relatório de estagio de microbiologia

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1. INTRODUÇÃO
A microbiologia clínica se aplica no estudo e identificação de microrganismos quanto às características morfológicas, crescimento, reprodução, sua capacidade infectante, entre outras analises. Os microrganismos estudados em microbiologia são os fungos, os vírus e as bactérias. Os laboratórios de microbiologia podem atender a diversas áreas: saúde, vigilância sanitária, qualidade da água, indústria química e de alimentos (ESTRIDGE, REYNOLDS, 2011).
De modo geral, os microrganismos estão em toda parte, contribuem na fertilização do solo, reciclagem de substâncias e participam de ciclos biogeoquímicos. Ainda podem ser usados na fabricação de produtos como iogurte, vinhos, queijos, vinagres e pães. Porém existem também os microrganismos patogênicos que causam doenças em seres humanos, animais e plantas (TRABULSI, ALTERTHUM, 2015).
As bactérias são microrganismos unicelulares e procariotos, são envoltas por uma parede celular composta de peptideoglicano, um complexo de carboidrato e proteína. Apresentam-se nas formas de cocos, esféricos ou ovoides; bacilos, semelhante a bastões; e espirais, que são células espiraladas. As bactérias podem formar pares, cadeias ou grupos, esses agrupamentos são características de um gênero particular ou de uma espécie de bactéria (RIBEIRO, STELATO, 2011).
Existem outros métodos para identificação e diferenciação das bactérias além do método de Gram, como por exemplo, os testes de catalase, coagulase, Bile esculina, CAMP teste, dentre outros que permitem a classificação quanto ao gênero, espécie e família desses microrganismos (OPLUSTIL, et al.,2010).
2. COLORAÇÕES
2.1 COLORAÇÃO DE GRAM
2.1.1 Introdução 
	A técnica de Gram, também conhecida como coloração de Gram, foi desenvolvida em 1884 pelo médico dinamarquês Hans Christian Joachim Gram, que permite diferenciar morfologicamente as bactérias com diferentes estruturas de parede celular a partir das colorações que estas adquirem após tratamento com agentes químicos específicos (OPLUSTIL, et al.,2010).
A coloração de Gram é um dos mais importantes métodos de coloração utilizados em laboratórios de microbiologia e de análises clínicas, ao passo que, permite ao profissional identificar preliminarmente a morfologia das bactérias em esfregaços de pus ou fluídos orgânicos, permite ao clínico monitorar a infecção até que dados de cultura estejam disponíveis (RIBEIRO, STELATO, 2011).
O método consiste no tratamento de um esfregaço onde se utiliza um corante primário, o cristal violeta, seguido de um fixador, o lugol, um descorante, o álcool a 95% e um corante secundário que é a fucsina. As bactérias Gram-positivas retém o cristal violeta devido à presença de uma espessa camada de peptidoglicano em suas paredes celulares, apresentando-se na cor roxa. Já as bactérias Gram-negativas possuem uma parede de peptidoglicano mais fina que não retém o cristal violeta durante o processo de descoloração e recebem a cor vermelha no processo de coloração final (TRABULSI, ALTERTHUM, 2015).
2.1.2 Objetivo
O método de Gram é utilizado para classificar as bactérias com base na forma, nos arranjos e na reação a coloração aplicada nesse método. O uso de agentes químicos específicos no procedimento de coloração de Gram permite que as bactérias retenham a cor com base nas diferenças estruturais físicas e químicas da parede celular. Sendo assim são classificadas em dois grupos distintos: as que adquirem coloração azul violeta são denominadas Gram-positivas, e as que adquirem coloração vermelha, denominadas Gram-negativas (OPLUSTIL, et al.,2010).
2.1.3 Material e Métodos 
Materiais: 
· Esfregaço com amostra biológica;
· Cristal de violeta;
· Lugol;
· Álcool;
· Fucsina;
· Pipeta de Pasteur;
· Microscópio com objetiva de imersão;
· Óleo de imersão.
