. Para 
caracterização do dano (PRANCHA III-F) ver ácaro rajado. Este arachinídeo tem sido 
favorecido por temperaturas elevadas e estiagem. 
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 O ciclo biológico do ácaro vermelho é de 13 dias (ovo: 4 dias; larva: 3 dias; 
protoninfal: 3 dias; deutoninfal: 3 dias); período de oviposição: 16 dias; número de 
ovos/fêmea/dia: 5 a 6; número de ovos/fêmea: 50 a 60; longevidade: 10 a 17 dias 
(Nakano et al., 1981). 
 Para caracterização do dano, período crítico e nível de controle, ver ácaro 
rajado. 
 
ÁCARO BRANCO - Polyphagotarsonemus latus (Banks) (Acari: Tarsonemidae) 
 
 São artrópodos de coloração branca-brilhante, praticamente imperceptíveis a 
olho nu. As fêmeas apresentam coloração de branco a amarelo-brilhante e medem 
pouco menos de 0,2 mm de comprimento, enquanto os machos são de cor branca-
hialina brilhante e menores que as fêmeas; têm preferência pelas folhas do ponteiro, 
onde fazem postura; entretanto, não fazem teia, como os tetranichídeos; os ovos 
medem cerca de 0,1 mm de diâmetro e são de coloração pérola com formato oval e 
morulado. 
 O ciclo biológico do ácaro branco à 27oC varia de 5 a 7 dias (ovo: 1 a 3 dias; 
larva: 2 dias; pupa: 2 dias) (Flechtmann, 1983). Cada fêmea põe em média cerca de 
4 a 7 ovos/dia (Guérout, 1969). 
 Os danos são observados nas folhas do ponteiro que apresentam a face inferior 
brilhante e margens voltadas para cima; com o decorrer do tempo ficam espessas e 
coriáceas, tornando-se quebradiças; plantas com ataque intenso ficam com caules 
deformados, em forma de “S”, devido ao atraso do seu desenvolvimento. 
 O período crítico compreende desde a formação das maçãs ao aparecimento 
dos capulhos. Para o nível de controle, ver ácaro rajado. 
 
MOSQUITO - Gargaphia torresi Lima (Heteroptera: Tingidae). 
 
 São pequenos percevejos com aproximadamente 5-6 mm de comprimento, 
caracterizados por apresentarem as asas rendadas; são vulgarmente denominados de 
mosquitos; os adultos e as ninfas apresentam aspecto reticulado na face dorsal do 
corpo e nas expansões do tórax, facilitando sua identificação (PRANCHA IV-A). 
 Os danos são observados nas folhas do baixeiro que apresentam manchas 
prateadas na face superior e descoloração na face oposta, com pequenas 
pontuações pretas (PRANCHA IV-B). As plantas podem se apresentar com 
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enfezamento ou nanismo. Tempo quente e seco e estiagens prolongadas propiciam a 
ocorrência dessa praga. 
 O período crítico é provável que compreenda desde a emergência das plântulas 
atéo surgimento dos botões florais; o nível de controle estabelecido é de 53% das 
plantas com colônia na face inferior das folhas. 
 
LAGARTA ROSADA - Pectinophora gossypiella (Saunders) (Lepidóptera: Gelechiidae) 
 
 Os adultos são mariposas com 18 a 20 mm de envergadura e apresentam as 
asas anteriores de coloração pardacenta com manchas escuras, formando desenhos 
variados; as asas posteriores são cinza-clara brilhantes com franjas nas bordas; o ovo 
é branco-esverdeado e as larvas branco-leitoso, quando pequenas, e rosadas com o 
crescimento (Prancha IV-C), chegando a atingirem 12 mm de comprimento. 
 A duração média do ciclo biológico da lagarta rosada varia de 21 a 45 dias 
(Ahamad, 1976; Zucchi et al., 1993); períodos de incubação (USDA, 1965; Ahamad, 
1976; Zucchi et al., 1993), larval e pupal (Noble, 1969; Ahamad, 1976, Zucchi et 
al., 1993) variam, respectivamente, de 3 a 12, 10 a 30 e 6 a 20 dias. A longevidade 
(Zucchi et al., 1993) varia de 7 a 15 dias; período de pré-oviposição de 3 a 4 dias 
(USDA, 1965); número médio de ovos/fêmea/dia varia de 13 a 49; produção média 
de 200 ovos por fêmea. Podem ocorrer 4 a 6 gerações/ciclo do algodoeiro (Ahmad, 
1976; Zucchi, 1993). 
 Os danos são caracterizados pela imbricação das flores formando uma roseta; 
as maçãs apresentam a parede do carpelo com galerias, minas ou verrugas e as 
fibras, de uma ou mais lojas, ficam manchadas ou destruídas; sementes parciais ou 
totalmente destruídas; as maçãs apresentam orifícios de saída contruídos pela 
largarta (PRANCHA IV-D) e os capulhos amadurecem prematuramente, chegando 
muitas vezes a não abrirem. Veranicos durante anos de baixa precipitação favorecem 
a ocorrência da lagarta rosada. 
 O período crítico compreende desde o surgimento da primeira maçã firme até o 
aparecimento do primeiro capulho; o controle deve ser iniciado quando se registrar 
11% de maçãs com sinal de ataque. 
 
LAGARTA-DAS-MAÇÃS - Heliothis virescens (Fabricius) (Lepidoptera: Noctuidae) 
 
 12 
 Os adultos são mariposas que apresentam coloração verde-pálida com três 
listras castanhas e oblíquas na asa anterior (PRANCHA IV-E); os ovos são de cor 
branco-brilhante, semi-esféricos e estriados longitudinalmente; as larvas são 
esverdeadas e algumas vezes avermelhadas, com listras longitudinais e pontuações 
no dorso, apresentando cerca de 25 a 30 mm de comprimento. 
 A duração média do ciclo biológico da lagarta-das-maçãs alimentada com dieta 
artificial à 24oC é de 33 dias (ovo: 3 dias; lagarta: 15 dias; pré-pupal: 4 dias; pupal: 
11 dias). Período de pré-oviposição: 4 dias; longevidade do adulto: 10 dias (Moreti & 
Parra, 1983); produção de ovos/fêmea: 600 (Zucchi et al., 1993). 
 Os primeiros danos são observados nas folhas do ponteiro, caracterizados por 
perfurações irregulares na superfície foliar, tanto na parte interna como nos bordos do 
limbo; perfurações circulares são verificadas nos botões e maçãs com penetração 
total ou parcial das lagartas; são observados, paralelamente ao ataque, excrementos 
(fezes) em grande quantidade entre as brácteas e na superfície dos órgãos atacados. 
Sua ocorrência é favorecida com o aparecimento da lua nova e precipitações pluviais 
regulares. 
 O período crítico compreende desde o surgimento dos botões florais até o 
aparecimento do primeiro capulho; 13% de plantas com lagartas determinam o início 
do controle. 
 
