AÇÃO DOS HORMÔNIOS TIREOIDIANOS SOBRE O POTENCIAL DE AÇÃO COMPOSTO DO NERVO CIÁTICO DE RATO

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UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE MESTRADO ACADÊMICO EM CIÊNCIAS FISIOLÓGICAS 
 
 
 
Kalina Kelma Oliveira de Sousa 
 
 
 
AÇÃO DOS HORMÔNIOS TIREOIDIANOS SOBRE O 
POTENCIAL DE AÇÃO COMPOSTO DO NERVO 
CIÁTICO DE RATO 
 
 
 
 
 
Fortaleza - Ceará 2006 
 
 
 
Kalina Kelma Oliveira de Sousa 
 
 
 
 
 
 
 
AÇÃO DOS HORMÔNIOS TIREOIDIANOS SOBRE O 
POTENCIAL DE AÇÃO COMPOSTO DO NERVO 
CIÁTICO DE RATO 
 
 
Dissertação apresentada ao Curso de Mestrado Acadêmico em Ciências Fisiológicas do Centro de Ciências da Saúde da Universidade Estadual do Ceará, como requisito para obtenção do título de Mestre em Ciências Fisiológicas. 
 
Orientador: 
Prof. Dr. José Henrique Leal Cardoso 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fortaleza – Ceará 2006 
 
Kalina Kelma Oliveira de Sousa 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ação dos Hormônios Tireoidianos sobre o Potencial de Ação Composto do Nervo 
Ciático de Rato 
 
 
Dissertação submetida á coordenação do 
Curso de Mestrado Acadêmico em Ciências 
Fisiológicas, da Universidade Estadual do Ceará, como requisito para obtenção do título de Mestre em Ciências Fisiológicas. 
 
 Aprovada em 25 / 04 / 2006 
 
 
 
 
Banca Examinadora 
 
 
 
 
____________________________________________ 
Orientador: Prof. Dr. José Henrique Leal Cardoso 
Universidade Estadual do Ceará 
 
 
 
____________________________________________ 
Prof. Dr. Otoni Cardoso do Vale 
Universidade Federal do Ceará 
 
 
 
____________________________________________ 
Profa.Dra. Aline A. Cavalcante de Albuquerque 
Universidade Estadual do Ceará 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
À minha mãe( in memorian), razão da minha existência e fonte de toda a minha motivação. 
AGRADECIMENTOS 
 
 
 A Deus, pela minha vida, pelas constantes oportunidades, provações, desafios e conquistas alcançadas. 
 
 A minha mãe, pelo amor dado a mim em vida, sendo meu exemplo de força, fé e dignidade. 
 
 Aos meus irmãos Aldivan Junior, Kélen e Katiane, aos tios e primos pelo constante incentivo e apoio. 
 
 À minha tia-mãe, Rita Laura pelo incentivo e pela eterna disponibilidade em ajudar. 
 
 Ao meu orientador José Henrique Leal Cardoso, por seu voto de confiança e amizade ao longo deste processo de aprendizagem. 
 	 
 A minha co-orientadora Andrelina Noronha, pela força e pelo incentivo maior, ferramentas imprescindíveis a realização deste projeto. 
 
 Agradeço ao Dr.Manoel Maia Alves pela colaboração voluntária e de grande importância para o início deste trabalho. 
 
 	Aos professores do Curso de Mestrado Acadêmico em Ciências 
Fisiológicas pela dedicação e profissionalismo. 
 
 Aos colegas do Curso de Mestrado Acadêmico em Ciências Fisiológicas e, em especial, à Hermógenes David, Higina Melo, Delane Gondim, Daniel Magalhães, Eduardo Ribeiro,Nilson, Mário, Márcia Marques, Magnely, Mirizana, Paulo Marcelo, Andrezza e Kátia Virgínia, pela sincera e estimada amizade conquistada ao longo de tantos momentos. 
 
 Aos meus bolsistas e amigos Flavia, Vladimir, Orleâncio e Márcia pelo apoio, pela amizade e pela dedicação ao trabalho. 
 
 Aos meus amigos do laboratório de eletrofisiologia dentre eles, Pedro Militão, Frank, Mirele, Luiz, Kerly e todos que colaboraram de forma direta e indireta para a realização deste trabalho. 
 	 
 Às minhas amigas Silvia Fernanda, Adriana Figueiredo e Gardevânia Farias, sempre tão companheiras e repletas de carinho e de palavras amigas nas horas mais incertas. 
 
 Aos meus amigos Antônio Alfredo e Marcelo Queiroz, mesmo estando distantes sempre foram meus aliados 
 
 A todos, que de uma certa forma, fizeram-se presentes e contribuíram para a concretização de mais um passo neste longo trajeto. 
 
 	 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Se você tiver grandes sonhos... 
Seus erros produzirão crescimento, 
Seus desafios produzirão oportunidades, 
Seus medos produzirão coragem. 
 
Augusto Cury 
 
 
 
 
 
RESUMO 
 
Os hormônios tireoidianos são ativos participantes no crescimento na diferenciação celular e no metabolismo do organismo, sendo essenciais para o desenvolvimento somático e neural. A falta desses hormônios leva a estados patológicos, como a diminuição do desenvolvimento da árvore dendrítica, do número de sinapses axônio-dentrito, além de provocar defeitos de mielinização. Este estudo objetivou investigar os efeitos do hipotireoidismo experimental no potencial de ação composto (PAC), nos parâmetros de excitabilidade neural em nervo ciático de rato. Foram utilizados ratos wistar machos (200g) de 4 e 8 semanas de idade, para a indução de hipotireoidismo experimental químico pela administração do propriltiuracil. Após 16 semanas da indução de hipotireoidismo (confirmado por dosagem sangüínea de TSH, T3 e T4), os animais controle dos grupos de quatro e oito semanas foram subdivididos e submetidos a injúria por constrição crônica (ICC) e 15 dias após foram sacrificados por deslocamento cervical, para a retirada do nervo. Utilizou-se a técnica de registro extracelular descrita em Cardoso (2005), onde foram aplicados aos nervos, estímulos elétricos e após 90 minutos de estabilização foram avaliados os parâmetros de reobase, cronaxia, velocidade de condução dos componentes amplitude pico-a-pico, amplitude positiva dos componentes, integral e ocorrência dos componentes α, β e γ do PAC realizando uma análise comparativa entre os grupos. Os dados foram expressos como a média ± erro padrão da média e analisados por testes paramétricos e não-paramétricos. As médias foram consideradas diferentes significativamente quando p≤0,05. Nos resultados a velocidade de condução do primeiro componente dos controles de quatro semanas (69,67±4,6m/s (n=27)) e oito semanas (67,03±5,4m/s (n=26)) de início do tratamento com PTU foi reduzida em todos os grupos (teste t –Student); no grupo hipotireoideo para 45,8±4,34m/s (n=19) e 46,28±1,52m/s (n=24), nos grupos submetidos a ICC para 36,22±2,72m/s (n=6), 47,5±4,26m/s (n=27) (teste tStudent) e nos grupos hipotireoideo associado a ICC para 42,7±5,85m/s (n=12), 46,93±3,26m/s (n=28) (teste t-Student); respectivamente. A amplitude pico-a-pico do PAC no grupo controle de oito semanas (5,96±0,58mV (n=26)) apresentou-se aumentada no grupo hipotireoideo 7,3±0,67mV (n=29) (ANOVA). Amplitude do 2º componente no grupo controle de oito semanas (0,97±0,3mV (n=26)) foi aumentada no grupo hipotireoideo (2,03±0,38mV (n=27)) (ANOVA). A reobase no grupo controle de oito semanas (2,81±0,13V(n=26) aumentou no grupo hipotireoideo de oito semanas (3,1±0,06V (n=29)). A cronaxia no grupo controle de oito semanas (49,61±3,38µs (n=26)), aumentou significativamente no grupo hipotireoideo para 57,55±2,17 µs (n=29), no grupo ICC para 65,8±5,57µs (n=27) e no grupo hipotireiodeo/ICC 72,78±9,23 µs (n=28) ( teste t –Student), no grupo controle de quatro semanas (57,5±1,8µs (n=27)) houve aumentou apenas no grupo hipotireoideo com ICC (67,5±4,3µs (n=12)) (ANOVA). A ocorrência dos componentes α, β e γ do PAC n o grupo controle do grupo quatro semanas (100%, 100% e 51,85% (n=27)) e no grupo de oito semanas (100%, 92,3% e 50% (n=26)) foram reduzidas, no grupo de ICC de quatro semanas no 2º componente e abolidas no 3º componente (100%,16,66% (n=6)) (teste de Fisher); no grupo ICC de oito semanas as ocorrências foram reduzidas do controle para 100%, 35,71% e 3,57% (n=28). No grupo hipotireoideo/ICC de quatro semanas (100%, 8,33% (n=12)) (teste de Fisher) houve redução significativa do 2º componente e abolição do 3º componente e no grupo de oito semanas (100%, 34,61% e 11,53% (n=26) (teste de Fisher) houve redução das ocorrências dos componentes. Nos grupos de ratos com apenas hipotireoidismo de quatro e oito semanas não houve redução significante. Os dados mostram que ratos submetidos ao hipotireoidismo experimental e com associação
a ICC apresentaram redução de parâmetros da excitabilidade neural. 
PALAVRAS-CHAVE: 
Hipotireoidismo, potencial de ação composto, nervo ciático, excitabilidade neural. 
 
