Dissertação de Mestrado - Medicina Veterinária - UFMT

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA 
PROGAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS 
 
 
 
 
 
Álvaro Felipe de Lima Ruy Dias 
 
 
 
 
LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA EM BARÃO DE 
MELGAÇO, MATO GROSSO: SOROLOGIA E ANÁLISE 
ESPACIAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CUIABÁ-MT 
2016 
 
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA 
PROGAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS 
 
 
 
 
 
LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA EM BARÃO DE 
MELGAÇO, MATO GROSSO: SOROLOGIA E ANÁLISE 
ESPACIAL 
 
 
 
 
 
Discente: Álvaro Felipe de Lima Ruy Dias 
Orientadora: Profa. Dra. Valéria Régia Franco Sousa 
Co-orientadora: Profa. Dra. Arleana do Bom Parto Ferreira de Almeida 
 
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
graduação em Ciências Veterinárias, área de 
concentração: Medicina Veterinária da Faculdade 
de Medicina Veterinária da Universidade Federal de 
Mato Grosso para a obtenção do título de Mestre em 
Ciências Veterinárias. 
 
CUIABÁ-MT 
2016 
 
 
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COMITÊ DE ÉTICA NO USO DE ANIMAIS 
 
 
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DEDICATÓRIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dedico esta dissertação aos meus pais 
(Alvaro César e Silvania Rodrigues), que me deram 
a vida, amor e carinho incondicional, que se 
esforçaram para que eu tivesse a melhor educação 
possível e sempre me incentivaram a lutar pelos 
meus sonhos.
 
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AGRADECIMENTOS 
 
 Agradeço primeiramente a Deus pela minha vida e pelas oportunidades que me 
apresentou. 
 Agradeço a minha família, pelo apoio e incentivo em todos os momentos da 
minha vida. 
 Agradeço a minha companheira Fernanda Harumi pela dedicação incansável e 
por estar sempre ao meu lado, me mostrando o melhor de mim, me dando forças nos 
momentos em que precisei. Obrigada por tudo, amo muito você! 
 À minha sogra Sônia Ayako e sogro Mauro Sadaki, por serem minha segunda 
família em Cuiabá e me proporcionaram tantos momentos felizes. 
 Agradeço a minha professora e orientadora Dra. Valéria Régia Franco Sousa, 
pela oportunidade de me inserir no mundo científico durante a graduação e pós-
graduação. Minha gratidão é eterna, por toda oportunidade oferecida, ajuda, 
confiança, orientação e paciência. O aprendizado que obtenho a cada dia tem sido 
fundamental para o meu desenvolvimento pessoal e profissional e sei que ainda tenho 
muito a aprender e melhorar. 
 A Prof. Dra. Arleana do Bom Parto Ferreira de Almeida, Prof. Dra. Valéria Dutra 
e Prof. Dr. Luciano Nakazato pelas contribuições dadas à minha trajetória acadêmica 
e ensinamentos compartilhados. 
 Aos amigos e colegas dos Laboratórios de Microbiologia, Biologia Molecular, e 
Leishmanioses: Hérica Makino, Isabela Godoy, Janaina Marcela, Felipe Augusto, 
Mariana de Medeiro, Mayara Inácio, Carla Patrícia, Leticia Camara, Francielle Cristina 
e, Maíra Fernanda, por todas as conversas e bons momentos compartilhados. 
 Às Secretarias de Saúde do Município de Barão de Melgaço-MT e do Estado 
de Mato Grosso, e ao Ministério da Saúde por ter colaborado com a liberação dos kits 
sorológicos para o projeto. 
 A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) 
pela bolsa e ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico 
(CNPq) - Edital Universal processo 445998/2014-8 e Fundação de Amparo à Pesquisa 
do Estado de Mato Grosso (FAPEMAT) Edital Universal processo 154220/2014-3 pelo 
auxílio financeiro concedido. 
 Agradeço a todos, que de alguma forma contribuíram para que eu pudesse 
realizar este sonho. 
 
7 
 
RESUMO 
 
 
LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA EM BARÃO DE MELGAÇO, MATO 
GROSSO: SOROLOGIA E ANÁLISE ESPACIAL 
 
 
A leishmaniose visceral é uma zoonose importante na saúde pública, com o 
cão doméstico como o principal reservatório da doença no ambiente urbano. O 
presente estudo objetivou avaliar a soroprevalência e a distribuição espacial da 
leishmaniose visceral canina (LVC), bem como os fatores associados à doença em 
Barão de Melgaço. Foram utilizados os testes preconizados pelo Ministério da Saúde 
do Brasil, teste rápido imunocromatográfico e ensaio imunoenzimátio para avaliar 402 
amostras de soro de cães da área urbana e rural do município. O endereço das 
residências foi plotado por setor censitário e a análise espacial foi realizada utilizando 
os índices de Moran global e local. Dezessete cães reagiram em ambos os testes 
sorológicos, sendo observada uma prevalência de 4,2% no município. Encontrou-se 
uma concordância leve entre os dois testes sorológicos (Kappa = 0,21). 
Hiperqueratose e esplenomegalia foram identificados como fatores associados a LVC 
(p < 0,05). Índice de Moral global foi utilizado para gerar um mapa coroplético de LVC, 
observando correlação fraca, porém estatisticamente significativa para as taxas da 
doença (I < 0,5). Índice de Moran local foi utilizado para gerar mapa de clusters, sendo 
identificados setores censitários com alta, baixa e intermediária prioridade para o 
controle de LVC, encontrando apenas um setor de alta prioridade, tendo este como 
característica, a presença de região urbana e rural em seus limites. A LVC encontra-
se estabelecida no município de Barão de Melgaço, com prevalência de 4,2%, 
caracterizando-o como: área com transmissão moderada e receptiva para ocorrência 
de casos humanos. A análise espacial dos dados obtidos do estudo em Barão de 
Melgaço permitiu a visualização da situação da doença nos diferentes setores 
analisados. O único setor censitário classificado como de alta prioridade, compreende 
regiões urbanas e rurais do município, nessa premissa, o ciclo das águas que ocorre 
todo ano no Pantanal, pode predispor a disseminação da doença no meio urbano. 
 
 
Palavras-chaves: Cão, Epidemiologia, Georreferenciamento, Leishmania chagasi, 
Zoonose. 
 
8 
 
ABSTRACT 
 
 
CANINE VISCERAL LEISHMANIASIS IN BARÃO DE MELGAÇO, MATO 
GROSSO: SEROLOGY AND SPATIAL ANALYSIS 
 
 
Visceral leishmaniasis is an important zoonosis in public health, with the domestic dog 
as the main reservoir of the disease in the urban environment. This study aimed to 
evaluate the prevalence and spatial distribution of canine visceral leishmaniasis (CVL), 
as well as factors associated with the disease in Barão de Melgaço. Tests used were 
recommended by the Ministry of Health of Brazil, the rapid immunochromatographic 
teste and immunosorbent assay to evaluate 402 serum samples from dogs of urban 
and rural area of the municipality. The address of the residences was plotted by census 
sector and spatial analysis was performed using the global and local Moran indices. 
Seventeen dogs reacted in both serological tests, with a prevalence of 4.2% in the 
municipality. A low correlation was found between the two serological tests (Kappa = 
0.21). Hyperkeratosis and splenomegaly were identified as factors associated with 
CVL (p <0.05). Global Moral index was used to generate a choropleth map of LVC, 
noting weak correlation, but statistically significant effect on the rates of disease (I 
<0.5). Local Moran Index was used to generate clusters map, being identified census 
tracts with high, low and intermediate priority for control of LVC, finding only a high-
priority sector, having this as a characteristic, the presence of urban and rural region 
its limits. The LVC is present in the city of Barão de Melgaço, with a prevalence of 
4.2%, characterizing it as area with moderate and responsive transmission to human 
cases. The spatial analysis of data from the study in Barão de Melgaço allowed the 
visualization of the disease situation in the different sectors analyzed. The only census 
tract classified as high priority, comprises urban and rural areas of the municipality, 
this premise, the water cycle that occurs every year in the Pantanal, may predisposethe spread of the disease in urban areas. 
 
 
Key-words: Dog, Epidemiology, Georeferencing, Leishmania chagasi, Zoonosis. 
 
9 
 
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO ............................................................................................... 11 
2 REVISÃO DE LITERATURA .......................................................................... 14 
 2.1 Histórico ................................................................................................... 14 
 2.2 Agente etiológico e classificação .............................................................. 15 
 2.3 Ciclo biológico e transmissão .................................................................. 16 
 2.4 Reservatórios ............................................................................................ 17 
 2.5 Perfil epidemiológico e Fatores associados ............................................. 18 
 2.6 Características clínicas da LVC ............................................................... 19 
 2.7 Diagnóstico da LVC ................................................................................. 20 
 2.7.1 Diagnóstico parasitológico ......................................................... 21 
 2.7.2 Diagnóstico sorológico ............................................................... 22 
 2.7.3 Diagnóstico molecular ................................................................ 23 
 2.8 Prevenção e controle ............................................................................... 24 
 2.9 Tratamento .............................................................................................. 26 
3 MATERIAIS E MÉTODOS .............................................................................. 27 
 3.1 Procedimento ético .................................................................................. 27 
 3.2 Tipo e área de estudo .............................................................................. 27 
 3.3 Amostragem e categorização das variáveis ............................................ 28 
 3.4 Coleta e conservação das amostras ........................................................ 29 
 3.5 Métodos diagnósticos empregados no estudo ......................................... 29 
 3.5.1 Testes sorológicos ..................................................................... 29 
 3.5.1.1 Teste rápido imunocromatográfico (DPP) ...................... 30 
 3.5.1.2 Ensaio imunoenzimático (ELISA) .................................. 30 
 3.6 Análise espacial ....................................................................................... 31 
 3.7 Análise estatística .................................................................................... 32 
4 RESULTADOS ............................................................................................... 32 
 4.1 Diagnóstico sorológico .............................................................................. 32 
 
10 
 
 4.2 Animais e fatores associados a LVC ....................................................... 33 
 4.3 Análise espacial ....................................................................................... 36 
5 DISCUSSÃO .................................................................................................. 37 
6 CONCLUSÃO ................................................................................................. 41 
REFERÊNCIAS .............................................................................................. 43 
APENDICE A – ARTIGO CIENTÍFICO SUBMETIDO À REVISTA THE 
VETERINARY JOURNAL ............................................................................... 59 
APENDICE B – COMPROVANTE DE SUBMISSÃO E PÁGINA WEBQUALIS 
DO PERIÓDICO ............................................................................................. 77 
ANEXO A – TERMO DE LIVRE CONSENTIMENTO E AUTORIZAÇÃO DE 
COLETA ........................................................................................................ 78 
ANEXO B – QUESTIONÁRIO EPIDEMIOLÓGICO ....................................... 79 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
 