BICUDO - Anthonomus grandis Boheman (Coleoptera: Curculionidae) 
 
 Os adultos são pequenos besouros com cerca de 4 a 9 mm de comprimento e 7 
mm de envergadura, caracterizados por apresentarem coloração acinzentada ou 
castanha, com aparelho bucal mastigador em forma de tromba (Prancha IV-F). 
 A fêmea de A. grandis deposita a maioria dos seus ovos dentro dos botões 
florais de tamanho médio (com diâmetro > 3 mm e < 6 mm) (PRANCHA V-A), 
desde o aparecimento dos primeiros botões florais na planta até o final do ciclo da 
cultura (Ramalho & Jesus, 1988). Os botões florais são as estruturas preferidas para 
alimentação (PRANCHA V-B) e oviposição pelo bicudo; embora no final do ciclo da 
cultura, as fêmeas depositam os ovos tanto em botões florais como em maçãs 
jovens. A fêmea de A. grandis deposita o ovo dentro do botão floral, entre as anteras 
imaturas ou da maçã, na parede carpelar, sendo um ovo por botão floral, exceto 
quando a densidade populacional da praga é alta. O orifício de oviposição é fechado 
por uma mistura de substância micótica e resíduos provenientes do botão floral; em 
 13 
seguida, a planta reage fisiologicamente, produzindo uma protuberância ou calo, 
conhecido por orifício de oviposição (PRANCHA IV-C) que cicatriza de imediato, 
fechando-o. Ela põe 10 a 12 ovos por dia, produzindo cerca de 150 ovos durante a 
sua vida. Dois a três dias após a oviposição, a larva (PRANCHA IV-D) eclode e 
começa a se alimentar das anteras e de outros tecidos. A duração dos primeiro, 
segundo e terceiro ínstares nos botões florais é de um, dois e três a quatro dias, 
respectivamente (Alvarez, 1990). À medida que a larva se alimenta e cresce, ela 
constrói um local (cela pupal) para se empupar, dentro do botão floral. Isto ocorre até 
que o alimento se torne escasso ou os tecidos vegetais se tenham tornados 
inadequados, como alimento para a larva; a partir daí, o interior do botão floral tem 
sido, em geral, quase inteiramente consumido, e então, a mistura de excrementos 
fecais produzidos e os resíduos provenientes do botão floral são espalhados nas 
paredes da cavidade, sob a forma de uma camada fina e compacta. Esta camada fina 
é compactada através de um trabalho intenso de giro, executado pela larva quando 
se aproxima o final do seu último ínstar, isto é, terceiro ínstar. Nesta cela, a pupa 
(PRANCHA V-E) permanece pelo período de quatro a cinco dias e se transforma em 
adulto e, com dois a três dias de idade, escapa ou emerge do botão floral, através de 
um orifício de diâmetro igual ao seu corpo, feito com suas mandíbulas. No Brasil, os 
adultos são ativos das 6:00 às 18:00, sendo o período de maior atividade das 9:00 
às 12:00 horas. 
 Vinte e quatro horas após os botões florais serem danificados por orifícios de 
oviposição e/ou alimentação, apresentam-se com as brácteas abertas e amareladas. 
Para as cultivares brasileiras, os botões florais danificados pelo bicudo podem 
permanecer fixados a planta por um período de cinco a nove dias, quando então, 
caem no solo (PRANCHA V-F). O sintoma do dano causado por orifício de oviposição 
em botão floral de idade avançada é o surgimento da “flor sorvete”, isto é, as pétalas 
e cépalas não se abrem, ficando as extremidades terminais entrelaçadas e abalãozada 
(PRANCHA VI-A), formando uma estrutura semelhante a uma bola de sorvete. As 
maçãs pequenas quando danificadas por orifício de oviposição caem no solo; 
enquanto que as firmes, mesmo danificadas permanecem na planta. Dependendo do 
número de lóculos danificados, as maçãs poderão abrir um ou mais lóculos ou mesmo 
nenhum (PRANCHA VI-B). A redução na produtividade de algodão herbáceo em rama 
na Paraíba e Pernambuco causado pelo bicudo varia de 54 a 87%. 
 Elevadas umidade do solo e temperatura ambiente em torno de 27oC, favorecem 
a multiplicação do bicudo. 
 14 
 O período crítico compreende desde o aparecimento dos primeiros botões florais 
até o surgimento dos primeiros capulhos; o nível de controle estabelecido para o 
bicudo do algodoeiro é de 10% de botões amostrados com orifícios de oviposição 
e/ou alimentação (Ramalho et al., 1990). 
 
PERCEVEJO RAJADO - Horcias nobilellus (Bergman) (Heteroptera: Miridae) 
 
 Pequenos percevejos com asas de coloração avermelhada, com manchas 
brancas ou amarelas; a porção anterior da cabeça e do ventre apresenta-se amarela e 
o dorso com desenho em forma de “V”. 
 Estudos realizados por Sauer (1942) à 25oC, demonstraram que a duração 
média do ciclo biológico do percevejo é de 28 dias (ovo: 12 diase ninfa: 16 dias, 
durante o qual são verificados 5 ínstares); longevidade varia de 16 a 30 dias; período 
de oviposição de 19 dias; número médio de ovos/fêmea/dia é 4 e a produção média 
de ovos/fêmea é 71. 
 Os danos são caracterizados pela abscisão das estruturas reprodutivas, 
apresentando as maçãs deformadas, as quais são denominadas “bico de papagaio”. 
 O período crítico se inicia no florescimento e vai até o período de frutificação; o 
nível de controle é de 20% de plantas atacadas. 
 
PERCEVEJO MANCHADOR - Dysdercus spp. (Heteroptera: Pyrrhocoridae) 
 
 Os adultos apresentam apêndices e cabeça de coloração escura, medem cerca 
de 15 mm de comprimento, possuem no tórax três listras brancas situadas nas bases 
das pernas e apresentam asas de coloração que varia do castanho-claro ao escuro. 
 O ciclo biológico ocorre ao redor de 45 dias (ovo: 10 dias e ninfa: 23 a 35 
dias); pré-oviposição de 5 a 12 dias. A cópula dura em média 3 dias, ficando o casal 
em posição oposta durante o ato. Cada fêmea deposita em média 400 ovos (Zucchi 
et al.,1993). 
 Os danos são caracterizados pela queda e má formação das maçãs (bico de 
papagaio) principalmente quando atacados ainda jovens e bem como frutos com 
aberturas defeituosas e os capulhos com manchas nas fibras. Para o período crítico 
ver percevejo rajado. 
 
 
 
