SEQUENCIAMENTO, CLONAGEM E TÉCNICAS DE HIBRIDIZAÇÃO

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DESCRIÇÃO
Introdução aos métodos de sequenciamento de material genético, tecnologia do DNA
recombinante e técnicas de hibridização de ácidos nucleicos.
PROPÓSITO
Compreender as metodologias de estudo e análise da sequência de DNA, uma ação importante
para entender a sua manipulação para fins de biotecnologia, bioinformática, diagnóstico e outras
aplicações, como pesquisa.
OBJETIVOS
MÓDULO 1
Distinguir as características dos principais métodos de sequenciamento do DNA
MÓDULO 2
Reconhecer as principais técnicas de clonagem molecular, suas formas de uso e suas vantagens
e desvantagens
MÓDULO 3
Identificar os métodos de hibridização de ácidos nucleicos, suas diferenças e aplicações na
rotina do biologista molecular
INTRODUÇÃO
As características hereditárias são passadas de geração em geração através do material
genético, codificado em nosso DNA. Existe um grande interesse em conhecermos a fundo o
nosso DNA, que tem sido alvo de estudos cada vez maiores e mais profundos desde sua
descoberta, na década de 1950.
O conhecimento do DNA humano e de outros organismos trouxe consigo múltiplas aplicações,
que vão do conhecimento em si ao entendimento de doenças genéticas, estudo comparativo
entre espécies, ferramentas em biotecnologia e bioinformática e discussões éticas. Tudo isso foi
possível graças às técnicas em biologia molecular que precederam e inspiraram o
desenvolvimento do sequenciamento, como as técnicas de restrição enzimática, de clonagem
molecular e de hibridização. Atualmente, elas são protagonistas e trabalham em conjunto para o
avanço da ciência, da biotecnologia e da saúde humana e animal.
MÓDULO 1
 Distinguir as características dos principais métodos de sequenciamento do DNA
PRINCÍPIOS DO SEQUENCIAMENTO
A quantidade de conhecimento que temos sobre o genoma humano e de outras espécies
aumentou extraordinariamente a partir do desenvolvimento de tecnologias de sequenciamento do
DNA. A maior iniciativa para sequenciamento de genomas foi o Projeto Genoma Humano, que
gerou uma quantidade de informação gigantesca. Atualmente, sabemos que o genoma humano
tem mais de 3 bilhões de pares de bases e que 99,9% da população humana compartilha o
mesmo DNA. Ainda assim, não sabemos a função de aproximadamente metade dos genes
descobertos.
 
Fonte: Shutterstock.com
A informação genética está contida no DNA (ácido desoxirribonucleico), uma longa molécula que
é formada por nucleotídeos. Para entendermos como as técnicas a serem exploradas neste
conteúdo funcionam, precisamos relembrar alguns conceitos-chave do DNA e da biologia
molecular.
DNA: construção complexa
O primeiro deles é a ideia de que o DNA é uma construção complexa, como uma casa luxuosa.
Por mais luxuosas que sejam, as casas são feitas de tijolos, que são as unidades mínimas na
nossa metáfora. No DNA, as unidades básicas são os nucleotídeos. Cada nucleotídeo tem três
regiões principais:

1
Um açúcar chamado de desoxirribose (por não conter oxigênio no segundo carbono da ribose).
No terceiro carbono da desoxirribose, temos um álcool orgânico (grupamento hidroxila)
importante para a replicação.
2
No quinto carbono da ribose, temos um grupamento fosfato.

3
No primeiro carbono da ribose, temos uma base nitrogenada (Adenina, Timina, Citosina,
Guanina - A, T, C, G). (Figura 1).

 
Os nucleotídeos / Fonte: Shutterstock.com
 Figura 1. Os nucleotídeos.
As bases nitrogenadas são a principal diferença entre os nucleotídeos de DNA e são as
responsáveis por codificar a informação genética. Afinal, precisamos ter pelo menos algumas
letras diferentes para codificarmos uma informação no texto complexo que é o nosso genoma.
Em uma fita dupla de DNA, as bases nitrogenadas estão livres e pareiam entre si − purinas (A e
G) com pirimidinas (T e C) −, graças ao que chamamos de complementariedade das fitas de
DNA. Isso garante que a informação genética seja estável e permite a replicação (ou duplicação)
do DNA com o mínimo de erros possível.
Veja o esquema mostrando a estrutura do DNA e pareamento das bases por
complementariedade. Note as pontes de hidrogênio duplas (seta azul) entre Adenina e Timina, e
triplas (seta preta) entre Citosina e Guanina.
 
Pareamento das bases nitrogenadas / Fonte: Shutterstock.com
 Figura 2. Pareamento das bases nitrogenadas.
Replicação do DNA
O segundo conceito que precisamos revisar é o da replicação do DNA. A DNA-polimerase é
uma enzima capaz de sintetizar uma nova fita de DNA a partir de um DNA molde. Suas principais
funções são reconhecer o nucleotídeo lido na fita molde, pareá-lo com seu nucleotídeo
complementar e fazer a junção desse segundo nucleotídeo à fita que está sendo sintetizada.
 ATENÇÃO
Essa junção do nucleotídeo é feita a partir da energia presente no grupamento trifosfato no quinto
carbono do nucleotídeo livre e a hidroxila livre do terceiro carbono da desoxirribose do
nucleotídeo que já faz parte da fita em síntese. Essa ligação é chamada de fosfodiéster e é uma
ligação covalente, ou seja, forte e difícil de ser quebrada.
Agora que sabemos esses aspectos do DNA e de sua replicação, podemos conhecer as
técnicas para identificação dos nucleotídeos que os formam.
SEQUENCIAMENTO SANGER ORIGINAL
Uma das primeiras técnicas de sequenciamento de DNA a ganhar grande espaço no mundo
científico foi desenvolvida na década de 1970 pelo cientista Frederick Sanger e, até os dias
atuais, o chamado Sequenciamento Sanger é uma das técnicas mais robustas e precisas em
uso.
Nesse método, Sanger e seus colegas usaram nucleotídeos especiais, com duas grandes
diferenças dos nucleotídeos normais que encontramos nas células: os nucleotídeos que Sanger
usava eram marcados com radioisótopos, de forma que eles pudessem identificar qual base
nitrogenada foi adicionada; já as desoxirriboses foram modificadas pela retirada da hidroxila no
terceiro carbono, o que impede a adição de nucleotídeos novos pela polimerase. Por isso, o
Sequenciamento Sanger leva o nome oficial de terminação de cadeia, ou dideoxy (pela falta de
duas (di-) hidroxilas, no segundo e terceiro carbonos da ribose – os ddNTP).
 
Fonte: Shutterstock.com
RADIOISÓTOPOS
são átomos que emitem radioatividade detectável por aparelhos especializados.
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Representação esquemática de um Didesoxinucleotideo (ddNTP) sem um OH no carbono 3
(cinza) e um desoxinucleotídeo (dNTP). / Fonte: CNX OpenStax / http://cnx.org ©
 Figura 3. Representação esquemática de um Didesoxinucleotideo (ddNTP), sem um OH no
carbono 3 (cinza) e um desoxinucleotídeo (dNTP).
Em um Sequenciamento Sanger, precisamos amplificar o DNA-alvo a ser sequenciado.
Normalmente, usamos um produto de PCR (Default tooltip) como amostra, pois precisamos de
grande quantidade de DNA-alvo. Mesmo assim, o Sequenciamento Sanger exige uma reação de
amplificação independente, e, por isso, é classificado como um sequenciamento por síntese –
SpS.
A amplificação feita no Sequenciamento Sanger original contava com uma DNA-polimerase e
seu tampão, iniciadores (oligonucleotídeos curtos que se ligam especificamente ao DNA-alvo a
ser amplificado), desoxirribonucleotídeos trifosfato (dNTPs) e ddNTPs.
Como a marcação radioativa era a mesma para cada nucleotídeo, a identificação de qual ddNTP
havia sido adicionado se dava pela separação física, em tubos diferentes, dos ddNTPs
marcados. Assim, o Sanger original tinha quatro tubos diferentes, cada um contendo polimerase,
iniciadores, tampão, os 4 nucleotídeos (dNTPs) e um didesoxinucleotídeos (ddNTP), marcado
com radioatividade.
 EXEMPLO
Por exemplo, em um dos quatro tubos, tínhamos dATP (desoxirribonucleotídeo trifosfato de
adenina), dCTP (desoxirribonucleotídeo trifosfato de citosina), dTTP (desoxirribonucleotídeo
trifosfato de timina) e dGTP (desoxirribonucleotídeo trifosfato de guanina) e um
didesoxirribonucleotideo trifosfatado de guanina (ddGTP) marcado com radioisótopo; nos outros,
estavam presentes os mesmos dNTPS e em cadaum ddNTP diferentes (adenina, tirosina e
citosina).
A cada ciclo de amplificação, os dNTPs são adicionados até que o ddNTP marcado com
radioisótopo seja adicionado, o que faz com que a adição de nucleotídeos à fita nova seja parada
apenas para aquela fita. As outras fitas que estão sendo sintetizadas na mesma reação
continuam sendo sintetizadas até que o ddNTP seja adicionado. Dessa forma, temos sequências
de DNA de diferentes tamanhos, todas terminando em um ddNTP marcado com radioisótopo.
Assim, sabemos qual ddNTP terminou a cadeia, pois eles estão em tubos separados!
Da mesma forma que revelamos o resultado de uma PCR convencional separando o produto
amplificado em um gel de agarose através da eletroforese e corando-o com um agente
intercalante de DNA que seja fluorescente, a revelação do Sequenciamento Sanger também se
baseava na separação por eletroforese e revelação.
Quando o gel de agarose polimeriza, forma uma malha frouxa, que não é estreita o suficiente para
separar sequências com diferenças de até um único nucleotídeo (ou ddNTP, no caso do
Sequenciamento Sanger) que precisamos detectar. Então, usamos outro tipo de gel, ou polímero:
a poliacrilamida, feita a partir da polimerização da acrilamida/bisacrilamida, que nos dará uma
malha muito mais intricada (forma poros regulares e de tamanho uniforme) e capaz de distinguir
pequenas diferenças no tamanho do DNA.
Cada um dos quatro tubos de sequenciamento diferentes, contendo os ddNTPs marcados, usará
um poço no gel de poliacrilamida para sua resolução. Esperamos que, em cada tubo, os ddNTPs
tenham sido usados mais de uma vez. Então, desejamos ver múltiplas bandas em cada uma das
linhas do gel correspondentes a cada ddNTP utilizado.
Além disso, como a intenção do gel é a separação dos produtos por tamanho quando
submetidas a uma corrente elétrica, as moléculas de DNA menores migram mais rapidamente
pelo gel e, por isso, estão localizadas mais abaixo do que as moléculas maiores. Finalmente, a
revelação é feita através da emissão de radioatividade, que ficava impressa em um filme de raios
X, e, em seguida, a sequência é montada a partir dos tamanhos de DNA obtidos (Figura 4).
 