 
 
ABSTRACT 
 
Thyroid hormones, being endocrine factors very important to the normal growing and cellular differentiation and to the metabolic control of the body, are necessary to the healthy body and neural development. The deficiency of these causes pathologic alterations such as decrease in dendridic tree development and in the number axo-dendridic synapses and deficient axon myelinization. This study aimed to investigate the effects of experimental hypothyroidism on parameters of the compound action potential (CAP) related to neural excitability in rat sciatic nerve. Four (4-week group) or eight (8-week group) week old male wistar rats were used for induction of experimental hypothyroidism by means of administration of propylthiouracil (PTU). The rats of the 4-week group were divided into 4 sub-groups. The first sub-group did not receive any treatment (control). The second, at the 16th week of initiation of protocol underwent chronic constrictive injury (CCI) of the sciatic nerve. The 3rd and 4th sub-groups were treated with PTU and, at the 16th week of treatment with PTU (with hypothyroidism induction confirmed by determination of TSH, T3 and T4 plasma concentration) one sub-group underwent chronic constrictive injury (hypothyroid-CCI) of the sciatic nerve whilst the other did not (hypothyroid). This same procedure was done for the 8-week group. Compound action potential extracellular recording was done as described previously by Leal-Cardoso et al (Braz. J. Med. Biol. Res. 37(8): 1193-1198, 2004). Briefly, nerve were electrically stimulated and after 90 min of stabilization the following parameters were measured: rheobase, chronaxy, integral, peak-to-peak amplitude of CAP, amplitude, velocity and occurrence of α, β e γ components of CAP. Data were expressed as mean ± standard error o mean and analyzed by means of parametric and non-parametric statistical tests, as appropriate. Differences between means were considered statistically significant when the probability for null hypothesis occurrence was ≤ 5%. Concerning results, the velocity of conduction of the α component of CAP in the sub-groups of the 4-week group were: control, 69,67±4,6m/s (n=27); hypothyroid 45,8±4,34m/s (n=19); CCI, 36,22±2,72m/s (n=6); hypothyroid-CCI 42,7±5,85m/s (n=12). In the 8-week group these velocities were: control, 67,03±5,4m/s (n=26); hypothyroid, 46,28±1,52m/s (n=24); CCI, 47,5±4,26m/s (n=27); hypothyroid-CCI, 46,93±3,26m/s (n=28). All these conduction velocities significantly differed from their respective controls. Rheobase, in the sub-group hypothyroid of the 8-week group (3,1±0,06V (n=29) significantly differed from control (2,81±0,13V(n=26). Chronaxy, in hypothyroid (57,55±2,17 µs (n=29)), CCI (65,8±5,57µs (n=27)), and hypothyroid-CCI (72,78±9,23 µs (n=28)) sub-groups of 8-week group significantly differed (p ≤ 0,05, ANOVA) from control (49,61±3,38µs (n=26)). In 8-week group, chronaxy of the hypothyroid-CCI subgroup (67,5±4,3µs (n=12)) significantly differed (p ≤ 0,05, ANOVA) from control (57,5±1,8µs (n=27)). Peak-to-peak amplitude in hypothyroid sub-group (7,3±0,67mV (n=29)) of 8-week group significantly increased (p ≤ 0,05, ANOVA) from control (5,96±0,58 mV (n=26)). Amplitude of CAP β component in hypothyroid sub-group (2,03±0,38mV (n=27)) of 8-week group significantly increased (p ≤ 0,05, ANOVA) from control (2,03±0,38mV (n=27)). The control occurrences of CAP α, β and γ components in 4- and 8-week groups were 100%, 100% and 51,85%, and 100%, 92,3% and 50% (n=26), respectively. For CCI sub-groups these occurrences in 4- and 8-week groups were 100%, 16,66%, 0,0% (n=6) and 100%, 35,71% e 3,57% (n=28), respectively (significant reduction (Fisher test) of occurrence 2nd and 3rd component). For hypothyroid-CCI sub-groups these occurrences in 4- and 8-week groups were 100%, 8,33%, 0,0% (n=12) and 100%, 34,61% e 11,53% (n=26), respectively (significant reduction (Fisher test) of occurrence 2nd and 3rd component). For hypothyroid sub-groups these occurrences in 4- and 8-week groups did not differ significantly from control to all CAP components (Fisher test).The data show that rats undergoing hypothyroidism and hypothyroidism associated to chronic constrictive injury in a general way showed alteration of CAP parameters indicative of decrease in excitability. 
 
Key words: hypothyroidism, neural excitability, compound action potential, sciatic nerve 
LISTA DE FIGURAS 
 	 
Figura 1 – Tecido Folicular Tireoidiano 	23 
Figura 2 – Co-transportador NIS 	26 
Figura 3 – Mecanismo de ação hormonal 	32 
Figura 4 – Mecanismo da dor 	37 
Figura 5 – Curva de excitabilidade (a) Reobase, (b) Cronaxia 	40 
Figura 6 – Registro original de um potencial de ação composto com 43 presença do 1o componente (a), 2o componente (b) e 3o componente (c) 
Figura 7 – Setup extracelular 	53 
Figura 8 – Esquema explicativo da divisão dos grupos experimentais 	54 
Figura 9 – Ilustração da medida APP 	55 
Figura 10 – Ilustração da medida das amplitudes positivas 1º., 2º., 3º. 56 
Componentes 
Figura 11 – Ilustração da medida da velocidade de condução dos 56 componentes 
Figura 12 – Ilustração da integral dos componentes do PAC 	57 
Figura 13 – Evolução comparativa dos pesos dos ratos tratados e não 58 tratados com PTU por 16 semanas 
Figura 14 – Concentração sérica de triiodotironina (T3) em ng/mL, 60 medida após 16 semanas de uso do propriltiuracil (PTU). 
Figura 15 – Concentração sérica de tetraiodotironina (T4) em ug/dL, 61 medida após 16 semanas de uso do propiltiuracil (PTU). 
Figura 16 – Concentração sérica de hormônio estimulante da tireóide 62 
(TSH) em UI/mL, medida após 16 semanas de uso do propiltiuracil (PTU). 
Figura17 – Efeito do hipotireoidismo e da injúria por constricção 65 crônica (ICC) na reobase do PAC em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito semanas. 
Figura 18 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na cronaxia do PAC 66 em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito semanas de idade. 
Figura 19 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na APP do potencia 70 de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito semanas de idade. 
Figura 20 – Efeito da injúria por constricção crônica ICC na amplitude 71 positiva dos componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com ICC a partir de oito semanas de idade 
Figura 21 – Efeito do hipotireoidismo na amplitude positiva dos 72 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU a partir de oito semanas de idade. 
Figura 22 – Efeito do hipotireoidismo na presença simultânea da 73 injúria por constricção crônica ICC na amplitude positiva dos componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito semanas de idade. 
Figura 23 – Efeito da ICC na velocidade de condução dos 75 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com ICC a partir de oito semanas de idade. 
Figura 24 – Efeito do hipotireoidismo na velocidade de condução dos 76 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU a partir de oito semanas de idade. 
Figura 25 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na velocidade de 77 condução dos componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito semanas de idade. 
Figura 26 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na integral dos 79 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito semanas de idade. 
Figura 27 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na ocorrência dos 80 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito
semanas de idade. 
Figura 28 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na reobase do PAC, 83 em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 29 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na cronaxia do PAC, 84 em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 30 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na APP do potencial 87 de ação composto (PAC), em nervo ciático de rato, tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 31 – Efeito da ICC na amplitude positiva dos componentes do 88 potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 32 – Efeito do hipotireoidismo na amplitude positiva dos 89 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de rato, tratados com PTU a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 33 Efeito do hipotireoidismo e da ICC na amplitude positiva 90 dos componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de rato,tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 34 – Efeito da ICC na velocidade de condução dos 92 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de rato, tratados com ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 35 – Efeito do hipotireoidismo na velocidade de condução dos 93 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de rato, tratados com PTU a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 36 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na velocidade de 94 condução dos componentes do potencial de ação composto 
(PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 37 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na área dos 96 componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Figura 38 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na ocorrência dos 97 
componentes do potencial de ação composto (PAC), em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade 
LISTA DE ABREVIATURAS 
 
AMPc 	Monofosfato de adenosina cíclico 
ATP 	Trifosfato adenosina 
APP 	Amplitude pico -a- pico 
CEMJA 	Centro de Especialidades Médicas José de Alencar 
cm 	Centímetro 
DIT 	Diiodotirosina 
DLD 	Domínio de ligação com DNA 
DLL 	Domínio de ligação com o ligante 
DNA 	Ácido dexoribonucléico 
ER 	Elemento responsivo 
FSH 	Hormônio folículo estimulante FPIA 	Imunoensaio de Fluorecência Polarizada 
g 	Grama 
GH 	Hormônio do crescimento 
H2O2 	Peróxido de hidrogênio 
HTs 	Hormônios tireoidianos 
Hz 	Hertz 
I- 	Iodeto 
ICC 	Injúria por constricção crônica 
K+ 	Potássio 
kDa 	quilo Daltons 
LH 	Hormônio luteinizante 
MEIA 	Enzimaimunoensaio de micropartículas MIT 	Monoiodotirosina mM 	Milimolar 
mRNA 	Ácido ribonucléico mensageiro ms 	Milisegundos 
m/s 	metros por segundo mV 	Milivolts 
Na+ 	Sódio 
Na+ - K+-ATPase 	Bomba de sódio e potássio 
	NADPH 
	Nicotimanida adenina de nucleotídeo fosfato 
	NADPHase 
	Nicotimanida adenina de nucleotídeo fosfato oxidase 
	Ng/ml 
	Nanogramas por mililitros 
	NIS 
	Co-transportador de sódio e iodo 
	PAC 
	Potencial de ação composto 
	pH 
	Potencial de hidrogênio iônico 
	PKA 
	Proteína quinase A 
	PKC 
	Proteína quinase C 
	PTU 
	Propiltiuracil 
	r T3 
	3,3’,5’-triiodotironina 
	RT 
	Receptor tireoidiano 
	RTs 
	Receptores teireoidianos 
	SNA 
	Sistema nervoso autônomo 
	SNC 
	Sistema nervoso central 
	SNP 
	Sistema nervoso periférico 
	T3 
	3,5,3′- triiodotironina 
	T4 
	3,5,3′,5’- tetraiodotironina 
	TBG 
	Proteína ligadora de tiroxina 
	TBPA 
	Pré-albumina ligadora de tiroxina 
	TG 
	Tireoglobulina 
	TPO 
	Tireoperoxidase ou peroxidase tireoidiana 
	TRH 
	Hormônio liberador de tireotrofina 
	TSH 
	Hormônio estimulante da tireóide 
	Ul/ml 
	Unidades internacionais por mililitros 
	UFC 
	Universidade Federal do Ceará 
	USA 
	United States of América 
	V 
	Volts 
	VC 
	Velocidade de condução 
	% 
	Porcentagem 
	5’-D1 
	5’ desiodase tipo 1 
	5’-D2 
	5’ desiodase tipo 2 
	5-D3 
	5 desiodase tipo 3 
	µm 
	Micrometro 
	µs 
	Microsegundos 
	µg/dL 
 
	Microgramas por decilitros 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE TABELAS 
 	 