O método consiste confeccionar o esfregaço com um swab com amostra biológica e espalhar sobre a lâmina em movimento circular e fixando em calor, no bico de Bunsen. Em seguida realizar a coloração, para isto deve-se cobrir o esfregaço com cristal de violeta e deixar por aproximadamente 1 minuto, feito isso, escorra o corante e lave em um filete de água corrente, em seguida cubra a lâmina com lugol deixando agir por aproximadamente 1 minuto ao findar este tempo escorra o lugol e lave em um filete de água corrente, segue-se cobrindo a lâmina com álcool deixando agir por aproximadamente 10 a 15 segundos lavando em um filete de água corrente e por fim cubra a lâmina com fucsina e deixe agir por aproximadamente 30 segundos lavando em seguida com um filete de água corrente (OPLUSTIL, et al.,2010).
Deixar secar ao ar livre e logo após observar em objetiva de imersão (100 X). As bactérias que adquirem a coloração azul violeta são chamadas de Gram-positivas e aquelas que adquirem a coloração vermelho são chamadas de Gram-negativas (OPLUSTIL, et al.,2010).
2.1.4 Resultado e Discussão
 
Paciente: Amostra 1
Material:
Resultado: Negativo 
A lâmina analisada apresentou resultado negativo. As interpretações dos esfregaços corados pelo Gram envolvem considerações relacionadas com as características da coloração, tamanho, forma e a grupamento das células. O isolamento e a identificação de bactérias de pacientes auxilia o tratamento uma vez que doenças infecciosas são causadas por bactérias diferentes apresentam uma variedade de cursos e consequências (ESTRIDGE, REYNOLDS, 2011).
No grupo de bactérias gram positivos os mais comumente encontrados são Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes e Streptococcus faecalis. Já no grupo de bactérias gram negativas são Pseudomonas aeruginosa, Haemophilus influenzae, Escherichia coli, Helicobacter pylori, Treponema pallidum e Klebsiella (MURRAY, 2006).
2.1.5 Conclusão
A coloração de Gram é de suma importância para identificar as bactérias em gram positivas e gram negativas, para que se possa diagnosticar e tratar as doenças causadas por esses microrganismos patogênicos.
2.1.6 Desafios encontrados 
 O desafio encontrado foi na analise da lâmina, ao passo que as bactérias são minúsculas, sendo necessário muita atenção e olhar clínico para saber diferenciar as formas e arranjos. 
2.2 ZIEHL NEELSEN
2.2.1 Introdução 
A técnica de Ziehl-Neelsen foi desenvolvida por Franz Ziehl e posteriormente melhorada por Friedrich Neelsen, no final do século 19. Essa técnica de coloração é mais agressiva que a técnica de Gram, sendo utilizada em diagnóstico de bactérias do gênero Mycobacterium e Nocardia que são resistente coloração de Gram (OPLUSTIL, et al.,2010).
Essas bactérias são denominadas de bacilos álcool-ácido-resistentes (BAAR). A característica álcool-ácido-resistente é conferida a essas bactérias devido ao alto teor de lipídeos estruturais na parede celular, que causa uma grande hidrofobicidade, que dificulta a ação de corantes aquosos. A pesquisa de bacilos álcool-ácido resistentes (BAAR) em materiais clínicos pode constituir a primeira evidência de doença, permitindo assim o início de um tratamento, enquanto aguarda-se o resultado de cultura (TRABULSI, ALTERTHUM, 2015).
Na técnica de Ziehl-Neelsen, após o processo de coloração da amostra, a fucsina de Ziehl irá corar todos os elementos celulares de vermelho, porém após a descoloração com o álcool, somente os bacilos álcool-ácidos-resistente irão continuar preservando a cor vermelha, os demais elementos celulares na amostra serão descorados. Então, para podermos visualizar os outros elementos celulares (descorados) na amostra, deve-se utilizar azul de metileno, que dará um contraste, deixando os elementos celulares em azul e os bacilos álcool-ácidos-resistentes continuarão em vermelho (RIBEIRO, STELATO, 2011). 
2.2.2 Objetivo
Coloração de Ziehl-Neelsen é uma técnica para a coloração de bacilos álcool-ácido resistente (BAAR). É utilizada para a detecção de micobactérias, que são bactérias que possuem uma parede celular constituída de ácidos micólicos resistentes a descoloração por álcool-ácido (OPLUSTIL, et al.,2010).