Qi-Liang Ding/Wikimedia Commons/ Licensed Attribution-Share Alike 3.0 Unported
 Figura 4. Sequenciamento Sanger manual e imagem real do sequenciamento.
A partir da Figura 4, vemos que cada ddNTP marcado com radioisótopos foi colocado em tubos
separados e, após eletroforese em gel de poliacrilamida, foram obtidos diferentes tamanhos de
DNA. Após revelação (Figura 4, à direita), a sequência é montada de forma manual a partir
desses tamanhos.
Automação do Sequenciamento Sanger
A técnica original de sequenciamento Sanger era bastante trabalhosa e exigia um nível de
complexidade muito grande. Além de serem quatro tubos, os ddNTPs radioativos precisavam ser
manipulados em ambiente controlado por oferecerem risco à saúde dos trabalhadores, e tudo era
feito manualmente, inclusive a interpretação do gel de poliacrilamida para determinação da
sequência. Isso trazia imensas limitações ao uso do sequenciamento. Por isso, os pesquisadores
automatizaram o sequenciamento para reduzir custos, riscos e tempo de execução, além de,
claro, aumentar a precisão na determinação das bases em sequência.
Para que a automatização fosse bem-sucedida, entretanto, eles precisaram modificar algo
crucial: o uso de radioisótopos. Por serem a maior limitação da técnica, eles foram substituídos
por fluoróforos. O uso destes na marcação dos ddNTPs concedeu outra grande vantagem: além
de serem mais seguros, podem ser utilizados vários fluoróforos que se excitam e emitem
fluorescência em comprimentos de onda diferentes ao mesmo tempo. Isso permite que vários
fluoróforos sejam usados na mesma reação, abolindo o uso de quatro tubos.
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Com cada ddNTP marcado com fluoróforo de cor diferente, o sequenciamento é mais seguro e
mais barato, pois já não precisamos lidar com a segurança extra contra a radioatividade e
reduzimos a reação a um único tubo.
Com o uso de quatro fluoróforos, um para cada ddNTP e em um único tubo de amplificação, outra
limitação ao uso do sequenciamento foi superada: a forma de leitura.
FLUORÓFOROS
Fluoróforos são pequenas moléculas que, quando excitadas em determinado comprimento
de onda, emitem fluorescência que pode ser facilmente detectada.
 RELEMBRANDO
Na técnica original
Os resultados eram lidos manualmente, combinando os fragmentos de tamanhos diferentes em
ordem até que o quebra-cabeça fosse montado. E, em muitos casos, não era trivial diferenciar
qual era a próxima banda, especialmente quando a sequência era mais longa e ainda
demandava muito tempo para a leitura e a interpretação. Além disso, o gel de poliacrilamida
várias vezes não era preciso na diferenciação dos tamanhos de DNA e apresentava baixa
resolução durante a leitura.
Na automação
A leitura dos fragmentos com terminação em ddNTPs marcados com fluoróforos passou a ser
feita por eletroforese em capilar, ou seja, em um tubo extremamente fino contendo um polímero
semelhante à poliacrilamida pela qual cada fragmento passa, um de cada vez.
À medida que cada fragmento passa pelo capilar, um laser incide sobre a sequência, e os
ddNTPs marcados emitem fluorescências em comprimentos de onda diferentes que são
detectadas por um aparelho. Os aparelhos mais modernos conseguem sequenciar cerca de 900
pares de base (pb) em uma cadeia, e possuem múltiplos capilares para a leitura de dezenas de
amostras diferentes. O aparelho também processa e filtra a fluorescência de ruído (ou
background) de cada ddNTP lido e nos fornece uma representação gráfica da sequência e de
sua qualidade.
A representação gráfica é o resultado que iremos analisar, e seu nome oficial é eletroferograma.
Este consiste em picos coloridos, em que a altura do pico representa a qualidade da leitura –
picos mais altos possuem melhor qualidade e são mais confiáveis (ou seja, a probabilidade de a
fluorescência da detecção estar errada é muito pequena), e cada cor representa uma base
nitrogenada diferente detectada por fluorescências distintas (Figura 5).
 
Esquema do Sequenciamento Sanger automatizado. / Fonte: Estevezj - Own work/
https://commons.wikimedia.org/ / CC BY-SA 3.0
 Figura 5. Esquema do Sequenciamento Sanger automatizado.
Sequenciamento de Nova Geração (Next Generation Sequencing)
Enquanto a técnica de Sanger era aperfeiçoada e automatizada, outros esforços para
sequenciamento de DNA apareceram. Durante essa época, surgiu o pirosequenciamento,
capaz de detectar a produção de um fosfato livre – ou pirofosfato –, decorrente da adição de um
nucleotídeo.
O pirofosfato é produzido quando o trifosfato da extremidade 5’ de um nucleotídeo é clivado e dá
energia à ligação fosfodiéster catalisada pela DNA polimerase. Assim, o pirosequenciamento
também é um sequenciamento por síntese (SpS), como o Sanger. Porém, dispensa o uso de
ddNTPs marcados com radioisótopos ou fluoróforos, assim como eletroforese em capilar. O
pirofosfato é detectado ao ser convertido em ATP por uma enzima (ATP sulfurilase). O ATP é,
então, usado pela luciferase, uma segunda enzima que oxida a luciferina, um substrato em
oxiluciferina, e, durante essa transformação, ocorre a formação de luz, que pode assim ser
quantificada.
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No pirosequenciamento, cada dNTP é adicionado separadamente à reação, de forma que se
saiba qual foi o nucleotídeo inserido que gerou luz. Os nucleotídeos que não foram usados são
degradados por uma terceira enzima, a apirase. O ciclo se repete com o próximo nucleotídeo
(Figura 6).
PIROSEQUENCIAMENTO
também conhecido pelo nome comercial Roche 454.
 
Esquema das etapas da reação de pirosequenciamento.
 Figura 6. Esquema das etapas da reação de pirosequenciamento.
A partir da Figura 6, observamos que o DNA genômico é clivado, ligado a adaptadores e
imobilizado em microesferas (beads), nas quais acontecerá a amplificação do DNApor PCR em
emulsão (que vamos entender a seguir). No sequenciamento, vemos cada novo nucleotídeo
adicionado pela DNA polimerase e detectado pela emissão de luz decorrente da liberação de um
pirofosfato.
Com a criação do pirosequenciamento, surgiu uma nova geração de sequenciamento (NGS –
Next Generation Sequencing). Nessas metodologias, usamos o conceito de formação de
bibliotecas de DNA para o sequenciamento.
Vamos entender como:

1
As bibliotecas são formadas por meio da “quebra” do DNA extraído, seja por ele ter sido digerido
em pequenos fragmentos usando enzimas, seja por ter sido clivado usando métodos físicos,
como a sonicação.
2
O DNA fragmentado é ligado a adaptadores, que são pequenas sequências sintéticas,
conhecidas e exógenas, usadas na identificação das amostras. Cada extremidade (5’ e 3’) do
DNA fragmentado em uma biblioteca se liga a um adaptador distinto, com sequências de DNA
diferentes.
O uso de adaptadores permitiu o sequenciamento de regiões do DNA que não tínhamos
conhecimento suficiente para desenharmos oligonucleotídeos iniciadores, e foi desenvolvido
ainda na era Sanger.


3
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Os adaptadores imobilizam o fragmento de DNA e auxiliam o início da síntese, pois se ligam por
complementariedade a oligonucleotídeos iniciadores aderidos a microesferas, de forma que
cada microesfera tenha apenas um fragmento de DNA ligado a ela.
4
Cada microesfera será depositada em um micropoço (em um microchip), local onde ocorrerá
uma PCR diferente, chamada de PCR em emulsão (ou em gotícula de óleo-água).


