Regras de Segurança no Laboratório de Bioquímica

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Roteiros 
Bioquímica Estrutural
Manual de Estágio
REGRAS BÁSICAS DE SEGURANÇA NO LABORATÓRIO
1. Durante a aula prática, mantenha sempre atenção ao roteiro, tendo-o sempre próximo 
a você. Pode ser efetuada marcação com caneta sob cada item realizado do experimento de 
forma a não se perder durante a execução.
2. Leia sempre o roteiro antes de iniciar a prática e mesmo antes das explicações do 
professor.
3. Observe a localização do material e dos equipamentos de emergência (chuveiro, 
lava-olhos etc.). 
4. Não abra qualquer recipiente antes de reconhecer seu conteúdo pelo rótulo. 
5. Não pipete líquidos diretamente com a boca, use pipetas adequadas. 
6. Não tente identificar um produto químico pelo odor e nem pelo sabor. 
7. Não deixe de utilizar os equipamentos de proteção. 
8. Não adicione água aos ácidos, mas sim os ácidos à água. 
9. Não trabalhe com sandálias, chinelos ou sapatos abertos e de salto no laboratório. 
10. Sempre identifique o conteúdo presente nos frascos ou nos tubos utilizados no 
experimento com caneta para vidros. Isso facilita seu descarte adequado por parte dos 
responsáveis pelo laboratório. 
11. Mantenha os solventes em recipientes adequados e devidamente tampados, bem 
como materiais inflamáveis longe de fontes de calor (bico de Bunsen). 
12. Utilize a capela sempre que manipular reagentes ou solventes que liberem vapores. 
13. Conheça as propriedades tóxicas das substâncias químicas antes de empregá-las 
pela primeira vez no laboratório. Caso tenha dúvidas, consulte o professor ou o técnico a 
respeito.
14. Se tiver cabelos longos, prenda-os ao realizar qualquer experiência no laboratório; 
não se alimente e nem ingira líquidos nos laboratórios.
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Indicadores de pH
AULA 1
ROTEIRO 1
OBJETIVOS
Os indicadores de pH são substâncias que têm a propriedade de mudar de cor; 
essa mudança de cor indica o caráter ácido ou básico da solução. O termo pH é usado 
universalmente para expressar o grau de acidez ou basicidade de uma solução. A escala 
de pH é constituída de uma série de números variando de 0 a 14, os quais denotam vários 
graus de acidez ou alcalinidade.
PROCEDIMENTOS
1) Bata 1 folha de repolho roxo com 1 litro de água no liquidificador.
2) Coe esse suco. Se não for usar o extrato de repolho roxo na hora, guarde-o na 
geladeira, pois ele se decompõe muito rápido.
3) Enumere 11 tubos de ensaio.
4) Coloque o extrato de repolho roxo nos 11 tubos.
5) Acrescente nos copos 2 a 11 as seguintes substâncias, na respectiva ordem: hidróxido 
de sódio, cloreto de sódio, água sanitária, sabão em pó, leite, detergente, vinagre, bicarbonato 
de sódio, albumina e água.
6) Observe as cores das soluções.
Manual de Estágio
Extrato de repolho roxo Cor pH aproximado
Ácido clorídrico 0,5M
Hidróxido de sódio 0,1M
Cloreto de sódio 10%
Vinagre
Detergente incolor
Água sanitária
Água sem gás
Sabão em pó
Leite
Bicarbonato de sódio
Albumina
Observação: se não for possível encontrar repolho roxo na sua região, utilizar o 
procedimento a seguir.
PROCEDIMENTOS
1) Separar 30 tubos de ensaio e identificá-los.
2) Colocar 2 mL da solução a ser testada nos tubos de ensaio e, em seguida, adicionar 3 
gotas do indicador de pH nos tubos de ensaio.
3) Utilizar como indicadores de pH a fenolftaleína, o azul de bromotimol e o verde de 
bromocresol (reativo do kit da albumina).
4) Observar a coloração e comparar a cor obtida com a escala de pH. Anotar na tabela 
a seguir os resultados.