 15 
AMOSTRAGEM DE PRAGAS 
 
 O estabelecimento da necessidade de controle é a primeira condição para se 
iniciar o controle de uma determinada praga em uma cultura (Chiarappa, 1971; Stern, 
1973), principalmente se considerar a grande habilidade do algodão em tolerar ou 
compensar os danos provocados pelos artrópodos. Na literatura existem vários 
trabalhos que demonstram a tolerância do algodoeiro a reduções foliares em 
diferentes estágios fenológicos (Garcia et al.,1977; Falcon & Smith, 1973; Silva et 
al., 1980), remoção (Beltrão et al., 1990; Beltrão et al., 1992) e abscisão de 
estruturas frutíferas (Falcon & Smith, 1973; Santos & Marur, 1980). Assim, os danos 
causados pelas pragas na agricultura devem ser avaliados cuidadosamente em cada 
caso particular, uma vez que as diferenças nas práticas agrícolas e nas condições 
ambientais influenciam marcadamente a ação dos artrópodos e a reação das plantas a 
essas pragas (Matthews, 1984). Este fato é importantíssimo no manejo de pragas, 
pois assim se pode tolerar um número de artrópodos que servirá de alimento para 
outros benéficos, sem o comprometimento da produção (Bleicher, 1990). 
 Desta forma, tomadas de decisão que visem aumentar e preservar as 
populações de inimigos naturais dentro do agroecossistema algodoeiro, são ações 
promissoras, técnica e ecologicamente viáveis e poderão resultar em grande 
economia para os cotonicultores, em melhoria na qualidade do meio ambiente e na 
redução dos problemas de saúde pública decorrentes do uso indiscriminado de 
produtos químicos. Portanto, é necessário que o cotonicultor esteja apto em 
reconhecer as pragas e seus inimigos naturais que venham a ocorrer durante o ciclo 
da cultura, realizando amostragens periódicas na lavoura, para uma tomada de 
decisão inteligente que seja econômica, social e ecologicamente indicada para as 
condições de sua empresa (Silva et al., 1997). Para que a amostragem atinja a 
eficiência esperada, faz-se necessário que sejam observados aspectos importantes, 
tais como o que, onde, como e quando amostrar, de modo que, a avaliação seja 
capaz de expressar, de forma mais aproximada, a real densidade populacional da 
praga na cultura. 
 Ao se levar em consideração o que amostrar, é definido se a amostragem será 
realizada pela avaliação populacional da praga considerada ou em função dos seus 
danos (diretos e indiretos). A localização da amostragem (onde amostrar), é definida 
em função do habitat do inseto em relação à região da planta preferencial para o seu 
desenvolvimento. Essas medidas podem ser exemplificadas, respectivamente, pla 
 16 
avaliação do curuquerê do algodoeiro, o qual é avaliado, segundo Bleicher et al. 
(1982), em cada planta, na terceira folha, contada a partir do ápice para a base; e do 
bicudo que é amostrado verificando-se um botão floral de tamanho médio (Ramalho 
et al., 1990), tomado aleatoriamente, na metade superior da planta, a fim de verificar 
a presença ou não de orifícios de oviposição e/ou alimentação. 
 Como amostrar envolve três aspectos básicos da amostragem: o tamanho da 
amostra, que se refere ao número de amostras/área; o tipo do caminhamento, que diz 
respeito à forma de deslocamento na área a ser amostrada e o uso de ficha de 
amostragem. No caso do algodoeiro, as amostragens deverão ser feitas tomando-se 
aleatoriamente 100 plantas em talhões com até 100 ha, em área homogênea, através 
do caminhamento em ziguezague (Figura 1). A ficha de amostragem (Figura 2) deverá 
ser preenchida, anotando-se sobre o número correspondente a planta examinada e 
somente quando necessário, na célula pertencente à coluna da praga ou dos inimigos 
naturais. 
 Em relação a quando amostrar, os dois principais aspectos a serem levados em 
consideração são o período crítico e a freqüência de amostragem. O primeiro é 
definido para cada praga e a fase do desenvolvimento da cultura que é suscetível ao 
seu ataque. No caso do pulgão do algodoeiro, essa fase se extende da germinação ao 
aparecimento do primeiro capulho. A frequência determina o intervalo de cada 
avaliação da praga, devendo ser realizada a cada cinco dias. 
 
 
 Figura 1. Caminhamento para amostragens de pragas do algodoeiro. 
1 
2 
3 
4 
25 
 50 
75 
85 
100 
 
95 
 
 Início da amostragem 
 Fim da amostragem 
 17 
 
 
 
 
 
 
 
No da planta 
Amostrada 
 
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01 
02 
03 
04 
05 
06 
07 
08 
09 
10 
11 
12 
13 
14 
15 
16 
17 
18 
19 
20 
21 
22 
23 
24 
25 
26 
27 
28 
29 
30 
31 
32 
33 
34 
35 
36 
37 
38 
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47 
48 
49 
50 
51 
52 
53 
54 
55 
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57 
58 
59 
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64 
65 
66 
67 
68 
69 
70 
71 
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87 
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89 
90 
91 
92 
93 
94 
95 
96 
97 
98 
99 
100 
 *Predadores: joaninhas, sirfídeos, lixeiro e aranhas. 
 *Parasitóides: pulgão mumificado por L. testaceipe 
 
Figura 2. Ficha para amostragem de 
 pragas do algodoeiro e seus 
 inimigos naturais. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MIP 
 
Algodão 
 
 18 
ESTRATÉGIAS DE CONTROLE 
 
 As principais estratégias de controle de pragas de algodãono Brasil incluem: a) 
manipulação de cultivares; b) controle biológico por parasitóides, predadores e 
patógenos; c) controle cultural; d) controle climático e e) controle químico atravésde 
inseticidas e acaricidas seletivos (Ramalho, 1994). A manipulação de cultivar será 
incluída dentro do controle cultural, por razões didáticas. 
 
MANIPULAÇÃO DE CULTIVAR E PLANTIO 
 
 A utilização de cultivares de ciclo curto tem sido sugerida por diversos 
pesquisadores na tentativa de se reduzir o tempo de exposição das plantas a 
colonização e a infestação, principalmente de pragas como a broca, bicudo, lagarta-
das-maçãs e lagarta rosada, cujas fases imaturas do ciclo biológico ocorrem 
internamente na planta e cada qual sincronizado com determinado tipo de estrutura. 
No Brasil, esta prática evidenciou-se quando o bicudo foi introduzido na região 
Nordeste (EMBRAPA, 1985; Ramalho, 1994). 
 Desta forma, sugere-se a utilização de cultivares produtivas de algodão de ciclo 
curto (Ramalho & Gonzaga, 1990c; Ramalho et al., 1990) e uniformidade da época 
de plantio (Bleicher & Jesus, 1983; Bleicher et al., 1979; Cruz & Passos, 1985; 
Ramalho et al., 1989; Santos, 1989), sempre que possível, em áreas e períodos 
comprovadamente com menor incidência de pragas, visando quebrar a sincronia entre 
a fonte alimentar da praga e sua ocorrência, além de possibilitar a antecipação da 
colheita e, consequentemente, à destruição precoce dos restos de cultura (Silva et 
al., 1997). 
 