2.2.3 Material e Método
Materiais: 
· Amostra biológica;
· Alça bacteriológica;
· Lâminas para microscopia;· Bico de Bunsen ou vela;
· Suporte para coloração;
· Fucsina fenicada;
· Azul de metileno;
· Óleo de imersão;
· Microscópio. 
O método consiste em colocar as lâminas confeccionadas e já fixadas em suporte apropriado, cobrir todo o esfregaço com a solução de fucsina fenicada de Ziehl-Neelsen, aquecer a lâmina durante 5 minutos, cuidando para que o líquido não entre em ebulição ou ainda que seque; Retirar a lâmina do suporte e lavar rapidamente em água corrente sob baixa pressão, descorar os esfregaços usando a solução descorante gotejando-a sobre a lâmina inclinada até que não remova mais corante, lavar a lâmina em água corrente sob baixa pressão, cobrir todo o esfregaço com azul de metileno Loeffler por 1 minuto, lavar em água corrente e deixar secar na posição vertical ao ar; levar ao microscópio e analisar usando a objetiva de imersão (LABORCLIN, 2018).
2.2.4 Resultado e Discussão
Paciente: Amostra 2
Material: Escarro
Resultado: Negativo 
A coloração de Ziehl Neelsen é o método mais rápido para detecção de micobactérias. O Mycobacterium tuberculosis é o agente etiológico da tuberculose, doença infecto-contagiosa pulmonar de amplitude mundial. É transmitido através de gotículas de saliva, espirros e tosse, contendo o bacilo (FERREIRA et al., 2005).
O diagnóstico da doença é obtido através de achados clínicos e exames radiológicos, sendo confirmado com exame laboratorial, como a baciloscopia e a cultura. A baciloscopia identifica os Bacilos-Álcool-Ácido-Resistentes (BAAR), sendo considerado um método diagnóstico rápido e barato, mas que apresenta uma baixa sensibilidade, já a cultura tem alta sensibilidade, mas a reprodução do bacilo é lenta (LIMA et al., 2017).
2.2.5 Conclusão
Pelo fato das bactérias álcool-ácido resistentes não corarem na coloração de Gram, foi desenvolvida uma nova técnica de coloração onde se aquece a lâmina corada com fucsina para derreter a camada lipídica e assim então adquirir uma cor avermelhada, evidenciando os BAAR, já as demais estruturas se coram em azul.
2.2.6 Desafios Encontrados
O desafio encontrado foi que durante o processo de coloração esfregaço perdeu algumas partes restando apenas resquícios da amostra dificultando a visualização de microrganismos.
3. CULTURAS
3.1 UROCULTURA
3.1.1 Introdução
A Infecção do trato urinário (ITU) é caracterizada pela colonização de bactérias no aparelho urinário, do qual fazem parte os rins, ureteres, bexiga e uretra. Possui maior incidência principalmente na população do sexo feminino, devido a anatomia do trato urinário da mulher, mas não somente, forma de estilo de vida e demais doenças podem favorecer a ITU (LIMA, 2019).
A urocultura permite identificar e quantificar os agentes patológicos causadores de ITU, sendo considerada padrão-ouro. Solicitada geralmente quando o paciente quando o paciente apresenta desconforto ao urinar, como ardência, micção frequente e presença de sangue na urina. A amostra de ser preferencialmente a primeira urina da manha de jato médio, com adequada assepsia da região anatômica envolvida. Este exame consiste em semear uma alíquota de urina em uma placa de petri com ágar e observar o crescimento de colônias bacterianas (MENDONÇA et al., 2015).
Para o cultivo o ágar CLED é o mais apropriado, sendo um meio não seletivo que promove o crescimento de agentes patogênicos urinários e devido a deficiência de eletrólitos minimiza a formação de véu presente nas espécies de Proteus spp., ao passo que o véu tende a se sobrepor sobre outros microrganismos (LABORCLIN, 2018; OPLUSTIL et al., 2010).