Serviço Social
Soluções com 
fenolftaleína
Cor pH aproximado
Ácido clorídrico 0,5M
Hidróxido de sódio 0,1M
Cloreto de sódio 10%
Vinagre
Detergente incolor
Água sanitária
Água sem gás
Sabão em pó
Leite
Bicarbonato de sódio
Albumina
Soluções com azul 
de bromotimol
Cor pH aproximado
Ácido clorídrico 0,5M
Hidróxido de sódio 0,1M
Cloreto de sódio 10%
Vinagre
Detergente incolor
Água com gás
Água sem gás
Sabão em pó
Leite
Bicarbonato de sódio
Albumina
Manual de Estágio
Soluções com verde 
de bromocresol
Cor pH aproximado
Ácido clorídrico 0,5M
Hidróxido de sódio 0,1M
Cloreto de sódio 10%
Vinagre
Detergente incolor
Água com gás
Água sem gás
Sabão em pó
Leite
Bicarbonato de sódio
Albumina
MATERIAIS QUANTIDADE
Pipeta Pasteur 3 por grupo
Tubos de ensaio 30 por grupo
Ácido clorídrico 0,5M 20 mL por grupo
Hidróxido de sódio 0,1M 10 mL por grupo
Cloreto de sódio 10% 10 mL por grupo
Vinagre 10 mL por grupo
Detergente incolor 10 mL por grupo
Água sanitária 10 mL por grupo
Água sem gás 10 mL por grupo
Sabão em pó 10 mL por grupo
Leite 10 mL por grupo
Bicarbonato de sódio 10 mL por grupo
Albumina 5% 10 mL por grupo
Indicadores de pH: fenolftaleína, azul 
de bromotimol e verde de bromocresol 
(reativo do kit da albumina)
 3 mL por grupo
Liquidificador 1 por bancada
Repolho roxo 1 unidade
Coador 1 por grupo
Serviço Social
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação
1. A partir dos resultados obtidos, fazer uma discussão sobre o caráter ácido/básico das 
substâncias analisadas e, se possível, discutir se as pessoas com gastrite ou refluxo podem 
ingerir essas substâncias.
2. Discutir sobre as técnicas de identificação de proteínas (albumina) e a importância 
clínica.
Manual de Estágio
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: 
pH e solução tampão
AULA 1
ROTEIRO 2
OBJETIVOS
Manusear e compreender o funcionamento de um pHmetro (medidor de pH).
Recordar os fundamentos teóricos sobre pH.
Discutir as reações que ocorrem em uma solução tampão (ácida, neutra ou básica) em 
laboratório.
Associar o resultado do experimento com as reações que ocorrem no sangue (acidose e 
alcalose).
PROCEDIMENTOS
Calibrar o pHmetro com solução pH = 4,0 (ou pH = 9,0) e pH = 7,0. 
1) Medir o pH de, aproximadamente, 20 mL de água colocada em um béquer contendo 
uma barra magnética (misturador) e colocar 10 gotas (gota a gota) de ácido clorídrico (HCl) 
5M, anotando os valores de pH a cada gota.
2) Em outro béquer contendo 20 mL de solução tampão (ácido acético + acetato de 
sódio), colocar 10 gotas (gota a gota) de ácido clorídrico (HCl) 5M, anotando os valores de 
pH a cada gota.
3) Fazer o mesmo processo descrito em (1) e (2) com NaOH 5M. 
4) Comparar os fenômenos em (1) e (2) nas duas aferições.
Serviço Social
MATERIAIS QUANTIDADE
Pipeta Pasteur 3 por grupo
Béquer 2-3 por grupo
Solução tampão 20 mL por grupo
HCl 5M/ NaOH 5M 5-10 mL por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
pHmetro 2 por bancada
Barra magnética e placa agitadora 2 por bancada
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação
1. Confeccionar um gráfico de titulação de valores aferidos de pH x volume/gota de 
cada experimento. 
2. Discutir a função da solução tampão ácido carbônico/bicarbonato de sódio do sangue 
e do tampão tris-acetato para fazer experimentos com o DNA do RNA.
Manual de Estágio
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: 
Titulação de aminoácidos
AULA 2
ROTEIRO 1
OBJETIVOS
Relembrar o caráter anfótero dos aminoácidos.