Tabela 1 – Classificação das fibras nervosas de mamiferos 	46 
Tabela 2 – Efeito do PTU sobre a concentração sérica dos hormônios 59 tireoidianos 
Tabela 3 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na reobase e cronaxia 64 do PAC de nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito semanas de idade. 
Tabela 4 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC isolados e simultâneos 69 sobre a APP e a AP (amplitude positiva dos componentes do PAC, AP+1 amplitude positiva do primeiro componente, AP+2 amplitude positiva do segundo componente, AP+3 amplitude positiva do terceiro componente) nos ratos tratados com PTU e ICC, a partir de oito semanas de idade. 
Tabela 5 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na velocidade de 74 condução dos componentes do PAC em nervo ciático de ratos tratados com PTU a partir da oito semanas de idade. 
Tabela 6 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na área dos 78 componentes do PAC, em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de oito semanas de idade. 
Tabela 7 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na reobase e cronaxia 82 do PAC dos ratos tratados com PTU e ICC a partir de 4 semanas de idade. 
Tabela 8 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC a APP e a AP 86 (amplitude positiva dos componentes do PAC, AP+1 amplitude positiva do primeiro componente, AP+2 amplitude positiva do segundo componente, AP+3 amplitude positiva do terceiro componente), em nervo ciático de ratos tratados com PTU a partir de quatro semanas de idade. 
Tabela 9 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na velocidade de 91 condução dos componentes do PAC em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade. 
Tabela 10 – Efeito do hipotireoidismo e da ICC na área dos 95 
componentes do PAC em nervo ciático de ratos tratados com PTU e ICC a partir de quatro semanas de idade. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE 
 
 
 	 
Lista de Figuras 	 
Lista de Abreviaturas 	 
Lista de Tabelas 	 
Resumo 	 
Abstract 	 
1. Introdução 	21 
1.1.Glândula Tireóide 	21 
1. 2.Hormônios Tireoidianos 	22 
1.2.1. Regulação dos Hormônios Tireoidianos 	22 
1.2.2. Síntese dos Hormônios Tireoidianos 	25 
1.2.3. Secreção e Recuperação da Tireoglobulina 	28 
1.2.4. Transporte dos Hormônios Tireoidianos 	29 
1.2.5. Metabolismo Extratireoidiano 	30 
1.2.6. Mecanismo de Ação dos Hormônios Tireoidianos 	30 
1.2.7. Ações dos Hormônios Tireoidianos 	31 
1.3. Dor Neuropática 	34 
1.4. Potencial de Ação 	36 
1.4.1. Reobase e cronaxia 	39 
1.4.2. Potencial de Ação Composto 	41 
1.5. Nervo Ciático 	42 
1.6. Relevância 	47 
2.Objetivos 	48 
2.1. Objetivo geral 	48 
2.2. Objetivos específicos 	48 
3. Materiais e métodos 	49 
3.1. Materiais 	49 
3.1.1. Animais 	49 
3.1.2. Drogas e soluções 	49 
3.1.3. Equipamentos 	50 
3.2. Métodos 	50 
3.2.1. Indução do Hipotireoidismo 	50 
3.2.2. Pesagem dos ratos 	50 
3.2.3. Coleta sanguínea 	51 
3.2.4. Mensuração dos hormônios tireoidianos 	51 
3.2.5. Indução da Neuropatia 	51 
3.2.6. Registro Extracelular 	52 
3.2.7. Análise de Dados 	55 
3.2.8. Análise Estatística 	57 
4. Resultados 	58 
4.1. Efeito do PTU sobre o peso dos ratos 	58 
4. 2.Concentração sérica dos hormônios tireoidianos após dezesseis 59 semanas do uso do PTU. 
4.3. Registro extracelular do PAC do nervo ciático dos ratos tratados 63 com o PTU a partir de oito semanas de idade. 
4.3.1. Efeito do hipotireoidismo e da ICC sobre os parâmetros da 63 excitabilidade nervosa dos ratos tratados com o PTU a partir de oito semanas de idade. 
4.3.2. Efeito do hipotireoidismo e da ICC sobre os parâmetros da 67 condução nervosa dos ratos tratados com o PTU a partir de oito semanas de idade. 
4.4. Registro extracelular do PAC do nervo ciático dos ratos tratados 81 com PTU
a partir de quatro semanas de idade 
4.4.1. Efeito do hipotireoidismo e da ICC sobre os parâmetros da 81 excitabilidade nervosa do nervo ciático de ratos tratados com PTU a partir de quatro semanas de idade 
4.4.2. Efeito do hipotireoidismo e da ICC sobre os parâmetros da 85 condução nervosa do nervo ciático de ratos tratados com PTU a partir de quatro semanas de idade 
5. Discussão 	98 
6. Conclusão 	106 
7. Referências Bibliográficas 	107 
 	 
 
 
1.INTRODUÇÃO 
 
 
1.1.Glândula Tireóide 
 
 A tireóide (do grego thyreos = escudo) foi a primeira glândula a ser reconhecida como endócrina e é também a primeira a aparecer no embrião humano. Ela se desenvolve como um dirvertículo da faringe primitiva, que se inicia na terceira semana de vida intra-uterina a partir do endoderma. Em seguida desce para porção inferior do pescoço, onde se divide em duas metades, localizadas a cada lado da traquéia. Numa vista anterior a tireóide lembra um formato de borboleta, onde dois lobos laterais estão unidos por um istmo de parênquima glandular, localizado abaixo da cartilagem cricóide, e se apóia frouxamente sobre a traquéia anterior. Cada lobo mede cerca de 2,5-4 cm de comprimento e pesa em torno de 10-20 g no homem adulto (GREENSPAN & STREWLER, 1997). A glândula tireóide é rica em suprimento sanguíneo feito pelas artérias tireocervicais. A inervação é feita pelo sistema nervoso autonômico (BERNE & LEVY ,1998). 
 
 A histogênese da tireóide envolve a diferenciação da massa celular sólida em grupamentos cordonais e posterior formação de aspecto folicular que ocorre por volta da 10.a semana. O aparecimento das funções específicas do órgão está diretamente relacionado com a formação da estrutura glandular. O tecido tireoidiano é composto de folículos de estrutura esferoidal (Figura.1, pág.23), medindo 20-50 µm em seu diâmetro e está organizado em uma camada única de células cúbicas. Cada folículo esta circundado por uma pequena quantidade de tecido conjuntivo contendo muitos capilares que ocupam o espaço interfolicular (AIRES, 1999). 
 
 A membrana basal das células foliculares faz o limite externo do folículo e está próximo aos capilares. Desta forma, nesta face da célula estão presentes os receptores para TSH (hormônio estimulante da tireóide) e outros fatores reguladores. 
 
 A organização intracelular também contribui para a polaridade da célula folicular. Tanto o retículo endoplasmático rugoso quanto o complexo de Golgi são bastante desenvolvidos e ocupam posição intracelular, de maneira a favorecer a síntese e direcionamento de protéinas específicas da tiréoide, a tireoglobulina (TG) e a peroxidase tireoidiana (TPO) para região apical da célula folicular (YEN, 2001). A correlação entre a ausência ou o aumento de tamanho da glândula tireóide e a ocorrência de alterações biológicas em sítios distantes do organismo permitiu inferir que a glândula produz uma substância que afeta alvos distantes (SOUSA, 2001). 
 	 
 A tireóide possui outro tipo de células dispersas pela glândula, em íntima associação com as células epiteliais, células parafoliculares, denominadas células C que são fonte do hormônio polipeptídico calcitonina, que participa na homeostase do cálcio, sendo secretado em resposta ao aumento da calcemia (AIRES, 1999). 
 
1.2.Hormônios Tireoidianos: 
 
 Os hormônios tireoidianos (HTs) incluem a tri-iodotironina (T3) e tetraiodotironina ou tiroxina (T4), reconhecidos como hormônios-chave para o metabolismo corporal, sendo T3 a forma funcionalmente mais ativa. Os hormônios tireoidianos têm muitas ações fisiológicas. Essencialmente modulam todos os caminhos metabólicos através das alterações no consumo de oxigênio e mudanças no metabolismo de proteínas, lipídios, carboidratos e vitaminas. São formados por células foliculares na glândula tireóide, e são liberados no sistema circulatório em resposta ao hormônio estimulante da tireóide TSH (SMITH, et al. 2002). 
 
1.2.1.Regulação dos Hormônios Tireoidianos 
 
 A síntese e secreção dos hormônios tireoidianos são reguladas pelo sistema de feedback negativo que envolve o hipotálamo, hipófise e glândula tireóide (eixo hipotálamo/ hipófise/ tireóide). O hormônio liberador de tireotrofina (TRH) é um tripeptídeo (piroglutamil-histidil-proliamida) sintetizado no núcleo paraventricular do hipotálamo. Este é transportado via axônios da eminência mediana, para a hipófise anterior pelo sistema porta-hipotálamo-hipofisário. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Células 
foliculares 
 
colóide 
Folículos 
 
Figura 1. Tecido folicular tireoidiano Fonte: people.musc.edu/thyroid jpd. 
 
 
 
 
 
 O TRH liga-se aos receptores na hipófise, e uma subpopulação de células hipofisárias sensíveis (tireotrofos) levam a liberação do hormônio estimulante da tireóide (TSH) ou hormônio tireotrófico. Os receptores de TRH são membros da família de receptores acoplados a proteína G com 7 domínios transmembrânicos (YEN, 2001). 
 
 O TRH estimula a secreção e síntese de TSH nos tireotrofos pela ligação com o seu receptor, desencadeando uma cascata de sinalização intracelular, pela via fosfolipase C/ proteína quinase C (PKC) e proteínas quinase dependentes de cálcio, que ativam os fatores de transcrição nuclear dos genes das cadeias α e β de TSH. O TSH é uma glicoproteína com 28 kDa composta por duas subunidades α e β. A subunidade α é comum em outros hormônios como o hormônio luteinizante (LH) e o hormônio folículo estimulante (FSH). A subunidade β confere a atividade biológica específica. 
 
 	A secreção do TRH e do TSH é regulada negativamente pelos hormônios tireoidianos. Um importante mecanismo para regulação negativa do TSH é a conversão na hipófise de T4 em T3 ou na circulação pela desiodase tipo 2 (5’-D2). Adicionalmente 	a 	dopamina 	e 	a 	somatostatina 	do 	hipotálamo 	regulam negativamente a secreção de TSH. O TSH é regulador primário da liberação e secreção dos hormônios tireoidianos. Também tem um importante papel no crescimento e desenvolvimento da tireóide (YEN, 2001). 
 
 O TSH liga-se ao seu receptor da família da proteína GS que é composto por: (1) segmento extracelular de ligação com o TSH, (2) um segmento transmembrânico que forma alças ao cruzar sete vezes a membrana e, ainda, (3) um segmento intracelular que se liga aos sinalizadores intracelulares. No homem, a sinalização intracelular ocorre pela cascata da via adenil-ciclase/AMPc e também pela via fosfolipase A-fosfoinositol, enquanto no rato ocorre apenas a via adenilciclase/AMPc. O TSH estimula a captação de iodo, a síntese de tireoperoxidase (TPO) e tireoglobulina (TG), a geração intracelular de peróxido de hidrogênio (H2O2) e parece influenciar na reabsorção do colóide (AIRES, 1999). 
 