BIOLÓGICO 
 
 Existem diversas definições para o controle biológico de pragas na literatura. De 
acordo com DeBach (1964), o controle biológico pode ser definido como a ação de 
parasitóides, predadores e/ou patógenos que mantêm a densidade populacional de 
outros organismos em uma média mais baixa, em relação a que ocorreria na sua 
ausência. Moraes (1991) relatou que do ponto de vista ecológico, o controle 
biológico é uma parte do controle natural, o qual pode ser definido como a regulação 
 19 
de um organismo dentro de certos limites, por qualquer combinação de fatores 
naturais classificados como abióticos e bióticos. 
 Em programas de manejo de pragas, o controle biológico natural assume uma 
importância de grande relevância do ponto de vista econômico, ecológico e social, ou 
seja, aquele que ocorre sem a interferência do homem. Entretanto, o aplicado pode 
também ter muito valor, o qual engloba a introdução e a manipulação de inimigos 
naturais pelo homem, visando à redução de danos causados por pragas a níveis 
toleráveis (Bosch et al. 1982). 
 No Brasil, o incremento e conservação de inimigos naturais nativos são 
particularmente promissores, porque muitos agroecossistemas algodoeiros, 
principalmente aqueles da região Nordeste têm um complexo muito rico de 
artrópodos benéficos e microorganismos entomógenos que ocorrem naturalmente nos 
seus ecossistemas agrícolas (Ramalho et al.,1989). Entomologistas como Pyenson 
(1938); Chiavegato (1972); Bleicher et al. (1979); Silva (1980); Campos (1981); 
Bleicher & Jesus (1983); Cruz & Passos (1985); Ramalho et al. (1989); Santos 
(1989); Ramalho et al. (1993) têm demonstrado a importância ecológica e econômica 
do uso de parasitóides e predadores como tácticas para serem utilizadas dentro do 
controle integrado de pragas do algodoeiro no Brasil. Dentre os principais insetos 
entomófagos associados a esta cultura no Nordeste do Brasil, destacam-se a joaninha 
(Cycloneda sanguinea), o besouro Calosoma spp., Paederus spp., o bicho-lixeiro 
Crysoperla externa (PRANCHA VI-C, D, E e F), Chrysopa sp., Geocoris spp., Podisus 
nigrispinus (PRANCHA VI-A, B e C), os braconídeos (Bracon vulgaris e outros Bracon 
spp.) (PRANCHAS VII-D, E e F; VIII-A), os chalcidídeos (Brachymeria spp.), os 
icheneumonídeos (Netelia spp.), o microhimenóptero parasita de ovos (Trichogramma 
spp.) (PRANCHA VII-B, C, D, E e F; IX-A e B), os aphidídeos (Lysiphlebus testaceipes) 
(PRANCHA IX-C), os eulofídeos (Euplectrus comstockii), as vespas (Polistes spp.) 
(PRANCHA IX-D), os piteromalídeos (Catolaccus grandis) (PRANCHA IX-E e F; X-A e 
B), os sírfídeos (Pseudodoros clavatus) (PRANCHA X-C e D), as aranhas 
caranguejeiras (Mysumenopsis guyannensis, Synaemopsis rubropunctatus, Xysticus 
spp.), e as aranhas que tecem teia (Lycosa spp.). No Nordeste, Bleicher & Jesus 
(1984) encontraram o minúsculo percevejo predador (Orius spp.), tesourinhas 
(Euborellia annulupes) (PRANCHA X-E, F; XI-A), taquinídeos e cicindelídeos 
desempenhando importante função no controle de lepidópteros-praga do algodão. 
Numerosos estudos (Muesebeck, 1937; Mendes, 1938; Sauer, 1946; Berry, 1951; 
 20 
Campos, 1981; Silva, 1980; Ramalho & Silva, 1993) descreveram a função dos 
inimigos naturais na regulação dos problemas de pragas do algodoeiro brasileiro. 
 Existem várias referências na literatura demonstrando a importância dos 
entomopatógenos no controle das pragas do algodoeiro. A eficiência da bactéria 
Bacillus thuringiensis no controle do curuquerê e da lagarta-das-maçãs tem sido 
demonstrada por Figueiredo et al. (1960); Campos (1981); Bleicher & Jesus (1983); 
Moreira & All (1995). Pesquisadores concentraram esforços na utilização da bactéria 
Pseudomonas aeruginosa (Lima et al., 1962; Lima et al., 1963) e do vírus da 
poliedrose nuclear (Andrade, 1981, Andrade & Habib, 1981, 1982 e 1983; Andrade 
et al., 1982) contra o curuquerê. Em relação ao fungo Beauveria bassiana, resultados 
interessantes foram demonstrados no controle de lagartas de Heliothis spp. (Moreira 
& All, 1995). Entretanto, a maioria dos trabalhos utilizando B. bassiana tem sido 
realizado visando o controle do bicudo (PRANCHA XI-B), cuja ocorrência em 
condições naturais tem sido registrada com certa frequência, enzooticamente ou 
provocando epizootias (Andrade et al., 1984; Camargo et al., 1984; Pierozzi Junior & 
Habib, 1993). Estudos sobre a suscetibilidade do bicudo (McLaughlin, 1962; 
Camargo et al., 1985), viabilidade dos esporos (Batista Filho & Cardelli, 1986) e a 
eficiência (Gutierrez, 1986; Coutinho & Oliveira, 1991; Almeida & Diniz, 1997) a 
fungos entomopatogênicos também têm sido executados. O curuquerê do algodoeiro 
também é alvo de infecção de B. bassiana (Miranda, 2004) (PRANCHA XI-C). O 
impacto de Metarhizium anisopliae nas populações do bicudo (PRANCHA XI-D) foi 
reportado por Jamarillo & Alves (1986); Oliveira (1991); Almeida & Diniz (1997); 
Almeida (1998). 
 Dentre os vários agentes de controle biológico, o parasitóide Trichogramma 
pretiosus e o predador Podisus nigrispinus encontram-se disponíveis para sua 
utilização contra lepidópteros (curuquerê e lagarta-das maçãs) e o parasitoide 
Catolaccus grandis contra o bicudo, através de liberações inundativas. Quanto a T. 
pretiosus, sugere-se efetuar uma vez por semana, liberações inundativas de 100.000 
ovos parasitados/ha, no momento do aparecimento na lavoura de lepidópteros-praga, 
tais como: curuquerê e lagarta-das-maçãs (Almeida, 1996; Silva et al. 1997). A 
liberação deverá ser feita com 15 cartões de 2 pol2 contendo ovos parasitados 
distribuídos em 15 pontos equidistantes/ha (Almeida & Silva, 1996). A tecnologia da 
produção massal de Trichogramma pretiosum, encontra-se a disposição de 
cotonicultores na Embrapa Algodão (PRANCHA VII-A,B,C E D). No caso do 
parasitóide C. grandis, as liberações inundativas deverão ser feitas semanalmente, 
 21 
utilizando-se 700 a 1.000 fêmeas adultas/ha com 0 a 7 dias de idade (Ramalho et al., 
2000). A primeira liberação de C. grandis visando o controle do bicudo deverá ser 
realizada no momento em que o nível de infestação da praga atingir 3% de botões 
florais atacados (orifícios de oviposição e/ou alimentação). No caso, do predador P. 
nigrispinus, sugere-se realizar semanalmente, liberações inundativas de 1.200 ninfas 
de quinto instar/ha desse predador no algodoal, sendo que a primeira liberação do 
predador deverá ser realizadalogo que surgirem as primeiras lagartinhas na cultura. 
Com relação ao B. thuringiensis, deve-se efetuar pulverizações na dosagem comercial 
de 8 a 16 e 16 a 32 g i.a./ha, respectivamente, quando o curuquerê e a lagarta-das-
maçãs atingirem o nível de controle. Deve-se ter bastante atenção para a presença de 
predadores (joaninhas, sirfídeos, bicho-lixeiro e aranhas) e parasitóides (vespinha: 
Lysiphlebus testaceipes) do pulgão na lavoura, obedecendo o nível de ação desses 
inimigos naturais (70% de plantas com predadores e/ou parasitóides). 
 