Determinar os valores de pH das soluções de aminoácidos (glicina e ácido glutâmico), 
utilizando a curva de titulação.
Manusear um pHmetro (medidor de pH).
 
PROCEDIMENTOS
Preparação do experimento
1) Separar quatro béqueres.
2) Identifique dois béqueres como A1 e A2 e adicionar a cada um 20 mL (ou volume que 
permita a introdução do eletrodo sem que esbarre na barra magnética) de uma solução do 
aminoácido glicina 0,1M.
3) Identifique dois béqueres como B1 e B2 e adicionar a cada um 20 mL (ou volume que 
permita a introdução do eletrodo sem que esbarre na barra magnética)de uma solução do 
aminoácido ácido glutâmico 0,1M.
4) Calibrar o pHmetro com solução pH = 4,0 (ou pH = 9,0) e pH = 7,0. 
Serviço Social
Procedimentos para o béquer A1 
1) Mergulhar uma barra magnética na solução A1 e posicionar o béquer sobre a placa 
agitadora. 
2) Submergir o eletrodo limpo e calibrado na solução (cuidado para não bater o bulbo 
do eletrodo na barra magnética).
3) Sob agitação, titular com NaOH 0,5 N, gota a gota e anotando o pH após adição de 
cada gota (pode ser realizado com pipeta Pasteur ou bureta).
Procedimentos para o béquer A2 
1) Mergulhar uma barra magnética na solução A2 e posicionar o béquer sobre a placa 
agitadora. 
2) Submergir o eletrodo limpo e calibrado na solução (cuidado para não bater o bulbo 
do eletrodo na barra magnética).
3) Sob agitação, titular com HCl 0,5M.
Repetir os mesmos procedimentos para os béqueres B1 e B2. 
MATERIAIS QUANTIDADE
béqueres 2 por grupo
Pipeta Pasteur 2 por grupo
HCl 0,5 M 20 mL por grupo
NaOH 0,5N 20 mL por grupo
Solução de aminoácido 20 mL por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
pHmetro 2 por bancada
Barra magnética e placa agitadora 2 por bancada
Manual de Estágio
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação 
1. Construir o gráfico de pH da solução versus volume de NaOH/HCl adicionado (em 
gotas).
2. Verificar a presença de patamar indicando efeito tamponante. Discutir o caráter 
tampão da albumina sanguínea.
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: 
Detecção de aminoácidos 
e proteínas em solução por meio 
de reações de coloração 
AULA 2
ROTEIRO 2
OBJETIVOS
Relembrar a fórmula geral dos aminoácidos.
Relembrar a estrutura das proteínas, dando ênfase à estrutura primária (ligação 
peptídica).
Verificar as propriedades das proteínas e dos aminoácidos por reação colorimétrica 
diferencial.
PROCEDIMENTOS
(O técnico do laboratório deve deixar preparada a solução de biureto para uso)
Reação com biureto:
1) Separar 8 tubos de ensaio e identificá-los de 1 a 8.
2) Adicionar ao tubo 1 (tubo branco) o volume de 2 mL do reativo do biureto + 1 mL de 
água.
3) Adicionar ao tubo 2 o volume de 1 mL do reativo do biureto + 1 mL da solução de 
albumina 10%. 
4) Adicionar ao tubo 3 o volume de 1 mL do reativo do biureto + 1 mL da solução de 
aminoácido glicina 1%. 
5) Adicionar ao tubo 4 o volume de 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de leite sem 
ferver.
Manual de Estágio
6) Adicionar ao tubo 5 o volume de 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de leite fervido.
7) Adicionar ao tubo 6 o volume de 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de amido 1%.
8) Adicionar ao tubo 7 o volume de 1 mL do reativo do biureto + 1 mL de óleo de cozinha.
9) Adicionar ao tubo 8 o volume de mL do reativo do biureto + 1 mL de suco de fruta.
10) Anote em quais tubos se detectou a presença de proteínas. A presença delas poderá 
ser notada pela coloração arroxeada nos respectivos tubos.