5
Assim, cada microesfera terá várias cópias idênticas do mesmo DNA. Isso é importante para
amplificação do sinal emitido pelo pirofosfato, que precisa ser suficiente para que nossos
métodos de detecção disponíveis consigam captar esse sinal.
6
Em seguida, as fitas duplas ligadas à microesfera são desnaturadas em fitas simples, e estarão
prontas para iniciarmos a reação de sequenciamento.
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

7
Na etapa de sequenciamento, um único dNTP é adicionado por vez à reação. Assim, quando o
dNTP complementar à sequência-molde é adicionado pela polimerase, o pirofosfato liberado na
formação da ligação fosfodiéster dá energia para a reação luminosa ocorrer, que é, por sua vez,
detectada por um sensor.
EXÓGENAS
Não pertencentes ao DNA a ser sequenciado.
EMULSÃO (OU EM GOTÍCULA DE ÓLEO-
ÁGUA)
Nessa emulsão de água, em uma fase oleosa, as gotículas de água contêm os reagentes
de PCR, uma fita de DNA a ser sequenciado e uma bead para sua ancoragem.
SONICAÇÃO
É utilizada a energia de ondas sonoras para quebrar macromoléculas – nesse caso, o DNA.
Esse sistema permite a existência de milhares de microesferas, cada uma com uma sequência
de DNA única, amplificada e sequenciada. Assim, milhões de pares de base podem ser
sequenciados muito mais rapidamente do que pelo método de Sanger.
O mesmo princípio de criação de bibliotecas de DNA com o uso de adaptadores, imobilização
e sequenciamento por síntese foi aperfeiçoado e modificado posteriormente. Um dos métodos
mais famosos e mais usados é o sequenciamento Illumina/Solexa.
Nessa técnica, a biblioteca de DNA é ligada aos adaptadores. Vamos entender como isso é
feito:
1
Os fragmentos de DNA são anelados a iniciadores aderidos a uma placa (chamada de célula de
fluxo ou flowcell) por meio dos adaptadores, e a síntese por ponte de DNA começa usando
dNTPs normais.
2
Na síntese por ponte, cada extremidade do DNA contém adaptadores diferentes capazes de se
anelar aos primers complementares já aderidos à placa.
3
A DNA polimerase sintetiza todas as fitas complementares, formando agrupamentos (ou clusters,
em inglês) de DNA idênticos, que são desnaturados em fitas simples e usados como molde para
a etapa do sequenciamento (Figura 7).
Veja a representação esquemática da amplificação por ponte da técnica de
sequenciamento Illumina/Solexa:
Após formação da biblioteca de DNA ligada a adaptadores (rosa e verde), o DNA-alvo é
fragmentado e ligado aos iniciadores aderidos na placa através de complementariedade com os
adaptadores, para que a amplificação por ponte aconteça.
 
Fonte: DMLapato - Own work / https://commons.wikimedia.org/ /CC BY-SA 4.0©
 Figura 7. Esquema da amplificação pela técnica de sequenciamento Illumina/ Solexa. Na foto,
os adaptadores estão em verde e rosa.
O sequenciamento em si é efeito de forma semelhante ao Sanger, em que didesoxinucleotídeos
(ddNTPs) marcados com fluoróforos são adicionados à reação, causando a terminação da
polimerização. No caso do sequenciamento Illumina, os nucleotídeos marcados com
fluorescência são terminadores reversíveis da polimerização, ou seja, após uma simples
lavagem, o sequenciamento pode continuar com a incorporação de novos nucleotídeos marcados
com fluoróforos feita pela DNA polimerase.
A fluorescência de cada ciclo é obtida em diferentes comprimentos de onda para cada ddNTP e
é detectada pelo aparelho sequenciador, que decodifica o sinal. Cada corrida pode ter milhões
de clusters diferentes, o que nos gera uma quantidade gigantesca de dados (Figura 8).
 
 Figura 8. Esquema do sequenciamento Illumina.
 ATENÇÃO
Talvez esta tenha sido a maior vantagem dos sequenciamentos de nova geração: a introdução de
métodos de alto rendimento, o que significa um sequenciamento de um número gigantesco de
bases, de forma muito mais rápida do que o Sequenciamento Sanger.
Contudo, as NGS possuem desvantagens, como perda de precisão quando as sequências são
muito repetitivas em um único nucleotídeo, pois é difícil para o aparelho saber quantas bases
idênticas foram adicionadas em um ciclo apenas, já que o pico de luz fica bem mais extenso ou
mais longo. Nesses casos, podemos usar o Sequenciamento Sanger, que é mais confiável para
determinação de sequências repetitivas por também separar as moléculas de DNA por tamanho.
Outra desvantagem do NGS é o tamanho máximo das sequências lidas: enquanto no
Sequenciamento Sanger lemos cerca de 900 pb, nos primeiros NGSs, as leituras eram bem mais
curtas – inicialmente, apenas 30 a 40 bases eram lidas por fragmento.
Atualmente, na terceira geração de NGS, existem equipamentos capazes de ler sequências
maiores, de 200 a 300 pb. Novas tecnologias capazes de sequenciar até 50 kbp (Default
tooltip) em uma leitura contínua, assim como técnicas para sequenciamento em tempo real,
também foram desenvolvidas e estão constantemente sendo aprimoradas.
Toda essa capacidade de sequenciamento introduziu outra questão importante: como unir esses
pequenos fragmentos e reconstituir a sequência contínua original de milhões de pares de base,
como as que existem nos organismos vivos?
Com o desenvolvimento tecnológico que permitiu os sequenciamentos de alto rendimento, vimos
o desenvolvimento de softwares e algoritmos especializados na resolução do quebra-cabeças
gerado ao produzirmos centenas de milhões de sequências. Com o estudo da genômica e da
transcriptômica, um campo novo de intercessão entre biologia e informática cresceu muito: a
bioinformática.
TRANSCRIPTÔMICA
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Estudo do total de genes que estão sendo transcritos em determinada célula, pela síntese
da cDNA a partir do RNA mensageiro. .
Neste vídeo, você conhecerá um pouco sobre os métodos de NGS de terceira geração.
Para aprender sobre como o quebra-cabeças do genoma é montado em maiores detalhes,
acesse nossa seção Explore +.
VERIFICANDO O APRENDIZADO
1. O SEQUENCIAMENTO DO DNA PERMITIU GRANDE QUANTIDADE DE
CONHECIMENTO SOBRE O GENOMA DE DIVERSAS ESPÉCIES. SOBRE
OS MÉTODOS DE SEQUENCIAMENTO, É CORRETO AFIRMAR QUE:
A) O método mais antigo, conhecido como pirosequenciamento, utiliza a liberação de um
pirofosfato terminador de cadeia para revelar qual nucleotídeo foi adicionado.
B) Um dos métodos mais confiáveis de sequenciamento é o pirosequenciamento, pois consegue
identificar regiões com nucleotídeos repetitivos com alta resolução.
C) Os sequenciamentosde nova geração (NGS) não são tão confiáveis quanto o
Sequenciamento Sanger, porém produzem grande quantidade de informação em um intervalo de
tempo muito curto.
D) O sequenciamento Illumina e o pirosequenciamento não fornecem muita informação, pois
sequenciam apenas algumas dezenas de pares de base por corrida.
E) Com a chegada de NGS, o Sequenciamento Sanger se tornou obsoleto e não tem mais
utilidade para a maioria das aplicações em ciência, saúde e biotecnologia.
2. SOBRE O SEQUENCIAMENTO SANGER, É CORRETO AFIRMAR QUE:
A) Utiliza a terminação da cadeia em ribonucleotídeos marcados com radioisótopos, o que limita
a aplicação do método.
B) Utiliza didesoxirribonucleotídeos marcados com fluoróforos, que são identificados ao longo da
cadeia durante a síntese.
C) Parte do princípio de separação das moléculas de DNA em gel de agarose e revelação dos
nucleotídeos por emissão de luz ultravioleta.
D) Foi automatizado, de forma que a terminação da cadeia por nucleotídeos modificados e
marcados possa ser identificada mais rapidamente.
E) Depende da leitura de lasers, que excitam os radioisótopos a emitirem radiotividade no
comprimento de onda a ser detectado.
GABARITO
1. O sequenciamento do DNA permitiu grande quantidade de conhecimento sobre o
genoma de diversas espécies. Sobre os métodos de sequenciamento, é correto afirmar
que:
A alternativa "C " está correta.
 
O Sequenciamento Sanger é muito mais confiável que a maioria dos NGS, especialmente para
identificar nucleotídeos em regiões repetitivas, pois também é capaz de separar as sequências
terminadas em ddNTPs marcadas de acordo com seu tamanho. No entanto, cada corrida de
Sequenciamento Sanger consegue identificar uma quantidade de pares de base muito pequena
(cerca de 900 bp) comparada à capacidade de sequenciamento de NGS, que pode chegar a
milhões de pares de base (ou Mpb) por corrida.
2. Sobre o Sequenciamento Sanger, é correto afirmar que:
A alternativa "D " está correta.
 
O Sequenciamento Sanger automatizado usa didesoxinucleotídeos marcados com fluoróforos e
separação por eletroforese em capilares, o que permitiu o sequenciamento de dezenas de
amostras em uma mesma corrida.
MÓDULO 2
 Reconhecer as principais técnicas de clonagem molecular, suas formas de uso e
suas vantagens e desvantagens
TECNOLOGIA DO DNA RECOMBINANTE
A tecnologia do DNA recombinante é uma ferramenta com grande aplicação em biotecnologia. É
usada para transferir uma informação genética de um organismo para outro, pela união de duas
fitas de DNA de origens diferentes e sua inserção em um organismo hospedeiro (Figura 9).
 