1.2.2. Síntese dos Hormônios Tireoidianos 
 A síntese de T4 e T3 pela glândula tireóide envolve seis passos: (1) transporte ativo do I- através da membrana basal para dentro da célula folicular; (2) oxidação do iodo e iodação dos radicias tirosil na tireoglobulina; (3) acoplamento das iodotirosinas com a molécula de TG e formação de T3 eT4; (4) proteólise da tireoglobulina e secreção de iodotironinas e iodotirosinas; (5) desiodação das iodotirosinas na célula folicular, com conservação do iodo, e (6) em certas circunstâncias, pela enzima intratireoidiana 5′-desiodase tipo 1 (5’-D1), ocorre desiodação de T4 em T3 (GREENSPAN & STREWLER, 1997). 
 O processo de síntese envolve uma única glicoproteína a TG, e uma enzima essencial, a TPO. A tireoglobulina, uma glicoproteína tetramérica (669 kDa) com 5496 aminoácidos, é a principal proteína sintetizada pela tireóide. A síntese de TG é estimulada pelo TSH que ativa a sua transcrição gênica. Após o término da tradução do mRNA, resíduos gliocosídicos são adicionados à molécula de TG ainda no interior do retículo endoplasmático; a molécula madura da TG, no complexo de Golgi, apresenta 30 ramificações compostas de ácido aspártico, manose, galactose, fucose e ácido siálico. A sua secreção é feita simultaneamente com a TPO, contidas nas mesmas vesículas (GREENSPAN & STREWLER,1997).
A TPO é uma glicoproteína ligada a membrana com peso molecular 102 kDa, possui um grupamento heme, oxida simultameamente o iodeto e o radical tirosil da tireoglobulina, unindo-os permamentemente por meio de ligação covalente. A este processo dá-se o nome de organificação do iodo (BERNE & LEVY ,1998). 
 
 A TPO é sintetizada nos ribossomos do retículo endoplasmático rugoso. Depois se insere dentro da membrana nas cisternas e é transferida para a superfície apical pelo complexo de Golgi e vesículas exocíticas, as quais, em seguida,se fundem e se esvaziam para luz folicular. A expressão da TPO é controlada pelo TSH, através da regulação da expressão do seu gene via AMPc/PKA (AIRES, 1999). 
 
 O iodeto é removido da circulação principalmente pela tireóide e pelos rins. As células foliculares captam iodeto por um processo ativo e o concentram no interior do colóide armazenando-o nos folículos O transporte de iodeto é catalisado pelo co-transportador de Na+/I- (NIS) (Figura.2, pág.26), componente intrínseco da célula folicular, uma proteína integral da membrana. A energia para o seu funcionamento é derivada do potencial eletroquímico transmembranal do Na+, que é originado pela Na+/K+ ATPse. Assim com o retorno passivo do Na+ para o interior da célula folicular , o iodeto é co-transportado para o interior da célula, via NIS, onde irá se difundir no sentido do colóide (BERNE & LEVY ,1998). 
 
 O transporte de iodeto é estimulado pelo TSH, e quase bloqueado após supressão do mesmo. Sabe-se que essa estimulação depende da ativação da adenilciclase com consequente aumento do AMPc intracelular e ativação da PKA. Esses mediadores (AMPc/PKA) levam, em última análise, a ativação da expressão do gene que codifica o NIS. O resultado é que o aumento na capacidade transportadora de iodeto é devido a um maior número de unidades transportadoras (NIS) inseridas na membrana plasmática (GREENSPAN & STREWLER, 1997). 
 
 
Figura 2.
 Co-transportador NIS 
Fonte:
 Greenspan & Strewler, 1997 
 
Organificação:síntese 
T3+T4 e encorporação 
na TPO 
Propiltiuracil bloque
ia
 
Iodação da tireoglobulina 
CIO
4
-
 ,SCN
-
 bloqueia 
transporte ativo de I
-
 
Membrana Basal 
Microvilosidade apical 
Colóide 
Célula da tireóide 
Vaso 
sanguíneo
 
 	A iodação de tirosinas específicas na tireoglobulina produz monoiodotirosinas 
(MIT) e diiodotirosinas (DIT), que são enzimaticamente acopladas para a forma de T4 e T3. A TG iodada contendo MIT, DIT, T3 e T4 é então estocada dentro do colóide das células foliculares (YEN, 2001). 
 
 O H2O2 é gerado das moléculas de nicotinamida adenina dinucleotídeo fosfato oxidase (NADPHase) na presença de Ca++, processo este estimulado pelo TSH (GREENSPAN & STREWLER, 1997). 
 	 
 Dentro das células foliculares o iodeto é oxidado (Figura.2, pág.26) pela TPO na presença de peróxido de hidrogênio (H2O2) convertendo o iodo da forma intermediária para a forma ativa e incorporado aos resíduos de tirosina na TG. Quase que simultaneamente à oxidação do iodeto e a formação das iodotirosinas, começa a ocorrer o acoplamento ou ligação de duas iodotirosinas (MIT ou DIT), dando origem a iodotironinas. Quantidades consideráveis de iodotironinas podem ser detectadas cerca de 15 a 60 min após a formação das iodotirosinas. A iodotironina é formada pela ligação do grupamento hidroxifenil, de uma iodotirosina, com o grupamento hidroxifenólico, de outra iodotirosina (GREENSPAN & STREWLER, 1997). 
 
 	O acoplamento de dois DITs dá origem a molécula de 3,5,3′,5′-
tetraiodotironina, ou simplesmente T4; o acoplammento de um MIT com um DIT dá 
origem à 3,5,3′- triiodotironina ou T3. 
 
 O que determina a síntese de T4 ou T3 é a relação de MIT/DIT da TG. O predomínio de MIT favorece a formação de T3, enquanto que o aumento de DIT favorece a formação de T4. Em média, cada molécula de TG contém 26 átomos de iodo, 6 DIT, 7 MIT, e não mais que uma molécula de T4. Na falta de iodo a TG pode chegar conter 4 DIT, 9 MIT e um T3, o que resulta num aumento da relação MIT/DIT e na síntese de T3 (AIRES,1999) 
 
 
 
 
1.2.3. Secreção e Recuperação da Tireoglobulina 
 
 A secreção de hormônios tireoidianos requer um estoque de tireoglobulina iodada na superfície da membrana apical da célula folicular tireoidiana. A tireoglobulina é internalizada e incorporada ao fagolisossoma para digestão, por enzimas proteolíticas, recapturando MIT e DIT e secretando T4 e T3 dentro da circulação pela superfície da membrana basal (YEN, 2001). Como o T4 e o T3 são sintetizados e armazenados dentro da TG, a proteólise constitui uma importante parte do processo de secreção. Esse processo é iniciado pela endocitose do colóide na luz folicular, na superfície apical da célula. Essa tireoglobulina “ingerida” aparece como gotículas de colóide que, aparentemente, fundem-se em seguida com os lisossomos que contêm as enzimas proteolíticas necessárias. A TG é degradada, o TSH parece intensificar a degradação ao aumentar a atividade de várias tiol endopeptidases dos lisossomas. As endopeptidases quebram seletivamente a TG, produzindo intermediários, que contêm hormônios e que são subsequentemente processados por exopeptidases. Em seguida, os hormônios são liberados, abandonam a célula, presumivelmente através da membrana basal (GOODMAN & GILMAN, 2003), e se difundem livremente para a circulação. 
 
 As iodotirosinas que não sofreram acoplamento, desiodadas por flavoproteínas macrossômicas liberam o iodo, o qual pode ser reutilizado para a iodação de moléculas de TG. Esse processo de reutilização é muito importante. A cada dia 3 a 5 vezes mais iodo é reutilizado do que aquele captado da circulação (AIRES,1999). 
 
 A maior produção de T3 é via desiodação de T4 pelas desiodases para a maior circulação de T3. A desiodase tipo 1 é encontrada em tecidos periféricos como fígado e rim e é responsável pela conversão da maioria de T4 a T3 na circulação. Desiodase tipo 2 (5’-D2) é encontrada no cérebro, hipófise, e tecido adiposo marrom e converte primariamente T4 em T3 para uso intracelular. Essas desiodases foram recentemente clonadas e demonstraram ser selenoproteínas (LARSEN & BERRY,1995). A desiodase tipo 3 (5-D3), que é encontrada primariamente na placenta, cérebro, e pele, leva a geração de 3,3’,5’-triiodotironina (rT3), e é a chave para a inativação dos hormônios tireoidianos (YEN, 2001). 
1.2.4. Transporte e Eliminação dos Hormônios Tireoidianos 
 
 A maior parte dos hormônios tireoidianos é transportada na circulação ligada firmemente a proteínas plasmáticas. Cerca de 80% do T4 estão associados à proteína ligadora de tiroxina (TBG), que é uma proteína de 61 kDa e está presente no plasma em concentrações de 1,5 mg/dl. A TBPA (pré albumina ligadora de tiroxina) é uma proteína capaz de se ligar ao T4, responsável pelo transporte de 15% deste hormônio. A albumina também é uma carreadora importante que pode, em condições normais, carrear cerca de 5% do T4 plasmático. O T3 plasmático está bem distribuído de forma diferente: 38% com a TBG, 27% com a TBPA e 35% com a albumina. A existência dessas proteínas transportadoras faz com que os hormônios tireoidianos circulem sob duas formas, ligada 99.975% e livre 0,0025%. As evidências indicam que a forma livre é a que determina o impacto biológico dos hormônios circulantes nos tecidos-alvo (AIRES, 1999). 
 
 A ligação dos hormônios tireoidianos às proteínas plasmáticas os protege do metabolismo e da excreção, resultando em meias-vidas longas na circulação. O hormônio tireoidiano livre corresponde a um pequeno percentual do hormônio total do plasma (GOODMAN & GILMAN, 2003). 
 
 A tiroxina é eliminada lentamente do organismo, com meia-vida de 6-8 dias. No hipertireoidismo, meia vida encontra-se reduzida para 3-4 dias, ao passo que no hipotireoidismo, pode atingir 9-10 dias. Essas alterações devem-se, presumivelmente, as taxas alteradas de metabolismo do hormônio. O T3 que se liga menos avidamente à proteína, tem meia-vida de cerca de 1 dia. O fígado constitui o principal local de degradação dos hormônios tireoidianos
sem o processo de desiodação; o T4 e o T3 são conjugados com ácidos glicurônico e sulfúrico por meio do grupo hidroxila fenólico e são excretados na bile. 
 