MATERIAIS QUANTIDADE
Solução de proteínas 10% 
(ovoalbumina em solução salina 10%) 5 mL por grupo
Reagente do biureto 
(CuSO4 em solução alcalina)
18 mL por grupo
Solução de glicina 1% 5 mL por grupo
Pipetas graduadas 2 mL, 5 mL, 10 mL 
com pera (protopipetador) 5-8 de cada por grupo
Béquer 1 por grupo
Solução de amido 1% em água 5 mL por grupo
Suco de fruta 5 mL por grupo
Óleo de cozinha 5 mL por grupo
Leite 5 mL por grupo
Garra (pinça de madeira) para tubos 1 por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
Banho-maria fervente 1-2 para classe
Tripé, tela de amianto, bico de Bunsen 1 conjunto por grupo
Estante para tubos 1 por grupo
Serviço Social
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação 
1. Os resultados da utilização do método de biureto na detecção das proteínas da clara 
do ovo cru seriam semelhantes ao do ovo cozido? Justifique.
2. É possível também detectar aminoácidos livres por esse mesmo teste (biureto)? 
Justifique.
3. Como se explica o aparecimento de cor no experimento realizado? Haja vista que o 
íon metálico Cu+2 não apresenta a formação de compostos coloridos, pois, ao analisar a sua 
distribuição eletrônica [Ar]3d10, ele já possui o orbital d completo e estável, não havendo 
transição eletrônica. Por isso, não há absorção dos comprimentos de onda da luz branca 
e todos esses comprimentos de onda que compõem a luz branca são refletidos, sendo 
incolores os seus compostos por conta desse fato.
4. Sabendo-se que um peptídeo apresenta os aminoácidos em sequência Gly-Ala-Cys, 
esboce o peptídeo. A inversão da ordem dos aminoácidos no peptídeo (Cys-Ala-Gly) altera 
a molécula? Por quê?
Manual de Estágio
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: 
Desnaturação proteica 
AULA 3
ROTEIRO 1
OBJETIVOS
Verificar a alteração de solubilidade de proteínas em presença de soluções salinas e 
solventes orgânicos.
Verificar e relembrar situações desnaturantes.
PROCEDIMENTOS
1. Ação da temperatura nas proteínas 
A) Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e, com auxílio 
de uma pinça, colocá-lo sobre o bico de Bunsen, ferver (anotar o resultado).
2. Ação do pH nas proteínas 
A) Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 
2 mL de HCl 5M (anotar o resultado).
B) Em outro tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 
2 mL de HCl 0,5M (anotar o resultado).
3. Ação de solventes orgânicos sobre as proteínas 
A) Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 
2 mL de etanol gelado (anotar o resultado).
Serviço Social
4. Ação de sais sobre as proteínas 
A) Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL de solução de ovoalbumina a 10% e adicionar 
2 mL da solução saturada de sulfato de amônio (anotar o resultado).
MATERIAIS QUANTIDADE
HCl 5M 2 mL por grupo
Solução saturada de sulfato 
de amônio (NH4)2 SO4
2 mL por grupo
Etanol gelado 2 mL por grupo
NaOH 5M 2 mL por grupo
Solução de proteínas 10% 
(ovoalbumina em solução salina 10%) 10 mL por grupo
Pipetas graduadas 2 mL, 5 mL, 10 mL 
com pera (protopipetador) 5-8 de cada por grupo
Béquer 2 por grupo
Garra (pinça de madeira) para tubos 1 por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação 
1. Analise a figura a seguir que mostra a mudança da estrutura terciária de uma proteína 
enzimática, pela modificação das condições às quais ela está exposta.
Manual de Estágio
Essa mudança é chamada de: 
a) Saturação e pode ser causada pela alteração do pH do meio. 
b) Renaturação e pode ser causada pela alteração da temperatura do meio. 
c) Saponifização e pode ser causada pela alteração de pH do meio. 
d) Floculação e pode ser causada pela mudança de densidade do meio. 
e) Desnaturação e pode ser causada pela alteração de temperatura do meio.
2. Logo após a colheita, os grãos de milho apresentam sabor adocicado, devido à 
presença de grandes quantidades de açúcar em seu interior. O milho estocado e vendido 
nos mercados não tem mais esse sabor, pois cerca de metade do açúcar já foi convertida em 
amido por meio de reações enzimáticas. No entanto, se o milho for, logo após a colheita, 
mergulhado em água fervente, resfriado e mantido em um congelador, o sabor adocicado 
é preservado. Por que esse procedimento preserva o sabor adocicado dos grãos de milho?