As leishmanioses são zoonoses causadas por protozoários do gênero 
Leishmania, que acometem seres humanos e outras espécies de mamíferos domésticos 
e silvestres em grandes áreas da América, Ásia, África, Oriente Médio e Europa, sendo 
transmitidas pela picada de flebotomíneos infectados pertencentes aos gêneros 
Phlebotomus (Velho Mundo) e Lutzomyia (Novo Mundo) (PENNISI, 2015). As 
leishmanioses apresentam duas formas clínicas principais, a Leishmaniose Tegumentar 
(LT) e a Leishmaniose Visceral (LV) (WHO, 2015). Ambas são importantes, pois 
representam impacto negativo para saúde pública e geram implicações econômicas, 
quer pela mortalidade na forma visceral ou pelos aspectos mutilantes na forma 
tegumentar (MS, 2014). 
No Brasil a LV é causada pelo agente etiológico Leishmania (Leishmania) chagasi 
(syn. L. (L.) infantum). As espécies de flebotomíneos envolvidas em sua transmissão são 
Lutzomyia longipalpis e L. cruzi (MISSAWA e LIMA, 2006). Com a urbanização da LV 
em decorrência dos desmatamentos, agricultura e êxodo rural o cão tem se mostrado 
um importante elo na cadeia de transmissão desta enfermidade, estando a ocorrência 
da infecção humana fortemente associada à Leishmaniose Visceral Canina (LVC) 
(SOUSA e ALMEIDA, 2008). O cão é considerado o principal reservatório doméstico de 
L. (L.) chagasi por serem altamente susceptíveis à infecção e mesmo quando 
assintomáticos podem apresentar intenso parasitismo cutâneo, fato que favorece a 
infecção do vetor e, consequentemente, a transmissão para o homem (FEITOSA et al., 
2000; MENEZES-SOUZA et al., 2011). 
Os sinais clínicos da LVC são variados e inespecíficos, sendo frequentemente 
confundidos com outras enfermidades, o que dificulta o diagnóstico clínico, tornando 
necessário o diagnóstico laboratorial (SINGH e SIVAKUMAR, 2003). As manifestações 
clínicas observadas no cão são febre irregular, anemia, perda de peso progressiva, 
caquexia, alterações dermatológicas, hepatoesplenomegalia, e distúrbios hemorrágicos 
(FEITOSA et al., 2000). 
O diagnóstico da LVC pode ser feito por métodos clássicos juntamente com 
evidências clínicas e epidemiológicas. No campo laboratorial, o diagnóstico 
parasitológico é o método padrão ouro, empregando métodos citológicos e de isolamento 
12 
 
em meio de cultura (FIGUEIREDO et al., 2010). Os métodos sorológicos são os 
recomendados pelo Ministério da Saúde do Brasil (MS) para o diagnóstico de LVC, e 
consistem em duas técnicas, a primeira considerada de triagem o teste rápido 
imunocromatográfico (DPP) e a técnica confirmatória o ensaio Imunoenzimático (ELISA) 
(GRIMALDI JÚNIOR et al., 2012). Ambas técnicas são muito utilizadas em inquéritos 
epidemiológicos caninos, desempenhando importante papel no controle do reservatório 
canino em extensas áreas, na detecção de focos silenciosos da doença e na delimitação 
de regiões de maior prevalência, onde a execução das medidas de controle se faz 
necessária (FIGUEIREDO et al., 2010). Dentre os métodos moleculares, a técnica de 
Reação em Cadeia pela Polimerase (PCR) é um método sensível e específico na 
detecção de DNA de Leishmania spp. em ampla variedade de espécimes clínicos, porém 
ainda não é preconizado pelo MS, sendo utilizado em casos inconclusivos e em 
pesquisas (COURA-VITAL et al., 2011; GALLETTI et al., 2011). 
Em território brasileiro, a LV é registrada em 21 das Unidades da Federação, 
atingindo as cinco regiões brasileiras. No período de 2006 a 2010 foram registrados 
18.168 casos da doença no país com 1083 óbitos, sendo as regiões nordeste (47,1%) 
e norte (18%) com maior registro de casos (MS, 2014). 
O Estado de Mato Grosso é endêmico para as leishmanioses, sendo os primeiros 
registros da doença humana realizados no ano de 1973 na regiãosudeste do estado 
(BARUFFA e CURY, 1973). Com o diagnóstico de LV em 1998, em paciente de Várzea 
Grande, iniciou-se uma epidemia da doença que se expandiu para a capital Cuiabá e 
para outros municípios do interior, resultando na notificação da doença em 34 municípios 
e 138 novos casos humanos de 1998 a 2005 (MESTRE e FONTES, 2007). 
Em Mato Grosso, estudos de prevalência de LVC vem apresentando valores altos. 
Em Cuiabá no período de 1997 a 1998 a prevalência da infecção canina foi de 64% 
(MOURA et al., 1999), enquanto estudos mais recentes demonstraram prevalência 
variável de 8,4% (MESTRE e FONTES, 2007), 3,4% (ALMEIDA et al., 2009), 38% 
(ALMEIDA et al., 2010) e 22,1% (ALMEIDA et al., 2012). Em estudo feito por Mestre e 
Fontes (2007) em vários municípios de Mato Grosso, a prevalência de LVC em Jaciara 
foi a maior do estado, com prevalência de 40%. O município de Poxoréo registrou 
prevalência de 7,8% (AZEVEDO et al., 2008), já Rondonópolis, apresentou 48,4% de 
prevalência (DUARTE, 2010). A proximidade de Barão de Melgaço com regiões 
endêmicas para LVC, associada às condições climáticas e fisiográficas da região, que 
13 
 
favorecem a manutenção do vetor L. longipalpis e L. cruzi já descritos no município 
(MISSAWA et al., 2011), podem propiciar a manutenção e disseminação desta 
enfermidade. Tornando-a uma região de risco a população e aos turistas de diversas 
regiões do mundo, que vem em busca das atrações naturais da fauna e flora do Pantanal 
Norte. 
Sabendo-se da importância do cão na transmissão da LV, a carência de 
informações sobre a doença canina no município e, do potencial turístico de Barão de 
Melgaço, o presente estudo objetivou avaliar a soroprevalência da LVC em área urbana 
e rural do município, associando sua ocorrência a fatores ambientais e individuais, 
gerando conhecimentos soroepidemiológicos da infecção canina. 
14 
 
2 REVISÃO DE LITERATURA 
 
 
2.1 Histórico 
 
 
A LV foi descrita na Grécia em 1835, onde era conhecida como “ponos” ou 
“hapoplinakon”. Na Índia em 1869 foi descrita por médicos como uma doença severa 
e fatal, causando aumento da pigmentação da pele e febre, sendo assim denominada 
de kala-jwar que significa febre negra ou calazar que significa pele negra (MARZOCHI 
et al., 1981) 
Em 1900, William Leishman identificou formas amastigotas de um protozoário 
em esfregaço de baço de um homem que viera a óbito por uma doença conhecida 
como calazar. Alguns anos depois, em 1903, ano em que foram publicadas as 
observações de Leishman, Charles Donovan encontrou o mesmo protozoário em uma 
criança e o descreveu como um novo parasito do gênero Trypanosoma (LEISHMAN, 
1903). Bruce, Laveran e Mesnil, o consideraram como uma nova espécie, 
denominando-o Piroplasma donovani, nome corrigido por Ross (1903) que no mesmo 
ano descobriu a relação entre estes parasitos e a LV, denominando-o L. donovani em 
homenagem a Leishman e Donovan, criando assim o gênero Leishmania. 
Em 1908 na Tunísia foram relatados os primeiros casos da infecção do parasito 
em cães através de estudos experimentais, sugerindo o possível papel dos mesmos 
como reservatórios no ciclo biológico do parasito (NICOLLE e COMTE, 1908). A 
comprovação de que insetos flebotomíneos eram vetores da LV foi feita por Cerqueira 
em 1920 e Aragão em 1922 (RANGEL e LAINSON, 2003). 
O primeiro caso de LV no continente americano foi descrito por Migone em 
1913, no Paraguai. O paciente era proveniente de Boa Esperança no então Estado de 
Mato Grosso, Brasil, atualmente, localizado no Mato Grosso do Sul, porém a sua 
passagem por diversas regiões não permitiu determinar onde o paciente adquiriu a 
infecção (LAISON, 2010). No Brasil, a LV foi relatada pela primeira vez em 1934 por 
Henrique Penna, patologista do Instituto Oswaldo Cruz que iniciou os estudos sobre 
a distribuição geográfica da LV nas Américas, comprovando parasitologicamente, 41 
casos de LV provenientes de vários estados do Brasil de pessoas que morreram com 
suspeita de febre amarela (GONTIJO e MELO, 2004; MS, 2014). 
15 
 
Em 1936, Evandro Chagas realizou, por meio de punção esplênica, o primeiro 
diagnóstico in vivo de LV no Brasil, descrevendo os aspectos etiopatogênicos e 
epidemiológicos que diferenciavam está doença da ocorrente na Índia. Em 1937, 
Cunha e Chagas estabeleceram o agente etiológico da LV no Brasil como L. (L.) 
chagasi, levantando a hipótese que flebotomíneos estariam envolvidos na 
transmissão da doença e que os animais silvestres poderiam ser reservatórios, apesar 
de detectar o parasito em sete caninos e um gato (BADARÓ e DUARTE, 1996; 
LAINSON e RANGEL, 2005). 
Em decorrência do aumento no número de casos suspeitos e diagnosticados 
de LV, em 1953, foi criado à “Campanha contra a Leishmaniose Visceral”, que envolvia 
o tratamento das pessoas, uso do Dicloro-Difenil-Tricloroetano (DDT) e eliminação de 
cães com sorologia positiva (COSTA, 2011). Em 1956, Deane estudou os aspectos 
epidemiológicos da LV, identificando a tríade: homem, cão e raposa como 
hospedeiros. Flebotomíneos da espécie L. longipalpis foram relatados como 
responsáveis pela transmissão do parasito (LAINSON e RANGEL, 2005). 
 
 
2.2 Agente etiológico e classificação 
 
 
A LV é uma doença causada por protozoários (Reino Protista, Sub-reino 
Protozoa) que se movimentam (Filo Sarcomastigophora) por meio de flagelos (Sub-
filo Mastigophora), dotados de cinetoplasto (Ordem Kinetoplastida), que apresentam 
apenas um flagelo (Família Trypanosomatidae), pertencentes ao gênero Leishmania 
(ASHFORD, 2000; ROMERO e BOELART, 2010). 
Devido à estreita semelhança morfológica entre as leishmanioses, classificou-
se as em complexos fenotípicos, agrupados em dois subgêneros: Viannia e 
Leishmania. Os parasitos responsáveis pela LV pertencem ao subgênero Leishmania 
e estão agrupados no complexo donovani, sendo reconhecidas, três espécies: L. (L.) 
donovani e L. (L.) infantum responsável pela LV na Europa, Ásia e África (Velho 
Mundo) e L. (L.) chagasi nas Américas (Novo Mundo) (LAINSON e RANGEL, 2005; 
MARZOCHI e MARZOCHI, 1994; PRATA e SILVA, 2005). 
A espécie L. (L) chagasi foi descrita na década de 30 por Cunha e Chagas 
(1937), como sendo o agente responsável pela LV nas Américas. Entretanto, 
16 
 
pesquisas genéticas e imunológicas (perfil de isoenzimas e anticorpos monoclonais) 
confirmaram a suspeita de Cunha (1938) de que L. (L.) chagasi seria idêntica a L. (L.) 
infantum (COSTA, 2011; DANTAS-TORRES, 2006; KUHLS et al., 2011; LEBLOIS et 
al., 2011; SOLANO-GALLEGO et al., 2009). Embora alguns autores tenham utilizado 
a classificação L. infantum chagasi (LAINSON e RANGEL, 2005; SHAW, 2006), 
atualmente as espécies já são listadas como sinonímia (DANTAS-TORRES, 2006). 
 