 Existe uma circulação entero-hepática dos hormônios tireoidianos; são liberados por hidrólise dos conjugados no intestino e reabsorvidos. Uma parcela do material conjugado atinge o cólon sem sofrer alteração e ali é hidrolisado, sendo eliminada na fezes em forma de compostos livres (GOODMAN & GILMAN, 2003). 
 
1.2.5. Metabolismo Extratireoidiano 
 
 	 	A conversão de T4 em T3 é um processo de redução, no qual o iodo da 
posição 5′ do anel fenólico ou externo da molécula de T4 é substituído por um átomo de hidrogênio. Essa reação é catalisada por uma pequena família de enzimas de selenoproteínas, as desiodases, que existem virtualmente em todos os tecidos do organismo. A 5′-D1 está presente com maior afinidade específica no fígado, rins e musculatura esquelética. Esta enzima é inibida pelo propiltiuracil (PTU), mas não pelo metimazol. Cálculos aproximados indicam que este sistema extratireoidiano de conversão de T4 em T3, representado pela 5′-D1, é responsável por cerca de 80% de todo T3 circulante. De fato cerca de 40% do T4 produzido diariamente são transformados em T3. Outros 40% são transformados em rT3, metabólito do T4 sem atividade biológica conhecida. 
 
 A enzima que catalisa esta reação é a 5-D3, presente primeiramente no sistema nervoso central e placenta. A enzima 5’-D2 é encontrada largamente no cérebro e na hipófise, sendo resistente ao propiltiuracil, porém muito sensível ao T4 circulante. Seu maior efeito é a manutenção dos níveis constantes de T3 intracelular no sistema nervoso central (GREENSPAN e STREWLER, 1997). 
 
1.2.6. Mecanismo de Ação dos Hormônios Tireoidianos 
 
 A ação dos hormônios nas células alvo é a nível gênico através da associação de proteínas específicas com o receptor nuclear, que estão firmemente ligados á molécula de DNA. Dessa interação resultam modificações da expressão de genes específicos, modificando o conjunto de proteínas que são expressas nas células alvo. Dentro da célula, o T4 é convertido em T3 ou rT3 (OPPENHEIMER et al,1987). O transporte dos hormônios tireoidianos dentro das células-alvo parece ser através de difusão passiva ou via mecanismo de transporte, e promove a junção de proteínas para que ocorra o transporte intracelular uma vez dentro da célula (LAZAR, 1993; BERNE & LEVY, 1993) e fixam-se aos receptores nucleares de hormônio tireoidiano (RT) (Figura 3, pág.32), que são da superfamília dos receptores nucleares da vitamina D e que incluem estrógeno, glicocorticóides e ácido retinóico (SAP et al, 1986, WEINBERGER et al; 1986). 
 
 Dentro dessa estrutura, o RTs possui duas regiões bastante conservadas, um domínio de ligação com ligante (DLL) e um domínio de ligação com DNA (DLD). O DLL é capaz de ligar-se com homodímeros ou heterodímeros ao T3 (GLASS et al., 1987), e interagem com co-ativadores ou co-repressores que promovem a modificação da transcrição (HORLEIN et al., 1995). O DLD capacita os receptores tireoidianos (RT) a ligar-se com os sítios dos elementos responsivos (ER) localizados nas regiões promotoras dos genes das células alvo. OS RTs podem se ligar aos ER como monômeros, homodímeros e heterodímeros em associação com uma proteína acessória semelhante ao ácido retinóico (GLASS et al., 1987). Isto promove métodos adaptativos para a regulação da transcrição de proteínas (BRENT et al., 1991; GLASS, 1994). 
 
1.2.7.Ações dos Hormônios Tireoidianos 
 
 Os efeitos da transcrição do T3 levam horas ou dias para se concluírem. Essas alterações genômicas resultam em numerosos efeitos nos tecidos em crescimento, maturação do cérebro, como por exemplo o aumento da produção de calor pelo aumento da atividade da Na+/K+-ATPase, do consumo de oxigênio, e a expressão de receptores β-adrenérgicos. Suas ações não são apenas gênicas, na hipófise reduzem a enzima desiodase tipo 2 (5’-D2) e aumentam o transporte de glicose e aminoácidos (GREENSPAN & STREWLER, 1997; YEN, 2001). 
 
 Os hormônios tireoidianos estão envolvidos em diversas atividades no organismo. Promovem crescimento, sinalização, migração, proliferação e diferenciação celular, envolvendo o estabelecimento dos fenótipos celulares (GAMBORINO et al., 2001). Estimulam o metabolismo energético de carboidratos, proteínas e lipídios, nos quais estes hormônios são participantes ativos envolvendo uma série de ações em órgãos e sistemas diferentes, o que os torna importantes fatores mediadores do crescimento e desenvolvimento do organismo. Têm ações no sistema cardiovascular, nos pulmões e no sistema nervoso autônomo (SNA) (SMITH et al., 2002). 
 
 
T
3
T
4
T
3
RNA POL II
mRNA
⊕
hRNA
PROTEÍNA
Mecanismo de Ação Hormonal
1
. Nuclear
 
Figura 3. Mecanismo de ação hormonal. Fonte: Aires, 1999. 
 
 
 No sistema cardiovascular aumentam a transcrição da Ca2+ ATPase no retículo sarcoplasmático, e dos receptores β-adrenérgicos e altera as isoformas da Na+/K+ ATPase, provocando cronotropismo e ionotropismo positivos no coração. Nos pulmões juntamente com os glicocorticóides participam do desenvolvimento e maturação pulmonar, estimulando a secreção e síntese do surfactante alveolar pelos pneumócitos tipo II no intestino; estimulam a motilidade. No fígado regulam a lipólise e a lipogênese, estimulando as enzimas, como por exemplo, a enzima málica e a glicose- 6 –fostato desidrogenase. A ausência de HTs no desenvolvmento fetal provoca cretinismo (GREENSPAN & STREWLER, 1997; YEN, 2001). 
 
 Acredita-se que o hormônio tireoidiano promova o crescimento por estimular a produção de hormônio de crescimento (GH) no plano gênico e interagir sinergicamente com este nos tecidos, estimulando a síntese do receptor tecidual de (GH) para que este interaja com as somatomedinas a nível de placa de ossificação (AIRES,1999). A deficiência de T3 e T4 é a causa principal de alterações no desenvolvimento ântero-posterior do crânio e da face (GAMBORINO et al., 2001). A homeostasia plasmática de eletrólitos como cálcio, zinco e magnésio fica prejudicada na ausência ou diminuição das concentrações sanguíneas de hormônio T4 (SIMSEK et al., 1997). 
 
 Os hormônios tireoidianos (HTs) são essenciais para o desenvolvimento somático e neural, são os reguladores fisiológicos mais importantes do sistema nervosos central e periférico e atuam na maturação e funcionamento dos mesmos (CHAN et al., 2001; LAZARUS, 1999; LEGRAND, 1986). O desenvolvimento do sistema nervoso central está relacionado diretamente com níveis normais de hormônios tireoidianos (MWANGI, 1998) os quais afetam dramaticamente a maturação de populações específicas de neurônios (GARZA et al., 1990). A forte dependência entre o SNC e os HT não é restrita somente às células neuronais, estes também afetam o metabolismo do acetato e de outras enzimas respiratórias mitocondriais. A relação entre os HTs e os neurotransmissores, as proteínas estruturais, os fatores de crescimento e outras proteínas continuam a ser investigadas (CHAPA et al.,1995). 
 
 A atividade de proteínas estruturais que envolvem o crescimento e transporte axonal, como por exemplo a tubulina e a vimentina, nos processos de regeneração de nervos periféricos. também é dependente de níveis normais de hormônios tireoidianos (SCHENKER et al., 2002). A formação, reorganização, o transporte, a estabilidade e a plasticidade axonal são estimulados pelo hormônio T3 circulante. 
 
 A falta dos HTs diminui o desenvolvimento da árvore dendrítica, redução do número de sinapses axônio-dentrito, diminuição do volume neuronal, do número de células da glia além de provocar provoca defeitos de mielinização (PATEL et al., 1980; XIAO & NIKODEM. 1998). 
 
 A maior conseqüência da deficiência de HTs em ratos neonatos é a redução do número de fibras mielinizadas e diminuição do diâmetro do axônio no nervo ciático (CLOS & LEGRAND,1970). Além disso, o hipotireoidismo neonatal afeta o crescimento das fibras não-mielinizadas em associação às células de Schwann
(SCHENKER et al., 2002). 
 
 Estudos eletrofisiológicos em pacientes com polineuropatia associada ao hipotireoidismo demostraram moderada redução da velocidade de condução motora e ausência de potenciais sensoriais. Estudos microscópios revelaram uma diminuição das fibras de mielina de todos os diâmetros, mais particurlarmente aquelas de largo diâmetro, indicando uma degeneração axonal (POLLARD et al.,1982). 
 
1.3. Dor Neuropática 
 
 A transmissão da dor é um mecanismo que envolve muitas interações complexas nas estruturas do sistema nervoso central e periférico da superfície da pele para o córtex cerebral. De acordo com a Associação de Estudos da Dor (IASP), esta é definida como uma desagradável sensação e uma experiência emocional relacionada a uma lesão tecidual presente ou potencial ou descrito em semelhantes termos. 
 
 As vias aferentes envolvidas na transmissão da informação nociceptiva de uma área inflamada para centros superiores, passam pela raiz dorsal, sistema do “portão”, tratos ascendentes e tálamo sendo o componente sensorial da nocicepção projetado para o córtex somatosensorial, onde é processado (WALTON et al.,1994) (Figura 4, pág.37). 
 
 Existem duas vias principais através das quais os impulsos de dor e temperatura chegam ao sistema nervoso central. 
 
 Via neoespinotalâmica, trata-se da via “clássica” constituída basicamente pelo trato espinotalâmico lateral envolvendo uma cadeia de três neurônios (1˚, 2˚, 3˚ ordem). As fibras que conduzem a dor aguda são do tipo Aδ mielinizadas com velocidade de 5 – 10 m/s. Entram pela raiz dorsal do corno dorsal da medula e terminam na lâmina I, onde excitam neurônios de 2˚ ordem, do feixe neoespinotalâmico, que dão origem a longas fibras que cruzam imediatamente para o lado oposto e seguem pelas colunas ântero-laterais até o tálamo, onde fazem sinapse com os neurônios de 3ª. ordem, que seguem para o córtex cerebral. Esta via é somatotópica, representa diferentes partes do corpo, é responsável pela dor localizada (MACHADO, 1993). 
 