CULTURAL 
 
 O controle cultural pode ser definido como a manipulação das diversas práticas 
de cultivo visando modificar o agroecossistema para torná-lo desfavorável ao 
desenvolvimento das pragas e ao mesmo tempo favorável ao desenvolvimento de 
seus inimigos naturais. A principal vantagem na adoção de medidas culturais para o 
controle de pragas, baseia-se no baixo custo requerido para sua implementação 
sendo, na maioria das vezes desnecessários gastos adicionais por se tratar 
simplesmente de pequenas modificações nas práticas agronômicas (Coopel & 
Mertins, 1977). Por outro lado, estas modificações nas práticas agrícolas podem 
alterar a atratividade e a suscetibilidade das plantas e do meio ambiente as pragas, ou 
mesmo agravar e criar novos problemas (Ramalho, 1994; Ramalho & Wanderley, 
1996). Assim, o controle cultural deve ser encarado como método profilático de 
controle de pragas, devendo raramente ser empregado como estratégia principal e 
(Dent, 1991) e básica do MIP Algodão. 
 No Brasil, as principais práticas culturais utilizadas para reduzir problemas de 
pragas na cultura do algodão herbáceo baseam-se naquelas revisadas por Newson & 
Brazzel (1968), sendo incorporadas e adaptadas às condições dos ecossistemas do 
algodoeiro do Brasil (Ramalho 1994). De acordo com Ramalho (1994), o controle 
cultural é constituído de tácticas, tais como: extensas áreas com datas de plantio 
uniforme; períodos livres de plantio do algodão; destruição de botões florais e maçãs 
 22 
atacados e de hospedeiros alternativos; destruição antecipada e uniforme de restos 
culturais; uso de rotação de cultura com espécies de plantas que não sejam plantas 
hospedeiras das principais pragas do algodoeiro, isto é, que não sejam hospedeiras de 
artrópodos-praga que na sua ausência venham a atacar o algodoeiro. 
 
Conservação do Solo e Adubação 
 
 Resultados de pesquisas têm mostrado que a falta de um ou mais nutrientes 
na planta hospedeiro faz com que aumente o dano causado por insetos e ácaros. Há 
também resultados de pesquisas mostrando, entretanto, que o excesso de um 
elemento no solo ou na adubação, por seu efeito direto ou, talvez, pelo desequilíbrio 
provocado no meio, pode contribuir para aumentar os prejuízos causados pelas 
pragas as culturas agrícolas (Malavolta, 1981). Pesquisadores (Beckman, 1970; Leigh 
et al., 1970; ABD El-Fattah, 1975) têm demonstrado que o uso inadequado de 
fertilizantes, com destaque aos nitrogenados, dentre outros fatores, tem contribuído 
para aumentar a incidência de pragas na cultura do algodão. Jones (1976) relatou 40 
casos em que o uso de nitrogênio resultou em aumento populacional de insetos e 
ácaros em diferentes culturas. 
As plantas hospedeiras contêm baixas quantidades de nutrientes essenciais 
necessários aos artrópodos herbívoros, particularmente proteínas e aminoácidos 
(McNeill & Southwood, 1978), induzindo-os a consumirem maior quantidade de 
tecido e/ou conteúdo celular vegetal, para compensarem sua baixa qualidade 
nutricional (Mattson, 1980; Slansky Júnior & Scriber, 1985). Entretanto, esta 
adaptação nem sempre é capaz de suprir as deficiências da inadequada fonte 
alimentar, influenciando sua sobrevivência. De acordo com Creighton (1938), a 
deficiência de cobre e zinco na cultura do algodão afeta negativamente a 
sobrevivência de A. argillacea (Tabela 1) aumentando, de forma significativa, sua 
taxa de mortalidade. Por outro lado, o aumento do consumo pelo inseto, implica na 
sua maior permanência sobre o hospedeiro, havendo maior exposição aos inimigos 
naturais (Slansky Júnior & Scriber, 1985). Certas espécies de insetos apresentam 
taxas de crescimento e consumo, e eficiência de utilização de alimento, variáveis em 
função dos teores de nutrientes contidos nas plantas, especialmente o nitrogênio 
(Panizzi & Parra, 1991) e quando a aplicação deste macronutriente no solo é 
suficiente para aumentar seu nível na planta, um aumento na alimentação do inseto e 
crescimento populacional deve ser esperado (Vrie & Delver, 1979; Vince et al. 1981, 
Archer et al. 1982) (Tabela 1). No caso do algodoeiro, todos os elementos devem ser 
 23 
utilizados de forma balanceada e com precaução. A aplicação de nitogênio além do 
necessário, em determinado solo, poderá induzir um crescimento vegetativo 
acentuado da planta, tornando-a mais atrativa para certos insetos (Falcon & Smith, 
1973; Frisbie et al., 1989). 
 Desta forma, a utilização correta do solo, baseada em recomendações técnicas 
de preparo e adubação, constituem-se em ferramentas indispensáveis para 
manutenção da sua fertilidade e estrutura, contribuindo diretamente para formação de 
plantas vigorosas e, portanto, menos vulneráveis ao ataque de pragas. 
 
Tabela 1. Efeito do estado nutricional do algodoeiro sobre os insetos e 
ácaros. 
 
Artrópodos – praga Fertilizante Parâmetros Efeito Referências 
 
Alabama argillacea Zn e Cu* Desenvolvimento ( - ) Creigton (1938) 
Anthonomus grandis N População (+) Mistric Junior (1968) 
Aphis gossypii N População (+) Isley (1946) 
 N + ArCa “ (+) McGarr (1942 e 1943) 
 ArCa “ ( 0) “ 
Bemisia tabaci N População (+) Joyce (1958) 
Empoasca devastans N, P e K População ( 0) Parnell (1927) 
 N Reprodução (+) Sloan (1938) 
 Completa Desenvolvimento (+) Balasubramanian & 
 Iyengar (1950) 
 N “ (+) Joyce (1958) 
 N “ (+) Jayaraj & 
 Venugopal (1964) 
 N+ P “ (+) “ 
 P “ ( 0) “ 
 Esterco bovino “ ( 0) “ 
Helicoverpa armigera N Reprodução (+) Fletcher (1941) 
Helcoverpa obsoleta N Reprodução (+) Gaines (1933) 
Helicoverpa zea N, P e K População (+) Adkisson (1958) 
 N População (+) Kumar et al. (1982) 
 N Peso larval (+) Zeng et al. (1982) 
 Consumo (+) “ 
 Desenvolvimento (+) “ 
Pectinophora gossypiella Completa Dano (+) El-Gabaly (1952) 
Tetranychus urticae N e S Desenvolvimento (+, 0) Maia & Busoli (1992) 
 Reprodução (+, 0) “ 
Tetranychus pacificus N População (+) Leigh et al. (1970) 
 Desenvolvimento (+) “ 
Eutetranychus orientalis N e S População (+) Rasmy & Hassib (1974) 
 
Predadores 
Coleomegilla maculata langi N, P e K População (+) Adkisson (1958) 
Crysopa “ “ (0) “ 
Geocoris punctipes “ “ (+) “ 
Hippodamia convergens “ “ (+) “ 
Nabis “ “ (0) “ 
Orius insidiosus “ “ (+) “ 
 
(0) Sem efeito; (+) Aumento e (-) Diminuição 
*Deficiência 
 Fonte: Dale (1988) Adaptada. 
 24 
Densidade de Plantio 
 