 
2.3 Ciclo biológico e transmissão 
 
 
O ciclo biológico de L. (L.) chagasi é do tipo heteroxênico, onde o agente passa 
por transformações no organismo de dípteros da família Psychodidae, hematófagos 
pertencentes aos gêneros Phlebotomus (Velho Mundo) e Lutzomyia (Novo Mundo) e 
hospedeiros vertebrados (DANTAS-TORRES et al., 2006, DANTAS-TORRES et al., 
2012; GONTIJO e MELO, 2004; MAROLLI et al., 2013). 
O ciclo tem início quando fêmeas hematófagas de flebotomíneos ingerem, 
durante o repasto sanguíneo, formas amastigotas do parasito existentes no interior 
dos macrófagos presentes na pele do hospedeiro infectado. No flebotomíneo as 
formas amastigotas vivem no meio extracelular, na luz do sistema digestório, onde 
transformam-se em promastigotas e se multiplicam por divisão binária desenvolvendo-
se até o estágio infectante, as promastigotas metacíclicas, que migram para a 
probóscide do inseto, de onde poderão infectar um novo hospedeiro mamífero, 
durante um novo repasto sanguíneo (MISSAWA et al., 2008; PRATA e SILVA, 2005). 
Uma vez no hospedeiro, ao atingirem a circulação sanguínea, as formas 
promastigotas de Leishmania utilizam de mecanismo própriospara sobreviver à lise 
celular e através da manipulação de receptores celulares invadem macrófagos, e no 
interior do vacúolo transformam-se em amastigotas, multiplicando-se por fissão 
binária até rompe-los (MONTALVO et al., 2012), resultando na liberação de 
amastigotas que serão novamente fagocitadas por outros macrófagos em um 
processo contínuo, resultando em sua disseminação hematogênica a outros tecidos, 
sobretudo para os tecidos ricos em células do sistema fagocítico mononuclear como 
linfonodos, fígado, baço e medula óssea (MONTALVO et al., 2012; MS, 2014). 
17 
 
No Brasil, duas espécies estão relacionadas com a transmissão de LV, L. 
longipalpis e L. cruzi, sendo transmitida, principalmente pelo L. longipalpis. (LAINSON 
e RANGEL, 2005; MISSAWA et al., 2011; MS, 2014). 
Apesar da transmissão por flebotomíneos ser a mais importante na 
epidemiologia da LV, existem formas secundárias de transmissão da infecção, tais 
como transmissão venérea, congênita, por transfusão sanguínea e também ao 
compartilhar seringas contaminadas (KILLICK-KENDRICK, 1999; MORENO e 
ALVAR, 2002; PAZ et al., 2010; SARIDOMICHELAKIS, 2009; SHAW, 2007; SILVA et 
al., 2009). O carrapato Rhipicephalus sanguineus e a pulga Ctenocephalides felis têm 
sido incriminados como possível transmissores de LV em áreas endêmicas, sobretudo 
onde há grande número de cães positivos e baixa incidência de infecção natural em 
flebótomos, porém essa hipótese carece de maiores estudos (CAMPOS e COSTA, 
2014; DANTAS-TORRES, 2011; PAZ et al., 2010; SOLANO-GALLEGO et al., 2012). 
 
 
2.4 Reservatórios 
 
 
A LV é uma zoonose classificada como uma antropozoonose, isto é, os 
parasitos associados à doença no homem, têm primariamente como hospedeiros 
outros animais, desde mamíferos domésticos como cães, gatos, coelhos e equinos a 
silvestres, como roedores, gambás, raposas, tamanduás, tatus e preguiças (GARCIA 
et al., 2014; SOLANO-GALLEGO et al., 2009). 
Na Tunísia, após os primeiros relatos da infecção em cães (NICOLLE e 
COMTE, 1908), vários estudos têm considerado os mesmos como principal 
reservatório epidemiológico da LV (LAINSON e RANGEL, 2005). Isto se deve a alguns 
fatores como a grande quantidade de parasitas na pele, favorecendo a infecção do 
vetor e, consequentemente, a transmissão para o homem, alta densidade 
populacional, relação de proximidade com o homem, além de alta prevalência em 
áreas endêmicas (COSTA, 2011; DANTAS-TORRES, 2007) 
Assim, sabendo da proximidade de cães com os humanos, a ocorrência da LVC 
pode indicar a presença de flebotomíneos e o risco de infecção, o que indica a 
existência de um ciclo de transmissão em determinada área. 
 
18 
 
 
2.5 Perfil epidemiológico e fatores associados 
 
 
 A LVC está entre as mais importantes doenças parasitárias transmitidas por 
vetores, afetando cães em vários países do Velho e Novo Mundo (WHO, 2015). Sendo 
relatados casos caninos em 50 dos 98 países onde a LV humana (LVH) é endêmica 
(ALVAR et al., 2004; WHO, 2015). Apesar de estar distribuída em todos os 
continentes, com exceção da Oceania, a LVC é encontrada principalmente na região 
mediterrânea e na América do Sul (DANTAS-TORRES et al., 2012), com valores de 
prevalência que variam de 25% a 75% (CORTADA et al., 2004). Por outro lado, 
quando avaliada de uma perspectiva global, a prevalência da LVC é difícil de ser 
estimada devido a quantidade limitada de dados publicados em alguns países, além 
da utilização de diferentes métodos de diagnóstico (DANTAS-TORRES, 2009). 
 Na América Latina, a LVH já foi descrita em pelo menos 12 países, sendo o 
Brasil o país com o maior índice de ocorrência da enfermidade, correspondendo por 
90% de todos os casos (ALVAR et al., 2012). 
 Até a década de 70, a transmissão da LVC ocorria restritamente em áreas rurais 
do Brasil, principalmente na região nordeste (MS, 2014). Porém, a partir dos anos 80, 
em decorrência das transformações ambientais provocadas pelo intenso processo 
migratório e desordenado processo de urbanização, com estabelecimento de 
moradias e condições higiênico-sanitárias precárias, foram registrados casos da 
doença em áreas urbanas da região nordeste, e posteriormente expandindo-se a 
grandes centros urbanos como Rio de Janeiro, São Paulo, Belo Horizonte, Fortaleza, 
Campo Grande e Cuiabá (MS, 2014; PEIXOTO et al., 2015), sendo atualmente 
descrita em todas as regiões do Brasil e registrada em 21 das 27 unidades federativas 
(MS, 2014). 
 Em Mato Grosso a LV é endêmica e durante o período de 1998 a 2005, foram 
registrados casos de LVH e LVC em 34 (24,1%) e 41 (29,1%) municípios, 
respectivamente (MESTRE e FONTES, 2007; MS, 2014;), havendo uma expansão da 
doença, com consequente aumento no número de casos de LV, sendo em 2013, 
registrados casos de LVH e LVC em 51 (36,2%) e 87 (61,7%) municípios, 
respectivamente (LAZARI, 2015). 
19 
 
 Devido a importância dos cães no ciclo epidemiológica da L. (L.) chagasi, 
estudos tem buscado conhecer os fatores que possam estar associados a ocorrência 
da doença. Fatores como sexo, idade, raça, tipo de pelagem e função dos animais 
têm sido investigados. Dentre estes fatores, o sexo não é considerado até o momento 
importante na determinação da doença e o maior número de casos ocorre geralmente 
na faixa de idade até três anos e entre oito e dez anos (ALMEIDA et al., 2009; 
MORENO e ALVAR, 2002). Raças, como Boxer, Pastor Alemão, Cocker Spainel, 
Dobermann Pinscher e Rottweiler têm sido relatadas como mais susceptíveis 
(FRANCA-SILVA et al., 2003), e os cães da raça Ibizan Hound mais resistentes a 
doença, raramente desenvolvendo sinais clínicos de LVC (SOLANO-GALLEGO et al., 
2000). Outro fator a ser considerado é o tamanho do pelo e a função do animal, se de 
companhia ou de caça, pois foi observado que cães de pelo curto e de caça são mais 
frequentemente infectados (MORENO e ALVAR, 2002). 
 Aspectos relacionados as características do ambiente têm sido descritos como 
fatores associados para LVC, onde residências próximas a áreas de vegetação 
tornam os animais mais expostos ao vetor e a hospedeiros silvestres (RONDON et al., 
2008), neste contexto, cães de porte médio a grande são os mais susceptíveis, pois 
além da maior área corporal que facilita o repasto sanguíneo, são os que passam 
maior parte do tempo fora de casa (PENAFORTE et al., 2013). 
 A presença de outros animais no domicilio e no peridomicílio também tem sido 
relatada como fator de risco para a LVC, principalmente animais de produção como 
galinhas e porcos, pois a presença destes animais, com consequente acúmulo de 
matéria orgânica, cria um ambiente propício para o desenvolvimento das fases larvais 
do vetor, resultando no aumento da densidade do mesmo, favorecendo a transmissão 
da infecção (MORENO et al., 2005). 
 
 
2.6 Características clínicas da LVC 
 
 
 A LVC é uma doença sistêmica com sinais clínicos inespecíficos. É uma 
enfermidade grave, caracterizada por uma evolução crônica com sinais viscerais e 
cutâneos (SOLANO-GALLEGO et al., 2009). 
20 
 
 As manifestações clínicas da LVC são bastante variáveis e estão 
intrinsecamente dependentes da resposta imunológica de cada animal (MS, 2014). 
De acordo com as manifestações clínicas apresentadas pelo cão infectado, pode-se 
classificá-lo em assintomático (que não apresenta sinais clínicos sugestivos da 
infecção) ou sintomático (com sinais clínicos da infecção) (SOLANO-GALLEGO et al., 
2009). 
 Os sinais clínicos da LVC surgem progressivamente e as alterações 
dermatológicas (alopecia, dermatites, úlceras cutâneas, descamações e onicogrifose) 
são as mais comuns, sendo descritas em 68% dos cães acometidos (FEITOSA et al., 
2000). Progressivamente, no curso da doença, o paciente pode apresentar 
linfadenomegalia local ou generalizada, hepatoesplenomegalia, perda de peso 
progressiva, atrofia muscular, apatia, diminuição do apetite, letargia, poliúria,polidipsia, sinais oculares (conjuntivite, ceratoconjuntivite, uveíte), claudicação, 
vômitos e diarreia. A insuficiência renal crônica é uma manifestação grave da 
progressão da doença e é a principal causa de morte (ALVAR et al., 2004; GARCÍA-
MARTINEZ et al., 2012; SOLANO-GALLEGO et al., 2011). 
 A ampla diversidade de sinais clínicos apresentados por estes animais e a 
grande porcentagem de cães assintomáticos torna o diagnóstico clínico da doença um 
grande desafio em áreas endêmicas (IKEDA-GARCIA e FEITOSA, 2006). Estima-se 
que cerca de 60 a 80% dos cães infectados permanecem saudáveis, sem sinais 
clínicos, porém também podem servir de fonte de infecção para o flebotomíneos e, 
consequentemente mantem o ciclo da doença no meio ambiente (QUEIROZ et al, 
2010). 
 