 Via paleoespinotalâmica ao contrário da neoespinotalâmica não tem organização somatotópica. Assim, ela é responsável por um tipo de dor pouco localizada, dor profunda do tipo crônica. Seguem essa via as fibras lentas do tipo C que conduzem á uma velocidade de 0,5 -2 m/s. Entram pelo corno dorsal da medula até as lâminas II e III, onde fazem sinapse com um interneurônio, que por sua vez faz sinapse com fibras do feixe neoespinotalâmico na lâmina V, que cruzam para o lado oposto da medula indo até o tálamo. É provável, entretanto, que essas projeções estejam mais relacionadas com ativação cortical do que com sensação de dor (MACHADO, 1993; GUYTON,1991). 
 
 As dores são classificadas em “nociceptiva”, “neurogênica”, “neuropática” e “psicogênica”, que são respectivamente associadas com a estimulação de nociceptores, destruição de tecido neural, disfunção do nervo ou fatores fisiológicos (CALIXTO et al., 2000). 
 
 A dor neuropática periférica é uma síndrome complexa resultando de diversas lesões no sistema nervoso periférico incluindo trauma, doenças metabólicas, compressões, neurotoxinas, infecções, doenças imunes, deficiências de vitaminas e invasão de células cancerígenas (WOOLF & MANNION, 1999), são caracterizadas por uma dor espontânea e por indução de estímulos como alodinia e hiperalgesia. A dor induzida por estímulo externo tem capacidade de alterar o processo sensorial gerando uma dor hipersensitiva (DESCORTERD et al., 2002). 
 
 Em determinadas circunstâncias, para um estímulo que é normalmente doloroso, existe uma resposta aumentada. O estado de sensibilização desenvolvido nessas circunstâncias é conhecido como hiperalgesia, que é caracterizada principalmente por uma redução no limiar nociceptivo e maior sensibilidde a estímulo supralimiares (NOBACK et al., 1996). 
 
 Os nociceptores são terminações nervosas livres que respondem a estimulações diretas ou, ainda, através de substâncias químicas liberadas localmente. Com base em critério funcional, os nociceptores podem ser classificados em: 1 - Nociceptores mecanoceptores e nociceptores mecanotérmicos, conectados a fibras Aδ, com velocidade de condução de 5 - 10 m/s, ativados por estímulos tácteis e sonoros, 2 - Nociceptivos polimodais fibras C, com velocidade de condução de 0,5 – 2 m/s, ativados por estímulos mecânicos, químicos, térmicos e substâncias liberadas durante a inflamação (WALTON et al.,1994; NOBACK et al.,1996). 
 
1.4. Potencial de Ação 
 
 Os sinais nervosos são transmitidos por fibras nervosas. Internamente à membrana destas fibras, há um potencial elétrico de aproximadamente – 60 mV. Este fato é ocasionado por diferenças de concentração de íons entre as faces interna e externa da membrana que se mantêm em equilíbrio. Uma vez alterado esse equilíbrio, seja qual for o estímulo e desde que se atinja o limiar de excitabilidade da membrana, pode-se produzir uma despolarização com caráter regenerativo, do tipo tudo ou nada, a qual será um potencial de ação que se propagará por toda a fibra nervosa (BEST &TAYLOR, 1999). 
 
 O potencial de ação é uma alteração abrupta do potencial de repouso da membrana de um estado de eletronegatividade da face interna da membrana citoplasmática para um estado de eletropositividade, uma vez excitada a fibra nervosa. A origem deste fenômeno é a partir da permeabilidade seletiva da membrana a alguns íons, considerando as bases iônicas do potencial de ação (BEST & TAYLOR, 1999). 
 
 Em repouso, a membrana celular é mais permeável aos íons K+, onde os valores de potencial de membrana se aproximam do valor do potencial eletroquímico deste íon. Uma vez excitada, essa permeabilidade seletiva pode alterar-se, observando-se uma inversão da polaridade da membrana e aumento de sua permeabilidade aos íons Na+. Este último estado faz com que os valores de potencial de membrana aproximem-se do valor do potencial eletroquímico do Na+ (HODGKIN & HUXLEY, 1939; HODGKIN & KATZ, 1949). 
 
 O potencial de ação nervoso é um fenômeno muito rápido, da ordem de apenas alguns milissegundos. A amplitude do potencial de ação demonstrou ser amplamente dependente da concentração externa de Na+ e insensível à diminuição do K+ extracelular para valores inferiores aos fisiológicos (BEST &TAYLOR, 1999). 
 
 Durante o desenvolvimento do potencial de ação há, inicialmente, um influxo de Na+ e, posteriormente, um efluxo de K+ na fibra, processo esse em que o fluxo de ambos os íons obedece a um gradiente eletroquímico; favorecendo inicialmente a despolarização e posteriormente a repolarização da membrana (HODGKIN et al., 1952; HODGKIN & HUXLEY, 1952a; HODGKIN & HUXLEY, 1952b; HODGKIN & HUXLEY, 1964). 
 
 
DOR 
 Córtex cerebral 
Tálamo 
Mesencéfalo 
Ponte
 
Cordâo espinhal 
Gânglio da raiz dorsal 
Fibras primárias 
 Injúria 
nociceptor 
Figura 4. Mecanismo da dor. Fonte: Calixto, 2000. 
	Sinais 	elétricos 	são 	constituídos 	por 	alterações 	no 	potencial 
transmembrana. Uma vez gerados, estes sinais elétricos não ficam restritos ao ponto onde foram gerados; e sim, propagam-se para pontos distantes do ponto de estímulo. Essa propagação se dá passivamente e é determinada por propriedades passivas do neurônio. A propagação passiva de uma alteração de voltagem ao longo do neurônio é denominada de condução eletrotônica. Propriedades passivas do neurônio, como capacitância de membrana, resistência de membrana e do axoplasma estão envolvidas na propagação do potencial local. A capacitância de membrana, atrasando a velocidade na qual o potencial de membrana se altera em resposta a um pulso retangular de corrente, bem como, a resistência de membrana e do axoplasma, alterando a eficiência da condução passiva de um sinal elétrico ao longo do axônio, interferem com a condução eletrotônica (KANDEL,et al., 2000). 
 
 Uma vez que um estímulo atinja o limiar de excitabilidade da membrana, haverá geração de um potencial de ação. Esse fenômeno é decorrente da abertura de canais para sódio dependentes de voltagem e de um grande influxo de
Na+. Esta despolarização local se propaga eletrotonicamente ao longo do axônio fazendo com que haja excitação das regiões adjacentes da membrana, que por sua vez, têm seus limiares de excitabilidade atingidos. A despolarização passa então de um processo passivo para um ativo e regenerativo, deflagrando o potencial de ação. Esta faixa ativa de despolarização gerada ativamente se propaga eletrotonicamente para a região adjacente da membrana não excitada, deflagra o potencial de ação e o ciclo se repete. Em outras palavras, o sinal propaga-se decrementalmente, mas é regenerado ponto a ponto nos nodos de Ranvier, onde há uma grande densidade de canais para Na+ dependentes de voltagem (AIDLEY, 1998; KANDEL et al., 2000). 
 
 A velocidade de propagação do potencial de ação depende muito do tempo que as correntes locais demoram para regenerar o potencial de ação na região adjacente. Essa velocidade varia inversamente ao produto da resistência axial (ra) pela capacitância de membrana (Cm). Se o produto é menor, o potencial de ação se propaga mais rapidamente. Esse produto diminui de duas maneiras, pelo maior diâmetro da fibra e por sua mielinização (KANDEL, 2000; HOUSSAY, 2004). 
 
 Em neurônios mielinizados, há uma otimização da propagação passiva em virtude da diminuição da resistência axial, que ocorre em proporção inversa ao quadrado do diâmetro axônico e da capacitância da membrana, que é inversamente proporcional á espessura do material isolante. A mielinização produz uma redução em relação a fibras similares não mielinizadas do produto ra.Cm. O envolvimento do axônio nervoso pela bainha de mielina é interrompido periodicamente nos nódulos de Ranvier, os quais expõem a membrana axonal ao fluido extracelular. O efeito da bainha de mielina é diminuir a dissipação da corrente e viabilizar a propagação do sinal. O fluxo iônico através da membrana nas regiões internodais é dificultado. Assim, um potencial de ação ocorre no nodo de Ranvier, há propagação passiva do sinal até o próximo nodo de Ranvier, o sinal se regenera e assim segue repetindo o mesmo processo ao longo da fibra nervosa. Em outras palavras, a excitação ocorre de maneira saltatória de nodo a nodo, aumentando a velocidade de condução. Esta propagação de impulso é chamada de condução saltatória (LEVITAN & KACZMAREK, 1995; KANDEL, 2000; HOUSSAY, 2004). 
 
1.4.1. Reobase e Cronaxia 
 
 Um estímulo pode ser caracterizado quanto à sua natureza (mecânico, elétrico, químico) e quanto à sua grandeza (dependente da intensidade, tempo de variação e duração). 
 
 Para gerar um potencial de ação, o estímulo deve ter intensidade e duração suficientes para atingir o potencial limiar ou de excitabilidade da célula, bem como, promover variações do potencial transmembrana com uma velocidade mínima adequada (LEVITAN & KACZMAREK, 1995; HOUSSAY, 2004). 
 
 Se representarmos graficamente duração versus intensidade, obteremos um conjunto de pontos que correspondem a todos os estímulos possíveis. Os estímulos liminares definem a Curva de Excitabilidade. Todas as estruturas vivas apresentam uma curva de excitabilidade que varia em conformidade com a modificação do limiar de excitabilidade (Figura 5, pág.40). 
 
 	A excitabilidade de um nervo pode ser caracterizada por dois parâmetros: 
 
a) Reobase: valor da intensidade do menor estímulo capaz de gerar uma resposta (potencial de ação), isto é, valor da intensidade do estímulo abaixo da qual não é possível obter uma resposta . 
 
b) Cronaxia: duração mínima de estímulo necessária para obter uma resposta ou gerar um potencial de ação quando a intensidade do estímulo é o dobro da reobase 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5. Curva de Excitabilidade. (a) Reobase (b) Cronaxia Fonte: Menezes, 2004 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 O grau de excitabilidade de uma estrutura viva é tanto maior quanto menores forem a sua cronaxia e a sua reobase. O conceito de cronaxia é o mais utilizado dado que uma pequena variação de intensidade traduz uma muito maior variação da duração do estímulo. A reobase e a cronaxia permitem então medir, mais diretamente, aspectos relacionados a excitabilidade celular (LEVITAN & KACZMAREK, 1995; HOUSSAY, 2004). 
 