3. Qual a diferença (para o nosso corpo) se tomarmos leite direto da caixa longa-vida e 
leite fervido? E o que diz a respeito ao leite propriamente dito, o que mudou?
4. Sabe-se que quando se colocam gotas de limão no leite aparece o coalho. Qual a 
possível explicação? Relacionecom a digestão de proteínas pelo estômago. Explicar por 
que a enzima pepsina (que é responsável pela digestão, junto com o HCl) não se comporta 
como as proteínas que se submetem à digestão no estômago.
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: 
Atividade enzimática
AULA 3
ROTEIRO 2
OBJETIVO
Esta atividade prática tem por objetivo discutir e evidenciar a importância das enzimas 
sobretudo nos processos digestivos.
PROCEDIMENTO 1 – atividade enzimática de extratos vegetais
1) Preparar a gelatina conforme as instruções da embalagem. 
2) Preparar os extratos das frutas previamente picadas (o abacaxi sem casca, o mamão 
com casca e a fruta regional escolhida de acordo com a indicação popular de uso, isto é, 
com ou sem a casca), utilizando o liquidificador e um pouco de água.
3) Peneirar os extratos (pode ser com gaze).
4) Numerar os tubos de ensaio de 1 a 4 e preparar a sequência de tubos de ensaio, 
conforme apresentado na tabela a seguir. 
Tubo Composição Teste
1 4 mL gelatina + 2 mL de água Controle
2 4 mL gelatina + 2 mL de extrato de mamão Mamão
3 4 mL gelatina + 2 mL de extrato de abacaxi Abacaxi
4 4 mL gelatina + 2 mL de extrato da fruta regional Fruta regional
Manual de Estágio
5) Colocar os tubos no freezer até que o tubo 1 (controle) gelifique. Isso deverá ocorrer 
após alguns minutos. A ocorrência ou não da proteólise será avaliada por meio da gelificação. 
Após um banho de gelo de alguns minutos (o suficiente para ocorrer a gelificação do 
controle – tubo 1), incline os tubos ligeiramente para verificar a viscosidade do meio em 
cada um deles.
6) Observar os tubos e anotar na tabela apropriada os resultados positivos e negativos 
para a gelificação dos tubos.
PROCEDIMENTO 2 – atividade enzimática da saliva (importância da amilase 
salivar)
1) Coletar saliva em um béquer e diluir com água destilada (se for necessário, filtrar em 
gaze).
2) Em outro béquer, adicionar 20 mL de amido a 1% e colocar, aproximadamente, 
1,0 mL de saliva diluída.
3) Identificar sete tubos de ensaio, como segue: T0, T1, T2, T3, T4, T5 e T6 e em cada tubo 
adicionar 1 gota de Lugol.
4) Homogeneizar o béquer (com o preparado descrito no item 2) e retirar alíquotas de 
1 mL a cada 1 minuto (a contar do tempo zero), até 5 minutos transferindo cada alíquota 
para um dos tubos identificados anteriormente (totalizando sete tubos).
Se possível verificar o aparecimento de dextrinas nos tubos mediante a coloração:
Amido (azul) – amilodextrina (roxo) – eritrodextrina (vermelho) – acrodextrina (incolor) 
– maltose (incolor) – glicose (incolor).
Observação: o professor deve fazer de forma demonstrativa o mesmo experimento 
substituindo saliva por HCl 5M a fim de comparar hidrólise ácida com ação enzimática.
Serviço Social
MATERIAIS QUANTIDADE
Abacaxi 1 unidade
Mamão 1 unidade
Fruta regional 1 unidade
Peneira ou gaze 1 por grupo
Pó de gelatina 1 por grupo
Tubos de ensaio 4 por grupo
Pipeta graduada de 10 mL 1 por grupo
Espátula 1 por grupo
Faca 1 por grupo
Béquer 50 mL 1 por grupo
Bastão de vidro 1 por grupo
Béquer de 500 mL 1 por grupo
Amido a 10% 20 mL por grupo
Lugol 1 por bancada
Gaze (se necessário) 1 pacote por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
Bico de Bunsen 1 por grupo
Liquidificador 1 unidade
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Atividades de fixação
1. As enzimas estão presentes em pequenas quantidades no organismo. Elas são 
moléculas extremamente específicas, atuando somente sobre um determinado composto e 
efetuam sempre o mesmo tipo de reação. 