 
2.7 Diagnóstico da LVC 
 
 
 O diagnóstico da LVC é bastante complexo, principalmente devido à variedade 
de sinais clínicos e ao difícil acesso da população a um teste de diagnóstico 100% 
específico e sensível (FERREIRA et al., 2007; RIBEIRO et al., 2011). Os métodos de 
diagnóstico da LVC são baseados em análise clínicas, parasitológicas, sorológicas e 
moleculares (QUINNELL et al., 2013). Em áreas endêmicas o diagnóstico clínico é 
dificultado pela similaridade clínica com outras doenças e pela ausência de sinais 
21 
 
clínicos patognomônicos para LVC, tornando a utilização de exames laboratoriais de 
suma importância para o diagnóstico definitivo da doença (FREITAS et al., 2012). 
 
 
2.7.1 Diagnóstico parasitológico 
 
 
 O diagnóstico parasitológico é o método de maior confiabilidade para 
confirmação da doença, podendo ser obtido por pesquisa direta ou indireta do parasito 
(MS, 2014). 
 Os métodos diretos consistem na demonstração de formas amastigotas do 
parasito em citologia e cortes histológicos, fornecendo prova definitiva da infecção, 
pois sua visualização confirma a infecção, sendo assim considerado o padrão ouro no 
diagnóstico das leishmanioses (SOLANO-GALLEGO et al., 2009) A especificidade 
desses métodos é de 100% (GONTIJO e MELO, 2004), mas a sensibilidade é muito 
variável, tendo em vista que a distribuição tecidual do agente etiológico da doença não 
é homogênea (ASSIS et al., 2009), sendo os aspirados de baço e fígado as técnicas 
mais sensíveis, porém de alto risco, sendo rotineiramente utilizados aspirados de 
medula óssea, linfonodo, sangue, e imprint de fragmentos teciduais (GOMES et al., 
2008; MS, 2014). 
 Como métodos indiretos podem-se utilizar o isolamento em cultura in vitro de 
fragmentos ou aspirado de tecidos em meio bifásico Novy-Mac-Neal-Nicole (NNN) 
obtendo-se crescimento de formas promastigotas de Leishmania após cinco dias, 
visualizadas em microscopia de luz, outro método é a inoculação em animais de 
laboratório, mais comumente hamsters, sendo para isso necessário uma amostra de 
tecido macerado procedente do animal suspeito (GOMES et al., 2008; IKEDA-
GARCIA e FEITOSA, 2006). Esses métodos possuem a capacidade de isolar outros 
agentes tripanosomatídeos, sendo importante em áreas de sobreposição, pois com o 
isolamento do parasito em cultura é possivel a identificação do agente etiológico por 
análise de zimodemas (isoenzimas) e por sequenciamento de DNA (BAILEY e 
LOCKWOOD, 2009). 
 Apesar das dificuldades, métodos parasitológicos são bastante utilizados 
devido a sua grande simplicidade, baixo custo e boa especificidade, representado um 
dos principais métodos tradicionais para o diagnóstico da LVC (ASHFORD, 2000). 
22 
 
 
 
2.7.2 Diagnóstico sorológico 
 
 
 Muitos testes sorológicos podem ser utilizados no diagnóstico da LVC, tais 
como teste de aglutinação direta (DAT), reação de imunofluorescência indireta (RIFI), 
ensaio imunoenzimático (ELISA) com diferentes modificações, teste rápido 
imunocromatográfico (DPP) e, western blot (WB). A intensa produção de anticorpos, 
principalmente altos títulos de imunoglobulina G (IgG) e menor quantidade de 
imunoglobulina M (IgM), causada pelo parasitismo, devido à expressão policlonal de 
linfócito B, faz com que os métodos sorológicos sejam amplamente utilizados tanto 
para o diagnóstico individual da doença, quanto para aplicação em inquérito 
epidemiológico (MARCONDES et al., 2011). 
 Desde a década de 60 a RIFI foi considerada o teste de referência sorológica 
para diagnóstico da LVC, apresentando valores de sensibilidade que variam de 90 a 
100% e especificidade aproximada de 80% (ALVES e BEVILACQUA, 2004). No 
entanto, esta técnica apresenta limitações principalmente pela baixa reprodutibilidade 
e resultados falso-positivos devido a reações cruzadas com Trypanosoma cruzi, T. 
caninum, Leishmania braziliensis (SILVA et al., 2011) e co-infecções com Ehrlichia 
canis e Babesia canis vogeli (KRAWCZAK et al., 2015). Sendo assim, o MS, por meio 
da Nota Técnica Conjunta 01/2011, modificou o protocolo de diagnóstico oficial da 
LVC, substituindo o RIFI pelo teste DPP, que passou a ser o teste de triagem e o 
ELISA o teste confirmatório (MS, 2011; FARIA e ANDRADE, 2012). 
 O DPP foi desenvolvido por Bio-Manguinhos em parceria com a ChemBio 
(USA) (FRAGA et al., 2014). Dentre as vantagens deste teste, estão: fácil 
armazenamento, rapidez, praticidade e flexibilidade no tipo de amostras biológicas 
utilizadas (sangue, soro ou plasma) (GRIMALDI JÚNIOR et al., 2012). Nesse teste, o 
antígeno recombinante rK28 (fusão de rK9, rK26, rK39) (FRAGA et al., 2014) 
impregnado em uma membrana de nitrocelulose reage com imunoglobulinas 
específicas presentes nas amostras de animais positivos, sendo a reação revelada 
pela interação de proteína A, acoplada a partículas de ouro coloidal, com a porção Fc 
(fragmento cristalizável) das imunoglobulinas (LEMOS et al., 2008; LIMA et al., 2010). 
23 
 
 Grimaldi Júnior et al. (2012) demostraram que o DPP teve bom desempenho, 
com sensibilidade que variou entre 93% a 100% e especificidade de 92% a 100%. No 
entanto, os mesmos autores observaram que a sensibilidade dependente da situação 
clínica do animal, sendo a sensibilidade do teste mais elevada em cães sintomático, 
também observado por Quinnell et al. (2013). Além disso, falsos positivos no DPP 
foram relatados em cães infectados por E. canis, T. cruzi e Neospora caninum 
(LEMOS et al., 2008). 
 O ELISA é bastante útil para análises de laboratório, possibilitando a avaliação 
de grande quantidade de amostras em pouco tempo (MAIA e CAMPINO, 2008), 
sendo, por isso, um teste mais rápido e de fácil execução (CAMARGO e LANGONI, 
2006) quando comparado à RIFI. O ELISA, fabricado por Bio-manguinhos, e 
preconizado pelo MS que utiliza o antígeno solúvel e lisado de Leishmania major-like, 
possui uma sensibilidade de 72% e especificidade de 87,5% (LIRA et al., 2006). No 
entanto, sua especificidade é variável, sendo o motivo, atribuído ao uso de antígeno 
não especifico para L. (L) infantum, resultando em reações cruzadas não somente 
com outras espécies da família Trypanosomatidae, mas também com outros 
organismos filogeneticamente distantes (TAVARES et al., 2003). 
 Outros métodos de diagnóstico para LVC como o DAT e o WB também 
apresentam elevados valores de sensibilidade e especificidade, no entanto são testes 
mais laboriosos, necessitando de aparato laboratorial, indivíduos treinados e, não são 
apropriados para avaliação de grande número de amostras, sendo assim, pouco 
utilizados em estudos epidemiológicos (MEREDITH et al., 1995; MILLÁN et al., 2011; 
OLIVEIRA et al., 2005). 
 
 
2.7.3 Diagnóstico molecular 
 
 
 Dentre as mais modernas técnicas utilizadas para o diagnóstico das 
leishmanioses, destacam-se as técnicas moleculares: PCR, nested PCR, PCR-RFLP 
(Restriction Fragment Length Polymorfism) e PCR em tempo real (qPCR) 
(GRAMICCIA, 2011). 
 Dentre os métodos moleculares, a PCR é a que mais vem sendo utilizada em 
trabalhos visando o diagnóstico e monitoramento da LVC, está técnica baseia-se na 
24 
 
amplificaçãoin vitro de sequências de nucleotídeos do parasito, sendo um método 
bastante sensível e específico para detectar DNA de Leishmania spp. em uma ampla 
variedade de amostras biológicas, como por exemplo: sangue, pele, urina, biopsia de 
linfonodo, medula óssea, baço e fígado (ALVAR et al., 2004; GOMES et al., 2008). 
Em seu estudo, Quaresma et al. (2009) foi capaz de detectar kDNA (DNA do 
cinetoplasto) em concentrações tão baixas como 0,1 fg de DNA/ml, sabendo-se que 
um parasito contém aproximadamente 300 fg de DNA (VERGEL et al., 2005). Dentro 
desse contexto, pela PCR é possível detectar DNA do parasito antes da 
soroconversão, observando-se desta forma, em áreas endêmicas, alta prevalência de 
animais soronegativos assintomáticos apresentando resultados positivos na PCR 
(LACHAUD et al., 2002). 
 A qPCR permite o monitoramento dos ciclos de amplificação do DNA durante 
o decorrer da reação e possibilita a eliminação da etapa de eletroforese em gel de 
agarose, necessária para visualização do produto amplificado na PCR convencional 
(MAIA e CAMPINO, 2008). Essa técnica permite a quantificação da carga parasitaria 
e a detecção de quantidades ínfimas de DNA (GALLETTI et al., 2011), além disso, 
pelo fato de não apresentar os vários passos de manipulação pós-amplificação 
utilizados na técnica de PCR convencional, a qPCR minimiza os riscos de 
contaminação do material, além de permitir de forma simultânea a detecção, medida 
e comparação do número de parasitas em diferentes amostras, facilitando o 
monitoramento da carga parasitaria e a resposta do animal ao tratamento, bem como 
o acompanhamento do desenvolvimento de novas vacinas (FRANCINO et al., 2006; 
GRAMICCIA, 2011). As técnicas moleculares, apresentam grande sensibilidade e 
especificidade, mas não possuem aplicabilidade ainda nos programas de controle da 
LVC, atualmente é utilizada em pesquisas e na elucidação de casos inconclusivos da 
doença, principalmente em novos focos (ASSIS et al., 2010). 
 