3.1.2 Objetivo
A urocultura tem como objetivo identificar e quantificar os microrganismos patogênicos presente na urina mediante uma infecção (OPLUSTIL et al., 2010).
3.1.3 Material e Método
Materiais:
· Amostra biológica;
· Alça de platina;
· Bico de Bunsen;
· Estufa;
· Fluxo laminar;
· Meio de cultura CLED;
· Placa de petri.
Para a realização das uroculturas, as amostras de urina devem ser primeiramente homogeneizadas e então com o auxilio de uma alça de platina de 1 μL flambar e mergulhar na amostra, em seguida fazer uma linha central no ágar CLED e semear em xadrez, fazendo estrias na horizontal e na vertical. Feito isso incubar a placa em estufa a 37ºC por 24 horas e após analisar o crescimento de colônias (RIBEIRO, STELATO, 2011).
3.1.4 Resultado e Discussão
Paciente: Amostra 3 
Material: Urina
Resultado: Ausência de crescimento bacteriano
As infecções do trato urinário (ITU) acometem indivíduos no mundo inteiro e são causadas principalmente por bactérias Gram-negativas, sendo o diagnóstico laboratorial representado pelo crescimento bacteriano igual ou acima de 100.000 unidades formadoras de colônia por mililitro (mL) de urina (100.000 UFC/mL) (MENDONÇA et al., 2015).
As bactérias Gram-negativas são mais prevalentes nas ITUs, sendo a Escherichia coli e Staphylococcus saprophyticus as mais comumente isoladas. Outras bactérias que podem estar envolvidas são Staphylococcus aureus, Streptococcus dos grupos B e D, Enterococcus faecalis, Klebsiella pneumoniae, Enterobacter spp., Proteus spp. e Pseudomonas spp. (TORTORA et al, 2012).
Uma observação importante é que os microrganismos a microbiota normal podem ser dispostos como patogênico em casos o qual a clínica do paciente é preditiva de infecção urinária, em alterações na urina, alta contagem de colônias ou para pacientes frequentemente assintomáticos, como gestantes, idosos e lactentes, que possuam crescimento acentuado. 
3.1.5 Conclusão
As ITUs são bem frequentes, sendo necessário a cultura de urina para diagnosticar a bactéria responsável por esta infeção. Para se ter um resultado fidedigno é necessário uma coleta da amostra de forma correta evitando possíveis contaminações.
Desafios Encontrados
O desafio encontrado foi no momento da semeadura, ao passo que para isto precisa ter uma mão leve para não perfurar o meio de cultura.
3.2 COPROCULTURA
3.2.1 Introdução 
A coprocultura é o exame bacteriológico das fezes, muito usado no diagnóstico de infecções do trato gastrointestinal que desencadeiam casos de gastroenterite adulta e diarreias severas em crianças (SILVA, 2008).
Para o cultivo são usados dois principais meios o MacConkey e o SS (Salmonella-Shigella). O Ágar MacConkey é um meio seletivo para enterobactérias proposto à detecção, isolamento de bacilos Gram negativos (enterobactérias e não fermentadores) e verificar a fermentação ou não da lactose. É o principal Ágar para crescimento e isolamento de E. coli. Já o ágar SS é um meio diferencial seletivo utilizado no isolamento de bacilos entéricos patogênicos especialmente os que pertencem ao gênero Salmonella spp. e Shigella spp., provenientes de amostra de fezes (MURRAY, 2006). 
3.2.2 Objetivo
A cultura de fezes identifica microrganismos enteropatogênicos em casos de diarreia aguda ou crônica (RIBEIRO, STELATO, 2011).
3.2.3 Material e Método
Materiais:
· Ágar MacConkey e SS;
· Amostra biológica enriquecida no caldo GN;
· Alça de platina;
· Bico de Bunsen;
· Estufa;
· Placa de petri.
O método baseia-se em semear a amostra com em ágar SS ou MacConkey na forma de esgotamento, prosseguir incubando em estufa por 24 horas. Realizar leitura, observando o crescimento de colônias (RIBEIRO, STELATO, 2011).