1.4.2. Potencial de Ação Composto 
 
 Como os potenciais de ação se propagam ao longo do axônio, eles produzem potenciais elétricos que podem ser registrados a partir da superfície do nervo. Quando se registra a atividade elétrica de um nervo periférico isolado, estimulando um de seus extremos, registra-se a atividade resultante da soma de seus potenciais de ação, que percorrem os axônios que compõe esse nervo. Isto é feito de forma extracelular (ou seja, entre diferentes pontos do meio extracelular) num determinado tronco nervoso constituído por várias fibras nervosas, as quais conduzem a resposta ao estímulo aplicado com diferentes amplitudes e velocidades. Assim quando um tronco nervoso é estimulado, muitas fibras conduzem potenciais sincronicamente. A resposta elétrica resultante registrada é dita potencial de ação composto (PAC) (Figura 6, pág.43) para diferenciar dos potenciais de ação gerados por fibras individuais (HOUSSAY, 2004; MENEZES, 2004). 
 
 Um dos achados experimentais interessantes provenientes de estudos eletrofisiológicos do sistema nervoso foi o registro de potenciais de ação de nervos e de fibras individuais, os quais diferiam em relação à sua aparência. Concluiu-se a partir de evidências experimentais que, o potencial de ação nervoso que se apresentava como uma entidade única poderia ser decomposto em um número maior de potenciais de ação de amplitudes menores, os quais diferiam também em suas respectivas velocidades de condução. Na verdade, o potencial de ação registrado representava o efeito elétrico agregado de vários potenciais de ação individuais em resposta a um dado estímulo. A este somatório de sinais foi dado o nome de potencial de ação composto. Portanto, o uso desse termo deixa claro que o potencial de ação registrado em nervos não é o mesmo potencial de ação gerado por fibras individuais (AIDLEY, 1998). 
 
 	ERLANGER & GRASSER (1937) demonstraram que o registro do 
potencial de ação composto apresenta 3 componentes, α, β, γ, que se originam de tipos principais de fibras nervosas, denominadas como grupos A, B e C levando-se em consideração aspectos relacionados a sua velocidade de condução, diâmetro da fibra e amplitude de resposta. As fibras nervosas podem responder de modo mais ou menos sensível às drogas ou condições a que sejam submetidas (GASSER & ERLANGER, 1929). Foi demonstrado que as fibras de diâmetros maiores possuem uma velocidade de condução maior (HURSH, 1939; GASSER, 1943). 
 
 As fibras do tipo A são todas mielinizadas, apresentam diâmetros de 1 a 20 µm e velocidades de condução de até 120 m/s. Possuem maior amplitude de resposta, menor limiar de excitação, menor duração de resposta e período refratário igualmente menor. Podem ocorrer em nervos somáticos como o ciático e o safeno (BEST & TAYLOR, 1990; AIDLEY, 1998). 
 
 As fibras do tipo B são mielinizadas, apresentam diâmetros da ordem de 1 a 3 µm e velocidade de condução de 3 a 4 m/s. Ocorrem apenas em nervos autonômicos pré-ganglionares. Por último, as fibras do tipo C que não são mielinizadas, apresentam diâmetros inferiores a 1 µm e apresentam velocidades de condução até de 2 m/s, sendo encontradas principalmente em nervos cutâneos e viscerais (MENEZES, 2004). 
 
1.5 Nervo Ciático 
 
 O nervo ciático é um nervo de extensão grande que se origina na medula espinhal distal e estende-se ao longo de todo o comprimento do membro inferior em sua face posterior; isolado é uma preparação clássica para o estudo do potencial de ação composto. Como em muitos nervos longos do sistema nervoso dos animais vertebrados, o nervo ciático é funcionalmente misto, ou seja, o tronco nervoso é constituído de fibras sensoriais e motoras. 
 
 
 
 
 
 
 
 	 α 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
γ
 
 
β
 
 
 
Figura 6. Registro original de um potencial de ação composto com presença do 1o componente (a), 2o componente
(b) e 3o componente (c). Fonte: Menezes, 2004 
 
 
 
 
 
 
 
 O nervo ciático é constituído por axônios de centenas de neurônios. Esses axônios podem variar amplamente em diâmetro em uma escala de valores inferiores a 1 µm até 20 µm. Devido a proporcionalidade entre diâmetro da fibra nervosa e velocidade de condução, assim como, presença ou não de mielina, as velocidades de condução dessas fibras variam largamente em uma escala que compreende valores de 0.2 a 150 m/s (HURSH, 1939). 
 
 É constituído em sua maior parte por fibras do tipo A, segundo a classificação de Erlanger & Gasser (1937). Este nervo apresenta como subtipos os seguintes grupos: 
 
-Subtipo Aα: Constituem uma via eferente para fibras musculares esqueléticas; possuem um diâmetro médio de 15µm e velocidade de condução de 85 a 100 m/s 
 
-Subtipo Aβ: Função principal de aferências na propriocepção, tato e pressão nos músculos e articulações; diâmetro médio de 8 µm e velocidade de condução média de 50 m/s. 
 
-Subtipo Aγ: Responsável pela manutenção do tônus muscular, possui fibras motoras eferentes para o fuso muscular, diâmetro de 3 a 6 µm velocidade de condução de 15 a 35 m/s. 
 
 -Subtipo Aδ: Fibras sensitivas para temperatura e dor, diâmetro de 1 a 4 µm e velocidade de condução de 5 a 25 m/s (NOKES et al., 1991; GOODMAN & GILMAN, 2003) (Tabela1, pág.40). 
 
 O grupo de fibras A faz, sem dúvida a maior contribuição quantitativa para o potencial de ação composto e o grupo C a menor (BEST & TAYLOR, 1999). 
 
 As preparações que fazem uso do nervo ciático para a análise dos fenômenos de excitabilidade e condutibilidade são clássicas. São preparações freqüentemente utilizadas na literatura há muitos anos, além de ser um nervo periférico de fácil acesso e dissecação. 
 
 
 O estudo do nervo ciático in vitro é viável, por este apresentar uma grande vitalidade após a sua dissecção. Ao ser conservado à temperatura de 25o C a sua preservação em condições fisiológicas se estende de 6 h conforme relatos sobre nervo ciático de ratos. Em casos de nervos ciáticos removidos de sapos, este tempo pode chegar a até 35 horas. (THEOPHILIDIS & PAVLIDOU, 1993). 
 
 Dados experimentais prévios das pesquisas realizadas em nosso laboratório, mostram que preparações que utilizam o nervo ciático para estudos de excitabilidade de condutibilidade são extremamente viáveis. Experimentos piloto mostram que à temperatura de 25 ± 1o C, a preparação se mantém íntegra por 12 horas ou mais (PIRES, 2002; MENEZES, 2004; CARDOSO, 2005). 
 
 O nervo ciático é muito utilizado em estudos envolvendo nocicepção. Ele é empregado no modelo de dor neuropática, envolvendo a realização da técnica de Injúria por Constricção Crônica (ICC), como descrito por Bennett and Xie (1988). 
 
 Os neurônios são comumente classificados com base em aspectos morfológicos e/ou funcionais. E critérios importantes que categorizam esses grupos de fibras são a largura do seu diâmetro e grau de mielinização, como podemos observar na Tabela 1, página 46. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabela 1 – Classificação das fibras nervosas de mamíferos. A classificação do grupo I a IV aplica-se somente a fibras sensoriais. Fonte: Menezes, 2004 
 
	Tipo 
	Grupo 
	Diâmetro (µm) 
	Velocidade de Condução (m/s) 
	Função 
	Aα 
	 
	15-20 
	50-120 
	Fibras motoras para músculo esquelético 
	Aα 
	Ia 
	15-20 
	70-120 
	Terminações primárias no fuso muscular 
	Aα 
	Ib 
	12-20 
	70-120 
	Aferentes no órgão tendinoso de Golgi 
	Aβ 
	II 
	5-10 
	30-70 
	Terminações secundárias nos fusos musculares, tato, 
pressão 
	Aγ 
	 
	3-6 
	15-30 
	Inervação motora dos fusos 
musculares 
	Aδ 
	III 
	2-5 
	5-25 
	Receptores de pressão e dor 
	B 
	 
	3 
	3-15 
	Pré-ganglionares autonômicas 
	C 
	 
	0.5-1 
	0.5-2 
	Pós-ganglionares autonômicas não mielinizadas) 
	C 
	IV 
	0.5-1 
	0.5-2 
	Dor (não-mielinizadas) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1.6. Relevância 
 
 A atividade dos hormônios tireoidianos sobre a função dos nervos periféricos vem sendo recentemente estudada. MWANGI (1998) relata que o desenvolvimento do sistema nervoso central está diretamente relacionado com níveis normais de hormônios tireoidianos. QUATTRINI et al. (1993) observaram que amplitude do potencial de ação motor do nervo caudal de ratos mostra-se reduzidos em animais submetidos a hipotireoidismo experimental, efeito este revertido quando utilizada a terapia de reposição. Pacientes com polineuropatia associada ao hipotireoidismo demonstraram moderada redução da velocidade de condução motora (POLLARD et al.,1982). 
 
 Com o intuito de contribuir para o melhor esclarecimento das ações da falta do hormônio tireoidiano no sistema nervoso periférico, este estudo visou investigar as alterações na excitabilidade neural em nervo ciático e seus possíveis mecanismos. 
2. OBJETIVOS: 
 
 
2.1. Objetivo Geral: 
 
 	Analisar a ação dos hormônios tireoidianos na excitabilidade neuronal 
 
2.2. Objetivos Específicos: 
 
1. Caracterizar o efeito da deficiência dos hormônios tireoidianos sobre o potencial de ação composto (PAC) no nervo ciático de ratos, utilizando e quantificando os seguintes parâmetros de análise do PAC: amplitude pico-à-pico amplitudes positivas dos componentes, velocidade de condução nervosa e área dos componentes. 
 
2. Caracterizar o efeito da deficiência dos hormônios tireoidianos quantificando alterações de parâmetros mais diretamente relacionados com a excitabilidade neuronal: reobase e cronaxia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3. MATERIAIS E MÉTODOS 
 
 
3.1. MATERIAIS 
 
3.1.1 Animais 
 
 	Utilizamos ratos Wistar machos (Ratus norvegicus) 180 a 220 g, idade de 
8 semanas e de 4 semanas (Figuras 8, pág. 52) oriundos do Biotério Central da 
Universidade Federal do Ceará (UFC) e mantidos no Biotério Instituto Superior de 
Ciências Biomédicas da Universidade Estadual do Ceará (24°C, ciclo dia/noite - 12/12 h, água ad libitum), com livre acesso a ração balanceada, alojados em grupo de cinco por gaiola. Todos os animais foram cuidados de acordo com o guia para o cuidado e uso de animais de laboratório, publicado pela US National Institute of Health (NIH Publication 85-23, revisado em 1985). 
 