 
2.8 Prevenção e controle 
 
 
 O controle da população canina infectada por L. (L) chagasi no Brasil é 
realizado, sobretudo, por meio da eutanásia desde 1963, em cumprimento do decreto 
25 
 
nº 51.833 do MS, o qual recomenda que os cães soropositivos devem ser 
eutanasiados (QUEIROZ et al., 2009). 
 A eutanásia dos cães soropositivos é uma estratégia de controle bastante 
polêmica e gera várias discussões, inclusive sobre sua legitimidade, contestada por 
estudos que observaram que os sacrifícios de cães não foram associados à redução 
da incidência humana e canina no Brasil (QUINNEL e COURTENAY, 2009). Contudo, 
a eutanásia se tornou a ferramenta mais utilizada para o controle da doença, só 
perdendo para as ações de controle e monitoramento dos flebotomíneos (PALATNIK-
DE-SOUSA e DAY, 2011). 
 Para alguns autores o controle vetorial é a maneira mais eficaz de controle da 
infecção (MIRO et al., 2009), pois quebraria o ciclo de transmissão da Leishmania e 
assim contribuiria para a prevenção da doença (GRAMICCIA, 2011), protegendo os 
cães da infecção e, consequentemente reduzindo o risco de infecção humana 
(NASCIMENTO et al., 2005). Sendo os principais produtos empregados na borrifação 
de casas e anexos para controle aos vetores: a cipermetrina, na formulação pó 
molhável e a deltametrina, em suspensão concentrada (MS, 2014). Nos animais a 
profilaxia inclui o uso de coleiras impregnadas de deltametrina a 4%, garantindo 
proteção individual para os cães contra picadas de flebotomíneos (CAMARGO-
NEVES et al., 2004; MANZILLO et al., 2006). Destaca-se também como alternativa de 
proteção individual para a doença canina, a vacinação. No Brasil havia duas vacinas 
licenciadas para uso em cães: Leishmune® constituída por extratos de promastigotas 
da L. donovani, e a Leish-Tec® que é fabricada a partir de um antígeno recombinante 
de L. donovani A2 e o adjuvante saponina (DANTAS-TORRES, 2009; SOLANO-
GALLEGO et al., 2011), mas atualmente apenas a segunda encontra-se disponível. 
Na Europa, foi lançada a vacina CaniLeish® que é fabricada a partir de proteínas 
secretadas de L. (L.) infantum onde estudos revelaram que após a vacinação todos 
os cães desenvolveram forte resposta de IgG2, tipo de imunoglobulina associada por 
muitos autores como fator de proteção/resistência a infecção (INIESTA et al., 2005; 
SOLANO-GALLEGO et al., 2001), que durou em média seis meses, após a última, 
das três doses recomendadas pelo protocolo da vacina (MORENO et al., 2014). 
 Além das medidas citadas são realizadas também ações educativas junto à 
população, considerando-se os aspectos sociais e culturais, para garantir a 
compreensão e o envolvimento da comunidade nas ações de vigilância e controle da 
doença nos seus vários aspectos (MS, 2014). 
26 
 
 
 
2.9 Tratamento 
 
 
 Um dos grandes desafios para a falta de eficácia da cura parasitológica do 
tratamento da LVC está associado a localização estritamente intracelular do parasito 
e a sua presença em tecidos menos vascularizados do organismo do animal, como a 
pele, o humor vítreo e os tecidos queratinizados, o que dificulta a obtenção de doses 
terapêuticas no local da infeção e, consequentemente o sucesso terapêutico 
(CIARAMELLA e CORONA, 2003). 
 No Brasil, é proibido o tratamento de LVC com medicamentos utilizados no 
tratamento da doença em seres humanos ou não registrados no Ministério da 
Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MS, 2008). 
 Diversos protocolos podem ser utilizados no tratamento dos cães, sendo o 
alopurinol a droga recomendada para o tratamento dos cães infectados, apesar de 
apresentar diversos efeitos colaterais, como: xantinúria, eritema cutâneo, hipertermia, 
leucopenia, hepatite e transtornos gastrintestinais (vômitos e diarreias) (NOLI e 
AUXILIA, 2005; SOLANO-GALLEGO et al., 2009). Na Europa os mais utilizados são 
antimoniato de meglumina, aminosidina e miltefosina. A literatura descreve que o 
antimoniato de meglumina, combinado com o alopurinol é o tratamento mais eficaz 
para a LVC (SOLANO-GALLEGO et al., 2011). Outros fármacos são sugeridos, como 
anfotericina B, pentamidina, cetoconazol, metronidazol e espiramicina, e 
marbofloxacina, dentre outros. No entanto, não existe um medicamento eficaz na cura 
parasitológica e sim clínica da LVC, até o momento (MIRÓ et al., 2008; SOLANO-
GALLEGO et al., 2009). 
27 
 
3 MATERIAL E MÉTODOS 
 
 
3.1 Procedimento ético 
 
 
Os procedimentos realizados nos animais foram aprovados pelo Comitê de 
Ética no Uso de Animais (CEUA) da Universidade Federal de Mato Grosso (UFMT), 
sob o protocolo 23108.018929/14-9. Durante a visita domiciliar, foi solicitada ao 
proprietário a assinatura de um termo de livre consentimento para a realização do 
exame clínico e coleta de sangue dos cães. 
 
 
3.2 Tipo e área do estudo 
 
 
Trata-se de um estudo observacional, descritivo, do tipo transversal. A 
localização do estudo se deu no município de Barão de Melgaço (Figura 1), localizada 
na mesorregião do centro-sul do Estado de Mato Grosso e microrregião do Alto 
Pantanal. Está situado no bioma Pantanal com clima tropical e encontra-se a 102 km 
da capital Cuiabá com população estimada em 2015 de 7.545 habitantes distribuídos 
numa extensão territorial de 11.174,500 km2. Localiza-se entre os paralelos 16° 11’ 
40’’ sul e 55° 58’ 03’’ oeste, a uma altitude de 156m acima do nível do mar (IBGE 
2015). 
 
 
28 
 
 
Figura 1- Localização geográfica de Barão de Melgaço, Mato Grosso, Brasil. Setores censitários de 
Barão de Melgaço, analisados no estudo (Amarelo e azul), com identificação de áreas urbanas e rurais 
do município. 
 
 
3.3 Amostragem e categorização das variáveis 
 
 
O tamanho amostral mínimo foi estimado em 283 cães, considerando a 
proporção de cães em relação ao homem de 7:1, população estimada em 2015 de 
7.526 habitantes (IBGE, 2015), ao nível de confiança de 95%, erro aceitável de 5% eprevalência de 50% (MS, 2014). Para melhor efeito de comparação, foram amostrados 
248 cães da área urbana e 154 cães do ambiente rural. Nas áreas urbanas, as 
amostras foram coletadas de cães de todos os bairros por meio de visitas domiciliares, 
enquanto nas áreas rurais, as amostras foram obtidas a partir de fazendas, casas e 
comunidades rurais. Os animais incluídos no estudo foram de ambos os sexos, 
diferentes raças e idade igual ou superior a seis meses, previamente examinado e 
classificados clinicamente em sintomáticos ou assintomáticos, como proposto por 
Solano-Gallego et al. (2009). 
29 
 
Para descrever as características gerais da população canina e do ambiente 
de moradia, bem como pesquisar fatores associados a infecção canina para L. (L.) 
chagasi em cada domicilio foi realizada, com o proprietário do animal, uma entrevista, 
utilizando um questionário epidemiológico, a fim de obter informações relacionadas as 
características individuais dos animais e do ambiente. Com relação aos cães, foram 
analisadas as variáveis: raça; sexo; idade; pelagem; sintomatologia; função na casa; 
local de permanência na casa; se tinha acesso à rua; entre outras. Já com relação a 
residência foram consideradas as variáveis: proximidade com áreas de vegetação, 
rios ou baias; presença de outros animais domésticos; vegetação na residência; 
criações de animais no quintal; e coleta pública de lixo. 
 
 
3.4 Coleta e conservação das amostras 
 
 
A coleta foi realizada no período de março a setembro de 2014. Os cães foram 
contidos mecanicamente e com focinheiras. Por punção da veia jugular externa ou 
cefálica foram coletadas alíquotas de 5 mL de sangue periférico, em tubos sem 
anticoagulante para análises sorológicas. 
As amostras foram transportadas sob refrigeração e encaminhadas ao 
Laboratório de Leishmanioses da UFMT, onde foram centrifugadas a 10.000 x g por 5 
minuto para obtenção do soro. As amostras foram armazenadas em banco de material 
biológico, a -20ºC até o processamento dos testes. 
 
 
3.5 Métodos diagnósticos empregados no estudo 
 
 
3.5.1 Testes sorológicos 
 
 
Para o diagnóstico sorológico em cães, foram utilizados os testes preconizados 
pelo MS, DPP como triagem e ELISA como confirmatório. Ambos foram realizados 
seguindo as instruções do fabricante Bio-Manguinhos/Fiocruz, no Laboratório de 
30 
 
Leishmanioses do Hospital Veterinário da UFMT (HOVET/UFMT). Os resultados 
positivos foram considerados pela combinação em série destes dois testes (DPP e 
ELISA reagentes). 
 
 
3.5.1.1 Teste rápido imunocromatográfico (DPP) 
 
 
O DPP utilizado como método de triagem foi o TR DPP-LVC, Bio-Manguinhos 
(Fiocruz), desta forma: 5μl de amostra de soro e duas gotas de tampão do kit, foram 
adicionadas em sequência no poço intitulado “Amostra + Tampão”. Após 5 minutos as 
duas linhas azuis, controle (C) e teste (T), desapareceram. Então, colocaram-se 4 
gotas do tampão no poço 2 intitulado “Tampão”. A leitura dos resultados foi realizada 
por dois profissionais independentes 10 minutos após esta etapa, avaliando-se o 
resultado como negativo (aparecimento de uma linha vermelha) ou positivo (duas 
linhas vermelhas). Em caso de divergência dos resultados pelos avaliadores, repetia-
se o teste. 
 
 
3.5.1.2 Ensaio imunoenzimático (ELISA) 
 
 
O ELISA utilizado como método confirmatório foi o kit EIE-LVC, Bio-
Manguinhos (Fiocruz). Primeiramente, adicionaram-se na microplaca os soros 
controle positivo, negativo e as amostras devidamente diluídas. Na etapa seguinte, 
adicionou-se um conjugado específico anti-imunoglobulina canina IgG marcado com 
a enzima peroxidase. Na presença de anticorpos específicos, ocorria a ligação 
conjugado-anticorpo, evidenciada com a adição da substância cromógena 
(tetrametilbenzidina-TMB). A peroxidase reduz o peróxido de hidrogênio e leva à 
oxidação do TMB, formando um composto solúvel de coloração azul turquesa. 
Posteriormente, adicionou-se o ácido sulfúrico que interrompeu a reação. Os 
resultados foram avaliados por meio de um espectrofotômetro para microplaca, em 
comprimento de onda de 450 nm. O cálculo do ponto de corte obedeceu às 
orientações do fabricante. Considerou-se amostras reagentes aquelas que 
31 
 
apresentaram densidade ótica igual ou superior ao ponto de corte, amostras não 
reagentes foram aquelas que apresentaram densidade ótica inferior ao ponto de corte, 
e amostras indeterminadas foram aquelas que apresentaram densidade ótica entre o 
ponto de corte e a faixa cinza. 
 