Fonte: Shutterstock.com
 A tecnologia do DNA recombinante consiste na união de duas fitas de DNA.
Também é conhecido como clonagem molecular, pois nesse processo temos a expansão de
organismos hospedeiros idênticos geneticamente, ou clones, todos contendo o DNA
recombinante.
Com o uso da tecnologia do DNA recombinante, conseguimos produzir proteínas humanas em
larga escala, para terapia, diagnóstico e até prevenção de doenças.
 EXEMPLO
Por exemplo, a clonagem molecular permite: que bactérias sintetizem insulina humana, usada no
tratamento de diabetes mellitus tipo I; usar genes inseridos em plasmídeos como forma de
amplificarmos o gene e usá-los como curva de quantificação em uma qPCR; fabricar vacinas
contra o papilomavírus humano (HPV) usando apenas a proteína externa do vírus produzida em
levedura.
Além disso, podemos alterar geneticamente organismos complexos, como plantas e animais, ao
introduzirmos genes de outras origens – os transgenes, gerando os organismos transgênicos –
ou modificando genes que já existem em determinado organismo. Criamos, assim, os chamados
organismos modificados geneticamente (GMO, genetically modified organisms). Entretanto, com
essa capacidade, vieram muito questionamentos éticos sobre o que podemos e devemos
modificar nos organismos.
Para dominarmos essa poderosa ferramenta, precisamos conhecer alguns pontos-chave sobre a
informação que queremos transferir, sobre as formas de transferência e sobre o sistema para
onde estamos transferindo a informação genética.
A informação que queremos transferir, nesse caso, é uma sequência de DNA de interesse, que
pode ser tanto um gene, uma região regulatória, ou pequenas sequências que determinam
epítopos antigênicos que não serão expressos, que chamamos de inserto. A forma de
transferência dessa sequência é o que chamamos de vetor.
EPÍTOPOS ANTIGÊNICOS
Regiões que causam uma resposta imunológica que podemos detectar.
Assim como uma encomenda precisa ser transportada por caminhão, moto, navio ou avião para
chegar até seu destino, a sequência genética precisa de uma forma de transporte até o
organismo-alvo. O sistema de utilização é o nosso organismo final, que apresente a capacidade
de expressar determinado gene ou seja modificado geneticamente, o qual chamamos de
hospedeiro (Figura 10).
 
Fonte: Shutterstock.com
 Figura 10. Esquema das partes essenciais da clonagem molecular: sequência de interesse
(ou inserto), vetor (plasmídeo) e hospedeiro (bactéria).
Vamos conhecer cada etapa da clonagem molecular passo a passo:
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PASSO 1: ISOLAMENTO DO FRAGMENTO DE
INTERESSE
O primeiro passo para clonagem molecular é a identificação do gene ou da sequência de DNA
que queremos clonar, que, como já aprendemos, é chamada de inserto.
Para isso, podemos partir de uma sequência já conhecida. Nas últimas duas décadas, uma
quantidade gigantesca de informação genética foi produzida, e existem diversas ferramentas de
informática disponíveis na internet para conhecermos a sequência exata de genes e regiões não
codificantes de diversos organismos. A maior plataforma pública e gratuita que armazena
sequências de DNA (e cDNA, caso estejamos interessados em RNA) e mais conhecida é o
GenBank (ou banco de genes, em tradução livre), do Instituto Nacional de Saúde dos Estados
Unidos da América (NIH – National Health Institute).
 ATENÇÃO
Caso seu gene de interesse não esteja entre as sequências armazenadas e disponíveis ao
público, você poderá sequenciar a região. Nesse caso, basta amplificarmos a sequência ou a
região próxima que a flanqueie (ou seja, as regiões que estão antes e depois de determinada
sequência) por PCR. Após a amplificação, iremos separar as sequências obtidas na PCR por
eletroforese em gel de agarose e observar se existem vários produtos ou apenas um.
 
Caso tenhamos apenas um produto, podemos purificar a PCR e extrair apenas o DNA
amplificado – ou seja, remover todo tampão, enzima Taq e os iniciadores, que poderiam interferir
no sequenciamento. Caso mais de uma banda esteja visível no gel de agarose, precisaremos
cortar a banda de tamanho desejado e purificá-la a partir do gel. Assim, eliminamos produtos de
PCR inespecíficos e impedimos que eles influenciem nosso Sequenciamento Sanger, o que será
feito a seguir.
Mas o que fazer caso não haja informação suficiente sobre o organismo estudado sequer para
desenhar iniciadores para a PCR?
Nesse caso, pode-se usar novas tecnologias de sequenciamento, conhecidas como
sequenciamento de nova geração, que usam adaptadores para amplificar o genoma.
Uma vez que tenhamos nosso inserto amplificado e sua sequência conhecida, podemos colocá-lo
(ou inseri-lo) no nosso vetor.
PASSO 2: ESCOLHA DO VETOR E ESTRATÉGIA DE
INSERÇÃO
Uma vez determinada com exatidão a composição da sequência, precisamos observar seu
tamanho. Assim como usamos meios de transporte diversos para diferentes tamanhos de
encomendas, precisamos escolher qual o melhor vetor para transportar a sequência.
Os vetores são pequenos DNAs autorreplicantes e circulares que conseguem ser transferidos
para dentro das células. Existem diversos tipos de vetores, baseados em seu tamanho total, no
tamanho da sequência de DNA recombinante que pode transportar e organismos em que podem
ser usados.
Os vetores mais conhecidos são os plasmídeos, que são pequenosDNAs circulares
autorreplicantes, de origem bacteriana, que podem ser transportados para dentro e para fora da
célula. Eles ocorrem na natureza e acredita-se que sejam originados de restos de genomas
bacterianos que mantêm todos os elementos necessários à sua própria replicação e que foram
absorvidos por outra bactéria. Assim, os plasmídeos são considerados elementos genéticos
móveis, ou seja, eles podem ser transferidos (ou transportados) de uma célula a outra, ou
adquiridos a partir do ambiente.
Normalmente, as bactérias conseguem sobreviver sem plasmídeos – por isso, são considerados
como extracromossomais –, mas, por vezes, a informação codificada neles oferece vantagem em
ambientes seletivos.
 
Fonte: Shutterstock.com
 EXEMPLO
Por exemplo, um plasmídeo pode ter uma sequência de DNA que codifique uma proteína de
canal, que, por sua vez, confere resistência a certo antibiótico. Ao entrar em uma célula que esteja
sob pressão seletiva pelo tal antibiótico – ou seja, uma célula que esteja lutando para sobreviver
ao antibiótico –, a aquisição desse plasmídeo conferirá resistência, e a bactéria poderá
sobreviver facilmente.
Como comentamos anteriormente, os plasmídeos são autônomos em sua replicação e, por isso,
precisam ter determinados elementos que permitam sua duplicação e expressão
independentemente do momento em que a célula se encontre.
Um plasmídeo criado em laboratório com o mínimo de informação necessária para ser
funcional contém três regiões:

1
A origem de replicação, que a DNA-polimerase da sua célula-hospedeira bacteriana reconhece e
onde todos os fatores necessários à abertura da forquilha de replicação se ligam.
2
Um gene de resistência a antibiótico, que auxilia na seleção das bactérias que contêm o
plasmídeo.


3
O sítio múltiplo de clonagem (multiple cloning site – MCS), que deve incluir um promotor
gênico, diversos sítios de restrição por diferentes enzimas e um terminador (Figura 11).
PROMOTOR GÊNICO
Promotor gênico é uma sequência curta no DNA que precede o gene e sinaliza à
maquinaria celular de transcrição de RNA o local a que ela deve se ligar para encontrar o
início do gene.
javascript:void(0)
javascript:void(0)
TERMINADOR
Terminador gênico é uma sequência curta que define o sitio de finalização da transcrição
para liberar a maquinaria de transcrição.
 
Representação esquemática de um vetor comum, o plasmídeo. / Foto: Michael Jeltsch - Own work
/ https://commons.wikimedia.org/ /CC BY-SA 4.0©
 Figura 11. Representação esquemática de um vetor comum, o plasmídeo.
 ATENÇÃO
Lembre-se de que essas são as regiões mínimas à replicação em uma bactéria e que seu
organismo hospedeiro pode ser um eucarioto (leveduras, células animais e vegetais), que pode
requerer outras regiões para replicação do plasmídeo e sua expressão. Por exemplo, devemos
sempre priorizar o uso de promotores gênicos derivados de leveduras, caso nosso sistema
hospedeiro seja a levedura, e de usar promotores e potenciadores preferencialmente virais para
células de mamífero, em adição à origem de replicação e um marcador de seleção de eucariotos.
Os plasmídeos são amplamente usados em biotecnologia e em clonagem molecular, por serem
resistentes ao ambiente, facilmente inseridos dentro de células procarióticas (bactérias) e
eucarióticas (como leveduras, células animais e vegetais) e de fácil manipulação. Os plasmídeos
podem ter tamanho total entre alguns milhares a dezenas de milhares de pares de base e podem
conter insertos de tamanhos variados, desde que o tamanho total do plasmídeo permaneça
inferior a 10 mil pares de base (10 kb), muito embora alguns plasmídeos permitam insertos de até
15 kb.
Existem situações em que pode ser necessário usar insertos maiores, e, nesses casos, outros
sistemas podem ser usados. Por exemplo, o sistema de cosmídeos permite insertos de até 50
kb, pois sua composição genética é uma mistura entre plasmídeos e bacteriófagos. Entretanto,
cosmídeos exigem que seu genoma seja empacotado, ou seja, que uma camada de proteína
chamada capsídeo viral recubra o DNA do cosmídeo, para protegê-lo e para que haja infecção de
novas células. Outras opções são os cromossomos artificiais bacterianos (Bacterial Artificial
Chromosome – BAC) ou de levedura (Yeast Artificial Chromosome – YAC), para insertos de
tamanho superior a 100 kb.
BACTERIÓFAGOS
São vírus capazes de infectar bactérias, injetando o material genético viral através da
parede celular até o citoplasma da bactéria.
PASSO 3: ESTRATÉGIAS DE CLONAGEM
Uma vez que conheçamos a sequência do nosso inserto, e tenhamos escolhido o vetor que
melhor se adeque às nossas necessidades, podemos começar a clonagem. Para isso, vamos
explorar duas estratégias principais. A primeira baseia-se na digestão do DNA e utiliza as
chamadas enzimas de restrição. A segunda, mais recente, utiliza apenas PCR. Vamos explorá-
las com detalhes a seguir.
Clonagem por restrição
As enzimas de restrição são capazes de reconhecer sequências internas e muito especificas do
DNA fita dupla e cortá-lo ao clivarem a ligação fosfodiéster entre dois nucleotídeos, e, por isso,
são classificadas como endonucleases − endo = interno; nucle = núcleo (relativo ao DNA); ase =
enzimas. Elas são encontradas na natureza em bactérias e funcionam como um sistema de
defesa bacteriano contra DNA invasores potencialmente perigosos, como o DNA de
bacteriófagos (vírus que infectam e matam as bactérias).
Existem dois tipos de enzimas de restrição, baseado em como o corte, ou clivagem, do
DNA é feito:
javascript:void(0)
BLUNT END (EM TRADUÇÃO LIVRE, “EXTREMIDADE
PLANA” OU “LISA”).
A endonuclease pode reconhecer o seu sítio de clivagem e cortar as duas fitas de DNA no
mesmo ponto.
STICKY END (EM TRADUÇÃO LIVRE, “EXTREMIDADE
GRUDENTA, PEGAJOSA”).
A enzima pode cortar o DNA fita dupla com uma diferença de poucos nucleotídeos entre as fitas
complementares, deixando esses poucos nucleotídeos em fita simples, o que torna muito mais
fácil o pareamento por complementariedade entre as bases nitrogenadas. Esse método é
preferível ao primeiro (Figura 12).
 