 A manipulação do espaçamento pode ser utilizado em alguns casos para 
minimizar os danos provocados pelas pragas (President´s Science Adivisory 
Committee, 1965; National Academy of Sciences, 1969). O espaçamento pode 
afetar a taxa relativa de crescimento da cultura, e consequentemente a população e 
sobrevivência das pragas, influenciando sua busca por sítios de alimentação e 
oviposição. Assim, altas populações de plantas dentro das fileiras de algodão tendem 
a encurtar seu ciclo fenológico, reduzindo o tempo de exposição das estruturas 
reprodutivas (botões, flores e maçãs) ao ataque de pragas importantes e geralmente 
a um custo relativamente baixo (Smith, 1972). 
 No Brasil, a densidade de 9 a 10 plantas/m da cultivar IAC 17 apresentou a 
melhor resposta de produção (Gutierrez et al. 1984), reduziu os prejuízos provocados 
pela broca da raiz, E. brasiliensis (Santos et al.,1989) e a quantidade de inseticidas 
destinados ao seu controle (Ramalho,1994). Beltrão (1987), Beltrão & Cavalcanti 
(1989) e Beltrão & Silva (1989) demonstraram que altas densidades de plantio dentro 
das fileiras da cultivar CNPA Precoce 1, apresentava rápida frutificação e altas 
porcentagens de retenção de estruturas reprodutivas, sugerindo sua possível 
utilização para favorecer o escape da cultura ao ataque do bicudo. Por outro 
lado, altas densidades de plantio podem aumentar a infestação da lagarta-das-maçãs 
e percevejos (Nakano et al., 1981; USDA, 1981). 
 A densidade de plantio deverá ser constituída de tal maneira que se tenha alta 
densidade de plantas dentro de fileiras e baixa entre fileiras, evitando o adensamento 
excessivo da cultura. Isto facilitará a penetração dos raios solares, a ação dos 
inimigos naturais especialmente dos parasitóides e bem como o deslocamento de 
gotas da calda do inseticida até o alvo biológico. Portanto, sistemas de cultivo, 
utilizando algodão adensado e ultra adensado, não é indicado, do ponto de vista de 
sustentabilidade. 
 
Catação de botões florais e maçãs caídos no solo 
 
 A catação de botões florais é uma prática bastante antiga, desenvolvida nos 
Estados Unidos no início do século, visando o controle do bicudo (Coad & McGehee, 
1917; EMBRAPA, 1985; Bleicher, 1989 e 1990). Burt et al. (1969) demonstraram 
que a catação e destruição de botões florais atacados pelo bicudo reduzem 
 25 
significativamente as populações de adultos do bicudo e o número de aplicações com 
inseticidas. 
No Brasil, vários estudos foram realizados sobre a viabilidade desta técnica e 
comprovaram que a catação pode reduzir até 60% das pulverizações com inseticidas, 
dependendo das condições ambientais, da cultivar e da proximidade de outros 
campos, com seu respectivo controle de pragas (Beltrão et al., 1997); desta forma, 
em pequenas áreas de algodão e abundância de mão-de-obra, sugere-se que se faça a 
coleta semanal de todos os botões florais e maçãs caídas no solo, a partir do início da 
queda dos botões florais. Para grandes áreas, sugere-se coletar as estruturas 
reprodutivas caídas no solo, dentro das bordaduras (15 a 20 fileiras ao redor do 
campo) e com frequência de uma a duas vezes por semana, dependendo do nível 
populacional da praga (Bleicher, 1990; Busoli, 1991; Cruz, 1991; Santos, 1991a). As 
estruturas reprodutivas coletadas deverão ser mantidas em pequenas caixas teladas, 
até a emergência dos adultos do bicudo e de seus parasitóides. Os adultos do bicudo 
serão destruídos e os parasitóides liberados na área de algodão. 
 
Destruição dos Restos de Cultura 
 
 A destruição dos restos de cultura visando reduzir populações remanescentes 
de pragas é bastante antiga. Chapman & Cavit (1937), aplicando esta táctica, 
conseguiram reduções acima de 75% na população da largarta rosada. 
 No Brasil, diversos pesquisadores (Bleicher et al., 1979; Nakano et al.1981; 
Cruz & Passos, 1985; Ramalho et al., 1989; Santos, 1989; Ramalho, 1994; Ramalho 
& Wanderley, 1996) têm sugerido a destruição de restos de cultura, inicialmente 
empregada no Estado de São Paulo, visando o controle da broca da raiz, do bicudo, 
da lagarta-das-maçãs e da lagarta rosada. Em decorrência dos resultados positivos 
alcançados, foi criado um Decreto Estadual SP, no 19.594-A, de 27/7/1950, que 
estabelece a data limite para destruição dos restos culturais do algodoeiro naquele 
Estado. Com o surgimento do bicudo, esta prática tornou-se obrigatória na maioria 
dos estados brasileiros, onde se cultiva esta malvácea. Assim, imediatamente após a 
colheita, deve-se proceder à destruição dos restos de cultura, tais como: raízes, 
caules, botões florais, flores, maçãs, carimãs e capulhos não colhidos, 
respectivamente, através do arranquio e/ou coleta, para destruição e incorporação ao 
solo. A destruição dos restos de cultura no final da safra visa quebrar o ciclo 
biológico das pragas, através da eliminação dos sítios de proteção, alimentação e 
reprodução (Silva et al., 1997). 
 26 
Rotação de Cultura 
 
 O cultivo alternado do algodoeiro com outras culturas, as quais não temham 
pragas comuns, além de contribuir para a redução de pragas específicas associadas a 
uma delas, concorrem favoravelmente para a melhoria das condições físicas e 
químicas do solo (Silva et al., 1997). Neste sentido, entomologistas têm sugerido sua 
utilização (Bleicher et al., 1979; Cruz & Passos, 1985; Santos, 1989; Ramalho, 
1994), principalmente em áreas desequilibradas, pelo uso indiscriminado de 
inseticidas, como forma de reestabelecer o equilibrio. A utilização frequente da 
rotação de culturas, geralmente conduz a quatro importantes resultados, os quais 
são: 1) morte de pragas por inanição; 2) reestabelecimento da matéria orgânica no 
solo; 3) estímulo à competição intraespecífica das pragas e 4) aumento na 
capacidade de retenção da umidade do solo (McNew, 1972). Bleicher & Jesus (1983) 
recomendaram a rotação do algodoeiro com mamona. 
 
CLIMÁTICO 
 
 No Nordeste, principalmente na região do Seridó, as condições edafoclimáticas 
exercem papel preponderante na redução populacional de pragas. A insolação 
excessiva aumenta a taxa de evaporação d’água presente no solo e nos insetos, 
funcionando como fator negativo para a sua sobrevivência, principalmente da broca e 
do bicudo (Ramalho & Santos, 1991; Ramalho, 1994). De acordo com Ramalho & 
Gonzaga (1990 a,b), Ramalho et al. (1993), Ramalho & Silva (1993), Ramalho 
(1994), o controle climático através da dessecação se constitui no principal fator de 
mortalidade natural de larvas, pupas e adultos pré-emergentes do bicudo. De acordo 
com Ramalho (1994), a dessecação de larvas e pupas, juntamente com o controle 
biológico natural, a manipulação de cultivar e a adoção de práticas culturais têm 
reduzido o bicudo a uma condição de praga menos severa, raramente necessitando o 
emprego de inseticidas químicos para o seu controle. 
 