Em relação às enzimas, foram feitas as afirmações: 
Manual de Estágio
I. Enzimas são proteínas que atuam como catalisadores de reações químicas. 
II. Cada reação química que ocorre em um ser vivo, geralmente, é catalisada por um tipo 
de enzima. 
III. A velocidade de uma reação enzimática independe de fatores como a temperatura e 
o pH do meio. 
IV. As enzimas sofrem um processo de desgaste durante a reação química da qual 
participam. 
São verdadeiras as afirmações: 
a) I e II. 
b) I e III. 
c) I, II e IV. 
d) III e IV. 
e) I, II, III e IV.
2. Arquilino Pestana, professor de Biologia, após expor para seus alunos do 1º ano do 
Ensino Médio o conteúdo referente a enzimas – biocatalizadores de natureza proteica –, 
propôs-lhes o seguinte questionamento: “Sabendo-se que os peroxissomos são organelas 
que contêm uma catalase – a peroxidase –, o que ocorrerá quando acrescentarmos aos 
recipientes a seguir, numerados de 1 a 3, peróxido de hidrogênio (H2O2)?” 
Recipiente 1: carne cozida a 80 ºC por 1,5 horas e recém-cortada em pequenos pedaços. 
Recipiente 2: carne descongelada e recém-cortada em pequenos pedaços, após três dias 
de congelamento a -2 ºC. 
Recipiente 3: Solanum tuberosum (batata) recém-cortada em pequenos pedaços, tendo 
sido mantida todo tempo em temperatura de 32 ºC. 
Serviço Social
Podemos afirmar que: 
I. No recipiente 1 não ocorrerá nenhuma alteração, pois as enzimas desnaturam em 
temperaturas superiores a 40 ºC. 
II. Nos recipientes 1 e 2, nenhuma alteração será percebida, pois tanto temperaturas 
elevadas quanto baixas provocam inativação enzimática. 
III. No recipiente 2 ocorrerá um “borbulhamento” na superfície da carne, em decorrência 
da ação da peroxidase, promovendo a quebra do peróxido de hidrogênio em água e oxigênio, 
visto que temperaturas baixas apenas inativam as enzimas, sendo um fenômeno reversível. 
IV. No recipiente 3 ocorrerá a seguinte reação: H2O2 H2O + O, já que, a 32 ºC, a 
peroxidase está em seu ótimo de temperatura. 
V. No recipiente 3 não ocorrerá qualquer tipo de reação, já que os peroxissomos são 
organelas típicas dos animais. 
Assinale a alternativa cuja(s) assertiva(s) é(são) correta(s). 
a) I, III e IV. 
b) II e IV. 
c) II, apenas. 
d) I, III e V. 
e) III, apenas.
Manual de Estágio
3. Analisar a reação 2 (com amido) e explicar (se possível graficamente) o que ocorre 
com a velocidade enzimática quando:
a) Não se dilui a saliva ou se coloca 4 mL de saliva na reação ao invés de 1,0 mL.
b) Quando se coloca mais amido (substrato).
c) Quando se aumenta ou diminui a temperatura da reação.
d) Quando se aumenta ou diminui o pH da reação.
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: 
Determinação de açúcares 
em solução
AULA 4
ROTEIRO 1
OBJETIVOS
Relembrar a estrutura de diferentes carboidratos monossacarídeos, dissacarídeos e 
polissacarídeos (ligação hemiacetal, hidroxila anomérica, ligação glicosídica).
Relembrar as funções e as fontes desses carboidratos.
Diferenciar alguns carboidratos mediante reações específicas.
PROCEDIMENTOS
1. Teste de Barfoed 
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2:
No tubo 1, adicionar 2 mL de reativo de Barfoed e acrescentar 1 mL de glicose a 10%.
No tubo 2, adicionar 2 mL de reativo de Barfoed e acrescentar 1 mL de lactose a 10%.