Foto: Camila Freze.
 Figura 12. Ilustração representando clivagem por enzima de restrição “sticky” ou “pegajoso” e
clivagem “blunt”, ou “plano”.
Para usar o método de clonagem por enzimas de restrição, tanto nosso inserto quanto nosso
vetor precisam ter sítios de clivagem pela enzima de restrição de nossa escolha. É de extrema
importância que o sítio de restrição (ou clivagem) no vetor seja único, caso contrário ele será
digerido em diversos fragmentos não funcionais, e nossa clonagem não funcionará (Figura 13).
 
Foto: Camila Freze.
 Figura 13. Ilustração exemplificando sítio de clivagem para enzimas de restrição “sticky”
(esquerda) e “blunt” (direita). Na foto, são exemplificadas enzimas de restrição.
Caso nosso inserto não possua o sítio de restrição naturalmente em suas extremidades,
podemos colocar a sequência que a enzima reconhece nas extremidades durante a amplificação
por PCR. Para isso, basta acrescentarmos o sítio de restrição às extremidades dos iniciadores.
Em seguida, faremos a digestão do inserto e do vetor pela mesma enzima de restrição em
microtubos separados. A reação de digestão é normalmente feita a 37°C por uma hora, muito
embora a reação possa ser deixada de um dia para o outro para aumentar a digestão.
Uma vez que a restrição tenha acontecido, veremos se o vetor foi linearizado – lembre-se de que
ele era circular – pela eletroforese em gel de agarose. Esperamos ver apenas uma banda, mais
abaixo que a banda do plasmídeo não digerido, pois o DNA linear migra mais rapidamente que o
circular. Se virmos mais de uma banda no gel, será porque nossa enzima de restrição encontrou
mais de um sítio de clivagem no vetor. Isso pode ser o que você deseja, caso queira remover uma
sequência primeiro para, depois, colocar seu inserto no local.
Para evitar que o vetor digerido volte a ser um círculo (já que as extremidadesdigeridas são
complementares entre si, especialmente se uma única enzima de restrição para as duas
extremidades estiver sendo usada), devemos usar fosfatases, para remover o fosfato nas
extremidades 5’, o que impede a circularização espontânea.
 ATENÇÃO
Lembre-se de usar a fosfatase apenas no tubo do vetor, e não no do inserto. Essa é uma boa
forma de controle de qualidade da nossa digestão e para assegurar que nossa clonagem será
bem-sucedida.
Em seguida, precisamos fazer a ligação entre as extremidades do nosso inserto e as do vetor
linearizado – ou seja, precisamos colocar o inserto no vetor. As “pontas grudentas”, em que há
alguns poucos nucleotídeos com bases nitrogenadas livres, conseguem parear por
complementariedade. Assim, a extremidade 5’ do inserto pareará com a extremidade 3’ do vetor
e a extremidade 3’ do inserto com a 5’ do vetor.
No entanto, o pareamento das bases não será suficiente para que uma ligação estável aconteça,
pois a complementariedade das bases se dá por pontes de hidrogênio facilmente desfeitas pelo
calor. Para termos uma ligação estável, precisamos que ela seja covalente, o que significa que
precisamos fazer a ligação fosfodiéster entre as extremidades 5’ e 3’ das duas fitas pareadas.
Para isso, usamos uma enzima chamada DNA ligase (Figura 14).
 
Foto: Camila Freze
 Figura 14. DNA ligase que forma ligação fosfdiéster entre as fitas complementares do vetor e
do inserto, após digestão por enzimas de restrição.
Clonagem livre de restrição
A segunda estratégia que podemos usar é chamada de clonagem livre de restrição
(restriction free cloning – RFC).
1
2
3
Nessa opção, não precisamos de enzimas de restrição.
Nela, amplificamos o DNA do inserto em uma PCR especial, que utiliza oligonucleotídeos
iniciadores com duas regiões: a região 3’ é usada para amplificar o inserto, pois o reconhecem
e se anelam a ele; e a região 5’ é uma região complementar ao vetor, que será usada na
segunda etapa da RFC.
Por isso, os primers para RFC são maiores que os iniciadores convencionais, com comprimento
médio de 50 pb, sendo que 25 pb devem se anelar ao inserto e os 25 pb restantes ao vetor.
 ATENÇÃO
Na prática, é importante que as duas regiões dos iniciadores senso e antissenso tenham
aproximadamente a mesma temperatura de anelamento para que a PCR funcione. Usaremos
esses oligonucleotídeos para amplificar o inserto e, ao mesmo tempo, adicionar a ele uma região
de complementariedade ao vetor. Existe ainda a possibilidade de seu inserto ser pequeno o
suficiente para estar contido dentro de iniciadores um pouco mais longos, o que reduz a RFC a
apenas uma PCR.
A ciclagem da PCR em si é praticamente a mesma que qualquer outra, com temperaturas de
desnaturação, anelamento e extensão padrões – lembrando que o tempo de extensão depende
do tamanho do amplicon (Default tooltip) a ser gerado.
Como queremos amplificar um vetor de clonagem com milhares de pares de base, cada
extensão deverá ter 1 minuto por kb – ou seja, para um plasmídeo de 7 kb, serão 7 minutos de
extensão por ciclo. Como em uma PCR convencional, validaremos a reação vendo o amplicon de
tamanho desejado na eletroforese em gel de agarose.
1
2
3
4
A ciclagem vai ser um pouco diferente da PCR convencional, pois usamos menos ciclos, uma vez
que a longa fita consumirá os reagentes rapidamente. Em seguida, iremos purificar esse produto
de PCR para eliminar os reagentes de PCR e usá-lo em uma segunda reação, como o mega-
primer: as extremidades do nosso inserto irão anelar com as extremidades complementares do
vetor.
Além disso, podemos fazer a RFC-PCR sem temperatura de anelamento, usando apenas uma
extensão a 72°C. Para essa segunda PCR, precisamos usar o mega-primer; o vetor da nossa
escolha; Taq polimerase, de preferência uma adequada para polimerização de longas fitas; e
dNTPs.
Como os iniciadores são maiores, sua temperatura de anelamento também será maior e mais
próxima à de extensão.
Finalmente, o vetor parental deverá ser digerido por uma enzima chamada Dpn1, uma
endonuclease que apenas reconhece e cliva o DNA metiladol – como o DNA amplificado por
PCR não contém grupamento metil, nosso DNA recombinante fica intacto, enquanto o vetor
parental, que havia sido purificado depois de replicado na bactéria, é digerido (Figura 15).
javascript:void(0)
DNA METILADO
DNA com adição de grupamentos metil, decorrentes da replicação in vivo.
 