3.1.2. Drogas e soluções 
 
Álcool iodado 
Éter etílico 
Benzil penicilina potássica (Eurofarma Laboratórios Ltda) 
Heparina sódica (5000 Ul/ml; cristália) 
Ketamina 10% anestésico (Agener União) 
Kit de dosagem hormonal Axsys 
Propiltiuracil (Biolab Sanus, Farmacêutica Ltda) 
Solução de formol 10% 
Solução de Locke modificada contendo a seguinte composição (em mM): NaCl: 140, KCl: 5,6, MgCl2: 1,2, CaCl2: 2,2, Tris-Hidroximetil-Aminometano: 10,0, Glicose: 10,0. 
Xilasina, relaxante muscular (Bayer). 
 
 
 
 
 
3.1.3.Equipamentos 
 
 Durante o decorrer dos experimentos foram utilizados diversos aparelhos e instrumentos, os quais são citados a seguir: 
 
Balança Analítica Kern 770 
Balança de pesagem Kern 822 
Centrífuga Seofuji (Bio Eng) 
Câmara de Harvard 
Pinças finas 
Pré-amplificador com sensibilidade para sinal entre 20 e 40mV e resposta de frequência entre 0,1 Hz e 5 Hz 
Software de aquisição e análise dos dados (Axoscope) 
Software P-Clampfit, da Axon Instruments Inc., Foster City, CA, USA 
Interface Digitada/ pclamp 6 para aquisição e análise dos dados 
 
3.2. MÉTODOS 
 
3.2.1.Indução do Hipotireoidismo 
 
 Para promover diminuição das concentrações plasmáticas dos hormônios tireoidianos foi administrado propiltiuracil (PTU) (MWANGI, 1998) a 0,05%, aos animais, juntamente com a água de beber, durante 16 a 20 semanas. 
 
 O controle deste grupo constitui-se de animais que ingeriram água não tratada com o PTU. 
 
3.2.2. Pesagem dos Ratos 
 
 Os ratos para a constituição de cada grupo experimental, foram escolhidos aleatoriamente. Quinze ratos do grupo controle e quantidade igual do grupo hipotireoideo foram escolhidos para a mostragem da evolução temporal. Os ratos foram pesados semanalmente, a partir de 4 e 8 semanas de vida, no período da manhã, durante 16 semanas, sempre no mesmo horário. 
 
3.2.3. Coleta Sanguínea 
 
 Realizamos a coleta sanguínea
dos animais após as 16 semanas de uso do PTU, para mensuração das concentrações séricas dos HTs. Os animais foram previamente anestesiados com éter á 70%, e de cada um deles foram coletados 1ml de sangue do plexo orbitário. Para a obtenção do soro. As amostras de sangue foram conservadas a uma temperatura de -20º. C até realização da dosagem dos HTs. 
 
3.2.4. Mensuração dos Hormônios Tireoidianos 
 
 As concentrações de T3 e TSH no soro foram determinados de forma quantitativa por enzimaimunoensaio de micropartículas (MEIA), e as de T4 por imunoensaio de Fluorecência Polarizada (FPIA), utilizando Kit AXSYS no Centro de Especialidades Médicas José de Alencar (CEMJA). 
 
3.2.5. Indução da Neuropatia 
 
 Após as 16 semanas sob uso do PTU, foi induzida a neuropatia utilizando o modelo de dor neuropática em ratos,a técnica de Injúria por Constricção Crônica (I.C.C.) no nervo ciático de rato como descrito por Bennet & Xie,1988. Cada animal recebeu 12 hs antes da cirurgia 25000 unidades de benzilpeniclina potássica por via intramuscular. Os ratos foram previamente anestesiados com ketamina (100 mg/kg) e xilasina (10 mg/kg) via intramuscular. A seguir fez-se uma tricotomia e depois uma incisão longitudinal bilateral ou unilateral na região posterior das patas a nível do trocanter, e realizou-se uma compressão ao redor do nervo utilizando um fio de sutura de seda 4.0. Na região suturada foi feita a assepsia com álcool iodado, para evitar contaminação. Os animais submetidos à cirurgia foram colocados em caixas individuais. 
 
3.2.6.Registro Extracelular 
 O registro extracelular (Figura 7, pág.53), armazenagem e análise dos dados foram realizados de acordo com técnicas anteriormente descritas na literatura (KOZAM, 1977; WEINREICH et al., 1995; ALBUQUERQUE et al., 1996; PIRES, 2001, CARDOSO, 2005) 
 Após 16 semanas do uso do PTU e de monitoramento os nervos ciáticos dos ratos foi dissecado, sendo removido de suas inserções, limpo e imediatamente acondicionado em solução de Locke modificada com a seguinte composição (em mM): NaCl: 140, KCl: 5.6, MgCl2: 1.2, CaCl2: 2.2, Tris-Hidroximetil-Aminometano: 10.0, Glicose: 10.0 à temperatura ambiente (aproximadamente 25o C), havendo o pH sido ajustado em valores compreendidos entre 7.39 a 7.41. O nervo foi então deixado em Locke à temperatura ambiente durante 30 minutos. 
 
 Em seguida, foi posicionado transversalmente sobre os eletrodos de platina da câmara de Harvard. A câmara foi hermeticamente fechada com o propósito de se evitar a desidratação da preparação. Uma pequena parte do nervo ciático (aproximadamente 20 mm) estava submersa na solução. Esta submersão se deu também entre os eletrodos de estimulação e os responsáveis pelo registro. 
 
 O estímulo elétrico, o qual evocou o potencial de ação composto foi gerado por um estimulador Grass, modelo S-48 (Grass Instrument Co. Quincy, MA, USA). Utilizamos um pulso do tipo onda quadrada, com amplitude 40 V, duração de 100 µs e aplicados a uma frequência de 0.2 Hz. O pulso, ao sair do estimulador, passou por uma unidade isoladora de estímulos Grass, modelo SIU 4678 (Grass Instrument Co.) e chegou à preparação. Nesta, deu origem a um potencial de ação composto que se propagava ao longo do nervo ciático. A leitura do potencial de ação composto foi realizada pela passagem deste nos eletrodos responsáveis pelo registro. O sinal foi incrementado por um amplificador (AM 01/UECE) especialmente configurado e produzido no nosso laboratório para satisfazer às necessidades da pesquisa. 
 
 Logo em seguida, o sinal passou por um osciloscópio (KENWOOD, modelo CS4125) e para uma placa de interface Análogo-Digital (Digidata 1200 A/B), a qual permitiu a transformação, leitura e armazenamento do sinal pelo computador através de um software (AxonScope, da Axon Instruments Inc., Foster City, CA, USA). Desta forma, os dados foram armazenados no disco rígido do próprio computador e em discos flexíveis de 3 ½ polegadas para posterior análise. 
 
 O nervo passou por um período de estabilização de 1h 30 min, uma vez que, experimentos piloto demonstraram que há um crescimento de APP da preparação durante a primeira hora de estimulação. Seguindo-se, foram colhidos registros do potencial de ação composto, reobase e cronaxia. Depois os nervos foram recolhidos e conservados em formol a 10% para, posterior investigação histológica. 
 
 
Figura 7. Setup extracelular 
 
 
 
 
 
 Figura 8. Esquema explicativo divisão dos grupos experimentais 
 
 
 
3.2.7. Análise dos Dados 
 Alterações da excitabilidade nervosa foram avaliadas através das mudanças observadas na amplitude pico-a-pico, na amplitude positiva dos componentes, na integral e na velocidade de condução do potencial de ação composto evocado em relação ao grupo controle. Para caracterizar alterações da excitabilidade do nervo com medidas que apresentassem resolução mais refinada avaliamos a cronaxia e reobase. Os dados utilizados para observação de possíveis alterações nos parâmetros acima citados foram analisados pelo “software” Clampfit, da Axon Instruments Inc., Foster City, CA, USA. 
 A amplitude pico-a-pico (APP) (Figura 9, pág.54) foi estabelecida através da soma da maior amplitude positiva com o módulo da maior amplitude negativa atingidas no registro do potencial de ação composto. Esta é proporcional ao número de axônios que conduzem o impulso em uma dada velocidade (MEIRI et al., 1985). 
 
 
 
 
 Figura 9. Ilustração da medida da APP. 
 A amplitude dos componentes (Figura 10, pág.55) foi estabelecida através da amplitude máxima positiva de cada um dos três componentes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 	Figura 10. Ilustração da medida das amplitudes positivas do 1o, 2o e 3o componentes. 
 
 Em relação ao cálculo da velocidade de condução nervosa de um dado componente do PAC, utilizamos o quociente entre a distância percorrida pelo potencial de ação composto, desde o eletrodo de estimulação que estiver mais próximo do ponto de imersão do nervo na solução, até o eletrodo de registro e o tempo decorrido entre o início do estímulo e a ocorrência do pico da onda (Figura 11, pág.56). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
T
1
 
T
2
 
T
3
 
 Tamanho do nervo 
V = 
 
T
1
, T
2
 ou T
3
 
 	Figura 11. Ilustração da medida da velocidade de condução dos componentes. 
 	 
 A integral, área abaixo da curva, foi analisada do PAC dos componentes separadamente (Figura 12, pág.56), pelo “software” Clampfit, da Axon Instruments Inc., Foster City, CA, USA. 
 
 
 
 
 
 
 Figura 12. Ilustração da integral dos componentes do PAC. 
 Curva intensidade-duração com onda quadrada de voltagem foi usada para determinar reobase e cronaxia (HOLSHEIMER et al., 2000). Reobase foi mensurada como a voltagem limiar para uma resposta ativa, com uma longa duração do pulso (1000 µs) e cronaxia como a largura de pulso (duração) correspondente a duas vezes a reobase. 
 
3.2.8. Análise Estatística 
 Os dados foram expressos como a média ± erro padrão da média. Duas amostras foram comparadas através do teste t-Student, enquanto comparações múltiplas foram feitas com o teste paramétrico ANOVA, teste de Student Newman – Keuls ou Dunn’s ANOVA (não paramétrico, no caso em que os dados não apresentem homocedasticidade, ou mesmo quando estes não apresentarem normalidade da distribuição). As médias foram consideradas diferindo significativamente entre si se o valor de p para a ocorrência da hipótese nula for menor ou igual a 0,05. 
 
 
 
 
 
 
4. RESULTADOS 
 
4.1. Efeito do PTU sobre o peso dos ratos 
 
 Antes do início do tratamento com PTU os animais do grupo controle apresentaram peso médio de 223 ± 6,15g. Aqueles que receberam PTU apresentaram peso médio de 210 ± 4,4 g, não sendo, portanto, diferente do controle. 
 
 A Figura 14 mostra a evolução comparativa do peso dos ratos tratados e não tratados com PTU, durante 16 semanas. Conforme pode ser observado, ratos que receberam PTU na