3.2.4 Resultado e Discussão
Durante o estágio não foi realizado o exame de coprocultura. Os microrganismos encontrados como Escherichia coli, Fusobacterium spp., Lactobacillus, Enterococcus spp., Citrobacter spp., Proteus spp., Klebsiella spp., Campylobacter spp. e Candida (microbiota normal), são indicativos de contaminação. Ainda assim, microrganismos da microbiota normal podem ser dispostos como patogênicos em casos que a amostra estiver diarreica ou que a clínica do paciente seja indicativa de infecção intestinal (TORTORA et al, 2012).
3.2.5 Conclusão
Este exame é realizado rotineiramente em laboratórios de microbiologia para diagnóstico de infecções intestinais, permitindo identificar e diferenciar a bactéria responsável. Como toda cultura o resultado costuma ser um pouco demorado,sendo necessário esperar o crescimento de colônias bacterianas.
3.2.6 Desafios Encontrados
Como este exame não foi realizado, então não se obteve desafios.
3.3 HEMOCULTURA
3.3.1 Introdução
A hemocultura é um exame utilizado para investigar presença de microrganismos viáveis no sangue paciente, quando positivo significa que há um agravamento do processo infeccioso. Sendo realizado frequentemente em pacientes hospitalizados, ao passo que a maioria dos casos de sepse ocorre em ambiente hospitalar. Sepse é denominado uma resposta inflamatória decorrente de um processo infeccioso causado por bacteremia (BRZEZINSKI et al., 2017).
A bacteremia é quando ocorre a invasão do sangue por microrganismos e comumente ocorre pela drenagem dos microrganismos a partir de um foco primário de infecção através de vasos linfáticos e daí até o sangue ou pela entrada direta na corrente sanguínea, via agulhas, ou outros equipamentos vasculares. Grande parte das infecções são de origem hospitalar, e envolvem microrganismos que possuem maior resistência aos antimicrobianos (FERNANDES, 2017).
Para realizar a cultura é necessário coletar sempre duas amostras, para ter uma contra prova, idealmente antes da antibioticoterapia, sendo fundamental realizar assepsia com material adequado de forma que impeça o crescimento de microrganismos indesejáveis, a fim de produzir resultados mais fidedignos (ARAUJO, 2012).
O meio ágar sangue tem como finalidade, permitir o crescimento da maioria dos microrganismos gram-positivos e gram-negativos, esse meio permite o crescimento de bactérias que produzem reações hemolíticas. Após inserir a amostra em placa, o crescimento é observado em 24 horas. Colônias de S. aureus apresentam hemácias lisadas, com formação de um halo (OPLUSTIL et al., 2010).
3.3.2 Objetivo 
Determinar a presença de bactérias na corrente sanguínea, através do diagnóstico e possibilitar o direcionamento para o tratamento, através da realização do antibiograma (BRZEZINSKI et al., 2017).
3.3.3 Material e Método
Materiais:
· Seringa e agulha 
· Algodão 
· Álcool a 70% 
· Alça bacteriológica
· Bico de Bunsen 
· Estufa 
· Iodo polvidine (PVPI) 
· Garrote 
· Frasco de hemocultura
· Meio de cultura (ágar sangue)
O método baseia-se na obtenção de uma punção em que haja menor risco de contaminantes. Limpar a tampa do frasco com álcool 70%, identificar o frasco com os dados do paciente. Proceder com assepsia no local da punção com PVPI em movimentos circulares de dentro para fora. Colher a amostra com seringa de 5 ml, transferir para o frasco imediatamente. Homogeneizar, e deixar na estufa por 7 dias para obter resultado. Após os 7 dias de incubação na estufa, o frasco é retirado, e com uma seringa é aspirado uma alíquota da amostra homogeneizada, para ser inoculada em placa contendo o meio de cultura ágar sangue, semear por esgotamento. Esperar 24 horas para identificar o crescimento, e realizar a análise (RIBEIRO, STELATO, 2011).
3.3.4 Resultado e Discussão
Paciente: Amostra
Material: Sangue
Resultado: Ausência de crescimento bacteriano.