 Figura 15. Representação esquemática da clonagem livre de restrição.
A partir da Figura 15, podemos ver que os iniciadores usados na primeira PCR (amplificação de
inserto) possuem regiões sobrepostas para posterior anelamento ao vetor (2º PCR).
Uma vez que tenhamos inserido nossa sequência de interesse em um vetor, quer usando enzimas
de restrição, quer não, precisamos verificar se nosso inserto está presente. Para isso, fazemos
uma PCR com um iniciador senso que se anele próximo ao sítio de clonagem e um iniciador
antissenso que se anele à sequência do inserto.
Esperamos que essa PCR de detecção do DNA recombinante funcione e nos dê uma banda
única, do tamanho esperado para o intervalo entre os primers. Esse é o controle de qualidade da
clonagem, que vamos repetir mais à frente. Estamos prontos, então, para colocar esse vetor
recombinante dentro de uma bactéria. Essa etapa é necessária para que mais vetores sejam
produzidos, mesmo que nosso hospedeiro final não seja a bactéria. Assim, conseguiremos
quantidade de vetores suficientes para outros hospedeiros.
PASSO 4: TRANSFORMAÇÃO, SELEÇÃO DOS
CLONES RECOMBINANTES E MULTIPLICAÇÃO
Para colocar nosso vetor recombinante dentro de uma célula, usamos uma técnica chamada de
transformação − processo de aquisição horizontal de DNA exógeno do meio ambiente que
algumas bactérias possuem. A principal bactéria usada em clonagem molecular é a Escherichia
coli, um bacilo Gram-negativo com fácil multiplicação e manutenção em cultura, alta eficiência de
transformação e que possui cepas usadas em laboratório que não são patogênicas. No entanto,
a E. coli não é naturalmente capaz de adquirir DNA a partir do meio.
Para ser passível de transformação, precisamos fazer como que a E. coli seja competente.
Conseguimos isso ao congelarmos instantaneamente as células, usando nitrogênio líquido e na
presença de tampão rico em cálcio, que fará com que a parede celular da E. coli fique permeável
e apresente pequenos orifícios para a entrada do DNA durante a transformação.
Após tornarmos a E. coli competente para a entrada do DNA exógeno na célula, podemos
transformar nosso vetor recombinante. A transformação bacteriana mais comumente usada é a
de choque térmico. As células que estão congeladas serão descongeladas e misturadas com o
DNA do vetor plasmidial. Tudo isso deve ser feito em gelo; caso contrário, a célula perderá sua
competência.
Após curta incubação em gelo, fazemos o choque térmico ao colocarmos as bactérias na
temperatura de 42°C por menos de 1 minuto, seguido de banho de gelo por mais uns poucos
minutos. Então, fazemos a semeadura das bactérias transformadas em placa de cultivo
bacteriano seletivo. No dia seguinte, após deixarmos nossa placa em incubadora de 37°C,
veremos o surgimento de colônias, cada uma correspondendo à expansão clonal de um único
transformante − bactéria que foi transformada (Figura 16).
 
Foto: Amunroe13 - Own work/ CC BY-SA 3.0 ©
 Figura 16. Representação da transformação bacteriana.
Ao analisarmos a Figura 16, vemos que, após congelamento instantâneo de bactéria sensível a
antibiótico (1), a parede celular fica permeável (2). Assim, o plasmídeo é incubado com a bactéria
e pode entrar mediante o choque térmico (3). Os clones que tiveram uma transformação bem-
sucedida são capazes de crescer sob seleção, ou seja, tornam-se resistentes ao antibiótico
presente na placa pela aquisição do plasmídeo (4).
A transformação é diretamente proporcional à quantidade de DNA plasmidial: quanto mais DNA,
maior o número de colônias no final.Por isso, tenha em mente que DNA em excesso pode ser tão
prejudicial quanto em escassez, pois pode não ser possível diferenciar as colônias bacterianas
no final nem separar seus clones.
Entretanto, é importante sabermos que a transformação para clonagem tem eficiência muito mais
baixa do que a transformação apenas para expansão do vetor (ou seja, apenas para
aumentarmos a quantidade que temos de determinado plasmídeo). Por isso, normalmente
tentamos obter e usar o máximo de DNA para a transformação durante a clonagem.
A entrada do vetor na E. coli competente precisa distinguir a célula na qual a transformação foi
bem-sucedida da que não foi. Portanto, usamos alguns marcadores de seleção que estão
presentes nos vetores e que farão a distinção entre as bactérias. O marcador de seleção mais
usado é o antibiótico ampicilina. A ampicilina é um antibiótico derivado da penicilina, capaz de
matar bactérias e usado em infecções bacterianas comuns. As espécies de E. coli são
sensíveis à ampicilina, o que significa que essas bactérias morrem na presença do antibiótico.
Vamos aprender mais sobre esse assunto no tópico a seguir.
SELEÇÃO POR ANTIBIÓTICO
A maioria dos plasmídeos usados em clonagem molecular possuem o gene que codifica
resistência ao antibiótico ampicilina. Dessa forma, apenas as E. coli que adquiriram o vetor
serão resistentes à ampicilina e capazes de crescer em cultura. Portanto, usamos as colônias de
clones bacterianos que cresceram em ampicilina, pois apenas estes apresentam o vetor (rever
Figura 16). Entretanto, precisamos, ainda, checar se nosso vetor está vazio ou se contém nosso
inserto.
Para isso, selecionaremos várias colônias para verificarmos mais uma vez se a clonagem
molecular funcionou, usando a PCR de detecção do DNA recombinante. Apenas os clones cuja
banda do vetor-inserto estiver presente serão usados para purificação do plasmídeo.
A purificação do plasmídeo recombinante é uma extração de DNA por coluna, a partir de
bactérias, podendo ser feita rapidamente com uso de kits. Uma vez purificado, um bom controle
de qualidade é enviar o plasmídeo para Sequenciamento Sanger, a fim de verificarmos se nosso
inserto está incorporado de forma correta no vetor e se nenhuma mutação indesejada ocorreu
durante a duplicação bacteriana.
SELEÇÃO AZUL-BRANCA
Neste método de clonagem, é possível distinguir visualmente não apenas quais colônias de
clones bacterianos tiveram o plasmídeo transformado com sucesso (com o uso de antibióticos),
mas também quais clones tiveram o inserto integrado ao vetor com sucesso.
Para entender como isso funciona, vamos conhecer alguns detalhes.
1
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A bactéria E. coli possui uma enzima chamada beta-galactosidase, codificada por um dos genes
presente em uma estrutura de genes expressos contiguamente em um único mRNA chamado
operon lac.
A expressão desse operon é induzida pela presença de lactose no meio e expressa a enzima
beta-galactosidade; é reprimida por um composto chamado IPTG (isopropil-beta-D-1-
tiogalactopiranosideo).
Quando a beta-galactosidase é expressa, ela cliva (quebra) um composto, chamado x-gal, em
galactose e em um corante azul insolúvel.
A beta-galactosidase contém um segmento, chamado peptídeo-alfa, para ser funcional e clivar o
x-gal.
No plasmídeo usado nesse sistema, a beta-galactosidase não contém esse segmento, mas ele
está presente em outra região, no sítio de clonagem múltipla (MCS). Esse é o sítio no qual o
nosso DNA-alvo deve ser inserido.
Caso o inserto seja adicionado com sucesso, ele o fará no meio da sequência do peptídeo-alfa,
impedindo que este último seja expresso.
Portanto, a beta-galactosidase não será capaz de clivar x-gal, e o corante azul não será feito.
Nesse caso, o inserto é detectado pela falta do corante azul, o que torna a colônia de clones
branca.
Caso o inserto não tenha sido inserido com sucesso, o gene do peptídeo-alfa permanece intacto,
e a beta-galactosidase poderá usá-lo e clivar x-gal, produzindo o composto azul. Dessa forma, as
colônias negativas, em que a clonagem não ocorreu, serão azuis (Figura 17).
 
 Figura 17. Esquema simplificado da seleção azul-branca. As colônias cujo inserto foi
integrado ao plasmídeo crescem na cor branca.
 SAIBA MAIS
A purificação do plasmídeo recombinante poderá ser feita e, apesar de não ser absolutamente
necessária, é recomendável fazer o sequenciamento do inserto.
Neste vídeo, você conhecerá um pouco sobre a clonagem molecular.
VERIFICANDO O APRENDIZADO
1. A TECNOLOGIA DO DNA RECOMBINANTE POSSUI MUITAS
APLICAÇÕES EM MEDICINA, AGRONEGÓCIOS E BIOTECNOLOGIA.
SOBRE DNA RECOMBINANTE, É INCORRETO AFIRMAR QUE:
A) As bactérias podem ser usadas como fábricas para proteínas de origens exógenas.
B) O DNA recombinante consiste na união de sequências de DNA de duas ou mais origens
diferentes.
C) Podemos produzir vacinas seguras e eficazes a partir de leveduras, por meio da
recombinação de DNA.
D) A diabetes mellitus do tipo I pode ser controlada pelo o do uso de insulina produzida por
tecnologia do DNA recombinante.
E) A clonagem molecular não é útil na modificação de organismos pluricelulares, pois não gera
organismos estáveis.
2. PARA A CLONAGEM MOLECULAR, PRECISAMOS DE UM INSERTO, UM
VETOR E UM HOSPEDEIRO. SOBRE A CLONAGEM MOLECULAR, É
CORRETO AFIRMAR QUE:
A) Os plasmídeos são vetores autorreplicativos nos quais inserimos um DNA exógeno a ser
clonado.
B) Chamamos de transformação o processo de transformar organismo selvagem em
geneticamente modificado.
C) Bactérias não são bons organismos hospedeiros, pois são incapazes de fazer transformação.
D) As enzimas de restrição são usadas na clonagem para sintetizar novas sequências de DNA,
pela sua capacidade sintetase.
E) Os clones são selecionados baseados em sua semelhança fenotípica em microscopia ótica.
GABARITO
1. A tecnologia do DNA recombinante possui muitas aplicações em medicina,
agronegócios e biotecnologia. Sobre DNA recombinante, é incorreto afirmar que:
A alternativa "E " está correta.
 
Uma das maiores e mais lucrativas aplicações da tecnologia do DNA recombinante é o
desenvolvimento de organismos complexos, como plantas e animais, chamados de organismos
geneticamente modificados.
2. Para a clonagem molecular, precisamos de um inserto, um vetor e um hospedeiro.
Sobre a clonagem molecular, é correto afirmar que:
A alternativa "A " está correta.
 