Aquecer à fervura em banho-maria de água durante 5 minutos. 
Positivo: turvação ou precipitado avermelhado para monossacarídeos redutores. 
2. Teste do espelho de prata 
1) Colocar 1 mL da solução de nitrato de prata em um tubo de ensaio bem lavado. 
2) Adicionar amônia diluída gota a gota com agitação até se dissolver o precipitado 
formado. 
Manual de Estágio
3) Adicionar 0,5 mL da solução de glicose (amostra) e agitar. 
4) Aquecer em um banho de água à temperatura de 70 ºC durante 5 minutos. 
Positivo: formação de um espelho de prata para açúcares redutores. 
3. Teste de Fehling 
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2:
No tubo 1, adicionar 1 mL da solução de Fehling A e 1 mL da solução de Fehling B 
e 0,5 mL de glicose. 
No tubo 2, adicionar 1 mL da solução de Fehling A e 1 mL da solução de Fehling B 
e 0,5 mL de sacarose. 
Misturar e aquecer à fervura em umbanho de água durante, aproximadamente, 
5 minutos.
Positivo: formação de um precipitado avermelhado para açúcares redutores. 
Lista de reagentes 
 � Solução de Fehling A (dissolução de 34,65 g de CuSO4.5H2O em água e diluição 
a 500 mL). 
 � Solução de Fehling B (dissolução de 125 g de KOH e 173 g de NaKC4H4O6.4H2O – 
tartarato duplo de sódio e potássio, sal de Rochelle – em água e diluição a 500 mL). 
 � Solução aquosa de nitrato de prata a 5% (p/v). 
 � Amônia diluída (1:2). 
 � Reagente de Barfoed (dissolução de 66 g de CuC4H6O4 – acetato de cobre (II) – em 
10 mL de ácido acético glacial e em água e diluição a 1 L). 
 � Solução 0,01 M em iodo e a 3 % (p/v) em iodeto de potássio. 
Serviço Social
 � Solução de Fehling A (dissolução de 34,65 g de CuSO4.5H2O em água e diluição 
a 500 mL). 
 � Solução de Fehling B (dissolução de 125 g de KOH e 173 g de NaKC4H4O6.4H2O – 
tartarato duplo de sódio e potássio, sal de Rochelle – em água e diluição a 500 mL). 
 � Solução aquosa de nitrato de prata a 5% (p/v). 
 � Solução 0,01 M em iodo e a 3% (p/v) em iodeto de potássio. 
 � Solução aquosa concentrada de iodeto de potássio (KI) contendo uma pequena 
quantidade de molibdato de sódio.
MATERIAIS QUANTIDADE
Pipetas graduadas 2 mL, 5 mL, 10 mL 
com pera (protopipetador) 5-8 de cada por grupo
Tubos de ensaio 15 por grupo
Estantes 1-2 por grupo
Garra (pinça de madeira) para tubos 1 por grupo
Soluções (reativos) para os experimentos
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
Banho-maria fervente 1-2 para classe
Tripé, tela de amianto, bico de Bunsen 1 conjunto por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Manual de Estágio
Atividades de fixação
1. O que significa poder redutor do açúcar? Como esse conceito foi aplicado à aula?
2. Qual é a relação das ligações glicosídicas e o poder redutor do açúcar?
3. Por que foi possível obter prata metálica na reação de formação do espelho de prata?
4. Analisar os açúcares a seguir e dizer quais seriam Barfoed positivo e Fehling positivo.
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Bioquímica Estrutural
Título da Aula: Lipídeos
AULA 4
ROTEIRO 2
OBJETIVOS
Relembrar a fórmula geral dos ácidos graxos e dos triglicerídeos.
Relembrar a reatividade dos ácidos graxos: hidrogenação, halogenação e saponificação.
Verificar a hidrólise alcalina dos triglicerídeos.
Formação de sabão insolúvel.
Pesquisa de insaturações em óleos e gorduras (explicar a finalidade do índice de iodo).
 
PROCEDIMENTOS 
Parte I: 
Colocar um pedaço de manteiga (caso não tenha, pode-se usar 3 mL de óleo de soja) em 
um erlenmeyer de 125 mL e adicionar 20 mL de KOH 10% em álcool (pode ser NaOH 10%). 