QUÍMICO: INSETICIDAS E ACARICIDAS SELETIVOS 
 
 Muito tem se pesquisado para o desenvolvimento de tecnologias alternativas 
para o controle de pragas, entretanto, para algumas pragas à utilização de inseticidas 
e acaricidas seletivos aos inimigos naturais se constitui uma das estratégias de 
 27 
grande relevância para o MIP Algodão. Lincoln & Graves (1978) enfatizaram a 
importância do método químico para o controle do bicudo nos EUA e Bleicher & 
Almeida (1991) destacaram ser predominante o uso de produtos químicos na 
supressão dessa praga. Pacheco et al. (1995) relataram que, para a broca E. 
brasiliensis, a utilização de inseticidas é a estratégia mais eficiente. 
 De acordo com Adan (1977), seminários regionais promovidos pela FAO e 
OMS, sobre o emprego de defensivos agrícolas na América Latina, África e Ásia, 
mostraram que 52% dos fracassos identificados no uso de defensivos agrícolas se 
deveram as seguintes causas: falha na seleção ou uso do equipamento; calibração 
inadequada; inabilidade para controlar o tamanho e colocação de partículas de 
pulverização; faixa de aplicação inadequada; volume errado de calda aplicado por 
unidade de área tratada; falta de conhecimento referente à avaliação prática da 
cobertura da superfície-alvo e deriva; efeitos adversos de condições ambientais 
afetando a aplicação; falha no embandeiramento nas aplicações aéreas; escolha 
incorreta de bicos; procedimento inadequado de misturas no campo; manutenção 
deficiente dos equipamentos. Estas causas conduziram às seguintes consequências: 
custo de aplicação extremamente alto; desperdício de produtos caros e 
potencialmente perigosos; intoxicações; destruição de organismos benéficos; danos à 
cultura devido à deriva e manuseio errado de produtos; resíduos excessivos; 
contaminação ambiental. 
 Os cotonicultores brasileiros geralmente ao utilizarem inseticidas e acaricidas 
contra as pragas não levam em consideração os efeitos colaterais que estes produtos 
podem causar aos artrópodosbenéficos presentes no agroecossistema (Campos & 
Gravena, 1984). Estes efeitos foram reportados por Ridgway et al. (1967); Dinkins et 
al. (1969); Carruth & Moore (1972); Shepard et al. (1972); Wilkinson et al. (1975); 
Van Steenwyk et al. (1976), os quais enfatizaram como principais problemas 
causados pelo mau uso dos defensivos agrícolas, a ressurgência de pragas principais; 
o surgimento de pragas secundárias atingindo o status de principais; o aparecimento 
de raças resistentes e elevação do número de pulverização de produtos químicos. 
Deve-se lembrar que a resistência dos insetos e ácaros aos inseticidas e acaricidas, 
respectivamente, tem sido um dos fatores mais limitantes ao uso dos defensivos 
químicos (Greene & Workamn, 1971; Franco et al., 1978; Nakayama et al., 1979; 
Luttrell et al., 1994). 
Problemas de alterações morfológicas nas folhas do algodoeiro, aumento de 
número de ramos vegetativos, retardamento da maturidade dos frutos e redução da 
 28 
produção tem sido atribuído a alguns organofosforados (Mcllrath, 1950; Fowler, 
1956; Roark et al., 1963; Bradley & Corbin, 1974). Por outro lado, tem sido 
enfatizado o efeito fitotônico do inseticida causando incremento do rendimento do 
algodoeiro (Cothren et al., 1984; Pfrimmer, 1984; Schuster et al., 1985). 
 O efeito de inseticidas e inseticidas-acaricidas de largo especto sobre agentes 
de controle biológico tem sido a principal causa dos desequílibrios no 
agroecossistema algodoeiro (Ridway et al. 1967; Bartlett, 1968; Laster & Brazzel, 
1968; Kinzer et al., 1976). O uso excessivo de piretróides pode induzir a resistência a 
Heliothis (Jackson, (1989) e a ácaros (Oliveria & Vecesi, 1983; Chiavegato et al., 
1983; Gravena et al., 1988). Entretanto, tem sido observado que os piretróides são, 
em geral, mais tóxicos a insetos-praga que a alguns insetos benéficos (Plapp Junior & 
Bull, 1978; Rajakulendran & Plapp Junior, 1982; Yu, 1988), sendo verificado 
também exceções (Pree & Habley, 1985). 
A diversidade de informações sobre a eficiência dos produtos químicos 
utilizados para controle das diversas pragas da cultura do algodão está relacionada 
principalmente aos aspectos comportamentais e biológicos dos insetos, assim como 
as técnicas de manipulação e características intrínsecas dos produtos químicos e 
manejo da cultura. 
É de suma importância que os cotonicultores tenham consciência que os 
inseticidas e acaricidas devem ser selecionados para uso em programas de manejo de 
pragas com base na total segurança para o homem, animais domésticos, organismos 
não alvo, com efeito, positivo sobre a qualidade ambiental, assim como, para 
eficiência específica contra as espécies alvo (Ramalho, 1994). As informações do seu 
uso devem ser baseadas na amostragem e no período crítico da cultura ao ataque da 
praga e que as tomadas de decisões de controle sejam em função das densidades 
populacionais da praga e do seu nível de controle. Os níveis de ação devem 
considerar os predadores dos pulgões e o parasitóide de ovos Trichogramma spp., 
evitando aplicações desnecessárias com inseticidas e acaricidas e promovendo o 
máximo de seletividade ecológica. 
 O controle químico somente deverá ser efetuado quando necessário, ou seja, 
quando as pragas atingirem o nível de controle dentro da fase crítica das plantas ao 
ataque de cada praga alvo. Até o aparecimento das primeiras maçãs firmes (cerca de 
70 dias), não devem ser utilizados inseticidas piretróides. A escolha dos inseticidas e 
acaricidas deverá contar com a participação efetiva do profissional de agronomia e 
levar em consideração a efetividade, seletividade a inimigos naturais, toxicidade, 
 29 
poder residual, período de carência, método de aplicação, formulação e preço. A 
adoção desses critérios de seleção conduzirão a diversos benefícios, tanto para o 
agricultor, como para a sociedade. Para o agricultor, a utilização do MIP resultará 
economia nos custos de produção e melhoria na sua qualidade de vida, enquanto que 
para a sociedade à garantia de preservação da biodiversidade, dos mananciais 
hídricos (lençóis freáticos, poços, açudes e rios) e à certeza na redução de resíduos 
nos subprodutos do algodão (Silva et al., 1997). 
 Na Tabela 2, encontram-se listados alguns princípios ativos de inseticidas e 
acarticidas resgistrados pelo Ministério da Agricultura e do Abastecimento, 
destinados ao controle das principais pragas do algodoeiro. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 30 
Tabela 2. Insetos-praga e inimigos naturais, nível de controle, ingrediente ativo, concentração 
do ingresiente ativo, dosagem e nível de ação recomendados para o controle. 
Insetos-praga 
e Inimgos 
Naturais 
Nível de 
controle1 
Ingrediente 
Ativo2 
Concentração 
de Ingrediente 
ativo 
(g/l)*(g/kg)** 
Dosagem 
(g.i.a/ha) 
Nível de 
Ação3 
Broca - Carbofuran 350** 3.000 a 4.000 - 
Tripes 70&% de plantas 
atacadas 
TiometonP 
DimetoatoO 
MonocrotofósO 
250* 
400* 
400* 
175,00 
126,00 
250,00 
- 
Pulgão 70% de plantas 
c/ colônias 
PirimicarbP 
TiometonP 
MonocrotofósO 
500** 
250* 
400* 
37,5 a 50,00 
65,50 
120,00 
- 
Curuquerê 22 ou 53% das 
plantas atacadas 
por lagartas 
>ou<15mm 
DiflubenzuronP 
ClofluazuronP 
TefluazuronP 
TefubenozideP 
EndosulfanP 
TriclorfonO 
AbamectinO 
MonocrotofósO 
CyfluthrinO 
250** 
50* 
150* 
340* 
350* 
500* 
18* 
400* 
50* 
12,50 
25,00 a 37,50 
7,50 
300,00 
350,00 
450,00 
5,40 
120,00 
25,50 
- 
Bicudo 10% da plantas 
com botões 
florais 
danificados 
(orifício de 
oviposição e/ou 
alimentação) 
EndosulfanP 
PhosmetP 
CarbarylP 
 