Vetores de clonagem molecular são DNAs circulares extracromossomais, dispensáveis à
sobrevivência da célula na ausência de pressão seletiva, e que são replicados de forma
independente por possuírem todos os elementos básicos à replicação, como origem, promotores
e terminadores.
MÓDULO 3
 Identificar os métodos de hibridização de ácidos nucleicos, suas diferenças e
aplicações na rotina do biologista molecular
TÉCNICAS DE HIBRIDIZAÇÃO
As técnicas de hibridização consistem na identificação de sequências de DNA fita simples ou
RNA específicas por meio de seu pareamento por complementariedade – ou hibridização – com
sequências sintéticas. O termo hibridização pode ser, por vezes, equivalente ao pareamento por
complementariedade. Assim, pode-se dizer que os oligonucleotídeos iniciadores hibridizam com
o DNA-alvo em uma PCR. Para definirmos melhor o conteúdo a ser abordado neste módulo,
vamos falar de técnicas de hibridização que não se baseiam na amplificação do DNA pela Taq
polimerase.
Para detectar o DNA fita simples ou RNA nesse grupo de técnicas, usamos oligonucleotídeos
marcados, chamados de sondas.
Na maioria das aplicações de técnicas de hibridização, desenhamos sondas que cubram a maior
extensão possível de nosso gene, sequência ou mensageiro de interesse.
Tais sondas podem ser curtas ou longas, e são normalmente marcadas com isótopos radioativos,
enzimas, anticorpos, substratos ou com fluoróforos, dependendo da técnica em questão.
Dessa forma, podemos classificar os métodos de revelação em métodos diretos e indiretos:
DIRETOS
Em métodos diretos,as sondas são marcadas diretamente com o emissor de sinal (por exemplo,
radioisótopos ou fluoróforos) e são, portanto, proporcionais à quantidade de moléculas existentes
na amostra analisada.
INDIRETOS
Em indiretos, as sondas estão marcadas com agentes intermediários que são usados para
aumentar o sinal emitido (como enzimas, substratos e anticorpos).
Técnicas de transferência (blottings)
Existe um grupo de três técnicas de hibridização chamadas blots (manchas, em inglês), que são
baseadas na separação das macromoléculasalvo (DNA, RNA ou proteínas), desnaturação e
transferência para uma membrana porosa que permitirá a hibridização com as sondas para
revelação.
Vamos conhecer cada uma dessas técnicas em detalhes a seguir.
Southern blotting
Criada pelo bioquímico britânico Edwin Southern, em 1975, recebe o seu nome. Nessa técnica,
identificamos sequências específicas de DNA.
1
2
3
Para isso, precisamos, primeiro, extrair o DNA total da nossa célula ou do tecido e digeri-lo
usando enzimas de restrição.
Uma vez que o DNA tenha sido fragmentado, podemos separá-lo usando eletroforese, que pode
ser feita em gel de agarose ou em poliacrilamida, dependendo da resolução que se queira.
Em suma, a eletroforese é feita da mesma forma que a usada para ler o produto da amplificação
de uma PCR, e podemos ler seu resultado ao adicionarmos brometo de etídio ao gel.
 ATENÇÃO
Lembre-se de que a eletroforese separa as moléculas de DNA de acordo com o tamanho através
da sua migração pelo gel em direção ao polo positivo (ou cátodo), que acontece quando ele é
submetido à corrente elétrica em tampão aquoso.
Após a separação por eletroforese e leitura em transiluminador ultravioleta, o DNA é desnaturado
(em fitas simples) em solução alcalina por cerca de meia hora, e então é neutralizado de volta a
pH 7. Então, podemos proceder para a transferência do DNA do gel para a membrana porosa,
feita de nitrocelulose ou nylon.
Para isso, precisamos montar uma espécie de sanduíche, no qual as duas “fatias de pão” são
placas de vidro, cada uma acompanhada por papel absorvente do lado de dentro, e o gel em
contato com a membrana porosa como “recheio”. O sanduíche deve sempre ser montado dentro
de uma cuba contendo o tampão de transferência, de forma que todos os componentes fiquem
encharcados e nenhuma bolha de ar fique presa. Isso porque as bolhas de ar impedem a
transferência, formadas quando o tampão aquoso é submetido a corrente elétrica – por isso,
usamos papel absorvente para manter a membrana e o gel em contato com o tampão durante
todo o período de transferência, que pode levar mais de três horas dependendo do tamanho dos
fragmentos digeridos. Após a transferência, o DNA fica fixado na membrana, que pode ter seus
sítios de ligação inespecífica bloqueados e pode ser armazenada por longos períodos em
geladeira.
 ATENÇÃO
Para a etapa de hibridização propriamente dita, usamos sequências conhecidas, as sondas. As
sondas são complementares às sequências-alvo e se anelam a elas, fazendo parte do sistema
de detecção do sinal. Tanto as sequências-alvo quanto as sondas podem ser feitas de DNA ou de
RNA.
Originalmente, eram usadas sequências de RNA produzidas em células a partir de DNA
recombinante e tratadas momentaneamente com radioisótopos – por isso, a técnica era
chamada de hibridização, pelo uso de híbridos de DNA-RNA. Com o uso de oligonucleotídeos
sintéticos, as sondas de DNA têm substituído as de RNA, pois são mais estáveis que as últimas.
A membrana deve ficar imersa em solução contendo a sonda, em agitação, por pelo menos uma
hora. Após essa incubação, a membrana é lavada, e todas as sondas que não se ligaram por
complementariedade ao DNA desnaturado em fita simples serão removidas do sistema, restando
apenas aquelas que se anelaram ao DNA.
 
Foto: CNX OpenStax/ CC-BY-4.0 ©
 Figura 18. Etapas de separação, transferência e hibridização do Southern Blotting, para
identificação de DNA.
A leitura da hibridização dependerá da forma como as sondas foram marcadas. Caso tenhamos
usado radioisótopos, precisamos revelar usando filmes de raios X, em que a radioatividade
marcará uma impressão.
Caso decidamos usar sondas fluorescentes, colorimétricas ou quimioluminescentes, precisamos
revelá-las de acordo. Essas últimas opções são preferíveis à primeira, por serem mais seguras
para o manipulador e o meio ambiente.
Na revelação colorimétrica, a sonda está marcada com um substrato que é usado por uma
enzima, em uma etapa adicional, para produção de um composto colorido. Assim, a posição da
sonda pode ser visualizada a olho nu. As sondas fluorescentes precisarão de leitura em aparelho
especializado, que excitará o fluoróforo e permitirá a identificação do local onde a sonda está.
No método quimioluminescente, temos uma enzima que catalisa uma reação, cujo produto emite
luz em determinado comprimento de onda (dependendo de qual enzima reveladora for usada) e,
por isso, também precisamos de aparelho para leitura da reação.
Neste vídeo, você conhecerá um pouco sobre as técnicas de hibridização.
Northern blotting
O Northern blotting é uma técnica de hibridização para identificação de sequências específicas
de RNA, dentre uma mistura complexa de ácidos nucleicos, cujo nome é derivado da técnica
desenvolvida para DNA (Southern blotting).
O Northern blotting pode ser usado para avaliar a presença e a quantidade da expressão de
determinado gene, assim como avaliar se o mRNA está associado a proteínas, após a
purificação das últimas.
Os mesmos princípios da técnica de Southern blotting são usados para o Northern
blotting. Conheça:

1
Iremos desnaturar e separar o RNA total extraído por eletroforese em gel de agarose contendo
formaldeído − um composto químico que usamos para fixação e preservação da amostra, que é
especialmente útil quando trabalhamos com RNA.
2
Em seguida, iremos transferi-lo do gel para a membrana de nitrocelulose ou nylon. Para isso,
montamos o mesmo sanduíche, contendo a membrana e o gel no meio, dentro de folhas de papel
absorvente e com as placas de vidro como “pão”.


3
Após a transferência ocorrer e fixarmos o RNA, passamos à etapa de hibridização das sondas e
revelação do resultado, de acordo com a marcação das sondas usadas (Figura 19).
 
Foto: Ilewieszoośmiornicach - Own work/ commons.wikimedia.org©
 Figura 19. Esquema ilustrando a técnica de Northern blot.
HIBRIDIZAÇÃO IN SITU
A hibridização in situ (in situ hybridization – ISH) foi uma das primeiras técnicas de biologia
molecular a ser aplicada ao diagnóstico clínico de doenças.
Ela permite a detecção e a quantificação de ácidos nucleicos em cortes histológicos especiais e
cultivos celulares e nos informa onde o ácido nucleico investigado está localizado dentro da célula
e do tecido.
A ISH tem sido usada para diagnóstico citogenético e de doenças infecciosas, como no caso da
infecção pelo papilomavírus humano (HPV), causador do câncer do colo do útero, em cérvice
uterina. Outros exemplos de aplicação da ISH incluem a detecção de cromossomos aberrantes,
com alterações como duplicações, deleções e inserções genômicas que não deveriam existir e
que podem causar doenças, como ocorre na distrofia muscular de Duchenne, na fibrose cística e
em alguns tipos de câncer.
 
Fonte: Ryan Jeffs / Wikimedia Commons / License 3.0
A ISH originalmente usava isótopos radioativos para marcação das sondas. Porém, com o
desenvolvimento de marcadores fluorescentes mais seguros, a ISH evoluiu para FISH
(fluorescent in situ hybridization, ou hibridização in situ fluorescente). As outras abordagens de
leitura do sinal vistas nos blottings, como quimioluminescência e colorimetria, também podem ser
usadas em ISH, porém são menos difundidas que a FISH.
Já que trabalhamos com tecidos ou células em cultivo, a leitura dos resultados normalmente é
feita em microscopia. Para isso, precisamos ter um microscópio de fluorescência, capaz de
excitar os fluoróforos e detectaro local de emissão da fluorescência com a precisão necessária
ao sistema.
Nesse caso, podemos usar microscópio com precisão na casa de nanômetros, ou seja, na casa
de bilionésimo de um metro, algo em torno de 0,000000001 metro (Figura 20).
 