O resultado exibido acima representa uma amostra, onde a cultura realizada não obteve crescimento de microrganismos, sendo assim considerada negativa para presença de bacteremia no sangue. Quando uma cultura apresenta positividade, sem mesmo que o paciente apresente sinais e sintomas, ou há uma amostra positiva entre várias outras negativas, deve ser considerado uma eventual contaminação (ARAUJO, 2012). 
Alguns microrganismos apresentam grande positividade para bacteremia como, Staphylococcus aureus, Neisseria meningitidis, Streptococcus entre outros. Outros se apresentam quando o indivíduo esta imunussuprimido por conta de um câncer ou leucemia, como Aeromonas, Campylobacter, Clotrridium (ARAUJO, 2012).
3.3.5 Conclusão
Para este exame é necessário à realização correta da assepsia e da punção, para evitar possíveis contaminações interferindo no diagnóstico correto da amostra. 
3.3.6 Desafios Encontrados
Os desafios foram encontrados no momento da coleta da amostra, onde depois da higienização com PVPI foi necessário fazer a punção sem poder sentir novamente a veia, seguindo apenas a marcação feita anteriormente indicando o sentido da veia.
3.4 ANTIBIOGRAMA
3.4.1 Introdução
O antibiograma tem como princípio, avaliar a sensibilidade de microrganismos frente a concentração pré-estabelecidas, de antibióticos inoculados em placa ágar Mueller-Hinton, contendo a amostra a ser investigada. A prova bioquímica é indicada para qualquer microrganismo que está relacionada a um processo infeccioso (RIBEIRO, STELATO, 2011).
O método de difusão de discos ou fitas que contenham o antimicrobiano, são inoculados em placa com meio de cultura ágar, sendo uniformemente semeada com a amostra a ser analisada. Os discos impregnados na placa, formam um gradiente de concentração, onde os microrganismos vão resistir ou sensibilizar aos antibióticos. A base para julgar um antimicrobiano, é através da observação e medição do tamanho real do halo formado ao redor do disco (OPLUSTIL et al., 2010).
A determinação do perfil de sensibilidade das bactérias aos antibióticos, são de grande valia para o ponto de vista clínico e epidemiológico. A indicação do teste é fundamental para microrganismos que demonstram comportamento incerto, diante de um tratamento por adquirirem mecanismo de resistência (TRABULSI; ALTERTHUM, 2015).
O ágar utilizado para realizar a prova do antibiograma, verificando a suscetibilidade dos antimicrobianos, perante a inoculação dos microrganismos é o Mueller-Hinton. Crescem nesse meio, enterobactérias, não fermentadores, Staphylococcus e Enterococcus spp (TRABULSI; ALTERTHUM, 2015).
3.4.2 Objetivo
O objetivo do antibiograma é analisar a sensibilidade ou resistência com a medição dos halos que se forma em volta dos discos de antibióticos pré determinados após o crescimento dos microrganismo inoculado (OPLUSTIL et al., 2010).
3.4.3 Material e Método
Materiais:
· Placa de petri
· Ágar Mueller Hinton
· Swab
· Tubo de ensaio
· Solução fisiológica
· Amostra
· Discos de antimicrobianos
· Estufa
· Bico de Bunsen
· Pinça
O método é realizado com uma amostra de um microrganismo isolado. Em um tubo de ensaio é adicionado 1000 μl de solução fisiológica, em seguida com auxilio de um swab pegar uma alíquota da colônia e adicionar no tubo de ensaio homogeneizando-a, processo denominado escala de MacFarland. Semear em xadrez na placa contendo ágar Mueller-Hinton. Após semeadura, é realizada a distribuição dos discos de antibióticos, é necessário distribuir de forma adequada, mantendo uma distância entre os discos, para leitura e analise dos resultados (RIBEIRO; STELATO, 2011).