 
3.6 Análise espacial 
 
 
Para análise espacial, utilizou-se os índices de Moran global e local, conforme 
a metodologia descrita anteriormente por Atanaka-Santos et al. (2007), Rodrigues et 
al. (2008) e Barbosa et al. (2014). Índice de Moran global forneceu uma medida geral 
da associação espacial do conjunto de dados, que foram visualizados através de 
mapa coroplético, demonstrando as taxas de incidência de LVC nos diferentes setores 
censitários de Barão de Melgaço e, o grau de correlação espacial entre os setores do 
município, ponderado pela proximidade geográfica. Diferente do Índice de Moran 
global, o índice de Moral local produz um valor normalizado para cada setor censitário 
analisado, permitindo a classificação dos mesmos em quatro quadrantes pelo 
diagrama de espalhamento de Moran, onde: quadrante HH (+/+) indica que o valor 
normalizado do setor e valor médio dos setores vizinhos estão acima da média do 
conjunto. Sendo os setores com prioridade alta de intervenção no controle de LVC. 
Quadrante LL (-/-) são setores que apresentam valores normalizados e a média dos 
vizinhos abaixo da média do conjunto. Estes considerados de prioridade baixa de 
intervenção. Quadrante HL (+/-) são setores com valor normalizado maior que o dos 
vizinhos e a média dos vizinhos menor que a do conjunto. Quadrante LH (-/+) são 
setores com valor normalizado menor que o dos vizinhos e a média dos vizinhos maior 
que a média do conjunto. Os setores classificados como HL e LH são de prioridade 
intermediária de intervenção (DUCK et al., 2004). As análises foram realizadas com o 
software R statical package 3.3.0. 
 
 
 
 
 
32 
 
 
3.7 Análise estatística 
 
 
Os valores de prevalência foram calculados com intervalo de confiança de 95% 
usando o programa EpiInfo 7.2. A associação entre a soroprevalência de anticorpos 
anti-L. (L.) chagasi em cães e as variáveis independentes foi realizada pela regressão 
logística em duas etapas: análise univariada e multivariada. As variáveis que 
apresentaram p ≤ 0,20 para qui-quadrado na análise univariada foram selecionadas 
para a análise multivariada e aquelas com p ≤ 0,05 foram consideradas significativas. 
Teste de Kappa foi usado para estabelecer a concordância entre os testes 
diagnósticos utilizados (LANDIS e KOCH, 1977). As análises foram realizadas com o 
software R statical package 3.3.0. 
 
 
 
4 RESULTADOS 
 
 
4.1 Diagnóstico sorológico 
 
 
 Dos 402 cães avaliados (248 da área urbana e 154 da área rural), assumindo 
o resultado paralelo, 94 amostras foram positivas em pelo menos um dos testes 
sorológicos, com uma soroprevalência de 23,4% (IC 95%: 19,39-27,89). Quando 
analisadas individualmente, o teste de triagem DPP apresentou uma soroprevalência 
de 19,4% (IC 95%: 15,72-23,68; 78/402), enquanto o teste confirmatório, ELISA, 
apresentou soroprevalência de 8,2% (IC 95%: 5,8-11,45; 33/402). Quando assumidos 
o resultado combinado e em série, protocolo estipulado pelo MS, 17 amostras foram 
reagentes nos dois testes, com soroprevalência de 4,2% (IC 95%: 2,56-6,82). Cães 
de área rural (4,5%) apresentaram soroprevalência 0,5% maior do que os que viviam 
em área urbana (p =0,803) (Tabela 2). O teste Kappa entre os resultados de DPP e 
ELISA resultou em uma concordância leve de 21% (IC 95%: 0,12-0,30) (Tabela 1). 
 
33 
 
 
Tabela 1. Comparação da soropositividade paraLeishmania (Leishmania) chagasi pelo teste rápido 
imunocromatográfico (DPP) e ensaio imunoenzimático (ELISA) em cães domiciliados em Barão de 
Melgaço, Pantanal Mato-grossense. 
a Intervalo de Confiança de 95%. 
 
 
4.2 Animais e fatores associados à LVC 
 
 
 De forma geral, cães machos (57%; 229/402), sem raça definida (SRD) (90%; 
362/402), adultos (92,8%; 371/402), não castrados (96%; 373/402), e com pelagem 
curta (89,8%; 361/402) foram os predominantes neste estudo, não havendo 
associação estatística entre as respectivas características com a prevalência da 
infecção (p > 0,05) (Tabela 2). 
 Dos 17 cães sororreagentes, três (17,65%) foram assintomáticos e 14 (82,35%) 
sintomáticos. Apesar desta variável não ser estatisticamente significativa (p = 0,064), 
cães sintomáticos tiveram 3,1 vezes mais chances de serem sororreagentes do que 
os assintomáticos (Tabela 2). Dentre os sinais clínicos observados nos cães 
sororreagentes, os mais comuns foram a linfadenopatia (47,1%) e lesões cutâneas 
(41,2%), seguido por esplenomegalia e onicogrifose (35,3%), oftalmopatia e alopecia 
(23,5%). Menos frequente, foram observadas descamação e hiperqueratose (11,8%), 
úlceras de ponta de orelha e alopecia periocular (5,9%). 
 
 
 
 
 
 
 
DPP 
EIE 
Total 
Kappa (IC a 95%)a 
+ (n) - (n) 
+ (n) 17 61 78 0,21 (0,12-0,30 
- (n) 16 308 324 
Total 33 369 402 
34 
 
Tabela 2. Fatores associados a infecção por Leishmania (Leishmania) chagasi em cães de Barão de 
Melgaço, Mato Grosso, Brasil. 
Variável 
DPP e ELISA 
Valor de p OR (IC a 95%)a Positivo Negativo 
n (%) n (%) 
Raça 
CRD 
SRD 
 
1 (2,5) 
16 (4,4) 
 
39 (97,5) 
346 (95,6) 
1,000 ** 
Sexo 
Macho 
Fêmea 
 
11 (4,8) 
6 (3,5) 
 
218 (95,2) 
167 (96,5) 
0,51 
1,4 (0,46-4,72) 
1,00 
Idade 
Adulto 
≤ 1 
≥ 1-3 
≥3-5 
≥5 
 
4 (6,25) 
1 (3,2) 
4 (3,6) 
3 (2,7) 
5 (6,0) 
 
60 (93,75) 
30 (96,8) 
106 (96,4) 
110 (97,3) 
79 (94,0) 
0,671 ** 
Pelagem 
Curta 
Longa 
 
16 (4,4) 
1 (2,4) 
 
345 (95,6) 
40 (97,6) 
1,000 ** 
Sintomatologia 
Assintomático 
Sintomático 
 
3 (1,9) 
14 (5,7) 
 
154 (98,1) 
231 (94,3) 
0,064 
1,00 
3,1 (0,84-17,12) 
Função 
Guarda 
Companhia 
Ambas 
Caça 
 
6 (3,9) 
8 (4,4) 
2 (4,1) 
1 (5,3) 
 
148 (96,1) 
172 (95,6) 
47 (95,9) 
18 (94,7) 
0,95 ** 
Permanência na 
casa 
Dentro 
Quintal 
Ambas 
 
- 
17 (4,8) 
- 
 
 
10 (100,0) 
336 (95,2) 
39 (100,0) 
0,609 ** 
Proximidade com: 
Mata 
Terreno Baldio 
Rio/Córrego/Represa 
Qualquer 
combinação 
Nenhuma 
 
6 (4,4) 
1 (92,6) 
3 (3,3) 
5 (5,2) 
2 (5,1) 
 
 
131 (95,6) 
37 (97,4) 
89 (96,7) 
91 (94,8) 
37 (94,9) 
0,952 ** 
Local da casa 
Urbana 
Rural 
 
10 (4,0) 
7 (4,5) 
 
238 (96,0) 
147 (95,5) 
0,803 
1,00 
1,13 (0,35-3,38) 
** Não foi determinado devido à ausência de categorias, frequências nulas ou muito baixas. 
a Odds Ratio, Intervalo de Confiança de 95%. 
 
 
 Na análise univariada para anticorpos anti-L. (L.) chagasi, as variáveis 
esplenomegalia, oftalmopatia, alopecia periocular e hiperqueratose tiveram p < 0,20 e 
35 
 
foram selecionadas para a análise multivariada, demonstrando que os principais 
fatores associados a infecção canina foram hiperqueratose e esplenomegalia, que 
tiveram 16,19 e 4,05 vezes mais chances de serem observadas em cães 
sororreagentes a LVC do que sem esses sinais clínicos, respectivamente (Tabela 3). 
 
 
Tabela 3. Análise Univariada e Multivariada de fatores associados a infecção de Leishmania 
(Leishmania) chagasi em cães de Barão de Melgaço, Mato Grosso, Brasil. 
Variáveis analisadas Cães Análise univariada Análise Multivariada 
 n Positivos 
(%) 
X2 p p OR (IC 95%)a 
Esplenomegalia 
Sim 
Não 
 
63 
355 
 
6 (9,5) 
11 (3,1) 
5,29 0,017 0,014 4,05 (1,32-12,43) 
Linfadenopatia 
Sim 
Não 
 
164 
238 
 
8 (4,9) 
9 (3,8) 
0,288 0,591 - - 
Onicogrifose 
Sim 
Não 
 
32 
170 
 
3 (9,4) 
14 (3,8) 
2,273 0,131 0,997 1,0 (0,19-5,09) 
Oftalmopatia 
Sim 
Não 
 
37 
365 
 
4 (10,8) 
13 (3,6) 
4,359 0,036 0,486 1,63 (0,41-6,50) 
Alopecia periocular 
Sim 
Não 
 
1 
401 
 
1 (100,0) 
16 (4,0) 
22,70 < 0,01 0,991 ** 
Hiperqueratose 
Sim 
Não 
 
4 
398 
 
2 (50,0) 
15 (3,8) 
20,89 <0,01 0,033 16,19 (1,2-210,6) 
Outros animais 
Sim 
Não 
 