Foto: Camila Freze.
 Figura 20. Representação esquemática das etapas da hibridização in situ fluorescente.
O primeiro ponto que avaliamos em uma IHS ou FISH é o desenho da sonda. Caso queiramos
identificar uma sequência, um gene ou um mRNA longo, podemos usar dezenas de sondas
curtas, de cerca de 20 pb cada uma, que se anelem ao longo da sequência-alvo. Isso dá grande
especificidade ao método, além da ótima sensibilidade dada pelo aumento do sinal emitido, já
que todas estarão marcadas.
Caso desejemos detectar uma região muito curta, na qual não poderemos sintetizar e anelar
dezenas de sondas diferentes, podemos usar uma técnica chamada de branched-FISH (ou FISH
ramificado).
Nessa técnica, usamos oligonucleotídeos que tenham duas regiões:
1
A primeira é complementar à sequência-alvo, presente no tecido ou na célula.
2
E a segunda região, mais longa, é usada como alvo para as sondas marcadas se anelarem.
Com isso, conseguimos aumentar o sinal de detecção da sequência-alvo.
Como em outras técnicas de hibridização, na ISH ou FISH, precisamos desnaturar o DNA fita
dupla em fitas simples. Como agora estamos trabalhando com tecidos ou células fixados e
aderidos a uma lamínula de microscopia, não podemos usar agentes que destruam o tecido,
como acontece se tratarmos ele com tampões extremamente alcalinos.
 ATENÇÃO
Por isso, a desnaturação do DNA normalmente é feita por calor controlado, de forma a não
destruirmos a célula ou o tecido. Se nosso ácido nucleico-alvo for RNA, não poderemos usar
calor, então utilizamos um composto químico chamado de formamida para desnaturação de
proteínas que possam estar ligadas ao RNA, liberando-o para a hibridização.
Precisamos ainda considerar como as sondas entrarão nas células, e isso depende diretamente
do material que estamos usando e da natureza das células. Se estivermos fazendo FISH para
células ou tecidos de mamíferos, permeabilizamos as membranas plasmáticas usando álcool
(etanol) e detergentes suaves (Triton 0.1%). Caso trabalhemos com leveduras, precisamos
permeabilizar uma estrutura mais resistente, a parede celular, o que fazemos usando digestão
enzimática da parede.
Finalmente, podemos fazer a hibridização, ao incubar nossa amostra fixada, desnaturada e
permeabilizada com as sondas marcadas. Após lavagens para remover o excesso de sondas,
podemos montar nossa lâmina de microscópio e observar a presença de nosso DNA ou RNA-
alvo ao excitarmos os fluoróforos das sondas e detectarmos o sinal emitido por eles. Em muitos
casos, vamos querer obter imagens e salvá-las, para não somente detectar a presença ou
ausência do sequência-alvo, mas também quantificar o sinal e sua intensidade, determinar sua
localização, analisar os dados e emitir os resultados (Figura 21).
 
Foto: MrMatze - Own work/commons.wikimedia.org©
 Figura 21. Esquema ilustrando a FISH usando como agente desnaturante a formamida e um
sistema de revelação pelo método indireto (com a utilização de um anticorpo).
VERIFICANDO O APRENDIZADO
1. AS TÉCNICAS DE HIBRIDIZAÇÃO DE DNA E RNA FORAM UMAS DAS
PRIMEIRAS A SEREM USADAS E APLICADAS EM BIOLOGIA
MOLECULAR. SOBRE HIBRIDIZAÇÃO, SELECIONE A OPÇÃO CORRETA:
A) As técnicas de blotting baseiam-se na separação de DNA ou RNA amplificados in vitro e na
transferência para membranas de nitrocelulose.
B) O northern blot foi desenvolvido para separação e identificação de proteínas, DNA e RNA,
podendo ser usado igualmente para as três moléculas.
C) As amostras usadas em técnicas de hibridização devem estar frescas e as células, vivas,
senão a técnica não irá funcionar.
D) As moléculas-alvo de hibridização precisam estar fixadas em suporte de vidro, encharcadas
em tampão, para que a hibridização aconteça.
E) A hibridização corresponde ao anelamento por complementariedade entre uma sonda
marcada e o ácido nucleico da amostra.
2. A HIBRIDIZAÇÃO IN SITU (ISH) É USADA NO DIAGNÓSTICO DE
DIVERSAS DOENÇAS GENÉTICAS E INFECCIOSAS. A RESPEITO DA ISH E
SUAS VARIAÇÕES, É INCORRETO AFIRMAR QUE:
A) As sondas são desenhadas de forma a cobrirem a menor área possível do gene ou sequência-
alvo.
B) As sondas são marcadas com radioisótopos, enzimas, substratos ou fluoróforos para posterior
identificação.
C) As ISH são úteis para a detecção, localização e quantificação da sequência-alvo.
D) A hibridização in situ fluorescente (FISH) exige leitura em microscópio de fluorescência para
obtenção dos resultados.
E) Na FISH, usamos agentes desnaturantes dos ácidos nucleicos, como o calor, e fixadores,
como o formaldeído.
GABARITO
1. As técnicas de hibridização de DNA e RNA foram umas das primeiras a serem usadas e
aplicadas em biologia molecular. Sobre hibridização, selecione a opção correta:
A alternativa "E " está correta.
 
As técnicas de hibridização baseiam-se na capacidade de bases nitrogenadas em uma fita
simples formarem pontes de hidrogênio com bases nitrogenadas de outras fitas de forma
específica. Conhecemos essa capacidade como pareamento por complementariedade e a
identificamos pela marcação das sondas para identificação posterior.
2. A hibridização in situ (ISH) é usada no diagnóstico de diversas doenças genéticas e
infecciosas. A respeito da ISH e suas variações, é incorreto afirmar que:
A alternativa "A " está correta.
 
As sondas usadas em ISH são sequências de DNA curtas e marcadas. Para que tenhamos a
especificidade – dada pela ligação das sondas ao DNA-alvo – e sensibilidade – dada pela
capacidade de detecção do sinal −, precisamos usar o máximo de sondas marcadas, o que
significa que o máximo do gene deve estar coberto por sondas.
CONCLUSÃO
CONSIDERAÇÕES FINAIS
Neste tema, aprendemos como as grandes contribuições do conhecimento do genoma humano e
de outros organismos foram feitas pelas técnicas moleculares. Vimos também o sequenciamento,
um conjunto de diferentes técnicas que visam descobrir a sequência de nucleotídeos presentes
no DNA. Dentre esse conjunto de técnicas, exploramos o sequenciamento Sanger e o
sequenciamento de nova geração.
Visitamos também a tecnologia do DNA recombinante, aprendendo todas as etapas da
clonagem molecular, a escolha do segmento de interesse, do vetor, da estratégia de inserção e
de clonagem (por restrição ou livre de restrição), a transformação, seleção dos clones
recombinantes e sua multiplicação. Por fim, entendemos as técnicas de hibridização, que
consistem na identificação de sequências de DNA fita simples ou RNA específicas pelo
pareamento por complementariedade com sequências sintéticas, abordando as técnicas de
transferências, Southern blotting e Northern blotting. Além disso, conhecemos a técnica de
hibridização in situ.
Ao longo desta jornada, vimos como o sequenciamento, a clonagem e a hibridização de ácidos
nucleicos permitiram avanços importantes na ciência e como esses conhecimentos são
aplicados em saúde, agropecuária e biotecnologia.
AVALIAÇÃO DO TEMA:
REFERÊNCIAS
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em: 30 out. 2020.
BAJPAI, B. High Capacity Vectors. Advances in Biotechnology. 1-10. 2013.
CRONAN, J.E. Escherichia coli as an Experimental Organism. In: eLS, John Wiley & Sons, Ltd.,
2014.
FARACK, L.; ITZKOVITZ, S. Protocol for Single-Molecule Fluorescence In Situ Hybridization
for Intact Pancreatic Tissue. STAR Protocols (1)1, 2020.
GRIFFITHS, JAF. Recombinant DNA. Encyclopædia Britannica. 2020. Consultado em meio
eletrônico em: 28 out. 2020.
HEATHER, J. M.; CHAIN, B. The sequence of sequencers: The history of sequencing DNA.
Genomics. 1(107),p 1-8. 2013.
HUBER, D. et al. Fuorescence in situ hybridization (FISH): History, limitations and what to
expect from micro-scale FISH? Micro and Nano Engineering: 1 (2018)15–24.
LIAO, Y. et al. RNA Isolation and Northern Blot Analysis. Bio-protocol 4(6), 2014 Consultado
em meio eletrônico em: 6 nov. 2020.
SACRAMENTO STATE. Southern blotting: Probe labeling & Detection. Consultado em meio
eletrônico em: 6 nov. 2020.
SCITABLE BY NATURE EDUCATION. Plasmid definition. Consultado em meio eletrônico em:
30 out. 2020.
SOUTHERN, E. Southern blotting. Nat Protoc 1, 518–525 (2006).
VAN DEN ENT, F.; LOWE., J. RF cloning: A restriction-free method for inserting target genes into
plasmids. J. Biochem. Biophys. Methods 67 (2006) 67–74.
EXPLORE+
Para saber mais sobre os assuntos tratados neste tema, assista ao vídeo:
Aulas sobre sequenciamento, no canal de Siomar Soares, da Universidade Federal do
Triângulo Mineiro (UFTM).
Pesquise na internet:
O tópico de Biotecnologia e Clonagem de DNA, em conteúdo de biologia, no site da Khan
Academy.
CONTEUDISTA
Camila Freze Baez
 CURRÍCULO LATTES
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