3.4.4 Resultado e Discussão
Antibiograma
	RESISTENTE
	SENSÍVEL
	CIPROFLOXACINA
	POLIMIXINA
	IMIPENEM
	MEROPENEM
	PIPERACICLINA
	AMICACINA
	LEVOFLOXACINA
	
	NORFLOXACINA
	
	CEFTAZIDIMA
	
	CEFEPIME
	
	AZTREONAM
	
Para este antibiograma foi utilizado uma amostra de Pseudomonas aeruginosa, que após o crescimento foi medido o diâmetro dos halos formados na placa com uma régua. Os resultados estão expressos na tabela acima onde é apresentado os que são sensíveis e resistentes a bactéria, demonstrando que esta bactérias apresentou sensibilidade apenas para 3 antibióticos sendo eles poli quais antibióticos serão indicados no tratamento (RIBEIRO, STELATO, 2011).
As infecções por Pseudomonas aeruginosa são mais frequentes em pacientes hospitalizados imunodeprimidos. Esta bactéria permanece como um dos mais prevalentes agentes das infecções hospitalares, pela habilidade que possui de se desenvolver no próprio ambiente hospitalar, como no ar, em reservatórios de água e outros fluídos, e em superfícies inanimadas que cercam o paciente, proporcionando focos de contato e de transmissão (LINCOPAN; TRABULSI, 2008).
Esta espécie é naturalmente resistente a vários tipos de antibióticos, pela presença de uma membrana dupla (que é rica de uma molécula de Lipopolissacarídeo - L.PS, sendo esta uma endotoxina) envolvendo cada célula bacteriana, que impedea entrada de determinados antibióticos na célula (LINCOPAN; TRABULSI, 2008).
Entre os mecanismos responsáveis pela resistência ao IPM, a impermeabilidade da membrana, devido à perda de porinas ou à superexpressão das bombas de efluxo, confere uma resistência adicional a várias classes de antibióticos como resultado de um efeito cascata gerado por múltiplos mecanismos de resistência inter-relacionados (FEHLBERG, 2010).
3.4.5 Conclusão
A prova de sensibilidade a agentes antimicrobianos é útil, não apenas para o tratamento, mais também para investigação da epidemiologia, identificar e testar novos medicamentos. É muito importante que antes de ministrar um tratamento se tenha um conhecimento sobre a resistência e a sensibilidade do agente patógeno frente o antibiótico utilizado.
3.4.6 Desafios Encontrados
Os desafios encontrados foram em distribuir e colocar os discos de antibiótico de maneira correta na placa, sendo que algumas vezes os discos caiam em local errado, tendo que medir novamente os espaços em que seriam inseridos os outros.
4. CONCLUSÃO GERAL
O estágio supervisionado de microbiologia é de suma importância para a formação acadêmica, ao passo que trás a realidade de uma rotina laboratorial, proporcionado à união da teoria com a prática, aumentando os conhecimentos e habilidades em cada técnica realizada em cada lâmina analisada. É preciso ter calma e concentração realizar a colorações e culturas e para analisar os resultados para o fechamento do diagnóstico.
 
5. REFERÊNCIAS
ARAUJO, M. R. E. Hemocultura: recomendações de coleta, processamento e interpretação dos resultados. Jornal Infect Control. 2012; 1 (1): 08-19. São Paulo.
BRZEZINSKI, L. S.; et al. Incidência de bacilos gram-negativos não fermentadores de glicose isolados de hemoculturas de pacientes oncológicos. Cadernos da Escola de Saúde. Curitiba, 2017. Disponível em: . Acesso em: 29 julho 2020.
ESTRIDG, Barbara H; REYNOLDS, Anna P. Técnicas básicas de laboratório clínico. 5ed. Porto Alegre: Artmed, 2011.
FEHLBERG, L. C. C. Estudo comparativo dos mecanismos de resistência aos beta-lactâmicos em amostras clínicas de Pseudomonas aeruginosa isoladas de infecção de corrente sanguínea no Brasil e nos Estados Unidos da América. 2010. Dissertação (Mestrado) – Escola Paulista de Medicina, Universidade Federal de São Paulo.
FERREIRA, A. A. A. et al. Os fatores associados à tuberculose pulmonar e a baciloscopia: uma contribuição ao diagnóstico nos serviços de saúde pública. Revista Brasileira de Epidemiologia, v. 8, p. 142-149, 2005.
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