MalathionO 
BetacyfluthrinO 
CyfluthrinO 
CypermethrinO 
 
DelmatetrinaO 
 
Labdacyhalothrin
O 
350* 
500** 
850** 
480* 
100* 
125* 
50* 
200* 
250* 
25* 
50* 
50* 
525,00 
750,00 
1.400,00 
1.400,00 
750,00 
7,50 
25,00 
7,50 
7,50 
10,00 
10,00 
15,00 
- 
Lagarta-das- 
maçãs 
13% de plantas 
com lagartas 
EndosulfanP 
CarbarylP 
 
AcephateP 
 
DeltametrinaO 
350* 
850** 
480* 
750** 
750* 
25* 
50* 
525,00 a 
700,00 
1.200,00 
1.200,00 
750,00 
750,00 
10,00 
10,00 
- 
Lagarta 
rosada 
11% das plantas 
com maças 
danificadas 
CarbarylP 
 
DetametrinaO 
 
CypermethrinO 
CyfluthrinO 
 
BetacyfluthrinO 
850** 
480* 
25* 
50* 
250* 
200* 
50* 
125* 
1.200,00 
1.200,00 
7,50 
7,50 
37,50 
37,50 
25,00 
7,50 
- 
Ácaros 40% de plantas 
com colônia 
AbamectinP 
PropagiteP 
Bromopropilato 
18* 
720* 
500* 
7,20 
681,00 
250,00 
- 
Percevejos 20% de plantas 
atacacas 
EdosulfanP 
DimetoatoP 
350* 
400* 
525,00 
126,00 
- 
Predadores e 
Parasitóides 
- - - - 71% de 
planta c/ 
Inimigos 
naturais 
Preferencial (P); Opcional (O) 
Fonte: 1Bleicher & Jesus (1983); Ramalho at al. (1990); Ramalho (1994); Santos (1989); 
2EMBRAPA/CNPA (1994); 3Ramalho (1994). 
 31 
PRANCHA I 
 
 
 
A - Maçã a tacada por S. frugiperda B – Cochonilha Phenacoccus solenopsis 
 
 
 C - Ponteiro com P. solenopsis D - Ataque severo de solenopsis 
 
 
 E - Larva da broca atacando F - Vermelhão ocasionado pela 
 a raiz broca 
 
 
 32 
PRANCHA II 
 
 
 
 
 
 
 
 
A - Caule e raiz atacados pela branca B - Planta atacada pela lagarta 
 rosca 
 
 
 
 
C - Pulgões do algodoeiro D - Encarquilhamento causado pelo 
 pulgão 
 
 
 
 
 
E - Ovos e ninfas da mosca branca F - Folha com adultos de mosca 
 
 
 
 
 
 33 
PRANCHA III 
 
 
 
 
 
 
 
A - Ovos do curuquerê-do-algodoeiro B - Lagarta do curuquerê-do- 
 algodoeiro 
 
 
 
 
 
C - Folhas de algodão danificadas D - Folhas atacadas pelo besouro 
 pelo curuquerê-do-algodoeiro amarelo 
 
 
 
 
E - Ácaro vermelho do algodoeiroF - Folha atacada pelo ácaro vermelho
 
 
 
 
 34 
PRANCHA IV 
 
 
 
 
 
A - Adulto e ninfa do mosquito B - Folhas atacadas pelo mosquito 
 
 
 
 
 
 
 
C - Lagarta rosada D - Maçã atacada pela lagarta rosada 
 
 
 
 
 
 
E - Adulto da lagarta-das-maças F - Adulto do bicudo-do-algodoeiro 
 
 
 35 
PRANCHA V 
 
 
 
A - Ovo do bicudo-do-algodoeiro B - Botão floral com orifício de 
 alimentação do bicudo 
 
 
 
 
C – Botão floral com orifício de D - Larva de bicudo-do-algodoeiro 
 oviposição do bicudo 
 
 
 
E - Pupa do bicudo-do-algodoeiro F - Botões florais caídos no solo 
 
 
 
 36 
PRANCHA VI 
 
 
 
 
 
 
A - Flor balão caudada pealo B - Maçã danificada por larva do 
bicudo- do-algodoeiro bicudo-do- algodoeiro 
 
 
 
C - Adulto de Chrysoperla externa D - Ovo de Chrysoperla externa 
 
 
 
E - Larva de Chrysoperla externa F - Pupa de Chrysoperla externa 
 
 37 
 
PRANCHA VII 
 
 
 
A - Adulto de Podisus nigrispinus B - Ninfas de Podisus nigrispinus 
predando a lagarta do curuquerê predando a lagarta do cruruquerê 
 
 
 
C - Postura do predador P. nigrispinus D - Fêmea de Brancon vulgaris 
 parasitando larva do bicudo 
 
 
 
 
 
E - Ovos de Bracon vulgaris sobre F - Larva de Brancon vulgaris 
 larvas do bicudo alimentando-se de larva do bicudo 
 
 38 
PRANCHA VIII 
 
 
A - Pupa de Bracon vulgaris B - Emergência de Adulto de 
 Trichogramma pretiosum 
 
 
C - Ovos do curuquerê parasitado D - Ovos de Spodoptera frugiperda 
 (preto) e não parasitado (verde- parasitados 
 azulado) 
 
 
 
 E - Laboratório produção massal do F - Coleta de Sitotroga cerealella 
 Hospedeiro alternativo de (hospedeiro alternativo de 
 Trichogramma Trichogramma) 
 39 
PRANCHA IX 
 
 
 
 A - Liberação de adultos de B - Liberação de pupas de 
 Trichogramma pretiosum Trichogramma pretiosum 
 
 
 
C - Pulgões parasitados por D - Adulto de Polistes sp. 
 Lysiphlebus testaceips 
 
 
 
E - Fêmea de Catolaccus grandis F - Ovos do parasitóide Catolaccus 
 parasitando larva do bicudo grandis sobre a larva do bicudo 
 Foto: Morales-Ramos. 
 40 
PRANCHA X 
 
 
 
 
 
 
A- Larva de Catolaccus grandis B - Pupa de Catolaccus grandis 
 
 
 
 
 
 
C - Larva de sirfídeo D - Pupade sirfídeo 
 
 
 
 
 
 
E - Adulto de Euborellia annulipes F - Postura de Euborellia annulipes 
 predando larva de bicudo 
 
 
 41 
PRANCHA XI 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A - Ninfas de Euborellia annulipes B – Bicudo adulto parasitado por 
 Beuaveria bassiana 
 
 
 
 
 
 
 
C - Larva do curuquerê parasitada por D - Bicudo adulto parasitado por 
 Beauveria bassiana Metarhizium anisopliae 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 42 
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