395 
107 
 
11 (3,7) 
6 (5,6) 
0,684 0,408 - - 
Galinheiro/Chiqueiro 
Sim 
Não 
 
227 
175 
 
10 (4,0) 
7 (4,0) 
0,04 0,841 - - 
Acesso à rua 
Sim 
Não 
 
297 
105 
 
12 (4,0) 
5 (4,8) 
0,099 0,752 - - 
Vegetação 
Sim 
Não 
 
363 
39 
 
15 (4,1) 
2 (5,1) 
0,086 0,769 - - 
Coleta de lixo 
Sim 
Não 
 
244 
158 
 
10 (4,1) 
7 (4,4) 
0,026 0,871 - - 
a Odds ratio, Intervalo de confiança de 95% 
 
36 
 
4.3 Análise espacial 
 
 
 Para verificar a situação dos setores de Barão de Melgaço quanto à incidência 
da LVC, construiu-se um mapa coroplético através do índice de Moran global (Fig. 
2a), nessa premissa, áreas escuras apresentaram maior concentração de casos, 
estando dispostas entre o norte e sul do município, dentre os setores com coloração 
mais forte a densidade demográfica variou de 0,85 a 9,65 habitantes/km² (IBGE, 
2010), com localização predominantemente rural. Em relação as áreas de coloração 
clara, quatro setores censitários localizados na região centro norte do município, 
compreenderam exclusivamente área urbana, apesar da densidade demográfica 
variar de 459,06-5096,61 habitantes/km² (IBGE, 2010) e, consequentemente maior 
número de animais doméstico, a análise demonstrou que essa região apresenta 
menor número de casos. Na região oeste do município, dois setores com coloração 
clara, compreenderam exclusivamente área rural, indicando ausência ou menor 
número de casos de LVC, com uma densidade demográfica de 1,25-5,79 
habitantes/km² (IBGE, 2010). Com intuito de identificar a estrutura de correlação 
espacial que melhor descreve os dados, realizou-se o correlograma de Moran (Fig. 
2b), demonstrando correlação positiva para todos os setores avaliados, já que o valor 
foi acima de zero, no entanto, a correlação foi pequena ou nula (I < 0,25). 
 
 
 
Figura 2- Taxa de incidência de cães reagentes para leishmaniose visceral canina pelo protocolo do 
Ministério da Saúde do Brasil. (b) Correlograma de Moran indicando correlação espacial para as taxas 
da doença no município de Barão de Melgaço pelo protocolo do Ministério da Saúde do Brasil. 
37 
 
 Mapa de clusters realizado através do diagrama de Moran (Fig. 3a) revelou que 
apenas um setor era de alta prioridade - HH (Alto-Alto) e três de baixa prioridade - LL 
(Baixo-Baixo), indicando pontos de associação espacial positiva, no sentido que um 
setor possui vizinhos com valores semelhantes. Quanto aos demais setores, quatro 
eram de prioridade intermediária - HL (Alto-Baixo), LH (Baixo-Alto), indicando pontos 
de associação espacial negativos, ou seja, setores vizinhos com valores diferentes. 
Através do índice de Moran local (Fig. 3b) foi possível constatar que não houve 
correlação local significativa, sendo assim, não houveram setores censitário no 
município de Barão de Melgaço que apresentaram correlação local significativamente 
diferente dos demais setores. 
 
 
 
Figura 3- (a) Diagrama de espalhamento de Moran, setores azuis representam regiões com altas taxas 
de leishmaniose visceral canina com transição para redução das taxas (cores amarelas). Setores 
vermelhos representam altas taxas da doença e setores verdes representam baixas taxas com 
transição para altas taxas (cores vermelhas). Setores amarelos representam baixas taxas para 
leishmaniose visceral canina. (b) Índice de Moran local indicando ausência de correlação local 
significativa para as taxas da doença no município de Barão de Melgaço pelo protocolo do Ministério 
do Brasil. 
 
 
5 DISCUSSÃO 
 
 
A proximidade de Barão de Melgaço com cidades endêmicas para a LVC, 
instigaram a realização deste inquérito epidemiológico canino que relata, segundo o 
critério de positividade combinado adotado pelo MS,4,2% de prevalência de 
anticorpos anti-L. (L.) chagasi. Resultados semelhantes foram encontrados em 
38 
 
estudos realizados nas diferentes regiões do Brasil. Segundo Almeida et al. (2009), o 
município de Cuiabá, Mato Grosso, registrou prevalência canina de 3,4%, Teixeira-
Neto et al. (2014) em Divinópolis, Minas Gerais, registrou prevalência de 4,63% e 
D’Andrade et al. (2015) encontraram prevalência de 4,5% em Presidente Prudente, 
São Paulo. Apesar dos resultados semelhantes, são descritos na literatura valores de 
prevalência que variaram de 3,4% (ALMEIDA et al., 2009) a 67% (BARBOSA et al., 
2010) em diferentes regiões do país. Esta grande variação deve-se a influência de 
diversos fatores, tais como a utilização de diferentes métodos de diagnóstico e suas 
respectivas sensibilidades e especificidades, amostragem do estudo, fatores 
ambientais e densidade do vetor, que podem não refletir a real situação da doença 
(FELIPE et al., 2011; SOLANO-GALLEGO et al., 2001). 
Os testes sorológicos são ferramentas importantes no diagnóstico de LVC, 
sendo frequentemente utilizados em inquéritos epidemiológicos caninos, neste 
contexto, o MS recomenda o DPP e ELISA como métodos de diagnóstico da doença. 
Sendo assim, é de grande importância que haja concordância entre os dois testes, 
evitando que animais falso-negativos no DPP não deixem de ser submetidos ao 
ELISA, fato não observado neste estudo, já que a concordância entre os testes foi 
leve (k = 0,21). Resultados semelhantes foram descritos por Fonseca et al. (2014) e 
na meta-análise de Peixoto et al. (2015), diferindo-se de Santis et al. (2013) e Fraga 
et al. (2016), os quais encontraram concordância positiva entre os testes. Tal fato pode 
ser justificado pelas diferenças das regiões analisadas, onde em áreas em início de 
transmissão, os valores de prevalência canina e a concordância entre testes de 
diagnóstico tendem a ser baixas (PEIXOTO et al., 2015), além disso, cães infectados 
por L. (L.) chagasi apresentam diferentes respostas do sistema imune humoral 
(SOLANO-GALLEGO et al., 2001), envolvendo vários anticorpos em diferentes 
estágios da doença (FALQUETO et al., 2009; PORROZZI et al., 2007), indicando que 
um teste sorológico pode apresentar diferente sensibilidade conforme o curso clínico 
da infecção, variabilidade genética do hospedeiro e repostas imunes especificas 
(GRIMALDI JÚNIOR et al., 2012; QUINNELL et al., 2013). 
Coura-Vital et al. (2014) apesar de encontrarem melhor precisão no atual 
protocolo adotado pelo MS, mostrando taxas de prevalência e índices de incidência 
maiores quando comparados ao protocolo anterior. Tem considerado o ELISA como 
método inadequado para uso como teste confirmatório, devido à baixa a moderada 
precisão do teste. Sugerindo que o protocolo fosse mudado, adotando o ELISA como 
39 
 
teste de triagem e o DPP como teste confirmatório. Entre as justificativas para tal 
mudança, estaria a maior sensibilidade e especificidade do DPP, aumentando a 
credibilidade da amostra diagnosticado anteriormente pelo ELISA. 
Outros fatores também interferem no diagnóstico de testes sorológicos, tais 
como o tipo de antígeno utilizado para o diagnóstico de anticorpos (PORROZZI et al., 
2007; FRAGA et al., 2014). Neste contexto, o DPP emprega proteínas recombinantes, 
e apesar de ser uma técnica de elevada sensibilidade (98%) e especificidade (96%) 
em animais sintomáticos, apresenta baixa sensibilidade (47%) em cães 
assintomáticos, sendo descrita reação cruzada em cães com L. braziliensis 
(GRIMALDI JÚNIOR et al., 2012) e Trypanosoma caninum (ALVES et a., 2012), 
ocasionando resultados falso-positivos. Já o ELISA emprega antígenos bruto de L. 
major like, obtendo taxas variáveis de sensibilidade (8 – 100%) e especificidade (60 
– 100%) para diagnóstico de LVC, devido a semelhanças antigênicas entre as 
espécies de Leishmania (PEIXOTO et al., 2015; OLIVEIRA et al., 2016), estando 
sujeito à ocorrência de reações cruzadas e resultados falso-positivos em área de 
sobreposição de tripanossomatídeos (ALVES et al., 2012; ZANETTE et al., 2014) e 
mesmo com organismos filogeneticamente mais distantes (TAVARES et al., 2003). 
Nesse contexto, por estar localizado no Pantanal Matogrossense, Barão de Melgaço 
é considerada região endêmica para Trypanosoma evansi (HERRERA et al., 2004), 
resultando em reações cruzadas e, consequentemente baixa concordância dos 
métodos sorológicos recomendados pelo MS para o diagnóstico da LVC. 
 Nos dados epidemiológicos dos animais, não houve diferença estatística (p > 
0,05) entre raça, sexo ou idade na presença de anticorpos anti-L. (L.) chagasi, 
corroborando com achado de outros autores (ALMEIDA et al., 2009; ALMEIDA et al., 
2012; FRANÇA-SILVA et al., 2003). Apesar de não serem estatisticamente 
significativos, essas variáveis devem ser consideradas, pois as variações ambientais 
são comuns em diferentes regiões e podem alterar todo o ecossistema desta zoonose 
(CONSTANTINO et al., 2014). 
 Neste estudo, os cães sintomáticos representaram 82,35% dos cães 
sororreagentes, este alto percentual corrobora os resultados descritos na literatura 
que associam a positividade dos testes sorológicos a gravidade da doença 
(GRIMALDI JÚNIOR et al., 2012). Apesar do DPP e ELISA apresentarem elevada 
sensibilidade quando testados em animais com a doença ativa, animais 
assintomáticos dentre os animais infectados por L. (L.) chagasi costumam ser os mais 
40 
 
prevalentes em estudo epidemiológicos (QUEIROZ et al., 2009), devendo ser 
incentivada a realização de novas pesquisas visando aumentar a sensibilidade em 
animais assintomáticos. Quanto aos sinais clínicos observados, observou-se os 
mesmos descritos em estudos epidemiológicos de LVC (ALMEIDA et al., 2009; 
QUEIROZ et al., 2009; RONDON et al., 2008; SILVA et al., 2013), sendo que a 
hiperqueratose e esplenomegalia correlacionaram-se positivamente na análise 
univariada e multivariada à presença da enfermidade, sendo tal achado importante 
para a análise clínica de animais com suspeita da doença, devido ao elevado número 
de manifestações clinicas que a mesma apresenta. 
 Ferramentas de análise espacial têm sido cada vez mais utilizadas em estudos 
envolvendo a LV, sendo foco de pesquisas em diferentes regiões do Brasil (BARBOSA 
et al., 2014; CAMARGO-NEVES et al., 2001; WERNECK et a., 2002; BORGES et al., 
2014; TEIXEIRA-NETO et al., 2014). Sendo assim, este estudo adotou como escala 
de análise, setores censitários, tendo como vantagem o cruzamento de variáveis e 
como desvantagem a perda de informações por trabalhar com informações 
agregadas. Essa análise resulta na homogeneização dos resultados, possibilitando a 
identificação de áreas com diferentes prevalências de LVC, sendo um fator importante 
para se entender a gravidade da doença, uma vez que setores com alta prevalência 
são os mais afetados, independentemente do número de cães (MATSUMOTO et al., 
2013). Além disso, estudos epidemiológicos que levam em consideração a análise 
espacial, podem ser usadas por programas de vigilância e controle de LV para 
identificar áreas epidemiologicamente importantes e municípios prioritários que 
requerem a adoção de medidas de controle (ATANAKA-SANTOS et al., 2007). 
 Nesse contexto, a incidência de LVC obtida distribui-se de forma heterogênea 
nos diversos setores do município, sendo observado setores com grande 
concentração de casos à setores com ausência ou menor concentração de LVC, 
sendo identificado apenas um setor censitário como de alta prioridade para o controle 
da doença. Essa variação da prevalência no município pode estar associada as 
diferentes características que cada região de Barão de Melgaço apresenta, como: 
nível socioeconômico da população, aglomeração de animais e humanos, deficiência 
de saneamento básico, domicílios geralmente localizados próximos a rios (ambientes 
úmidos) e matas, locais segundo Almeida etal. (2014) com alta densidade vetorial, e 
nesse contexto, a criação predominante de cães no peridomicílio, observado no 
município, favorece o contato deste com o vetor. 
41 
 