Aquecer em banho-maria durante, aproximadamente, 5 minutos. Verificar se a 
saponificação foi completa, observando a solubilidade de uma alíquota da mistura da 
mistura em água. Guardar a solução. 
Esquematizar a equação da reação ocorrida.
Manual de Estágio
Parte II:
Separar três tubos de ensaio e identificá-los com 1, 2 e 3.
No tubo 1, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de solução 
de cloreto de sódio 35% (NaCl 35%).
No tubo 2, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de solução 
de cloreto de cálcio 10% (CaCl2 10%).
No tubo 3, adicionar 2 mL de solução de sabão preparada na parte I e 5 gotas de ácido 
clorídrico 0,1N (HCl 0,1N). 
Se necessário, leve a mistura (sabão) obtida na parte I novamente ao banho-maria para 
dissolução. Misturar as reações por agitação.
Esquematizar a reação.
Parte III:
Separar dois tubos de ensaio e identificá-los com 1 e 2:
No tubo 1, adicionar 5 mL de óleo de soja e 10 gotas de lugol.
No tubo 2, adicionar 5 mL de margarina derretida e 10 gotas de lugol.
Ferver os tubos em banho-maria até o desaparecimento da coloração provocada pelo 
lugol. Após resfriamento à temperatura ambiente, adicionar 3 gotas de solução de amido 
em cada tubo. 
Atenção: esse teste deve ser realizado com cuidado, pois a adição de uma quantidade 
de iodo que ultrapasse a capacidade de fixação pelo ácido graxo insaturado levará a iodo 
livre em solução, podendo ocasionar interpretação errônea. 
Serviço Social
Observação: como o amido é de difícil dissolução, proceder ao preparo dessa solução 
da seguinte maneira: misturar 1 g de amido com 10 mL de água. Derramar a pasta em 
um recipiente que contenha 100 mL de água fervente. Cessar a ebulição e deixar esfriar e 
sedimentar. Separar a parte sobrenadante (sem grumos) por decantação. A solução ganha 
maior estabilidade se for adicionada de 1 g de ácido salicílico (1%).
Técnico: preparo do reagente de lugol: 5 g de iodo + 10 g de iodeto de potássio (KI). 
Completar o volume para 100 mL com água destilada. Diluir 1:10 no momento da utilização.
MATERIAIS QUANTIDADE
Óleo de soja 10 mL por grupo
Tubo de ensaio 6 por grupo
Margarina e manteiga 5-20 g por grupo
Solução de amido 1% 1 mL por grupo
Lugol 1 mL por grupo
Pipeta Pasteur 4 por grupo
KOH 10% em álcool 20 mL por grupo
NaOH 10% (se necessitar) 20 mL por grupo
NaCl 35% 1 mL por grupo
CaCl2 10% 1 mL por grupo
EQUIPAMENTOS QUANTIDADE
Banho-maria 1-2 para classe
Tripé, tela de amianto, bico de Bunsen 1 conjunto por grupo
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Manual de Estágio
Atividades de fixação
1. O que são reações de hidrogenação, halogenação e saponificação? Exemplifique.
2. Qual é a relação da iodinação com as insaturações dos ácidos graxos? Explique.
3. Esquematizar um ácido graxo de 18 ºC saturado e dizer como seria se tivesse duplas 
entre os carbonos (lembrar que “n” ou “ ” indica a posição da primeira dupla ligação, 
com a contagem iniciando-se no carbono do grupo metil (CH3), localizado na extremidade 
oposta da carboxila).
a) 18:1 ( −9) = 9-10 – ácido oleico.
b) 18:2 ( −6) = 6-7, 9-10 – ácido linoleico.
c) 18:3 ( −3) =3-4, 6-7, 9-10 – ácido linolênico.
d) Fazer um ácido graxo com 20C: 20:4 (w-6) = 6-7, 9-10, 12-13, 15-16 – ácido 
eicosatetraenoico ou ácido aracdônico.
4. Esquematizar um triglicerídeo (TG) com 3 ácidos graxos com 10C (reação de 
esterificação) e a digestão dos TGs pela lipase.