 Através dos dados obtidos pelo Censo 2010 observou-se que às regiões 
urbanas com maior densidade demográfica (habitante/km²), que consequentemente 
refletem em maior densidade de animais domésticos, incluindo os cães, foram 
representadas na análise espacial deste estudo, com coloração clara, indicando 
menor número de LVC e como áreas de prioridade baixa e intermediária. Enquanto 
ás áreas rurais, mesmo com menor densidade demográfica (habitantes/km²), 
apresentaram-se como ás áreas de maior número de casos da doença. Nessa 
premissa, a LVC apresentou maior prevalência em área rural, e apesar de não 
apresentar diferença estatística entre a área urbana, o município pode estar em 
processo de urbanização da doença, pois diferente de outros municípios brasileiros 
que apresentam maior população urbana, o município de Barão de Melgaço apresenta 
grande parte da população residindo em ambiente rural, servindo como justificativa 
para tal hipótese. 
 Cabe salientar, que o único setor censitário considerado de alta prioridade, 
apresenta área urbana e rural em sua extensão, e por ser localizado no Pantanal, o 
município está anualmente sujeito ao ciclo das águas, onde no período das cheias, 
que ocorrem de janeiro a março, 98% do seu território fica alagado. Devido a essa 
característica, a população tende a migrar da área rural para área urbana, 
predispondo a disseminação da doença no meio urbano, pois durante o fluxo 
migratório, animais doentes procedentes de área rural podem contribuir para a 
urbanização da doença, além disso, a diminuição de planícies secas, pode propiciar 
o maior contanto de reservatório silvestres com a população, além do acúmulo de 
matéria orgânica favorecer o aumento da densidade do vetor. 
 
 
6 CONCLUSÃO 
 
 
Os resultados do presente estudo demonstraram que a prevalência de LVC em 
área urbana e rural de Barão de Melgaço foi de 4,2%, caracterizando o município 
como área com transmissão moderada e receptiva para ocorrência de casos 
humanos. DPP e ELISA apresentaram concordância leve, o que pode levar a perda 
de cães positivos a LVC. Hiperqueratose e esplenomegalia foram identificados como 
42 
 
fatores associados a LVC. Também foi observado que os cães de área rural e urbana, 
de qualquer raça, sexo e idade foram igualmente susceptíveis a doença. 
A análise espacial dos dados obtidos do estudo em Barão de Melgaço permitiu 
a visualização da situação da doença nos diferentes setores analisados. O único setor 
censitário classificado como de alta prioridade, compreende regiões urbanas e rurais 
do município, nessa premissa, o ciclo das águas que ocorre todo ano no Pantanal, 
pode predispor a disseminação da doença no meio urbano. 
43 
 
REFERÊNCIAS 
 
 
ALMEIDA, A.B.P.F., FARIA, R.P., PIMENTEL, M.F.A., DAHROUG, M.A.A., TURBINO, 
N.C.M.R., SOUSA, V.R.F. Inquérito soroepidemiológico de leishmaniose canina em 
áreas endêmicas de Cuiabá, Estado de Mato Grosso. Revista da Sociedade 
Brasileira de Medicina Tropical, v. 42, p. 156-159, 2009. 
 
 
ALMEIDA, A.B.P.F., MENDONÇA, A.J., SOUSA, V.R.F. Prevalência e epidemiologia 
da leishmaniose visceral em cães e humanos, na cidade de Cuiabá, Mato Grosso, 
Brasil. Ciência Rural, v. 40, p. 1610-1615, 2010. 
 
 
ALMEIDA, A.B.P.F., SOUSA, V.R.F., CRUZ, F.A.C.S., DAHROUG, M.A.A., 
FIGUEIREDO, F.B., MADEIRA, M.F. Canine visceral leishmaniasis: seroprevalence 
and risk factors in Cuiabá, Mato Grosso, Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia 
Veterinária, v. 21, p. 359-365, 2012 
 
 
ALMEIDA, A.S., WERNECK, G.L., RESENDES, A.P.C. Object-oriented remote 
sensing image classification in epidemiological studies of visceral leishmaniasis in 
urban areas. Cadernos de Saúde Pública, v. 30, p. 1639-1653, 2014. 
 
 
ALVAR, J., CAÑAVATE, C., MOLINA, R., NIETO, J. Canine leishmaniasis. Advances 
in Parasitology, v. 57, p. 1-88, 2004. 
 
 
ALVAR, J., VÉLEZ, I.D., BERN, C., HERRERO, M., DESJEUX, P., CANO, J., JANNIN, 
J., BOER, M.D. Leishmaniasis worldwide and global estimates of its incidence. PLoS 
ONE, v. 7, e35671, 2012. 
 
 
ALVES, A.S., COUTA-CONFORT, E.M., FIGUEIREDO, F.B., OLIVEIRA, R.V.C., 
SCHUBACH, A.O., MADEIRA, M.F. Evaluation of serological cross-reactivity between 
canine visceral leishmaniasis and natural infection by Trypanosoma caninum. 
Research in Veterinary Science, v. 93, p. 1329-1333, 2012 
 
 
ALVES, W.A., BEVILACQUA, P.D. Quality of diagnosis of canine visceral 
leishmaniasis in epidemiological surveys: an epidemic in Belo Horizonte, Minas 
Gerais, Brazil, 1993-1997. Caderno de Saúde Pública, v. 20, n. 1, 9. 259-265, 2004. 
 
 
ASHFORD, R.W. The leishmaniases as emerging and reemerging zoonoses. 
International Journal for Parasitology, v. 30, p. 269-281, 2000. 
 
 
44 
 
ASSIS, T.S.M., CALIGIORNE, R.B., ROMERO, G.A.S., RABELLO, A. Detection of 
Leishmania kDNA in human serum samples for the diagnosis of visceral leishmaniasis. 
Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, v. 103, p. 
1269-1272, 2009. 
 
 
ASSIS, J., QUEIROZ, N.M.G.P., SILVEIRA, R.C.V., NUNES, C.M., OLIVEIRA, 
T.M.F.S., JUNIOR, A.C.F.N., NEVES, M.F., MACHADO, R.Z., BUZETTI, W.A.S. 
Estudo comparative dos métodos diagnóstico para Leishmaniose Visceral em cães 
oriundos de Ilha Solteira, SP. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 19, 
p. 17-25, 2010. 
 
 
ATANAKA-SANTOS, M., SOUZA-SANTOS, R., CZERESNIA, D. Spatial analysis for 
stratification of priority malária control areas, Mato Grosso State, Brazil. Caderno de 
Saúde Pública, v. 23, p. 1099-1112, 2007. 
 
 
AZEVEDO, M.A.A., DIAS, A.K.K., PAULA, H.B., PERRI, S.H.V., NUNES, C.M. 
Avaliação da leishmaniose visceral canina em Poxoréo, Estado do Mato Grosso, 
Brazil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 17, p. 123-127, 2008. 
 
 
BADARO, R., DUARTE, M.I.S. Leishmaniose Visceral (Calazar). In: VERONESE, R., 
FOCACCIA, R. Tratado de Infectologia. Editora Atheneu, São Paulo, v. 2, p. 1234-
1259, 1996. 
 
 
BAILEY, M.S., LOCKWOOD., D.N.J. Cutaneous Leishmaniasis. Clinics in 
Dermatology, v. 25, p. 203-211, 2009. 
 
 
BARBOSA, D.S., ROCHA, A.L., SANTANA, A.A., SOUZA, C.S.F., DIAS, R.A., 
COSTA-JÚNIOR, L.M., ABREU-SILVA, A.L. Soroprevalência e variáveis 
epidemiológicas associadas à leishmaniose visceral canina em área endêmica no 
município de São Luís, Maranhão, Brasil. Ciência Animal Brasileira, v. 11, p. 653-
659, 2010. 
 
 
BARBOSA, D.S., BELO, V.S., RANGEL, M.E.S., WERNECK, G.L. Spatial analysis for 
identificantion of priority areas for surveillance and control in a visceral leishmaniasis 
endemic area in Brazil. Acta Tropica, v. 131, p. 56-62, 2014. 
 
 
BARUFFA, G., CURY, P. Contribuição ao estudo do calazar em Mato Grosso. Revista 
de Patologia Tropical, v. 2, p. 345-361, 1973. 
 
 
BORGES, L.F.N.M., LOPES, E.G.P., DE FREITAS, A.C.P., SILVA, M.X., HADDAD, 
J.P.A., DA SILVA, J.A., NICOLINO, R.R., SOARES, D.F.M. Prevalência e distribuição 
45 
 
espacial da leishmaniose visceral em cães do município de Juatuba, Minas Gerais, 
Brasil. Ciência Rural, v. 44, p. 352-357, 2014. 
 
 
CAMARGO, L.B., LANGONI, H. Impacto f Leishmaniasis on public health. Journal of 
Venomous Animals and Toxins including Diseases , v. 12, n. 4, p. 527-548, 2006. 
 
 
CAMARGO-NEVES, V.L.F., RODAS, L.A.C., POLETTO, D.W., LAGE, L.C., SPINOLA, 
R.M.D., CRUZ, O.G. Utilização de ferramentas de análise espacial na vigilância 
epidemiológica de leishmaniose visceral americana - Araçatuba, São Paulo, Brasil, 
1998-1999. Cadernos de Saúde Pública, v. 17, p. 1263-1267, 2001 
 
 
CAMARGO-NEVES, V.L.F., RODAS, L.A.C., PAULIQUEVIS Jr, C. Avaliação da 
efetividade da utilização de coleiras impregnadas com Deltametrina a 4% para o 
controle da Leishmaniose Visceral Americana no Estado de São Paulo: Resultados 
Preliminares. Boletim Epidemiológico Paulista, v.